Исследование новых ДНК-связывающих факторов системы Polycomb у Drosophila melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Фаб Лика Виленовна

• Фаб Лика Виленовна
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Фаб Лика Виленовна

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность работы

Цель и задачи исследования

Научная новизна. Теоретическая и практическая значимость работы

Положения, выносимые на защиту

Личный вклад соискателя

Степень достоверности и апробация результатов

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

ГЛАВА 1. ДНК-регуляторные элементы Drosophila melanogaster

1.1. Структура корового промотора генов эукариот, транскрибируемых РНК-полимеразой II

1.2. Структурные основы транскрипции РНК-полимеразой II

1.3. Архитектурные белки

1.4. Медиаторный комплекс и его роль в регуляции транскрипции

1.5. Энхансеры

1.6. Саиленсеры (PRE - элементы)

Глава 2. Белки групп Polycomb

Глава 3. Polycomb response elements (PRE) и его свойства

3.1 Роль PRE ДНК-связывающих белков в репрессии

3.2. Роль сайтов-связывания белков в репрессии

3.3. Множественные взаимодействия между белками на PRE

3.3.1 Контакты между ДНК-связывающими белками

3.3.2 Контакты между ДНК-связывающими белками и субъединицами комплексов PcG

Глава 4. Контакты между различными PcG-комплексами

4.1. ДНК-связывающие белки формируют различные варианты контактов с PRE

4.1.1. Непрямое взаимодействие с PRE

4.1.2. Многофункциональность ДНК-связывающих белков

4.2. Много новых ДНК-связывающих белков, ещё ждёт идентификация

4.3. Модель комбинированного рекрутирования

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

ГЛАВА 1. Методы работы с линиями мух

1.1. Фенотипический анализ экспрессии гена white в трансгенных линиях

1.2. Создание контроля, трансгенных линий eve-wt и eve-mut

1.3. Получение линий мух с заменой гена Crol при помощи CRISPR/Cas9-индуцированной гомологичной рекомбинации

1.4. Получение конструкций с фрагментом ДНК PREvir

1.5. Сбор эмбрионов

ГЛАВА 2. Метод работы с ДНК

2.1. Приготовление компетентных клеток E. Coli, штамм DH5a

2.2. Трансформация клеток DH5a

2.3. Выделение плазмидной ДНК из большого объёма бактерий

2.4. Рестрикция ДНК

2.5. Лигирование ДНК

2.6. Горизонтальный электрофорез в агарозном геле

2.7. Метод полимеразнои цепнои реакции (ПЦР)

2.8. ПЦР с использованием Taq ДНК-полимеразы

2.8. ПЦР в реальном времени с использованием Hot-Start Taq-ДНК- полимеразы

ГЛАВА 3. Методы работы с антителами

3.1. Экспрессия и очистка антигенов

3.2. Посадка белка на сефарозу

3.3. Афинная очистка антител из сыворотки

3.4. Список антител, использованных в работе

ГЛАВА 4. Метод работы с белками

4.1. Очистка белковых комплексов

4.2. Электрофорез белков в полиакриламидном геле при денатурирующих условиях (SDS-PAGE)

4.3. Визуализация белков с помощью Coomassie Blue R250

4.4. Визуализация белков в акриламидном геле с помощью окрашивания серебром

4.5. Выделение белкового ядерного экстракта из эмбрионов для иммунопреципитации

4.6. Иммунопреципитация

4.7. Вестерн-блоттинг

ГЛАВА 5. Методы работы с дрожжевыми клетками

5.1. Дрожжевой штамм, использованный в работе

5.2. Трансформация дрожжевых клеток

РЕЗУЛЬТАТЫ

ГЛАВА 1. Идентификация белков, являющихся потенциальными факторами группы Polycomb D. melanogaster

1.1. Белки, ассоциированные с Combgap и Zeste

1.2. Анализ факторов выявленных при иммуноаффинной очистке комплекса Combgap (Cg)

1.3. Анализ факторов выявленных при иммуноаффинной очистке комплекса Zeste

1.4. Сравнительный анализ интерактомов белков Combgap и Zeste

1.4.1. Взаимодействие с белками группы Polycomb/Tritorax

1.4.2. Взаимодействие с промотор-ассоциированными факторами

1.4.3. Взаимодействие с архитектурными белками

1.4.4. Взаимодействие с PRE ДНК-связывающими белками

ГЛАВА 2. Идентификация нового ДНК-связывающего фактора Сгol

2.1. Получение поликлональных антител к белку Сго!

2.3. Crol связывает PRE-элементы in vivo и колокализуется с белками PcG по всему геному

2.4. Crol представляет собой Poly(G) связывающий белок

2.5. Масс-спектрометрический анализ белковых партнеров Crol

2.6. Подтверждение взаимодействий между белком Crol c другими ДНК-связывающими факторами122

2.7. Получение линии мух с делецией гена crol

2.8. Crol требуется для подавления репрессионной активности evePRE в трансгенных конструкциях

ГЛАВА 3. Обнаружение нового PRE-элемента в геноме Drosophila virilis

ОБСУЖДЕНИЕ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

Благодарности

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

ANT-C - Antennapedia-комплекс. BX-C - Bithorax-комплекс.

ChIP-seq - ChIP-sequencing - метод иммунопреципитации хроматина с

последующим выскопроизводительным секвенированием.

Fab7 - Frontabdominal-7.

E. coli - Escherichia coli, кишечная палочка.

HOX-кластеры - кластеры гомеобокс-содержащих генов.

hsp70 - ген heat shock protein

IgG - преиммунная сыворотка.

PBS - Phosphate-buffered saline - натрий-фосфатный буфер. PcG (Polycomb group) - группа белков Polycomb.

PRE (Polycomb Response Element)/TRE (Trithorax Response Element)

регуляторный элемент, узнаваемый белками групп Polycomb и Trithorax.

TrxG (Trithorax group) - группа белков Trithorax.

TSS - transcription start site, точка старта транскрипции.

ZnF - Zinc finger, ДНК-связывающий домен типа «цинковый палец».

Ubx - ген Ultrabithorax.

wt - интактная последовательность или линия (дикий тип).

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота.

п.н. - пар нуклеотидов.

ПЦР - полимеразная цепная реакция.

т.п.н. - тысяч пар нуклеотидов.

6xHis - участок для аффинной очистки, состоящий из 6 остатков гистидина.

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование новых ДНК-связывающих факторов системы Polycomb у Drosophila melanogaster»

Актуальность работы

Сложные уровни регулирования транскрипции определяют уникальные

профили экспрессии генов в каждой клетке и, следовательно, лежат в основе огромного фенотипического разнообразия, наблюдаемого среди различных типов клеток. Для правильного развития многоклеточному организму необходимо, чтобы определенные гены в процессе жизни были репрессированы, а другие, наоборот, активно транскрибировались. Этот процесс контролируется точно регулируемым каскадом транскрипционных факторов, которые устанавливают индивидуальный профиль экспрессии для каждой клетки. Белки группы Polycomb (PcG) являются одними из числа этих эпигенетических регуляторов. Они собираются в комплексы, которые, связываясь с ДНК, репрессируют транскрипцию генов. Данное состояние сохраняется через все клеточные деления. Нарушение в функционировании этих белковых комплексов приводит к аномалиям в развитии и различным заболеваниям.

В геноме Drosophila PcG-факторы связываются с определенными ДНК-регуляторными элементами, названными PRE (Polycomb Response Element). Хотя точные механизмы рекрутирования белков PcG остаются неизвестными, предполагается, что важная роль принадлежит специфичным ДНК-связывающим факторам. В то же время было продемонстрировано, что эти ДНК-связывающие белки не локализованы исключительно на PREs, и могут связывать другие регуляторные элементы ДНК, включая энхансеры, промоторы и инсуляторы.

Важно отметить, что на данный момент известно несколько PRE ДНК-связывающих факторов, однако, комбинация их сайтов связывания с ДНК не приводит к созданию функционального PRE-элемента.

Кроме репрессоров PcG в геноме дрозофилы были обнаружены активаторы транскрипции, отнесенные к группе Trithorax (TrxG, Trithorax group). В генетических экспериментах было показано, что мутации в генах TrxG могут компенсировать мутации PcG. Многие из идентифицированных PRE ДНК-связывающих белков вовлечены как в репрессию PcG, так и в активацию TrxG, указывая на их двойную роль в рекрутировании обеих групп белков. Более того, имеются доказательства того, что, по крайней мере, некоторые из энхансеров развития могут функционировать как PREs на более поздних стадиях, что указывает на тесную функциональную связь между этими группами регуляторных элементов.

В настоящее время идентифицированные факторы, участвующие в PRE-репрессивной функции, включают Pleiohomeotic (Pho), Pleiohomeotic-like (Pho-like) GAGA-binding factor (GAF), Combgap (Cg), Pipsqueak (Psq), Zeste (Z), Adf1, Dorsal switch protein 1 (Dsp1), Spps (Sp1-like factor for pairing sensitive-silencing) и Grainyhead (Grh).

Чтобы получить представление о регуляторной сети PRE ДНК-связывающих факторов, в своей работе мы использовали иммуноаффинную очистку в сочетании с высокопроизводительной масс-спектрометрией для уже известных PRE ДНК-связывающих белков Combgap и Zeste. Полученные нами данные продемонстрировали, что данные факторы связаны с белковыми комплексами, участвующими в различных регуляторных действиях, и указывают на их потенциальную многофункциональную роль в регуляции транскрипции. В дальнейшем скринининге против PRE ДНК-связывающего фактора Combgap нами был идентифицирован белок Crol, для которого ранее не было показано участие в Polycomb опосредованной репрессии и взаимодействие с белками PcG.

Несмотря на открытие и исследование мультифункциональной роли вышеупомянутых PRE ДНК-связывающих факторов в регуляции транскрипции, полученные ранее данные свидетельствуют о том, что дополнительные, в настоящее время не идентифицированные, ДНК-связывающие белки также участвуют в рекрутировании факторов PcG/TrxG на хроматин.

Цель и задачи исследования

Основной целью настоящей работы было исследование регуляторных функций PRE-ассоциированных ДНК-связывающих белков, а также поиск и идентификация новых транскрипционных факторов, взаимодействующих с факторами группы Polycomb у Drosophila.

В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Провести поиск белковых партнеров факторов Combgap и Zeste.

