Исследование общих закономерностей изменения сплайсинга пре-мРНК под воздействием химиотерапевтических препаратов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.09, кандидат наук Ануфриева Ксения Сергеевна

• Ануфриева Ксения Сергеевна
• кандидат наук
• 2021

Оглавление диссертации кандидат наук Ануфриева Ксения Сергеевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность исследования

Научная новизна и практическая значимость

Цели и задачи исследования

Основные положения, выносимые на защиту

Личный вклад автора в исследование

Степень достоверности и апробация результатов

Список публикаций по теме диссертации

Список сокращений

Глава I. Обзор литературы по предметной области

1. Cплайсинг пре-мРНК и его регуляция в клетке

1.1 Молекулярный механизм сплайсинга в эукариотической клетке

1.2 Способы регуляции сплайсинга

1.2.1 Регуляция сплайсинга посредством цис-действующих регуляторных элементов

1.2.2 Регуляция сплайсинга посредством транс-действующих сплайсинговых факторов

1.3. Анализ альтернативного сплайсинга

1.3.1 Секвенирование РНК

1.3.2 Идентификация и количественный анализ альтернативного сплайсинга

2. Влияние альтернативного сплайсинга на развитие и течение онкологических заболеваний

2.1 Паттерны изменения альтернативного сплайсинга в опухолевых клетках

2.2 Влияние мутаций сплайсосомных белков на паттерны сплайсинга в опухолевых клетках

2.3 Мутации в цис-действующих регуляторных элементах

2.4 Изменение экспрессии сплайсинговых факторов

3. Влияние альтернативного сплайсинга на ответ клетки после воздействия ДНК-повреждающей химиотерапии

3. 1 Молекулярные механизмы репарации ДНК в клетке

3.2 Типы и механизмы ДНК-повреждающих воздействий

3.2.1 Ионизирующее излучение

3.2.2 ДНК сшивающие агенты

3.2.3 Ингибиторы топоизомераз

3.3 Роль сплайсосомных белков в репарации ДНК

3.4 Изменение сплайсинга вследствие ДНК-повреждающих воздействий

Глава II. Основная часть

4 Анализ изменений сплайсинга пре-мРНК после воздействия химиотерапии

4.1 Материалы и методы

4.1.1 Источники данных

4.1.2 Анализ альтернативного сплайсинга

4.1.3 Анализ биологически значимых путей

4.1.4 Анализ характеристик последовательностей интронов, удерживаемых после воздействия химиотерапии

4.2 Результаты

4.2.1 Общие паттерны сплайсинга в опухолевых клетках под воздействием различных химиопрепаратов

4.2.2 Изменение сплайсинга пре-мРНК в различных опухолевых клеточных линиях после воздействия доксорубицина

4.2.3 Сравнение паттернов сплайсинга между клетками нормальной ткани и опухолевыми клеточными линиями

4.2.4 Влияние химиорезистентности на изменение паттернов сплайсинга пре-мРНК в опухолевых клетках

4.2.5 Изменения соотношений изоформ транскриптов с противоположными функциями после воздействия различных химиопрепаратов

4.2.6 Особенности удержанных интронов после воздействия химиотерапии

4.2.7 Особенности включенных и пропущенных экзонов после воздействия химиотерапевтических препаратов

5. Регуляция и клиническая значимость альтернативных сплайсинговых событий, возникающих после воздействия химиотерапии

5.1 Методы

5.1.1 Анализ клинической значимости сплайсинговых событий, возникающих после проведения химиотерапии пациентов с онкологией

5.1.2 Построение и тестирование моделей машинного обучения для предсказания изменений альтернативного сплайсинга в зависимости от представленности сплайсинговых факторов

5.1.3 Анализ обогащения РНК мотивами связывания сплайсинговых факторов вблизи общих сплайсинговых событий

86

5.2 Результаты

5.2.1 Клиническая значимость найденных событий альтернативного сплайсинга

5.2.2 Прогнозирование изменений альтернативного сплайсинга

6. Анализ экспрессии генов и секреции белков в ответ на различные стрессовые воздействия

6.1 Материалы и методы

6.1.1 Источники данных

6.1.2 Исследование профилей экспрессии генов через анализ данных гибридизации на микрочипах

6.1.3 Анализ биологически значимых путей

6.1.4 Объединение результатов анализа дифференциальной экспрессии генов

6.1.5 Кластеризация данных по временным паттернам

6.1.6 Агрегация результатов протеомных исследований секретомов опухолевых клеток после воздействия химиопрепаратов или радиации

6.2 Результаты

6.2.1 Анализ экспрессии генов после воздействия химиопрепаратов, радиации или гипоксии на опухолевые клетки

96

6.2.2 Динамика изменения экспрессии генов сплайсосомы после воздействия на клетки цисплатина, гипоксии или радиации

6.2.3 Изменение секреции сплайсосомных белков после воздействия противоопухолевыми препаратами или радиацией101

7 Подбор комбинированной химиотерапии для преодоления химиорезистентности, возникающей в результате альтернативного сплайсинга в опухолевых клетках под воздействием традиционных химиопрепаратов

7. 1 Материалы и методы

7.1.1 Анализ дифференциальной экспрессии генов и альтернативного сплайсинга после воздействия ингибиторов сплайсинга

7.1.2 Оценка выживаемости клеточных культур с помощью МТТ-теста

7.1.3 Анализ уровня апоптоза в клеточных культурах методом проточной цитофлуориметрии

7.1.4 Анализ уровня фосфорилирования ATM в клеточных культурах методом проточной цитофлуориметрии

7.1.6 Подготовка клеток к анализу протеома: трипсинолиз в растворе

7.1.7 Хромато-масс-спектрометрический анализ триптических

7.2.1 Роль сплайсосомы в остановке клеточного цикла и предотвращении ДНК повреждений

7.2.2 Изменение экспрессии и сплайсинга после воздействия ингибиторов сплайсосомы

7.2.3 Совместное действие ингибиторов сплайсинга и препаратов, повреждающих ДНК, на выживаемость опухолевых клеток

7.2.4 Предварительное добавление пладиенолида Б ухудшает передачу сигнала о наличии поврежденной ДНК

7.2.5 Протеомные профили опухолевых клеток после последовательного воздействия ингибиторов сплайсосомы и цисплатина

7.1.8 Анализ LC-MS/MS данных 7.2 Результаты

пептидов клеток

107

108

Заключение

120

Выводы

123

Список литературы

124

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование общих закономерностей изменения сплайсинга пре-мРНК под воздействием химиотерапевтических препаратов»

Актуальность исследования

^лайсинг пре-мРНК является механизмом обеспечения протеомного и транскриптомного разнообразия в эукариотических клетках [1,2]. Исследования показали, что у 95% генов пре-мРНК подвергаются сплайсингу [3]. В последние годы появляется все больше публикаций, показывающих, что дефекты сплайсинга пре-мРНК могут способствовать росту и химиорезистентности опухолевых клеток [1,4,5]. Поэтому аномальные изменения сплайсинга пре-мРНК считаются одной из ключевых особенностей злокачественных опухолей, и в ходе исследований альтернативного сплайсинга могут быть выявлены потенциальные биомаркеры для диагностики злокачественных опухолей.

Сплайсинг пре-мРНК осуществляет сплайсосома. Она представляет собой высоко динамичную структуру и состоит из рибонуклеопротеиновых комплексов, которые, в свою очередь, содержат ряд малых ядерных РНК и около 200 белков [6]. Большая часть этих белков является регуляторами сплайсинга. Они контролируют выбор сайта сплайсинга, посредством распознавания определенных участков пре-мРНК, они определяют какие участки должны войти в конечный транскрипт зрелой мРНК. На данный момент большинство опубликованных исследовании сосредоточены на изучении самого факта изменения альтернативного сплайсинга в опухолевых клетках, однако регуляция подобных изменений недостаточно изучена.

В рамках проекта The Cancer Genome Atlas ранее был проведен крупномасштабный анализ альтернативного сплайсинга пре-мРНК, по результатам которого было обнаружено около 24 млн. сплайсинговых событий, 30% из которых были обнаружены только в когорте опухолевых

образцов и не были зафиксированы среди образцов нормальной ткани [7]. Несмотря на всесторонний анализ альтернативного сплайсинга пре-мРНК в злокачественных клетках относительно нормальных, ранее не проводили глобального скрининга изменений альтернативного сплайсинга после химиотерапевтического воздействия. На наш взгляд, необходимо понимать механизмы эволюции выживших после химиотерапии опухолевых клеток, чтобы иметь возможность остановить или, по крайней мере, замедлить их рост. Знания о механизмах изменения альтернативного сплайсинга после воздействия стрессовых факторов могут помочь в разработке новых подходов комбинированной химиотерапии.

Научная новизна и практическая значимость

Так как химиотерапия является одним из основных способов лечения злокачественных новообразований, важно увеличивать пул эффективных препаратов и разных схем лечения для предотвращения развития устойчивости и, следовательно, рецидивов заболевания. В опубликованных работах нами было показано, что под воздействием химиотерапии опухолевые клетки секретируют сигнальные компоненты, которые способны поддерживать пролиферацию и повышать химиорезистентность выживших клеток [8]. Мы обнаружили, что секретомы злокачественных клеток после воздействия химиотерапии обогащены белками сплайсосомы.

Исследование роли сплайсосомы в развитии опухолей и применение этих знаний для разработки новых терапевтических подходов представляет большой интерес, однако изменение экспрессии сплайсосомных генов и представленности соответствующих белков в ответ на химиотерапевтические препараты плохо изучено. В рамках этой диссертационной работы мы впервые показали, что при сильном стрессорном воздействии клетка стремится резко уменьшить

представленность белков сплайсосомы, используя несколько подходов: секретируя их во внеклеточное пространство, снижая экспрессию соответствующих генов и нарушая сплайсинг их пре-мРНК. Согласно нашим результатам, снижение представленности сплайсосомных белков может способствовать выживанию опухолевых клеток после терапии: запускает арест клеточного цикла и сигнализирует клетке о необходимости репарации ДНК. Мы показали, что подобный ответ опухолевых клеток на химиотерапию, вызывающую повреждение ДНК, может быть подавлен ингибиторами сплайсинга (например, пладиенолидом Б). В нашей работе впервые было продемонстрировано, что последовательная обработка опухолевых клеток низкими дозами ингибитора сплайсинга и ДНК-повреждающим агентом, цисплатином, приводит к синергетическому эффекту in vitro.

