Изменение организации цитоскелета эндотелиальных клеток при индукции экзоцитоза телец Вейбеля-Палада тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Виноградова, Татьяна Михайловна

• Виноградова, Татьяна Михайловна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Виноградова, Татьяна Михайловна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Эндотелий и тельца Вейбеля-Палада.

1.1 .Тельца Вейбеля-Паллада, фактор Виллибранда.

1.2. Особенности организации цитоскелета эндотелиальных клеток экзоцитоз тВП.

1.3. Воздействие тромбина на эндотелиальные клетки

2. Цитоскелет и внутриклеточный транспорт

2.1. Система микротрубочек.

2.2. Актиновый цитоскелет

2.3. Промежуточные филаменты.

3. Центросома.

3.1. Структура и состав центросомы.

3.2. Роль центросомы в клеточном цикле и митозе.

3.3. Редупликация центросомы

3.4. Центросома и внешние сигналы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изменение организации цитоскелета эндотелиальных клеток при индукции экзоцитоза телец Вейбеля-Палада»

Эндотелиальные клетки являются основным источником плазматического фактора вон Виллибранда (ФВ), большого мультимерного белка, играющего важную роль в гемостазе. Этот белок накапливается в специфических секреторно-запасающих гранулах эндотелиальных клеток, тельцах Вейбеля-Палада (тВП). При экзоцитозе тВП ФВ высвобождается в виде крупного мультимера, который более активно индуцирует агглютинацию тромбоцитов (Moake et al, 1986) и более эффективно связывается с внеклеточным матриксом (Sporn et al, 1987), чем более мелкие формы этого белка. Массированный экзоцитоз тВП из эндотелиальных клеток происходит в ответ на воздействие некоторыми стимулирующими секрецию агентами, в том числе тромбином (Levin et al, 1982), который обладает протеазной активностью и участвует в каскаде свертывания крови. В мембране тВП находится трансмембранный белок GMP-140, который при экзоцитозе тВП попадает на плазматическую мембрану (Hattori et al, 1989) и функционирует, там как молекула адгезии для нейтрофилов (Geng et al, 1990). Таким образом, запасание и высвобождение тВП является важным элементом участия эндотелиальных клеток как в процессе гемостаза, так и при развитии воспалительных процессов, протекающих в кровеносных сосудах.

Ряд доказательств свидетельствует в пользу того, что количество запасаемых тВП и полярность регулируемого экзоцитоза зависят от организации цитоскелета эндотелиальных клеток. Так целый ряд работ показывает, что в ответ на воздействия, приводящие к долговременным перестройкам цитоскелета, в эндотелиальных клетках происходят заметные изменения как в количестве тВП, так и в уровне высвобождения ФВ, хотя уровень ФВ-специфической мРНК при этом не изменяется (Reinders et al, 1987; Molony and Amstrong, 1991; Galbusera et al, 1997; Galbraith et al, 1998). А эндотелиальные клетки, растущие на коллагеновом геле и на поликарбонатных фильтрах, демонстрируют противоположную полярность экзоцитоза тВП в ответ на одно и тоже воздействие форболовым эфиром, стимулирующим секрецию (Sporn et al, 1987; van Buul-Wortelboer et al, 1989). Эта разница, вероятно, обусловлена различной* организацией цитоскелета, заданной двумя разными субстратами, на которых выращивались клетки. Ряд данных показывает, что во время некоторых сосудистых заболеваний, таких как атеросклероз (Yost and Herman, 1988) происходят изменения в организации цитоскелета, а при сравнительном анализе эндотелиальных клеток из эмбриональных аорт или из аорт взрослых с атеросклеротическими поражениями или липидными бляшками было показано, что в эндотелиальных клетках, выделенных из пораженных сосудов, наблюдаются изменения в длине и триплетном составе цилиндра материнской центриоли (Bystrevskaya et al., 1992). Учитывая эти данные и то, что при условиях, когда у людей развиваются сосудистые дисфункции (т.е. гиперхолистеринемии, диабете, гипертензии) в крови, пациентов обнаруживается повышенное содержание циркулирующего ФВ (Boneu et al, 1975; Blann et al, 1993,1997), кажется весьма актуальной задача изучения возможной роли цитоскелета в запасании и секреции тВП.

На настоящий момент известны две цитоскелетные системы для внутриклеточного транспорта — микротрубочко-зависимое передвижение органелл при помощи моторных белков и перемещение по актиновым филаментам (для обзора см. Rogers and Gelfand, 2000). Вовлечена ли какая-либо из этих систем в перемещение тВП от аппарата Гольджи к клеточной поверхности пока остается неизвестным, хотя показано, что разрушение МТ блокирует как образования тВП, так и их регулируемый экзоцитоз. Для того чтобы выявить возможную связь между распределением и направленным перемещением тВП и компонетами цитоскелета в эндотелиальных клетках мы использовали два подхода -изучали состояние цитоскелета во время индуцированного с помощью тромбина экзоцитоза тВП, а также проверяли, как цитоскелетные перестройки, вызванные с помощью повреждающих агентов, влияют на локализацию и перемещение тВП. Чтобы выяснить, вовлечена ли центросома эндотелиальных клеток в цитоскелет-опосредованный ответ на воздействие тромбина, мы также провели сравнение уровня посттрансляционных модификаций тубулина центриолярного цилиндра в эндотелиальных клетках до и после добавления тромбина.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Виноградова, Татьяна Михайловна

выводы

Тромбин индуцирует направленное к центросоме движение части тВП В эндотелиальных клетках аорты человека в течении 5 минут после добавления, в то время как остальные тВП перемещаются к плазматической мембране и подвергаются экзоцитозу. тромбин вызывает быстрые изменения организации центросомы в эндотелиальных клетках аорты, что выражается в следующем: 1) в течении 1 минуты уменьшается интенсивность окрашивания центриолей антителами к тирозинированному тубулину; 2) в течении 3 минут увеличивается интенсивность окрашивания центриолей антителами к ацетилированному тубулину; 3) в течении 5 минут происходит увеличение количества центриолярных сателлитов, при индукции экзоцитоза тВП тромбином в эндотелиальных клетках пупочной вены не происходит изменения количества центриолярных сателлитов и отсутствует направленное к центросоме движение тВП.

В эндотелиальных клетках пупочной вены тромбин вызывает уменьшение окрашивания центриолей антителами к тирозинированному тубулину и увеличение окрашивания центриолей антителами к ацетилированному тубулину в течении одной минуты после добавления. После пяти минут обработки тромбином выявляется различие в интенсивности окрашивания материнской и дочерней центриолей антителами к ацетилированному тромбину, причем дочерняя центриоль окрашена ярче материнской.

При индукции коллапса промежуточных филаментов в условиях разрушения сети микротрубочек колцемидом происходит перемещение тВП в околоядерную область вместе с промежуточными филаментами.

Разрушение сети промежуточных филаментов в клетках эндотелия аорты и пупочной вены при действии каликулина А сопровождается перемещением тВП к центросоме с образованием компактных кластеров кластеров тВП вокруг материнской центриоли. В клетках, обработанных каликулином А периферические и перицентриолярные тВП колокализованы с микротрубочками. Разрушение актинового цитоскелета с помощью цитохалазина В вызывает в клетках эндотелия аорты образование перицентриолярных кластеров тВП.

