Исследование противоопухолевого действия антимикробных пептидов и их аналогов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Маргграф Марьяна Борисовна

• Маргграф Марьяна Борисовна
• кандидат наук
• 2022

Оглавление диссертации кандидат наук Маргграф Марьяна Борисовна

Оглавление

Список сокращений

Введение

1. Обзор литературы

1.1. История открытия и классификация антимикробных пептидов

1.2. Механизм действия антимикробных пептидов

1.3. Противоопухолевое действие антимикробных пептидов

1.4. Факторы, учитываемые при модификации антимикробных пептидов

1.5. Другие подходы к модификации АМП

1.6. Тахиплезины и полифемузины

1.6.1. Активность тахиплезинов и полифемузинов

1.6.2. Активность аналогов тахиплезина

1.6.3. Аналоги тахиплезина I с удаленными остатками цистеина

1.6.4. Противоопухолевые свойства тахиплезина

1.6.5. Противоопухолевые свойства аналогов тахиплезина I

1.7. Заключение

2. Материалы и методы

2.1. Оборудование

2.2. Реактивы и расходные материалы

2.3. Методы

2.3.1. Наработка рекомбинантных аналогов антимикробных пептидов

2.3.1.1. Трансформация клеток Е.евИ методом теплового шока

2.3.1.2. Гетерологичная экспрессия антимикробных пептидов

2.3.1.3. Электрофорез в полиакриламидном геле

2.3.1.4. Выделение антимикробных пептидов

2.3.1.5. Металлохелатная афинная хроматография

2.3.1.6. Расщепление гибридных белков

2.3.1.7. Обращенно-фазовая высокоэффективная жидкостная хроматография

2.3.1.8. Масс-спектрометрический анализ

2.3.1.9. Анализ корректного замыкания дисульфидных связей

2.3.2. Культивирование клеток

2.3.3. Определение цитотоксической активности

2.3.4. Оценка связывания с белками сыворотки

2.3.5. Определение гемолитической активности

2.3.6. Оценка стабильности в сыворотке

2.3.7. Определение механизмов клеточной гибели

2.3.8. Определение жизнеспособности клеток

2.3.9. Оценка целостности клеточной мембраны

2.3.10. Исследование противоопухолевой активности in vivo

2.3.11. Статистический анализ

3. Результаты и их обсуждение

3.1. Получение рекомбинантных антимикробных пептидов

3.2. Изучение цитотоксической активности ареницина-1, гомезина и тахиплезина I

3.3. Изучение гемолитической активности ареницина-1, гомезина и тахиплезина I

3.4. Изучение механизма цитотоксического действия ареницина-1, гомезина и тахиплезина I

3.5. Сравнение цитотоксических свойств пептидов мечехвоста

3.6. Сравнение гемолитической активности пептидов мечехвоста

3.7. Исследование механизма цитотоксического действия полифемузина III

3.8. Исследование противоопухолевых свойств аналогов тахиплезина I с точечными заменами аминокислотных остатков

Заключение

Выводы

Список литературы

118

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование противоопухолевого действия антимикробных пептидов и их аналогов»

Введение

Актуальность темы исследования.

Лечение онкологических заболеваний является одной из основных проблем здравоохранения. В 2012 г. рак был диагностирован у 14,1 млн человек, при этом уровень смертности составил 8,2 млн человек [1-3]. По подсчетам специалистов в 2020 году число новых диагностированных случаев рака составило 19,3 млн, а уровень смертности достиг почти 10 млн человек [4]. При развитии онкологических заболеваний злокачественные клетки, способные к неконтролируемому росту, внедряются в ткани и формируют опухоли, которые впоследствии могут образовывать метастазы [5].

Большинство применяемых в клинической практике химиотерапевтических противоопухолевых препаратов имеют ряд недостатков. Во-первых, они обладают низкой селективностью, поэтому токсичны в отношении как опухолевых, так и нормально функционирующих клеток. Во-вторых, в процессе лечения клетки-мишени приобретают резистентность к противораковым препаратам [6,7]. Кроме того, существует опасность повторного возникновения опухолей после пройденного курса лечения [8]. Учитывая изложенное, можно констатировать, что проблема поиска новых эффективных противоопухолевых агентов, обладающих минимальными побочными эффектами и не вызывающих возникновения резистентности со стороны опухолевых клеток, крайне актуальна [9].

В качестве новых прототипов противоопухолевых препаратов предложены антимикробные пептиды (АМП) [10,11]. Эти небольшие пептидные молекулы, способные прекращать или ингибировать рост различных патогенов и являющиеся универсальными компонентами системы врожденного иммунитета, были обнаружены в ходе изучения факторов, обеспечивающих защиту от инфекции у различных живых организмов - позвоночных и беспозвоночных животных, растений, грибов, бактерий [12,13]. Широкий спектр биологической активности АМП включает проявление цитотоксических свойств в отношении опухолевых клеток. В базы данных АМП уже занесено более 200 природных молекул, для

которых наряду со способностью инактивировать грамположительные и грамотрицательные бактерии обнаружена способность ингибировать рост опухолевых клеток [14,15].

АМП разнообразны по составу и включают от нескольких единиц до нескольких десятков аминокислотных остатков. Пептиды несут положительный заряд от +2 до +9 за счет наличия в структуре остатков аргинина и лизина и содержат значительное число гидрофобных аминокислотных остатков [16,17].

Основной мишенью действия АМП являются клеточные мембраны грамположительных и грамотрицательных бактерий. АМП формируют трансмембранные поры, ионные каналы и разрывы в структуре мембраны. Таким образом, основной механизм действия АМП заключается в нарушении целостности клеточных мембран и последующем лизисе клеток-мишеней [12]. Механизмы действия этих пептидов на опухолевые и бактериальные клетки очень схожи между собой. В ряде случаев после проникновения в раковые клетки молекулы АМП действуют на внутриклеточные мишени, например, на мембраны митохондрий. Разрушение мембран митохондрий сопровождается запуском апоптоза [18]. Действие АМП в отношении опухолевых клеток подразделяют на антипролиферативное, антиметастатическое и иммуномодулирующее (рекрутирование клеток иммунной системы организма, участвующих в противоопухолевом ответе) [19,20]. Кроме того, для некоторых АМП показан синергический эффект при совместном применении с распространенными противоопухолевыми агентами (например, цекропин А в сочетании с 5-фторурацилом и цитарабином, магайнин в сочетании с цисплатином и этопозидом)

[19].

Одними из представителей АМП являются Р-шпилечные пептиды, которые встречаются как у позвоночных, так и у беспозвоночных животных. Данные пептиды являются относительно короткими, их структура стабилизирована одной или двумя дисульфидными связями. Р-Шпилечные АМП обладают особыми преимуществами: относительной протеолитической устойчивостью и широким спектром биологической активности [21]. Пептиды этой группы представляют

интерес с точки зрения проявления противоопухолевой активности и могут быть рассмотрены как потенциальные терапевтические агенты нового поколения. Особый интерес в этом отношении представляют пептиды наиболее эволюционно древних беспозвоночных. Однако, противоопухолевое действие ß-шпилечных пептидов беспозвоночных до настоящего времени изучено недостаточно.

Цель исследования.

Целью настоящей работы являлось изучение цитотоксического действия ß-шпилечных АМП беспозвоночных и их аналогов на эукариотических клетках.

Задачи исследования.

1. Получить рекомбинантные антимикробные пептиды: ареницин-1, гомезин, изоформы тахиплезина и полифемузина.

2. Провести анализ цитотоксической активности ареницина-1, гомезина и тахиплезина I в отношении опухолевых и нормальных эукариотических клеток.

3. Изучить механизмы клеточной гибели, индуцируемой этими пептидами.

4. Выполнить сравнительное исследование цитотоксических свойств изоформ пептидов мечехвоста и их структурных аналогов с точечными заменами.

5. Изучить эффект совместного применения тахиплезина I и противоопухолевого препарата цисплатина на эукариотические клетки.

6. Провести анализ цитотоксических эффектов тахиплезина I и его модифицированного аналога с ацетилированным ^-концевым и амидированным С-концевым аминокислотными остатками.

Научная новизна работы.

В работе впервые выполнено исследование противоопухолевого потенциала ряда рекомбинантных антимикробных пептидов, полученных методом гетерологичной экспрессии в клетках E. coli. Получены новые данные о противоопухолевых эффектах исследуемых пептидов в отношении опухолевых и трансформированной клеточных линий (A549, A431, HEK293T) и о неспецифических эффектах пептидов в отношении нормальных клеток (фибробластов и астроцитов). Впервые представлены данные по цитотоксическим

свойствам ареницина-1 и полифемузина III на опухолевых клетках. Установлены механизмы клеточной гибели, индуцируемой антимикробными пептидами. Проведено сравнение биологического действия пептидов мечехвостов - трех изоформ тахиплезина и трех изоформ полифемузина. Исследован цитотоксический эффект структурных аналогов тахиплезина I с точечными заменами аминокислотных остатков. Изучен цитотоксический эффект тахиплезина I в различных концентрациях при совместном применении с цисплатином. Исследованы биологические свойства тахиплезина I, имеющего две модификации в аминокислотной последовательности - ацетилирование ^-концевого и амидирование С-концевого остатков.

Теоретическая и практическая значимость работы.

