Изменение состояния липидов мембран миелинового нервного волокна при проведении возбуждения тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Бибинейшвили, Елена Зурабовна

• Бибинейшвили, Елена Зурабовна
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Бибинейшвили, Елена Зурабовна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Морфология и функции миелинового нервного волокна

1.2. Роль липидного состава и упорядоченности жирнокислотных «хвостов» липидов мембран миелинового нервного волокна в функциональных процессах

1.2.1. Роль липидного состава миелинового нервного волокна

1.2.2. Упорядоченность жирнокислотных «хвостов» липидов мембраны и поверхностный заряд

1.2.3. Изменения фосфолипидного и жирнокислотного состава липидов миелинового нервного волокна при изменениях структуры белков аксо-глиалыюго комплекса

1.3. Проведение серии потенциалов действия миелиновым нервным волокном

1.4. Роль холестерина в функционировании клеток

1.5. Механизм действия метил-р-циклодекстрина

1.6. Действие метил-р-циклодекстрина на клетки

1.7. Перераспределение и транспорт Са2+ в нервном волокне

1.7.1. Гомеостаз Са2+ в нервном волокне

1.7.2. Роль Са" в формировании поверхностного заряда нервной клетки

1.7.3. Роль Са2т в регуляции упорядоченности жирнокислотных «хвостов» мембран

9-«-

1.7.4. Роль Са" в процессах проведения возбуждения миелиновым нервным волокном

1.8. Демиелинизация миелинового нервного волокна. Действие лизолецитина на клетки

Глава 2. ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

Глава 3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1. Приготовление препаратов. Растворы и реактивы

3.1.1. Приготовление препаратов миелиновых нервных волокон

3.1.2. Культура гиппокампальных нейронов

3.2. Методы исследования

3.2.1. Метод экстраклеточной регистрации амплитуды потенциалов действия нервного волокна

3.2.2 Флуоресцентная микроскопия

3.2.3.1. Принцип метода и зонды

3.2.3.2. Протокол экспериментов

3.2.3.3. Обработка полученных данных

3.2.3 Лазерная интерференционная микроскопия

3.2.3.1. Принцип метода и зонды

3.2.3.2. Протокол экспериментов

3.2.3.3. Обработка полученных данных

3.2.3.4. Анализ динамики оптической разности хода

3.2.3.5. Протокол экспериментов

3.2.4 Спектроскопия комбинационного рассеяния нервного волокна

3.2.4.1. Принцип метода

3.2.4.2. КР-спекгроскопия молекул каротиноидов

3.2.4.3. Протокол экспериментов

3.2.4.4. КР-спектроскопия молекул фосфолипидов

3.2.4.5. Протокол экспериментов

3.2.4.3. Обработка полученных данных

3.2.5 Метод электронного парамагнитного резонанса

3.2.5.1. Принцип метода и зонды

3.2.5.2. Протокол экспериментов

3.2.5.3. Обработка полученных данных

Глава 4. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

4.1. Исследование состояния липидного бислоя мембран, цитоплазмы и морфологии миелинового нервного волокна при выполнении функции

4.1.1. Исследование изменения упорядоченности жирнокислотных «хвостов» липидов мембран миелина и перехвата Ранвье при проведении серии потенциалов действия миелнновым нервным волокном

4.1.2. Перераспределение Са2+ при проведении серии потенциалов действия миелиновым нервным волокном

4.1.3. Исследование роли структуры миелина в функционировании нервного волокна

4.2. Исследование состояния липидных бислоев мембраны, цитоплазмы и морфологии миелинового нервного волокна при инкубации с холестерин-экстрагирующим агентом метил-Р-циклодекстрином

4.2.1. Исследование изменений упорядоченности жирнокислотных «хвостов» липидного бислоя мембран перехвата Ранвье и миелина нервных волокон при действии мегил-Р-циклодекстрина

4.2.2. Исследование перераспределения ионов Са2+ в нервном волокне при действии метил-Р-циклодекстрина

4.2.3. Исследование структуры миелина, цитоплазмы и морфологии миелинового нервного волокна при инкубации с холестерин-экстрагирующим агентом метил-Р-циклодекстрином

4.2.4. Исследование динамики оптической разности хода лучей в различных участках миелинового нервного волокна при экстракции холестерина с помощью метил-Р-циклодекстрина

4.2.5. Исследование морфологии и структуры цитоплазмы нейрона при инкубации с холестерин-экстрагирующим агентом метил-Р-циклодекстрином

4.2.6. Исследование динамики оптической разности хода лучей в различных участках нейрона при инкубации с холестерин-экстрагирующим агентом метил-Р-циклодекстрином

4.3. Изучение электрофизиологических свойств миелиновых нервных волокон при экстракции холестерина

4.3.1. Потенциал действия миелиновых нервных волокон при инкубации с метил-р-циклодекстрином

4.3.2. Упорядоченность жирнокислотных «хвостов» липидных бислоев мембран миелиновых нервных волокон при электрической стимуляции на фоне инкубации с метил-(3-циклодекстрином

4.3.3. Изучение перераспределения ионов Са2+ в нервном волокне при проведении возбуждения на фоне инкубации с метил-р-циклодекстрина

4.4. Изменение свойств мембраны миелинового нервного волокна при демиелинизации с помощью лизоформ

4.4.1. Исследование упорядоченности жирнокислотных «хвостов» липидных бислоев мембран перехвата Ранвье и миелина нервных волокон при действии лизолецптина

4.4.2. Исследование распределения ионов Са24 в нервном волокне при инкубации с лизолецитином

4.4.3. Изучение морфологии и структуры цитоплазмы миелинового нервного волокна при инкубации с лизолецитином

4.4.4. Исследование потенциала действия миелиновых нервных волокон при инкубации с лизолецитином

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ДАГ - 1,2-диацилглицерин

ЖК - жирная кислота

ИО - интернодальная область

МБЦ - метил-Р-циклодекстрин

МНВ - миелиновое нервное волокно

НВ - нервное волокно

ОРХ - оптическая разность хода

ПД - потенциал действия

ПР - перехват Ранвье

РВ - ритмическое возбуждение

ФЛ - фосфолипид

ШК - Шванновская клетка

СПД - серия потенциалов действия

БЛМ - липидный бислой мембраны

УЖК - упорядоченность жирнокислотных «хвостов» молекул липидов КР - комбинационное рассеяние ЦД - циклодекстрины

ЖКЛ -жирнокислотные «хвосты» молекул липидов ХТЦ - хлортетрациклин

ЛИМ - лазерная интерференционная микроскопия ОРХ - оптическая разность хода ФЛ - фосфолипиды ПК - компьютер

ЭПР - электронный парамагнитный резонанс 5-ДС - 5-доксилстеарат 16-ДС - 16-доксилстеарат СМ - сфингомиелин

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изменение состояния липидов мембран миелинового нервного волокна при проведении возбуждения»

ВВЕДЕНИЕ

Исследование молекулярных механизмов проведения потенциалов действия (ПД) в миелиновых нервных волокнах является актуальной задачей современной биофизики и молекулярной нейрофизиологии. В настоящее время детально исследованы ионные механизмы генерации ПД, работа ионных каналов и насосов, однако о роли динамических изменении структуры мембран миелина при проведении серии ПД (СПД) фактов явно не достаточно. Изменения структуры мембран миелина при СПД важны не только всвязи с функциями электрического сопротивления миелина, но и в процессах регуляции ионных каналов МНВ, в том числе каналов аксона, локализованных под миелином. Кроме того, миелин является межклеточным «буфером» для К+ и Са2+, скорее всего от состояния отдельного липпдного бислоя мембран (БЛМ) миелина зависят процессы перераспределения ионов и, соответственно, проведение серии ПД в аксоне. Как было показано ранее, во время проведения возбуждения происходит ряд процессов затрагивающих основные свойства нервных волокон и состояние БЛМ миелина [1 - 3]. Однако большинство методов исследования не позволяет оценить изменения состояния отдельных БЛМ в различных участках МНВ (перехват Рапвье, интернодальная область) при проведении СПД.

На наш взгляд, для проведения СПД большое значение имеет как упорядоченность жирнокислотных «хвостов» липидов (УЖК) БЛМ аксолеммы в области перехвата Ранвье, так и отдельной плазматической мембраны, входящей в состав миелина. УЖК отдельной БЛМ и упорядоченность локализации всех БЛМ миелина могут играть большую роль в проведении СПД, обеспечивая оптимальную конструкцию липидной матрицы для функционирующих каналов и насосов волокна [4 - 6]. Изменения УЖК липидов мембраны тесно связаны с уровнем поверхностного заряда (Са2+). Таким образом, перераспределение Са2ь в МНВ при СПД является также важной задачей. Ранее с помощью

радиоактивных меток и других методов проводились исследования перераспределения Са в нервном волокне проводящем СПД, однако эти процессы детально не охарактеризованы в перехвате Ранвье и в миелине.

Известно, что УЖК хвостов липидов мембраны зависит от содержания холестерина в мембране [7 - 13]. Известно также, что холестерин - основной компонент мембранных рафтов, организующих микроокружение белков. Дефицит холестерина в мембранах может определять процесс возбуждения нервной клетки (работы проведены на нейронах) [14 - 18], влиять на активность ионных каналов [18 - 20], активность плотных щелевых контактов и проницаемость мембран для ионов (Са" ) [21 — 241, локализацию и конформацию белков в мембране [13]. Одним из эффективных способов изменения содержания холестерина в мембране клетки является инкубация с метил-[3-циклодекстрином (МБЦ) [25 - 32]. Повышенный интерес вызывают работы, посвященные МБЦ и изменениям уровня холестерина в мембранах нервных клеток при патологии (болезнь Альцгеймера, Паркинсона, деменция и др) [33-39].

В связи с вышесказанным, в данной работе, с помощью неинвазивных методов биофизики, изучались перераспределение Са2', изменения упорядоченности ЖК-хвостов липидов, как в мембранах перехвата Ранвье, так и в отдельном БЛМ миелина при проведении СПД, дефиците холестерина, а также при проведении СПД в нервных волокнах с пониженным уровнем холестерина. Впервые исследована УЖК мембран ПР и ИО при проведении СПД, а также показана роль холестерина в состоянии УЖК МНВ и перераспределении Са2+ при проведении СПД миелиновым нервным волокном. Обнаружено, что при СПД в МНВ происходит уменьшение УЖК в ПР и повышение УЖК миелина. Выявлен характер перераспределения Са2+ в МНВ: в ПР обнаружено повышение внутриклеточного Са2+, а в ИО - снижении содержания мембран-связанного Са" . Доказано, что при СПД в МНВ происходят изменения упаковки БЛМ миелина и структуры цитоплазмы: уменьшается показатель преломления

миелина и цитоплазмы ПР. Впервые установлено, что при инкубации с холестерол-экстрагирующим агентом (МБЦ) происходит уменьшение упорядоченности ЖК липидов мембран только в ИО МНВ. При экстракции холестерина в МНВ происходят изменения содержания мембранно-связанного и свободного внутриклеточного Са~ : в ГГР и ИО -кратковременное повышение внутриклеточного Са2+ и снижение мембран-связанного Са2т исключительно в ИО. Параллельно, при снижении в БЛМ холестерина в ПР и ИО МНВ происходят изменения морфологии и упаковки БЛМ: показатель преломления миелина увеличивается, диаметр аксона в ПР уменьшается, а под миелином увеличивается. При проведении СПД после инкубации МНВ с МБЦ наблюдается нивелирование изменения упорядоченности ЖК мембран в перехвате Ранвье и интернодальной области МНВ и накопление внутриклеточного Са2+ в ИО МНВ.