Заключение

В настоящей работе впервые показано, что секреторные органеллы могут использовать систему МТ для движения в сторону, противоположную направлению экзоцитоза. Исходя из наших данных, можно предполагать, что движение части тВП к центросоме и образование перицентриолярного кластера тВП является механизмом ограничения уровня секреции ФВ в эндотелиальных клетках, и уровень стимулированного высвобождения секреторного продукта из запасающего клеточного пула зависит от соотношения гранул, двигающихся в направлении к плазматической мембране и от нее. Эти результаты указывают, что система МТ играет важную роль в регуляции уровня стимулированной секреции.

Также результаты, представленные в настоящей работе, впервые демонстрируют, что в эндотелиальных клетках внешний сигнал (тромбин) вызывает быстрое изменение в организации центросомы, включающее изменение уровня иммуноокрашивания центриолей антителами к тирозинированному и ацетилированному тубулину и увеличение количества перицентриолярных сателлитов. Эти результаты представляют первые данные о том что центриоль может выступать как участник событий сигнального каскада при внешнем воздействии, и позволяют предполагать возможность регуляции МТ-заякоривающих или нуклеирующих свойств центросомы посредством внешнего сигнала. Поскольку практически одновременно с увеличением количества перицентриолярных сателлитов в НАЕС происходит перемещение части тВП вплотную к центросоме, кажется весьма вероятным, что именно образование дополнительных сателлитов и заякоривание на них дополнительного пула МТ обеспечивает "рельсы" для движения тВП к центросоме.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Виноградова, Татьяна Михайловна, 2004 год

1. Alieva Ш, Gorgidze LA, Komarova YA, Chernobelskaya OA, Vorobjev IA. (1999) Experimental model for studying the primary cilia in tissue culture cells. Membr Cell Biol.;/2(6):895-905.

2. Alieva IB, Vorobjev IA. (1995) Centrosome behaviour and orientation of centrioles under the action of energy transfer inhibitors. Cell Biol Int. 19(2): 103-12.

3. Allan VJ, Vale RD. (1991) Cell cycle control of microtubule-based membrane transport and tubule formation in vitro. J Cell Biol. 113(2):347-59.

4. Almahbobi G, Williams LJ, Han XG, Hall PF. (1993) Binding of lipid droplets and mitochondria to intermediate filaments in rat Leydig cells. J Reprod Fertil. P<5(1):209-17.

5. Almahbobi G, Hall PF. (1993) Indirect immunofluorescence modified to display two antigens with one light filter. Histochem J. 25(1): 14-8.

6. Andersen SS. (1999) Molecular characteristics of the centrosome. Int Rev Cytol. /57:51-109.

7. Arce CA, Barra HS. (1985) Release of C-terminal tyrosine from tubulin and microtubules at steady state. Biochem J. 226(1):311-7.

8. Argarana CE, Barra HS, Caputto R. (1978) Release of 14C.tyrosine from tubulinyl-[14C]tyrosine by brain extract. Separation of a carboxypeptidase from tubulin-tyrosine ligase. Mol Cell Biochem. 19(1): 17-21.

9. Balczon R, Bao L, Zimmer WE, Brown K, Zinkowski RP, Brinkley BR. (1995) Dissociation of centrosome replication events from cycles of DNA synthesis and mitotic division in hydroxyurea-arrested Chinese hamster ovary cells. J Cell Biol. 130(1): 105-15.

10. Bashour AM, Bloom GS. (1998) 58K, a microtubule-binding Golgi protein, is a formiminotransferase cyclodeaminase. J Biol Chem. 275(31):19612-7.

11. Bershadsky AD, Tint IS, Svitkina TM. (1987) Association of intermediate filaments with vinculin-containing adhesion plaques of fibroblasts. Cell Motil Cytoskeleton. <S(3):274-83.

12. Black MM, Baas PW, Humphries S. (1989) Dynamics of alpha-tubulin deacetylation in intact neurons. JNeurosci. P(l):358-68.

13. Blann AD, Naqvi T, Waite M, McCollum CN. (1993). von Willebrand factor and endothelial damage in essential hypertension. J Hum Hypertens, 7:107-111.

14. Blann AD, Goode GK, Miller JP, McCollum CN. (1997). Soluble P-selectin in hyperlipidaemia with and without symptomatic vascular disease: relationship with von Willebrand factor. Blood Coagul Fibrinol, 5:200 -204.

15. Bloom GS, Brashear ТА. (1989) A novel 58-kDa protein associates with the Golgi apparatus and microtubules. J Biol Chem. 264(21): 16083-92.

16. Bloom G. S., Goldstain L. S. B. (1998) Cruising along microtubule highways: how membranes move through the secretory pathway. J. Cell Biol. 140 : 1277-1280.

17. Bobinnec Y, Khodjakov A, Mir LM, Rieder CL, Edde B, Bornens M. (1998) Centriole disassembly in vivo and its effect on centrosome structure and function in vertebrate cells. J Cell Biol. 143(6): 1575-89.

18. Bobinnec Y, Moudjou M, Fouquet JP, Desbruyeres E, Edde B, Bornens M. (1998) Glutamylation of centriole and cytoplasmic tubulin in proliferating non-neuronal cells. Cell Motil Cytoskeleton. 5P(3):223-32.

19. Bogatcheva NV, Garcia JG, Verin AD. (2002) Molecular mechanisms of thrombin-induced endothelial cell permeability. Biochemistry (Mosc). 67(l):75-84.

20. Boneu B, Abbal M, Plante J, Bierme R. (1975). Factor-VIII complex and endothelial damage. Lancet, 7:1430.

21. Bonfanti R, Furie ВС, Furie B, Wagner DD. (1989) PADGEM (GMP140) is a component of Weibel-Palade bodies of human endothelial cells.Blood. 73(5): 1109-12.

22. Bonnet C, Boucher D, Lazereg S, Pedrotti B, Islam K, Denoulet P, Larcher JC. Differential binding regulation of microtubule-associated proteins MAPI A, MAP1B, and MAP2 by tubulin polyglutamylation. (2001) J Biol Chem. 276(16): 12839-48.

23. Brinkley BR, Cox SM, Pepper DA, Wible L, Brenner SL, Pardue RL. (1981) Tubulin assembly sites and the organization of cytoplasmic microtubules in cultured mammalian cells. J Cell Biol. P0(3):554-62.

24. Brinkley BR. (1985) Microtubule organizing centers. Annu Rev Cell Biol. 7:145-72.

25. Brown MJ, Hallam JA, Liu Y, Yamada KM, Shaw S. (2001). Cutting edge: integration of human T lymphocyte cytoskeleton by the cytolinker plectin. J Immunol., 767(2):641-5.

26. Brown A, Bernier G, Mathieu M, Rossant J, Kothary R; (1995) The mouse dystonia musculorum gene is a neural isoform of bullous pemphigoil antigen. J Nat Genet /0:301—306.

27. Burkhardt JK, Mcllvain JM Jr, Sheetz MP, Argon Y. (1993) Lytic granules from cytotoxic T cells exhibit kinesin-dependent motility on microtubules in vitro. J Cell Sci. 104 (1):151-62.