Проведенное исследование позволило выявить АМП с высоким терапевтическим потенциалом и предложить различные подходы (использование структурных аналогов пептидов с точечными заменами аминокислотных остатков и с защитными N и С-концевыми группировками, комбинация АМП со стандартными противоопухолевыми препаратами) для улучшения свойств данных пептидов с целью их применения в качестве эффективных противоопухолевых агентов. Показано, что в качестве прототипа противоопухолевого препарата можно рассматривать модифицированный стабильный аналог тахиплезина I. Наряду с этим, перспективным является совместное применение тахиплезина I и цисплатина. Была выбрана наиболее эффективная и селективная комбинация - 10 мкМ тахиплезина I + 5 мкМ цисплатина. Добавление тахиплезина I к цисплатину позволяет в несколько раз снизить концентрацию цисплатина, необходимую для достижения цитотоксического эффекта, сопоставимого с эффектом индивидуального цисплатина в значительно более высоких концентрациях на клетках острого промиелоцитарного лейкоза ИЬ-60 и рака шейки матки HeLa. Использование тахиплезина I в качестве компонента комбинированной терапии может способствовать сенсибилизации клеток опухоли к действию стандартного противоопухолевого препарата и уменьшению неселективной токсичности.

Практический интерес также представляет новый пептид полифемузин III, оказывающий выраженное противоопухолевое действие на клетки HL-60.

Полученные результаты дополняют наши представления о действии различных ß-шпилечных пептидов на опухолевые и нормальные эукариотические клетки и могут стать основой для разработки противоопухолевых препаратов на основе тахиплезина I и полифемузина III.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Способ получения рекомбинантных ß-шпилечных антимикробных пептидов ареницина-1, гомезина и ряда изоформ тахиплезина и полифемузина.

2. Результаты анализа цитотоксических свойств ß-шпилечных антимикробных пептидов ареницина-1, гомезина, изоформ тахиплезина и полифемузина, аналогов тахиплезина I с точечными заменами гидрофобных аминокислотных остатков и модифицированными N- и С-концевыми аминокислотными остатками.

3. Механизмы индукции клеточной гибели, вызываемой исследуемыми рекомбинантными антимикробными пептидами.

4. Изучение совместного применения цисплатина с тахиплезином I.

Степень достоверности и апробация работы.

В ходе работы были использованы современные приемы и методы для наработки аналогов антимикробных пептидов, их выделения, очистки, характеризации и оценки биологической активности, включая электрофорез, металлохелатную и обращенно-фазовую ВЭЖХ, методы спектрофотометрии и ЫАЛДИ масс-спектрометрии, проточной цитофлуориметрии, МТТ-тест, при исследовании цитотоксической, гемолитической и противоопухолевой активности применяли сертифицированные материалы и реактивы. Достоверность результатов также подтверждалась использованием унифицированных методик эксперимента и анализа, воспроизводимостью результатов опытов и их статистической обработкой.

Материалы исследования были представлены на Международной конференции по биоорганической химии, биотехнологии и бионанотехнологии, посвященной 55-летию Института биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова Российской академии наук и 80-летию со дня рождения академика Ю.А. Овчинникова (Москва, 2014); VIII Московском международном конгрессе «Биотехнология: состояние и перспективы развития» (Москва, 2015); V Международной конференции ФизТехБио (Долгопрудный, 2015); Международной научно-практической конференции «Биотехнологии в комплексном развитии регионов» (Москва, 2016); Объединенном научном форуме «Международная научная конференция «XII чтения памяти академика Ю.А. Овчинникова» и VIII Российский симпозиум «Белки и пептиды» (Москва, 2017); Международных форумах «Биотехнология: состояние и перспективы развития» (Москва, 2018, 2019); XXVII, XXVIII, XXIX, XXXI Зимних молодежных научных школах «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии» (Москва, 2015, 2016, 2017, 2019).

Публикации.

По теме диссертации опубликовано 18 печатных работ, в том числе 6 статей в научных журналах, рекомендованных ВАК и включенных в международные базы цитирования WoS и Scopus, 12 тезисов докладов на российских и международных конференциях.

Личный вклад автора.

Автор принимал непосредственное участие во всех этапах диссертационной работы: поиске и анализе литературных данных, получении рекомбинантных пептидов, определении цитотоксического эффекта и механизма индукции клеточной гибели и подготовке публикаций. Автором полностью самостоятельно были выполнены все работы с эукариотическими клетками.

Заключение диссертации по теме «Другие cпециальности», Маргграф Марьяна Борисовна

118 Выводы

1. Методом гетерологичной экспрессии в бактериальной системе получены рекомбинантные антимикробные пептиды: ареницин-1 из морской полихеты Arenicola marina, гомезин из паука Acanthoscurria gomesiana, тахиплезин I, тахиплезин II, тахиплезин III, полифемузин I, полифемузин II, полифемузин III из мечехвостов рода Tachypleus и Limulus.

2. Проведен сравнительный анализ цитотоксического действия ареницина-1, гомезина и тахиплезина I на опухолевые, трансформированные и нормальные эукариотические клетки. По результатам проведенного анализа в качестве наиболее эффективного и селективного пептида в отношении опухолевых клеток был выбран тахиплезин I.

3. Изучены механизмы гибели клеток под действием исследуемых пептидов. Установлено, что в опухолевых клетках тахиплезин I индуцирует клеточную гибель преимущественно по пути позднего апоптоза или некроза, ареницин -1 и гомезин вызывают преимущественно ранний апоптоз. Выявлено, что новый пептид полифемузин III обладает выраженными эффектами на опухолевые, трансформированные и нормальные клетки и вызывает гибель опухолевых клеток преимущественно по пути, не сопряженному с апоптозом.

4. Исследованы цитотоксические эффекты аналогов тахиплезина I с точечными заменами аминокислотных остатков в отношении опухолевых и нормальных эукариотических клеток. Установлено, что данные аналоги тахиплезина I, вызывающие менее выраженный гемолиз, обладают в 2,5-4 и 3-3,5 раза менее выраженной цитотоксической активностью в отношении опухолевых и нормальных эукариотических клеток, соответственно, чем тахиплезин I.

5. Изучены эффекты совместного цитотоксического действия тахиплезина I и цисплатина на эукариотические клетки. Добавление тахиплезина I к цисплатину снижает эффективную концентрацию цисплатина при действии на клетки ИЬ-60 и HeLa в 3 и 6 раз, соответственно, и уменьшает неспецифическую токсичность в отношении фибробластов и астроцитов.

6. Проведено сравнительное исследование цитотоксических свойств модифицированного тахиплезина I c ацетилированным У-концевым и амидированным С-концевым аминокислотными остатками и немодифицированного тахиплезина I. Показано, что в течение 24 ч около 90% модифицированного тахиплезина I не подвергается разрушению в сыворотке. Введение И- и С-концевых модификаций повышает токсичность тахиплезина I на опухолевых и нормальных эукариотических клетках в среднем на 44 и 33%, соответственно.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Маргграф Марьяна Борисовна, 2022 год

Список литературы

1. Ferlay J. et al. Cancer incidence and mortality worldwide: sources, methods and major patterns in GLOBOCAN 2012 // Int. J. Cancer. 2015. Vol. 136, № 5. P. E359-386.

2. Arnold M. et al. Recent trends in incidence of five common cancers in 26 European countries since 1988: Analysis of the European Cancer Observatory // Eur. J. Cancer. 2015. Vol. 51, № 9. P. 1164-1187.

3. Torre L.A. et al. Global Cancer Incidence and Mortality Rates and Trends--An Update // Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev. 2016. Vol. 25, № 1. P. 16-27.

4. Sung H. et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries // CA Cancer J. Clin. 2021.Vol.71, № 3. P. 209-249.

5. Hanahan D., Weinberg R.A. Hallmarks of cancer: the next generation // Cell. 2011. Vol. 144, № 5. P. 646-674.

6. Shewach D.S., Kuchta R.D. Introduction to Cancer Chemotherapeutics // Chem. Rev. 2009. Vol. 109, № 7. P. 2859-2861.

7. Gillet J.-P., Gottesman M.M. Mechanisms of multidrug resistance in cancer // Methods Mol. Biol. 2010. Vol. 596. P. 47-76.

8. Siegel R. et al. Cancer treatment and survivorship statistics, 2012 // CA Cancer J. Clin. 2012. Vol. 62, № 4. P. 220-241.

9. Dennison S.R. et al. Anticancer alpha-helical peptides and structure/function relationships underpinning their interactions with tumour cell membranes // Curr. Protein Pept. Sci. 2006. Vol. 7, № 6. P. 487-499.

10. Wu D. et al. Peptide-based cancer therapy: opportunity and challenge // Cancer Lett. 2014. Vol. 351, № 1. P. 13-22.

11. Gaspar D., Veiga A.S., Castanho M.A.R.B. From antimicrobial to anticancer peptides. A review // Front. Microbiol. 2013. Vol. 4. P. 294.

12. Brogden K.A. Antimicrobial peptides: pore formers or metabolic inhibitors in bacteria? // Nat. Rev. Microbiol. 2005. Vol. 3, № 3. P. 238-250.

13. Brandenburg L.-O. et al. Antimicrobial Peptides: Multifunctional Drugs for Different Applications // Polymers. 2012. Vol. 4, № 1. P. 539-560.

14. Wang G., Li X., Wang Z. APD3: the antimicrobial peptide database as a tool for research and education // Nucleic Acids Res. 2016. Vol. 44, № D1. P. D1087-1093.

15. Kang X. et al. DRAMP 2.0, an updated data repository of antimicrobial peptides // Sci. Data. 2019. Vol. 6. P. 148.

16. Pushpanathan M., Gunasekaran P., Rajendhran J. Antimicrobial peptides: versatile biological properties // Int. J. Pept. 2013. Vol. 2013. P. 675391.