Данные, полученные в работе, имеют важное научно-практическое значение для понимания процесса проведения серии ПД (отличается от проведения одиночного ПД), роли холестерина в морфологии, состоянии и функционировании МНВ. В работе впервые представлены экспериментальные доказательства о зависимости изменений состояния отдельного БЛМ при СПД от компартмента волокна и уровня холестерина, а также особенности перераспределения Са2+ при СПД в нервных волокнах с пониженным уровнем холестерина. Особенности изменений состояния отдельной БЛМ и совокупности мембран миелина, морфологии, перераспределении Са2+ в изучаемых условиях могут быть использованы при разработке фармакологических агентов для лечения патологий связанных с изменениями уровня холестерина в мембранах, таких как болезнь Альцгеймера, Паркинсона, различных нейропатий и др.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Морфология и функции миелинового нервного волокна

Функциональной особенностью МНВ является сальтоторный механизм проведения ПД, преимуществом которого является высокая скорость проведения возбуждения. Сальтоторный механизм обеспечивается структурой МНВ, определяющей положение и К+-каналов и высоким сопротивлением миелина, благодаря чему деполяризация мембраны происходит не в каждом участке аксона, а лишь в определенных участках -перехватах Ранвье (ПР), разделенных интернодальными учасками, в которых аксональная мембрана окружена миелином.

Миелиновую оболочку в периферической нервной системе образуют Шванновские клетки и базальная мембрана. Шванновские клетки расположены вдоль аксона, они формируют плоские выросты, многократно оборачивающие аксон. В результате, цитоплазма Шванновской клетки оттесняется и остается у внутренней и наружной поверхностей миелиновой оболочки. Т.о. миелиновая оболочка представляет собой множество сближенных слоев клеточной мембраны, которые связаны между собой с помощью белков клеточных контактов. Незначительная часть цитоплазмы остается, таюке, в насечках миелина - структурах, представляющих собой расслоения основных линий миелина и обеспечивающих радиальную диффузию некоторых веществ.

Шванновские клетки, расположенные вдоль аксона, связаны между собой с помощью плотных щелевых контактов. В местах контактов слоистая структура исчезает, и контактируют лишь наружные слои, содержащие цитоплазму и ядро. Участок нерва в области контакта Шванновских клеток называется перехватом Ранвье. Область между двумя перехватами Ранвье (межперехватная область) морфологически может быть разделена на 3 участка: паранодальный, юкстапаранодальный и интернодальный. На

латеральных концах Шванновской клетки имеются микроворсинки (образованы наружным слоем миелиновой оболочки, содержащем цитоплазму, прикрепляются к мембране аксона в области перехвата Ранвье) и петли миелина (расширенные к концу слои миелина, прикрепляются к мембране аксона в паранодальной области).

Миелиновая оболочка неоднородна. По набору белков, локализации и структуре можно выделить компактный и некомпактный миелин. Компактный миелин отличается более плотной и упорядоченной структурой слоев друг относительно друга. Белки компактного миелина отвечают за упаковку миелина, контакты между слоями. При генетических нарушениях, затрагивающих количество либо структуру белков миелина, возникают нарушения строения миелина, приводящие к патологиям. Некомпактный миелин расположен в основном в паранодальной области и в насечках миелина. Отдельные его слои связаны с помощью адгезивных, плотных либо щелевых контактов. В некомпактном миелине расположены коннексиновые поры [40, 41]. Целостность межклеточных контактов нарушается при удалении ионов Са~ . Щелевые контакты важны тем, что образуют радиальный путь для диффузии через насечки миелина. Это с одной стороны облегчает диффузию, с другой уменьшает электрическое сопротивление миелина. Щелевые контакты могут закрываться, изменяя диаметр канала, регулируя тем самым транспорт молекул между слоями. При значительном увеличении концентрации ионов Са2+ каналы щелевых контактов закрываются.

Как было отмечено ранее, структура МНВ обеспечивает механизм сальтоторного проведения, благодаря распределениию ионных каналов и белков между ГТР и ИО. В аксолемме ПР сконцентрированы потенциал-зависимые Ка+-каналы. Они локализованы в области ПР и удерживаются с помощью других белков (анкерин в, тенасцин С и И.), расположенных в экстраклеточном матриксе. У некоторых животных в ПР имеются и К4-каналы, например у крысы или лягушки. У крысы - медленные и быстрые

К+-каналы в отношении 4: 1. В нерве лягушки также присутствуют и быстрые и медленные каналы. Активность некоторых К+-каналов ПР не связана с проведением возбуждения напрямую, данные каналы проявляют активность и когда МНВ находится в покое. В ИО в основном представлены К'-каналы. При разрушении миелиновой оболочки они сдвигают мембранный потенциал таким образом, что порог возбуждения НВ повышается.

Таким образом, при исследовании изменений МНВ во время проведения СПД важно выявить локализацию происходящих процессов.

1.2. Роль липидного состава и упорядоченности жирнокислотных «хвостов» липидов мембран миелинового нервного волокна в функциональных процессах

1.2.1. Роль липидного состава миелинового нервного волокна

Известно, что около 70 - 75 % миелина составляют липиды и 25 - 30 % -белки. Такое высокое содержание липидов отличает миелин от других биологических мембран. С высоким содержанием липидов связывают высокое электрическое сопротивление миелина. Липидный состав мембран МНВ имеет важное функциональное значение: от липидов образующих мембрану зависит активность и конформация мембранных белков [42, 43]. Одним из важных примеров регуляции активности белка липидным составом мембраны является регуляция протеин-киназы С [44 - 49]. Протеин-киназа С может регулировать транспорт ионов через мембрану, фосфорилируя соответствующие белки. Очевидно, что через изменения ионного транспорта, конформации и фосфорилированность белков возможна регуляция проведения ПД липидами мембран МНВ. Кроме того, состав мембраны влияет на способность мембраны связываться с различными молекулами (например, углеводами [32]). Изменение липидного состава мембран в норме происходит под действием ферментов (содержание фосфолипидов регулируется фосфолипазами С, Д, А2).

Табл 1.1. Липидный состав мембран миелина и белого вещества мозга человека:

миелин человека, % от суммарного количества липидов белое вещество мозга взрослого человека,% от суммарного количества липидов

СМ, % 8.5[50], 7.9[51] 7.7[51]

ФЛ, % 39[50], 43.1 [51] 45.9[51]

Холестерин 26[50], 27.7[51 ] 1 27.5[51]

1.2.2. Упорядоченность ЖК-хвостов липидов мембраны и поверхностный заряд

Важными параметрами, определяющими структуру и функцию БЛМ, являются упорядоченность ЖК-хвостов липидов образующих мембраны (УЖК) и поверхностный заряд мембран. УЖК мембраны отражает динамику молекул мембраны: латеральное, вращательное, анизотропное движения молекул, а также транс-гош изомеризацию жирнокислотных цепочек. Ранее, с помощью спин-зондов, КР каротиноидов и др. методов, было показано, что УЖК мембраны зависит от разности потенциалов на мембране, состояния белков мембраны и уровня мембран-связанных ионов [52], а также от температуры, концентрации экстраклеточного Са" [53,54], состояния цитоскелета (целостности микротрубочек [55]) и взаимодействия некоторых рецепторов с мембранами [56 - 62].

Функциональная активность мембранных белков (ферментов, рецепторов и переносчиков), селективность и проводимость ионных каналов регулируются УЖК липидов мембраны [13, 61, 63 - 70]. Механизм данной регуляции осуществляется за счет изменения конформации белков, а также уровня их погруженности в мембрану [13]. Одним из примеров может служить факт уменьшения активности

Са ,К -АТФаз при повышении УЖК мембран и, наоборот, увеличение активности при понижении УЖК [71 - 74]. Таким образом, посредством изменения активности и функциональности мембранных белков и ионного транспорта УЖК мембран, как и липидный состав может осуществлять регуляцию проведения ПД.

Поверхностный заряд мембраны обусловлен липидным составом и УЖК мембраны [75] и принимает участие в регуляции важных функциональных процессов. От уровня поверхностного заряда зависит значение разности потенциалов на мембране и проводимость ионных каналов [52].

1.2.3. Изменения фосфолипидного и жирнокислотного состава липидов миелинового нервного волокна при изменениях структуры белков аксо-глиального комплекса

В работе [76] было показано, что нарушение структуры белков (первичной или вторичной) может приводить к изменениям липидного состава мембраны. Так при инкубировании МНВ с проназой Е (экстраклеточной протеазой) происходит уменьшение доли насыщенных жирных кислот свободных и входящих в состав фосфолипидов и повышение содержания ненасыщенных ЖК. При изменении конформации белков воздействием, регулирующим связанность дисульфидных мостиков, изменяется значение массовых долей отдельных ЖК однако общее количество насыщенных и ненасыщенных ЖК не изменяется, как и общее содержание фосфолипидов. Таким образом, было показано, что изменение структуры белков является возможной причиной изменения состава ЖК хвостов липидов их насыщенности и ненасыщенности, что в свою очередь регулирует упорядоченность внутри БЛМ мембран с возможными физиологическими последствиями.

Итак, изучение упорядоченности проведении СПД МНВ

БЛМ и поверхностного заряда при является важной задачей.

1.3. Проведение серии потенциалов действия миелиновым нервным волокном

Распространение одиночного ПД вдоль нервного волокна отличается от проведения серии ПД. При физиологической активности МНВ, как правило происходит проведение серии ПД, а не одиночного импульса. При СПД в нервном волокне обнаружены обратимые структурные перестройки плазматической мембраны, заключающиеся в быстром уплотнении липидной части мембраны и медленном разуплотнении ее белков и примембранного пространства, сопровождающемся увеличением гидратированностп разуплотняющихся структур [2, 77], что в свою очередь может влиять на связывание лигандов с молекулами белков [78 - 81]. Таким образом, СПД может приводить к изменению структуры мембранных белков, и их активности. Изменение гидратации липидов МНВ также важно, так как, например, при увеличении гидратации липидных молекул происходит уменьшение вязкости липидного бислоя [82]. Также при СПД нервного волокна зарегистрировано изменение толщины мембраны и переориентация анизотропных молекул. Данные изменения зависят от мембранного потенциала. Скорее всего, изменениям подвергаются участки мембраны, окружающие ионные каналы [2, 77, 83, 84].