28. Burton PR, Paige JL. (1981) Polarity of axoplasmic microtubules in the olfactory nerve of the frog. Proc Natl Acad Sci USA. 7Ǥ(5):3269-73.

29. Bystrevskaya VB, Lichkun W, Krushinsky AV, Smirnov VN. (1992) Centriole modification in human aortic endothelial cells. J Struct Biol. 709(1):1-12 .

30. Bystrevskaya VB, Balashova EE, Smirnov VN., (2000) Pattern of centriole immunostaining for acetylated or tyrosynated tubulin changes during mitosis in 3T3 (A-31) cells bun not in SV40 3T3 cells. Mol. Biol. Cell. ll(suppl):372a.

31. Cabre F, Tost D, Suesa N, Gutierrez M, Ucedo P, Mauleon D, Carganico G. (1993) Synthesis and release of platelet-activating factor and eicosanoids in human endothelial cells induced by different agonists. Agents Actions. 3<5(3-4):212-9.

32. Gard DL, Hafezi S, Zhang T, Doxsey SJ. (1990) Centrosome duplication continues in cycloheximide-treated Xenopus blastulae in the absence of a detectable cell cycle. J Cell Biol. //0(6):2033-42.

33. Caron JM. (1997) Posttranslational modification of tubulin by palmitoylation: I. In vivo and cell-free studies. Mol Biol Cell. S(4):621-36.

34. Сагу RB, Klymkowsky MW, Evans RM, Domingo A, Dent JA, Backhus LE: (1994) Vimentin's tail interacts with actin-containing structures in vivo. J Cell Sci. 107 (6): 1609-22

35. Catlett NL, Weisman LS. (1998) The terminal tail region of a yeast myosin-V mediates its attachment to vacuole membranes and sites of polarized growth. Proc Natl Acad Sci U S A. 95(25): 14799-804.

36. Chang P, Giddings TH Jr, Winey M, Stearns T. (2003) Epsilon-tubulin is required for centriole duplication and microtubule organization. Nat Cell Biol. 5(l):71-6.

37. Chevrier V, Paintrand M, Koteliansky V, Block MR, Job D. (1995) Identification of vinculin as a pericentriolar component in mammalian cells. Exp Cell Res. 2/9(2):399-406

38. Chretien D, BuendiaB, Fuller SD, Karsenti E. (1997) Reconstruction of the centrosome cycle from cryoelectron micrographs. J Struct Biol. 120(2): 117-33.

39. Cole N. В., Lippincott-Schwartz J. (1995) Organization of organelles and membrane traffic by microtubules. Cur. Opin. Cell Biol. 7: 55-64.

40. Correia I, Chu D, Chou YH, Goldman RD, Matsudaira P. (1999) Integrating the actin and vimentin cytoskeletons. adhesion-dependent formation of fimbrin-vimentin complexes in macrophages. J Cell Biol. 74tf(4):831-42.

41. DeFoor PH, Stubblefield E. Effects of actinomycin D, amethopterin, and 5-fluro-2-deoxyuridine on procentriole formation: in Chinese hamster fibroblasts in culture. Exp Cell Res. 1974 Mar 30;85(1): 136-42.

42. Dillman JF, Pfister KK. (1994). Differential phosphorylation in vivo of cytoplasmic dynein associated with anterogradely moving organelles. J Cell Biol./27:1671-1681.

43. Diviani D, Scott JD. (2001) AKAP signaling complexes at the cytoskeleton. J Cell Sci. //4(8): 1431-7.

44. Dulic V, Lees E, Reed SI. (1992) Association of human cyclin E with a periodic Gl-S phase protein kinase. Science. 257(5078): 1958-61.

45. Eckert BS. (1986) Alteration of the distribution of intermediate filaments in PtKl cells by acrylamide. П: Effect on the organization of cytoplasmic organelles. Cell Motil Cytoskeleton. 6(1): 15-24.

46. Edde B, Rossier J, Le Caer JP, Desbruyeres E, Gros F, Denoulet P. (1990) Posttranslational glutamylation of alpha-tubulin. Science. 247(4938):83-5.

47. Eitzen G. (2003) Actin remodeling to facilitate membrane fusion. Biochim Biophys Acta. 18: 175-81.

48. Eriksson JE, Brautigan DL, Vallee R, Olmsted J, Fujiki H, Goldman RD. (1992) Cytoskeletal integrity in interphase cells requires protein phosphatase activity. Proc Natl Acad Sci USA. 89(22): 11093-7.

49. Espina Al, Castellanos AV, Fereira JL. (2003) Age-related changes in blood capillary endothelium of human dental pulp: an ultrastructural study. Int Endod J. 36(6):395-403.

50. Ettenson DS, Gotlieb Al. (1992) Centrosomes, microtubules, and microfilaments in the reendothelialization and remodeling of double-sided in vitro wounds. Lab Invest. 66(6): 72233.

51. Euteneuer U, Mcintosh JR. (1981) Structural polarity of kinetochore microtubules in PtKl cells. J Cell Biol. <SP(2):338-45.

52. Euteneuer U, Jackson WT, Mcintosh JR. (1982) Polarity of spindle microtubules in Haemanthus endosperm. J Cell Biol. P4(3):644-53.

53. Ewenstein BM, Warhol MJ, Handin Rl, Pober JS. (1987) Composition of the von Willebrand factor storage organelle (Weibel-Palade body) isolated from cultured human umbilical vein endothelial cells. J Cell Biol. 104(5): 1423-33.

54. Farshori P, Holzbaur EL. (1997). Dynactin phosphorylation is modulated in response to cellular effectors. Biochem Biophys Res Commun. 232: 810-816.

55. Faruki S, Geahlen RL, Asai DJ. (2000) Syk-dependent phosphorylation of microtubules in activated B-lymphocytes. J Cell Sci. //3(14):2557-65.

56. Fath KR, Trimbur GM, Burgess DR. (1994). Molecular motors are differentially distributed on Golgi membranes from polarized epithelial cells. J Cell Biol. 126: 661- 675.

57. Fuller MT. (1995) Riding the polar winds: chromosomes motor down east. Cell. 5/(l):5-8.

58. Galbraith CG, Skalak R, Chien S. (1998). Shear stress induces spatial reorganization of the endothelial cell cytoskeleton. Cell Motil Cytoskeleton. 40:317-330.

59. Galdal KS, Evensen SA, Hoglund AS, Nilsen E. (1984). Actin pools and actin microfilament organization in cultured human endothelial cells after exposure to thrombin. Br J Haematol, 55(4):617-25.

60. Gao XD, Albert S. (2003) A role for exocytosis in the spatial regulation of actin organization. Scientific WorldJournal., 18:1359-62.

61. Gasman S, Chasserot-Golaz S, Bader MF, Vitale N. (2003) Regulation of exocytosis in adrenal chromaffin cells: focus on ARF and Rho GTPases. Cell Signal., 75(10):893-9

62. Gasman S, Chasserot-Golaz S,.Malacombe M, Way M, Bader MF. (2004) Regulated exocytosis in neuroendocrine cells: a role for subplasmalemmal Cdc42/N-WASP-induced actin filaments. Mol Biol Cell. 75(2):520-31.

63. Geiger B, Rosen D, Berke G. Spatial relationships of microtubule-organizing centers and the contact area of cytotoxic T lymphocytes and target cells.

