Исследование нано- и биообъектов методами аналитической просвечивающей электронной микроскопии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат наук Шебанова, Анастасия Сергеевна

• Шебанова, Анастасия Сергеевна
• кандидат наук
• 2017

Оглавление диссертации кандидат наук Шебанова, Анастасия Сергеевна

СОДЕРЖАНИЕ

1. Введение

2. Обзор литературы

2.1. Метод просвечивающей электронной микроскопии (ПЭМ)

2.2. Физические основы методов аналитической ПЭМ

2.2.1. Взаимодействие падающих электронов с тонким образцом

2.2.2. Методы аналитической ПЭМ и сканирующей ПЭМ (СПЭМ)

2.2.2.1. Метод СПЭМ с кольцевой детекцией электронов, рассеянных на высокие углы (ИЛАБЕ)

2.2.2.2. Метод спектроскопии характеристических потерь энергии электронов (СХПЭЭ)

2.2.2.3. Метод энергодисперсионной рентгеновской спектроскопии (ЭДРС)

2.3. Особенности пробоподготовки биологических объектов для исследования аналитическими методами ПЭМ

2.4. Применение методов аналитической ПЭМ для субклеточного элементного анализа биологических образцов

2.5. Комплементарные методы пространственно-разрешенного элементного анализа биологических объектов

2.6. Заключение к обзору литературы

3. Материалы и методы

3.1. Объекты исследования

3.1.1. Культуры клеток млекопитающих

3.1.1.1. Условия культивирования

3.1.1.2. Получение образцов клеток с наночастицами диоксидов титана и церия и функционализированными наночастицами оксида железа

3.1.1.3. Оценка поглощения функционализированных наночастиц оксида железа клетками в присутствии ингибиторов эндоцитоза

3.1.2. Бактерии

3.1.2.1. Условия культивирования

3.1.2.2. Получение наночастиц сульфида серебра из растворов солей азотнокислого серебра и тиосульфата натрия с помощью бактериальных клеток 47 3.1.2.3 Обработка бактериальных клеток ультразвуком

3.1.2.4. Анализ распределения по размеру образующихся наночастиц методом малоуглового рентгеновского рассеяния

3.1.2.5. Масс-спектрометрическое исследование белков, ассоциированных с образующимися наночастицами

3.1.3. Микроводоросли

3.1.3.1. Культивирование микроводорослей

3.1.3.2. Анализ влияния наночастиц и ионов серебра на эффективность фотосинтетического аппарата

3.1.3.3. Анализ клеток микроводорослей методом ядерно-магнитного резонанса (ЯМР)

3.2. Пробоподготовка образцов для анализа методами аналитической ПЭМ 52 3.2.1 Приготовление образцов суспензий наночастиц

3.2.2. Фиксация клеточного материала и заливка в эпоксидные смолы

3.2.3. Приготовление срезов

3.3. Анализ образцов методами аналитической ПЭМ

3.3.1. Визуализация наночастиц и включений естественного происхождения в образцах методами ПЭМ и СПЭМ

3.3.2. Элементный анализ методами СХПЭЭ и ЭДРС

3.3.3. Пространственно-разрешённый элементный анализ

3.3.4. Подтверждение локализации наночастиц в толще среза методом электронной томографии

3.3.5. Определение размеров наночастиц

4. Результаты и обсуждение

4.1. Отработка и верификация методов аналитической ПЭМ на модельной системе клеток культуры А549, содержащих наночастицы диоксидов титана и церия

4.2. Изучение транспорта функционализированных наночастиц оксида железа в клетки культуры MDA-MB435

4.3. Изучение влияния наночастиц серебра на клетки зеленых микроводорослей Desmodesmus sp. IPPAS S-2014

4.4. Микроб-ассоциированное образование наночастиц сульфида серебра

4.4.1. Характеристика наночастиц, образующихся в присутствии бактерий Shewanella oneidensis MR-1

4.4.2. Элементный состав выделенных наночастиц

4.4.3. Локализация образующихся наночастиц в бактериальных клетках

4.4.4. Влияние целостности бактериальных клеток на размер образующихся частиц

4.4.5. Анализ наночастиц сульфида серебра, образующихся в присутствии грамм-положительных бактерий Micrococcus flavus LW4

4.5. Исследование элементного состава вакуолярных включений зеленых микроводорослей

4.5.1. Сохранность ультраструктуры клеток на тонких и полутонких срезах

4.5.2. Ультраструктура вакуолярных включений на тонких и полутонких срезах

4.5.3. Элементный состав вакуолярных включений

5. Заключение

6. Выводы

7. Благодарности

8. Список сокращений

9. Список литературы

10. Приложения

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование нано- и биообъектов методами аналитической просвечивающей электронной микроскопии»

1. Введение

Метод просвечивающей электронной микроскопии (ПЭМ) на протяжении нескольких десятилетий широко применяется в биологических исследованиях. Несмотря на достигнутый прогресс в развитии методов оптической микроскопии, на сегодняшний момент ПЭМ остается единственным методом, позволяющим получать информацию о структуре биологических образцов на клеточном и субклеточном уровне с нанометровым разрешением. Однако возможности данного метода не ограничиваются получением изображений. Так, оснащение просвечивающего микроскопа аналитическими модулями позволяет получать дополнительную информацию об анализируемом объекте. В частности, методы энергодисперсионной рентгеновской спектроскопии (ЭДРС, англ. energy-dispersive X-ray spectrometry, EDX) и спектроскопии характеристических потерь электронов (СХПЭЭ, англ. electron energy-loss spectroscopy, EELS) в комбинации с ПЭМ позволяют проводить пространственно-разрешенный элементный анализ [Brydson et al., 2014; Leapman, 2004]. Таким образом, аналитический просвечивающий микроскоп можно рассматривать как ещё более мощное и информативное средство познания в исследовании биологических объектов.

Элементный анализ на субклеточном уровне в комбинации с методами электронной

микроскопии начал активно применяться биологами в 70е-80е года прошлого века.

Наиболее широкое распространение получил метод ЭДРС, в литературе часто

называемый более общим термином электронно-зондовый рентгеновский микроанализ

(РМА). Большинство исследований того периода связано с анализом субклеточного

распределения физиологически активных ионов [Буравков, Шахмалов, 1983; Gupta, Hall,

1981]. В ряде работ метод РМА был применен для анализа клеточных включений, в

частности, полифосфатных гранул [Baxter, Jensen, 1980], а также для изучения

биоаккумуляции токсичных металлов [Pettersson et al., 1985]. Стоит отметить, что

рентгеновские детекторы предыдущих поколений не позволяли детектировать легкие

элементы, в частности, азот, и имели низкие скорости счета рентгеновских фотонов по

сравнению с современными, из-за чего требовалось больше времени на анализ.

Технически более сложный, метод СХПЭЭ для работы с биологическими образцами

применялся менее широко. Среди ранних исследований интересно его применение для

пространственно-разрешённого анализа фосфора в нуклеиновых кислотах и изучения их

пространственной организации [Bazett-Jones, Ottensmeyer, 1981]. Другим вариантом

применения метода является настройка контраста получаемых ПЭМ-изображений путем

фильтрации неупруго рассеянных электронов для анализа полутонких срезов [Kortje et al.,

4

1996; Reimer, Fromm, Rennekamp, 1988; Wagner, 1990] и малоконтрастных образцов, как, например, в криоэлектронной микроскопии [Grimm et al., 1996].

Прогресс в развитии инструментальной базы, появление новых детекторов [Gubbens et al., 1998; Gubbens, Krivanek, 1993; Krivanek et al., 1995; Newbury, 2006], а также, что не менее важно, компьютеризация и появление коммерческих программ для набора, обработки и анализа данных, значительно расширили возможности аналитической ПЭМ и сделали её доступной для более широкого круга исследователей.

Активное развитие нанотехнологий в последние два десятилетия и возросший объем промышленного производства наночастиц поставили новые задачи по пространственно-разрешенному элементному анализу перед биологами. Во-первых, исследование элементного состава с нанометровым разрешением необходимо для характеристики, а также изучения внутриклеточной локализации систем диагностики и доставки лекарств на основе наночастиц [Klang, Valenta, Matsko, 2013]. Во-вторых, развитие технологий «зеленого синтеза» наночастиц с помощью живых организмов -бактерий, грибов, водорослей, высших растений - также зачастую требует проведения элементного анализа в биологической матрице [Quester, Avalos-Borja, Castro-Longoria, 2013]. В-третьих, следует выделить исключительную важность исследований в области биобезопасности наноматериалов. Так, в современной научно-технической литературе работы по новым технологическим применениям техногенных наночастиц [Corma et al., 2004] перемежаются с работами об их потенциальной токсичности и опасности загрязнения окружающей среды [Priester et al., 2012]. Для эффективного и безопасного применения новых материалов и технологий необходимо проведение многосторонних исследований, в частности, по их выявлению и изучению биоаккумуляции на субклеточном уровне [Tiede et al., 2009]. Вследствие гетерогенности биологических образцов ключевым моментом в подобных работах является достоверная идентификация выявляемых включений [Brandenberger et al., 2010].