При СПД увеличивается УЖК аксолеммы [85] и вероятно миелина [52, 86, 87], а также вязкость цитоплазмы МНВ [88, 89]. Изменения вязкости цитоплазмы во время СПД сопровождаются обратимым изменением структуры цитоплазматических белков, и при достаточно длительном времени их протеолизом [90, 91]; измененяют расположение микрофилламенты, связанные с внутренней поверхностью мембраны. При проведении нервом СПД происходит обратимое изменение поверхностного мембранного заряда, па внешней стороне заряд становится более отрицательным, на внутренней - более положительным; изменяется уровень мембраносвязанного Са~ [75, 92]. При проведении СПД происходят

изменения не только на уровне бислоя мембраны, но и на уровне структурных участков МНВ: увеличивается площадь ПР, объем периаксонального пространства и всего волокна [93 - 96]. При СПД нервного волокна происходят изменения липидного состава мембран и активности белков-ферментов. Например, возрастает содержание 1Р3 [97]. От 1Р3 в свою очередь зависит распределение ионов Са2+, УЖК мембран и соответственно функциональность важных белков-регуляторов [48, 97-106].

Кроме того, при СПД происходит изменение функционального состояния митохондрий, их перераспределение внутри волокна [107] и изменение уровня АТФ в нерве [108 - 110].

Несмотря на большое количество данных различных исследований об изменениях происходящих в МНВ при проведении СПД роль динамических изменений структуры БЛМ мембран изучена не достаточно. Кроме того важно уточнить локализацию изменений БЛМ и уровня Са~ , в связи с функциональными и структурными различиями ПР и ИО.

1.4. Роль холестерина в функционировании клеток

Распределение холестерина в мембранах клетки зависит от типа клетки. В плазматических мембранах холестерина содержится больше чем во внутренних мембранах [111 - 114]. В плазматической мембране некоторых типов клеток может содержаться 90% свободного холестерина [113 - 115], или 25-40% общего холестерина [116]. Было показано, что уровень холестерина во внутриклеточных мембранах регулируется уровнем холестерина в плазматической мембране. Более того, существенные изменения уровня холестерина во внутриклеточных мембранах могут вызываться незначительными изменениями уровня холестерина в плазматической мембране. На фибробластах было показано, что уменьшение общего уровня холестерина на 25%, вызванное 2% раствором гидроксипирол-бета циклодекстрина, приводит к уменьшению общего уровня холестерина на 25%, при этом уровень холестерина в ЭГ1Р

уменьшился на 80% [117]. Однако снижение уровня холестерина в плазматической мембране не всегда сопровождается соответствующими изменениями холестерина внутренних мембран. Например, на клетках эпителия было показано, что существенное изменение уровня холестерина в плазматической мембране при действии 10 мМ раствора метил-рциклодекстрина (МБЦ) приводит к незначительному изменению содержания холестерина во внутриклеточных мембранах [118]. Т.о. при экстракции холестерина распределение холестерина между внутиклеточными и плазматической мембранами меняется, что может иметь физиологический эффект.

Холестерин является компонентом мембран, организующим рафты, тем самым он обеспечивает правильную локализацию и микроокружение для белков и других физиологически активных веществ [119 - 123]. Экстракция холестерина приводит к десорбции многих белков из рафтов (детергент-устойчивой фракция мембраны с низкой плотностью) [124 - 128]. Изменяются и физические свойства данной фракции.

Молекулы холестерина играют важную роль в таких процессах как слияние мембран (на начальных стадиях экзоцитоза [129, 130]). Доказано участие холестерина в процессах возбуждения нервных клеток [131 - 134], активности ионных каналов [135, 136], экзоцитозе [129, 130], эндоцитозе [137, 138], обратном захвате нейромедиаторов [139, 140], локализации постсинаптических рецепторов [141 - 144]. Уровень холестерина влияет па работу ферментов [145]. Было показано, что экстракция холестерина с помощью МБЦ приводит к экспрессии генов через путь с-АМФ и увеличивает активность экстраклеточных киназ, участвующих в передаче сигнала [146,147].

Изучению роли холестерина уделяется большое внимание как очень вероятному участнику, вовлеченному в процесс многих серьезных патологий, таких как болезнь Альцгеймера, деменции, болезнь Паркинсона и др. Предполагается, что холестерин участвует в метаболизме ß-амилоидного

пептида [33, 148, 149]. Снижение содержания холестерина приводит к уменьшению синтеза Р-амилоидного пептида [150]. Изменение уровня холестерина в мембранах связывается с увеличением риска заболевания болезнью Альцгеймера [21, 22, 23, 24, 38, 145]. Кроме болезни Альцгеймера, уровень холестерина в мембране нервных клеток изменяется при таких патологиях как болезнь Ниманна- Пика, деменция с тельцами Леви, болезнь Паркинсона [151].

Известно, что области мембран, в которых имеются плотные щелевые контакты богаты холестерином и изменение уровня холестерина влияет на проницаемость мембран для ионов (Са~ ) [21,22]. Изменение уровня холестерина может модулировать плотные контакты [23, 24]. Жесткость и упорядоченность липидов мембраны зависят от уровня холестерина мембраны [7 - 11, 13]. От уровня холестерина в мембране зависит глубина погружения в нее белка, при уменьшении уровня холестерина белок прячется в мембрану, при увеличении наоборот [13]. Таким образом, холестерин может изменять конформацию белка и продуктивность его работы. Итак, молекула холестерина является очень важным компонентом клеточных мембран, организует структуру мембран, регулирует клеточные процессы, свойства и функции и вовлечена в патогенез серьезных заболеваний. И очень важно, что изменяя функциональность белков, через состояние мембран, проницаемость мембран для ионов, уровень холестерина может играть существенную роль в процессе проведения СПД.

Одна из важных функций холестерина - образование мембранных рафтов. Рафты интенсивно изучаются после обнаружения в них молекул, передающих сигналы. Данную фракцию можно экспериментально отделить от мембраны [152]. Во многих работах показано, что холестерин не распределен равномерно по мембране, а находится в богатых холестеролом и сфингомиелином мебранных доменах - рафтах. В 2006 году на кейстоунском симпозиуме по рафтам и клеточным функциям было принято следующее определение рафта: мембранные рафты - это маленькие (10-200 нм),

гетерогенные, высокоподвижные, стерол и сфинголипид-богатые домены, которые компартментализируют клеточные процессы (иными словами в рафтах идут другие процессы, чем в соседних участках) [25, 153, 154]. Данные по морфологии, размеру, плотности и молекулярному составу рафта в клеточных мембранах пока противоречивы [155 - 160]. Обычно мембранные рафты иденцифицируют как мембранные фракции с низкой плотностью, отделенные особым способом в присутствии или отсутствии детергента [25]. Количество холестерина в отделенной фракции зависит от способа получения фракции, так же из-за трудности получения чистой плазматической мембраны сложно оценить количество свободного и связанного в рафтах холестерина. Так же противоречивы данные по площади клеточной мембраны покрытой рафтами. Повидимому, эти данные зависят от типа клетки [25].

Рафты участвуют в передаче сигнала и могут регулировать перемещение веществ вдоль мембраны [161 - 163]. В ряде биофизических работ показано на детергент-устойчивой фракции биологических мембран (скорее всего агрегированных рафтов [164]) и на модельных мембранах, что устойчивость к растворителю связана с физическим состоянием мембраны. Липиды в фазе геля или жидкостно-упорядоченной фазе нерастворимы, тогда как жидкие кристаллы или жидкостно-разупорядоченная фаза растворимы. Жидкостно-упорядоченная фаза сформирована взаимодействующими фосфолипидами и холестерином [165 - 167] и характеризуется высоким уровнем упорядоченных ацильных цепей. Предполагают, что формирование рафтов управляется процессом разделения этих двух фаз, в результате домены водно-упорядоченные богатые холестерином и сфинголипидами оказываются окруженными водно-разупорядоченной фазой [168]. При контакте этих двух фаз, с помощью атомно-силового микроскопа можно исследовать образование рафтов (отличиющихся по толщине от окружающей их мембраны) в режиме реального времени [168]. Для широкого спектра концентраций холестерина показано сосуществование упорядоченных и

разупорядоченных доменов на искуственных мембранах. Вандерваальсовы силы между длинными насыщенными ацильными цепями фосфолипидов и плоскими стероидными кольцами холестерина могут являтся одним из факторов существования рафта (удерживать вместе молекулы, образующие рафт) [169].

Рафты определяют локализацию альфа-синуклеина, белка с неясной функцией, однако связанного с синаптической пластичностью и нейротрансмиссией (по данным некоторых исследований альфа-синуклепд вовлечен в транспорт синаптических везикул), агрегация которого наблюдается в деменции с тельцами Леви и при болезни Паркинсона [170] в синапсах [111]. Тем самым рафты играют роль в синаптической пластичности и нейротрансмиссии.

Показано что амилоидный-бета пептид аккумулируется в рафтах, и, таким образом, они могут играть роль в патогенезе болезни Альцгеймера [24, 145]. Белки плотных щелевых контактов связаны с детергент-устойчивыми гликолипидными рафтами [23, 145]. Добавление Са~ , разрушающее плотные контакты приводит к выходу данных белков из рафтов. Показана роль раф гов в регуляции межклеточной проницаемости [145].

Итак, холестерин мембран МНВ обладает множеством функций, которые могут влиять на проведение СПД. Изменения уровня холестерина наблюдается при серьезных патологиях. Определить и локализовать изменения БЛМ при изменении уровня холестерина, а также выявить каким образом уровень холестерина влияет на проведение СПД - важная задача биофизики.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Бибинейшвили, Елена Зурабовна, 2014 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Watanabe Л, Terakawa S, Nagano M. Axoplasmic origin of the birefringence change associated with excitation of a crab nerve. Proceedings of the Japan Academy 1973; 470-475.

2. Левин СВ. Структурные изменения клеточных мембран. Л.: Наука; 1976.

3. Cohen LB, Lesher S. Optical monitoring of membrane potential: methods of multisite optical measurement. Soc Gen Physiol Ser 1986; 40: 71-99.

4. Emmerson PJ, Clark MJ, Medzihnarsky F, Remmers AE. Membrane Microviscosity modulates ji-opioid receptor conformational transitions and agonist efficacy. J of Neurochemistry 1999; 73: 289-300.

5. Sekhar A, Latham MP, Vallurupalli P, Kay LE. Viscosity-Dependent Kinetics of Protein Conformational Exchange: Microviscosity Effects and the Need for a Small Viscogen. J of physical chemistry, 2014; 118: 4546-4551.