64. Gelfand VI, Scholey JM. (1992) Cell biology. Every motion has its motor. Nature. 55P(6395):480-2.

65. Georgatos SD, Blobel G. (1987) Lamin В constitutes an intermediate filament attachment site at the nuclear envelope. J Cell Biol. /05(1): 117-25.

66. Gilbert SP, Sloboda RD. (1984) Bidirectional transport of fluorescently labeled vesicles introduced into extruded axoplasm of squid Loligo pealei. J Cell Biol. PP(2):445-52.

67. Golden CL, Kohler JP, Nick HS, Visner GA. (1995) Effects of vasoactive and inflammatory mediators on endothelin-1 expression in pulmonary endothelial cells. Am J Respir Cell Mol Biol. /2(5):503-12.

68. Gotlieb Al, Subrahmanyan L, Kalnins VI. (1983) Microtubule-organizing centers and cell migration: effect of inhibition of migration and microtubule disruption in endothelial cells. J Cell Biol. 96(5): 1266-72.

69. Gromley A, Jurczyk A, Sillibourne J, Halilovic E, Mogensen M, Groisman I, Blomberg M, Doxsey S. (2003) A novel human protein of the maternal centriole is required for the final stages of cytokinesis and entry into S phase. J Cell Biol. /б/(3):535-45.

70. Gundersen GG, Khawaja S, Bulinski JC. (1987) Postpolymerization detyrosination of alpha-tubulin: a mechanism for subcellular differentiation of microtubules. J Cell Biol. /05(1):251-64.

71. Gurland G, Gundersen GG. 1995 Stable, detyrosinated microtubules function to localize vimentin intermediate filaments in fibroblasts. J Cell Biol. /3/(5): 1275-90.

72. Geng JG, Bevilacqua MP, Moore KL, Mclntyre TM, Prescott SM, Kim JM, Bliss GA, Zimmerman GA, McEver RP. (1990). Rapid neutrophil adhesion to activated endothelium mediated by GMP-140. Nature, 343:151-160.

73. Gospodarowicz D., Ill C. (1980) Extracellular matrix and control of proliferation of vascular endothelial cell. J Clin Invest, 55:1351-1364.

74. Gotlieb Al, Subrahmanyan L, Kalnins VI. (1983). Microtubule-organizing centers and cell migration: effect of inhibition of migration and microtubule disruption in endothelial cells. J Cell Biol, 95(5): 1266-72.

75. Govindan B, Bowser R, Novick P. (1995) The role of Myo2, a yeast class V myosin, in vesicular transport. J Cell Biol. /25(6): 1055-68.

76. Hartwell LH, Weinert ТА. (1989) Checkpoints: controls that ensure the order of cell cycle events. Science. 246(4930):629-34.

77. Hay M, De Boni U. (1991) Chromatin motion in neuronal interphase nuclei: changes induced by disruption of intermediate filaments. Cell Motil Cytoskeleton. 7S(l):63-75.

78. Havel MP, Griesmacher A, Weigel G, Owen A, Simon P, Teufelsbauer H, Vukovich T, Wolner E. (1992) Aprotinin increases release of von Willebrand factor in cultured human umbilical vein endothelial cells. Surgery. 112(3):573-7.

79. Heidemann SR, Landers JM, Hamborg MA. (1981) Polarity orientation of axonal microtubules. J Cell Biol. 9/(3):661-5.

80. Herman IM, Pollard TD, Wong AJ. (1982) Contractile proteins in endothelial cells. NY Acad Sci, 407:50-60.

81. Hinchcliffe EH, Miller FJ, Cham M, Khodjakov A, Sluder G. (2001) Requirement of a centrosomal activity for cell cycle progression through G1 into S phase. Science. 29/(5508): 1547-50.

82. Hirokawa N. (1994) Microtubule organization and dynamics dependent on microtubule-associated proteins. Curr Opin Cell Biol. 6(1):74-81.

83. Hirokawa N. (1998) Kinesin and dynein superfamily proteins and the mechanism of organelle transport. Science. 279(5350):519-26.

84. Hirokawa N, Noda Y, Okada Y. (1998) Kinesin and dynein superfamily proteins in organelle transport and cell division. Curr Opin Cell Biol. /0(1):6О-73.

85. Hunziker W, Male P, Mellman I. (1990) Differential microtubule requirements for, transcytosis in MDCK cells. EMBO J. 9(11):3515-25.

86. Hyman AA, Karsenti E. (1996) Morphogenetic properties of microtubules and mitotic spindle assembly. Cell. <W(3):401-10.

87. Izushi K, Fujiwara Y, Tasaka K. (1992). Identification of vimentin in rat peritoneal mast cells and its phosphorylation in association with histamine release. Immunopharmacology, 23:153161.

88. Jaffe EA, Hoyer LW, Nachman RL. (1974) Synthesis of von Willebrand factor by cultured human endothelial cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 7/(5): 1906-9.

89. Jackson PK, Chevalier S, Philippe M, Kirschner MW. (1995) Early events in DNA replication; require cyclin E and are blocked by p21CIPl. J Cell Biol. 130(4):755-69.

90. Jaffe EA, Nachman RL, Becker CG, Minick CR: (1973) Culture of human endothelial cells derived from umbilical veins. Identification by moфhologic and immunologic criteria. J Clin Invest. J2(ll):2745-56.

91. Jones JC, Goldman AE, Yang HY, Goldman RD. (1985) The organizational fate of intermediate filament networks in two; epithelial cell types during mitosis. J Cell Biol. /00(1):93-102.

92. Jones JC, Goldman AE, Steinert PM, Yuspa S, Goldman RD. (1982) Dynamic aspects of the supramolecular organization of intermediate filament networks in cultured epidermal cells. Cell Motil. 2(3): 197-213.

93. Kapeller R, Toker A, Cantley LC, Carpenter CL. ( 1995) Phosphoinositide 3-kinase binds constitutively to alpha/beta-tubulin and binds to gamma-tubulin in response to insulin. J Biol Chem. 270(43):25985-91.

94. Kasprzak AA, Hajdo L. (2002) Directionality of kinesin motors. Acta Biochim Pol. 49(4):8 13-21.

95. Keryer G, Skalhegg BS, Landmark BF, Hansson V, Jahnsen T, Tasken K. (1999) Differential localization of protein kinase A type П isozymes in the Golgi-centrosomal area. Exp Cell Res. 249(1): 131-46.

96. Khodjakov A, Lizunova EM, Minin AA, Koonce MP, Gyoeva FK. (1998) A specific light chain of kinesin associates with mitochondria in cultured cells. Mol Biol Cell. 9(2):333-43.

97. Khodjakov A, Rieder CL. (1999) The sudden recruitment of gamma-tubulin to the centrosome at the onset of mitosis and its dynamic exchange throughout the cell cycle, do not require microtubules. J Cell Biol. 146(3):585-96.

98. Khodjakov A, Cole RW, Oakley BR, Rieder CL. (2000) Centrosome-independent mitotic spindle formation in vertebrates. Curr Biol. 10(2):59-67.

99. Khodjakov A, Rieder CL. (2001) Centrosomes enhance the fidelity of cytokinesis in vertebrates and are required for cell cycle progression. J Cell Biol. 753(l):237-42.