2. Изучить влияние мутации гена Combgap на связывание белковых комплексов с хроматином.

3. Исследовать интерактом одного из выявленных белковых партнеров фактора Combgap и подтвердить его колокализацию с известными PRE-элементами.

4. Продемонстрировать влияние делеции гена выявленного белка на привлечение компонентов PcG-комплексов на хроматин.

5. Исследовать PRE-элемент генома Drosophila virilis на возможность его использования в качестве модельного сайленсера в трансгенных конструкциях.

Научная новизна. Теоретическая и практическая значимость работы

В работе впервые проведен детальный анализ интерактомов белков Combgap и Zeste. Было показано, что данные белковые факторы тесно связаны с основными субъединицами репрессивного комплекса PRC1. Кроме того, Combgap эффективно взаимодействовал с промотор-ассоциированными белковыми комплексами, такими как NELF и TFIID. Нами было продемонстрировано, что мутация в гене Combgap влияет на рекрутирование NELF-A и NELF-B на их гены-мишени. Так же в интерактоме белка Combgap были обнаружены архитектурные белки хроматина. С помощью дрожжевой двугибридной системы мы дополнительно исследовали существование прямые взаимодействия между различными PRE ДНК-связывающими ДНК белками и продемонстрировали, что Combgap взаимодействует с белком Adfl, Psq с Dspl и Pho с Spps.

В данной работе в результате скрининга против PRE ДНК-связывающего фактора Combgap нами был идентифицирован ДНК-связывающий фактор Crol, рекрутирующий PcG-комплексы на их гены-мишени. Проведенный детальный анализ белкового комплекса Crol выявил, что этот фактор имеет ряд прямых партнеров, относящихся к комплексу Polycomb, и различным ДНК-связывающим факторам. Было подтверждено взаимодействие фактора Crol с белком Ph (комплекс PRC1) группы Polycomb, а также с ДНК-связывающими факторами Combgap, Zeste, Psq и Brd4, которые также ассоциированы с Polycomb-опосредованной репрессией. Установлено, что белок Crol привлекается на ряд известных PRE-элементов, таких, как Ubx, bxd, en, и inv, а ноль-мутация данного гена приводит к уменьшению связывания PcG-факторов с различными PRE (Fab7, bx, ham, bxd, en и inv). В данном

исследовании определён мотив связывания данного фактора с ДНК и показано, что он представляет собой PolyG-тракт.

Наши данные также свидетельствуют о физической связи ДНК-связывающих факторов Combgap, Zeste и Crol с различными регуляторными элементами. Их способность объединяться друг с другом потенциально может создать платформу для рекрутирования отдельных регуляторных комплексов. Присутствие различных партнеров по связыванию ДНК и комбинация сайтов связывания различных ДНК-связывающих белков в конкретном регуляторном элементе ДНК может определить, какой конкретный регуляторный комплекс будет фактически связываться с ДНК.

Положения, выносимые на защиту

1. Проведен анализ иммуноаффиннои очистки белковых комплексов Combgap и Zeste. Выявлены факторы, относящиеся к белкам различных функциональных классов.

2. Показано влияние мутации гена Combgap на связывание комплекса NELF с хроматином на ряде геномных точек.

3. Охарактеризованы белковые партнеры белка Crol и показано его присутствие на многих известных PRE-элементах.

4. Показано, что делеция гена Crol влияет на привлечение компонентов репрессорного комплекса PRC1 на хроматин.

5. Продемонстрировано, что ДНК-последовательность генома Drosophial virilis, гомологичная элементу bxdPRE из генома Drosophila melanogaster, может

быть использована как удобный модельный сайленсер в составе трансгенных конструкций.

Личный вклад соискателя

Представленная квалификационная работа является результатом 4-х летних научных исследований автора. Автор принимал непосредственное участие в проведении всех экспериментов. Лично автором были созданы плазмидные конструкции и получены трансгенные линии мух с делецией гена Crol методом CRISPR/Cas9. Данные линии были протестированы на наличие делеции гена Crol. Получены плазмидные конструкции для экспрессии антигенов (Crol, Combgap, Zeste). Проведены эксперименты по экспрессии и очистке антигенов для получения ряда (Crol, Combgap и Zeste) поликлональных антител. Проведены эксперименты по вестерн-блот анализу (анализ качества и специфичности антител, качества комплексов перед масс-спектрометрическим анализом). Проведены эксперименты по двугибридному анализу белок-белковых взаимодействий.

Работы по проведению экспериментов ChIP-seq были осуществлены совместно с лабораторией доктора Джудит Кассис (Judith Kassis, National Institutes of Health, Bethesda). Работы по масс-спектрометрическому анализу белковых препаратов, полученных при ко-иммунопреципитации, были осуществлены к.б.н. Р. Х. Зиганшиным (ИБХ РАН). Биоинформатический анализ был проведен доктором Минь-ян Сун (Ming-an Sun, Yangzhou University)

Степень достоверности и апробация результатов

Результаты работы были представлены на пяти научных конференциях и опубликованы в рецензируемых научных журналах. Публикации:

1) Darya Chetverina, Nadezhda E Vorobyeva, Marina Yu Mazina, Lika V Fab, Dmitry Lomaev, Alexandra Golovnina, Vladic Mogila, Pavel Georgiev, Rustam H Ziganshin, Maksim Erokhin. Comparative interactome analysis of the PRE DNA-binding factors: purification of the Combgap-, Zeste-, Psq-, and Adfl-associated proteins. // Cell Mol Life Sci. 2022 Jun 9;79(7):353.

2) Д. А. Четверина, А. В. Михайлова, П. Г. Георгиев, М. М. Ерохин Новый PRE-элемент генома Drosophila virilis как удобный модельный сайленсер. // Доклады академии наук, 2019 May; 484(1):33-36.

Тезисы конференций:

Материалы конференций:

1) A. Mikhailova, F. Gorbenko, A. Srivastava, R. K. Mishra, P. Georgiev, M. Erokhin, D. Chetverina. Identification of a new insulator-associated protein in Drosophila, 43th FEBS Congress, Prague, Czech Republic, 2018, p 132.

2) Михайлова А. В., Ломаев Д.В., Четверина Д.А., Ерохин М.М. Функции белка Crol в Polycomb-зависимой репрессии у Drosophila 24 международная Пущинская конференция молодых учёных, Пущино, 2020, р.61.

3) A. Mikhailova, D. Lomaev, P. Georgiev, M. Erokhin, D. Chetverina. Identification of a Pipsequeak proteins in Drosophila melanogaster, 45th FEBS Congress, Ljubljana, Slovenia, 2021, p-01.4-02.

4) Михайлова А.В., Ерохин М.М. Интерактом ДНК-связывающих транскрипционных факторов, связывающихся с PRE-элементами и супер-энхансерами в геноме D. melanogaster Международный молодежный научный форум «ЛОМОНОСОВ-2021», Москва, МГУ имени М.В. Ломоносова, биологический факультет: Тезисы докладов, 2021.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

ГЛАВА 1. ДНК-регуляторные элементы Drosophila melanogaster

1.1. Структура корового промотора генов эукариот, транскрибируемых

РНК-полимеразой II

Транскрипция генов - строго регулируемый процесс, требующий точной временной и пространственной координации множества факторов на стадиях инициации, элонгации и терминации. Одну из ключевых ролей в транскрипции играет промотор - участок ДНК, в котором инициируется транскрипция [1]. Минимальный размер промоторной последовательности 50-100 п.н. носит название корового промотора и является достаточной последовательностью для точного управления инициацией транскрипции РНК-полимеразой II.

РНК-полимераза II представляет собой мультисубъединичный фермент, который может синтезировать РНК на ДНК-матрице, но при этом при её очистке она не способна распознавать основной промотор [2,3]. Этот процесс требует дополнительный набор белков, который называют «общими факторами транскрипции» [4,5]. Этот универсальный набор факторов включает в себя белковые комплексы - TFIIA (transcription factor, RNA polymerase II, A), TFIIB, TFIID, TFIIE, TFIIF и TFIIH.

Ключевые последовательности коровых промоторов включают в себя инициатор (Inr), мотив TATA-бокс, связанный с субъединицей TFIID; а также мотивы, расположенные ниже старта транскрипции - BRE (upstream TFIIB Recognition Element), MTE (motif ten element), DPE (downstream promoter element), а

ТСТ (polypyrimidine initiator) - мотив, отвечающий у Drosophila за транскрипцию рибосомальных белков [1] (рис. 1).

+ 1

-40

+40

Ш

□

BREU TATA BREd

Inr

DPE

ТСТ

МТБ

Рис. 1. Промоторные элементы необходимые для транскрипции РНК-полимеразой II у Drosophila. [16], с изменениями. На схеме изображено расположение ДНК-элементов относительно старта транскрипции (отмечен стрелкой). Условные обозначения: Inr - инициатор, охватывает старт начала транскрипции +1; TATA - ТАТА-бокс, расположен на расстоянии -25 от старта транскрипции; BREu и BREd элементы, распознаваемые фактором TFllB и расположенные выше и ниже TATA-бокса; DPE - сайт узнавания TFllD, расположенный от +28 до +33 относительно старта транскрипции; МТЕ -функционально активный элемент, расположенный на расстоянии от +18 до +27 от начала транскрипции; ТСТ - мотив отвечающий за транскрипцию рибосомальных белков.

Инициатор (Inr) охватывает сайт начала транскрипции +1 и, вероятно, является наиболее часто встречающимся основным элементом промотора. Хотя

было обнаружено, что многие факторы взаимодействуют с последовательностями Inr, основным белковым комплексом, узнающим инициатор, является TFIID, а именно его компоненты TAF1 (TAFII250) и TAF2 (TAFII150) [6]. Элемент TCT представляет собой мотив инициации транскрипции полипиримидина, который сохраняется от Drosophila до человека и участвует в регуляции трансляции рибосомальных белков. Этот пример подчеркивает важность специфических ключевых промоторных элементов для различных функциональных систем транскрипции [7].

TATA-бокс является первым открытым мотивом корового промотора [1], а также наиболее известным его элементом, расположенным на расстоянии - 25 от старта транскрипции. Как отмечалось выше, TATA-бокс распознается и связывается субъединицей TBP комплекса TFIID. Хотя ТАТА-бокс является хорошо известным мотивом основного промотора, он присутствует только примерно в 10-15% коровых промоторов млекопитающих. Было показано, что у Drosophila ТАТААА последовательность или последовательность с одной нуклеотидной заменой присутствует в 43% из 205 коровых промоторов. Помимо это было показано, что с ТВР могут также взаимодействовать А/Т-богатые последовательности, которые функционируют как TATA боксы [8,9].