6. Ya-Ting K, Xinxin Z, and Wei M. Protein-flexibility mediated coupling between photoswitching kinetics and surrounding viscosity of a photochromic fluorescent protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2012; 109: 3220-3226.

7. Oldfield E, Chapman D. Effects of cholesterol and cholesterol derivatives on hydrocarbon chain mobility in lipids. Biochem. Biophys. Res. Commun 1971: 43: 610-616.

8. Hubbell WL, McConnell HM. Molecular motion in spin-labeled phospholipids and membranes. J. Amer. Chem.Soc 1971; 93: 314-326.

9. Shinitzky M., Dianoux AC., Gitler C, Weber G. Microviscosity and order in the hydrocarbon region of micelles and membranes determined with fluorescent probes. Biochemistry 1971; 10:2106-2113.

10. Cogan, U., Shinitzky, M., Weber, G. & Nishida, T. Microviscosity and order in the hydrocarbon region of phospholipid and phospholipid-cholesterol dispersions determined with fluorescent probes. Biochemistry 1973; 12: 521-528.

11. Shinitzky M., Barenholz Y. Dynamics of the hydrocarbon layer in liposomes of lecitin and sphingomyelin containing dicethylphosphate. J. Biol. Chem. 1974; 249: 2652-2658.

12. Inbar M., Shinitzky M. Cholesterol as a Bioregulator in the Development and Inhibition of Leukemia. Proc Natl Acad Sci L S A. 1974; 71(10): 4229^1231.

13. Borochov H, Shinitzky M. Vertical displacement of membrane proteins mediated by changes in microviscosity. Proc Natl Acad Sci USA. 1976;73(12):4526-30.

14. Zacco A, 'logo J, Spence K, Ellis A, Lloyd D, et al. 3-hydroxy-3-methyIg!utaryl coenzyme A reductase inhibitors protect cortical neurons from excitotoxicity. J Neurosci 2003; 23: 11104-11111.

15. Zamir O, Charlton MP. Cholesterol and synaptic transmitter release at crayfish neuromuscular junctions. J Physiol 2006; 571: 83-99.

16. Rufini S, Grossi D, Luly P, Tancredi V, Frank C, et al. Cholesterol depletion inhibits electrophysiological changes induced by anoxia in CA1 region of rat hippocampal slices. Brain Res 2009; 1298: 178-185.

17. Wang D. Schreurs BG. Dietary cholesterol modulates the excitability of rabbit hippocampal CA1 pyramidal neurons. Neurosci Lett 2010; 479: 327-331.

18. Ormerod KG, Rogasevskaia TP, Coorssen JR, Mercier AJ. Cholesterol-Independent Effects of Methyl-p-Cyclodextrin on Chemical Synapses. PLoS ONE 2012; 7(5): e36395. doi: 10.1371 /journal.pone.0036395November 21, 2011; Accepted: April 5, 2012; Published: May 8, 2012

19. Gasque G, Labarca P, Darszon A. Cholesterol-depleting compounds modulate IO-currents in Drosophila Kenyon cells. FEBS Lett 2005; 579: 5129-5134. S0014-5793(05)01006-9 [pii]; 10.1016/j.febslet.2005.08.022 [doi]

20. Oldfield S, Hancock J, Mason A, Hobson SA, VVynick D, et al. Receptor-mediated suppression of potassium currents requires colocalization within lipid rafts. Mol Pharmacol 2009; 76: 1279-1289. mol. 109.058008 [pii]; 10.1124/mol. 109.058008 [doi],

21. Feltkamp CA, Van der Waerden AW. Junction formation between cultured normal rat hepatocytes. An ultrastructural study on the presence of cholesterol and the structure of developing tight-junction strands. J. Cell. Sci. 1983; 63: 271-286.

22. Stankewich MC, Francis SA, Vu QU, Schneeberger EE, Lynch RD. Alterations in cell cholesterol content modulate Ca2+-induced tight junction assembly by MDCK cells. Lipids 1996; 31:817-828.

23. Lambert D, O'Neill CA, Padfield PJ. Methyl-beta-cyclodextrin increases permeability of Caco-2 cell monolayers by displacing specific claudins from cholesterol rich domains associated with tight junctions, Cell. Physiol. Biochem. 2007; 20: 495-506.

24. Francis SA. Kelly JM, McCormack J, Rogers RA, Lai J, Schneeberger EE, Lynch RD. Rapid reduction of MDCK cell cholesterol by methyl-p-cyclodextrin alters steady-state transepithelial electrical resistance, Eur. J. Cell Biol. 1999; 78: 473-484.

25. Zidovetzki R, Levitan 1. Use of cyclodextrins to manipulate plasma membrane cholesterol content: evidence, misconceptions and control strategies. Biochim Biophys Acta 2007; 1768(6): 1311-1324.

26. Atger VM, de la Llera Moya M, Stoudt GW, Rodrigueza WV, Phillips MC, et al. Cyclodextrins as catalysts for the removal of cholesterol from macrophage foam cells. J Clin Invest 1997; 99: 773-780.

27. Leventis R, Silvius JR. Use of cyclodextrins to monitor transbilajer movement and differential lipid affinities of cholesterol. Biophys J 2001; 81: 2257-2267.

28. Mascetti J, Castano S, Cavagnat D, Desbat B. Organization of beta-cyclodextrin under pure cholesterol, dmpc, or dmpg and mixed cholesterol/phospholipid monolayers. Langmuir 2008;24:9616-9622.

29. Ohvo H, Slotte JP. Cyclodextrin-mediated removal of sterols from monolayers: effects of sterol structure and phospholipids on desorption rate. Biochemistry 1996; 35: 8018-8024.

30. Yancey PG, Rodrigueza WV, Kilsdonk EP, Stoudt GW, Johnson WJ, et al. Cellular cholesterol efflux mediated by cyclodextrins demonstration of kinetic pools and mechanism of efflux. J Biol Chem 1996; 271: 16026-16034.

31. Ohtani Y, Irie T, Uekama K, Fukunaga K, Pitha J. Differential effects of alpha-, beta-and gamma-cyclodextrins on human erythrocytes. Eur J Biochem 1989; 186: 1 7-22.

32. Lopez CA, de Vries AH, Marrink SJ. Molecular Mechanism of Cyclodextrin Mediated Cholesterol Extraction. PLoS Comput Biol 2011; 7(3): el002020. doi: 10.1371/journal.pcbi. 1002020.

33. Wood WG, Schroeder F, Igbavboa U, Avdulov NA, Chochina SV. Brain membrane cholesterol domains, aging and amyloid beta-peptides. Ncurobiol. Aging 2002; 23: 685-694.

34. McLaurin J, Darabie AA, Morrison MR. Cholesterol, a modulator of membrane-associated Abeta-fibrillogenesis. Ann. NY Acad. Sci 2002;. 977: 376-383.

35. Yanagisawa K. Cholesterol and pathological processes in Alzheimer's disease. J. Neurosci. Res.2002; 70: 361-366.

36. Burns M, Gaynor K, Olm V, Mercken M, LaFrancois J, Wang L, Mathews PM.. Noble W. Matsuoka Y, Duff K. Presenilin redistribution associated with aberrant cholesterol transport enhances beta-amyloid production in vivo. J. Neurosci.2003; 23: 5645-5649.

37. Hartman T. Cholesterol and Alzheimer's disease: statins, cholesterol depletion in APP processing and Abeta generation. Subcell Biochem. 2005; 38: 365-380.

38. Michikawa M. The role of cholesterol in pathogenesis of Alzheimer's disease: dual metabolic interaction between amyloid beta-protein and cholesterol. Mol. Neurobiol. 2003; 27: 1-12.

39. Baron P. Rockenstein E, Adame A, Ho G, Hashimoto M, Masliah E. Effects of the cholesterol-lowering compound methyl-P-cyclodextrin in models of a-synucleinopathy. Journal of Neurochemistry 2006; 98(4): 1032-1045.

40. Kamradt MC, Chen F, Sam S, Cryns VL. The small heat-shock protein alpha B-crystallin negatively regulates apoptosis during myogenic differentiation by inhibiting caspase-3 activation/J Biol Chem 2002; 277: 38731-38736.

41. Kamasawa N, Sik A, Morita M, Yasumura T, Davidson KG, Nagy Jf, Rash JE. Connexin-47 and connexin-32 in gap junctions of oligodendrocyte somata, myelin sheaths, paran-odal loops and Schmidt-Lanterman incisures: implications for ionic homeostasis and potassium si-phoning. Neuroscience. 2005; 136(l):65-86.

42. Epand RM. Structural, functional, and clinical aspects of myelin proteins. In: Marangos PJ. Campbell 1, Cohen RM, editors. Neuronal and glial proteins: structure, function and clinical application. New York: Academic Press; 1988

43. Garbay BF, Heape Am FAU, Sargueil FF, Cassagne C. Myelin synthesis in the peripheral nervous system. Prog Neurobiol 2000; 61: 267-304.

44. Fiehn W. The effect of phospholipase D on the function of fragmented sarcoplasmic reticulum. Lipids 1978; 13:264-266.

45. Kasckow JW, Abood LCi, Hoss W, Herndon RM. Mechanism of phospholipase A2-induced conduction block in bullfrog sciatic nerve. II. Biochemistry. Brain Res 1986; 373: 392398.

46. Nishizuka Y. Intracellular signaling by hydrolysis of phospholipids and activation of protein kinase C. Science 1992; 258: 607-614.

47. Nemeth EF. Ca2+ Receptor-Dependent Regulation of Cellular Functions. News Physiol Sci 1995; 10: 1-5.

48. Ревии BB, Набокина CM, Анисимова ИА, Грунюшкин ИП. Изучение активности фосфоинозитнд-специфичной фосфолипазы С в нерве кролика в покое и при возбуждении. Биохимия 1996; 61: 815-820.

49. Czirjak G. Petheo GL, Spat A, Enyedi P. Inhibition of TASK-1 potassium channel by phospholipase C. Am J Physiol Cell Physiol 2001; 281: C700-C708.

50. Болдырев AA, Ещенко ИД, Илюха BA, Кяйвяряйнен ЕИ. Нейрохимия.2006.

51. Morell Р, Quarles RH. Basic Neurochemistry: Molecular, Cellular and Medical Aspects. 6th edition. Philadelphia: Lippincott-Raven; 1999.

52. Максимов ГВ, Орлов CH, Транспорт ионов кальция при функционировании нервного волокна: механизмы и регуляция. Изд-во Московского университета 1994.

53. Aoudia М, Rodgers MA. Effect of temperature and surfactant structure on the microviscosity at the micelle-water interface: isomeric alkylbenzenesulfonates used as their own probe. Langmuir. 2006; 22(22): 9175-80.

54. Rossignol M. Grignon N, Grignon C. Effect of temperature and ions on the microviscosity of bilayers from natural phospholipid mixtures. Biochimie 1982; 64(4): 263-270.