Таким образом, методы пространственно-разрешенного элементного анализа в комбинации с ПЭМ могут расширить получаемые знания для решения различных вопросов. В то же время, ввиду особенностей биологических образцов, важным моментом является выбор конкретного аналитического метода и его модификаций и корректное применение методик анализа для наиболее эффективного решения поставленной задачи.

Целью данной работы является развитие методов аналитической ПЭМ для элементного анализа биологических объектов на клеточном и субклеточном уровне, включая детекцию в клетках наночастиц различного происхождения и размера.

Задачи работы:

1. Изучить возможности и особенности применения методов аналитической ПЭМ для идентификации и пространственно-разрешенного внутриклеточного элементного анализа на примере наноразмерных включений диоксидов титана и церия на модельной системе клеток культуры лёгочной карциномы человека А549;

2. Применить методы аналитической ПЭМ для изучения транспорта функционализированных фолиевой кислотой наночастиц оксида железа на примере клеток культуры опухоли молочной железы человека МБЛ-МВ435;

3. Используя методы аналитической ПЭМ, изучить особенности токсического воздействия наночастиц серебра на клетки зеленой микроводоросли Desmodesmus ¿р. ГРРЛБ Б-2014 при их экзогенном введении;

4. Определить методами аналитической ПЭМ особенности морфологии, элементного состава и субклеточной локализации наночастиц сульфида серебра, образующихся в присутствии электрогенных бактерий Shewanella oneidensis МЯ-1;

5. Разработать и применить методику комплексного анализа комбинацией методов аналитической ПЭМ элементного состава вакуолярных включений эндогенного происхождения в вакуолях зеленой микроводоросли Desmodesmus Бр. ГРРАБ Б-2014 на разных стадиях роста культуры.

Научная новизна заключается в разработке методик анализа образцов клеточных срезов, содержащих наночастицы диоксидов титана и церия, комбинацией методов аналитической ПЭМ, изучении транспорта в раковые клетки функционализированных фолиевой кислотой и флуоресцентно меченных наночастиц оксида железа методами СПЭМ с ИЛЛББ и СХПЭЭ в сочетании с методом цитофлуориметрии, анализе клеток микроводорослей с помощью ЭДРС в сочетании с методом спектрофлуориметрии для изучения токсического влияния наночастиц серебра, применении комплекса методов аналитической ПЭМ в исследовании бактериального синтеза наночастиц сульфида серебра, разработке оригинальной методики анализа полутонких срезов с помощью ЭДРС в комбинации с пространственно-разрешённым анализом тонких срезов методом СХПЭЭ для исследования элементного состава вакуолярных включений зеленой микроводоросли.

Теоретическая и практическая значимость работы

В работе были изучены возможности применения методов аналитической ПЭМ для выявления и идентификации наночастиц различного происхождения и естественных включений в различных биологических объектах, рассмотрены отдельные методические аспекты. Полученные знания и примененные подходы могут быть использованы в самых различных биологических исследованиях: для изучения особенностей метаболизма микроорганизмов, в работах по биомедицинскому применению наночастиц и токсикологических исследованиях по анализу распределения, аккумуляции и взаимодействия техногенных наночастиц с клеточными структурами. Полученные разработки были использованы при подготовке серии методических указаний и методических рекомендаций, утвержденных Главным санитарным врачом РФ [Кирпичников М.П. и др., 2011; Кирпичников М.П. и др., 2012; Онищенко Г.Г. и др., 2010а; Онищенко Г.Г. и др., 2010б].

Полученные знания о синтезе наночастиц сульфида серебра могут быть полезны в биотехнологических исследованиях, посвященных «зеленому синтезу» промышленно значимых наночастиц, а также в фундаментальных исследованиях по биогеохимии. Полученные знания о депонировании азота и фосфора в микроводорослях могут быть использованы в биотехнологических исследованиях для управления метаболизмом микроводорослей при их применении в качестве продуцентов, в работах по биоизъятию азота и фосфора из сточных вод.

Методология и методы исследования. В данной работе проводилось исследование различных биологических объектов современными методами аналитической ПЭМ в комбинации с другими физико-химическими методами (ЯМР, белковая масс-спектрометрия, импульсно-модулированная спектрофлуориметрия, проточная цитофлуориметрия).

Положения, выносимые на защиту:

Разработаны методики анализа биологических образцов для комплексного применения методов аналитической ПЭМ, которые позволили:

1. Осуществить анализ элементного состава наночастиц размером от 6 нм и определить их локализацию в клеточных структурах;

2. Установить, что функционализированные наночастицы оксида железа поступают в клетки опухоли молочной железы МОА-МВ435 путём клатрин-зависимого эндоцитоза;

3. Показать, что токсический эффект наночастиц серебра, оказываемый на микроводоросль Desmodesmus sp., не связан с поступлением наночастиц внутрь клеток;

4. Установить, что наночастицы сульфида серебра, образующиеся в присутствии клеток S. ondeidensis, стабилизированы биологическим матриксом и локализованы снаружи бактериальных клеток;

5. Заключить, что в клетках зелёной микроводоросли Desmodesmus sp. вакуоли являются основным компартментом резервирования азота и фосфора.

Достоверность полученных данных подтверждается анализом современного состояния изучаемых вопросов, тщательной отработкой методик на модельных системах, а также сопоставлением полученных результатов с результатами других методов.

Апробация работы

Результаты работы доложены на шести международных конференциях: Шестой международной конференции «Современные достижения бионаноскопии», 18-20 июня

2012 г., Москва, 1st International Symposium «Nanomaterials and Environment», 13-14 июня

2013 г., Москва, International Multidisciplinary Microscopy Congress (INTERM 2013), 10-13 октября 2013г., Анталья, Турция, International scientific conference "Physiology and biotechnology of oxygenic photoautotrophic microorganisms: looking into future", 27-30 мая 2014г., Москва, XII International on Nanostructured Materials (NAN0-2014), 13-18 июля 2014г., Москва, Современные проблемы физиологии, экологии и биотехнологии микроорганизмов. Всероссийский симпозиум с международным участием, 24-27 декабря 2014г., Москва, 2nd International Symposium «Nanomaterials and Environment», 23-24 июня 2015 г., Москва, Россия.

2. Обзор литературы

2.1. Метод просвечивающей электронной микроскопии (ПЭМ)

Просвечивающая электронная микроскопия - способ наблюдения тонких (обычно менее 100 нм) образцов при их облучении электронами высокой энергии. Электроны пучка, сформированного осветительной системой просвечивающего электронного микроскопа, проходя сквозь образец, рассеиваются, т.е. меняют траектории движения. После прохождения через образец пучка электронов равномерной интенсивности пространственное распределение интенсивности меняется ввиду взаимодействия падающих электронов с образцом. С помощью системы электромагнитных линз происходит формирование и увеличение изображения, которое впоследствии попадает на детектор, представляющий собой люминесцентный экран камеры наблюдения микроскопа, фотопластинку либо ПЗС-камеру.

Использование электронов, обладающих малой длиной волны, в качестве источника освещения позволяет получать изображения с высоким разрешением. Так, для падающих электронов энергии 100 кВ длина волны электромагнитного излучения составляет порядка 0,004 нм и значительно меньше размеров атома. Ввиду несовершенства линзовой системы микроскопа фактическое разрешение намного ниже. Оно зависит от конструкции микроскопа и может составлять порядка единиц ангстрем.

При интерпретации ПЭМ-изображений часто используют понятие «электронная плотность». Как правило, под электронноплотной структурой понимается структура, которая сильно рассеивает и/или поглощает электроны пучка. Электронная плотность зависит от среднего атомного номера, а также толщины образца. Тонкие образцы, преимущественно состоящие из элементов с малыми атомными номерами, слабо рассеивают электроны. Поэтому для повышения электронной плотности биологических образцов и, соответственно, усиления рассеяния электронов и повышения контраста ПЭМ-изображений, в процессе пробоподготовки применяется контрастирование образцов с использованием солей тяжелых металлов.

Помимо информации о морфологии и ультраструктуре, провзаимодействовавший с образцом пучок электронов несёт ещё много дополнительной информации. Анализируя различные сигналы, можно получать информацию о кристаллической структуре, элементном составе, электронном строении вещества в составе исследуемого образца с высоким пространственным разрешением.