Существует два мотива BRE (элемент, распознаваемый фактором транскрипции TFIIB), которые расположены либо выше (BREu), либо ниже (BREd) TATA-бокса [1]. И BREu, и BREd функционируют в сочетании с ТАТА-боксом, и было показано, что они увеличивают эффективность инициации транскрипции [10].

Более поздние исследования предполагают особую роль BREu в регуляции транскрипции [11].

DPE-элемент расположен в положении от +28 до +33 относительно старта транскрипции. Было продемонстрировано, что он присутствует в промоторах от Drosophila (взаимодействует с субъединицами TAF6 и TAF9) до человека [12]. DPE представляет собой сайт узнавания TFIID, который также связывается с мотивом Inr. Расстояние между Inr и DPE является критическим для транскрипционной активности DPE-зависимых промоторов [13]. DPE-зависимые промоторы обычно содержат только мотивы DPE и Inr. Однако в некоторых случаях мотивы TATA, Inr и DPE могут быть обнаружены в одном и том же коровом промоторе [14].

Было показано, что MTE представляет собой функционально активный элемент корового промотора, расположенный непосредственно перед DPE на расстоянии от +18 до +27 от начала транскрипции. Предполагается, что MTE, как и DPE, является сайтом распознавания для TFIID. MTE работает совместно с Inr, но может действовать независимо от DPE, а также от TATA-бокса. [15].

Однако, не существует набора универсальных коровых элементов, которые присутствуют во всех промоторах. Различные типы коровых промоторов транскрибируются различными наборами транскрипционных факторов и проявляют различные свойства, такие как, например, специфические взаимодействия с энхансерами. Сложность промотора также проявляется в его связи между уровнями инициации транскрипции, стабильностью состояний транскрипции и организацией структуры хроматина в области промотора. Следовательно, текущие данные

указывают на то, что коровый промотор является критическим компонентом в регуляции активности гена.

При полногеномном сравнении активности промоторов Drosophila на протяжении эмбриогенеза было показало, что различные коровые элементы промотора связаны с различными периодами развития. Гены материнского эффекта богаты мотивами DRE, тогда как зиготические гены, экспрессируемые в процессе эмбриогенеза, обогащены мотивами Inr, MTE и DPE, Транскрипты, относящиеся к личиночной стадии, обогащены элементами TATA бокса. Эти наблюдения подчеркивают роль специфических коровых промоторных элементов, которые включают дополнительное регуляторное изменение паттерна экспрессии генов, требуемого на различных стадиях развития [7].

1.2. Структурные основы транскрипции РНК-полимеразой II

Регуляция активности РНК-полимеразы II лежит в основе клеточной дифференцировки, поддержания клеточной идентичности и реакции клеток на изменения окружающей среды. Это происходит на разных стадиях транскрипции, хотя регуляция на стадии инициации является ключевым механизмом контроля экспрессии генов. Понимание регуляции транскрипции требует детального рассмотрения структуры комплекса инициации транскрипции и молекулярных механизмов его действия.

Для инициации транскрипции РНК-полимераза II соединяется с общими факторами транскрипции TFIIB, TFIID, TFIIE, TFIIF и TFIIH на промоторе с образованием преинициаторного комплекса. Это взаимодействие необходимо для

связывания и открытия хроматина, а также для инициации синтеза РНК и стимуляции выхода РНК-полимеразы II с промотора.

Вспомогательный фактор TFIIA не требуется для базовой транскрипции, но может стабилизировать комплекс TBP-ДНК.

Формирование преинициаторного комплекса обычно начинается с распознавания основного промотора с помощью фактора TFIID, который состоит из белка, связывающего ТАТА-бокс (TBP), и других полипептидов, называемых TBP-ассоциированными факторами (TAFs) [16].

TBP участвует в распознавании корового промотора и сборке преинициаторного комплекса. Несмотря на то, что ТВР является главным ТАТА-связывающим фактором, в состав преинициаторного комплекса могут входить альтернативные ТАТА-подобные факторы, такие как TRF1 (TBP-related factor 1) и TRF2 (TATA-related factor 2) или TLF (TATA-like factor). Наличие данных факторов в итоге приводит к разнообразию механизмов транскрипции [17]. К примеру, у Drosophila они участвуют в тканеспецифичной экспрессии, а также физически взаимодействуют с активаторами, опосредуя активацию транскрипции, путем рекрутирования TFIID на определенные промоторы.

Первый паралог TBP - TRF1, был обнаружен у Drosophila и показал способность связываться с TATA-боксом и заменять TBP в транскрипции некоторых промоторов РНК-полимеразе II in vitro. Так же была показана способность данного фактора взаимодействовать с TFILA и TFIIB [18,19].

"Фактор TRF2 в отличие от других TATA факторов отличается от TBP и не способен связывать ТАТА боксы. Он не проявляет какой-либо обнаруживаемой ДНК-связывающей активности, однако, взаимодействует с TFIIA и TFIIB. TRF2 у Drosophila в основном ассоциирован с промоторами, не содержащими TATA- бокс.

В недавних исследованиях у Drosophila были идентифицированы два дополнительных TRF белка, названных TRF4 и TRF5, но их роль в регуляции транскрипции пока не до конца изучена [19].

В то же время некоторые TAF распознают другие основные промоторные элементы, такие как Inr [18,19], DPE [14, 43] и DCE, хотя наиболее сильное связывание наблюдается всё же между ТВР и ТАТА-боксом. Таким образом, мультибелковый комплекс TFIID является критическим участником в распознавании промотора и установлении преинициаторного комплекса.

Фактор TFIIB необходим для рекрутирования РНК-полимеразы II на промотор и способствует связыванию TBP с ДНК и последующему изгибанию ДНК. Рентгеноструктурный анализ показал, что TFIIB играет роль в открытии ДНК и способствует распознаванию Inr, а также стимулирует первоначальный синтез РНК и стабилизирует комплекс ранней инициации, содержащий цепочку РНК из пяти нуклеотидов. Наконец, TFIIB высвобождается из комплекса, когда РНК достигает длины 12-13 нуклеотидов РНК [45].

Фактор TFIIF был идентифицирован в клетках млекопитающих благодаря его взаимодействию с РНК-полимеразой II. TFIIF предотвращает неспецифическое взаимодействие РНК-полимеразы II с ДНК и стабилизирует преинициаторный

комплекс [2]. TFIIF также подавляет наступление паузинга РНК-полимеразы II. Было показано, что транскрипция может до некоторой степени инициироваться in vitro в отсутствие TFIIE и TFIIH, но не в отсутствии TFIIF [22].

Фактор TFIIE стабилизирует ДНК в расплетенном состоянии, а также способствует привлечению TFIIH, тем самым обеспечивая мостик между РНК-полимеразой II и TFIIH и стабилизируя преинициаторный комплекс. TFIIH был идентифицирован как фактор, необходимый для транскрипции in vitro. TFIIH обладает ДНК-зависимой АТФазной активностью, которая необходима для транслокации ДНК.

Во многих генах многоклеточных животных, вовлеченная в транскрипцию РНК-полимераза II приостанавливается после образования короткой РНК из 20-65 нуклеотидов [23-25]. Паузинг полимеразы включает образование доступной структуры хроматина и рекрутирование одного или нескольких ДНК-связывающих транскрипционных факторов [26]. Затем РНК-полимераза II инициирует синтез РНК и попадает под контроль двух факторов: NELF (negative elongation factor) и DSIF (DRB sensitivity-inducing factor), которые ингибируют дальнейшее удлинение РНК-транскрипта [27].

Комплекс NELF взаимодействует с фактором DSIF и РНК-полимеразой II, вызывая её паузу примерно на 30-60 нуклеотидов ниже сайта начала транскрипции (TSS). Фосфорилирование комплекса NELF и РНК-полимеразы II с помощью положительного фактора элонгации транскрипции-b (P-TEFb) вытесняет комплекс NELF, тем самым высвобождая РНК-полимеразу II для продуктивной элонгации [27].

В транскрипционный паузинг в дополнение к NELF и DSIF вовлечены так же фактор GAF [28], M1BP [29] и PAF1C (RNA polymerase II-associated factor 1 complex), но точная роль каждого из них и характер их взаимодействия с приостановленным транскрипционным комплексом требует дальнейшего изучения.

1.3. Архитектурные белки

Архитектурные белки хроматина участвуют в регуляции экспрессии генов благодаря своей способности связываться как с ДНК, так и с другими регуляторными факторами и способствовать дистанционным взаимодействиям между удаленными последовательностями генома благодаря кооперативным белок-белковым взаимодействиям. На данный момент у Drosophila идентифицировано 11 ДНК-связывающих архитектурных белков, каждый из которых распознает определенный ДНК мотив [30].

Данная группа белков является достаточно гетерогенной и включает в себя активаторы и репрессоры транскрипции, а также белки, связывающиеся с некоторыми инсуляторами - регуляторными элементами ДНК, принимающими участие в блокировании связи между энхансером/сайленсером и промотором. Данные элементы определяют границы регуляторных доменов. В частности, инсуляторы служат барьером для действия активирующего сигнала инициатора на соседние регуляторные домены. Также они ограничивают распространение PcG -опосредованной репрессии на активные домены со стороны репрессированных. и проявляющие граничную активность.

Одним из основных архитектурных белков является фактор связывания CCCTC (CTCF) - ДНК-связывающий белок, содержащий в своём составе несколько доменов типа цинковых пальцев и выполняющий различные функции. Он не только является транскрипционным активатором и репрессором [31-32], но и необходим для усиления действия некоторых инсуляторов у Drosophila [33].

Белок Su(Hw) был впервые идентифицирован как ДНК-связывающий компонент инсуляторного комплекса у Drosophila. В его состав входит 12 доменов с цинковыми пальцами, которые участвуют в регуляции архитектуры хроматина и репрессии генов у Drosophila. Su(Hw) образует комплекс с белками СР190 и Mod(mdg4), которые связываются с известными инсуляторами Drosophila. [34].