55. Berlin RD, Fera JP. Changes in membrane microviscosity associated with phagocytosis: effects of colchicine. ProcNatl Acad Sci U S A 1977; 74(3): 1072-1076.

56. Dave JR, Knazek RA, Liu SC. Arachidonik acid, bradykinin, and phosspholipase A2 modify both prolactin binding capacity and fluidity of mouse hepatic membranes.Biochem. Biophys. Res. Commun. 1981; 103: 727-738.

57. Dave JR, Knazek RA. Prostaglandin 12 modifies both prolactin binding capacity and fluidity of mouse liver membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1980; 77: 6597-6600.

58. Dave JR., Witorsch RJ. Modulation of prolactin binding sites in vitro by membrane fluidizers. II. Age-dependent effects on rat ventral prostatic membranes. Biochim. Biophvs. Acta 1984;772:321-327.

59. Danforth DR., Wells MA. Stouffer RL. Modulation of membrane fluidity in the primate (Macaca mulatta) corpus luteum: correlations with changes in gonadotropin binding. Endocrinology 1985: 117: 755-761.

60. Bashford CL, Harrison SJ, Radda GK, Medhi Q. The relation between lipid mobility and the specific hormone binding of thyroid membranes. Biochem. J. 1975; 146: 473-479.

61. Whitcomb RW, Linehan WM, Knazek RA. Effects of long-chain, saturated fatty acids on membrane microviscosity and adrenocorticotropin responsiveness of human adrenocortical cells in vitro. J Clin Invest. 1988; 81(1): 185-188 doi:10.1172/JCI113292.

62. Knazek RA., Liu SC, Dave JR, Christy RJ, Keller KA. Indomethacin causes a simultaneous decrease of both prolactin binding and fluidity of mouse liver membranes. Prostaglandins. Leukotrienes Med. 1981; 6: 403-411.

63. Papahadjopoulos D, Covvden M, Kimelberg II. Role of cholesterol in membranes: Effect on phospholipids-protein interactions, membrane permeability and enzymatic activity. Biochim. Biophys. Acta 1973; 330: 8-26.

64. Wiley JS, Cooper RA. Inhibition of cation cotransport by cholesterol enrichment of human red cell membranes. Biochim. Biophys. Acta 1975; 413: 425-431.

65. Inbar M, Shinitzky M. Decrease in microviscosity of lymphocyte surface membrane associated with stimulation induced by concavalin A. Eur. J. Immunol. 1975; 5: 166-170.

66. l arias RN, Bloj B, Morero RD, Sineniz, I', Irucco RE. Regulation of allosteric membrane-bound enzymes through changes in membrane lipid compostition. Biochim. Biophys. Acta 1975;415:231-251.

67. Knazek RA, Liu SC, St. Amand LM, Dave JR, Christy RJ. Cholesterol accentuates the effect of unsaturated fatty acid deficiency on mammary gland development. Proc. Am. Assoc. Cancer Res. 1981; 22: 28.

68. Knazek RA., Liu SC. Dietary essential fatty acids are required for maintenance and induction of prolactin receptors. Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1979; 162: 346-350.

69. Knazek RA., Liu SC. Effects of dietary essential fatty acids on murine mammary gland development. Cancer Res. 1981; 41: 3750-3751.

70. Zecevic D, Levitan H. Temperature acclimation: effects on membrane physiology of an identified snail neuron. Am J Physiol 1980; 239: C47-C57.

71. Guerri C, Grisolia S. Chronic ethanol treatment affects synaptosomal membrane-bound enzymes. Pharmacol Biochem Behav 1983; 18 Suppl 1: 45-50.

72. Chong PL, Fortes PA, Jameson DM. Mechanisms of inhibition of (Na,K)-ATPase by hydrostatic pressure studied with fluorescent probes. J Biol Chem 1985; 260: 14484-14490.

73. Ренине P. Биомембраны. Молекулярная структура и функции. М.: Мир; 1997.

74. Владимиров ЮА. Кальциевые насосы живой клетки. Соросовский образовательный журнал 1998; 3: 20-27.

75. Максимов ГВ. Механизмы перераспределения и транспорта Са2+ при ритмическом возбуждении миелннового нерва. Докт. диссерт. Москва: 1997.

76. Родионова НН. Роль белков аксо-глиального комплекса в регуляции структуры и вязкости миелина нервного волокна. Канд. Диссерт. Москва: 2010.

77. Cohen LB, Keynes RD, Hille В. Light scattering and birefringence changes during nerve activity. Nature 1968; 218: 438-441.

78. Тасаки И. Нервное возбуждение. М.: Мир; 1971.

79. Шайтан KB, Упоров ИВ, Рубин АБ. Теория миграции лигандов в белках. Молекул биология 1985; 19: 742-750.

80. Аксенов СИ. Вода и ее роль в регуляции биологических процессов . Москва-Ижевск: Институт компьютерных исследований; 2004.

81. Финкельштейн АВ, Птицын ОБ. Физика белка: курс лекций с цветными и стереоскопическими иллюстрациями и задачами. Книжный дом "Университет"; 2005.

82. Bush SF, Adams RG, Levin IW. Structural reorganizations in lipid bilayer systems: effect of hydration and sterol addition on Raman spectra of dipalmitoylphosphatidylcholine multilayers. Biochemistry 1980; 19: 4429-4436.

83. Берестовский ГН, Луневский ВЗ, Ражин ВД. Быстрые изменения двойного лучепреломления мембраны нервного волокна во время возбуждения. ДАН СССР 1969; 189: 203-206.

84. Тасаки И. Проведение нервного импульса. М.: ИЛ; 1957.

85. Hill DK. Keynes RD. Opacity changes in stimulated nerve. J Physiol 1949; 108: 278281.

86. Кузнецов АН. Метод спинового зонда. 1976.

87. Колье OP, Раденович ЧН, Максимов ГВ. Биофизика ритмического возбуждения. М.: МГУ; 1993.

88. Насонов ДН. Местная реакция протоплазмы и распространяющееся возбуждение. Москва-Ленинград: издательство академии наук СССР; 1962.

89. Chen Z, Hothi SS, Xu W, Huang CL. Conduction velocities in amphibian skeletal muscle fibres exposed to hyperosmotic extracellular solutions. J Muscle Res Cell Motil 2007.

90. Ungar G. Aschheim 1, Psychoyos S, Romano DV. Reversible changes of protein configuration in stimulated nerve structures. J Gen Physiol 1957; 40: 635-652.

91. Ungar G, Romano DV. Flourescence changes in nerve induced by stimulation. Their relation to protein configuration. J Gen Physiol 1962; 46: 267-275.

92. Tasaki I. Physiology and Electrochemisty of Nerve Fibers. New York: Academic Press; 1982.

93. Шалатонин ВТ, Жук ВИ, Конев СВ, Черницкий ЕА, Слобожина ЕИ. К вопросу о скачкообразных температурных изменениях основных электрофизиологических параметров нерва. ДАН БССР 1973; 8: 764-766.

94. Розенгарт ВИ. Некоторые особенности ацетилхолинэстеразы головного мозга. Успехи нейрохимии Л Наука 1974; 196-208.

95. Сотников ОС. Функциональная морфология живого мякотного нервного волокна. Л.: Наука; 1976.

96. Tasaki I, Ivvasa K. Swelling of nerve fibers during action potentials. Ups J Med Sci 1980; 85:211-215.

97. Goswami SK, Gould RM. Effect of electrical stimulation on phosphoinositide metabolism in rat sciatic nerve in vivo. J Neurochem 1985; 44: 941-946.

98. Bell ME, Peterson RG, Eichberg J. Metabolism of phospholipids in peripheral nerve from rats with chronic streptozotocin-induced diabetes: increased turnover of phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate. J Neurochem 1982; 39: 192-200.

99. Abdel-Latif AA. Metabolism of phosphoinositides. In: Lajtha V, editor. Handbook of Neurochemistry. New York: Plenum Publishing Corp.; 1983. p. 91-131.

100. Berridge MJ. Inositol trisphosphate and diacylglycerol as second messengers. Biochem J 1984; 220:345-360.

101. Berridge MJ. Receptor-stimulated inositol phospholipid hydrolysis and neural function. Biochem Soc Symp 1986; 52: 153-161.

102. Ferris CD, Snyder SH. Inositol phosphate receptors and calcium disposition in the brain. J Neurosci 1992; 12: 1567-1574.

103. Levitan IB. Phosphorylation of ion channels. J Membr Biol 1985; 87: 177-190.

104. Numann R, Catterall WA, Scheuer T. Functional modulation of brain sodium channels by protein kinase С phosphorylation. Science 1991; 254: 115-118.

105. Catterall WA. Molecular mechanisms of gating and drug block of sodium channels. Novartis Found Symp 2002; 241: 206-218.

106. Dash PK. Moore AN, Kobori N, Runyan JD. Molecular activity underlying working memory. Learn Mem 2007; 14: 554-563.

107. Zhang CL, Ho PL. Kintner DB, Sun D, Chiu SY. Activity-dependent regulation of mitochondrial motility by calcium and Na/K-ATPase at nodes of Ranvier of myelinated nerves. The Journal ofNeuroscience 2010; 30(10): 3555-3566.

108. Grcengard P, Straub RW. Effect of frequency of electrical stimulation on the concentration of intermediary metabolites in mammalian non-myelinated fibres. J Physiol 1959; 148:353-61.: 353-361.

109. Ritchie JM. Energetic aspects of nerve conduction: the relationships between heat production, electrical activity and metabolism. Prog Biophys Mol Biol 1973; 26:147-187.

110. Максимок ГВ. Сашкина ТИ, Колье OP. Изменение макроэргичеких фосфатов в нерве лягушки при раздражении. Доклады МОИП Общая биология За 1975 г Изд МГУ 1978; 38-39.

111. Fortin DL, Troyer MD, Nakamura К, Kubo S, Anthony MD, Edwards RH. Lipid rafts mediate the synaptic localization of alpha-synuclein. J. Neurosci.2004; 24: 6715-6723.

112. Nusrat A, Parkos CA, Verkade P, Foley CS, Liang TW, Innis-Whitehouse W, Eastburn K, Madara J. Tight junctions are membrane microdomains. J. Cell Sci. 2000; 113: 1771-1781.

113. Davis PJ, Poznansky MJ. Modulation of 3-hydroxy-3-methylglutaryl~CoA reductase by changes in microsomal cholesterol content or phospholipid composition. Proc Natl Acad Sci U S A. 1987;84:118-21.

114. Slotte JP, Bierman EL. Depletion of plasma-membrane sphingomyelin rapidly alters the distribution of cholesterol between plasma membranes and intracellular cholesterol pools in cultured fibroblasts. Biochem J. 1988;250:653-8.