17. Seo M.-D. et al. Antimicrobial peptides for therapeutic applications: a review // Molecules. 2012. Vol. 17, № 10. P. 12276-12286.

18. Takeshima K. et al. Translocation of analogues of the antimicrobial peptides magainin and buforin across human cell membranes // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278, № 2. P. 1310-1315.

19. Roudi R., Syn N.L., Roudbary M. Antimicrobial Peptides As Biologic and Immunotherapeutic Agents against Cancer: A Comprehensive Overview // Front. Immunol. 2017. Vol. 8. P. 1320.

20. Hilchie A.L., Hoskin D.W., Power Coombs M.R. Anticancer Activities of Natural and Synthetic Peptides // Adv. Exp. Med. Biol. 2019. Vol. 1117. P. 131-147.

21. Panteleev P.V. et al. A Therapeutic Potential of Animal P-hairpin Antimicrobial Peptides // Curr. Med. Chem. 2017. Vol. 24, № 17. P. 1724-1746.

22. Dubos R.J. Studies on a bactericidal agent extracted from a soil Bacillus // J. Exp. Med. 1939. Vol. 70, № 1. P. 1-10.

23. Gause G.F., Brazhnikova M.G. Gramicidin S and its use in the Treatment of Infected Wounds: 3918 // Nature. Nature Publishing Group, 1944. Vol. 154, № 3918. P. 703-703.

24. Phoenix D., Dennison S., Harris F. Antimicrobial Peptides: Their History, Evolution, and Functional Promiscuity// Antimicrobial Peptides. 2013. P. 1-37.

25. Zhang L.-J., Gallo R.L. Antimicrobial peptides // Curr. Biol. 2016. Vol. 26, № 1. P. R14-19.

26. Fleming A., Allison V.D. Observations on a Bacteriolytic Substance ("Lysozyme") Found in Secretions and Tissues // Br. J. Exp. Pathol. 1922. Vol. 3, № 5. P. 252-260.

27. Kiss G., Michl H. Uber das Giftsekret der Gelbbauchunke, Bombina variegata L. // Toxicon. 1962. Vol. 1, № 1. P. 33-34.

28. Groves M.L., Peterson R.F., Kiddy C.A. Polymorphism in the Red Protein isolated from Milk of Individual Cows // Nature. 1965. Vol. 207, № 5000. P. 1007.

29. Zeya H.I., Spitznagel J.K. Cationic proteins of polymorphonuclear leukocyte lysosomes. II. Composition, properties, and mechanism of antibacterial action. // Journal of bacteriology. 1966. Vol. 91, № 2. P. 755-762.

30. Steiner H. et al. Sequence and specificity of two antibacterial proteins involved in insect immunity // Nature. 1981. Vol. 292, № 5820. P. 246-248.

31. Selsted M.E. et al. Primary structures of six antimicrobial peptides of rabbit peritoneal neutrophils // J. Biol. Chem. 1985. Vol. 260, № 8. P. 4579-4584.

32. Zasloff M. Magainins, a class of antimicrobial peptides from Xenopus skin: isolation, characterization of two active forms, and partial cDNA sequence of a precursor. // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1987. Vol. 84, № 15. P. 5449-5453.

33. Zasloff M. Antimicrobial peptides of multicellular organisms // Nature. 2002. Vol. 415, № 6870. P. 389-395.

34. Ye G. et al. LAMP2: a major update of the database linking antimicrobial peptides // Database (Oxford). 2020. Vol. 2020. P. baaa061.

35. Mookherjee N., Hancock R.E.W. Cationic host defence peptides: innate immune regulatory peptides as a novel approach for treating infections // Cell. Mol. Life Sci. 2007. Vol. 64, № 7-8. P. 922-933.

36. Hancock R.E., Scott M.G. The role of antimicrobial peptides in animal defenses // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2000. Vol. 97, № 16. P. 8856-8861.

37. Bahar A.A., Ren D. Antimicrobial peptides // Pharmaceuticals (Basel). 2013. Vol. 6, № 12. P. 1543-1575.

38. Luong H.X., Thanh T.T., Tran T.H. Antimicrobial peptides - Advances in development of therapeutic applications // Life Sci. 2020. Vol. 260. P. 118407.

39. Cruciani R.A. et al. Antibiotic magainins exert cytolytic activity against transformed cell lines through channel formation // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1991. Vol. 88, № 9. P. 3792-3796.

40. Boman H.G. Peptide antibiotics and their role in innate immunity // Annu. Rev. Immunol. 1995. Vol. 13. P. 61-92.

41. McManus A.M. et al. Three-dimensional structure of RK-1: a novel alpha-defensin peptide // Biochemistry. 2000. Vol. 39, № 51. P. 15757-15764.

42. Cezard C. et al. Antibacterial Peptides: A Review. // Microbiology Book Series-2011 Edition titled "Science against microbial pathogens: communicating current research and technological advances", A. Mendez-Vilas (Ed.), 2011. Vol. 2. P. 926-937.

43. Felicio M.R. et al. Peptides with Dual Antimicrobial and Anticancer Activities // Front. Chem. 2017. Vol. 5. P. 5.

44. Hoskin D.W., Ramamoorthy A. Studies on anticancer activities of antimicrobial peptides // Biochim. Biophys. Acta. 2008. Vol. 1778, № 2. P. 357-375.

45. Yeaman M.R., Yount N.Y. Mechanisms of antimicrobial peptide action and resistance // Pharmacol. Rev. 2003. Vol. 55, № 1. P. 27-55.

46. Mader J.S., Hoskin D.W. Cationic antimicrobial peptides as novel cytotoxic agents for cancer treatment // Expert Opin. Investig. Drugs. 2006. Vol. 15, № 8. P. 933-946.

47. Tornesello A.L. et al. Antimicrobial Peptides as Anticancer Agents: Functional Properties and Biological Activities // Molecules. 2020. Vol. 25, № 12. P. 2850.

48. Deslouches B., Di Y.P. Antimicrobial peptides with selective antitumor mechanisms: prospect for anticancer applications // Oncotarget. 2017. Vol. 8, № 28. P. 46635-46651.

49. Schweizer F. Cationic amphiphilic peptides with cancer-selective toxicity // Eur. J. Pharmacol. 2009. Vol. 625, № 1-3. P. 190-194.

50. Leite M.L., da Cunha N.B., Costa F.F. Antimicrobial peptides, nanotechnology, and natural metabolites as novel approaches for cancer treatment // Pharmacol. Ther. 2018. Vol. 183. P. 160-176.

51. Poon I.K.H., Marc Kvansakul, Mark D. Hulett. Tumor cell membrane-targeting cationic antimicrobial peptides: novel insights into mechanisms of action and therapeutic prospects // Cell. Mol. Life Sci. 2017. Vol. 74, № 20. P. 3809-3825.

52. Papo N., Shai Y. Host defense peptides as new weapons in cancer treatment // Cell. Mol. Life Sci. 2005. Vol. 62, № 7-8. P. 784-790.

53. Suttmann H. et al. Antimicrobial peptides of the Cecropin-family show potent antitumor activity against bladder cancer cells // BMC Urol. 2008. Vol. 8. P. 5.

54. Conlon J.M. et al. Host-defense peptides from skin secretions of Fraser's clawed frog Xenopus fraseri (Pipidae): Further insight into the evolutionary history of the Xenopodinae // Comp. Biochem. Physiol. Part D Genomics Proteomics. 2014. Vol. 12. P. 45-52.

55. Wang K. et al. Antitumor effects, cell selectivity and structure-activity relationship of a novel antimicrobial peptide polybia-MPI // Peptides. 2008. Vol. 29, № 6. P. 963968.

56. Suarez-Carmona M. et al. Defensins: "Simple" antimicrobial peptides or broad-spectrum molecules? // Cytokine Growth Factor Rev. 2015. Vol. 26, № 3. P. 361-370.

57. Gajski G., Garaj-Vrhovac V. Melittin: a lytic peptide with anticancer properties // Environ. Toxicol. Pharmacol. 2013. Vol. 36, № 2. P. 697-705.

58. Kuroda K. et al. The Human Cathelicidin Antimicrobial Peptide LL-37 and Mimics are Potential Anticancer Drugs // Front. Oncol. 2015. Vol. 5. P. 144.

59. Xie M., Liu D., Yang Y. Anti-cancer peptides: classification, mechanism of action, reconstruction and modification // Open Biol. 2020. Vol. 10, № 7. P. 200004.

60. Moore A.J., Devine D.A., Bibby M.C. Preliminary experimental anticancer activity of cecropins // Pept. Res. 1994. Vol. 7, № 5. P. 265-269.

61. Chen H.M. et al. Effects of the anti-bacterial peptide cecropin B and its analogs, cecropins B-1 and B-2, on liposomes, bacteria, and cancer cells // Biochim. Biophys. Acta. 1997. Vol. 1336, № 2. P. 171-179.

62. Zang G. Preventing Breast Cancer Growth by Cationic Cecropin B // Biol. Syst. 2013. Vol. 2, № 3. P. 1000112.

63. Ceron J.M. et al. The antimicrobial peptide cecropin A induces caspase-independent cell death in human promyelocytic leukemia cells // Peptides. 2010. Vol. 31, № 8. P. 1494-1503.