Описанные результаты, помимо научной новизны, имеют прикладную значимость для медицины. Возможно, предложенное сочетание химиопрепаратов ляжет в основу новых способов комбинированной химиотерапии и поможет снизить системную токсичность вследствие использования более низких терапевтических доз обоих препаратов. Недавно было показано, что сплайсосомные белки играют важную роль в устранении повреждений ДНК. Однако, насколько нам известно, не существует работ, в которых пытались бы ингибировать неспецифические воздействия сплайсосомных белков и нарушать эффективность ДНК репарации, тем самым, улучшая существующие подходы лечения злокачественных опухолей.

Цели и задачи исследования

Целью данной работы являлось исследование общих паттернов изменений альтернативного сплайсинга пре-мРНК в опухолевых клетках после воздействия различных стрессовых факторов.

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. На основании общедоступных наборов данных РНК секвенирования определить общие паттерны изменений сплайсинга пре-мРНК в опухолевых клетках после воздействия химиотерапевтических препаратов. Сравнить полученные паттерны изменения альтернативного сплайсинга в чувствительных и резистентных к химиотерапии опухолевых клетках.

2. Найти регуляторные механизмы, ответственные за наблюдаемые изменения сплайсинга пре-мРНК после воздействия противоопухолевой терапии.

3. Проанализировать изменения профилей секреции белков и экспрессии генов в различных опухолевых клеточных линиях после воздействия терапии.

4. Предложить новые схемы комбинированной химиотерапии для преодоления химиорезистентности, возникающей в результате аберрантного сплайсинга в опухолевых клетках под воздействием традиционных химиопрепаратов.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Было выявлено, что различные типы химиопрепаратов приводят к одинаковым изменениям в сплайсинге пре-мРНК в опухолевых клетках. Наиболее частыми событиями альтернативного сплайсинга являются удержание интронов и включение экзонов в пре-мРНК сплайсосомных генов. Как в опухолевых, так и в нормальных клетках в ответ на химиотерапию происходят схожие изменения сплайсинга пре-мРНК. Однако в резистентных к химиотерапии опухолевых клетках в отличие от чувствительных не происходит дисрегуляции сплайсинга сплайсинговых генов.

2. Было показано, что около 23% от общих событий альтернативного сплайсинга, возникающих после воздействия химиопрепаратов, приводят к нарушению последовательностей белок-кодирующих изоформ.

3. Показано, что сплайсинговые события такие, как удержание интронов, включение или пропуск экзонов в транскриптах, кодирующих сплайсосомные белки, задействованы в петлях авторегуляторной обратной связи. Сплайсинговые факторы связываются со своей пре-мРНК и способствуют удержанию интронов, включению или пропуску экзонов в конечном транскрипте.

4. Было продемонстрировано, что под действием противоопухолевой терапии клетка стремится резко уменьшить представленность белков сплайсосомы, используя несколько механизмов: секретируя их во внеклеточное пространство, снижая экспрессию соответствующих генов и нарушая сплайсинг их пре-мРНК. Согласно нашим результатам, снижение представленности сплайсосомных белков может способствовать выживанию злокачественных клеток после терапии: запускает арест клеточного цикла и сигнализирует клетке о необходимости репарации ДНК.

5. Показано, что предварительная обработка опухолевых клеток ингибитором сплайсинга усиливает их чувствительность к цисплатину, препарату, повреждающему ДНК.

Личный вклад автора в исследование

Все результаты, представленные в этой диссертационной работе, были получены лично автором, либо под его руководством. Автор осуществлял планирование и проведение экспериментов, выбор методов, анализ и подготовку результатов к публикации.

Степень достоверности и апробация результатов

Достоверность полученных результатов обеспечена использованием современных методов обработки данных секвенирования, использованием больших массивов данных, а также согласованностью с результатами, полученных другими исследователями. По теме научной работы автором было опубликовано 6 научных статей в рецензируемых изданиях, рекомендованных ВАК РФ. Результаты исследования, были представлены на 6 научных конференциях, в 3 из которых тезисы были напечатаны в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК РФ.

Список публикаций по теме диссертации

1. Anufrieva Ksenia, Victoria О. Shender, Georgij P. Arapidi, Marat S. Pavlyukov, Michail I. Shakhparonov, Polina V. Shnaider, Ivan O. Butenko, Maria A. Lagarkova, and Vadim M. Govorun. 2018. "Therapy-Induced Stress Response Is Associated with Downregulation of Pre-mRNA Splicing in Cancer Cells." Genome Medicine 10 (1): 49.

2. Pavlyukov Marat, Hai Yu, Soniya Bastola, Mutsuko Minata, Victoria O. Shender, Yeri Lee,Suojun Zhang, Jia Wang, Svetlana Komarova, Jun Wang, Shinobu Yamaguchi, Heba Allah Alsheikh, Junfeng Shi, Dongquan Chen, Ahmed Mohyeldin, Sung-Hak Kim, Yong Jae Shin, Ksenia Anufrieva, Evgeniy G Evtushenko, Nadezhda V Antipova, Georgij P Arapidi, Vadim Govorun, Nikolay B Pestov, Mikhail I Shakhparonov, L James Lee, Do-Hyun Nam, Ichiro Nakano. 2018. "Apoptotic Cell-Derived Extracellular Vesicles Promote Malignancy of Glioblastoma Via Intercellular Transfer of Splicing Factors." Cancer Cell 34 (1): 119-35.e10.

3. Shnaider Polina, Olga M. Ivanova, Irina K. Malyants, Ksenia S. Anufrieva, Ilya A. Semenov, Marat S. Pavlyukov, Maria A. Lagarkova, Vadim M. Govorun, and Victoria O. Shender. 2020. "New Insights into

Therapy-Induced Progression of Cancer." International Journal of Molecular Sciences 21 (21).

4. Ануфриева К. С., В. О. Шендер, Г. П. Арапиди, М. А. Лагарькова, В. М. Говорун. 2019. "Многогранная роль белков сплайсосомы в регуляции клеточных процессов." Биоорг. химия 45 (1): 1-8.

5. Filippova J. A., A. M. Matveeva, E. S. Zhuravlev, Evgenia A. Balakhonova, Daria V. Prokhorova, Sergey J. Malanin, Raihan Shah Mahmud, Tatiana V. Grigoryeva, Ksenia S. Anufrieva, Dmitry V. Semenov, Valentin V. Vlassov and Grigory A. Stepanov. 2019. "Are Small Nucleolar RNAs 'CRISPRable'? A Report on Box C/D Small Nucleolar RNA Editing in Human Cells." Frontiers in Pharmacology.

6. Шендер В. О., Арапиди Г. П., Павлюков М. С., Шнайдер П. В., Ануфриева К. С., Степанов Г. А., Говорун В. М. 2018. "Роль межклеточной коммуникации в прогрессии онкологических заболеваний (обзорная статья)". Биоорг. химия 44 (5): 471-480.

Тезисы докладов на конференциях:

1. Ksenia S. Anufrieva, Victoria О. Shender, Georgij P. Arapidi, Vadim M. Govorun. "Transcription regulation of gene expression by splicing-related proteins". In Proceedings of the 2nd International Caparica Conference in Splicing, Caparica, Portugal - 2018.

2. Ksenia S. Anufrieva, Victoria О. Shender, Georgij P. Arapidi "Combining data from TCGA and GEO databases to predict the level of alternative spliced isoforms in cancer cells". In Proceedings of the Moscow Conference on Computational Molecular Biology (MCCMB) 2019, Moscow, Russia - 2019. http://mccmb.belozersky.msu.ru/2019/thesis/MCCMB2019/abstracts/143 .pdf.

3. К.С. Ануфриева, В.О. Шендер, Г.П. Арапиди, П.В. Шнайдер, М.А. Лагарькова, В.М. Говорун. "Влияние совместного действия ингибиторов

сплайсинга и препаратов, повреждающих днк, на выживаемость раковых клеток". II Объединенный Научный Форум, VI съезд физиологов СНГ, VI съезд биохимиков России, IX Российский Симпозиум «Белки и Пептиды», Дагомыс// ActaNaturae - 2019; спецвыпуск Т.2; с. 156. http://www.rusbiochem.org/files/uploaded/DAG2019 AbstractBook Vol20912 2019.pdf.

4. K. Anufrieva, V. Shender, G. Arapidi, M. Pavlyukov, P. Shnaider, M. Lagarkova, V. Govorun. "A link between alternative splicing regulationand the efficacy of cancer treatment". FEBS OPEN BIO Т.8, с. 321-321. https://2018.febscongress.org/abstract_preview.aspx?idAbstractEnc=442417009 4091095097098424170.

5. Ksenia Anufrieva, Victoria Shender, Polina Shnaider, Olga Ivanova, Veronika Boichenko, Zhanat Baymukhanova, Maria Lagarkova, Georgij Arapidi. "Molecular mechanisms underlying synergistic anticancer effects of spliceosome inhibitor combined with cisplatin" In special Issue: Experimental Biology 2021 Meeting Abstracts, Volume 35, Issue S1, https://faseb.onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1096/fasebj.2021.35.S1.05322.

6. Ануфриева К.С., Шендер В.О., Арапиди Г.П., Павлюков М.С., Лагарькова М.А. "Угнетение альтернативного сплайсинга мРНК как универсальный механизм реакции раковой клетки на стресс". Сборник научных трудов V Международной конференции Постгеном - 2018, Казань. https://core.ac.uk/download/pdf/197479985.pdf.