2.2. Физические основы методов аналитической ПЭМ

2.2.1. Взаимодействие падающих электронов с тонким образцом

При облучении образца электронами высокой энергии в центре колонны ПЭМ может происходить их взаимодействие с атомами материала образца и изменение траектории движения, обусловленные электростатическими взаимодействиями с ядрами и электронами атомов образца (рис. 1). В зависимости от того, с ядрами или электронами образца взаимодействуют падающие электроны, их условно можно разделить на упруго рассеянные (взаимодействие с ядрами) и неупруго рассеянные (с электронами образца) [Egerton, 2009]. В первом случае, ввиду большой разнице в массах электронов и ядер, обмен энергией между ними очень мал, поэтому считается, что такое взаимодействие не сопровождается потерей энергии падающего электрона [Egerton, 2011].

Рис. 1. Взаимодействие падающих электронов с тонким ПЭМ-образцом

[Синдо, Оикава, 2006].

При упругом рассеянии, в том случае, если электрон проходит вблизи ядра атома образца, он может отклониться на большой угол (более 50 мрад). Такое рассеяние называется резерфордовским [Williams, Carter, 2009]. Если траектория движения электронов отклоняется на угол более 90 градусов (п/2, или 1,57 рад), они могут покинуть поверхность образца (отраженные электроны). Большинство же электронов проходят на удалении от ядра, где электростатическое поле значительно слабее, в том числе из-за

частичного его экранирования электронами атома. В связи с этим, углы рассеяния для большинства электронов значительно меньше, порядка 10-100 мрад для падающих электронов энергии 100 кВ [Е§ег1оп, 2011]. В случае кристаллических образцов, ввиду волновой природы электронов, наблюдается электронная дифракция. Электронная дифракция рассматривается как особый вид упругого рассеяния. Электронные волны от периодически расположенных атомов решетки образца будут интерферировать и вместо непрерывного распределения интенсивности рассеяния давать максимумы в области углов, соответствующих характерным межплоскостным расстояниям [Е§ег1оп, 2011].

В случае неупругого рассеяния, падающие электроны взаимодействуют с электронами атомов образца. Здесь можно выделить несколько основных видов взаимодействий:

а) с одиночным электроном внутренней оболочки атома. В случае, если электрону внутренней оболочки атома передается энергия, равная либо превосходящая энергию ионизации для данной электронной оболочки (обычно от нескольких десятков до нескольких тысяч эВ, углы рассеяния составляют порядка 10 мрад для электронов энергией 100 кВ), электрон может перейти из основного состояния в возбужденное. Его место может занять электрон с наружной оболочки, либо электрон внутренней оболочки с более низкой энергией связывания. При этом избыточная энергия может быть освобождена в виде рентгеновского кванта либо оже-электрона;

б) с одиночным электроном наружной оболочки атома. В случае проводника в данном случае переход электронов в возбужденное состояние осуществляется в пределах одной зоны, возможна эмиссия вторичных электронов с поверхности образца. В случае полупроводника или изолятора может иметь место межзонный переход (энергии переходов порядка единиц-десятков эВ, угол рассеяния - 1-2 мрад). Избыточная энергия при релаксации может выделяться в виде кванта света (катодолюминесценция) либо тепла;

в) коллективное возбуждение колебаний валентных электронов - плазмона. Энергия плазмона описывается формулой Ер=Ью, где И - постоянная Планка, w - частота осцилляцией плазмона, которая пропорциональна квадратному корню плотности валентных электронов. Для большинства твердых веществ она составляет порядка 5—30 эВ [Е§еПоп К, 1986].

Величиной, характеризующей процессы рассеяния, является поперечное сечение рассеяния, в общем виде описываемое формулой

11

N

О = -,

птпе

где N - число событий в единице объема (например, число событий упругого рассеяния, возбуждения внутренних оболочек и т.д.), Пт - число атомов в единице объема, Пе - число первичных электронов, падающих на единицу площади [Синдо, Оикава, 2006]. Расчет сечений рассеяния для каждого из вышеперечисленных процессов (парциальных поперечных сечений рассеяния) довольно сложен и выполняется квантовомеханическими методами. Вероятность рассеяния может зависеть от атомного номера элемента в составе образца, его толщины, энергии электронов пучка. Чем больше сечение рассеяния, тем более вероятен процесс.

2.2.2. Методы аналитической ПЭМ и сканирующей ПЭМ (СПЭМ)

В построении изображения при анализе образца методом традиционной ПЭМ главную роль играют прошедшие и упруго рассеянные электроны. При этом угол сбора сигнала задается объективной диафрагмой, отсекающей электроны, рассеянные на высокие углы, для повышения контраста изображения и минимизации аберраций объективной линзы. Неупруго рассеянные электроны создают дополнительный фон и размытие получаемого изображения, затрудняя анализ более толстых образцов. В аналитических методах ПЭМ могут регистрироваться как упруго, так и неупруго рассеянные электроны, а также вторичный сигнал, например, генерируемое при взаимодействии с образцом рентгеновское излучение [Синдо, Оикава, 2006].

Основные методы, которые можно отнести к аналитической просвечивающей электронной микроскопии, приведены в таблице 1.

Таблица 1. Основные аналитические методы ПЭМ [Синдо, Оикава, 2006].

Название метода Регистрируемы й сигнал Необходимое дооборудование микроскопа Получаемая информация

ВРЭМ, Упруго Желательно Кристаллическая структура,

высокоразрешающая рассеянные оснащение дефекты кристаллических

электронная электроны микроскопа решеток

микроскопия электронной пушкой с полевой эмиссией и корректором сферических аберраций

Дифракция Упруго Нет, особый режим Кристаллическая структура

электронов рассеянные электроны работы э/м линз

СХПЭЭ, Неупруго Энергетический Элементный состав,

спектроскопия рассеянные фильтр электронное строение, толщина;

характеристических электроны повышение контраста ПЭМ-

потерь энергии изображений

электронов

ЭДРС, Характеристичес Детектор Элементный состав

энергодисперсионная кое рентгеновского

рентгеновская рентгеновское излучения

спектроскопия излучение

СПЭМ-HAADF, Упруго Кольцевой детектор Выявление включений,

сканирующая ПЭМ с рассеянные на электронов, содержащих элементы с

регистрацией высокие углы рассеянных большим атомным номером

электронов, электроны на высокие углы

рассеянных на

высокие углы

Методы высокоразрешающей электронной микроскопии (ВРЭМ) и электронной дифракции позволяют получать информацию о кристаллической структуре образцов. Метод ВРЭМ позволяет проводить анализ кристаллических решеток образцов с атомным разрешением. В методе электронной дифракции анализируются дифракционные картины (электронограммы), получаемые при взаимодействии электронного пучка с кристаллическими объектами. Данные методы широко используются физиками и материаловедении, объектами которых являются кристаллические образцы. Т.к. целью настоящей работы был пространственно-разрешенный элементный анализ биологических объектов, они не будут более подробно освещены в данной главе. Тем не менее, важно отметить, что методы ВРЭМ и дифракции электронов могут применяться для решения ряда специфических задач в исследовании биологических объектах: для подтверждения кристалличности выявленных частиц, идентификации углеродных частиц [Porter et al., 2006], уточнения кристаллической структуры частиц известного элементного состава [Soto et al., 2005].

2.2.2.1. Метод СПЭМ с кольцевой детекцией электронов, рассеянных на высокие углы (ИАЛБЕ)

Аналитические просвечивающие микроскопы, как правило, оснащены приставками для сканирующей ПЭМ (СПЭМ) - режима поточечного сканирования образца электронным лучом малого диаметра. Методы сканирующей ПЭМ в просвечивающем микроскопе позволяют проводить визуализацию образца в различных режимах -светлопольном, темнопольном, темнопольном в высокоугловых электронах, которые реализуются с применением различных детекторов (рис. 2).

Возможность одновременной детекции различных сигналов является важным преимуществом метода СПЭМ. Так, на коаксиальный светлопольный детектор попадают прошедшие электроны, а также упруго и неупруго рассеянные электроны на небольшие углы (0-10 мрад). Преимуществом метода светлопольной СПЭМ перед ПЭМ для анализа биологических образцов может быть возможность анализа более толстых срезов, т. к. эффекты множественного рассеяния меньше влияют на четкость получаемого изображения [Engel, 2009]. Кольцевой темнопольный детектор (англ. annular dark field, ADF) позволяет детектировать электроны, рассеянные на средние углы (порядка 20-40 мрад), которые соответствуют дифрагированным электронам, благодаря чему активно применяется для анализа кристаллических частиц [Bals et al., 2004]. В анализе биологических образцов большой интерес представляет собой метод СПЭМ с регистрацией высокоугловых электронов с помощью кольцевого темнопольного детектора (англ. high-angle annular dark field, HAADF).