Архитектурный белок BEAF-32 представляет собой ДНК-связывающий фактор, играющий роль в привлечении других регуляторных элементов к определенным участкам генома. У Drosophila белок BEAF-32 преимущественно ассоциируется с активно транскрибируемыми генами, хотя специфический механизм, с помощью которого он влияет на экспрессию генов пока неизвестен [35,36].

DREF был идентифицирован как фактор транскрипции, который координированно регулирует экспрессию генов, связанных с репликацией и пролиферацией ДНК. Так же было показано, что у Drosophila он играет роль в организации хроматина, включая функцию инсулятора, ремоделирования хроматина и поддержания теломер [37].

Фактор транскрипции III C (TFIIIC) представляет собой компонент основного комплекса факторов транскрипции для РНК-полимеразы III и участвует именно в организации хроматина. Было также показано, что некоторые сайты, связанные с TFIIIC, функционируют как инсуляторные элементы [38].

Z4/putzig представляет собой белок с семью цинковыми пальцами, и как известно, колокализуется в междисках политенных хромосом с другими архитектурными белками такими как BEAF-32 и Chriz/Chromator. Предполагается, что данные белки способны образовывать комплекс, влияющий на структуру хроматина. [39]. При этом было показано, что он также является важным кофактором, в различных путях, связанных с ремоделированием хроматина. В большинстве случаев Pzg действует как активатор [40], но также было показано, что он играет важную роль и в репрессии. [41].

Фактор ELBA состоит из трех белков - Elbal, Elba2 и Elba3, и все три должны присутствовать, чтобы он мог связываться с ДНК. В то время как Elba2 присутствует на большинстве стадий развития, два других белка Elba присутствуют только во время раннего эмбрионального развития, поэтому его инсуляторная функция активна только у ранних эмбрионов совместно с другими инсуляторами. На уровне всего генома ELBA необходим для разделения транскрипции дифференциально экспрессируемых генов [42].

Факторы транскрипции ZIPIC и Pita принадлежат к классу белков-инсуляторов и предпочтительно связываются с промоторами вблизи сайта начала транскрипции TSS и колокализуются с когезиновыми и конденсиновыми комплексами [43].

Белок CP190 участвует в регуляции транскрипции и ремоделировании хроматина и связывается преимущественно с промоторами генов домашнего хозяйства и инсуляторами [44-46]. Так же было показано, что CP190 участвует в рекрутировании комплексов ремоделирования хроматина NURF, dREAM и SAGA на ДНК [47-49] и вносит свой вклад в организацию архитектуры хромосом путем связывания удаленно расположенных участков [50,51].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Фаб Лика Виленовна, 2023 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Juven-Gershon T., et al. Regulation of gene expression via the core promoter and the basal transcriptional machinery // Dev. Biol. 2010. Vol. 339, No 2. P. 225-229.

2. Sainsbury S., et al. Structural basis of transcription initiation by RNA polymerase II // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2015.

3. Bushnell D.A., et al. Complete, 12-subunit RNA polymerase II at 4.1-A resolution: implications for the initiation of transcription. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2003. Vol. 100, No 12. P. 6969-6973.

4. Price D.H., et al. Fractionation of transcription factors for RNA polymerase II from Drosophila Kc cell nuclear extracts // J. Biol. Chem. 1987. Vol. 262, No 7. P. 32443255.

5. Wampler L., et al. Fractionation of the General RNA Polymerase Factors from Drosophila Embryos // Transcription. 1990. Vol. 265, No 34. P. 21223-21231.

6. Butler J.E.F., et al. The RNA polymerase II core promoter: a key component in the regulation of gene expression. // Genes Dev. 2002. Vol. 16, No 20. P. 2583-2592.

7. Sloutskin A., et al. The Core Promoter Is a Regulatory Hub for Developmental Gene Expression// Front. Cell Dev. Biol., 2021, Vol 9.

8. Mishal R., et al. Role of the TATA-box binding protein (TBP) and associated family members in transcription regulation. // Gene. Volume 833, 30 July 2022.

9. Verma N., et al. Differential utilization of TATA box-binding protein (TBP) and TBP-related factor 1 (TRF1) at different classes of RNA polymerase III promoters// J Biol Chem 2013 Sep 20;288(38):27564-27570.

10. Tsai F.T., Sigler P.B. Structural basis of preinitiation complex assembly on human pol II promoters. // EMBO J. 2000. Vol. 19. P. 25-36.

11. Juven-Gershon T, et al. Caudal, a key developmental regulator, is a DPE-specific transcriptional factor. // Genes Dev. 2008a; Vol 22, P. 2823-2830.

12. Burke T.W., et al. The downstream core promoter element, DPE, is conserved from Drosophila to humans and is recognized by TAF(II)60 of Drosophila // Genes Dev. 1997. Vol. 11. P. 3020-3031.

13. Kutach and Kadonaga. The downstream promoter element DPE appears to be as widely used as the TATA box in Drosophila core promoters. // Mol Cell Biol, 2000. Vol. 20(13), P. 4754-64.

14. Burke T.W., Kadonaga J.T. Drosophila TFIID finds to a conserved downstream promoter element that is present in many TATA-box-deficient promoters // Genes Dev, 1996. Vol. 10. P. 711-724.

15. Lim CY, et al. The MTE, a new core promoter element for trans. cription by RNA polymerase II // Genes Dev, 2004, Vol. 18(13), P. 1606-17.

16. Long Vo Ngoc. The punctilious RNA polymerase II core promoter. // Genes Dev. 2017, Vol. 31(13), P. 1289-1301.

17. Albright S R, et al. Regulation of gene expression by multiple forms of TFIID and TAFII-containing complexes. // Gene. 2000, Vol. 242(1-2), P. 1-13.

18. Hiller M. a. et al. Developmental regulation of transcription by a tissue-specific TAF homolog // Genes Dev. 2001. Vol. 15. P. 1021-1030.

19. Hiller M. et al. Testis-specific TAF homologs collaborate to control a tissue- specific transcription program. // Development. 2004. Vol. 131. P. 5297-5308.

20. Burke T.W., Kadonaga J.T. The downstream core promoter element, DPE, is conserved from Drosophila to humans and is recongnized by TAFII60 of Drosophila // Genes Dev. 1997. Vol. 11. P. 3020-3031.

21. Cabart P. et al. Transcription factor TFIIF is not required for initiation by RNA polymerase II, but it is essential to stabilize transcription factor TFIIB in early elongation complexes // Proc. Natl. Acad. Sci. 2011. Vol. 108, No 38. P. 15786- 15791.

22. Pan, G. et al. Initiation of transcription by RNA polymerase II is limited by melting of the promoter DNA in the region immediately upstream of the initiation site. // Biol Chem. 1994. Vol 269(48). P. 30101-4.

23. Muse, G.W., et al. RNA polymerase is poised for activation across the genome. // 2007. Nat. Genet. Vol 39, P. 1507-1511.

24. Rahl PB et al. c-Myc regulates transcriptional pause release. // 2010 Cell Vol. 141, P. 432-445.

25. Core L et al. Nascent RNA sequencing reveals widespread pausing and divergent initiation at human promoters. // 2008 Science. Vol 322 P 1845-1848.

26. Adelman K et al. Promoter-proximal pausing of RNA polymerase II: emerging roles in metazoans Nature Reviews Genetics 201213:720-731.

27. Yamaguchi et al., NELF, a multisubunit complex containing RD, cooperates with DSIF to repress RNA polymerase II elongation. // 1999, Cell 97:41-51.

28. Lee C. et al. NELF and GAGA factor are linked to promoter-proximal pausing at many genes in Drosophila. // Mol. Cell. Biol. 2008. Vol. 28, No 10. P. 3290-3300.

29. Li J., Gilmour D.S. Distinct mechanisms of transcriptional pausing orchestrated by GAGA factor and M1BP, a novel transcription factor. // EMBO J. 2013. Vol. 32, No 13. P. 1829-1841.

30. Chetverina D. et al. Boundaries of loop domains (insulators): deter- minants of chromosome form and function in multicellular eukaryotes. Bioessays, 2017 Mar;39(3):10.1002.

31. Filippova GN, et al. An exceptionally conserved transcriptional repressor, CTCF, employs different combinations of zinc fingers to bind diverged promoter sequences of avian and mammalian c-myc oncogenes. Mol Cell Biol. 1996, p 16:2802-2813.

32. Vostrov AA, et al. The zinc finger protein CTCF binds to the APBbeta domain of the amyloid beta-protein precursor promoter. Evidence for a role in transcriptional activation. J Biol Chem. 1997, p 272:33353-33359.

33. Bell AC, et al. The protein CTCF is required for the enhancer blocking activity of vertebrate insulators. Cell. 1999; 98:387-396.

34. L. Melnikova et al. Role of Su(Hw) zinc finger 10 and interaction with CP190 and Mod(mdg4) proteins in recruiting the Su(Hw) complex to chromatin sites in DrosophilaPLoS One 2018 Feb 23;13(2):e0193497.

35. Bshey et al. Genome-wide mapping of boundary element-associated factor (BEAF) binding sites in Drosophila melanogaster links BEAF to transcription Mol Cell Biol. 2009 Jul; 29(13): 3556-3568.

36. Jiang et al. Genome-wide mapping of boundary element-associated factor (BEAF) binding sites in Drosophila melanogaster links BEAF to transcription.// Mol Cell Biol. 2009 Jul; 29(13): 3556-3568.

37. Nguyen Trong Tue et al. DREF plays multiple roles during Drosophila development.// Biochim Biophys Acta Gene Regul Mech 2017 Jun;1860(6):705-712.

38. Kirkland J. TFIIIC Bound DNA Elements in Nuclear Organization and Insulation.// Biochim Biophys Acta. 2013 Mar; 1829(3-4): 418-424.

39. Melnikova L. et al. The BEAF-32 Protein Directly Interacts with Z4/putzig and Chriz/Chromator Proteins in Drosophila melanogaster.// Doklady Biochemistry and Biophysics, volume 498, 2021 p. 184-189.

40. Kugler SJ et al. Putzig is required for cell proliferation and regulates Notch activity in Drosophila// Mol Biol Cell. 2007 Oct; 18(10): 3733-3740.

41. Sherif El-Sharnouby. Regions of very low H3K27me3 partition the Drosophila genome into topological domains. PLoS One. 2017; 12(3): e0172725.