100. King-Smith C, Paz P, Lee CW, Lam W, Burnside B. (1997) Bidirectional pigment granule migration in isolated retinal pigment epithelial cells requires actin but not microtubules. Cell Motil Cytoskeleton. 5S(3):229-49.

101. Kreitzer G, Liao G, Gundersen GG. (1999) Detyrosination of tubulin regulates the interaction of intermediate filaments with microtubules in vivo via a kinesin-dependent mechanism. Mol Biol Cell. 10(4): 1105-18.

102. Kupfer A, Dennert G, Singer SJ. ( 1985) The reorientation of the Golgi apparatus and the microtubule-organizing center in the cytotoxic effector cell is a prerequisite in the lysis of bound target cells. J Mol Cell Immunol. 2(l):37-49.

103. Kuznetsov SA, Langford GM, Weiss DG. (1992) Actin-dependent organelle movement in squid axoplasm. Nature. 356(6371):722-5.

104. Lacey KR, Jackson PK, Stearns T. (1999) Cyclin-dependent kinase control of centrosome duplication. Proc Natl Acad Sci U S A. P6(6):2817-22.

105. Lange BM, Gull K. (1995) A molecular marker for centriole maturation in the mammalian cell cycle. J Cell Biol. 130(4):919-27.

106. Lange BM. (2002) Integration of the centrosome in cell cycle control, stress response and signal transduction pathways. Curr Opin Cell Biol. 14(l):35-43.

107. Larsen TH, HuitfeldtHS, Myking O, Saetersdal T. (1993) Microtubule-associated distribution of specific granules and secretion of atrial natriuretic factor in primary cultures of rat cardiomyocytes. Cell Tissue Res. 272(2) :201 -10.

108. Lee TY, Rosenthal A, Gotlieb Al. (1996) Transition of aortic endothelial cells from resting to migrating cells is associated with three sequential patterns of microfilament organization. J Vase Res, 33(1): 13-24.

109. Levine JD, Harlan JM, Harker LA, Joseph ML, Counts RB. (1982): Thrombin-mediated release of factor VIE antigen from human umbilical vein endothelial cells in culture. Blood 60:531-534.

110. L'Hernault SW, Rosenbaum JL. (1985) Chlamydomonas alpha-tubulin is posttranslationally modified by acetylation on the epsilon-amino group of a lysine. Biochemistry. 24(2):473-8.

111. Liu SM, Magnusson KE, Sundqvist T. (1993) Microtubules are involved in transport of macromolecules by vesicles in cultured bovine aortic endothelial cells. J Cell Physiol. 755(2):311-6.

112. Lloyd RA, Gentleman S, Chader GJ. (1994) Assay of tubulin acetyltransferase activity in subcellular tissue fractions. Anal Biochem. 275(l):42-6.12125.

113. Loesberg C, Gonsalves MD, Zandbergen J, Willems C, van Aken WG, Stel HV, van Mourik JA, de Groot PG. (1983). The effect of calcium on the secretion of factor УШ-related antigen by cultured human endothelial cells. Biochim Biophys Acta, 763: 160-168.

114. Malik AB, Lo SK, Bizios R. (1986) Thrombin-induced alterations in endothelial permeability. Ann NY Acad Sci. 485:293-309.

115. Mandeville EC, Rieder CL. (1990) Keratin filaments restrict organelle migration into the forming spindle of newt pneumocytes. Cell Motil Cytoskeleton. /5(2): 111-20.

116. Marcus K, Moebius J, Meyer HE. (2003) Differential analysis of phosphorylated proteins in resting and thrombin-stimulated human platelets. Anal Bioanal Chem. 376(7): 973-93.

117. Marshall WF, Rosenbaum JL. (1999) Cell division: The renaissance of the centriole. Curr Biol. P(6):218-20. Matteoni R, Kreis ТЕ. Translocation and clustering of endosomes and lysosomes depends on microtubules. J Cell Biol. 1987 Sep;105(3):1253-65.

118. McEver RP, Beckstead JH, Moore KL, Marshall-Carlson L, Bainton DF. (1989) GMP-140, a platelet alpha-granule membrane protein, is also synthesized by vascular endothelial cells and1 is localized in Weibel-Palade bodies. J Clin Invest. 84(l):92-9.

119. McIntosh JR, Pfarr CM. (1991) Mitotic motors. J Cell Biol. 115(3):577-85.

120. McIntosh JR, Porter ME. (1989) Enzymes for microtubule-dependent motility. J Biol Chem. 264( ll):6001-4.

121. Mermall V, Post PL, Mooseker MS. (1998) Unconventional myosins in cell movement, membrane traffic, and signal transduction. Science. 279(5350):527-33.

122. Mitchison ! T, Kirschner M. (1984) Dynamic instability of microtubule growth. Nature, 312(5991):237-42.

123. Mizuno O, Hirano K, Nishimura J, Kubo C, Kanaide H. (2000). Proteolysis and phosphorylation-mediated regulation of thrombin receptor activity in in situ endothelial cells. Eur J Pharmacol, 389(1): 13-23.

124. Morris RL, Hollenbeck PJ. (1995) Axonal transport of mitochondria along microtubules and F-actin in living vertebrate neurons. J Cell Biol. /57(5):1315-26.

125. Mogensen MM, Malik A, Piel M, Bouckson-Castaing V, Bornens M. (2000) Microtubule minus-end anchorage at centrosomal and non-centrosomal sites: the role of ninein. J Cell Sci. Sep;//3 (17):3013-23.

126. Molony L, Armstrong L. (1991). Cytoskeletal reorganization in human umbilical vein endothelial cells as a result of cytokine exposure. Exp Cell Res, /96:40-48.

127. Moritz M, Braunfeld MB, Sedat JW, Alberts B, Agard DA. (1995) Microtubule nucleation by gamma-tubulin-containing rings in the centrosome. Nature. 575(6557):638-40.

128. Muallem S., Kwiatkowska K., Xu X., Yin H. (1995) Actin filament disassemble is a ufficient final trigger for exocytosis in nonexcitable cells. J Cell Biol. /25(4):589-98.

129. Nachman RL, Jaffe EA. (1975) Subcellular platelet factor VIII antigen and von Willebrand factor. J Exp Med. 141{5):\ 101-13.

130. Neco P, Rossetto O, Gil'A; Montecucco C, Gutierrez LM. (2003) Taipoxin induces F-actin fragmentation and enhances release of catecholamines in bovine chromaffin cells. J Neurochem., 55(2): 329-37.

131. Niclas J, Allan VJ, Vale RD. (1996) Cell cycle regulation of dynein association with membranes modulates microtubule-based organelle transport. J Cell Biol. 133(3):585-93.

132. Paintrand M, Moudjou M, Delacroix H, Bornens M. (1992) Centrosome organization and centriole architecture: their sensitivity to divalent cations. J Struct Biol. 108(2): 107-28.

133. Pape R, Plattner H. (1990) Secretory organelle docking at the cell membrane of Paramecium cells: dedocking and synchronized redocking of trichocysts. Exp Cell Res. 191(2):263-72.

134. Pearson JD. (1993): The control of production and release of haemostatic factors in the endothelial cell. Baillieres Clin Haematol. 6(3):629-51.