Рис. 2. Схема, иллюстрирующая применение различных СПЭМ - детекторов в зависимость от углов рассеяния электронов [Loos et al., 2009]

Методом СПЭМ с использованием HAADF-детектора регистрируются электроны, рассеянные на высокие углы (как правило, более 50 мрад). В тонком образце получаемый контраст в основном зависит от массы (плотности) и толщины образца (так называемый mass-thickness contrast) и пропорционален атомному номеру элемента как Z2 [Pennycook, 2002]. Несмотря на то, что данный метод не дает информации об элементном составе, подобная зависимость сигнала позволяет получать более контрастные изображения при анализе распределения тяжелых элементов в матрице из легких.

Отсутствие интерференционных эффектов позволяет получать более четкие изображения периодичных структур - стволов бактериофагов, белковых слоев [Engel, Colliex, 1993]. Линейная зависимость интенсивности сигнала от массы для тонких образцов позволяет определять молекулярную массу макромолекул, макромолекулярных комплексов и отдельных субъединиц, используя в качестве стандартов объекты с известной молекулярной массой, например, вирус табачной мозаики [Müller, Engel, 2006]. Так, например, с применением этого подхода была оценена масса комплекса ядерной поры [Reichelt, 1990], фибрилл хвоста бактериофага Т4 [Engel, van Driel, Driedonks, 1982], ряда мембранных белков-каналов [Müller, Engel, 1998], искусственно спроектированного и синтезированного белка [Kajava et al., 2004].

Возможность получать изображение в упруго рассеянных на высокие углы электронах и одновременно детектировать неупруго рассеянные электроны позволяет комбинировать метод СПЭМ-HAADF с элементным анализом методом СХПЭЭ для изучения как отдельных макромолекул, так и клеточных срезов.

2.2.2.2. Метод спектроскопии характеристических потерь энергии электронов (СХПЭЭ)

В основе метода СХПЭЭ лежат процессы неупругого рассеяния электронов. Он основан на анализе распределения электронов по энергии после взаимодействия с образцом. Для реализации этого метода просвечивающий микроскоп должен быть оснащен энергетическим фильтром. Основным компонентом энергетического фильтра является магнитная призма, в которой создается однородное магнитное поле с помощью электромагнита. Электроны с различной энергией, входя в однородное магнитное поле, создаваемое электромагнитом, движутся по различным траекториям, в результате чего происходит их дисперсия по энергии.

Условно все типы энергетических фильтров для просвечивающего электронного микроскопа можно разделить на два типа: внутриколонные, т.е. встраиваемые непосредственно в колонну микроскопа, и постколонные, устанавливаемые под камерой регистрации микроскопа, в нижней части колонны. Постколонный фильтр секторного типа может быть установлен в качестве дополнительного модуля практически на все микроскопы, в отличие от внутриколонного.

Энергетический фильтр можно использовать для работы в двух основных режимах - получения спектров и получения энергофильтрованных изображений [Reimer, Fromm, Rennekamp, 1988]. В случае, если на аналитическом микроскопе реализуется метод СПЭМ, возможно получение спектров потерь в точечном режиме. Два режима работы с помощью метода СХПЭЭ на примере постколонного энергетического фильтра к микроскопу проиллюстрированы на рис.3.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Шебанова, Анастасия Сергеевна, 2017 год

9. Список литературы

1. Баулина О.И., Чивкунова О.Б., Мерзляк М.Н. Деструкция пигментов и ультраструктурные изменения цианобактерий при фотоповреждении // Физиология растений. 2004. Т. 51. № 6. С. 846-854.

2. Воейкова Т. А., Шебанова А.С., Иванов Ю.Д., Кайшева А.Л., Новикова Л.М., Журавлева О. А., Шумянцева В.В., Шайтан К.В.,Кирпичников М.П., Дебабов В.Г. Роль белков внешней мембраны бактерии Shewanella oneidensis MR-1 в образовании и стабилизации наночастиц сульфида серебра // Биотехнология. 2015. № 5. С. 41-48.

3. Гольдштейн Д.В., Погорелова В.Н., Погорелов А.Г. Изменение цитоплазматического Na/K баланса двухклеточного эмбриона мыши под действием цитохалазина Б // Цитология. 2007. Т. 49. № 8. С. 680-684.

4. Горелова О. А., Баулина О.И., Соловченко А.Е., Федоренко Т.А.,Кравцова

Т.Р., Чивкунова О.Б., Кокшарова О. А., Лобакова Е.С. Зеленые микроводоросли, изолированные из ассоциаций с беспозвоночными Белого моря // Микробиология. 2012. Т. 81. № 4. С. 546-548.

5. Горелова О., Баулина О., Лобакова Е. Ультраструктура цианобактерий, ассоциированных с гидроидным полипом Dynamenapumila (l.,1758) // Бюллетень Московского общества испытателей природы. Отдел биологический. 2009. Т. 114. № 2. С. 166-169.

6. Кирпичников М.П., Онищенко Г.Е., Смирнова Е.А., Шайтан К.В., Шебанова А.С., Богданов А.Г., Ерохина М.В., Феофанов А.В., Игнатова А. А., Тутельян В. А., Гмошинский И.В., Хотимченко С. А., Гаппаров М.М., Кононогов С. А., Голубев С.С., Скрябин К.Г. Применение метода энергодисперсионной микроспектроскопии для анализа наночастиц серебра, оксидов цинка, алюминия и церия в тканях животных и растений: Методические рекомендации МР 1.2.0046-11. Введены в действие «11» ноября 2011 г. Москва: Федеральный Центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2011. 43 с.

7. Кирпичников М.П., Онищенко Г.Е., Смирнова Е.А., Шайтан К.В., Ерохина М.В., Шебанова А.С., Феофанов А.В., Игнатова А. А., Тутельян В. А., Гмошинский И.В., Хотимченко С. А., Гаппаров М.М., Кононогов С. А., Голубев С.С., Скрябин К.Г. Выявление методами электронной микроскопии структурных изменений, вызываемых искусственными наночастицами в клетках животных и растений: Методические рекомендации МР 1.2.0047-11. Введены в действие «11» ноября 2011 г. Москва: Федеральный Центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2012. 46 с.

8. Онищенко Г.Г., Брагина И.В., Завистяева Т.Ю., Тутельян В. А., Гмошинский И.В., Хотимченко С. А., Аксенов И.В., Арианова Е.А., Бессонов В.В., Верников В.М., Гаппаров М.М.Г, Распопов Р.В., Передеряев О.И., Тананова ОН., Шумакова А. А., Эллер К.И., Гинцбург А.Л., Народицкий Б.С., Шмаров М.М., Логунов Д.Ю., Кирпичников М.П., Шайтан К.В., Бонарцев А.П., Феофанов А.В., Багров Д.В., Воинова В.В., Босхомджиев А.П., Шебанова А.С., Китаев А.С., Боздаганян М.Е., Ковалева О.М., Корчагина А. А., Орехов Ф.С., Трифонова Е.С., Честнова А.В., Попов В.О., Дзантиев Б.Б., Жердев А.В., Павлов Д.С., Дгебуадзе Ю.Ю., Бродский Е.С., Крысанов Е.Ю., Демидова Т.Б., Купцов А.В., Кононогов С. А., Голубев С.С., Скрябин К.Г., Зейналов О. А., Равин Н.В., Комбарова С.П., Веденин А.Н., Казыдуб Г.В. Определение приоритетных видов наноматериалов в

118

объектах окружающей среды, живых организмах и пищевых продуктах, Методические рекомендации МР 1.2.2641-10. Введены в действие с 24 мая 2010 г. Москва: Федеральный Центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2010a. 103 с.

9. Онищенко Г.Г., Гульченко Л.П., Симкалова Л.М., Волков А. А., Аксенова О.И., Брагина И.В., Завистяева Т.Ю., Тутельян В. А., Гмошинский И.В., Гаппаров М.М., Хотимченко

С. А., Арианова Е. А., Бессонов В.В., Верников В.М., Распопов Р.В., Передеряев О.И., Тананова О.Н., Смирнова В.В., Шумакова А. А., Эллер К.И., Гинцбург А.Л., Народицкий Б.С., Грибова И.Ю., Зигангирова Н. А., Логунов Д.Ю., Нестеренко Л.Н., Тутыхина И. Л., Тухватулин А.И., Шмаров М.М., Щебляков Д.В., Скрябин К.Г., Зейналов О. А., Равин Н.В., Комбарова С.П., Попов В.О., Дзантиев Б.Б., Жердев А.В., Голуб Н.В., Кирпичников М.П., Шайтан К.В., Бонарцев А.П., Феофанов А.В., Багров Д.В., Воинова В.В., Босхомджиев А.П., Шебанова А.С., Китаев А.С., Боздагонян М.Е., Ковалева О.М., Орехов Ф.С., Верещагин А.И. Проведение санитарно-эпидемиологической экспертизы продукции, полученной с использованием нанотехнологий и наноматериалов: Методические указания МУ 1.2.2636-10. Введены в действие «24» мая 2010 г. Москва: Федеральный Центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2010б. 31 с.