Список сокращений

3'SS - 3'-сайт или акцепторный сайт сплайсинга

5'SS - 5'-сайт или донорный сайт сплайсинга

A3SS - альтернативное событие на 3'-конце экзона, англ. alternative 3' splice site

A5SS - альтернативное событие на 5'-конце экзона, англ. alternative 5' splice site

BER - эксцизионная репарация оснований, англ. base excision repair BPS - сайт ветвления, англ. branch point site DSB - двунитевые разрывы ДНК, англ. double strand breaks EM - метод максимизаций ожиданий, англ. expectation maximization ESTs - библиотека экспрессируемых меток последовательностей, англ. expressed sequence tags

HR - гомологичный обмен, англ. homologous recombination IR - ионизирующее излучение, англ. ionizing radiation KH - РНК-распознающий домен, англ. K-Homology MMR - репарация ошибочно спаренных нуклеотидов, англ. mismatch repair

MXE - взаимоисключающие экзоны, англ. mutually exclusive exons NER - эксцизионная репарация нуклеотидов, англ. nucleotide excision repair

NHEJ - негомологичное соединение концов, англ. non-homologous end joining

NMD - нонсенс-зависимый распад мРНК, англ. nonsense-mediated mRNA decay

NTC - комплекс из девяти коровых белков сплайсосомы, англ. NineTeen Complex

NTR - NTC-связанные белки, англ. NTC-related proteins RI - удержание интрона, англ. retained intron RRM - РНК-распознающий домен, англ. RNA recognition motif RRMH - РНК-распознающий домен, англ. RRM homology RS - С-концевой домен белка, обогащенный аргинином и сериноном, англ. arginine-serine rich domain

SE - пропущенный экзон, англ. skipped exon

SR белки - семейство серин-аргинин-богатых белков, англ. serin/arginine rich proteins

SRE - цис-действующий регуляторный элемент, англ. splicing regulatory element

SSB - однонитевый разрыв, англ. single strand break psi - доля прочтений, подтверждающих наличие сплайсингового события, англ. percent-spliced-in

dpsi - разница psi величин между состояниями, англ. delta percent-spliced-in

fdr - поправка на множественное сравнение, англ. false discovery

rate

hnRNP - гетерогенный ядерный рибонуклеопротеин, англ. heterogeneous nuclear ribonucleoproteins

k-мер - подстройка заданной длины

qRRM - РНК-распознающий домен, англ. quasi RNA recognition

motifs

Глава I. Обзор литературы по предметной области

1. ^лайсинг пре-мРНК и его регуляция в клетке

Гены эукариотических клеток представляют собой сложную структуру, основными составляющими которых являются экзоны и интроны. Экзоны - это, в основном, кодирующие участки, присутствующие как в пре-мРНК, так и в мРНК. Интроны - это некодирующие участки, которые транскрибируются и присутствуют в пре-мРНК, но обычно отсутствуют в зрелой мРНК. Сплайсинг - важный этап созревания пре-мРНК в мРНК, заключающийся в удалении интронов и объединении экзонов. В 1978 году Гилберт ввел понятие сплайсинга, и показал, что теория «один ген - одна РНК - один белок» больше не актуальна [9]. По современным оценкам около 95% генов подвергаются сплайсингу [3,10]. Сплайсинг пре-мРНК находиться под строгим контролем, которое осуществляют мажорная (и2-зависимая) и минорная (и12-зависимая) сплайсосомы. Сплайсосома распознает консенсусную последовательность в сайтах сплайсинга: 5'- или донорный сайт сплайсинга (5'SS), сайт ветвления (BPS) и 3'- или акцепторный сайт сплайсинга (3'SS). Процесс распознавания сайтов сплайсинга опосредован сложной сетью взаимодействий сплайсинговых факторов с цис-действующими регуляторными элементами. В этой главе будут подробно отображены текущие знания о механизме регуляции сплайсинга в клетке. Также будут подробно разобраны современные подходы и актуальные вычислительные алгоритмы для изучения изменений альтернативного сплайсинга.

1.1 Молекулярный механизм сплайсинга в эукариотической клетке

♦ тв ¡> =нзи—а—дев пре-мРНК

КомплексЕ

Ргрб идрьь'ВиЬг

КомплексА

пре-В комплекс

и4/иб-и5 мяРНП

Комплекс В

Ч 4—Ч-»

щ

Ргр 22

Комплекс Р

Лигирование экзонов

Комплексе

Комплексе

Комплекс В

Комплекс В

Рисунок 1. Цикл работы сплайсосомы. Рисунок взят и адаптирован из работы ¥юа и Nagai [11].

Сплайсосома - это динамический комплекс, состав которого меняется на разных этапах сплайсинга. Основу сплайсосомы составляют пять рибонуклеопротеинов (мяРНП): Ш, Ш, 114, 115, 116, связанных с белковыми кофакторами [11]. Каждая мяРНП состоит из малой ядерной РНК (мяРНК) и набора из семи Бт-белков (В/В', БЗ, Б2, Б1, Е,Би О). Эти мяРНК имеют ряд особенностей: они становятся активными только после химической модификации их 5'-концов в цитоплазме, мяРНК Ш, 112,114,

и5 содержат Sm последовательности, к которым присоединяются белки семейства Sm [12]. Интроны, которые вырезаются мажорной сплайсосомой, имеют схожую структуры и содержат ряд консервативных последовательностей: 5'- или донорный сайт сплайсинга, сайт ветвления и 3'- или акцепторный сайт сплайсинга. Сплайсинг пре-мРНК осуществляется в два этапа: ветвление и лигирование экзонов. В ходе процесса ветвления образуется свободный 5'-экзон и структура лассо, включающая интрон и З'-экзон. В ходе лигирования экзонов происходит сшивание 5'-экзона и З'-экзона с высвобождением интрона в форме лассо. Для реализации этих двух каталитических реакции, сплайсосома множество раз реорганизуется, образовывая 9 различных функциональных состояний: комплекс Е, А, пре-В, В, ВаС;, В*, С, С*, Р (Рисунок 1).

Первый этап сплайсинга заключается в формировании раннего комплекса сплайсосомы (Е-комплекса). Образование Е-комплекса начинается в результате связывания мяРНП Ш с высококонсервативным участком 5'SS пре-мРНК (GGURAGU, где R обозначает пуриновое основание) [13]. После этого сплайсинговый фактор SF1 связывается с сайтом ветвления пре-мРНК (YNYURAC, где Y, R и N обозначают пиримидиновое основание, пуриновое основание и любой нуклеотид, соответственно). Далее субъединица ШАБ65 комплекса ШАБ связывается с полипиримидиновым трактом последовательности пре-мРНК, а малая субъединица ШАБ35 - с 3'SS пре-мРНК. Стоит отметить, что АТФ не участвует в образовании Е-комплекса, поэтому на этом этапе требуется стабилизация комплекса сплайсинговыми факторами.

Далее происходит образование А-комплекса: мяРНП и2 вытесняет сплайсинговый фактор SF1 с консенсусной последовательности сайта ветвления за счет гидролиза АТФ.

После этого происходит образование пре-В-комплекса: комплекс А взаимодействует с комплексом из трех мяРНП и4/иб/и5, в котором и4 и

U6 удерживаются вместе за счет комплементарного связывания. При образовании комплекса В из пре-В комплекса происходит перемещение мяРНП U6 на 5'SS и высвобождение мяРНП U1. РНК хеликаза Brr2 осуществляет диссоциацию мяРНП U4 от B-комплекса. Активный сайт на N-конце РНК хеликазы Brr2 связывается с одноцепочечным участком U4 и начинает перемещаться вдоль него, расплетая дуплекс U4/U6, что приводит к удалению мяРНП U4 из B-комплекса и образованию активированного B-комплекса.

Активированный B-комплекс присоединяет девять коровых белков, составляющих комплекс NTC (англ. NineTeen Complex), и три ассоциированных белка NTR (англ. NTC-related proteins) посредством связывания с фактором Prp19 из комплекса NTC. Белок Prp19 комплекса NTC осуществляет стабилизацию пре-мРНК внутри сплайсосомы. Также некоторые белки комплекса NTC могут заменять белки комплекса B. Далее активированный B-комплекс связывается с РНК-хеликазой Prp2, что приводит к формированию B*-комплекса. B*-комплекс осуществляет первую из двух реакций сплайсинга - ветвление: соединение сайта ветвления с 5'SS. После первой реакции переэтерификации 5'-конец интрона отщепляется от экзона и присоединяется к сайту ветвления через 2',5'-фосфодиэфирную связь, происходит образование С-комплекса.

АТФаза Prp16 перестраивает С-комплекс, мяРНП U5 сближает 5'- и 3'-концы экзонов, образуется С*-комплекс, в результате чего происходит вторая каталитическая реакция: лигирование экзонов с участием белков Prp18 и Slu7. Происходит образование P-комплекса, в состав которого входит интрон в форме лассо, связанный с мяРНП, и лигированные экзоны. Затем Prp22 высвобождает мРНК, а Prp43 и Brr2 осуществляют диссоциацию оставшихся компонентов сплайсосомы (Рисунок 1) [11,14].

1.2 Способы регуляции сплайсинга

Консенсусные последовательности, такие как 5'-сайты сплайсинга, сайты точки ветвления, 3'-сайты сплайсинга, полипиримидиновый тракт, являются основным факторами, определяющими границы интронов и экзонов. Если бы сплайсосома собиралась на каждом участке, в котором присутствуют все 3 необходимые консенсусные последовательности, то в результате сплайсинга пре-мРНК одного гена мог бы образовываться только один вариант мРНК. Наличие множества изоформ, получаемых из пре-мРНК одного гена, указывает на то, что существуют дополнительные сигналы сплайсинга, которые определяют сайты посадки сплайсосомы. Было показано, что наибольший вклад в регуляцию сплайсосомы вносят взаимодействие между цис-действующими регуляторными элементами и транс-действующими факторами сплайсинга [15].

1.2.1 Регуляция сплайсинга посредством цис-действующих регуляторных элементов

Цис-действующие регуляторные элементы (SRE, англ. splicing regulatory element) - это последовательности в пре-мРНК, которые подавляют или активируют сплайсинг. Обычно SRE представляют собой мотивы одноцепочечных последовательностей РНК, которые специфически связывают транс-действующие факторы сплайсинга [16]. Также были описаны случаи, когда SRE являлись последовательностями РНК со вторичной структурой, которая ингибировала сплайсинг, скрывая консенсусные последовательности в двухцепочечных областях, или, в некоторых случаях, способствуя работе сплайсосомы, приближая 5'- и 3'-сайты сплайсинга [17]. Цис-действующие SRE обычно располагаются поблизости от сайтов сплайсинга, однако были найдены SRE, расположенные на расстоянии более 500 нуклеотидов от границы между

интроном и экзоном [18]. В зависимости от локализации и активности SRE среди них выделяют следующие типы: экзонные энхансеры сплайсинга, интронные энхансеры сплайсинга, экзонные сайленсеры сплайсинга и интронные сайленсеры сплайсинга [9].

SRE рекрутируют транс-действующие сплайсинговые факторы, которые активируют или подавляют узнавание сайта сплайсинга пре-мРНК или сборку сплайсосомы [14]. Обычно факторы сплайсинга содержат один или несколько РНК-связывающих доменов для специфического распознавания цис-действующих регуляторных элементов в пре-мРНК и/или функциональный домен, влияющий на работу сплайсосомы [19].