42. Ueberschar M. et al. BEN-solo factors partition active chromatin to ensure proper gene activation in Drosophila. Nat Community, 2019 Dec 13;10(1):5700.

43. Zolotarev N. et al. Architectural proteins Pita, Zw5, and ZIPIC contain homodimerization domain and support specific long-range interactions in DrosophilaNucleic Acids Res. 2016 Sep 6; 44(15): 7228-7241.

44. Kwon S.Y., et al. Genome-Wide Mapping Targets of the Metazoan Chromatin Remodeling Factor NURF Reveals Nucleosome Remodeling at Enhancers, Core Promoters and Gene Insulators. PLoS Genet. 2016;12:e1005969.

45. Bartkuhn M., et al. Active promoters and insulators are marked by the centrosomal protein 190. EMBO J. 2009, 28:877-888.

46. Cubenas-Potts C., et al. Different enhancer classes in Drosophila bind distinct architectural proteins and mediate unique chromatin interactions and 3D architecture. Nucleic Acids Res. 2017, 45:1714-1730

47. Bohla D., et al. A functional insulator screen identifies NURF and dREAM components to be required for enhancer-blocking. PLoS ONE. 2014, 9:e107765.

48. Ahanger S.H., et al. Ectopically tethered CP190 induces large-scale chromatin decondensation. Sci. Rep. 2014, 4:3917.

49. Ali T., et al. Chromatin binding of Gcn5 in Drosophila is largely mediated by CP190. Nucleic Acids Res. 2017, 45:2384-2395.

50. Mourad R., et al. Computational Identification of Genomic Features that Influence 3D Chromatin Domain Formation. PLoS Comput. Biol. 2016, 12:e1004908.

51. Maksimenko O., et al. Two new insulator proteins, Pita and ZIPIC, target CP190 to chromatin. Genome Res. 2015, 25:89-99.

52. Cuartero S.I Bf1 and Ibf2 are novel CP190-interacting proteins required for insulator function. //EMBO J. 2014 Mar 18; 33(6): 637-647.

53. Gurudatta BV, et al. Dynamic changes in the genomic localization of DNA replication-related element binding factor during the cell cycle. Cell Cycle. 2013, 12:1605-15.

54. Van Bortle K, et al. Insulator function and topological domain border strength scale with architectural protein occupancy. Genome biology. 2014, p 15.

55. Bulger M, et al. Functional and mechanistic diversity of distal transcription enhancers. Cell. 2011, 144:327-39.

56. Levine M. Transcriptional enhancers in animal development and evolution. Current biology: CB. 2010, p 754-63.

57. Pennacchio LA, et al. Enhancers: five essential questions. Nature reviews Genetics. 2013; 14:288-95.

58. Tolhuis B, et al. Looping and interaction between hypersensitive sites in the active beta-globin locus. Molecular cell. 2002, 10:1453-65.

59. Feinberg A.P., et al. The epigenetic progenitor origin of human cancer // Nat. Rev. Genet. 2006. Vol. 7, No 1. P. 21-33.

60. Boube M. et al. Drosophila homologs of transcriptional mediator complex subunits are required for adult cell and segment identity specification // Genes Dev. 2000. Vol. 14, No 22. P. 2906-2917.

61. Kuuluvainen E. et al. Cyclin-dependent kinase 8 module expression profiling reveals requirement of Mediator subunits 12 and 13 for transcription of Serpent- dependent innate immunity genes in Drosophila // J. Biol. Chem. 2014. Vol. 289, No 23. P. 1625216261.

62. Dahlberg O. et al. P-TEFb, the super elongation complex and mediator regulate a subset of non-paused genes during early Drosophila embryo development // PLoS Genet. 2015. Vol. 11, No 2. P. e1004971.

63. Warren A.W. et al. Master Transcription Factors and Mediator Establish Super-Enhancers at Key Cell Identity Genes // Cell. 2013 Apr 11; 153(2): 307-319.

64. Remerserio S. et al. Cohesin in development and disease evelopment. // 2013 Sep;140(18):3715-8.

65. Dambacher S. et al. Dynamic changes of the epigenetic landscape during cellular differentiation. // Epigenomics. 2013 Dec;5(6):701-13.

66. Jing-wen Yin. The Mediator complex: a master coordinator of transcription and cell lineage development. // 2014, 141(5):977-87.

67. Levine M., Tjian R. Transcription regulation and animal diversity. // Nature. 2003. Vol. 424, No 6945. P. 147-151.

68. Erives A., Levine M. Coordinate enhancers share common organizational features in the Drosophila genome. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2004. Vol. 101, No 11. P. 3851-3856.

69. Ghavi-helm Y. et al. Are Associated with paused polymerase // Nature. Nature Publishing Group, 2014. Vol. 512, No 7512. P. 96-100.

70. Pennacchio LA, et al. Enhancers: five essential questions. // Nat Rev Genet. 2013 Apr; 14(4): 288-295.

71. Snetkova V. et al. Enhancer talk. // Epigenomics. 2018 Apr; 10(4): 483-498.

72. Maeda R.K. et al. The open for business model of the bithorax complex in Drosophila. 2015. P 293-307.

73. Chetverina D.A. et al. Control of the gene activity by polycomb and trithorax group proteins in Drosophila. Russ. J. Genet. 2017, 53, P 157-177.

74. Grossniklaus U. et al. Transcriptional silencing by polycomb-group proteins. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2014, P 6.

75. Kassis J.A. et al. Polycomb and trithorax group genes in Drosophila. Genetics 2017, 206, P 1699-1725.

76. Kingston R.E. et al. Transcriptional regulation by trithorax-group proteins. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2014, P 6.

77. Kuroda, et al. Dynamic Competition of Polycomb and Trithorax in Transcriptional Programming. Annu Rev Biochem 2020, 89, 235-253.

78. Breen T.R. et al. Maternal expression of genes that regulate the bithorax complex of Drosophila melanogaster. Dev. Biol. 1986, 118, P 442-456.

79. Jiirgens G. A group of genes controlling the spatial expression of the bithorax complex in Drosophila. Nature 1985, 316, P 153-155.

80. Lewis E.B. A gene complex controlling segmentation in Drosophila. Nature 1978, 276, P 565-570.

81. Struhl G. A gene product required for correct initiation of segmental determination in

Drosophila. Nature 1981, 293, P 36-41.

82. Kennison J.A. et al. Dosage-dependent modifiers of polycomb and antennapedia mutations in Drosophila. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1988, 85, 8136-8140.

83. Kwong C. et al. Stability and dynamics of polycomb target sites in Drosophila development. PLoS Genet. 2008, P4.

84. Negre N. et al. Chromosomal distribution of PcG proteins during Drosophila development. PLoS Biol. 2006, P 4.

85. Oktaba K. et al. Dynamic regulation by polycomb group protein complexes controls pattern formation and the cell cycle in Drosophila. Dev. Cell 2008, 15, P 877-889.

86. Schuettengruber B.; et al. Functional anatomy of polycomb and trithorax chromatin landscapes in Drosophila embryos. PLoS Biol. 2009, P 7.

87. Schwartz Y.B. et al. Genome-wide analysis of polycomb targets in Drosophila melanogaster. Nat. Genet. 2006, 38, P. 700-705.

88. Tolhuis B. et al. Genome-wide profiling of PRC1 and PRC2 Polycomb chromatin binding in Drosophila melanogaster. Nat. Genet. 2006, 38, P 694-699.

89. Aloia L. et al. Polycomb complexes in stem cells and embryonic development.

Development 2013, 140, P 2525-2534.

90. Corley M. et al. The roles and regulation of polycomb complexes in neural development. Cell Tissue Res. 2015, 359, P 65-85.

91. Parreno, V., et al. Mechanisms of Polycomb group protein function in cancer. Cell research. 2022.

92. Piunti, A. and Shilatifard, A. The roles of Polycomb repressive complexes in mammalian development and cancer. Nat Rev Mol Cell Biol 2021, 22, 326-345.

93. Blackledge, N.P. and Klose, R.J. The molecular principles of gene regulation by Polycomb repressive complexes. Nat Rev Mol Cell Biol 2021, 22, 815-833.

94. Schwartz Y.B. et al. A new world of polycombs: Unexpected partnerships and emerging functions. Nat. Rev. Genet. 2013, 14, P 853-864.

95. Sowpati D.T. et al. Expansion of the polycomb system and evolution of complexity. Mech. Dev. 2015, 138 Pt 2, P 97-112.

96. Tan, J.Z. et al. EZH2: Biology, disease, and structure-based drug discovery. Acta Pharmacol. Sin. 2014, 35, P 161-174.

97. Tiffen J. et al. Ezh2: An emerging role in melanoma biology and strategies for targeted therapy. Pigment Cell Melanoma Res. 2015, 28, P 21-30.

98. Pasini D. et al. Emerging roles for polycomb proteins in cancer. Curr. Opin. Genet. Dev. 2016, 36, P 50-58.

99. Morey L. et al. Pluripotency and epigenetic factors in mouse embryonic stem cell fate regulation. Mol. Cell. Biol. 2015, 35, P 2716-2728.

100. Brockdorff N. Chromosome silencing mechanisms in X-chromosome inactivation: Unknown unknowns. Development 2011, 138, P 5057-5065.

101. Brockdorff N. et al. Dosage compensation in mammals. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2015, P 7.

102. Weaver J.R. et al. Chromatin regulators of genomic imprinting. Biochim. Biophys. Acta 2014, 1839, P 169-177.

103. Kheradmand Kia S. et al. EZH2-dependent chromatin looping controls INK4a and INK4b, but not ARF, during human progenitor cell differentiation and cellular senescence. Epigenet. Chromatin 2009, 2, P 16.

104. Wakeling L.A. et al. SIRT1 affects DNA methylation of polycomb group protein target genes, a hotspot of the epigenetic shift observed in ageing. Hum. Genom. 2015, 9, P 14.

105. Marino S. et al. Polycomb group genes in the regeneration of the healthy and pathological skeletal muscle. Neuropathol. Appl. Neurobiol. 2015, 42, P 407-422.

106. Hamada Y. et al. Leg regeneration is epigenetically regulated by histone H3K27 methylation in the cricket Gryllus bimaculatus. Development 2015, 142, P 2916-2927.

107. Cheedipudi S. et al. A fine balance: Epigenetic control of cellular quiescence by the tumor suppressor PRDM2/RIZ at a bivalent domain in the cyclin a gene. Nucleic Acids Res. 2015, 43, P 6236-6256.