10. Погорелов А.Г., Русаков А.В., Погорелова В.Н. Цитоплазматический K/Na-баланс в мышечной клетке сердца при кислород-субстратном дефиците у молодых и старых крыс. // Биофизика. 2006. Т. 51. № 5. С. 852-858.

11. Синдо Д., Оикава Т. Аналитическая просвечивающая электронная микроскопия: Техносфера, 2006. 144 с.

12. Шебанова А.С., Богданов А.Г., Исмагулова Т.Т., Феофанов А.В.,Муронец

B.И., Ерохина М.В., Онищенко Г.Е., Кирпичников М.П.,Шайтан К.В. Применение методов аналитической просвечивающей электронной микроскопии для детекции, идентификации и выявления локализации наночастиц оксидов титана и церия в клетках млекопитающих // Биофизика. 2014a. Т. 59. № 2. С. 348-359.

13. Шебанова А.С., Воейкова Т.А., Егоров А.В., Новикова Л.М., Крестьянова И.Н., Емельянова Л.К., Дебабов В.Г., Кирпичников М.П.,Шайтан К.В. Исследование некоторых биофизических аспектов механизма бактериального синтеза наночастиц сульфида серебра металлвосстанавливающими бактериями Shewanella oneidensis MR-1 // Биофизика. 2014б. Т. 59. № 3. С. 500-507.

14. Adachi K., Yamada N., Yamamoto K., Yoshida Y., Yamamoto O. In vivo effect of industrial titanium dioxide nanoparticles experimentally exposed to hairless rat skin // Nanotoxicology. 2010. V4. № 3. P. 296-306.

15. Albertano P., Canini A., Caiola M.G. Sub-cellular distribution of nitrogen compounds in Azolla and Anabaena by ESI and EELS analysis // Protoplasma. 1993. V. 173. № 3-4. P. 158169.

16. Alexiou C., Schmid R.J., Jurgons R., Kremer M., Wanner G., Bergemann

C., Huenges E., Nawroth T., Arnold W., Parak F.G. Targeting cancer cells: magnetic nanoparticles as drug carriers // European Biophysics Journal. 2006. V. 35. № 5. P. 446-450.

17. Allard-Vannier E., Herve-Aubert K., Kaaki K., Blondy T., Shebanova

A., Shaitan K.V., Ignatova A.A., Saboungi M.L., Feofanov A.V., Chourpa I. Folic acid-capped

PEGylated magnetic nanoparticles enter cancer cells mostly via clathrin-dependent endocytosis // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - General Subjects. 2017. V. 1861. № 6. P. 1578-1586.

18. Anpo M., Takeuchi M. The design and development of highly reactive titanium oxide photocatalysts operating under visible light irradiation // Journal of Catalysis. 2003. V. 216. № 1-2. P. 505-516.

19. Aronova M.A., Kim YC, Zhang G, Leapman RD. Quantification and thickness correction of EFTEM phosphorus maps // Ultramicroscopy. 2007. V. 107. № 2-3. P. 232-244.

20. Aronova M.A., Kim Y.C., Harmon R., Sousa A.A., Zhang G., Leapman R.D. Three-dimensional elemental mapping of phosphorus by quantitative electron spectroscopic tomography (QuEST) // Journal of Structural Biology. 2008. V. 161. № 3. P. 322-335.

21. Aronova M.A., Sousa A.A., Zhang G., Leapman R.D. Limitations of beam damage in electron spectroscopic tomography of embedded cells // Journal of Microscopy. 2010. V. 239. № 3. P. 223-232.

22. Aronova M.A., Leapman R.D. Development of electron energy-loss spectroscopy in the biological sciences // MRS Bulletin. 2012. T. 37. № 01. C. 53-62.

23. Audinot J.-N., Georgantzopoulou A., Piret J. P., Gutleb A. C., Dowsett D., Migeon H. N., Hoffmann L. Identification and localization of nanoparticles in tissues by mass spectrometry // Surface and Interface Analysis. 2013. V. 45. № 1. P. 230-233.

24. Bacquart T., Deves G., Carmona A., Tucoulou R., Bohic S., Ortega R. Subcellular speciation analysis of trace element oxidation states using synchrotron radiation micro-X-ray absorption near-edge structure // Analytical Chemistry. 2007. V. 79. № 19. P. 7353-7359.

25. Bai R., Silaban A. G., Gutierrez-Wing M. T., Benton M. G., Negulescu I. I.,

Rusch K.A. Silver nanofiber assisted lipid extraction from biomass of a Louisiana Chlorella vulgaris/Leptolyngbya sp. co-culture // Chemical Engineering Journal. 2013. V. 225. P. 100-108.

26. Bals S., Kabius B., Haider M., Radmilovic V., Kisielowski C. Annular dark field imaging in a TEM // Solid State Communications. 2004. T. 130. № 10. C. 675-680.

27. Barka S. Insoluble detoxification of trace metals in a marine copepod Tigriopus brevicornis (Müller) exposed to copper, zinc, nickel, cadmium, silver and mercury // Ecotoxicology. 2007. V. 16. № 7. P. 491-502.

28. Bauer R. Electron Spectroscopic Imaging: An Advanced Technique for Imaging and Analysis in Transmission Electron Microscopy // Methods in Microbiology. : Elsevier, 1988. P. 113-146.

29. Baxter M., Jensen T. A study of methods for in situ X-ray energy dispersive analysis of polyphosphate bodies in Plectonema boryanum // Archives of Microbiology. 1980. V. 126. № 3. P. 213-215.

30. Bazett-Jones D., Ottensmeyer F. Phosphorus distribution in the nucleosome // Science. 1981. V. 211. № 4478. P. 169-170.

31. Bazett-Jones D.P. Understanding DNA Organization in the Nucleus by Fluorescence Microscopy and Energy Filtered Transmission Electron Microscopy // Microscopy and Microanalysis. V. 8. №S02. P. 74-75.

32. Bazett-Jones D.P., Locklear L., Rattner J.B. Electron spectroscopic imaging of DNA // Journal of Ultrastructure and Molecular Structure Research. 1988. V. 99. № 1. P. 48-58.

33. Becker B. Function and Evolution of the Vacuolar Compartment in Green Algae and Land Plants (Viridiplantae) // International Review of Cytology: Elsevier, 2007. P. 1-24.

34. Becker J.S., Zoriy M., Matusch A., Wu B., Salber D., Palm C., Becker J. S. Bioimaging of metals by laser ablation inductively coupled plasma mass spectrometry (LA-ICP-MS) // Mass Spectrometry Reviews. 2010. V. 29. №. 1. P. 156-175.

35. Beliaev A.S., Klingeman D.M., Klappenbach J.A., Wu L., Romine M.F., Tiedje

J.M., Nealson K.H., Fredrickson J.K., Zhou J. Global Transcriptome Analysis of Shewanella oneidensis MR-1 Exposed to Different Terminal Electron Acceptors // Journal of Bacteriology. 2005. V. 187. № 20. P. 7138-7145.

36. Beniac D.R., Harauz G. Visualization of E. coli ribosomal RNA in situ by electron spectroscopic imaging and image analysis // Micron. 1993. V. 24. № 2. P. 163-171.

37. Benzerara K., Skouri-Panet F., Li J., Ferard C., Gugger M., Laurent T., Couradeau E., Ragon M., Cosmidis J., Menguy N., Margaret-Oliver I., Tavera R., Lopez-Garcia

P., Moreira D. Intracellular Ca-carbonate biomineralization is widespread in cyanobacteria // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2014. V. 111. № 30. P. 10933-10938.

38. Bidwell S.D., Crawford S. A., Woodrow I. E., Sommer-Knudsen J., Marshall A. T. Subcellular localization of Ni in the hyperaccumulator, Hybanthus floribundus (Lindley) F. Muell // Plant, Cell and Environment. 2004. V. 27. № 6. P. 705-716.