1.2.2 Регуляция сплайсинга посредством транс-действующих сплайсинговых факторов

Наиболее изученными сплайсинговыми факторами являются белки семейства SR (англ. serin/arginine rich proteins) и гетерогенные ядерные рибонуклеопротеины (hnRNP, англ. heterogeneous nuclear ribonucleoproteins). SR белки представляют собой большое суперсемейство РНК связывающих белков, имеющих общие РНК-связывающие мотивы. SR белки на N-конце содержат один или два РНК-связывающих домена, которые обеспечивают специфическое взаимодействие с молекулами РНК, а С-конец содержит домен, обогащенный аргинином и сериноном (RS, англ. arginine-serine rich domain), необходимый для белок-белковых взаимодействий [20]. У большинства SR белков два РНК-связывающих домена: один принадлежит RRM (англ. RNA recognition motif), второй плохо соответствует консенсусу RRM и является гомологом RRM (RRMH, англ. RRM homology) [21]. Единственное исключение представляет белок SRSF7, который содержит RRM и домен цинковых пальцев, который обеспечивает взаимодействие с РНК [22]. RS домены сплайсинговых

факторов необходимы для белок-белковых взаимодействий и участвуют во взаимодействиях с рядом других факторов сплайсинга, содержащих RS-домен [23]. Кроме того было показано, что RS домен может служить сигналом к ядерной локализации SR белков [24].

Большинство SR белков имеют ядерную локализацию, но некоторые белки (SRSF1, SRSF3 и SRSF7) непрерывно перемещаются из ядра в цитоплазму, участвуя в экспорте мРНК, нонсенс-опосредованном распаде РНК, регуляции стабильности мРНК [25,26].

В большинстве случаев белки SR являются энхансерами сплайсинга, они рекрутируются к экзонным энхансерам сплайсинга. Предполагается, что SR белки участвуют в регуляции работы сплайсосомы практически на всех этапах. Во-первых, во время образования E-комплекса, SR белки помогают рекрутировать мяРНП Ш и комплекс ШЛБ к 5'- и 3'-сайтам сплайсинга, соответственно [27]. Во-вторых, при преобразовании E-комплекса в Л-комплекс, SR белки способствуют рекрутированию мяРНП и2 к последовательности точки ветвления посредством неспецифического взаимодействия RS домена с фосфодиэфирным остовом, возможно нейтрализуя его отрицательный заряд и усиливая спаривание оснований [28]. В-третьих, SR белки участвуют в образовании пре-В комплекса, рекрутируя три мяРНП Ш/Ш/Ш к А-комплексу [29]. В-четвертых, при образовании В-комплекса из пре-В комплекса RS домены SR белков ассоциируются с фосфодиэфирными остовами около 5'-сайтов сплайсинга, чем помогают связыванию мяРНП иб с 5'-сайтами сплайсинга [30]. Наконец, дефосфорилирование SR белков, приводит к образованию каталитически активного С-комплекса [31,32].

В литературе семейству SR белков часто противопоставляют семейство hnRNP. hnRNP классически считаются репрессорами сплайсинга и часто связываются с мотивами интронных сайленсеров сплайсинга. Помимо регуляции сплайсинга hnRNP выполняют множество

различных функции в клетке: регулируют экспрессию генов, полиаденилирование, кэпирование, модификацию и экспорт молекул пре-мРНК, локализацию и распад мРНК [33,34], восстановление повреждений ДНК и поддержание длины теломер [35]. В последовательность каждого hnRNP входит хотя бы один РНК-связывающий домен: RRM, qRRM (англ. quasi RNA recognition motifs) или глицин богатый KH (англ. K-Homology).

Подобно белкам семействам SR, hnRNP регулируют сплайсинг пре-мРНК посредством сайт-специфического связывания с целевой РНК посредством своих доменов RRM, qRRM или KH. Однако только для единичных сайтов сплайсинга пре-мРНК описан механизм регуляции сплайсинга посредством hnRNP. Известно, три принципиально разных механизма за счет которых hnRNP репрессируют сплайсинг: посредством мультимеризации нескольких белков вдоль экзонов [36], посредством остановки рекрутирования мяРНП [37] или за счет впетливания целых экзонов [38]. Затрудняет изучение механизм действия hnRNP тот факт, что некоторые hnRNP могут репрессировать или активировать распознавание экзонов в зависимости от их местоположения относительно регулируемого сайта сплайсинга. Например, белок hnRNP L снижает включение экзонов в зрелые молекулы мРНК при связывании с экзонным сайленсером сплайсинга, а связывание hnRNP L с пре-мРНК в интронных регионах может способствовать включению вышележащего экзона [39]. Очевидно, в будущем необходимы дополнительные исследования для получения информации о механизмах, используемых hnRNP для модуляции альтернативного сплайсинга.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Ануфриева Ксения Сергеевна, 2021 год

Список литературы

1. Oltean S., Bates D.O. Hallmarks of alternative splicing in cancer // Oncogene. 2014. Vol. 33, № 46. P. 5311-5318.

2. Ramalho R.F., Carraro D.M. Increasing evidence for the presence of alternative proteins in human tissues and cell lines // Applied Cancer Research. 2017. Vol. 37, № 1. P. 10.

3. Pan Q. et al. Deep surveying of alternative splicing complexity in the human transcriptome by high-throughput sequencing // Nat. Genet. 2008. Vol. 40, № 12. P. 1413-1415.

4. Venables J.P. Aberrant and alternative splicing in cancer // Cancer Res. 2004. Vol. 64, № 21. P. 7647-7654.

5. Kim E., Goren A., Ast G. Insights into the connection between cancer and alternative splicing // Trends Genet. 2008. Vol. 24, № 1. P. 7-10.

6. Hegele A. et al. Dynamic protein-protein interaction wiring of the human spliceosome // Mol. Cell. 2012. Vol. 45, № 4. P. 567-580.

7. David J.K. et al. Putatively cancer-specific exon-exon junctions are shared across patients and present in developmental and other non-cancer cells // NAR Cancer. Oxford Academic, 2020. Vol. 2, № 1.

8. Shender V.O. et al. Proteome--Metabolome Profiling of Ovarian Cancer Ascites Reveals Novel Components Involved in Intercellular Communication // Mol. Cell. Proteomics. ASBMB, 2014. Vol. 13, № 12. P. 3558-3571.

9. Wang Y. et al. Mechanism of alternative splicing and its regulation // Biomed Rep. 2015. Vol. 3, № 2. P. 152-158.

10. Barash Y. et al. Deciphering the splicing code // Nature. 2010. Vol. 465, № 7294. P. 53-59.

11. Fica S.M., Nagai K. Cryo-electron microscopy snapshots of the spliceosome: structural insights into a dynamic ribonucleoprotein machine // Nat. Struct. Mol. Biol. 2017. Vol. 24, № 10. P. 791-799.

12. Urlaub H. et al. Sm protein-Sm site RNA interactions within the inner ring of the spliceosomal snRNP core structure // EMBO J. 2001. Vol. 20, № 1-2. P. 187-196.

13. Morais P., Adachi H., Yu Y.-T. Spliceosomal snRNA Epitranscriptomics //

14

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

27

28

29

30

Front. Genet. 2021. Vol. 12. P. 652129.

Matera A.G., Wang Z. A day in the life of the spliceosome // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2014. Vol. 15, № 2. P. 108-121.

Wang Z., Burge C.B. Splicing regulation: from a parts list of regulatory elements to an integrated splicing code // RNA. 2008. Vol. 14, № 5. P. 802-813.

Liu W. et al. Regulation of splicing enhancer activities by RNA secondary structures // FEBS Lett. 2010. Vol. 584, № 21. P. 4401-4407. Hiller M. et al. Pre-mRNA secondary structures influence exon recognition // PLoS Genet. 2007. Vol. 3, № 11. P. e204.

Lovci M.T. et al. Rbfox proteins regulate alternative mRNA splicing

through evolutionarily conserved RNA bridges // Nature Structural &

Molecular Biology. 2013. Vol. 20, № 12. P. 1434-1442.

Mao M. et al. Modeling and Predicting the Activities of Trans-Acting

Splicing Factors with Machine Learning // Cell Syst. 2018. Vol. 7, № 5. P.

510-520.e4.

Jeong S. SR Proteins: Binders, Regulators, and Connectors of RNA // Mol. Cells. 2017. Vol. 40, № 1. P. 1-9.

Shepard P.J., Hertel K.J. The SR protein family // Genome Biol. 2009. Vol. 10, № 10. P. 242.

Cavaloc Y. et al. Characterization and cloning of the human splicing factor 9G8: a novel 35 kDa factor of the serine/arginine protein family // EMBO J. 1994. Vol. 13, № 11. P. 2639-2649.

Blencowe B.J. et al. SR-related proteins and the processing of messenger RNA precursors // Biochem. Cell Biol. 1999. Vol. 77, № 4. P. 277-291. Caceres J.F. et al. Role of the modular domains of SR proteins in subnuclear localization and alternative splicing specificity // J. Cell Biol. 1997. Vol. 138, № 2. P. 225-238.

Sapra A.K. et al. SR protein family members display diverse activities in the formation of nascent and mature mRNPs in vivo // Mol. Cell. 2009. Vol. 34, № 2. P. 179-190.

Haward F. et al. Nucleo-cytoplasmic shuttling of splicing factor SRSF1 is required for development and cilia function // bioRxiv. 2020. P. 2020.09.04.263251.

Howard J.M., Sanford J.R. The RNAissance family: SR proteins as multifaceted regulators of gene expression // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2015. Vol. 6, № 1. P. 93-110.

Shen H., Kan J.L.C., Green M.R. Arginine-serine-rich domains bound at splicing enhancers contact the branchpoint to promote prespliceosome assembly // Mol. Cell. 2004. Vol. 13, № 3. P. 367-376. Roscigno R.F., Garcia-Blanco M.A. SR proteins escort the U4/U6.U5 tri-snRNP to the spliceosome // RNA. 1995. Vol. 1, № 7. P. 692-706. Shen H., Green M.R. A pathway of sequential arginine-serine-rich

31

32

33

34

35

36

37

38

39

40

41

42

43

44

45

domain-splicing signal interactions during mammalian spliceosome assembly // Mol. Cell. 2004. Vol. 16, № 3. P. 363-373. Mermoud J.E., Cohen P.T., Lamond A.I. Regulation of mammalian spliceosome assembly by a protein phosphorylation mechanism // EMBO J. 1994. Vol. 13, № 23. P. 5679-5688.