64. Jin X. et al. Apoptosis-inducing activity of the antimicrobial peptide cecropin of Musca domestica in human hepatocellular carcinoma cell line BEL-7402 and the possible mechanism // Acta Biochim. Biophys. Sin. (Shanghai). 2010. Vol. 42, № 4. P. 259-265.

65. Jan R., Chaudhry G.-S. Understanding Apoptosis and Apoptotic Pathways Targeted Cancer Therapeutics // Adv. Pharm. Bull. 2019. Vol. 9, № 2. P. 205-218.

66. Lin M.-C. et al. Shrimp anti-lipopolysaccharide factor peptide enhances the antitumor activity of cisplatin in vitro and inhibits HeLa cells growth in nude mice // Peptides. 2010. Vol. 31, № 6. P. 1019-1025.

67. Lehmann J. et al. Antitumor activity of the antimicrobial peptide magainin II against bladder cancer cell lines // Eur. Urol. 2006. Vol. 50, № 1. P. 141-147.

68. Cruz-Chamorro L. et al. In vitro biological activities of magainin alone or in combination with nisin // Peptides. 2006. Vol. 27, № 6. P. 1201-1209.

69. Boohaker R.J. et al. The Use of Therapeutic Peptides to Target and to Kill Cancer Cells // Curr. Med. Chem. 2012. Vol. 19, № 22. P. 3794-3804.

70. Wang K. et al. Novel mode of action of polybia-MPI, a novel antimicrobial peptide, in multi-drug resistant leukemic cells // Cancer Lett. 2009. Vol. 278, № 1. P. 65-72.

71. Lichtenstein A. et al. In vitro tumor cell cytolysis mediated by peptide defensins of human and rabbit granulocytes // Blood. 1986. Vol. 68, № 6. P. 1407-1410.

72. Nishimura M. et al. Effect of defensin peptides on eukaryotic cells: primary epithelial cells, fibroblasts and squamous cell carcinoma cell lines // J. Dermatol Sci. 2004. Vol. 36, № 2. P. 87-95.

73. Gerashchenko O. et al. Involvement of human beta-defensin-2 in regulation of malignant potential of cultured human melanoma cells // Exp. Oncol. 2014. Vol. 36, № 1. P. 17-23.

74. Aarbiou J. et al. Mechanisms of cell death induced by the neutrophil antimicrobial peptides alpha-defensins and LL-37 // Inflamm. Res. 2006. Vol. 55, № 3. P. 119-127.

75. Guzman-Rodriguez J.J. et al. The defensin from avocado (Persea americana var. drymifolia) PaDef induces apoptosis in the human breast cancer cell line MCF-7 // Biomed. Pharmacother. 2016. Vol. 82. P. 620-627.

76. Xu N. et al. Human alpha-defensin-1 inhibits growth of human lung adenocarcinoma xenograft in nude mice // Mol. Cancer Ther. 2008. Vol. 7, № 6. P. 15881597.

77. Riedl S., Zweytick D., Lohner K. Membrane-active host defense peptides -challenges and perspectives for the development of novel anticancer drugs // Chem. Phys. Lipids. 2011. Vol. 164, № 8. P. 766-781.

78. Mader J.S. et al. The human host defense peptide LL-37 induces apoptosis in a calpain- and apoptosis-inducing factor-dependent manner involving Bax activity // Mol. Cancer Res. 2009. Vol. 7, № 5. P. 689-702.

79. Mader J.S. et al. Bovine lactoferricin selectively induces apoptosis in human leukemia and carcinoma cell lines // Mol. Cancer Ther. 2005. Vol. 4, № 4. P. 612-624.

80. Eliassen L.T. et al. The antimicrobial peptide, lactoferricin B, is cytotoxic to neuroblastoma cells in vitro and inhibits xenograft growth in vivo // Int. J. Cancer. 2006. Vol. 119, № 3. P. 493-500.

81. Huang T.-C., Lee J.-F., Chen J.-Y. Pardaxin, an antimicrobial peptide, triggers caspase-dependent and ROS-mediated apoptosis in HT-1080 cells // Mar. Drugs. 2011. Vol. 9, № 10. P. 1995-2009.

82. Wu S.-P. et al. Pardaxin, a fish antimicrobial peptide, exhibits antitumor activity toward murine fibrosarcoma in vitro and in vivo // Mar. Drugs. 2012. Vol. 10, № 8. P. 1852-1872.

83. Hsu J.-C. et al. Pardaxin-induced apoptosis enhances antitumor activity in HeLa cells // Peptides. 2011. Vol. 32, № 6. P. 1110-1116.

84. Chang W.-T. et al. Tilapia (Oreochromis mossambicus) antimicrobial peptide, hepcidin 1-5, shows antitumor activity in cancer cells // Peptides. 2011. Vol. 32, № 2. P. 342-352.

85. Chen J.-Y., Lin W.-J., Lin T.-L. A fish antimicrobial peptide, tilapia hepcidin TH2-3, shows potent antitumor activity against human fibrosarcoma cells // Peptides. 2009. Vol. 30, № 9. P. 1636-1642.

86. Chen J.-Y. et al. Epinecidin-1 peptide induces apoptosis which enhances antitumor effects in human leukemia U937 cells // Peptides. 2009. Vol. 30, № 12. P. 2365-2373.

87. Hsu J.-C. et al. Characteristics of the antitumor activities in tumor cells and modulation of the inflammatory response in RAW264.7 cells of a novel antimicrobial peptide, chrysophsin-1, from the red sea bream (Chrysophrys major) // Peptides. 2011. Vol. 32, № 5. P. 900-910.

88. Hilchie A.L. et al. Pleurocidin-family cationic antimicrobial peptides are cytolytic for breast carcinoma cells and prevent growth of tumor xenografts // Breast Cancer Res. 2011. Vol. 13, № 5. P. R102.

89. Hilchie A.L., Wuerth K., Hancock R.E.W. Immune modulation by multifaceted cationic host defense (antimicrobial) peptides // Nat. Chem. Biol. 2013. Vol. 9, № 12. P. 761-768.

90. Kim S. et al. In vitro activities of native and designed peptide antibiotics against drug sensitive and resistant tumor cell lines // Peptides. 2003. Vol. 24, № 7. P. 945-953.

91. Won H.-S. et al. Structural determinants for the membrane interaction of novel bioactive undecapeptides derived from gaegurin 5 // J. Med. Chem. 2006. Vol. 49, № 16. P. 4886-4895.

92. Rozek T. et al. The antibiotic and anticancer active aurein peptides from the Australian Bell Frogs Litoria aurea and Litoria raniformis the solution structure of aurein 1.2 // Eur. J. Biochem. 2000. Vol. 267, № 17. P. 5330-5341.

93. Doyle J. et al. nNOS inhibition, antimicrobial and anticancer activity of the amphibian skin peptide, citropin 1.1 and synthetic modifications. The solution structure of a modified citropin 1.1 // Eur. J. Biochem. 2003. Vol. 270, № 6. P. 1141-1153.

94. Sharma S.V. Melittin-induced hyperactivation of phospholipase A2 activity and calcium influx in ras-transformed cells // Oncogene. 1993. Vol. 8, № 4. P. 939-947.

95. Chavakis T. et al. Regulation of neovascularization by human neutrophil peptides (alpha-defensins): a link between inflammation and angiogenesis // FASEB J. 2004. Vol. 18, № 11. P. 1306-1308.

96. Mader J.S. et al. Bovine lactoferricin inhibits basic fibroblast growth factor- and vascular endothelial growth factor165-induced angiogenesis by competing for heparin-

like binding sites on endothelial cells // Am. J. Pathol. 2006. Vol. 169, № 5. P. 17531766.

97. Liscano Y., Onate-Garzon J., Delgado J.P. Peptides with Dual Antimicrobial-Anticancer Activity: Strategies to Overcome Peptide Limitations and Rational Design of Anticancer Peptides // Molecules. 2020. Vol. 25, № 18. P. 4245.

98. Li J. et al. Membrane Active Antimicrobial Peptides: Translating Mechanistic Insights to Design // Front. Neurosci. 2017. Vol. 11. P. 73.

99. Hollmann A. et al. Role of amphipathicity and hydrophobicity in the balance between hemolysis and peptide-membrane interactions of three related antimicrobial peptides // Colloids Surf. B Biointerfaces. 2016. Vol. 141. P. 528-536.

100. Takahashi D. et al. Structural determinants of host defense peptides for antimicrobial activity and target cell selectivity // Biochimie. 2010. Vol. 92, № 9. P. 1236-1241.

101. Dathe M. et al. Optimization of the antimicrobial activity of magainin peptides by modification of charge // FEBS Lett. 2001. Vol. 501, № 2-3. P. 146-150.

102. Yount N.Y., Yeaman M.R. Immunocontinuum: perspectives in antimicrobial peptide mechanisms of action and resistance // Protein Pept. Lett. 2005. Vol. 12, № 1. P. 49-67.

103. Pasupuleti M., Schmidtchen A., Malmsten M. Antimicrobial peptides: key components of the innate immune system // Crit. Rev. Biotechnol. 2012. Vol. 32, № 2. P. 143-171.

104. Wieprecht T. et al. Modulation of membrane activity of amphipathic, antibacterial peptides by slight modifications of the hydrophobic moment // FEBS Lett. 1997. Vol. 417, № 1. P. 135-140.

105. Kondejewski L.H. et al. Dissociation of antimicrobial and hemolytic activities in cyclic peptide diastereomers by systematic alterations in amphipathicity // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274, № 19. P. 13181-13192.