39. Biesemeier A., Schraermeyer U., Eibl O. Quantitative chemical analysis of ocular melanosomes in stained and non-stained tissues // Micron. 2011a. V. 42. № 5. P. 461-470.

40. Biesemeier A., Schraermeyer U., Eibl O. Chemical composition of melanosomes, lipofuscin and melanolipofuscin granules of human RPE tissues // Experimental Eye Research. 2011b. V. 93. № 1. P. 29-39.

41. Böhmer J., Rahmann H. Ultrastructural localization of aluminium in amphibian larvae // Ultramicroscopy. 1990. V. 32. № 1. P. 18-25.

42. Bordat C., Bouet O., Cournot G. Calcium distribution in high-pressure frozen bone cells by electron energy loss spectroscopy and electron spectroscopic imaging // Histochemistry and Cell Biology. 1998. V. 109. № 2. P. 167-174.

43. Brandenberger C., Clift M. J., Vanhecke D., Mühlfeld C., Stone V., Gehr P., Rothen-Rutishauser B. Intracellular imaging of nanoparticles: Is it an elemental mistake to believe what you see? // Particle and Fibre Toxicology. 2010. V. 7. № 1. P. 15.

44. Bronsgeest M.S., Barth J. E., Swanson L. W., Kruit P. Probe current, probe size, and the practical brightness for probe forming systems // Journal of Vacuum Science & Technology B: Microelectronics and Nanometer Structures. 2008. V. 26. № 3. P. 949.

45. Bryant L H., Kim S.J., Hobson M., Milo B., Kovacs Z.I., Jikaria N., Lewis B.K., Aronova M.A., Sousa A.A., Zhang G., Leapman R.D., Frank J.A. Physicochemical characterization of ferumoxytol, heparin and protamine nanocomplexes for improved magnetic labeling of stem cells // Nanomedicine: Nanotechnology, Biology and Medicine. 2017. V. 13. №. 2. P. 503-513.

46. Brydson R., Brown A., Benning L. G., Livi K. Analytical Transmission Electron Microscopy // Reviews in Mineralogy and Geochemistry. 2014. V. 78. № 1. P. 219-269.

47. Brydson R. Electron energy loss spectroscopy. Oxford: Bios in association with the Royal Microscopical Society. 2001. 137 p.

48. Burgos A., Maldonado J., De los Rios A., Solé A., Esteve I. Effect of copper and lead on two consortia of phototrophic microorganisms and their capacity to sequester metals // Aquatic Toxicology. 2013. V. 140-141. P. 324-336.

49. Burns J.L., DiChristina T.J. Anaerobic Respiration of Elemental Sulfur and Thiosulfate by Shewanella oneidensis MR-1 Requires psrA, a Homolog of the phsA Gene of Salmonella enterica Serovar Typhimurium LT2 // Applied and Environmental Microbiology. 2009. V. 75. № 16. P. 5209-5217.

50. Busquets M.A., Estelrich J., Sánchez-Martín M.J. Nanoparticles in magnetic resonance imaging: from simple to dual contrast agents // International Journal of Nanomedicine. 2015. P. 1727.

51. Cao B., Shi L., Brown R.N., Xiong Y., Fredrickson J.K., Romine M.F., Marshall

M.J., Lipton M.S., Beyenal H. Extracellular polymeric substances from Shewanella sp. HRCR-1 biofilms: characterization by infrared spectroscopy and proteomics // Environmental Microbiology. 2011. V. 13. № 4. P. 1018-1031.

52. Chang C.F., Shuman H., Somlyo A.P. Electron probe analysis, X-ray mapping, and electron energy-loss spectroscopy of calcium, magnesium, and monovalent ions in log-phase and in dividing Escherichia coli B cells. // Journal of Bacteriology. 1986. V. 167. № 3. P. 935-939.

53. Chen R., Nuhfer N. T., Moussa L., Morris H. R., Whitmore P. M. Silver sulfide nanoparticle assembly obtained by reacting an assembled silver nanoparticle template with hydrogen sulfide gas // Nanotechnology. 2008. V. 19. № 45. P. 455604.

54. Chen S., Diekmann H., Janz D., Polle, A. Quantitative X-ray Elemental Imaging in Plant Materials at the Subcellular Level with a Transmission Electron Microscope: Applications and Limitations // Materials. 2014. V. 7. № 4. P. 3160-3175.

55. Chen S., Goode A.E., Skepper J.N., Thorley A.J., Seiffert J.M., Chung K.F., Tetley T.D., Shaffer M.S., Ryan M.P., Porter A.E. Avoiding artefacts during electron microscopy of silver nanomaterials exposed to biological environments // Journal of Microscopy. 2016. V. 261. № 2. P. 157-166.

56. Clarke T.A., Edwards M.J., Gates A.J., Hall A., White G.F., Bradley J., Reardon C.L., Shi L., Beliaev A.S. Marshall M.J., Wang Z., Watmough N.J., Fredrickson J.K.,Zachara J.M., Butt J.N., Richardson D.J. Structure of a bacterial cell surface decaheme electron conduit // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2011. V. 108. № 23. P. 9384-9389.

57. Cliff G., Lorimer G.W. The quantitative analysis of thin specimens // Journal of Microscopy. 1975. V. 103. № 2. P. 203-207.

58. Clode P.L., Stern R.A., Marshall A.T. Subcellular imaging of isotopically labeled carbon compounds in a biological sample by ion microprobe (NanoSIMS) // Microscopy Research and Technique. 2007. V. 70. № 3. P. 220-229.

59. Corezzi S., Urbanelli L., Cloetens P., Emiliani C., Helfen L., Bohic S., Elisei F., Fioretto D. Synchrotron-based X-ray fluorescence imaging of human cells labeled with CdSe quantum dots // Analytical Biochemistry. 2009. V. 388. № 1. P. 33-39.

60. Corma A., Atienzar P., Garcia H., Chane-Ching J. Y. Hierarchically mesostructured doped CeO2 with potential for solar-cell use // Nature Materials. 2004. V. 3. № 6. P. 394-397.

61. Croissant J.G., Fatieiev Y., Julfakyan K., Lu J., Emwas A.H., Anjum D.H., Omar

H., Tamanoi F., Zink J.I., Khashab N.M. Biodegradable Oxamide-Phenylene-Based Mesoporous Organosilica Nanoparticles with Unprecedented Drug Payloads for Delivery in Cells // Chemistry - A European Journal. 2016. V. 22. № 42. P. 14806-14811.

62. Da Cunha M.M.L., Trepout S., Messaoudi C., Wu T. D., Ortega R., Guerquin-Kern J. L., Marco S. Overview of chemical imaging methods to address biological questions // Micron. 2016. V. 84. P. 23-36.

63. Darehshouri A., Lutz-Meindl U. H2O2 localization in the green alga Micrasterias after salt and osmotic stress by TEM-coupled electron energy loss spectroscopy // Protoplasma. 2010. T. 239. № 1-4. C. 49-56.

64. De Corte S., Hennebel T., Verschuere S., Cuvelier C., Verstraete W., Boon N. Gold nanoparticle formation using Shewanella oneidensis: a fast biosorption and slow reduction process // Journal of Chemical Technology & Biotechnology. 2011. V. 86. № 4. P. 547-553.

65. Debabov V.G., Voeikova T. A., Shebanova A. S., Shaitan K. V., Emel'yanova L. K., Novikova L. M., Kirpichnikov M. P. Bacterial synthesis of silver sulfide nanoparticles // Nanotechnologies in Russia. 2013. V. 8. № 3-4. P. 269-276.

66. Dehghani H., Dellaire G., Bazett-Jones D.P. Organization of chromatin in the interphase mammalian cell // Micron. 2005. V. 36. № 2. P. 95-108.

67. Deng J., Vine D.J., Chen S., Nashed Y.S., Jin Q., Phillips N.W., Peterka T., Ross R., Vogt S., Jacobsen C.J. Simultaneous cryo X-ray ptychographic and fluorescence microscopy of green algae // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2015. V. 112. № 8. P. 2314-2319.

68. Diociaiuti M., Calcabrini A., Meschini S., Arancia G. Intracellular mapping of 4'-deoxy-4'-iododoxorubicin in sensitive and multidrug resistant cells by electron spectroscopic imaging // Micron. 1997. V. 28. № 5. P. 389-395.

69. Eder M., Lutz-Meindl U. Pectin-like carbohydrates in the green alga Micrasterias characterized by cytochemical analysis and energy filtering TEM // Journal of Microscopy. 2008. V. 231. № 2. P. 201-214.

70. Eder M., Lutz-Meindl U. Analyses and localization of pectin-like carbohydrates in cell wall and mucilage of the green alga Netrium digitus // Protoplasma. 2010. V. 243. № 1-4. P. 25-38.