Cao W., Jamison S.F., Garcia-Blanco M.A. Both phosphorylation and dephosphorylation of ASF/SF2 are required for pre-mRNA splicing in vitro // RNA. 1997. Vol. 3, № 12. P. 1456-1467.

Keene J.D. RNA regulons: coordination of post-transcriptional events // Nat. Rev. Genet. 2007. Vol. 8, № 7. P. 533-543.

Wu B. et al. Molecular basis for the specific and multivariant recognitions of RNA substrates by human hnRNP A2/B1 // Nat. Commun. 2018. Vol. 9, № 1. P. 420.

Shishkin S.S. et al. Heterogeneous Nuclear Ribonucleoproteins Involved in the Functioning of Telomeres in Malignant Cells // Int. J. Mol. Sci. 2019. Vol. 20, № 3.

McClory S.P., Lynch K.W., Ling J.P. HnRNP L represses cryptic exons // RNA. 2018. Vol. 24, № 6. P. 761-768.

Busch A., Hertel K.J. Evolution of SR protein and hnRNP splicing regulatory factors // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2012. Vol. 3, № 1. P. 1-12.

Preussner M. et al. HnRNP L and L-like cooperate in multiple-exon regulation of CD45 alternative splicing // Nucleic Acids Res. 2012. Vol. 40, № 12. P. 5666-5678.

Dvinge H. Regulation of alternative mRNA splicing: old players and new perspectives // FEBS Lett. 2018. Vol. 592, № 17. P. 2987-3006. Zhu J., Mayeda A., Krainer A.R. Exon identity established through differential antagonism between exonic splicing silencer-bound hnRNP A1 and enhancer-bound SR proteins // Mol. Cell. 2001. Vol. 8, № 6. P. 1351-1361.

Mayeda A. et al. Function of conserved domains of hnRNP A1 and other hnRNP A/B proteins // EMBO J. 1994. Vol. 13, № 22. P. 5483-5495. Lührmann R. Faculty Opinions recommendation of Phosphorylation switches the general splicing repressor SRp38 to a sequence-specific activator // Faculty Opinions - Post-Publication Peer Review of the Biomedical Literature. 2008.

Shin C., Feng Y., Manley J.L. Dephosphorylated SRp38 acts as a splicing repressor in response to heat shock // Nature. 2004. Vol. 427, № 6974. P. 553-558.

Wang E.T. et al. Alternative isoform regulation in human tissue transcriptomes // Nature. 2008. Vol. 456, № 7221. P. 470-476. Modrek B., Lee C. A genomic view of alternative splicing // Nature Genetics. 2002. Vol. 30, № 1. P. 13-19.

46

47

48

49

50

51

52

53

54

55

56

57

58

59

60

61

62

63

Chen L., Tovar-Corona J.M., Urrutia A.O. Alternative splicing: a potential source of functional innovation in the eukaryotic genome // Int. J. Evol. Biol. 2012. Vol. 2012. P. 596274.

Boguski M.S., Tolstoshev C.M., Bassett D.E. Jr. Gene discovery in dbEST // Science. 1994. Vol. 265, № 5181. P. 1993-1994. Xu Q., Modrek B., Lee C. Genome-wide detection of tissue-specific alternative splicing in the human transcriptome // Nucleic Acids Res. academic.oup.com, 2002.

Johnson J.M. et al. Genome-wide survey of human alternative pre-mRNA splicing with exon junction microarrays // Science. 2003. Vol. 302, № 5653. P. 2141-2144.

Ha K.C., Coulombe-Huntington J., Majewski J. Comparison of Affymetrix Gene Array with the Exon Array shows potential application for detection of transcript isoform variation // BMC Genomics. 2009. Vol. 10. P. 519. Perkins J.R. et al. A comparison of RNA-seq and exon arrays for whole genome transcription profiling of the L5 spinal nerve transection model of neuropathic pain in the rat // Mol. Pain. 2014. Vol. 10. P. 7. Su Z. et al. Next-generation sequencing and its applications in molecular diagnostics // Expert Rev. Mol. Diagn. 2011. Vol. 11, № 3. P. 333-343. Conesa A. et al. A survey of best practices for RNA-seq data analysis // Genome Biol. 2016. Vol. 17. P. 13.

Mehmood A. et al. Systematic evaluation of differential splicing tools for RNA-seq studies // Brief. Bioinform. 2020. Vol. 21, № 6. P. 2052-2065. Steijger T. et al. Assessment of transcript reconstruction methods for RNA-seq // Nat. Methods. 2013. Vol. 10, № 12. P. 1177-1184. Norton S. University of Pennsylvania. 2019.

Wang E., Aifantis I. RNA Splicing and Cancer // Trends Cancer Res. 2020. Vol. 6, № 8. P. 631-644.

Sciarrillo R. et al. The role of alternative splicing in cancer: From oncogenesis to drug resistance // Drug Resist. Updat. 2020. Vol. 53. P. 100728.

Paronetto M.P., Passacantilli I., Sette C. Alternative splicing and cell survival: from tissue homeostasis to disease // Cell Death Differ. 2016. Vol. 23, № 12. P. 1919-1929.

Hsu T.Y.-T. et al. The spliceosome is a therapeutic vulnerability in MYC-driven cancer // Nature. 2015. Vol. 525, № 7569. P. 384-388. Marcotte R. et al. Functional Genomic Landscape of Human Breast Cancer Drivers, Vulnerabilities, and Resistance // Cell. 2016. Vol. 164, № 1-2. P. 293-309.

El Marabti E., Younis I. The Cancer Spliceome: Reprograming of Alternative Splicing in Cancer // Front Mol Biosci. 2018. Vol. 5. P. 80. Tomczak K., Czerwinska P., Wiznerowicz M. The Cancer Genome Atlas (TCGA): an immeasurable source of knowledge // Contemp. Oncol. 2015.

64

65

66

67

68

69

70

71

72

73

74

75

76

77

78

79

80

Vol. 19, № 1A. P. A68-A77.

Kahles A. et al. Comprehensive Analysis of Alternative Splicing Across Tumors from 8,705 Patients // Cancer Cell. 2018. Vol. 34, № 2. P. 211-224.e6.

Kitamura K., Nimura K. Regulation of RNA Splicing: Aberrant Splicing Regulation and Therapeutic Targets in Cancer // Cells. 2021. Vol. 10, № 4. Zhang J., Manley J.L. Misregulation of pre-mRNA alternative splicing in cancer // Cancer Discov. 2013. Vol. 3, № 11. P. 1228-1237. Jang H.N. et al. Exon 9 skipping of apoptotic caspase-2 pre-mRNA is promoted by SRSF3 through interaction with exon 8 // et Biophysica Acta (BBA .... Elsevier, 2014.

Abou-Fayçal C. et al. Splice Variants of the RTK Family: Their Role in Tumour Progression and Response to Targeted Therapy // Int. J. Mol. Sci. 2017. Vol. 18, № 2.

Zhao N., Zhang J. Role of alternative splicing of VEGF-A in the development of atherosclerosis // Aging . 2018. Vol. 10, № 10. P. 2695-2708.

Coltri P.P., Dos Santos M.G.P., da Silva G.H.G. Splicing and cancer: Challenges and opportunities // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2019. Vol. 10, № 3. P. e1527.

Bejar R. Splicing Factor Mutations in Cancer // Adv. Exp. Med. Biol. 2016. Vol. 907. P. 215-228.

Yoshida K. et al. Frequent pathway mutations of splicing machinery in myelodysplasia // Nature. 2011. Vol. 478, № 7367. P. 64-69. Harbour J.W. et al. Recurrent mutations at codon 625 of the splicing factor SF3B1 in uveal melanoma // Nat. Genet. 2013. Vol. 45, № 2. P. 133-135. Biankin A.V. et al. Pancreatic cancer genomes reveal aberrations in axon guidance pathway genes // Nature. 2012. Vol. 491, № 7424. P. 399-405. Imielinski M. et al. Mapping the hallmarks of lung adenocarcinoma with massively parallel sequencing // Cell. 2012. Vol. 150, № 6. P. 1107-1120. Maguire S.L. et al. SF3B1 mutations constitute a novel therapeutic target in breast cancer // J. Pathol. 2015. Vol. 235, № 4. P. 571-580. Papaemmanuil E. et al. Somatic SF3B1 mutation in myelodysplasia with ring sideroblasts // N. Engl. J. Med. 2011. Vol. 365, № 15. P. 1384-1395. Quesada V. et al. Exome sequencing identifies recurrent mutations of the splicing factor SF3B1 gene in chronic lymphocytic leukemia // Nat. Genet. 2011. Vol. 44, № 1. P. 47-52.

DeBoever C. et al. Transcriptome Sequencing Reveals Potential Mechanism of Cryptic 3' Splice Site Selection in SF3B1-mutated Cancers // PLOS Computational Biology. 2015. Vol. 11, № 3. P. e1004105. Alsafadi S. et al. Cancer-associated SF3B1 mutations affect alternative splicing by promoting alternative branchpoint usage // Nat. Commun. 2016. Vol. 7. P. 10615.

81

82

83

84

85

86

87

88

89

90

91

92

93

94

95

96

Seiler M. et al. H3B-8800, an orally available small-molecule splicing modulator, induces lethality in spliceosome-mutant cancers // Nat. Med. 2018. Vol. 24, № 4. P. 497-504.

Ilagan J.O. et al. U2AF1 mutations alter splice site recognition in hematological malignancies // Genome Res. 2015. Vol. 25, № 1. P. 14-26. Zhang J. et al. Disease-associated mutation in SRSF2 misregulates splicing by altering RNA-binding affinities // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2015. Vol. 112, № 34. P. E4726-E4734.

Daubner G.M. et al. A syn-anti conformational difference allows SRSF2 to recognize guanines and cytosines equally well // EMBO J. John Wiley & Sons, Ltd, 2012. Vol. 31, № 1. P. 162-174. Kim E. et al. SRSF2 Mutations Contribute to Myelodysplasia by Mutant-Specific Effects on Exon Recognition // Cancer Cell. 2015. Vol. 27, № 5. P. 617-630.