135. Phillips SG, Rattner JB. (1976) , Dependence of centriole formation on protein synthesis. J Cell Biol. 70(1):9-19.

136. Piel M, Meyer P, Khodjakov A, Rieder CL, Bornens M. (2000) The respective contributions of the mother and daughter centrioles to centrosome activity and behavior in vertebrate cells. J Cell Biol. 149(2):317-30.

137. Polgar J, Lane WS, Chung SH, Houng AK, Reed GL.(2003) Phosphorylation of SNAP-23 in activated human platelets. J Biol Chem., 275(45): 44369-76.

138. Polyak K, Kato JY, Solomon MJ, Sherr CJ, Massague J, Roberts JM, Koff A. (1994) p27Kipl, a cyclin-Cdk inhibitor, links transforming growth factor-beta and contact inhibition to cell cycle arrest. Genes Dev. S(l):9-22.

139. Poole CA, Jensen CG, Snyder JA, Gray CG, Hermanutz VL, Wheatley DN. (1997) Confocal analysis of primary cilia structure and colocalization with the Golgi apparatus in chondrocytes and aortic smooth muscle cells. Cell Biol Int. 2/(8):483-94.

140. Poole CA, Zhang ZJ, Ross JM. (2001) The differential distribution of acetylated and detyrosinated alpha-tubulin in the microtubular cytoskeleton and primary cilia of hyaline cartilage chondrocytes. J Anat. /99(4):393-405.

141. Pryzwansky KB, Merricks EP. (1998). Chemotactic peptide-induced changes of intermediate filament organization in neutrophils during granule secretion: role of cyclic guanosine monophosphate. Moll Biol CelL, 9: 2933-2947.

142. Raff JW, Glover DM. (1988) Nuclear and cytoplasmic mitotic cycles continue in Drosophila embryos in which DNA synthesis is inhibited with aphidicolin. J Cell Biol. /07(6):2OO9-19.

143. Raposo G, Cordonnier MN, Tenza D, Menichi B, Durrbach A, Louvard D,. Coudrier E. (1999) Association of myosin I alpha with endosomes and lysosomes in mammalian cells. Mol Biol Cell. /0(5): 1477-94.

144. Redeker V, Levilliers N; Schmitter JM, Le Caer JP, Rossier J, Adoutte A, Bre MH. (1994) Polyglycylation of tubulin: a posttranslational modification in axonemal microtubules. Science. 266(5191): 1688-91.

145. Reinders JH, Vervoorn RC, Verweij CL, van Mourik JA, de Groot PG. (1987). Perturbation of cultured human vascular endothelial cells by phorbol ester or thrombin alters the cellular von Willebrand factor distribution. J Cell Physiol. /55:79-87.

146. Reinton N, Collas P, Haugen ТВ, Skalhegg BS, Hansson V, Jahnsen T, Tasken K. (2000) Localization; of a novel; human; A-kinase-anchoring protein, hAKAP220, during spermatogenesis. DevBiol. 223(1): 194-204.

147. Rieder C.L. Borisy G.G. (1982) The centrosome cycle in PtK2 cells: assymetric distribution and structural change in the pericentriolar material. Biol. Cell. 44: 117-132

148. Risen LA, Binder PS, Nayak SK. (1987) Intermediate filaments and their organization in human corneal endothelium. Invest Ophthalmol Vis Sci. 25(12): 1933-8.

149. Robbins E., Jentzsch G., Micali A (1968) The centriole cycle in synchronized HeLa cells. J. Cell Biol. 36: 329-339

150. Robinson JM, Vandre DD. (1995) Stimulus-dependent alterations in macrophage microtubules: increased tubulin polymerization and detyrosination. J Cell Sci. /0£(2):645-55.

151. Rodionov VI, Gyoeva FK, Gelfand VI. (1991) Kinesin is responsible for centrifugal movement of pigment granules in melanophores. Proc Natl Acad Sci USA. 88(11):4956-60.

152. Rogers SL, Tint IS, Fanapour PC, Gelfand VI. (1997) Regulated bidirectional motility of melanophore pigment granules along microtubules in vitro. Proc Natl Acad Sci U S A. P4(8):3720-5.

153. Rogers SL, Gelfand VI. (1998) Myosin cooperates with microtubule motors during organelle transport in melanophores. Curr Biol. 5(3): 161-4;

154. Rogers SL, Gelfand VI. (2000) Membrane trafficking, organelle transport, and the cytoskeleton. Curr Opin Cell Biol. 12(l):57-62.

155. Rossanese OW, Reinke CA, Bevis BJ, Hammond AT, Sears IB, O'Connor J, Glick BS. (2001) A role for actin, Cdclp, and Myo2p in the inheritance of late Golgi elements in Saccharomyces cerevisiae. J Cell Biol. /53(l):47-62.

156. Rosenbaum J. (2000) Cytoskeleton: functions for tubulin modifications at last. Curr Biol. 70(21):8Ol-3.

157. Rothwell SW, Nath J, Wright DG. (1989) Interactions of cytoplasmic granules with microtubules in human neutrophils. J Cell Biol. 108(6):2313-26.

158. Rothwell SW, Nath J, Wright DG. (1993) Rapid and reversible tubulin tyrosination in human neutrophils stimulated by the chemotactic peptide, fMet-Leu-Phe. J Cell Physiol. 154(3):582

159. Sakamoto T, Hinton DR, Sakamoto H, Gopalakrishna R, Ryan SJ, McDonnell PJ. (1995) Thrombin induced cytoskeletal change in cultured bovine corneal endothelial cells mediated via protein kinase С pathway. Curr Eye Res. /4(l):35-45.

160. Saetersdal T, Greve G, Dalen H. (1990) Associations between beta-tubulin and mitochondria in adult isolated heart myocytes as shown by immunofluorescence and immunoelectron microscopy. Histochemistry. 95(1): 1-10.

161. Saragoni L, Hernandez P, Maccioni RB. (2000) Differential association of tau with subsets of microtubules containing posttranslationally-modified tubulin variants in neuroblastoma cells. Neurochem Res. 25(l):59-70.

162. Sathish K, Padma B, Munugalavadla V, Bhargavi V, Radhika KV, Wasia R, Sairam M, Singh SS. (2004) Phosphorylation ofprofilin regulates its interaction with actin and poly (L-proline). Cell Signal., I6(5):589-96.

163. Savion N, Vlodavsky I, Greenburg G, Gospodarowicz D. (1982) Synthesis and distribution of cytoskeletal elements in endothelial cells as a function of cell growth and organization.! Cell Physiol.,//0(2)129-41.

164. Sawin KE, Scholey JM. (1991) Motor proteins in cell division. Trends Cell Biol. /(5): 122-9.

165. Schneider A, Plessmann U, Weber K. (1997) Subpellicular and flagellar microtubules of Trypanosoma brucei are extensively glutamylated. J Cell Sci. 110 ( 4):431-7.

166. Schmitz F, Wallis KT, Rho M, Drenckhahn D, Murphy DB. (1994).Intracellular distribution of kinesin in chromaffin cells. Eur J Cell Biol 63:11- 83.

167. Schnackenberg BJ, Khodjakov A, Rieder CL, Palazzo RE. (1998) The disassembly and reassembly of functional centrosomes in vitro. Proc Natl Acad Sci USA. 95( 16):9295-300.