108. Chou R.H. et al. The potential roles of EZH2 in regenerative medicine. Cell Transpl. 2015, 24, P 313-317.

109. Mallen-St Clair J. et al. EZH2 couples pancreatic regeneration to neoplastic progression. Genes Dev. 2012, 26, P 439-444.

110. Czermin B. et al. Drosophila enhancer of Zeste/ESC complexes have a histone H3 methyltransferase activity that marks chromosomal polycomb sites. Cell 2002, 111, P 185-196.

111. Muller J. et al. Histone methyltransferase activity of a Drosophila polycomb group repressor complex. Cell 2002, 111, P 197-208.

112. Cao R. et al. Role of histone H3 lysine 27 methylation in polycomb-group silencing. Science 2002, 298, P 1039-1043.

113. Kuzmichev A. et al. Histone methyltransferase activity associated with a human multiprotein complex containing the enhancer of Zeste protein. Genes Dev. 2002, 16, P 2893-2905.

114. O'Meara M.M. et al. Inner workings and regulatory inputs that control Polycomb repressive complex 2, Chromosoms 121, P 221-234.

115. Pengelly A.R. et al. A histone mutant reproduces the phenotype caused by loss of histone-modifying factor polycomb. Science 2013, 339, P 698-699.

116. Ebert A. et al. Su(var) genes regulate the balance between euchromatin and heterochromatin in Drosophila. Genes Dev. 2004, 18, P 2973-2983.

117. Jones R.S. et al. Genetic analysis of the enhancer of zeste locus and its role in gene regulation in Drosophila melanogaster. Genetics 1990, 126, P 185-199.

118. Simon J. et al. Ten different Polycomb group genes are required for spatial control of the abdA and AbdB homeotic products. Development 1992, 114, P 493-505.

119. Ketel C.S. et al. Subunit contributions to histone methyltransferase activities of fly and worm polycomb group complexes. Mol. Cell. Biol. 2005, 25, P 6857-6868.

120. Birve A. et al. Su(z)12, a novel Drosophila polycomb group gene that is conserved in vertebrates and plants. Development 2001, 128, P 3371-3379.

121. Nekrasov M. et al. Pcl-PRC2 is needed to generate high levels of H3-K27 trimethylation at Polycomb target genes. EMBO J. 2007, 26, P 4078-4088.

122. Tie F. et al. A 1-megadalton ESC/E(Z) complex from Drosophila that contains polycomblike and RPD3. Mol. Cell. Biol. 2003, 23, P 3352-3362.

123. Tie F. et al. CBP-mediated acetylation of histone H3 lysine 27 antagonizes Drosophila Polycomb silencing. Development 2009, 136, P 3131-3141.

124. Herz H.M. et al. Polycomb repressive complex 2-dependent and -independent functions of Jarid2 in transcriptional regulation in Drosophila. Mol. Cell. Biol. 2012, 32, P 1683-1693.

125. Lagarou A. et al. dKMD2 couples histone H2A ubiquitylation to histone H3 demethylation during polycomb group silencing. Genes Dev. 2008, 22, P 2799-2810.

126. Wang, H. et al. Role of histone H2A ubiquitination in polycomb silencing. Nature 2004, 431, P 873-878.

127. Kalb R. et al. Histone H2A monoubiquitination promotes histone H3 methylation in polycomb repression. Nat. Struct. Mol. Biol. 2014, 21, P 569-571.

128. Pengelly A.R. et al. Transcriptional repression by PRC1 in the absence of H2A monoubiquitylation. Genes Dev. 2015, 29, 1487-1492.

129. Francis N.J. et al. Reconstitution of a functional core polycomb repressive complex. Mol. Cell 2001, 8, P 545-556.

130. Saurin A.J. et al. A Drosophila Polycomb group complex includes Zeste and dTAFII proteins. Nature 2001, 412, P. 655-660.

131. Loubiere, V., et al. Widespread activation of developmental gene expression characterized by PRC1-dependent chromatin looping. Sci Ad 2020.

132. Francis N.J. et al. Chromatin compaction by a polycomb group protein complex. Science 2004, 306, P. 1574-1577.

133. King I.F. et al. Analysis of a polycomb group protein defines regions that link repressive activity on nucleosomal templates to in vivo function. Mol. Cell. Biol. 2005, 25, P. 6578-6591.

134. King I.F. et al. Native and recombinant polycomb group complexes establish a selective block to template accessibility to repress transcription in vitro. Mol. Cell. Biol. 2002, 22, P. 7919-7928.

135. Fischle W. et al. Molecular basis for the discrimination of repressive methyl-lysine marks in histone H3 by polycomb and HP1 chromodomains. Genes Dev. 2003, 17, P. 1870-1881.

136. Min J. et al. Structural basis for specific binding of polycomb chromodomain to histone H3 methylated at Lys 27. Genes Dev. 2003, 17, P. 1823-1828.

137. Bauer M. et al. The quest for mammalian Polycomb response elements: Are we there yet? Chromosoma 2016, 125, P. 471-496.

138. Di Croce L. et al. Transcriptional regulation by polycomb group proteins. Nat. Struct. Mol. Biol. 2013, 20, P. 1147-1155.

139. Kassis J.A. et al. Polycomb group response elements in Drosophila and vertebrates. Adv. Genet. 2013, 81, P. 83-118.

140. Steffen P.A. et al. What are memories made of? How polycomb and trithorax proteins mediate epigenetic memory. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2014, 15, P. 340-356.

141. van Kruijsbergen I. et al. Recruiting polycomb to chromatin. Int. J. Biochem. Cell Biol. 2015, 67, P. 177-187.

142. Arnold, P. et al. Modeling of epigenome dynamics identifies transcription factors that mediate polycomb targeting. Genome Res. 2013, 23, P. 60-73.

143. Dietrich, N. et al. Rest-mediated recruitment of polycomb repressor complexes in mammalian cells. PLoS Genet. 2012, 8.

144. Schorderet, P. et al. A genetic approach to the recruitment of PRC2 at the HoxD locus. PLoS Genet. 2013, P. 9.

145. Sing, A. et al. A vertebrate polycomb response element governs segmentation of the posterior hindbrain. Cell 2009, 138, P. 885-897.

146. Ghotbi E. et al. Differential Contributions of DNA-Binding Proteins to Polycomb Response Element Activity at the Drosophila giant Gene. Genetics. 2020 Mar; 214(3): 623-634.

147. Cameron S.R. et al. PTE, a novel module to target Polycomb Repressive Complex 1 to the human cyclin D2 (CCND2) oncogene. J. Biol. Chem. 2008, 293(37), P. 1434214358.

148. Aranda S. et al. Regulation of gene transcription by polycomb proteins. Sci. Adv. 2015, P. 1

149. Chan C.S. et al. Polycomb response element in the Ubx gene that determines an epigenetically inherited state of repression. EMBO J. 1994, 13, P. 2553-2564.

150. Chiang A. et al. Discrete polycomb-binding sites in each parasegmental domain of the bithorax complex. Development 1995, 121, P. 1681-1689.

151. Simon J. et al. Elements of the Drosophila bithorax complex that mediate repression by polycomb group products. Dev. Biol. 1993, 158, P. 131-144.

152. Gindhart J.G. et al. Identification of polycomb and trithorax group responsive elements in the regulatory region of the Drosophila homeotic gene Sex combs reduced. Genetics 1995, 139, P. 797-814.

153. Ray P. et al. Combgap contributes to recruitment of Polycomb group proteins in Drosophila. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2016, 113, P. 3826-3831.

154. Schwartz Y.B. et al. Alternative epigenetic chromatin states of polycomb target genes. PLoS Genet. 2010, 6.

155. Zink B. et al. Direct interaction of the Polycomb protein with Antennapedia regulatory sequences in polytene chromosomes of Drosophila melanogaster. EMBO J. 1991, 10, P. 153-162.

156. Brown J.L. et al. Architectural and functional diversity of polycomb group response elements in Drosophila. Genetics 2013, 195, P. 407-419.

157. Dejardin J. et al. Recruitment of Drosophila polycomb group proteins to chromatin by DSP1. Nature 2005, 434, P. 533-538.

158. Kassis J.A. Unusual properties of regulatory DNA from the Drosophila engrailed gene: Three "pairing-sensitive" sites within a 1.6-kb region. Genetics 1994, 136, P. 1025-1038.

159. Kassis J.A. Pairing-sensitive silencing, polycomb group response elements, and transposon homing in Drosophila. Adv. Genet. 2002, 46, P. 421-438.

160. Ferraiuolo M. et al. The three-dimensional architecture of Hox cluster silencing.

Nucleic Acids Res. 2010 Nov; 38(21): 7472-7484

161. Cavalli G. et al. Epigenetic inheritance of active chromatin after removal of the main transactivator. Science 1999, 286, P. 955-958.

162. Chetverina D.A. et al. PRE/TRE elements act as transcription activators in Drosophila S2 cells. Dokl. Biochem. Biophys. 2017, 472, P. 68-70.

163. Erceg J. et al. Dual functionality of cis-regulatory elements as developmental enhancers and Polycomb response elements. Genes Dev. 2017, 31, P. 590-602.

164. Perez L. et al. Enhancer-pre communication contributes to the expansion of gene expression domains in proliferating primordia. Development 2011, 138, P. 3125-3134.

165. Schuettengruber B. et al. Trithorax group proteins: Switching genes on and keeping them active. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2011, 12, P. 799-814.

166. Beisel C. et al. Comparing active and repressed expression states of genes controlled by the polycomb/trithorax group proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2007, 104, P. 16615-16620.

167. Erokhin M. et al. Transcriptional read-through is not sufficient to induce an epigenetic switch in the silencing activity of polycomb response elements. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2015, 112, P. 14930-14935.

168. Langlais K.K. et al. Polycomb group proteins bind an engrailed pre in both the "on" and "off' transcriptional states of engrailed. PLoS ONE 2012, 7.

169. Americo J. et al. A complex array of DNA-binding proteins required for pairing-sensitive silencing by a polycomb group response element from the Drosophila engrailed gene. Genetics 2002, 160, P. 1561-1571.

170. Maurange C. et al. A cellular memory module conveys epigenetic inheritance of hedgehog expression during Drosophila wing imaginal disc development. Genes Dev. 2002, 16, P. 2672-2683.