Ernst T. et al. Inactivating mutations of the histone methyltransferase gene EZH2 in myeloid disorders // Nat. Genet. 2010. Vol. 42, № 8. P. 722-726. Purton L. Faculty Opinions recommendation of Concurrent loss of Ezh2 and Tet2 cooperates in the pathogenesis of myelodysplastic disorders // Faculty Opinions - Post-Publication Peer Review of the Biomedical Literature. 2013.

Shen H. et al. The U2AF35-related protein Urp contacts the 3' splice site to

promote U12-type intron splicing and the second step of U2-type intron

splicing // Genes Dev. 2010. Vol. 24, № 21. P. 2389-2394.

Madan V. et al. Aberrant splicing of U12-type introns is the hallmark of

ZRSR2 mutant myelodysplastic syndrome // Nat. Commun. 2015. Vol. 6. P.

6042.

Jayasinghe R.G. et al. Systematic Analysis of Splice-Site-Creating Mutations in Cancer // Cell Rep. 2018. Vol. 23, № 1. P. 270-281.e3. Jung H. et al. Intron retention is a widespread mechanism of tumor-suppressor inactivation // Nat. Genet. 2015. Vol. 47, № 11. P. 1242-1248.

Anczukow O., Krainer A.R. Splicing-factor alterations in cancers // RNA. rnajournal.cshlp.org, 2016.

Anczukow O. et al. The splicing factor SRSF1 regulates apoptosis and proliferation to promote mammary epithelial cell transformation // Nat. Struct. Mol. Biol. 2012. Vol. 19, № 2. P. 220-228. Karni R. et al. The gene encoding the splicing factor SF2/ASF is a proto-oncogene // Nat. Struct. Mol. Biol. 2007. Vol. 14, № 3. P. 185-193. Jumaa H., Wei G., Nielsen P.J. Blastocyst formation is blocked in mouse embryos lacking the splicing factor SRp20 // Curr. Biol. 1999. Vol. 9, № 16. P. 899-902.

Wang Z. et al. Exon-centric regulation of pyruvate kinase M alternative splicing via mutually exclusive exons // J. Mol. Cell Biol. 2012. Vol. 4, № 2.

P. 79-87.

97. Sen S., Jumaa H., Webster N.J.G. Splicing factor SRSF3 is crucial for hepatocyte differentiation and metabolic function // Nat. Commun. 2013. Vol. 4. P. 1336.

98. Cohen-Eliav M. et al. The splicing factor SRSF6 is amplified and is an oncoprotein in lung and colon cancers // J. Pathol. Wiley, 2013. Vol. 229, № 4. P. 630-639.

99. Bechara E.G. et al. RBM5, 6, and 10 differentially regulate NUMB alternative splicing to control cancer cell proliferation // Mol. Cell. 2013. Vol. 52, № 5. P. 720-733.

100. Ramaswamy S. et al. A molecular signature of metastasis in primary solid tumors // Nat. Genet. 2003. Vol. 33, № 1. P. 49-54.

101. O'Connor M.J. Targeting the DNA Damage Response in Cancer // Mol. Cell. 2015. Vol. 60, № 4. P. 547-560.

102. Shibata A., Jeggo P.A. DNA double-strand break repair in a cellular context // Clin. Oncol. . 2014. Vol. 26, № 5. P. 243-249.

103. Ciccia A., Elledge S.J. The DNA damage response: making it safe to play with knives // Mol. Cell. 2010. Vol. 40, № 2. P. 179-204.

104. Holohan C. et al. Cancer drug resistance: an evolving paradigm // Nat. Rev. Cancer. 2013. Vol. 13, № 10. P. 714-726.

105. Tresini M. et al. The core spliceosome as target and effector of non-canonical ATM signalling // Nature. 2015. Vol. 523, № 7558. P. 53-58.

106. Naro C. et al. The interplay between DNA damage response and RNA processing: the unexpected role of splicing factors as gatekeepers of genome stability // Front. Genet. 2015. Vol. 6. P. 142.

107. Lenzken S.C., Loffreda A., Barabino S.M.L. RNA splicing: a new player in the DNA damage response // Int. J. Cell Biol. 2013. Vol. 2013. P. 153634.

108. Cromie G.A., Connelly J.C., Leach D.R. Recombination at double-strand breaks and DNA ends: conserved mechanisms from phage to humans // Mol. Cell. 2001. Vol. 8, № 6. P. 1163-1174.

109. Шарова Н., Абрамова Е. Повреждение и починка ДНК, или «на всякую прореху найдется заплата» // природа. old.gym1505.ru, 2004.

110. Marteijn J.A. et al. Understanding nucleotide excision repair and its roles in cancer and ageing // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2014. Vol. 15, № 7. P. 465-481.

111. Kim Y.-J., Wilson D.M. 3rd. Overview of base excision repair biochemistry // Curr. Mol. Pharmacol. 2012. Vol. 5, № 1. P. 3-13.

112. Li G.-M. Mechanisms and functions of DNA mismatch repair // Cell Res. 2008. Vol. 18, № 1. P. 85-98.

113. Cadet J. et al. Hydroxyl radicals and DNA base damage // Mutat. Res. 1999. Vol. 424, № 1-2. P. 9-21.

114. Rothkamm K., Löbrich M. Evidence for a lack of DNA double-strand break repair in human cells exposed to very low x-ray doses // Proc. Natl.

Acad. Sci. U. S. A. 2003. Vol. 100, № 9. P. 5057-5062.

115. Willems P. et al. Polymorphisms in nonhomologous end-joining genes associated with breast cancer risk and chromosomal radiosensitivity // Genes Chromosomes Cancer. 2008. Vol. 47, № 2. P. 137-148.

116. Ernestos B. et al. Increased chromosomal radiosensitivity in women carrying BRCA1/BRCA2 mutations assessed with the G2 assay // Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys. 2010. Vol. 76, № 4. P. 1199-1205.

117. Fourquet A. et al. Familial breast cancer: clinical response to induction chemotherapy or radiotherapy related to BRCA1/2 mutations status // Am. J. Clin. Oncol. 2009. Vol. 32, № 2. P. 127-131.

118. Huen M.S.Y., Sy S.M.H., Chen J. BRCA1 and its toolbox for the maintenance of genome integrity // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2010. Vol. 11, № 2. P. 138-148.

119. Jazayeri A. et al. ATM- and cell cycle-dependent regulation of ATR in response to DNA double-strand breaks // Nat. Cell Biol. 2006. Vol. 8, № 1. P. 37-45.

120. Rainey M.D. et al. Transient inhibition of ATM kinase is sufficient to enhance cellular sensitivity to ionizing radiation // Cancer Res. 2008. Vol. 68, № 18. P. 7466-7474.

121. Biddlestone-Thorpe L. et al. ATM kinase inhibition preferentially sensitizes p53-mutant glioma to ionizing radiation // Clin. Cancer Res. 2013. Vol. 19, № 12. P. 3189-3200.

122. Westphal C.H. et al. Loss of atm radiosensitizes multiple p53 null tissues // Cancer Res. 1998. Vol. 58, № 24. P. 5637-5639.

123. Veuger S.J. et al. Radiosensitization and DNA repair inhibition by the combined use of novel inhibitors of DNA-dependent protein kinase and poly(ADP-ribose) polymerase-1 // Cancer Res. 2003. Vol. 63, № 18. P. 6008-6015.

124. Takata M. et al. Homologous recombination and non-homologous end-joining pathways of DNA double-strand break repair have overlapping roles in the maintenance of chromosomal integrity in vertebrate cells // EMBO J. 1998. Vol. 17, № 18. P. 5497-5508.

125. Tao Y. et al. Radiosensitization by Chir-124, a selective CHK1 inhibitor: effects of p53 and cell cycle checkpoints // Cell Cycle. 2009. Vol. 8, № 8. P. 1196-1205.

126. Takai H. et al. Chk2-deficient mice exhibit radioresistance and defective p53-mediated transcription // EMBO J. 2002. Vol. 21, № 19. P. 5195-5205.

127. Goldstein M., Kastan M.B. The DNA damage response: implications for tumor responses to radiation and chemotherapy // Annu. Rev. Med. 2015. Vol. 66. P. 129-143.

128. Damia G. et al. Sensitivity of CHO mutant cell lines with specific defects in nucleotide excision repair to different anti-cancer agents // Int. J. Cancer. 1996. Vol. 66, № 6. P. 779-783.

129. Kuschal C. et al Cyclosporin A inhibits nucleotide excision repair via downregulation of the xeroderma pigmentosum group A and G proteins, which is mediated by calcineurin inhibition // Exp. Dermatol. Wiley Online Library, 2011. Vol. 20, № 10. P. 795-799.

130. Prewett M. et al. Tumors established with cell lines selected for oxaliplatin resistance respond to oxaliplatin if combined with cetuximab // Clin. Cancer Res. 2007. Vol. 13, № 24. P. 7432-7440.

131. Alekseev S. et al. A small molecule screen identifies an inhibitor of DNA repair inducing the degradation of TFIIH and the chemosensitization of tumor cells to platinum // Chem. Biol. 2014. Vol. 21, № 3. P. 398-407.

132. Vollebergh M.A. et al. An aCGH classifier derived from BRCA1-mutated breast cancer and benefit of high-dose platinum-based chemotherapy in HER2-negative breast cancer patients // Ann. Oncol. 2011. Vol. 22, № 7. P. 1561-1570.

133. Swisher E.M. et al. Secondary BRCA1 mutations in BRCA1-mutated ovarian carcinomas with platinum resistance // Cancer Res. 2008. Vol. 68, № 8. P. 2581-2586.

134. Smith L.M. et al. The novel poly(ADP-Ribose) polymerase inhibitor, AG14361, sensitizes cells to topoisomerase I poisons by increasing the persistence of DNA strand breaks // Clin. Cancer Res. 2005. Vol. 11, № 23. P. 8449-8457.

135. Holm C. et al. Differential requirement of DNA replication for the cytotoxicity of DNA topoisomerase I and II inhibitors in Chinese hamster DC3F cells // Cancer Res. 1989. Vol. 49, № 22. P. 6365-6368.

136. Strumberg D. et al. Conversion of Topoisomerase I Cleavage Complexes on the Leading Strand of Ribosomal DNA into 5'-Phosphorylated DNA Double-Strand Breaks by Replication Runoff // Mol. Cell. Biol. 2000. Vol. 20, № 11. P. 3977-3987.