71. Egerton R. Electron Energy-Loss Spectroscopy in the Electron Microscope. New York: Plenum Press, 1986.

72. Egerton R.F. Electron energy-loss spectroscopy in the TEM // Reports on Progress in Physics. 2009. V. 72. № 1. P. 016502.

73. Egerton R.F. Electron Energy-Loss Spectroscopy in the Electron Microscope. Boston, MA: Springer US, 2011.

74. Ejaz S., Camer G. A., Anwar K., Ashraf M. Monitoring impacts of air pollution: PIXE analysis and histopathological modalities in evaluating relative risks of elemental contamination // Ecotoxicology. 2014. V. 23. № 3. P 357-369.

75. Engel A. Chapter 9. Scanning Transmission Electron Microscopy // Advances in Imaging and Electron Physics.: Elsevier, 2009. P. 357-386.

76. Engel A., Colliex C. Application of scanning transmission electron microscopy to the study of biological structure // Current Opinion in Biotechnology. 1993. V. 4. № 4. P. 403-411.

77. Engel A., Van Driel R., Driedonks R. A proposed structure of the prolate phage T4 prehead core // Journal of Ultrastructure Research. 1982. V. 80. № 1. P. 12-22.

78. E.R. Klark, Eberkhardt K.N. Mir materialov i tekhnologii: Mikroskopicheskie metody issledovaniia materialov. Moskva: Tekhnosfera, 2007.

79. Eybe T., Audinot J. N., Bohn T., Guignard C., Migeon H. N., Hoffmann L. NanoSIMS 50 elucidation of the natural element composition in structures of cyanobacteria and their exposure to halogen compounds // Journal of Applied Microbiology. 2008. V. 105. № 5. P. 1502-1510.

80. Fassel T.A., Edmiston C.E. Ruthenium red and the bacterial glycocalyx // Biotech Histochem. 1999. V. 74. № 4. P. 194-212.

81. Florea I., Feral-Martin C., Majimel J., Ihiawakrim D., Hirlimann C., Ersen O. Three-dimensional tomographic analyses of CeO2 nanoparticles // Crystal Growth & Design. 2013. V. 13. № 3. P. 1110-1121.

82. Franzen A.J., Cunha M.M., Miranda K., Hentschel J., Plattner H., da Silva M.B., Salgado C.G., de Souza W., Rozental S.. Ultrastructural characterization of melanosomes of the human pathogenic fungus Fonsecaeapedrosoi // Journal of Structural Biology. 2008. V. 162. № 1. P. 75-84.

83. Fritz E. Measurement of Cation Exchange Capacity (CEC) of Plant Cell Walls by X-Ray Microanalysis (EDX) in the Transmission Electron Microscope // Microscopy and Microanalysis. 2007. V. 13. № 04. P. 233-244.

84. Fussner E., Ahmed K., Dehghani H., Straus M., Bazett-Jones D. P. Changes in Chromatin Fiber Density as a Marker for Pluripotency // Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. 2010. V. 75. P. 245-249.

85. Fussner E., Strauss M., Djuric U., Li R., Ahmed K., Hart M., Ellis J., Bazett-Jones D.P. Open and closed domains in the mouse genome are configured as 10-nm chromatin fibres // EMBO reports. 2012. V. 13. № 11. P. 992-996.

86. Gardea-Torresdey J.L., Gomez E., Peralta-Videa J. R., Parsons J. G., Troiani H., Jose-Yacaman M. Alfalfa Sprouts: A Natural Source for the Synthesis of Silver Nanoparticles // Langmuir. 2003. V. 19. № 4. P. 1357-1361.

87. Geiser M., Casaulta M., Kupferschmid B., Schulz H., Semmler-Behnke M., Kreyling W. The Role of Macrophages in the Clearance of Inhaled Ultrafine Titanium Dioxide Particles // American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 2008. V. 38. № 3. P. 371-376.

88. Goldberg J., Gonzalez H., Jensen T. E., Corpe W. A. Quantitative analysis of the elemental composition and the mass of bacterial polyphosphate bodies using STEM EDX // Microbios. 2001. V. 106. № 415. P. 177-188.

89. Goping G., Pollard H. B., Srivastava M., Leapman R. Mapping protein expression in mouse pancreatic islets by immunolabeling and electron energy loss spectrum-imaging // Microscopy Research and Technique. 2003. V. 61. № 5. P. 448-456.

90. Gorelova O., Baulina O., Solovchenko A., Selyakh I., Chivkunova O., Semenova

L., Scherbakov P., Burakova O., Lobakova E. Coordinated rearrangements of assimilatory and storage cell compartments in a nitrogen-starving symbiotic chlorophyte cultivated under high light // Archives of Microbiology. 2015. V. 197. № 2. P. 181-195.

91. Gorelova O.A., Baulina O. I., Solovchenko A. E., Chekanov K. A., Chivkunova O. B., Fedorenko T. A., Lobakova E. S. Similarity and diversity of the Desmodesmus spp. microalgae isolated from associations with White Sea invertebrates // Protoplasma. 2014. V. 252. № 2. P. 489-503.

92. Goris B., Roelandts T., Batenburg K. J., Mezerji H. H., Bals, S. Advanced reconstruction algorithms for electron tomography: From comparison to combination // Ultramicroscopy. 2013. V. 127. P. 40-47.

93. Gouveia C., Kreusch M., Schmidt E.C., Felix M.R., Osorio L.K., Pereira D.T., dos Santos R., Ouriques L.C., Martins R.P., Latini A., Ramlov F., Carvalho T.J., Chow F., Maraschin M., Bouzon Z.L. The Effects of Lead and Copper on the Cellular Architecture and Metabolism of the Red Alga Gracilaria domingensis // Microscopy and Microanalysis. 2013. V. 19. № 03. P. 513-524.

94. Grimm R., Koster A. J., Ziese U., Typke D., Baumeister W. Zero-loss energy filtering under low-dose conditions using a post-column energy filter // Journal of Microscopy. 1996. V. 183. № 1. P. 60-68.

95. Grovenor C.R.M., Smart K. E., Kilburn M. R., Shore B., Dilworth J. R., Martin B., Hawes C., Rickaby R. E. M. Specimen preparation for NanoSIMS analysis of biological materials // Applied Surface Science. 2006. V. 252. № 19. P. 6917-6924.

96. Gubbens A.J., Brink H. A., Kundmann M. K., Friedman S. L., Krivanek O. L. A post-column imaging energy filter with a 2048-pixel slow-scan CCD camera // Micron. 1998. V. 29. № 1. P. 81-87.

97. Gubbens A.J., Krivanek O.L. Applications of a post-column imaging filter in biology and materials science // Ultramicroscopy. 1993. V. 51. № 1-4. P. 146-159.

98. Guerquin-Kern J.-L., Wu T. D., Quintana C., Croisy A. Progress in analytical imaging of the cell by dynamic secondary ion mass spectrometry (SIMS microscopy) // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - General Subjects. 2005. V. 1724. № 3. P. 228-238.

99. Ha J., Gelabert A., Spormann A. M., Brown G. E. Role of extracellular polymeric substances in metal ion complexation on Shewanella oneidensis: Batch uptake, thermodynamic modeling, ATR-FTIR, and EXAFS study // Geochimica et Cosmochimica Acta. 2010. V. 74. № 1. P. 1-15.

100. Hall T.A. Biological X-Ray Microanalysis // Journal of Microscopy. 1979. V. 117. № 1. P. 145-163.

101. Hartshorne R.S., Reardon C.L., Ross D., Nuester J., Clarke T.A., Gates A.J., Mills P.C., Fredrickson J.K., Zachara J.M., Shi L., Beliaev A.S., Marshall M.J., Tien M., Brantley S., Butt J.N., Richardson D.J. Characterization of an electron conduit between bacteria and the extracellular environment // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2009. V. 106. № 52. P. 22169-22174.

102. Harvey D.M.R., Hall J. L., Flowers T. J., Kent B. Quantitative ion localization within Suaeda maritima leaf mesophyll cells // Planta. 1981. V. 151. № 6. P. 555-560.

103. Hasegawa H., Mizuhira V., Notoya M. Microwave-Stimulated Fixation and Histochemical Application to Biological Specimens. // ACTA HISTOCHEMICA ET CYTOCHEMICA. 2000. V. 33. № 5. P. 319-340.

104. Hirai K., Pan J., Shimada H., Izuhara T., Kurihara T., Moriguchi K., McMahan U. J. Cytochemical energy-filtering transmission electron microscopy of mitochondrial free radical formation in paraquat cytotoxicity // J Electron Microsc (Tokyo). 1999. V. 48. № 3. P. 289-296.