115. Lange Y. Disposition of intracellular cholesterol in human fibroblasts. J Lipid Res. 1991;32:329-39.

116. Lange Y, Swaisgood MH, Ramos BV, Steck TL. Plasma membranes contain half the phospholipids and 90% of the cholesterol and sphingomyelin in cultured human fibroblast. J Biol Chem. 1989; 264: 3786-93.

117. Kim JA, Maxwell K, Hajjar DP, Berliner JA. b-VLDL increases endothelial cell plasma membrane cholesterol. Journal of Lipid Research. 1991;32:1125-1131.

118. van Meer G. Lipid traffic in animal cells. Annu Rev Cell Biol. 1989;5:247-75.

119. Lange Y, Ye J, Rigney M, Steck TL. Regulation of endoplasmic reticulum cholesterol by plasma membrane cholesterol. J Lipid Res. 1999;40:2264-2270.

120. Keller P, Simons K. Cholesterol is required for surface transport of influenza virus hemagglutinin. J Cell Biol. 1998;140:1357-67.

121. Taverna E, Saba E, Rowe J, Francolini M, Clementi F, et al. Role of lipid microdomains in P/Q-type calcium channel (Cav2.1) clustering and function in presynaptic membranes. J Biol Chem 004; 279: 5127-5134.

122. Gil C, Cubi R, Blasi J, Aguilera J. Synaptic proteins associate with a sub-set of lipid rafts when isolated from nerve endings at physiological temperature. Biochem Biophys Res Commun 2006; 348: 1334-1342.

123. Rogasevskaia T, Coorssen JR. Sphingomyelin-enriched microdomains define the efficiency of native Ca(2+)-triggered membrane fusion. J Cell Sci 2006; 119: 2688-2694.

124. Pike LJ. Rafts defined: a report on the Keystone symposium on lipid rafts and cell function. J Lipid Res. 2006; 47: 1597-1598.

125. Churchward MA, Coorssen JR. Cholesterol, regulated exocytosis and the physiological fusion machine. Biochem J 2009; 423: 1-14.

126. Rogasevskaia T, Coorssen JR. A new approach to the molecular analysis of docking, priming, and regulated membrane fusion. J Chem Biol. 2011; 10.1007/s 12154-011-0056-8.

127. Scheiffele P, Roth MG, Simons K. Interaction of influenza virus haemagglutinin with sphingolipid-cholesterol membrane domains via its transmembrane domain. Embo J. 1997;16:5501-8.

128. Cheng PC. Dykstra ML, Mitchell RN, Pierce SK. A role for lipid rafts in B cell antigen receptor signaling and antigen targeting. J Exp Med. 1999;190:1549-60.

129. Kabouridis PS, Janzen J, Magee AL, Ley SC. Cholesterol depletion disrupts lipid rafts and modulates the activity of multiple signaling pathways in T lymphocytes. European Journal of Immunology. 2000;30:954-963.

130. Predescu SA, Predescu DN, Shimizu K, Klein IK, Malik AB. Cholesterol-dependent syntaxin-4 and SNAP-23 clustering regulates caveolar fusion with the endothelial plasma membrane. J Biol Chem. 2005;280:37130-8.

131. Churchward MA, Rogasevskaia T, Hofgen J, Bau J, Coorssen JR (2005) Cholesterol facilitates the native mechanism of Ca2+-triggered membrane fusion. J Cell Sci 118: 4833-4848.

132. Churchward MA, Rogasevskaia T, Brandman DM, Khosravani I I, Nava P, et at. (2008) Specific lipids supply critical negative spontaneous curvature—an essential component of native Ca2+-triggered membrane fusion. Biophys J 94: 3976-3986.

133. Zacco A, Togo J, Spence K, Ellis A, Lloyd D, et al. 3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A reductase inhibitors protect cortical neurons from excitotoxicity. J Neurosci 2003; 23: 11104-11111.

134. Zamir O, Charlton MP Cholesterol and synaptic transmitter release at crayfish neuromuscular junctions. J Physiol 2006; 571: 83-99.

135. Rufini S, Grossi D, Luly P, Tancredi V, Frank C, et al. Cholesterol depletion inhibits electrophysiological changes induced by anoxia in CA1 region of rat hippocampal slices. Brain Res 2009; 1298: 178-185.

136. Wang D. Schreurs BG. Dietary cholesterol modulates the excitability of rabbit hippocampal CA1 pyramidal neurons. Neurosci Lett 2010; 479: 327-331.

137. Gasque G, Labarca P, Darszon A. Cholesterol-depleting compounds modulate K-t-currents in Drosophila Kenyon cells. FEBS Lett 2005; 579: 5129-5134.

138. Oldfield S, Hancock J, Mason A, Hobson SA, Wynick D, et al. Receptor-mediated suppression of potassium currents requires colocalization within lipid rafts. Mol Pharmacol 2009; 76:1279-1289.

139. Rodal SK, Skretting G, Ciarred O, Vilhardt F, van DB, et al. Extraction of cholesterol with methyl-beta-cyclodextrin perturbs formation of clathrin-coated endocytic vesicles. Mol Biol Cell 1999; 10: 961-974.

140. Wasser CR, Ertunc M, Liu X, Kavalali ET. Cholesterol-dependent balance between evoked and spontaneous synaptic vesicle recycling. J Physiol 2007; 579: 413-429.

141. Borisova T, Krisanova N, Sivko R, Borysov A. Cholesterol depletion attenuates tonic release but increases the ambient level of glutamate in rat brain synaptosomes. Ncurochem Int 2010; 56:466-478.

142. Tarasenko AS, Sivko RV, Krisanova NV, Himmelreich NH, Boriso\a TA. Cholesterol depletion from the plasma membrane impairs proton and glutamate storage in synaptic vesicles of nerve terminals. J Mol Neurosci 2010; 41: 358-367.

143. Matthew E, Butchbach R, Guo H, Chien-liang GL. Methyl-b-cyclodextrin but not retinoic acid reduces EAAT3-mediated glutamate uptake and increases GTRAP3-18 expression. Journal of Neurochemistry 2003; 84: 891-894.

144. Becher A, White JH, Mcllhinney RA. The gamma-aminobutyric acid receptor B, but not the metabotropic glutamate receptor type-1, associates with lipid rafts in the rat cerebellum. J Neurochem 2001; 79: 787-795.

145. Abulrob A, Tauskela JS, Mealing G, Brunette E, Faid K, et al. Protection by cholesterol-extracting cyclodextrins: a role for N-methyl-D-aspartate receptor redistribution. J Neurochem 2005; 92: 1477-1486.

146. Maccarrone M, De C, V , Gasperi V, Viscomi MT, Rossi S, et al. Lipid rafts regulate 2-arachidonoylglycerol metabolism and physiological activity in the striatum. .( Neurochem 2009; 109: 371-381.

147. Davis PJ, Poznansky MJ. Modulation of 3-hydroxy-3-methylglutaryl-CoA reductase by changes in microsomal cholesterol content or phospholipid composition. Proc Natl Acad Sci U S A. 1987;84:118-21.

148. Middleton A, Nury D, Willington SJ, Latif L, Hill SJ, Middleton B. Modulation by cellular cholesterol of gene transcription via the cyclic AMP response element. Biochem. Pharmacol. 2001; 62: 171-181.

149. Furuchi T, Anderson RG. Cholesterol depletion of caveolac causeshyperactivation of extracellular signal-related kinase (ERK). J. Biol. Chem.1998; 273: 21099-21104.

150. Simons M, Keller P, De Strooper B, Beyreuther K, Dotti C, Simons K. Cholesterol depletion inhibits the generation of beta-amyloid in hippocampal neurons. Proc. Natl Acad. Sci. USA 1998; 95: 6460-6464.

151. Eckert GP, Kirsch C, Leutz S, Wood WG, Muller WE. Cholesterol modulates amyloid beta-peptide's membrane interactions. Pharmacopsychiatry 2003; 36: 136-143.

152. Maekawa S, Sato C, Kitajima K, Funatsu N, Kumanogoh 11, Sokawa Y. Cholesterol-dependent localization of NAP-22 on a neuronal membrane microdomain (raft). J Biol Chem. 1999; 274(30): 21369-74.

153. Lagerholm BC, Weinreb GE, Jacobson K, Thompson NL. Delecting microdomains in intact cell membranes. Annual Review of Physical Chemistry. 2005;56:309-336.

154. Anderson RGW, Jacobson K. A Role for Lipid Shells in Targeting Proteins to Caveolae, Rafts, and Other Lipid Domains. Science. 2002; 296: 1821-1825.

155. Simons K, lkonen E. Functional rafts in cell membranes. Nature. 1997:387:569-72.

156. Simons K, Toomre D. Lipid rafts and signal transduction. Nature leviews Molecular cell biology. 2000;1:31-9.

157. Edidin M. Membrane cholesterol, protein phosphorylation and lipid rafts. Science's STKE. 2001;67:PE1.

158. Edidin M. The state of lipid rafts: From model membranes to cells. Annual Review Biophysical Biomolecular Structure. 2003;32:257083.

159. Lommerse PFIM, Spaink HP, Schmidt T. In vivo plasma membrane organization: results of biophysical approaches. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 2004:1664:119.

160. Dykstra ML, Cherukuri A, S.K. Pierce SK. Floating the raft hypothesis for immune receptors: access to rafts controls receptor signaling and trafficking. Traffic 2001; 2: 160-166.

161. Simons K, Ikonen E. Functional rafts in cell membranes. Nature 1997; 387: 569-572.

162. Ikonen E. Roles of lipid rafts in membrane transport. Curr. Opin. Cell Biol. 2001; 3: 470-477.

163. Mayor S, Rothberg KG. Maxfield FR. Sequestration of GPI-anchored proteins in caveolae triggered by cross-linking. Science 1994; 264: 1948-1951.

164. Ipsen JH, Karlstrom G, Mouritsen OG, Wennerstrom H, Zuckermann MJ. Phase equilibria in the phosphatidylcholine-cholesterol system. Biochim. Biophys. Acta 1987: 905: 162-172.

165. McMulIen TP, McElhaney RN. New aspects of the interaction of cholesterol with dipalmitoylphosphatidylcholine bilayers as revealed by high-sensitivity differential scanning calorimetry. Biochim. Biophys. Acta 1995; 1234: 90-98.

166. Sankaram MB, Thompson TE. Cholesterol-induced fluid-phase immiscibility in membranes. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 1991; 88: 8686-8690.

167. Giocondi MC, Milhiet PE, Dosset P, Le Grimellec C. Use of cyclodextrin for AFM monitoring of model raft formation. Biophysical j. 2004; 86(2): 861-869.

168. Smaby JM, Brockman HL, Brown RE. Cholesterol's interfacial interactions with sphingomyelins and phosphatidylcholines: hydrocarbon chain structure determines the magnitude of condensation. Biochemistry 1994; 33: 9135-9142.