137. Fedier A. et al. The effect of loss of Brca1 on the sensitivity to anticancer agents in p53-deficient cells // Int. J. Oncol. 2003. Vol. 22, № 5. P. 1169-1173.

138. Hickson I. et al. Identification and characterization of a novel and specific inhibitor of the ataxia-telangiectasia mutated kinase ATM // Cancer Res. 2004. Vol. 64, № 24. P. 9152-9159.

139. Shanbhag N.M. et al. ATM-dependent chromatin changes silence transcription in cis to DNA double-strand breaks // Cell. 2010. Vol. 141, № 6. P. 970-981.

140. Adamson B. et al. A genome-wide homologous recombination screen identifies the RNA-binding protein RBMX as a component of the DNA-damage response // Nat. Cell Biol. 2012. Vol. 14, № 3. P. 318-328.

141. Krietsch J. et al. PARP activation regulates the RNA-binding protein NONO in the DNA damage response to DNA double-strand breaks // Nucleic Acids Res. 2012. Vol. 40, № 20. P. 10287-10301.

142. Mastrocola A.S. et al. The RNA-binding protein fused in sarcoma (FUS) functions downstream of poly(ADP-ribose) polymerase (PARP) in response to DNA damage // J. Biol. Chem. 2013. Vol. 288, № 34. P. 24731-24741.

143. Britton S. et al. DNA damage triggers SAF-A and RNA biogenesis factors exclusion from chromatin coupled to R-loops removal // Nucleic Acids Res. 2014. Vol. 42, № 14. P. 9047-9062.

144. Kuroda M. et al. Male sterility and enhanced radiation sensitivity in TLS(-/-) mice // EMBO J. 2000. Vol. 19, № 3. P. 453-462.

145. Wang W.-Y. et al. Interaction of FUS and HDAC1 regulates DNA damage response and repair in neurons // Nat. Neurosci. 2013. Vol. 16, № 10. P. 1383-1391.

146. Gong J. et al. RBM45 competes with HDAC1 for binding to FUS in response to DNA damage // Nucleic Acids Res. 2017. Vol. 45, № 22. P. 12862-12876.

147. Maréchal A., Zou L. RPA-coated single-stranded DNA as a platform for post-translational modifications in the DNA damage response // Cell Res. 2015. Vol. 25, № 1. P. 9-23.

148. Zou L., Elledge S.J. Sensing DNA damage through ATRIP recognition of RPA-ssDNA complexes // Science. 2003. Vol. 300, № 5625. P. 1542-1548.

149. Maréchal A. et al. PRP19 transforms into a sensor of RPA-ssDNA after DNA damage and drives ATR activation via a ubiquitin-mediated circuitry // Mol. Cell. 2014. Vol. 53, № 2. P. 235-246.

150. Salton M. et al. Involvement of Matrin 3 and SFPQ/NONO in the DNA damage response // Cell Cycle. 2010. Vol. 9, № 8. P. 1568-1576.

151. Kuhnert A. et al. Proteomic identification of PSF and p54(nrb) as TopBP1-interacting proteins // J. Cell. Biochem. 2012. Vol. 113, № 5. P.

1744-1753.

152. Rajesh C. et al. The splicing-factor related protein SFPQ/PSF interacts with RAD51D and is necessary for homology-directed repair and sister chromatid cohesion // Nucleic Acids Res. 2011. Vol. 39, № 1. P. 132-145.

153. Bladen C.L. et al. Identification of the polypyrimidine tract binding protein-associated splicing factor.p54(nrb) complex as a candidate DNA double-strand break rejoining factor // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280, № 7. P. 5205-5210.

154. Morozumi Y. et al. Human PSF binds to RAD51 and modulates its homologous-pairing and strand-exchange activities // Nucleic Acids Res. 2009. Vol. 37, № 13. P. 4296-4307.

155. Polo S.E., Jackson S.P. Dynamics of DNA damage response proteins at DNA breaks: a focus on protein modifications // Genes Dev. 2011. Vol. 25, № 5. P. 409-433.

156. Beli P. et al. Proteomic investigations reveal a role for RNA processing factor THRAP3 in the DNA damage response // Mol. Cell. 2012. Vol. 46, № 2. P. 212-225.

157. Edmond V. et al. Acetylation and phosphorylation of SRSF2 control cell fate decision in response to cisplatin // EMBO J. 2011. Vol. 30, № 3. P. 510-523.

158. Mo Y.-Y. et al. Nucleolar delocalization of human topoisomerase I in response to topotecan correlates with sumoylation of the protein // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 4. P. 2958-2964.

159. Matsuoka S. et al. ATM and ATR substrate analysis reveals extensive protein networks responsive to DNA damage // Science. 2007. Vol. 316, № 5828. P. 1160-1166.

160. Bensimon A. et al. ATM-dependent and -independent dynamics of the nuclear phosphoproteome after DNA damage // Sci. Signal. 2010. Vol. 3, № 151. P. rs3.

161. Leva V. et al. Phosphorylation of SRSF1 is modulated by replicational stress // Nucleic Acids Res. 2012. Vol. 40, № 3. P. 1106-1117.

162. Sun Y. et al. The impacts of ERCC1 gene exon VIII alternative splicing on cisplatin-resistance in ovarian cancer cells // Cancer Invest. 2009. Vol. 27, № 9. P. 891-897.

163. Schwerk C., Schulze-Osthoff K. Regulation of apoptosis by alternative pre-mRNA splicing // Mol. Cell. 2005. Vol. 19, № 1. P. 1-13.

164. Sigalas I. et al. Alternatively spliced mdm2 transcripts with loss of p53 binding domain sequences: transforming ability and frequent detection in human cancer // Nat. Med. 1996. Vol. 2, № 8. P. 912-917.

165. Olshavsky N.A. et al. Identification of ASF/SF2 as a critical, allele-specific effector of the cyclin D1b oncogene // Cancer Res. 2010. Vol. 70, № 10. P. 3975-3984.

166. Paronetto M.P. et al. Alternative splicing of the cyclin D1 proto-oncogene is regulated by the RNA-binding protein Sam68 // Cancer Res. 2010. Vol. 70, № 1. P. 229-239.

167. Zarnack K. et al. Direct competition between hnRNP C and U2AF65 protects the transcriptome from the exonization of Alu elements // Cell. 2013. Vol. 152, № 3. P. 453-466.

168. Venables J.P. et al. Multiple and specific mRNA processing targets for the major human hnRNP proteins // Mol. Cell. Biol. 2008. Vol. 28, № 19. P. 6033-6043.

169. Cho S. et al. Polypyrimidine tract-binding protein enhances the internal ribosomal entry site-dependent translation of p27Kip1 mRNA and modulates transition from G1 to S phase // Mol. Cell. Biol. 2005. Vol. 25, № 4. P. 1283-1297.

170. Merdzhanova G. et al. E2F1 controls alternative splicing pattern of genes involved in apoptosis through upregulation of the splicing factor SC35 // Cell Death Differ. 2008. Vol. 15, № 12. P. 1815-1823.

171. Shkreta L. et al. Anticancer drugs affect the alternative splicing of Bcl-x and other human apoptotic genes // Mol. Cancer Ther. 2008. Vol. 7, № 6. P.

1398-1409.

172. Shkreta L. et al. The DNA damage response pathway regulates the alternative splicing of the apoptotic mediator Bcl-x // J. Biol. Chem. 2011. Vol. 286, № 1. P. 331-340.

173. Chandler D.S. et al. Genotoxic stress induces coordinately regulated alternative splicing of the p53 modulators MDM2 and MDM4 // Cancer Res. 2006. Vol. 66, № 19. P. 9502-9508.

174. Gabriel M. et al. Role of the splicing factor SRSF4 in cisplatin-induced modifications of pre-mRNA splicing and apoptosis // BMC Cancer. 2015. Vol. 15. P. 227.

175. Vivarelli S. et al. Paraquat modulates alternative pre-mRNA splicing by modifying the intracellular distribution of SRPK2 // PLoS One. 2013. Vol. 8, № 4. P. e61980.

176. Rahmutulla B. et al. Alternative splicing of FBP-interacting repressor coordinates c-Myc, P27Kip1/cyclinE and Ku86/XRCC5 expression as a molecular sensor for bleomycin-induced DNA damage pathway // Oncotarget. 2014. Vol. 5, № 9. P. 2404-2417.

177. Matsushita K. et al. SAP155-mediated splicing of FUSE-binding protein-interacting repressor serves as a molecular switch for c-myc gene expression // Mol. Cancer Res. 2012. Vol. 10, № 6. P. 787-799.

178. Massiello A., Roesser J.R., Chalfant C.E. SAP155 Binds to ceramide-responsive RNA cis-element 1 and regulates the alternative 5' splice site selection of Bcl-x pre-mRNA // FASEB J. 2006. Vol. 20, № 10. P. 1680-1682.

179. Barrett T. et al. NCBI GEO: archive for functional genomics data sets—update // Nucleic Acids Res. 2013. Vol. 41, № D1. P. D991-D995.

180. Kanehisa M. et al. KEGG for integration and interpretation of large-scale molecular data sets // Nucleic Acids Res. 2012. Vol. 40, № Database issue. P. D109-D114.

181. Matthews L. et al. Reactome knowledgebase of human biological pathways and processes // Nucleic Acids Res. 2009. Vol. 37, № Database issue. P. D619-D622.

182. Yu G. et al. clusterProfiler: an R package for comparing biological themes among gene clusters // OMICS. 2012. Vol. 16, № 5. P. 284-287.

183. Yu G., He Q.-Y. ReactomePA: an R/Bioconductor package for reactome pathway analysis and visualization // Mol. Biosyst. 2016. Vol. 12, № 2. P. 477-479.

184. Yeo G., Burge C.B. Maximum entropy modeling of short sequence motifs with applications to RNA splicing signals // J. Comput. Biol. 2004. Vol. 11, № 2-3. P. 377-394.

185. Johnson-Arbor K., Dubey R. Doxorubicin // StatPearls. Treasure Island (FL): StatPearls Publishing, 2020.

186. Braunschweig U. et al. Widespread intron retention in mammals

functionally tunes transcriptomes // Genome Res. 2014. Vol. 24, № 11. P. 1774-1786.

187. Sabbatinelli J. et al. Where Metabolism Meets Senescence: Focus on Endothelial Cells // Front. Physiol. 2019. Vol. 10. P. 1523.