106. Tossi A., Sandri L. Molecular diversity in gene-encoded, cationic antimicrobial polypeptides // Curr. Pharm. Des. 2002. Vol. 8, № 9. P. 743-761.

107. Wieprecht T. et al. Peptide hydrophobicity controls the activity and selectivity of magainin 2 amide in interaction with membranes // Biochemistry. 1997. Vol. 36, № 20. P. 6124-6132.

108. Wieprecht T., Beyermann M., Seelig J. Binding of antibacterial magainin peptides to electrically neutral membranes: thermodynamics and structure // Biochemistry. 1999. Vol. 38, № 32. P. 10377-10387.

109. Mohandas N., Gallagher P.G. Red cell membrane: past, present, and future // Blood. 2008. Vol. 112, № 10. P. 3939-3948.

110. Matsuzaki K. Control of cell selectivity of antimicrobial peptides // Biochim. Biophys. Acta. 2009. Vol. 1788, № 8. P. 1687-1692.

111. Chen Y. et al. Role of peptide hydrophobicity in the mechanism of action of alpha-helical antimicrobial peptides // Antimicrob. Agents Chemother. 2007. Vol. 51, № 4. P. 1398-1406.

112. Podorieszach A.P., Huttunen-Hennelly H.E.K. The effects of tryptophan and hydrophobicity on the structure and bioactivity of novel indolicidin derivatives with promising pharmaceutical potential // Org. Biomol. Chem. 2010. Vol. 8, № 7. P. 16791687.

113. Huang Y.-B. et al. Studies on mechanism of action of anticancer peptides by modulation of hydrophobicity within a defined structural framework // Mol. Cancer Ther. 2011. Vol. 10, № 3. P. 416-426.

114. Huang Y.-B. et al. Role of Helicity on the Anticancer Mechanism of Action of Cationic-Helical Peptides // Int. J. Mol. Sci. 2012. Vol. 13, № 6. P. 6849-6862.

115. Glukhov E., Burrows L.L., Deber C.M. Membrane interactions of designed cationic antimicrobial peptides: the two thresholds // Biopolymers. 2008. Vol. 89, № 5. P. 360-371.

116. Khandelia H., Ipsen J.H., Mouritsen O.G. The impact of peptides on lipid membranes // Biochim. Biophys. Acta. 2008. Vol. 1778, № 7-8. P. 1528-1536.

117. Pasupuleti M. et al. Rational design of antimicrobial C3a analogues with enhanced effects against Staphylococci using an integrated structure and function-based approach // Biochemistry. 2008. Vol. 47, № 35. P. 9057-9070.

118. Schmidtchen A. et al. Boosting antimicrobial peptides by hydrophobic oligopeptide end tags // J. Biol. Chem. 2009. Vol. 284, № 26. P. 17584-17594.

119. Gottler L.M. et al. Using Fluorous Amino Acids To Probe the Effects of Changing Hydrophobicity on the Physical and Biological Properties of the P-Hairpin Antimicrobial Peptide Protegrin-1 // Biochemistry. 2008. Vol. 47, № 35. P. 9243-9250.

120. Yin L.M. et al. Roles of hydrophobicity and charge distribution of cationic antimicrobial peptides in peptide-membrane interactions // J. Biol. Chem. 2012. Vol. 287, № 10. P. 7738-7745.

121. Wood S.J. et al. Modified Cysteine-Deleted Tachyplesin (CDT) Analogs as Linear Antimicrobial Peptides: Influence of Chain Length, Positive Charge, and Hydrophobicity on Antimicrobial and Hemolytic Activity // Int. J. Pept. Res. Ther. 2014. Vol. 20, №2 4. P. 519-530.

122. Saravanan R. et al. Design of short membrane selective antimicrobial peptides containing tryptophan and arginine residues for improved activity, salt-resistance, and biocompatibility // Biotechnol. Bioeng. 2014. Vol. 111, № 1. P. 37-49.

123. Mattei B. et al. Structure-activity relationship of the antimicrobial peptide gomesin: the role of peptide hydrophobicity in its interaction with model membranes // Langmuir. 2014. Vol. 30, № 12. P. 3513-3521.

124. Cho J., Lee D.G. The characteristic region of arenicin-1 involved with a bacterial membrane targeting mechanism // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2011. Vol. 405, № 3. P. 422-427.

125. Yang Q.-Z. et al. Design of potent, non-toxic anticancer peptides based on the structure of the antimicrobial peptide, temporin-1CEa // Arch. Pharm. Res. 2013. Vol. 36, № 11. P. 1302-1310.

126. Dathe M. et al. Hydrophobicity, hydrophobic moment and angle subtended by charged residues modulate antibacterial and haemolytic activity of amphipathic helical peptides // FEBS Lett. 1997. Vol. 403, № 2. P. 208-212.

127. Wieprecht T. et al. Influence of the angle subtended by the positively charged helix face on the membrane activity of amphipathic, antibacterial peptides // Biochemistry. 1997. Vol. 36, № 42. P. 12869-12880.

128. Brogden N.K., Brogden K.A. Will new generations of modified antimicrobial peptides improve their potential as pharmaceuticals? // Int. J. Antimicrob. Agents. 2011. Vol. 38, № 3. P. 217-225.

129. Wang G. Post-translational Modifications of Natural Antimicrobial Peptides and Strategies for Peptide Engineering // Curr. Biotechnol. 2012. Vol. 1, № 1. P. 72-79.

130. Hu C. et al. Design and Modification of Anticancer Peptides // Drug Designing. 2016. Vol. 5, № 3. P. 1000138.

131. Ovchinnikova T.V. et al. Purification and primary structure of two isoforms of arenicin, a novel antimicrobial peptide from marine polychaeta Arenicola marina // FEBS Lett. 2004. Vol. 577, № 1-2. P. 209-214.

132. Bellamy W. et al. Identification of the bactericidal domain of lactoferrin // Biochim. Biophys. Acta. 1992. Vol. 1121, № 1-2. P. 130-136.

133. Sai K.P. et al. Tigerinins: novel antimicrobial peptides from the Indian frog Rana tigerina // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276, № 4. P. 2701-2707.

134. Qi R.-F., Song Z.-W., Chi C.-W. Structural features and molecular evolution of Bowman-Birk protease inhibitors and their potential application // Acta Biochim. Biophys. Sin. (Shanghai). 2005. Vol. 37, № 5. P. 283-292.

135. Romeo D. et al. Structure and bactericidal activity of an antibiotic dodecapeptide purified from bovine neutrophils // J. Biol. Chem. 1988. Vol. 263, № 20. P. 9573-9575.

136. Fehlbaum P. et al. Structure-activity analysis of thanatin, a 21-residue inducible insect defense peptide with sequence homology to frog skin antimicrobial peptides // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1996. Vol. 93, № 3. P. 1221-1225.

137. Silva P.I., Daffre S., Bulet P. Isolation and characterization of gomesin, an 18-residue cysteine-rich defense peptide from the spider Acanthoscurria gomesiana hemocytes with sequence similarities to horseshoe crab antimicrobial peptides of the tachyplesin family // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, № 43. P. 33464-33470.

138. Kokryakov V.N. et al. Protegrins: leukocyte antimicrobial peptides that combine features of corticostatic defensins and tachyplesins // FEBS Lett. 1993. Vol. 327, № 2. P. 231-236.

139. Nakamura T. et al. Tachyplesin, a class of antimicrobial peptide from the hemocytes of the horseshoe crab (Tachypleus tridentatus). Isolation and chemical structure // J. Biol. Chem. 1988. Vol. 263, № 32. P. 16709-16713.

140. Muta T. et al. Primary structures and functions of anti-lipopolysaccharide factor and tachyplesin peptide found in horseshoe crab hemocytes // Adv. Exp. Med. Biol. 1990. Vol. 256. P. 273-285.

141. Miyata T. et al. Antimicrobial peptides, isolated from horseshoe crab hemocytes, tachyplesin II, and polyphemusins I and II: chemical structures and biological activity // J. Biochem. 1989. Vol. 106, № 4. P. 663-668.

142. Ehret-Sabatier L. et al. Characterization of novel cysteine-rich antimicrobial peptides from scorpion blood // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271, № 47. P. 29537-29544.

143. Lehrer R.I. Primate defensins // Nat. Rev. Microbiol. 2004. Vol. 2, № 9. P. 727738.

144. Hunter H.N. et al. The solution structure of human hepcidin, a peptide hormone with antimicrobial activity that is involved in iron uptake and hereditary hemochromatosis // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 40. P. 37597-37603.

145. Pukala T.L. et al. Host-defence peptides from the glandular secretions of amphibians: structure and activity // Nat Prod Rep. 2006. Vol. 23, № 3. P. 368-393.

146. Conlon J.M. Structural diversity and species distribution of host-defense peptides in frog skin secretions // Cell. Mol. Life Sci. 2011. Vol. 68, № 13. P. 2303-2315.

147. Dos Santos Cabrera M.P. et al. Study of the mechanism of action of anoplin, a helical antimicrobial decapeptide with ion channel-like activity, and the role of the amidated C-terminus // J. Pept. Sci. 2008. Vol. 14, № 6. P. 661-669.

148. Dennison S.R. et al. The effect of C-terminal amidation on the efficacy and selectivity of antimicrobial and anticancer peptides // Mol. Cell. Biochem. 2009. Vol. 332, № 1-2. P. 43-50.

149. Lai R. et al. A novel proline rich bombesin-related peptide (PR-bombesin) from toad Bombina maxima // Peptides. 2002. Vol. 23, № 3. P. 437-442.