168. Schnackenberg В J, Palazzo RE. (1999) Identification and function of the centrosome centromatrix. Biol Cell. 9/(6):429-38.

169. Schott D, Ho J, Pruyne D, Bretscher A. (1999) The COOH-terminal domain of Myo2p, a yeast myosin V, has a direct role in secretory vesicle targeting. J Cell iol. 147(A):191-808.

170. Shikata Y, Birukov KG, Birukova AA, Venn A, Garcia JG. (2003) Involvement of site-specific FAK phosphorylation in sphingosine-1 phosphate- and thrombin-induced focal adhesion remodeling: role of Src and GIT. FASEB J., 77(15):2240-9.

171. Sinha S, Wagner DD. (1987) Intact microtubules are necessary for complete processing, storage and regulated secretion of von Willebrand factor by endothelial cells. Eur J Cell Biol. 43(3):377-83.

172. Sluder G, Lewis K. (1987) Relationship between nuclear DNA synthesis and centrosome reproduction in sea urchin eggs. J Exp Zool. 244( 1):89-100.

173. Sluder G, Miller FJ, Cole R, Rieder CL. (1990) Protein synthesis and the cell cycle: centrosome reproduction in sea urchin eggs is not under translational control. J Cell Biol. //0(6):2O25-32.

174. Smith S, de Lange T. (1999) Cell cycle dependent localization of the telomeric PARP, tankyrase, to nuclear pore complexes and centrosomes. J Cell Sci. 112 ( 21):3649-56.

175. Snyder JA, Mcintosh JR. (1975) Initiation and growth of microtubules from mitotic centers in lysed mammalian cells. J Cell Biol. 67(3):744-60.

176. Sporn LA, Marder VJ, Wagner DD. (1987): Von Willebrand factor released from Weibel-Palade bodies bind more avidly to extracellular matrix that secreted constitutively. Blood 69,: 1531-1534.

177. Sporn LA, Marder VJ, Wagner DD. (1989) Differing polarity of the constitutive and regulated secretory pathways for von Willebrand factor in endothelial cells. J Cell Biol 108(A): 1283-9.

178. Stein PA, Toret CP, Salic AN, Rolls MM, Rapoport ТА. (2002) A novel centrosome-associated protein with affinity for microtubules. J Cell Sci. 775(17):3389-402.

179. Stowers L, Yelon D, Berg LJ, Chant J. Regulation of the polarization of T cells toward antigen-presenting cells by Ras-related GTPase CDC42. Proc Natl Acad Sci U S A. 1995 May 23;92(11):5027-31.

180. Stromer MH, Bendayan M. (1990) Immunocytochemical identification of cytoskeletal linkages to smooth muscle cell nuclei and mitochondria. Cell Motil Cytoskeleton. /7(1):11-8.

181. Swan JA, Solomon F. (1984) Reformation of the marginal band of avian erythrocytes in vitro using calf-brain tubulin: peripheral determinants of microtubule form. J Cell Biol. 99(6):2108-13.

182. Tabb JS, Molyneaux BJ, Cohen DL, Kuznetsov SA, Langford GM. (1998) Transport of ER vesicles on actin filaments in neurons by myosin V. J Cell Sci. Ill (21):3221-34.

183. Takahashi M, Shibata H, Shimakawa M, Miyamoto M, Mukai H, Ono Y. (1999) Characterization of a novel giant scaffolding protein, CG-NAP, that anchors multiple signaling enzymes to centrosome and the golgi apparatus. J Biol Chem. 274(24):17267-74.

184. Takahashi M, Mukai H, Oishi K, Isagawa T, Ono Y. (2000) Association of immature hypophosphorylated protein kinase cepsilon with an anchoring protein CG-NAP. J Biol Chem. 275(44):34592-6

185. Thierry D, Traineau R, Adam M, Vannifterick, Brossard Y, Gerotta A, Richard P, Devergie A, Benbunan M, Gluckman E. (1991) Study on the hematopoietic stem cells from umbilical cord blood; Bone Marrow Transplant: 7 (Suppl 2): 123.

186. Thurston G, Turner D. (1994) Thrombin-induced increase of F-actin in human umbilical veinsendothelial cells. Microvasc Res. 47(1): 1-20.

187. Thyberg J, Moskalewski S. (1985) Microtubules and the organization of the Golgi complex. Exp Cell Res. /59(1): 1-16.

188. Tiruppathi C, Minshall RD, Paria ВС, Vogel SM, Malik AB. (2002) Role of Ca2+ signaling in the regulation of endothelial permeability. Vascul Pharmacol. 59(4-5): 173-85.

189. Todorov PT, Hardisty RE, Brown SD. (2001) Myosin УПА is specifically associated with calmodulin and microtubule-associated protein-2B (MAP-2B). Biochem J. 354(2):267-74.

190. Toyoshima H, Hunter T. (1994) p27, a novel inhibitor of G1 cyclin-Cdk protein kinase activity, is related to p21. Cell. 7<S(l):67-74.

191. Traub P, Bauer C, Hartig R, Grub S, Stahl J. (1998) Colocalization of single ribosomes with intermediate filaments in puromycin-treated and serum-starved mouse embryo fibroblasts. Biol Cell. 90(4):319-37.

192. Trevor KT, McGuire JG, Leonova EV. (1995) Association of vimentin intermediate filaments with the centrosome. J Cell Sci. 108 (l):343-56.

193. Trinczek B, Ebneth A, Mandelkow EM, Mandelkow E. (1999) Tau regulates the attachment/detachment but not the speed of motors in microtubule-dependent transport of single vesicles and organelles. J Cell Sci. 112 (14):2355-67.

194. Tseng S, Kim R, Kim T, Morgan KG, Hai CM. (1997). F-actin disruption attenuates agonist-induced Ca2+., myosin phosphorylation, and force in smooth muscle. Am J Physiol. 272(6): 1960-7.

195. Vaisberg EA, Grissom PM, Mcintosh JR. (1996) Mammalian cells express three distinct dynein heavy chains that are localized to different cytoplasmic organelles. J Cell Biol. /33(4):831-42.

196. Vischer UM, Barth H, Wollheim CB. (2000) Regulated von Willebrand factor secretion is associated with agonist-specific patterns of cytoskeletal remodeling in cultured endothelial cells. Arterioscler Thromb Vase Biol. 20(3):883-91;

197. Vogel JM, Steams T, Rieder CL, Palazzo RE. (1997) Centrosomes isolated from Spisula solidissima oocytes contain rings and an unusual stoichiometric ratio of alpha/beta tubulin. J Cell Biol. /37(1): 193-202.

198. Vorobjev IA, Chentsov YuS. (1982) Centrioles in the cell cycle. I. Epithelial cells. J Cell Biol. 93(3):938-49.

199. Whitehead CM, Winkfein RJ, Rattner JB. (1996) The relationship of HsEg5 and the actin cytoskeleton to centrosome separation. Cell Motil Cytoskeleton.35(4):298-308.

200. Walker RA, Pryer NK, Salmon ED. (1991) Dilution of individual microtubules observed in real time in vitro: evidence that cap size is small and independent of elongation rate J Cell Biol. //4(1):73-81.