188. Catic A. Cellular Metabolism and Aging // Prog. Mol. Biol. Transl. Sci. 2018. Vol. 155. P. 85-107.

189. Coppe J.-P. et al. The senescence-associated secretory phenotype: the dark side of tumor suppression // Annu. Rev. Pathol. 2010. Vol. 5. P. 99-118.

190. Dvinge H., Bradley R.K. Widespread intron retention diversifies most cancer transcriptomes // Genome Med. 2015. Vol. 7, № 1. P. 45.

191. Gautrey H.L., Tyson-Capper A.J. Regulation of Mcl-1 by SRSF1 and SRSF5 in cancer cells // PLoS One. 2012. Vol. 7, № 12. P. e51497.

192. Zhao Q. et al. Tumor-specific isoform switch of the fibroblast growth factor receptor 2 underlies the mesenchymal and malignant phenotypes of clear cell renal cell carcinomas // Clin. Cancer Res. 2013. Vol. 19, № 9. P. 2460-2472.

193. Jeon S. et al. CCND1 Splice Variant as A Novel Diagnostic and Predictive Biomarker for Thyroid Cancer // Cancers . 2018. Vol. 10, № 11.

194. Okoro D.R. et al. Endogenous human MDM2-C is highly expressed in human cancers and functions as a p53-independent growth activator // PLoS One. 2013. Vol. 8, № 10. P. e77643.

195. Tejedor J.R., Papasaikas P., Valcarcel J. Genome-wide identification of Fas/CD95 alternative splicing regulators reveals links with iron homeostasis // Mol. Cell. 2015. Vol. 57, № 1. P. 23-38.

196. Moon H. et al. SRSF2 promotes splicing and transcription of exon 11 included isoform in Ron proto-oncogene // Biochim. Biophys. Acta. 2014. Vol. 1839, № 11. P. 1132-1140.

197. Sakabe N.J., de Souza S.J. Sequence features responsible for intron retention in human // BMC Genomics. 2007. Vol. 8. P. 59.

198. Pervouchine D. et al. Integrative transcriptomic analysis suggests new autoregulatory splicing events coupled with nonsense-mediated mRNA decay // Nucleic Acids Res. 2019. Vol. 47, № 10. P. 5293-5306.

199. Königs V. et al. SRSF7 maintains its homeostasis through the expression of Split-ORFs and nuclear body assembly // Nat. Struct. Mol. Biol. 2020. Vol. 27, № 3. P. 260-273.

200. Hwang J.Y. et al. rMAPS2: an update of the RNA map analysis and plotting server for alternative splicing regulation // Nucleic Acids Res. 2020. Vol. 48, № W1. P. W300-W306.

201. Kolesnikov N. et al. ArrayExpress update—simplifying data submissions // Nucleic Acids Res. 2014.

202. Gautier L. et al. affy—analysis of Affymetrix GeneChip data at the probe level // Bioinformatics. Oxford Univ Press, 2004.

203. Du P., Kibbe W.A., Lin S.M. lumi: a pipeline for processing Illumina microarray // Bioinformatics. 2008. Vol. 24, № 13. P. 1547-1548.

204. Smyth G.K. limma: Linear Models for Microarray Data // Bioinformatics and Computational Biology Solutions Using R and Bioconductor / ed. Gentleman R. et al. Springer New York, 2005. P. 397-420.

205. Mudunuri U. et al. bioDBnet: the biological database network // Bioinformatics. 2009. Vol. 25, № 4. P. 555-556.

206. Becker B.J. Combining significance levels // The handbook of research synthesis. books.google.com, 1994.

207. Dewey M. metap: meta-analysis of significance values // R package version 0.7. 2016.

208. Pavlyukov M.S. et al. Intercellular Transfer of Splicing Factors via Extracellular Vesicles Promotes Glioblastoma Growth and Therapy Resistance // The FASEB Journal. 2016. Vol. 30, № 1 Supplement. P. 590.2-590.2.

209. Teng P.-N. et al. Identification of candidate circulating cisplatin-resistant biomarkers from epithelial ovarian carcinoma cell secretomes // Br. J. Cancer. 2014. Vol. 110, № 1. P. 123-132.

210. Bateman N.W. et al. Elevated AKAP12 in paclitaxel-resistant serous ovarian cancer cells is prognostic and predictive of poor survival in patients // J. Proteome Res. 2015. Vol. 14, № 4. P. 1900-1910.

211. Rasanen K. et al. Comparative secretome analysis of epithelial and mesenchymal subpopulations of head and neck squamous cell carcinoma identifies S100A4 as a potential therapeutic target // Mol. Cell. Proteomics. 2013. Vol. 12, № 12. P. 3778-3792.

212. Olive P.L., Banath J.P. Kinetics of H2AX phosphorylation after exposure to cisplatin // Cytometry B Clin. Cytom. 2009. Vol. 76, № 2. P. 79-90.

213. Ozols R.F. Current status of chemotherapy for ovarian cancer // Semin. Oncol. 1995. Vol. 22, № 5 Suppl 12. P. 61-66.

214. Matsuo K. et al. Chemotherapy time interval and development of platinum and taxane resistance in ovarian, fallopian, and peritoneal carcinomas // Arch. Gynecol. Obstet. 2010. Vol. 281, № 2. P. 325-328.

215. Rigas J.R. Taxane-platinum combinations in advanced non-small cell lung cancer: a review // Oncologist. 2004. Vol. 9 Suppl 2. P. 16-23.

216. Horwitz S.B. Taxol (paclitaxel): mechanisms of action // Ann. Oncol. 1994. Vol. 5 Suppl 6. P. S3-S6.

217. Ibrado A.M., Kim C.N., Bhalla K. Temporal relationship of CDK1 activation and mitotic arrest to cytosolic accumulation of cytochrome C and caspase-3 activity during Taxol-induced apoptosis of human AML HL-60 cells // Leukemia. 1998. Vol. 12, № 12. P. 1930-1936.

218. Zhou Z. et al. Comprehensive proteomic analysis of the human spliceosome // Nature. 2002. Vol. 419, № 6903. P. 182-185.

219. Gener P. et al. Dynamism, Sensitivity, and Consequences of

Mesenchymal and Stem-Like Phenotype of Cancer Cells // Stem Cells Int. 2018. Vol. 2018. P. 4516454.

220. Paulsen R.D. et al. A genome-wide siRNA screen reveals diverse cellular processes and pathways that mediate genome stability // Mol. Cell. 2009. Vol. 35, № 2. P. 228-239.

221. Li X., Manley J.L. Inactivation of the SR protein splicing factor ASF/SF2 results in genomic instability // Cell. 2005. Vol. 122, № 3. P. 365-378.

222. Shkreta L., Chabot B. The RNA Splicing Response to DNA Damage // Biomolecules. 2015. Vol. 5, № 4. P. 2935-2977.

223. Fernandez-Capetillo O. et al. H2AX: the histone guardian of the genome // DNA Repair . 2004. Vol. 3, № 8-9. P. 959-967.

224. Stucki M., Jackson S.P. gammaH2AX and MDC1: anchoring the DNA-damage-response machinery to broken chromosomes // DNA Repair . 2006. Vol. 5, № 5. P. 534-543.

225. Martinez-Montiel N. et al. Microbial and Natural Metabolites That Inhibit Splicing: A Powerful Alternative for Cancer Treatment // Biomed Res. Int. 2016. Vol. 2016. P. 3681094.

226. Endo K. et al. Molecular identification of the dominant-negative, splicing isoform of the two-pore domain K(+) channel K(2P)5.1 in lymphoid cells and enhancement of its expression by splicing inhibition // Biochem. Pharmacol. 2015. Vol. 98, № 3. P. 440-452.

227. Zhang Q. et al. Inhibition of SF3b1 by pladienolide B evokes cycle arrest, apoptosis induction and p73 splicing in human cervical carcinoma cells // Artif. Cells Nanomed. Biotechnol. 2019. Vol. 47, № 1. P. 1273-1280.

228. Yoshimoto R. et al. Global analysis of pre-mRNA subcellular localization following splicing inhibition by spliceostatin A // RNA. 2017. Vol. 23, № 1. P. 47-57.

229. Eskens F.A.L.M. et al. Phase I pharmacokinetic and pharmacodynamic study of the first-in-class spliceosome inhibitor E7107 in patients with advanced solid tumors // Clin. Cancer Res. 2013. Vol. 19, № 22. P. 6296-6304.

230. Huang R., Zhou P.-K. DNA damage repair: historical perspectives, mechanistic pathways and clinical translation for targeted cancer therapy // Signal Transduct Target Ther. 2021. Vol. 6, № 1. P. 254.

231. Tanikawa M. et al. The spliceosome U2 snRNP factors promote genome stability through distinct mechanisms; transcription of repair factors and R-loop processing // Oncogenesis. 2016. Vol. 5, № 12. P. e280.

232. Weake V.M., Workman J.L. Inducible gene expression: diverse regulatory mechanisms // Nat. Rev. Genet. 2010. Vol. 11, № 6. P. 426-437.

233. Keene J.D. Minireview: global regulation and dynamics of ribonucleic Acid // Endocrinology. 2010. Vol. 151, № 4. P. 1391-1397.

234. Sonenberg N., Hinnebusch A.G. Regulation of translation initiation in eukaryotes: mechanisms and biological targets // Cell. 2009. Vol. 136, № 4.

P. 731-745.

235. Andreou A.M., Tavernarakis N. SUMOylation and cell signalling // Biotechnol. J. 2009. Vol. 4, № 12. P. 1740-1752.

236. Lee J.-G. et al. Unconventional secretion ofmisfolded proteins promotes adaptation to proteasome dysfunction in mammalian cells // Nat. Cell Biol. 2016. Vol. 18, № 7. P. 765-776.

237. Savage K.I. et al. Identification of a BRCA1-mRNA splicing complex required for efficient DNA repair and maintenance of genomic stability // Mol. Cell. 2014. Vol. 54, № 3. P. 445-459.

238. Hatchi E. et al. BRCA1 recruitment to transcriptional pause sites is required for R-loop-driven DNA damage repair // Mol. Cell. 2015. Vol. 57, № 4. P. 636-647.

239. Jeffares D.C., Penkett C.J., Bähler J. Rapidly regulated genes are intron poor // Trends Genet. 2008. Vol. 24, № 8. P. 375-378.

240. Singh J., Padgett R.A. Rates of in situ transcription and splicing in large human genes // Nat. Struct. Mol. Biol. 2009. Vol. 16, № 11. P. 1128-1133.