169. Cole SL, Grudzien A, Manhart IO, Kelly BL, Oakley H, Vassar R. Statins cause intracellular accumulation of APP, beta-secretase cleaved fragments, and Abeta via an isoprenoid-dependent mechanism. .1. Biol. Chem.2005; 280: 18 755-18 770.

170. Ghosh PK, Vasanji A, Murugesan G, Eppell SJ, Graham LM, Fox PL. Membrane microviscosity regulates endothelial cell motility. Nat Cell Biol. 2002; 4(11):894-900.

171. Ohtani Y. Irie T, Uekama K, Fukunaga K, Pitha J. Differential effects of alpha-, beta-and gamma-cyclodextrins on human erythrocytes. Eur. J. Biochem.1989; 186: 17-22.

172. Kilsdonk EP, Yancey PG, Stoudt GW, Bangerter FW, Johnson VVJ, Phillips MC. Rothblat GH. Cellular cholesterol efflux mediated by cyclodextrins. J. Biol. Chem. 1995; 270: 17250-17256.

173. Klein U, Gimpl G, Fahrenholz F. Alteration of the myometrial plasma membrane cholesterol content with beta-cyclodextrin modulates the binding affinity of the oxytocin receptor. Biochemistry 1995; 34: L3784-13793.

174. Ravichandran R, Divakar S. Inclusion of ring of cholesterol inside the beta-cyclodextrin cavity: Evidence from oxidation reactions and structural studies. J Incl Phenom Macrocyclic Chem 1998; 30: 253-270.

175. Betzel C, Saenger W, Hingerty BE, Brown GM. Topography of cyclodextrin inclusion complexes, part 20 circular and ip-op hydrogen bonding in beta-cyclodextrin undecahydrate: a neutron diffraction study. J Am Chem Soc 1984; 106: 7545-7557.

176. Podlesnik M, Besenicar L, Bavdek A, Kladnik A, Macek P, Anderluh G. Kinetics of cholesterol extraction from lipid membranes by methyl-p-cycIodextrin-A surface plasmon resonance approach. Biochimica el Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes 2008; 1778: 175184.

177. Leventis R, Silvius JR. Use of cyclodextrins to monitor transbilayer movement and differential lipid affinities of cholesterol. Biophys. J. 2001; 81: 2257-2267.

178. Tsamaloukas A, Szadkowska H, Slotte PJ, Heerklotz 11. Interactions of cholesterol with lipid membranes and cyclodextrin characterized by calorimetry Biophys. J.2005; 89: 1109-1119.

179. Kilsdonk EP, Yancey PG, Stoudt GW, Bangerter FW, Johnson WJ, Phillips MC, Rothblat GH. Cellular cholesterol efflux mediated by cyclodextrins. J. Biol. Chem. 1995; 270: 17250-17256.

180. Yancey PG, Rodrigueza WV, Kilsdonk EP, Stoudt GW, Johnson WJ, Philips MC. Rothblat GH. Cellular cholesterol efflux mediated by cyclodextrins: demonstration of kinetic pools and mechanism of efflux. J. Biol. Chem. 1996; 271: 16026-16034.

181. Mahlberg FH, Rothblat GH. Cellular cholesterol efflux. Role of cell membrane kinetic pools and interaction with apolipoproteins AI, AH, and CsJ. Biol. Chem. 1992; 267: 4541—4550.

182. Rothblat GH, Mahlberg FH, Johnson WJ, Philips MC. Apolipoproteins, membrane cholesterol domains, and the regulation of cholesterol flux. J. Lipid Res. 1992; 33: 1091-1097.

183. Hayncs MP, Philips MC, Rothblat GH. Efflux of cholesterol from different cellular pools. Biochemistry 2000; 39: 4508-4517.

184. Mao M, Lin SX, Karylowski OJ, Wustner D, McGraw TE, Maxfield FR. Vesicular and non-vesicular sterol transport in living cells. The endocytic recycling compartment is a major sterol storage organelle.!. Biol. Chem. 2002; 277: 609-617.

185. Fugler L, Clejan S, Bittinan R. Movement of cholesterol between vesicles prepared with different phospholipids or sizes. J. Biol. Chem. 1985; 260: 4098-4102.

186. Lund-Katz S, Laboda HM, McLean LR, Philips MC. Influence of molecular packing and phospholipid type on rates of cholesterol exchange. Biochemistry 1988; 27: 3416-3423.

187. Bar LK, Barenholz Y, Thompson TE. Dependence on phospholipid composition of the fraction of cholesterol undergoing spontaneous exchange between small unilamellar vesicles. Biochemistry 1987; 26: 5460-5465.

188. Ohvo H, Olsio C, Slotte PJ. Effects of sphingomyelin and phosphatidylcholine degradation on cyclodextrin-mediated cholesterol efflux in cultured fibroblasts. Biochim. Biophys. Acta 1997; 1349: 131-141.

189. Ohvo H, Slotte PJ. Cyclodextrin-mediated removal of sterols from monolayers: effects of sterol structure and phospholipids on desorption rate. Biochemistry 1996; 35: 8018-8024.

190. Slotte PJ. Sphingomyelin-cholesterol interactions in biological and model membranes. Chem. Phys. Lipids 1999; 102: 13-27.

191. Brown RE. Sphingolipid organization in biomembranes: what physical studies of model membranes reveal. J. Cell Sci. 1998; 111: 1-9.

192. Tsamaloukas A, Szadkovvska H, Slotte PJ, Heerklotz H. Interactions of cholesterol with lipid membranes and cyclodextrin characterized by calorimetry. Biophys. J.2005; 89: 11091119.

193. Anderson TG, Tan A, Ganz P, Seelig J. Calorimetric measurement of phospholipid interaction with methyl-beta-cyclodextrin. Biochemistry 2004; 43: 2251-2261.

194. Leventis R, Silvius JR. Use of cyclodextrins to monitor transbilayer movement and differential lipid affinities of cholesterol. Biophys. J.2001; 81: 2257-2267.

195. Steck TL, Ye J, Lange Y. Probing red cell membrane cholesterol movement with cyclodextrin. Biophys. J. 2002; 83: 2118-2125.

196. McConnell HM, Vrljic M. Liquid-liquid immiscibility in membranes. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 2003; 32: 469-492.

197. Huang J, Feigenson GW. A microscopic interaction model of maximum solubility of cholesterol in lipid bilayers. Biophys. J.1999; 76: 2142-2157.

198. Haynes MP, Phillips MC, Rothblat GH. Efflux of cholesterol from different cellular pools. Biochemistry. 2000;39:4508-17.

199. Steck TL, Ye J, Lange Y. Probing red cell membrane cholesterol movement with cyclodextrin. Biophys J. 2002;83:2118-25.

200. Levitan I, Christian AE, Tulenko TN, Rothblat GIL Membrane cholesterol content modulates activation of volume-regulated anion current (VRAC) in bovine endothelial cells. Journal of General Physiology. 2000; 115:405—416.

201. Fulop T, Jr, Douziech N, Goulet AC, Desgeorges S, Lintcau A, Lacombe G, Dupuis G. Cyclodextrin modulation of T lymphocyte signal transduction with aging. Mech Ageing Dev. 2001;122:1413-30.

202. Joel E. Ulloth F, Almaguel G, Padilla A, Liming B, Liu J, De Leon M. Characterization of methyl-ß-cyclodextrin toxicity in NGF-differentiated PC 12 cell death. Neurotoxicology 2007: 28(3): 613-621.

203. Ormerod KG, Rogasevskaia TP, Coorssen JR, Mercier AJ. Cholesterol-Independent Effects of Methyl-ß-Cyclodextrin on Chemical Synapses. PLoS ONE 2012; 7(5): e36395. doi: 10.1371 /journal.pone.0036395November 21, 2011; Accepted: April 5, 2012; Published: May 8, 2012.

204. Swaroop M, Thorne N, Rao M, Austin CP, McKew JC, Zheng W. Evaluation of Cholesterol Reduction Activity of Methyl-ß-cyclodextrin Using Differentiated Human Neurons and Astrocytes. J Biomol Screen 2012; 1087057112456877, first published on August 24. 2012 doi: 10.1177/1087057112456877

205. Ottico E, Prinetti A, Prioni S, Giannotta C, Basso L, Chigorno V, Sonnino S. Dynamics of membrane lipid domains in neuronal cells differentiated in cultuie. J Lipid Res. 2003;44:2142-51.

206. Kilsdonk EP, Yancey PG, Stoudt GW, Bangerter FW, Johnson WJ, Phillips MC, Rothblat GH. Cellular cholesterol efflux mediated by cyclodextrins. J Biol Chem. 1995;270:17250-6.

207. Sheets ED, Holowka D, Baird B. Critical role for cholesterol in Lyn-mediated tyrosine phosphorylation of FcepsilonRI and their association with detergent-resistant membranes. J Cell Biol. 1999;145:877-87.

208. Fukasawa M, Nishijima M, Itabe H, Takano T, Hanada K. Reduction of sphingomyelin level without accumulation of ceramide in Chinese hamster ovary cells affects detergent-resistant membrane domains and enhances cellular cholesterol efflux to methyl-beta -cyclodextrin. J Biol Chem. 2000;275:34028-34.

209. Rouquette-Jazdanian AK, Pelassy C, Breittmayer JP, Aussel C. Revaluation of the role of cholesterol in stabilizing rafts implicated in T cell receptor signaling. Cellular Signalling. 2006:18:105.

210. Ottico E, Prinetti A, Prioni S, Giannotta C, Basso L, Chigorno V, Sonnino S. Dynamics of membrane lipid domains in neuronal cells differentiated in cultuie. J Lipid Res. 2003;44:2142-51.

211. Locke D, Koreen IV, Liu JY, Harris AL. Reversible pore block of connexin channels by cyclodextrins. J Biol Chem. 2004;279:22883-92.

212. Hutter-Paier B., Huttunen HJ., Puglielli L„ et al. The ACAT inhibitor CP-113,818 markedly reduces amyloid pathology in a mouse model of Alzheimer's disease. Neuron 2004; 44: 227-238.

213. Shao Z, Li Y. Chermak T, Mitra AK. Cyclodextrins as mucosal absorption promoters of insulin. II. Effects of beta-cyclodextrin derivatives on alphachymotryptic degradation and enteral absorption of insulin in rats. Pharm. Res. 1994; 11:1174-1179.

214. Watanabe Y. Matsumoto Y, Seki M, Takase M, Matsumoto M. Absorption enhancement of polypeptide drugs by cyclodextrins. I. Enhanced rectal absorption of insulin from hollow-type suppositories containing insulin and cyclodextrins in rabbits. Chem. Pharm. Bull. (Tokyo) 1992; 40: 3042-3047.

215. Watanabe Y, Matsumoto Y, Kawamoto K, Yazawa S, Matsumoto M. Enhancing effect of cyclodextrins on nasal absorption of insulin and its duration in rabbits. Chem. Pharm. Bull. (Tokyo)1992; 40:3100-3104.