150. Nguyen L.T. et al. Serum stabilities of short tryptophan- and arginine-rich antimicrobial peptide analogs // PLoS ONE. 2010. Vol. 5, № 9. P. e12684.

151. Kumar P., Kizhakkedathu J.N., Straus S.K. Antimicrobial Peptides: Diversity, Mechanism of Action and Strategies to Improve the Activity and Biocompatibility In Vivo // Biomolecules. 2018. Vol. 8, № 1. P. 4.

152. Lehrer R.I., Cole A.M., Selsted M.E. 0-Defensins: cyclic peptides with endless potential // J. Biol. Chem. 2012. Vol. 287, № 32. P. 27014-27019.

153. Katsara M. et al. Round and round we go: cyclic peptides in disease // Curr. Med. Chem. 2006. Vol. 13, № 19. P. 2221-2232.

154. Li P., Roller P.P. Cyclization strategies in peptide derived drug design // Curr. Top. Med. Chem. 2002. Vol. 2, № 3. P. 325-341.

155. Rosengren K.J. et al. Microcin J25 has a threaded sidechain-to-backbone ring structure and not a head-to-tail cyclized backbone // J. Am. Chem. Soc. 2003. Vol. 125, № 41. P. 12464-12474.

156. Roxin A., Zheng G. Flexible or fixed: a comparative review of linear and cyclic cancer-targeting peptides // Future Med. Chem. 2012. Vol. 4, № 12. P. 1601-1618.

157. Cemazar M. et al. Discovery and applications of disulfide-rich cyclic peptides // Curr Top Med Chem. 2012. Vol. 12, № 14. P. 1534-1545.

158. Torfoss V. et al. Improved anticancer potency by head-to-tail cyclization of short cationic anticancer peptides containing a lipophilic P(2,2) -amino acid // J. Pept. Sci. 2012. Vol. 18, № 10. P. 609-619.

159. Oh D. et al. Enhanced cellular uptake of short polyarginine peptides through fatty acylation and cyclization // Mol. Pharm. 2014. Vol. 11, № 8. P. 2845-2854.

160. Simmaco M., Kreil G., Barra D. Bombinins, antimicrobial peptides from Bombina species // Biochim. Biophys. Acta. 2009. Vol. 1788, № 8. P. 1551-1555.

161. Cotter P.D., Hill C., Ross R.P. Bacteriocins: developing innate immunity for food // Nat. Rev. Microbiol. 2005. Vol. 3, № 10. P. 777-788.

162. Hilchie A.L. et al. Enhanced killing of breast cancer cells by a d-amino acid analog of the winter flounder-derived pleurocidin NRC-03 // Exp. Mol. Pathol. 2015. Vol. 99, № 3. P. 426-434.

163. Chu H.-L. et al. Novel antimicrobial peptides with high anticancer activity and selectivity // PLoS ONE. 2015. Vol. 10, № 5. P. e0126390.

164. Torfoss V. et al. Synthesis of anticancer heptapeptides containing a unique lipophilic p(2,2) -amino acid building block // J. Pept. Sci. 2012. Vol. 18, № 3. P. 170176.

165. Soudy R. et al. Proteolytically stable cancer targeting peptides with high affinity for breast cancer cells // J. Med. Chem. 2011. Vol. 54, № 21. P. 7523-7534.

166. Ren S.X. et al. FK-16 derived from the anticancer peptide LL-37 induces caspase-independent apoptosis and autophagic cell death in colon cancer cells // PLoS ONE. 2013. Vol. 8, № 5. P. e63641.

167. Lee H.S. et al. Mechanism of anticancer activity of buforin IIb, a histone H2A-derived peptide // Cancer Lett. 2008. Vol. 271, № 1. P. 47-55.

168. Lim K.J. et al. A cancer specific cell-penetrating peptide, BR2, for the efficient delivery of an scFv into cancer cells // PLoS ONE. 2013. Vol. 8, № 6. P. e66084.

169. Zou M. et al. NGR-based strategies for targeting delivery of chemotherapeutics to tumor vasculature // Anticancer Agents Med. Chem. 2012. Vol. 12, № 3. P. 239-246.

170. Corti A. et al. The neovasculature homing motif NGR: more than meets the eye // Blood. 2008. Vol. 112, № 7. P. 2628-2635.

171. Cao Q. et al. Evaluation of biodistribution and anti-tumor effect of a dimeric RGD peptide-paclitaxel conjugate in mice with breast cancer // Eur. J. Nucl. Med. Mol. Imaging. 2008. Vol. 35, № 8. P. 1489-1498.

172. Ellerby H.M. et al. Anti-cancer activity of targeted pro-apoptotic peptides // Nat. Med. 1999. Vol. 5, № 9. P. 1032-1038.

173. Smolarczyk R. et al. Antitumor effect of RGD-4C-GG-D(KLAKLAK)2 peptide in mouse B16(F10) melanoma model // Acta Biochim. Pol. 2006. Vol. 53, № 4. P. 801-805.

174. Law B. et al. A mitochondrial targeted fusion peptide exhibits remarkable cytotoxicity // Mol. Cancer Ther. 2006. Vol. 5, № 8. P. 1944-1949.

175. Shin S.Y., Kang J.H., Hahm K.S. Structure-antibacterial, antitumor and hemolytic activity relationships of cecropin A-magainin 2 and cecropin A-melittin hybrid peptides // J. Pept. Res. 1999. Vol. 53, № 1. P. 82-90.

176. Biswaro L.S. et al. Antimicrobial Peptides and Nanotechnology, Recent Advances and Challenges // Front. Microbiol. 2018. Vol. 9. P. 855.

177. Imura Y. et al. Action mechanism of tachyplesin I and effects of PEGylation // Biochim. Biophys. Acta. 2007. Vol. 1768, № 5. P. 1160-1169.

178. Li Z. et al. Composite Membranes of Recombinant Silkworm Antimicrobial Peptide and Poly (L-lactic Acid) (PLLA) for biomedical application: 1 // Sci. Rep. 2016. Vol. 6, № 1. P. 31149.

179. Gaowa A. et al. Enhancement of anti-tumor activity of hybrid peptide in conjugation with carboxymethyl dextran via disulfide linkers // Eur. J. Pharm Biopharm. 2015. Vol. 92. P. 228-236.

180. Zhou Y. et al. The draft genome of horseshoe crab Tachypleus tridentatus reveals its evolutionary scenario and well-developed innate immunity // BMC Genomics. 2020. Vol. 21. P. 137.

181. Shigenaga T. et al. Separation of large and small granules from horseshoe crab (Tachypleus tridentatus) hemocytes and characterization of their components // J. Biochem. 1993. Vol. 114, № 3. P. 307-316.

182. Shigenaga T. et al. Antimicrobial tachyplesin peptide precursor. cDNA cloning and cellular localization in the horseshoe crab (Tachypleus tridentatus) // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265, № 34. P. 21350-21354.

183. Kawano K. et al. Antimicrobial peptide, tachyplesin I, isolated from hemocytes of the horseshoe crab (Tachypleus tridentatus). NMR determination of the beta-sheet structure // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265, № 26. P. 15365-15367.

184. Ohta M. et al. Mechanisms of antibacterial action of tachyplesins and polyphemusins, a group of antimicrobial peptides isolated from horseshoe crab hemocytes // Antimicrob. Agents Chemother. 1992. Vol. 36, № 7. P. 1460-1465.

185. Zhang L. et al. Interaction of polyphemusin I and structural analogs with bacterial membranes, lipopolysaccharide, and lipid monolayers // Biochemistry. 2000. Vol. 39, № 47. P. 14504-14514.

186. Tamamura H. et al. A comparative study of the solution structures of tachyplesin I and a novel anti-HIV synthetic peptide, T22 ([Tyr5,12, Lys7]-polyphemusin II), determined by nuclear magnetic resonance // Biochim. Biophys. Acta. 1993. Vol. 1163, № 2. P. 209-216.

187. Powers J.-P.S., Rozek A., Hancock R.E.W. Structure-activity relationships for the beta-hairpin cationic antimicrobial peptide polyphemusin I // Biochim. Biophys. Acta. 2004. Vol. 1698, № 2. P. 239-250.

188. Oishi O. et al. Conformations and orientations of aromatic amino acid residues of tachyplesin I in phospholipid membranes // Biochemistry. 1997. Vol. 36, № 14. P. 43524359.

189. Laederach A., Andreotti A.H., Fulton D.B. Solution and micelle-bound structures of tachyplesin I and its active aromatic linear derivatives // Biochemistry. 2002. Vol. 41, № 41. P. 12359-12368.

190. Katsu T., Nakao S., Iwanaga S. Mode of action of an antimicrobial peptide, tachyplesin I, on biomembranes // Biol. Pharm. Bull. 1993. Vol. 16, № 2. P. 178-181.

191. Yonezawa A. et al. Binding of tachyplesin I to DNA revealed by footprinting analysis: significant contribution of secondary structure to DNA binding and implication for biological action // Biochemistry. 1992. Vol. 31, № 11. P. 2998-3004.

192. Powers J.-P.S. et al. The antimicrobial peptide polyphemusin localizes to the cytoplasm of Escherichia coli following treatment // Antimicrob. Agents Chemother. 2006. Vol. 50, № 4. P. 1522-1524.

193. Hong J. et al. Mechanism of tachyplesin I injury to bacterial membranes and intracellular enzymes, determined by laser confocal scanning microscopy and flow cytometry // Microbiol. Res. 2015. Vol. 170. P. 69-77.