171. Poux S. et al. Hunchback-independent silencing of late Ubx enhancers by a Polycomb group response element. EMBO J. 1996, 15, P. 4713-4722.

172. Rank G. et al. Transcription through intergenic chromosomal memory elements of the Drosophila bithorax complex correlates with an epigenetic switch. Mol. Cell. Biol. 2002, 22, P.8026-8034.

173. Schwartz, Y.B. Cooperative recruitment of polycomb complexes by polycomb response elements. In Polycomb Group Proteins; Pirrotta, V., Ed.; Academic Press: New York, NY, USA, 2017; P.111-129.

174. Brown, J.L. et al. The Drosophila polycomb group gene pleiohomeotic encodes a DNA binding protein with homology to the transcription factor YY1. Mol. Cell 1998, 1, P. 1057-1064.

175. Fritsch C. et al. The DNA binding polycomb group protein pleiohomeotic mediates silencing of a Drosophila homeotic gene. Development 1999, 126, P. 3905-3913.

176. Brown J.L. et al. The Drosophila pho-like gene encodes a YY1-related DNA binding protein that is redundant with pleiohomeotic in homeotic gene silencing. Development 2003, 130, P. 285-294.

177. HagstromK. et al. A polycomb and GAGA dependent silencer adjoins the Fab-7boundary in the Drosophila bithorax complex. Genetics 1997, 146, P. 1365-1380.

178. Strutt H. et al. Co-localization of polycomb protein and GAGA factor on regulatory elements responsible for the maintenance of homeotic gene expression. EMBO J. 1997, 16, P. 3621-3632.

179. Hodgson J.W. et al. Site-specific recognition of a70-base-pair element containing d(GA)(n) repeats mediates bithoraxoid polycomb group response element-dependent silencing. Mol. Cell. Biol. 2001, 21, P. 4528-4543.

180. Huang D.H. et al. Pipsqueak encodes a factor essential for sequence-specific targeting of a polycomb group protein complex. Mol. Cell. Biol. 2002, 22, P. 62616271.

181. Brown J.L. et al. Spps, a Drosophila Sp1/KLF family member, binds to PRE and is required for PRE activity late in development. Development 2010, 137, P. 2597-2602

182. Blastyak, A. et al. Efficient and specific targeting of Polycomb group proteins requires cooperative interaction between Grainyhead and Pleiohomeotic. Mol. Cell. Biol. 2006, 26, P. 1434-1444.

183. Hur M.W. et al. Zeste maintains repression of Ubx transgenes: Support for a new model of Polycomb repression. Development 2002, 129, P. 1339-1343.

184. Orsi G.A. et al. High-resolution mapping defines the cooperative architecture of polycomb response elements. Genome Res. 2014, 24, P. 809-820.

185. Gehring W.J. A recessive lethal [l(4)29] with a homeotic effect in D. melanogaster. Drosoph. Inform. Serv. 1970, 45, P. 103.

186. Kwon S.H. et al. The Drosophila pleiohomeotic mutation enhances the polycomblike and polycomb mutant phenotypes during embryogenesis and in the adult. Int. J. Dev. Biol. 2003, 47, P. 389-395.

187. Busturia A. et al. The MCP silencer of the Drosophila Abd-B gene requires both pleiohomeotic and GAGA factor for the maintenance of repression. Development 2001, 128, P. 2163-2173.

188. Kahn T.G. et al. Combinatorial interactions are required for the efficient recruitment of pho repressive complex (PhoRC) to polycomb response elements. PLoS Genet. 2014, 10.

189. Kim J.D. et al. Retroposition and evolution of the DNA-binding motifs of YY1, YY2 and REX1. Nucleic Acids Res. 2007, 35, P. 3442-3452.

190. Nguyen N. et al. Molecular cloning and functional characterization of the transcription factor YY2. J. Biol. Chem. 2004, 279, P. 25927-25934.

191. Wang L. et al. Hierarchical recruitment of polycomb group silencing complexes. Mol. Cell 2004, 14, P. 637-646.

192. Farkas G. et al. The Trithorax-like gene encodes the Drosophila GAGA factor. Nature 1994, 371, P. 806-808.

193. Van Steensel B. et al. Genome wide analysis of Drosophila GAGA factor target genes reveals context-dependent DNA binding. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2003, 100, P. 2580-2585.

194. Wilkins, R.C. et al. GAGA factor binding to DNA via a single trinucleotide sequence element. Nucleic Acids Res. 1998, 26, P. 2672-2678.

195. Chetverina, D., et al. GAGA factor: a multifunctional pioneering chromatin protein. Cellular and Molecular Life Sciences 2021.

196. Srivastava A. et al. Vertebrate gaf/thpok: Emerging functions in chromatin architecture and transcriptional regulation. Cell. Mol. Life Sci. 2017.

197. Siegel V. et al. Pipsqueak, a nearly acting member of the posterior group of genes, affects vasa level and germ cell-somatic cell interaction in the developing egg chamber. Development 1993, 119, P. 1187-1202.

198. Lehmann M. et al. The pipsqueak protein of Drosophila melanogaster binds to GAGA sequences through a novel DNA-binding domain. J. Biol. Chem. 1998, 273, P. 28504-28509.

199. Brown J.L. et al. Sp1/KLF binding site is important for the activity of a Polycomb group response element from the Drosophila engrailed gene. Nucleic Acids Res. 2005, 33, P. 5181-5189.

200. Kaczynski J. et al. Sp1- and Krüppel-like transcription factors. Genome Biol. 2003, 4, P. 206.

201. Decoville M. et al. DSP1, anHMG-like protein, is involved in the regulation of homeotic genes. Genetics 2001, 157, P. 237-244.

202. Malarkey C.S. et al. The high mobility group box: The ultimate utility player of a cell. Trends Biochem. Sci. 2012, 37, P. 553-562.

203. Stros M. HMGB proteins: Interactions with DNA and chromatin. Biochim. Biophys. Acta 2010,1799, P. 101-113.

204. Bray S.J. et al. Developmental function of Elf-1: An essential transcription factor during embryogenesis in Drosophila. Genes Dev. 1991, 5, P. 1672-1683.

205. Dynlacht B.D. et al. Functional analysis of NTF-1, a developmentally regulated Drosophila transcription factor that binds neuronal cis elements. Genes Dev. 1989, 3, P.1677-1688.

206. Yao L. et al. Genome-wide identification of Grainy head targets in Drosophila reveals regulatory interactions with the POU domain transcription factor Vvl. Development 2017, 144, P. 3145-3155.

207. Tuckfield A. et al. Binding of the RING polycomb proteins to specific target genes in complex with the grainyhead-like family of developmental transcription factors. Mol. Cell. Biol. 2002, 22, P. 1936-1946.

208. Goldberg M.L. et al. The Drosophila zeste locus is nonessential. Genetics 1989, 123, P. 145-155.

209. Biggin M.D. et al. Zeste encodes a sequence-specific transcription factor that activates the ultrabithorax promoter in vitro. Cell 1988, 53, P. 713-722.

210. Moses A.M. et al. Large-scale turnover of functional transcription factor binding sites in Drosophila. PLoS Comput. Biol. 2006, 2.

211. DeZazzo J. et al. nalyot, a mutation of the Drosophila Myb-related Adf1 transcription factor, disrupts synapse formation and olfactory memory. Neuron 2000, 27, P. 145-158.

212. Timmerman C.; et al. The Drosophila transcription factor Adf-1 (nalyot) regulates dendrite growth by controlling FasII and staufen expression downstream of CaMKII and neural activity. J. Neurosci. Off. J. Soc. Neurosci. 2013, 33, P. 11916-11931.

213. Klymenko, T. et al. A polycomb group protein complex with sequence-specific DNA-binding and selective methyl-lysine-binding activities. Genes Dev. 2006, 20, P. 1110-1122.

214. Mishra,R.K. et al. Theiab-7 polycomb response element maps to a nucleosome-free region of chromatin and requires both GAGA and pleiohomeotic for silencing activity. Mol. Cell. Biol. 2001, 21, P. 1311-1318.

215. Fujioka M. et al. DNA- binding polycomb-group protein pleiohomeotic maintains both active and repressed transcriptional states through a single site. Development 2008, 135, P. 4131-4139.

216. Shimell M.J. et al. Function alanalysis of repressor binding sites in the iab-2 regulatory region of the abdominal-A homeotic gene. Dev. Biol. 2000, 218, P. 38-52.

217. Horard B. et al. Structure of a polycomb response element and in vitro binding of polycomb group complexes containing GAGA factor. Mol. Cell. Biol. 2000, 20, P. 3187-3197.

218. Biggin M.D. et al. Transcription factors that activate the ultrabithorax promoter in developmentally staged extracts. Cell 1988, 53, P. 699-711.

219. Cutler G. et al. Adf-1 is a nonmodular transcription factor that contains a TAF-binding myb-like motif. Mol. Cell. Biol. 1998, 18, P. 2252-2261.

220. Laney J.D. et al. Redundant control of Ultrabithorax by zeste involves functional levels of zeste protein binding at the Ultrabithorax promoter. Development 1996, 122, P. 2303-2311.

221. Loubiere V. et al. Coordinate redeployment of PRC1 proteins suppresses tumor formation during Drosophila development. Nat. Genet. 2016, 48, P. 1436-1442.

222. Lv X. et al. Apositiverole for polycomb in transcriptional regulation via H4K20me1. Cell Res. 2016, 26, P. 529-542.

223. Pherson M. et al. Polycombrepressive complex 1 modifies transcription of active genes. Sci. Adv. 2017, 3.

224. Schaaf C.A. et al. Cohesin and polycomb proteins functionally interact to control transcription at silenced and active genes. PLoS Genet. 2013, 9.

225. Brown J.L. et al. Clobal changes of H3K27me3 domains and Polycomb group protein distribution in the absence of recruiters Spps or Pho. PNAS, 2017, 5, P 18391848.

226. Schwendemann A. et al. Pipsqueak and GAGA factor act in concert as partners at homeotic and many other loci. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2002, 99, 12883-12888.

227. Cunningham M.D. et al. Characterization of the polycomb group response elements of the Drosophila melanogaster invected locus. Mol. Cell. Biol. 2010, 30, P. 820-828.