201. Wan KM, Nickerson JA, Krockmalnic G, Penman S. (1994) The B1C8 protein is in the dense assemblies of the nuclear matrix and relocates to the spindle and pericentriolar filaments at mitosis. Proc Natl Acad Sci USA. 9/(2):594-8

202. Wang HS, Li F, Runge MS, Chaikof EL. (1997) Endothelial cells exhibit differential chemokinetic and mitogenic responsiveness to alpha-thrombin. J Surg Res, 65(2): 139-44.

203. Wheatley D.N. (1982) Centriole: The central enigma of cell biology. Amsterdam: Elsevier, North Holland Biomedikal Press, p. 224

204. Woehlke G, Schliwa M. (2000) Walking on two heads: the many talents of kinesin. Nat Rev Mol Cell Biol. i(l):50-8.

205. Wong AJ, Pollard TD, Herman IM. (1983) Actin filament stress fibers in vascular endothelial cells in vivo. Science, 2iP(4586):867-9.

206. Wright HP. (1972). Mitosis patterns in aortic endothelium. Atherosclerosis 15:93—100.

207. Wu BY, Yu FX, Lynch TJ, Taylor JD, Tchen TT. (1990) Partial characterization of atcarotenoid droplet ATPase and its possible significance in carotenoid droplet dispersion in goldfish xanthophores. Cell Motil Cytoskeleton. 15(3): 147-55.

208. Wu X, Bowers B, Wei Q, Kocher B, Hammer JA 3rd. (1997) Myosin V associates with melanosomes in mouse melanocytes: evidence that myosin V is an organelle motor. J Cell Sci. 110 (7):847-59.

209. Wyatt ТА, Lincoln TM, Pryzwansky KB. (1991). Vimentin is transiently co-localized with and phosphorylated by cyclic GMPdependent protein kinase in formyl-peptide stimulated neutrophils. J Biol Chem., 266: 21274-21280.

210. Xia L, Hai B, Gao Y, Bumette D, Thazhath R, Duan J, Bre MH, Levilliers N, Gorovsky MA, Gaertig J. (2000) Polyglycylation of tubulin is essential and affects cell motility and division in Tetrahymena thermophila. J Cell Biol. 149(5): 1097-106.

211. Yang YJ, Dowling QC, Kouklis YuP, Cleveland DW, Fuchs E. (1996). An essential cytoskeletal linker protein connecting actin microfilaments to intermediate filaments. Cell, 86: 6556-6565.

212. Yatsunami J, Fujiki H, Suganuma M, Yoshizawa S, Eriksson JE, Olson MO, Goldman RD. (1991) Vimentin is hyperphosphorylated in primary human fibroblasts treated with okadaic acid. Biochem Biophys Res Commun. 177(3): 1165-70.

213. Yoon M, Moir RD, Prahlad V, Goldman RD. (1998) Motile properties of vimentin intermediate filament networks in living cells. J Cell Biol., 143(1): 147-57.

214. Yost JC, Herman IM. (1988). Age-related and site-specific adaptation of the arterial endothelial cytoskeleton during atherogenesis. Am J Pathol, 130:595- 604

215. Young WC, Herman IM. (1985) Extracellular matrix modulation of endothelial cell shape and motility following injury in vitro. J Cell Sci. 73:19-32.

216. Yu JC, Gotlieb Al. (1993) Thrombin promotes aortic endothelial cell spreading and microfilament formation in nonconfluent monolayer cultures. Exp Mol Pathol. 55(2): 139-52.

217. Zeng C, He D, Brinkley BR. (1994) Localization of NuMA protein isoforms in the nuclear matrix of mammalian cells. Cell Motil Cytoskeleton. 29(2): 167-76.

218. Zhou Y, Ching YP, Chun AC, Jin DY. (2003) Nuclear localization of the cell cycle regulator CDH1 and its regulation by phosphorylation. J Biol Chem. 275(14): 12530-6. Epub 2003 Jan 29.

219. Рис.1. Иммунофлуоресценпюе окрашивание эндотелиальных клеток аорты человека антителами к тубулину (а), виментину (б), фактору Виллибранда (г) и фаллоидин-родамином (д) в необработанных тромбином клетках. Увеличение х6400.

220. Рис.З. Усиление актиновых филаментов в 1IAEC при действии тромбина а — необработанные тромбином клетки, б — 3 минуты после добавления тромбина. Окрашивание актина родамин-фаллоидином. Увеличение х9000.

221. Рис.6. Коллапс промежуточных филаментов в НАЕС, обработанных колцемидом. Двойное иммунофлуоресцентное окрашивание виментина (а, в) и актина (б,г), а,б — необработанные клетки, в,г — 30 минут после добавления колцемида. Увеличение х4800.

222. Рис. 8 Ультраструктура эндотелиалыюй клетки после 30 минут воздействия колцемида Распределение тВП и митохондрий Увеличение х I 7000.

223. Рис.9, Сравнительное распределение тВ1 1, актина и виментина в 1IAHC, обработанных ЦБ 10 минут, а-б — Двойное окрашивание виментина (а) и актина (б), вч — двойное окрашивание виментина (в) и тВП (г). Увеличение А, Г> -- х6400. В,Г -- Х4800.

224. Рие. 10. Распределение тВП в НАЕС, необработанных ЦБ (а) или обработанных I IB 20 минут (б). Иммунофлуоресцентное окрашивание антителами кФВ. Увеличение х2400.

225. Рис.1!. Локализация тВП в НАЕС в районе клеточного центра при действии цВ (10 минут). Двойное иммунофлуоресиентное окрашивание мг (а) и гВП (б). Увеличениех3200.

226. Рис. 13. Отсутствие колокал изации тВП и промежуточных филаментов в НАЕС, обработанных 5 мннут КЛ. Двойное окрашивание антителами к виментину (а) и ФВ (б). Увеличение х4800

227. Rue. 14,.Колдкали»цщ, т!Щ с МТ л MAtC, обработать 5 лишу' КЛ-Двойное иммуноокрашивание антителами к тубулину (а, в) и ФВ (в,г). а,б — оптический уровень клеточного центра, в,г — периферические МТ и тВП. Увеличение A,li х 3200, В,Г х5400.

228. Рис. 15. Ультраструктура эндотелиальной клетки интимы аорты человека in situ. Стрелка указывает на центриоль. Увеличение х12500.

229. Рис. 16. Распределение тВП в клетках культуры HUVEC. а — необработанные тромбином клетки, б — 5 минут воздействия тромбина, в — 10 минут воздействия ЦБ, г — 5 минут воздействия KJ1. Увеличение х3200.

230. Рис 17. Ультраструктура перицентриолярной области клеток культуры HUVEC в контроле (а) и через 3 минуты воздействия тромбина (б) Увеличение х28000

231. Рис. 18. Отсутствие кластеров тВП в нентросомальной области HUVEC, обработанных ЦБ 20 минут Двойное нммуноокрашивание антителами к фВ (а) и тубулину (б) Увеличение х 2200.

232. Рис 19, Колокализация тВГ! с МТ в HUVEC, обработанных KJI 5 минут

233. Двойное иммуноокрашивание антителами к тубулину (а, в) и ФВ (б,г)а-б — уровень клеточного центра, в-г — периферические мт. Увеличение х3200