194. Matsuzaki K. et al. Membrane permeabilization mechanisms of a cyclic antimicrobial peptide, tachyplesin I, and its linear analog // Biochemistry. 1997. Vol. 36, № 32. P. 9799-9806.

195. Powers J.-P.S. et al. Solution structure and interaction of the antimicrobial polyphemusins with lipid membranes // Biochemistry. 2005. Vol. 44, № 47. P. 1550415513.

196. Doherty T., Waring A.J., Hong M. Peptide-lipid interactions of the beta-hairpin antimicrobial peptide tachyplesin and its linear derivatives from solid-state NMR // Biochim. Biophys. Acta. 2006. Vol. 1758, № 9. P. 1285-1291.

197. Zhang L., Rozek A., Hancock R.E. Interaction of cationic antimicrobial peptides with model membranes // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276, № 38. P. 35714-35722.

198. Jenssen H., Hamill P., Hancock R.E.W. Peptide antimicrobial agents // Clin. Microbiol. Rev. 2006. Vol. 19, № 3. P. 491-511.

199. Powers J.-P.S., Hancock R.E.W. The relationship between peptide structure and antibacterial activity // Peptides. 2003. Vol. 24, № 11. P. 1681-1691.

200. Bechinger B. The structure, dynamics and orientation of antimicrobial peptides in membranes by multidimensional solid-state NMR spectroscopy // Biochim. Biophys. Acta. 1999. Vol. 1462, № 1-2. P. 157-183.

201. Doherty T., Waring A.J., Hong M. Dynamic structure of disulfide-removed linear analogs of tachyplesin-I in the lipid bilayer from solid-state NMR // Biochemistry. 2008. Vol. 47, № 4. P. 1105-1116.

202. Simonetti O. et al. In vitro activity of Tachyplesin III alone and in combination with terbinafine against clinical isolates of dermatophytes // Peptides. 2009. Vol. 30, № 10. P. 1794-1797.

203. Hong J. et al. Tachyplesin I Induce Drug Resistance in Bacteria in vitro // Journal of Animal and Veterinary Advances. 2012. Vol. 11, № 7. P. 939-945.

204. Hong J., Hu J., Ke F. Experimental Induction of Bacterial Resistance to the Antimicrobial Peptide Tachyplesin I and Investigation of the Resistance Mechanisms // Antimicrob. Agents Chemother. 2016. Vol. 60, № 10. P. 6067-6075.

205. Cirioni O. et al. Efficacy of tachyplesin III, colistin, and imipenem against a multiresistant Pseudomonas aeruginosa strain // Antimicrob. Agents Chemother. 2007. Vol. 51, № 6. P. 2005-2010.

206. Cirioni O. et al. Efficacy of the combination of tachyplesin III and clarithromycin in rat models of Escherichia coli sepsis // Antimicrob. Agents Chemother. 2008. Vol. 52, № 12. P. 4351-4355.

207. Cirioni O. et al. In vitro activities of tachyplesin III against Pseudomonas aeruginosa // Peptides. 2007. Vol. 28, № 4. P. 747-751.

208. Cirioni O. et al. Tachyplesin III and granulocyte-colony stimulating factor enhance the efficacy of tazobactam/piperacillin in a neutropenic mouse model of polymicrobial peritonitis // Peptides. 2008. Vol. 29, № 1. P. 31-38.

209. Kobayashi S., Hirakura Y., Matsuzaki K. Bacteria-selective synergism between the antimicrobial peptides alpha-helical magainin 2 and cyclic beta-sheet tachyplesin I: toward cocktail therapy // Biochemistry. 2001. Vol. 40, № 48. P. 14330-14335.

210. Jorge P. et al. Searching for new strategies against biofilm infections: Colistin-AMP combinations against Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus single-and double-species biofilms // PLoS ONE. 2017. Vol. 12, № 3. P. e0174654.

211. Hirakura Y., Kobayashi S., Matsuzaki K. Specific interactions of the antimicrobial peptide cyclic beta-sheet tachyplesin I with lipopolysaccharides // Biochim. Biophys. Acta. 2002. Vol. 1562, № 1-2. P. 32-36.

212. Kushibiki T. et al. Interaction between tachyplesin I, an antimicrobial peptide derived from horseshoe crab, and lipopolysaccharide // Biochim. Biophys. Acta. 2014. Vol. 1844, № 3. P. 527-534.

213. Lee L.-F. et al. Antimicrobial activity of Tachyplesin 1 against Burkholderia pseudomallei: an in vitro and in silico approach // PeerJ. 2016. Vol. 4. P. e2468.

214. Löfgren S.E. et al. Trypanocidal and leishmanicidal activities of different antimicrobial peptides (AMPs) isolated from aquatic animals // Exp. Parasitol. 2008. Vol. 118, № 2. P. 197-202.

215. Morvan null et al. In Vitro Activity of the Limulus Antimicrobial Peptide Tachyplesin I on Marine Bivalve Pathogens // J. Invertebr. Pathol. 1997. Vol. 69, № 2. P. 177-182.

216. Murakami T. et al. Direct virus inactivation of tachyplesin I and its isopeptides from horseshoe crab hemocytes // Chemotherapy. 1991. Vol. 37, № 5. P. 327-334.

217. Yasin B. et al. Evaluation of the inactivation of infectious Herpes simplex virus by host-defense peptides // Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2000. Vol. 19, № 3. P. 187194.

218. Morimoto M. et al. Inhibitory effect of tachyplesin I on the proliferation of human immunodeficiency virus in vitro // Chemotherapy. 1991. Vol. 37, № 3. P. 206-211.

219. Xie H., Wei J., Qin Q. Antiviral function of Tachyplesin I against iridovirus and nodavirus // Fish Shellfish Immunol. 2016. Vol. 58. P. 96-102.

220. Masuda M. et al. A novel anti-HIV synthetic peptide, T-22 ([Tyr5,12,Lys7]-polyphemusin II) // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1992. Vol. 189, № 2. P. 845-850.

221. Tamamura H. et al. Structure-activity relationships of an anti-HIV peptide, T22 // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1994. Vol. 205, № 3. P. 1729-1735.

222. Chen J. et al. Tachyplesin activates the classic complement pathway to kill tumor cells // Cancer Res. 2005. Vol. 65, № 11. P. 4614-4622.

223. Ozaki A., Ariki S., Kawabata S.-I. An antimicrobial peptide tachyplesin acts as a secondary secretagogue and amplifies lipopolysaccharide-induced hemocyte exocytosis // FEBS J. 2005. Vol. 272, № 15. P. 3863-3871.

224. Buri M.V. et al. Comparison of Cytotoxic Activity in Leukemic Lineages Reveals Important Features of ß-Hairpin Antimicrobial Peptides // J. Cell. Biochem. 2017. Vol. 118, № 7. P. 1764-1773.

225. Rothan H.A. et al. A Preliminary Study in Search of Potential Peptide Candidates for a Combinational Therapy with Cancer Chemotherapy Drug // Int. J. Pept. Res. Ther. 2019. Vol. 25. P. 115-122.

226. Carriel-Gomes M.C. et al. In vitro antiviral activity of antimicrobial peptides against herpes simplex virus 1, adenovirus, and rotavirus // Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 2007. Vol. 102, № 4. P. 469-472.

227. Vernen F. et al. Characterization of Tachyplesin Peptides and Their Cyclized Analogues to Improve Antimicrobial and Anticancer Properties // Int. J. Mol. Sci. 2019. Vol. 20, № 17. P. 4184.

228. Edwards I.A. et al. Structure-Activity and -Toxicity Relationships of the Antimicrobial Peptide Tachyplesin-1 // ACS Infect. Dis. 2017. Vol. 3, № 12. P. 917-926.

229. Grieco P. et al. Alanine scanning analysis and structure-function relationships of the frog-skin antimicrobial peptide temporin-1Ta // J. Pept. Sci. 2011. Vol. 17, № 5. P. 358-365.

230. Eisenberg D. Three-dimensional structure of membrane and surface proteins // Annu. Rev. Biochem. 1984. Vol. 53. P. 595-623.

231. Edwards I.A. et al. Contribution of Amphipathicity and Hydrophobicity to the Antimicrobial Activity and Cytotoxicity of ß-Hairpin Peptides // ACS Infect. Dis. 2016. Vol. 2, № 6. P. 442-450.

232. Panteleev P.V., Ovchinnikova T.V. Improved strategy for recombinant production and purification of antimicrobial peptide tachyplesin I and its analogs with high cell selectivity // Biotechnol. Appl. Biochem. 2017. Vol. 64, № 1. P. 35-42.

233. Su Y., Li S., Hong M. Cationic membrane peptides: atomic-level insight of structure-activity relationships from solid-state NMR // Amino Acids. 2013. Vol. 44, № 3. P. 821-833.

234. Tamamura H. et al. Antimicrobial activity and conformation of tachyplesin I and its analogs // Chem. Pharm. Bull. 1993. Vol. 41, № 5. P. 978-980.

235. Shi J. et al. Influences of disulfide connectivity on structure and antimicrobial activity of tachyplesin I // J. Pept. Sci. 2018. Vol. 24, № 6. P. e3087.

236. Matsuzaki K. et al. Role of disulfide linkages in tachyplesin-lipid interactions // Biochemistry. 1993. Vol. 32, № 43. P. 11704-11710.

237. Rao A.G. Conformation and antimicrobial activity of linear derivatives of tachyplesin lacking disulfide bonds // Arch. Biochem. Biophys. 1999. Vol. 361, № 1. P. 127-134.