216. Yang T, Hussain A, Paulson J, Abbruscato TJ, Ahsan F. Cyclodextrins in nasal delivery of low-molecular-weight heparins: in vivo and in vitro studies. Pharm. Res. 2004; 21: 11271136.

217. Schipper NG. Olsson S. Hoogstraate JA, de Boer AG, Varum KM, Artursson P. Chitosans as absorption enhancers for poorly absorbable drugs 2: mechanism of absorption enhancement. Pharm. Res. 1997; 14: 923-929.

218. Loftsson T, Vogensen SE>, Brewster ME, Konradsdottir F. Effects of cyclodextrins on drug delivery through biological membranes. J. Pharm. Sci. 2007; 96: 2532-2546.

219. Merkus FW, Verhoef JC. Romeijn SG, Schipper NG, Absorption enhancing cffect of cyclodextrins on intranasally administered insulin in rats. Pharm. Res. 1991; 8: 588-592.

220. Cyclodextrins in Drug Delivery: An Updated Review Submitted: June 11, 2004; Accepted: January 26, 2005; Published: October 14, 2005 Rajeswari Challa,! Alka Ahuja,l

Javcd Ali, 1 and R.K. Kharl AAPS PharmSciTech 2005; 6 (2) Article 43 (http://www.aapspharmscitech.oru).

221. Wurts W. An evaluation of specific ionic and growth parameters affecting the feasibility of commercially producing red drum (Sciaenops ocellatus). Doctoral dissertation 1987. Texas A&M University, College Station, 1988.

222. Reinhart PH, Chung S, Martin BL, Brautigan DL, Levitan IB. Modulation of Calcium-activated Potassium Channels from Rat Brain by Protein Kinase A and Phosphatase 2A. Journal of Neuroscience 1991; 1 1(6): 1627-1635.

223. Waxman SG, Black JA, Ransom BR, Stys PK. Protection of the axonal cytoskeleton in anoxic optic nerve by decreased extracellular calcium. Brain Res. 1993; 18, 614(1-2): 137-45.

224. DeRiemer SA, Kaczniarek LK, Lai Y, McGuinness TL, Greengard P. Calcium/calmodulin-dependent protein phosphorylation in the nervous system of Aplysia. J Neurosci. 1984;4(6):l618-25.

225. Kirichok Y, Krapivinsky G, Clapham DE. The mitochondrial calcium uniporter is a highly selective ion channel. Nature 2004; 427: 360-364.

226. Hille В. Charges and Poten-tials at the Nerve Surface Divalent ions and pH. JGP The Rockefeller University Press 1968; 51 (2): 221-236.

227. Sauerheber RD, Zimmermann TS, Esgate JA, VanderLaan WP, Gordon LM. Effects of calcium, lanthanum, and temperature on the fluidity of spin-labeled human platelets. Journal of Membrane Biology 1980; 52(3): 201-219.

228. Vest RS, Gonzales LJ, Permann SA, Spencer E, Hansen LD, Judd AM, Bell JD. Divalent Cations Increase Lipid Order in Erythrocytes and Susceptibility to Secretory Phospholipase A2. Biophys J. 2004; 86(4): 2251-2260.

229. Шмидт P, Тевс Г. Физиология человека. Москва Мир 1996; 1:34-35.

230. Blank WF, Jr., Bunge MB, Bunge RP. - The sensitivity of the myelin sheath, particularly the Schwann cell-axolemmal junction, to lowered calcium levels in cultured sensory ganglia. Brain Res 1974; 67: 503-518.

231. Fannon AM, Sherman DL, Ilyina-Gragerova G, Brophy PJ, Friedrich VL, Jr., Colman DR. Novel E-cadherin-mediated adhesion in peripheral nerve: Schwann cell architecture is stabilized by autotypic adherens junctions. J Cell Biol 1995; 129: 189-202.

232. Николе ДГ, Мартин АР,Фукс ПА. От нейрона к мозгу. Москва ЛКИ 2008; 1:158159.

233. Roper J, Schwarz J. Heterogeneous distribution of fast and slow potassium channels in myelinated rat nerve fibres. Physiology 1989; 416(1): 93 - 110.

234. Bostock 11, Sears T, Sherratt R. The effects of 4-aminopyridine and tetraethylammonium ions on normal and demyelinated mammalian nerve fibres. J of . Physiology 1981; 313(1): 301-315.

235. Gorbacheva LR., Storozhevykh ТР., Pinelis VG., Davydova ON., Ishiwata S, Strukova SM. Activated protein С via PARI receptor regulates survival of neurons under conditions of glutamate excitotoxicitv. Biochemistry (Mosc.) 2008; 73: 717-724.

236. Колье OP. Физико-химическая характеристика процесса распространения ритмического возбуждения в соматических нервах. Докт. диссерт. Москва: 1979.

237. Владимиров ЮА, Добрецов ГЕ. Флуоресцентные зонды в исследовании биологических мембран. М.: Наука; 1980.

238. Юсипович АИ., Новиков СМ., Казакова ТА., Ерохова J1A., Браже НА., Лазарев ГЛ., Максимов ГВ. Особенности исследования изолированного нейрона методом лазерной интерференционной микроскопии. Квант, электроника. 2006; 36 (9): 874-878.

239. Brazhe AR., Brazhe NA., Rodionova NN., Yusipovich AI., Ignatyev PS., Maksimov GV., Mosekilde E., Sosnovtseva OV. Non-invasive study of nerve fibres using laser interference microscopy. Philos. Transact. A Math. Phys. Eng. Sci. 2008; 366: 3463-3481

240. Tang S. Generalized algorithm for phase shifting interferometry. Proc SP1E 1996; 2860:34-44.

241. ■ Yusipovich AI, Zagubizhenko MV, Levin GG, Platonova A, Parshina EY, Grygorzcyk R, Maksimov GV, Rubin AB, Orlov SN. Laser interference microscopy of amphibian erythrocytes: impact of cell volume and refractive index. Journal of Microscopy 2011: 244(3): 223-229.

242. Grossmann A, Morlet J. Decomposition of Hardy functions into square integrable wavelets of constant shape. SI AM J of Math An 1984; 15: 723-736.

243. Sosnovtseva OV, Pavlov AN, Mosekilde E, Holstein-Rathlou NH, Marsh DJ. Double-wavelet approach to studying the modulation properties of nonstationary multimode dynamics. Physiol Meas 2005; 26: 351-362.

244. Кэри П. Применение спектроскопии КР и РКР в биохимии. М.: Мир; 1985.

245. fang S. Generalized algorithm for phase shifting interferometry. Proc SPIE 1996; 2860:34-44.

246. Szalontai B, Bagyinka C. Horvath LI. Changes in the Raman spectrum of frog sciatic nerve during action potential propagation. Biochem Biophys Res Commun 1977; 76: 660-665.

247. Merlin J. Resonanca Raman spectroscopy of carotenoids and carotenoid-containing sistems. Pure&Appl Chcm 1985; 57: 785-792.

248. Leopold N, Lend! B. A new method for fast preparation of highly surface-enhanced Raman scattering (SERS) active silver colloids at room temperature by reduction of silver nitrate with hydroxylamine hydrochloride. J Phys Chem B. 2003;107: 5723-5727. doi: 10.1021/jp027460u.

249. Pezolet M, Georgescauld D. Raman spectroscopy of nerve fibers. A study of membrane lipids under steady state conditions. Biophys J. 1985; 47(3): 367-372.

250. Carrier D, Pezolet M. Raman spectroscopic study of the interaction of poly-L-lysine with dipalmitoylphosphatidylglycerol bilayers. Biophys J. 1984; 46(4): 497-506.

251. Абатурова AM, Багров ДВ и др. Нанобиотехпологии практикум/ под ред. Рубина АБ. Москва БИНОМ. Лаборатория знаний 2012.

252. Schreier-Muccillo S, Marsh О. Monitoring the permeability profile of lipid membranes with spin probes. Arch Biochem and Biophys 1976; 172: 1-11.

253. Howarth JV. Heat production in non-myelinated nerves. Phil. Trans. R. Soc. Lon. 1975; 270: 425-432.

254. Howarth JV, Keynes RD, Ritchie JM. The origin of the initial heat associated with a single impulse in mammalian non-myelinated nerve fibers. Physiol. 1968; 194: 745-793.

255. Zhang CL, Ho PL, Kintner DB, Sun D, Chiu SY. Activity-dependent regulation of mitochondrial motilityby calcium and Na/K-ATPase at nodes of Ranvier of myelinated nerves. J Neurosci. 2011; 30: 3555-3566.

256. Rash JE. Molecular disruptions of the panglial syncytium block potassium siphoning and axonal saltatory conduction: pertinence to neuromyelitis optica and other demyelinating diseases of the central nervous system. Neuroscience 2010; 168: 982-1008.

257. Pivovarova NB, Hongpaisan J, Andrews SB, Friel DD. Depolarization-induced mitochondrial Ca accumulation in sympathetic neurons: spatial and temporal characteristics. The Journal of Neuroscience 1999; 19(15): 6372-6384.

258. Duchen MR. Mitochondria and calcium: from cell signalling to cell death. The Journal of Physiology 2000; 529: 57-68.

259. Kutuzov NP, Brazhe AR, Maksimov GV, Dracheva OE, Lyaskovskiy VL, Bulygin FV, Rubin AB. Orientational ordering of carotenoids in myelin membranes resolved by polarized Raman microspectroscopy. Biophys J. 2014; 107(4): 891-900.

260. Moskovits M. Surface-enhanced spectroscopy. Rev. Mod. Phys. 1985; 57:783-827.

261. Wokaun A, Lutz HD, King AP, Wild UP, Ernst RR. Energy transfer in surface enhanced luminescence. J. Chem. Phys. 1983; 79: 509-514.

262. Ray K, Szmacinski H, Enderlein J, Lakowicz JR. Distance dependence of surface plasmon-coupled emission observed using Langmuir-Blodgett films. Appl. Phys. Lett. 2007; 90: 251116.

263. Lakowicz JR, Ray K, Chowdhury M, Szmacinski 11, Fu Y. Plasmon-controlled fluorescence: a new paradigm in fluorescence spectroscopy. Analyst (Lond.) 2008; 133: 1308— 1346.

264. Максимов ГВ, Раденович H, Борисова ЮЕ, Еремич МК. Исследование вязкости возбудимых мембран с помощью спектроскопии комбинационного рассеяния. Биофизика 1996;41:400-406.

265. Simons К, Sampaio JL. Membrane organization and lipid rafts. Cold Spring Harb Perspect Biol 2011; doi: 10.1101/cshperspect.a004697.

266. Levitan I, Christian AE, Tulenko NT, Rothblat GH. Membrane cholesterol content modulates activation of volume-regulated anion current in bovine endothelial cells. J Gen Physiol. 2000; 115(4): 405-416.