228. Ringrose L. et al. Polycomb/trithorax response elements and epigenetic memory of cell identity. Development 2007, 134, P. 223-232.

229. Shearn A. The ash-1, ash 2 and trithorax genes of Drosophila melanogaster are functionally related. Genetics 1989, 121, 517-525.

230. Kang H. et al. Sex comb on midleg (Scm) is a functional link between PcG-repressive complexes in Drosophila. Genes Dev. 2015, 29, P. 1136-1150.

231. Strubbe G. et al. Polycomb purification by in vivo biotinylation tagging reveals cohesin and trithorax group proteins as interaction partners. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2011, 108, P. 5572-5577.

232. Okulski H. et al. Quantitative analysis of polycomb response elements (PREs) at identical genomic locations distinguishes contributions of PRE sequence and genomic environment. Epigenet. Chromatin 2011, 4, P. 4.

233. Wang L. et al. Comparative analysis of chromatin binding by Sex Comb on Midleg (Scm) and other polycomb group repressors at a Drosophila Hox gene. Mol. Cell. Biol. 2010, 30, P. 2584-2593.

234. Kahn T.G. et al. Interdependence of PRC1 and PRC2 for recruitment to Polycomb response elements. Nucleic Acids Res. 2016, 44, P.10132-10149.

235. Schuettengruber B. et al. Cooperativity, specificity, and evolutionary stability of polycomb targeting in Drosophila. Cell Rep. 2014, 9, P. 219-233.

236. Frey F. et al. MolecularbasisofPRC1targeting to polycomb response elements by PhoRC. Genes Dev. 2016, 30, P. 1116-1127.

237. Bonchuk A. et al. Drosophila BTB/POZ domains of "ttk group"can form mültimers and selectively interact with each other. J. Mol. Biol. 2011, 412, P. 423-436.

238. Lomaev D. et al. The GAGA factor regulatory network: Identification of GAGA factor associated proteins. PLoS ONE 2017, 12.

239. Huang D.H. et al. Isolation and characterization of CHRASCH, a polycomb-containing silencing complex. Methods Enzymol. 2004, 377, P. 267-282.

240. Poux S. et al. Establishment of Polycomb silencing requires a transient interaction between PC and ESC. Genes Dev. 2001, 15, P. 2509-2514.

241. Mohd-Sarip A. et al. Pleiohomeotic can link polycomb o DNA and mediate transcriptional repression. Mol. Cell. Biol. 2002, 22, P.7473-7483.

242. Grimm C. et al. Molecular recognition of histone lysine methylation by the Polycomb group repressor dSfmbt. EMBO J. 2009, 28, P. 965-1977.

243. Grau D.J. et al. Functional dissection of polycomb repressive complex1 reveals the importance of a charged domain. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 2010, 75, P. 61-70.

244. Kim C.A. et al. Structural organization of a Sex-comb-on-midleg/ polyhomeotic copolymer. J. Biol. Chem. 2005, 280, P. 27769-27775.

245. Peterson A.J. et al. A domain shared by the Polycomb group proteins Scm and ph mediates heterotypic and homotypic interactions. Mol. Cell. Biol. 1997, 17, P.683-6692.

246. Mahmoudi T. et al. GAGA facilitates binding of pleiohomeotic to a chromatinized polycomb response element. Nucleic Acids Res. 2003, 31, P. 4147-4156.

247. Mohd-Sarip A. et al. Synergistic recognition of an epigenetic DNA element by pleiohomeotic and a polycomb core complex. Genes Dev. 2005, 19, P. 1755-1760.

248. Fiedler T. et al. PREdictor: A versatile tool for the prediction of cis-regulatory elements. Nucleic Acids Res. 2006, 34, W546-W550.

249. Hauenschild A. et al. Evolutionary plasticity of polycomb/trithorax response elements in Drosophila species. PLoS Biol. 2008, 6, P. 261.

250. Ringrose L. et al. Genome-wide prediction of polycomb/trithorax response elements in Drosophila melanogaster. Dev. Cell 2003, 5, P. 759-771.

251. Zeng J. et al. Genome-wide polycomb target gene prediction in Drosophila melanogaster. Nucleic Acids Res. 2012, 40, P. 5848-5863.

252. Kim H. et al. AEBP2 as a potential targeting protein for polycomb repression complex PRC2. Nucleic Acids Res. 2009, 37, P. 2940-2950.

253. Kugler S.J. et al. A novel Pzg-NURF complex regulates Notch target gene activity. Mol. Biol.Cell 2010, 21, P. 3443-3448.

254. Reddy B.A. et al. Drosophila transcription factor Tramtrack69 binds MEP1 to recruit the chromatin remodeler NuRD. Mol. Cell. Biol. 2010, 30, P. 5234-5244.

255. Alfieri C. et al. Structural basis for targeting the chromatin repressor Sfmbt to Polycomb response elements. Genes Dev. 2013, 27, P. 2367-2379.

256. Brien G.L. et al. Polycomb PHF19 binds H3K36me3 and recruits PRC2 and demethylase NO66 to embryonic stem cell genes during differentiation. Nat. Struct. Mol. Biol. 2012, 19, P. 1273-1281.

257. Browm J. L. et al. Global changes of H3K27me3 domains and Polycomb group protein distribution in the absence of recruiters Spps or Pho. PNAS, 2018 115, P. 18391848.

258. Alhaj A. J., et al. De novo recruitment of Polycomb-group proteins in Drosophila embryos. Development. 2018 11 27; P. 145(23).

259. Schuettengruber et al., Recruitment of Polycomb group complexes and their role in the dynamic regulation of cell fate choice. Development, 2009 136, P. 3531-3542.

260. Pagans S. et al., The Drosophila transcription factor tramtrack (TTK) interacts with Trithorax-like (GAGA) and represses GAGA-mediated activation. Nucleic Acids Research, 2002, P. 4406-4413.

261. Gutierrez-Perez I. et al, Ecdysone-Induced 3D Chromatin Reorganization Involves Active Enhancers Bound by Pipsqueak and Polycomb, Cell Reports, 28-10, 2019, P. 2715-2727.

262. Guillermo A. et al. High-resolution mapping defines the cooperative architecture of Polycomb response elements. Genome Res. 2014, P. 809-820.

263. DeVido SK, et al. The role of Polycomb-group response elements in regulation of engrailed transcription in Drosophila. Development. 2008, P.669-676.

264. Ogiyama Y. et al. Polycomb-dependent chromatin looping contributes to gene silencing during Drosophila development. Mol. Cell 71, 2018, P. 73-88.

265. Ahmad K. et al. Separate Polycomb Response Elements control chromatin state and activation of the vestigial gene. PLOS Genet., 15, 2019.

266. Davidovich C et al. The recruitment of chromatin modifiers by long non-coding RNAs: Lessons from PRC2. RNA 2015, 21, P. 2007-2022.

267. Yu M. et al. Direct recruitment of polycomb repressive complex 1 (PRC1) to chromatin by core binding transcription factors. Mol. Cell 2012, 45, P. 330-343.

268. Herranz N. et al. Polycomb complex 2 is required for E-cadherin repression by the Snail1 transcription factor. Mol. Cell. Biol. 2008, 28, P. 4772-4781.

269. Jermann P. et al. Short sequences can efficiently recruit histone H3lysine27 trimethylation in the absence of enhancer activity and DNA methylation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2014, 111, P. 3415-3421.

270. Lynch M.D. et al. An interspecies analysis reveals a key role for unmethylated CpG dinucleotides in vertebrate Polycomb complex recruitment. EMBO J. 2012, 31, P. 317329.

271. Mendenhall E.M. et al. GC-rich sequence elements recruit PRC in mammalian ES cells. PLoS Genet. 2010, P. 6.

272. Ballare C. et al. Phf19 links methylated Lys36 of histone H3 to regulation of Polycomb activity. Nat. Struct. Mol. Biol. 2012, 19, P. 1257-1265.

273. Brien G.L. et al. Polycomb PHF19 binds H3K36me3 and recruits PRC2 and demethylase NO66 to embryonic stem cell genes during differentiation. Nat. Struct. Mol. Biol. 2012, 19, P. 1273-1281.

274. Ringrose L. Noncoding RNAs in polycomb and trithorax regulation: A quantitative perspective. Annu. Rev. Genet. 2017, 51, P. 385-411.

275. Chalkley GE, et al. The transcriptional coactivator SAYP is a trithorax group signature subunit of the PBAP chromatin remodeling complex. Mol Cell Biol. 2008, 28(9):2920-2929.

276. Mohrmann L, et al. Differential targeting of two distinct SWI/ SNF-related Drosophila chromatin-remodeling complexes. Mol Cell Biol, 2004, 24(8):3077-3088.

277. de Ayala G, et al. A genetic screen identifies novel polycomb group genes in Drosophila. Genetics 2007, 176(4):2099-2108.

278. Erokhin M, et al. Boundaries potentiate polycomb response element-mediated silencing. BMC Biol 2021,19(1):113

279. Chen JD, et al. Conserved DNA binding and self-association domains of the Drosophila zeste protein. Mol Cell Biol 1992,12(2):598-608

280. Katsani KR, et al. // Co-operative DNA binding by GAGA transcription factor requires the con- served BTB/POZ domain and reorganizes promoter topology. EMBO J 1999,18(3):698-708.

281. Attardi LD, Tjian R // Drosophila tissue-specific transcrip- tion factor NTF-1 contains a novel isoleucine-rich activation motif. Genes Dev 1993, 7(7B):1341-1353.

282. Markstein M., et al. // Exploiting position effects and the gypsy retrovirus insulator to engineer precisely expressed transgenes. Nat Genet 2008, 40:476-483.

283. Mitcell N., et al.// The Ecdysone-inducible zinc-finger transcription factor Crol regulates Wg transcription and cell cycle progression in Drosophila. Development 2008 Aug;135(16):2707-16.

284. Schneiderman J., et al.// Perturbation analysis of heterochromatin-mediated gene silencing and somatic inheritance. PLoS Genet 2010 Sep 9;6(9): e1001095.

285. Erokhin M., et al. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2015. V. 112. № 48. P. 14930-5.

286. An. Denker et al. // A Long-Distance Chromatin Affair Cell.2015.08.022/ p 10

287. Schuettengruber B. et al.// Cooperativity, specificity, and evolutionary stability of Polycomb targeting in Drosophila. Cell reports. 2014. V. 9. № 1. P. 219-33