238. Tam J.P., Lu Y.A., Yang J.L. Marked increase in membranolytic selectivity of novel cyclic tachyplesins constrained with an antiparallel two-beta strand cystine knot framework // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2000. Vol. 267, № 3. P. 783-790.

239. Saravanan R. et al. Structure, activity and interactions of the cysteine deleted analog of tachyplesin-1 with lipopolysaccharide micelle: Mechanistic insights into outermembrane permeabilization and endotoxin neutralization // Biochim. Biophys. Acta. 2012. Vol. 1818, № 7. P. 1613-1624.

240. Ramamoorthy A. et al. Deletion of all cysteines in tachyplesin I abolishes hemolytic activity and retains antimicrobial activity and lipopolysaccharide selective binding // Biochemistry. 2006. Vol. 45, № 20. P. 6529-6540.

241. Shi S.-L. et al. Effects of tachyplesin and n-sodium butyrate on proliferation and gene expression of human gastric adenocarcinoma cell line BGC-823 // World J. Gastroenterol. 2006. Vol. 12, № 11. P. 1694-1698.

242. Ouyang G.-L. et al. Effects of tachyplesin on proliferation and differentiation of human hepatocellular carcinoma SMMC-7721 cells // World J. Gastroenterol. 2002. Vol. 8, № 6. P. 1053-1058.

243. Rothan H.A. et al. Scalable Production of Recombinant Membrane Active Peptides and Its Potential as a Complementary Adjunct to Conventional Chemotherapeutics // PLoS One. 2015. Vol. 10, № 9. P. e0139248.

244. Zhang H. et al. Efflux of potassium ion is an important reason of HL-60 cells apoptosis induced by tachyplesin // Acta Pharmacol. Sin. 2006. Vol. 27, № 10. P. 13671374.

245. Paredes-Gamero E.J. et al. Characterization of dual effects induced by antimicrobial peptides: regulated cell death or membrane disruption // Biochim. Biophys. Acta. 2012. Vol. 1820, № 7. P. 1062-1072.

246. Ding H. et al. Effects of tachyplesin I on human U251 glioma stem cells // Mol. Med. Rep. 2015. Vol. 11, № 4. P. 2953-2958.

247. Li Q.-F. et al. Effects of tachyplesin on the morphology and ultrastructure of human gastric carcinoma cell line BGC-823 // World J. Gastroenterol. 2000. Vol. 6, № 5. P. 676680.

248. Li Q.-F. et al. Effects of tachyplesin on the regulation of cell cycle in human hepatocarcinoma SMMC-7721 cells // World J. Gastroenterol. 2003. Vol. 9, № 3. P. 454458.

249. Li X. et al. Quantitative Proteomic Profiling of Tachyplesin I Targets in U251 Gliomaspheres // Mar. Drugs. 2017. Vol. 15, № 1. P. 20.

250. Xu X.-M. et al. A peptide with three hyaluronan binding motifs inhibits tumor growth and induces apoptosis // Cancer Res. 2003. Vol. 63, № 18. P. 5685-5690.

251. Jain A., Yadav B.K., Chugh A. Marine antimicrobial peptide tachyplesin as an efficient nanocarrier for macromolecule delivery in plant and mammalian cells // FEBS J. 2015. Vol. 282, № 4. P. 732-745.

252. Chen Y. et al. RGD-Tachyplesin inhibits tumor growth // Cancer Res. 2001. Vol. 61, № 6. P. 2434-2438.

253. Liu N. et al. Hyaluronan synthase 3 overexpression promotes the growth of TSU prostate cancer cells // Cancer Res. 2001. Vol. 61, № 13. P. 5207-5214.

254. Bullard K.M. et al. Hyaluronan synthase-3 is upregulated in metastatic colon carcinoma cells and manipulation of expression alters matrix retention and cellular growth // Int. J. Cancer. 2003. Vol. 107, № 5. P. 739-746.

255. Hautmann S.H. et al. Elevated tissue expression of hyaluronic acid and hyaluronidase validates the HA-HAase urine test for bladder cancer // J. Urol. 2001. Vol. 165, № 6 Pt 1. P. 2068-2074.

256. Posey J.T. et al. Evaluation of the prognostic potential of hyaluronic acid and hyaluronidase (HYAL1) for prostate cancer // Cancer Res. 2003. Vol. 63, №2 10. P. 26382644.

257. Rooney P. et al. The role of hyaluronan in tumour neovascularization (review) // Int. J. Cancer. 1995. Vol. 60, № 5. P. 632-636.

258. Evans H.G. et al. D-Amino Acid Analogues of the Antimicrobial Peptide CDT Exhibit Anti- Cancer Properties in A549, a Human Lung Adenocarcinoma Cell Line // Protein Pept. Lett. 2017. Vol. 24, № 7. P. 590-598.

259. Vernen F. et al. Cyclic Analogues of Horseshoe Crab Peptide Tachyplesin I with Anticancer and Cell Penetrating Properties // ACS Chem. Biol. 2019. Vol. 14, № 12. P. 2895-2908.

260. Li Y. Recombinant production of antimicrobial peptides in Escherichia coli: a review // Protein Expr. Purif. 2011. Vol. 80, № 2. P. 260-267.

261. Seyfi R. et al. Antimicrobial Peptides (AMPs): Roles, Functions and Mechanism of Action // Int. J. Pept. Res. Ther. 2020. Vol. 26, № 3. P. 1451-1463.

262. Li Y. Carrier proteins for fusion expression of antimicrobial peptides in Escherichia coli // Biotechnol. Appl. Biochem. 2009. Vol. 54, № 1. P. 1-9.

263. Dasari S., Tchounwou P.B. Cisplatin in cancer therapy: molecular mechanisms of action // Eur J Pharmacol. 2014. Vol. 0. P. 364-378.

264. Wang W. et al. Retrocyclin, an antiretroviral theta-defensin, is a lectin // J. Immunol. 2003. Vol. 170, № 9. P. 4708-4716.

265. Sivertsen A. et al. Synthetic cationic antimicrobial peptides bind with their hydrophobic parts to drug site II of human serum albumin // BMC Struct. Biol. 2014. Vol. 14. P. 4.

266. Rodrigues E.G. et al. Effective topical treatment of subcutaneous murine B16F10-Nex2 melanoma by the antimicrobial peptide gomesin // Neoplasia. 2008. Vol. 10, № 1. P. 61-68.

267. Ikonomopoulou M.P. et al. Gomesin inhibits melanoma growth by manipulating key signaling cascades that control cell death and proliferation // Sci. Rep. 2018. Vol. 8, № 1. P. 11519.

268. Chan L.Y. et al. Cyclization of the antimicrobial peptide gomesin with native chemical ligation: influences on stability and bioactivity // Chembiochem. 2013. Vol. 14, № 5. P. 617-624.

269. Troeira Henriques S. et al. Redesigned Spider Peptide with Improved Antimicrobial and Anticancer Properties // ACS Chem. Biol. 2017. Vol. 12, № 9. P. 2324-2334.

270. Kyte J., Doolittle R.F. A simple method for displaying the hydropathic character of a protein // J. Mol. Biol. 1982. Vol. 157, № 1. P. 105-132.

271. Demchenko A.P. Beyond annexin V: fluorescence response of cellular membranes to apoptosis // Cytotechnology. 2013. Vol. 65, № 2. P. 157-172.

272. Soletti R.C. et al. Peptide gomesin triggers cell death through L-type channel calcium influx, MAPK/ERK, PKC and PI3K signaling and generation of reactive oxygen species // Chem. Biol. Interact. 2010. Vol. 186, № 2. P. 135-143.

273. Ayed Y. et al. Induction of cytotoxicity of Pelagia noctiluca venom causes reactive oxygen species generation, lipid peroxydation induction and DNA damage in human colon cancer cells // Lipids Health Dis. 2011. Vol. 10. P. 232.

274. Paredes-Gamero E.J. et al. Cell-permeable gomesin peptide promotes cell death by intracellular Ca(2+) overload // Mol. Pharm. 2012. Vol. 9, № 9. P. 2686-2697.

275. Dathe M. et al. General aspects of peptide selectivity towards lipid bilayers and cell membranes studied by variation of the structural parameters of amphipathic helical model peptides. // Biochim. Biophys. Acta. 2002. Vol. 1558, № 2. P. 171-186.

276. Tachi T. et al. Position-dependent hydrophobicity of the antimicrobial magainin peptide affects the mode of peptide-lipid interactions and selective toxicity // Biochemistry. 2002. Vol. 41, № 34. P. 10723-10731.

277. Sreenivasan S., Krishnakumar S. Synergistic Effect of Curcumin in Combination with Anticancer Agents in Human Retinoblastoma Cancer Cell Lines // Curr. Eye Res. 2015. Vol. 40, № 11. P. 1153-1165.

278. Heiduschka G. et al. Resveratrol synergistically enhances the effect of etoposide in HNSCC cell lines // Acta Otolaryngol. 2014. Vol. 134, № 10. P. 1071-1078.

279. Wu J. et al. Tachyplesin induces apoptosis in non-small cell lung cancer cells and enhances the chemosensitivity of A549/DDP cells to cisplatin by activating Fas and necroptosis pathway // Chem Biol. Drug Des. 2021. Vol. 97, № 4. P. 809-820.

280. Hui L., Leung K., Chen H.M. The combined effects of antibacterial peptide cecropin A and anti-cancer agents on leukemia cells // Anticancer Res. 2002. Vol. 22, № 5. P. 2811-2816.