105. Hirsch E.C., Brandel J. P., Galle P., Javoy-Agid F., Agid Y. Iron and aluminum increase in the substantia nigra of patients with Parkinson's disease: an X-ray microanalysis // J. Neurochem. 1991. V. 56. № 2. P. 446-451.

106. Horikawa Y., Goel A., Somlyo A. P., Somlyo A. V. Mitochondrial Calcium in Relaxed and Tetanized Myocardium // Biophysical Journal. 1998. V. 74. № 3. P. 1579-1590.

107. Hutter E., Maysinger D. Gold nanoparticles and quantum dots for bioimaging // Microscopy Research and Technique. 2011. V. 74. № 7. P. 592-604.

108. Ivanov A.I. Pharmacological Inhibition of Endocytic Pathways: Is It Specific Enough to Be Useful? // Exocytosis and Endocytosis: Humana Press, 2008. P. 15-33.

109. Iwano M., Che F. S., Goto K., Tanaka N., Takayama S., Isogai A. Electron microscopic analysis of the H2O2 accumulation preceding hypersensitive cell death induced by an incompatible strain of Pseudomonas avenae in cultured rice cells // Molecular Plant Pathology. 2002. V. 3. № 1. P. 1-8.

110. Jackson B., Harper S., Smith L., Flinn, J. Elemental mapping and quantitative analysis of Cu, Zn, and Fe in rat brain sections by laser ablation ICP-MS // Analytical and Bioanalytical Chemistry. 2006. V. 384. № 4. P. 951-957.

111. Jäger K.M., Johansson C., Kunz U., Lehmann H. Sub-Cellular Element Analysis of a Cyanobacterium (Nostoc sp.) in Symbiosis with Gunnera manicata by ESI and EELS // Botanica Acta. 1997. V. 110. № 2. P. 151-157.

112. Jantou V., McComb D.W., Horton M.A. Analytical transmission electron microscopy of mineralized dentin // Journal of Physics: Conference Series. 2008. V. 126. P. 012009.

113. Jellinger K., Kienzl E., Rumpelmair G., Riederer P., Stachelberger H., Ben-Shachar D., Youdim M. B. H. Iron-melanin complex in substantia nigra of parkinsonian brains: an x-ray microanalysis // J. Neurochem. 1992. V. 59. № 3. P. 1168-1171.

114. Jena J., Pradhan N., Nayak R. R., Dash B. P., Sukla L. B., Panda P. K., Mishra B. K. Microalga Scenedesmus sp.: A Potential Low-Cost Green Machine for Silver Nanoparticle Synthesis // Journal of Microbiology and Biotechnology. 2014. V. 24. № 4. P. 522-533.

115. Jensen T.E. Fine structure of developing polyphosphate bodies in a blue-green alga, Plectonema boryanum // Archiv fuer Mikrobiologie. 1969. V. 67. № 4. P. 328-338.

116. Jensen T.E., Rachlin J. W., Jani V., Warkentine B. An x-ray energy dispersive study of cellular compartmentalization of lead and zinc in Chlorella saccharophila (Chlorophyta), Navicula incerta and Nitzschia closterium (bacillariophyta) // Environmental and Experimental Botany. 1982. V. 22. № 3. P. 319-328.

117. Jiang S., Lee J. H., Kim M. G., Myung N. V., Fredrickson J. K., Sadowsky M. J., Hur H. G. Biogenic Formation of As-S Nanotubes by Diverse Shewanella Strains // Applied and Environmental Microbiology. 2009. V. 75. № 21. P. 6896-6899.

118. Jiang S., Kim M. G., Kim S. J., Jung H. S., Lee S. W., Sadowsky, M. J., Hur H. G.. Bacterial formation of extracellular U (VI) nanowires // Chemical Communications. 2011. V. 47. № 28. P. 8076.

119. Kajava A.V., Potekhin S. A., Corradin G., Leapman, R. D. Organization of designed nanofibrils assembled froma-helical peptides as determined by electron microscopy // Journal of Peptide Science. 2004. V. 10. № 5. P. 291-297.

120. Kapp N., Kreyling W., Schulz H., Hof V. I., Gehr P., Semmler M., Geiser M. Electron energy loss spectroscopy for analysis of inhaled ultrafine particles in rat lungs // Microscopy Research and Technique. 2004. V. 63. № 5. P. 298-305.

121. Klang V., Valenta C., Matsko N.B. Electron microscopy of pharmaceutical systems // Micron. 2013. V. 44. P. 45-74.

122. Klaus T., Joerger R., Olsson E., Granqvist C. G. Silver-based crystalline nanoparticles, microbially fabricated // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1999. V. 96. № 24. P.13611-13614.

123. Komine Y., Eggink L. L., Park H., Hoober J. K. Vacuolar granules in Chlamydomonas reinhardtii: polyphosphate and a 70-kDa polypeptide as major components // Planta. 2000. V. 210. № 6. P. 897-905.

124. Koop A., Voss I., Thesing A., Kohl H., Reichelt R., Steinbüchel A. Identification and Localization of Cyanophycin in Bacteria Cells via Imaging of the Nitrogen Distribution Using Energy-Filtering Transmission Electron Microscopy // Biomacromolecules. 2007. V. 8. № 9. P. 2675-2683.

125. Körtje K.H., Paulus U., Ibsch M., Rahmann H. Imaging of thick sections of nervous tissue with energy-filtering transmission electron microscopy // J Microsc. 1996. V. 183. № Pt 1. P. 89-101.

126. Krivanek O.L., Friedman S. L., Gubbens A. J., Kraus B. An imaging filter for biological applications // Ultramicroscopy. 1995. V. 59. № 1-4. P. 267-282.

127. Krivanek O.L., Kundmann M.K., Kimoto K. Spatial resolution in EFTEM elemental maps // Journal of Microscopy. 1995. V. 180. № 3. P. 277-287.

128. Labuz J., Samardakiewicz S., Hermanowicz P., Wyroba E., Pilarska M., Gabrys H. Blue light-dependent changes in loosely bound calcium in Arabidopsis mesophyll cells: an X-ray microanalysis study // Journal of Experimental Botany. 2016. V. 67. № 13. P. 3953-3964.

129. Larkin J.M., Brown M. S., Goldstein J. L., Anderson R. G. Depletion of intracellular potassium arrests coated pit formation and receptor-mediated endocytosis in fibroblasts // Cell. 1983. V. 33. № 1. P. 273-285.

130. Lau K.H., Christlieb M., Schröder M., Sheldon H., Harris A. L., Grovenor C.R.M. Development of a new bimodal imaging methodology: a combination of fluorescence microscopy and high-resolution secondary ion mass spectrometry // Journal of Microscopy. 2010. V. 240. № 1. P. 21-31.

131. Leapman R.D. Detecting single atoms of calcium and iron in biological structures by electron energy-loss spectrum-imaging // J Microsc. 2003. V. 210. № Pt 1. P. 5-15.

132. Leapman R.D. Novel techniques in electron microscopy // Current Opinion in Neurobiology. 2004. V. 14. № 5. P. 591-598.

133. Leapman R.D., Jarnik M., Steven A.C. Spatial distributions of sulfur-rich proteins in cornifying epithelia // J. Struct. Biol. 1997. V. 120. № 2. P. 168-179.

134. Leapman R.D., Rizzo N.W. Towards single atom analysis of biological structures // Ultramicroscopy. 1999. V. 78. № 1-4. P. 251-268.

135. Lechaire J.-P., Shillito B., Frebourg G., Gaill, F. Elemental characterization of microorganism granules by EFTEM in the tube wall of a deep-sea vent invertebrate // Biol. Cell. 2002. V. 94. № 4-5. P. 243-249.

136. Lee D.-Y., Fortin C., Campbell P.G.C. Contrasting effects of chloride on the toxicity of silver to two green algae, Pseudokirchneriella subcapitata and Chlamydomonas reinhardtii // Aquatic Toxicology. 2005. V. 75. № 2. P. 127-135.

137. Lee J.-H., Hur H.-G. Intracellular uranium accumulation by Shewanella sp. HN-41 under the thiosulfate-reducing condition // Journal of the Korean Society for Applied Biological Chemistry. 2014. V. 57. № 1. P. 117-121.

138. Lefurgey A., Shelburne J.D., Ingram P. Preparatory techniques, including cryotechnology // Biomedical Applications of Microprobe Analysis. : Elsevier, 1999. P. 59-85.

139. Leonardo T., Farhi E., Boisson A. M., Vial J., Cloetens P., Bohic S., Rivasseau C. Determination of elemental distribution in green micro-algae using synchrotron radiation nano X-ray fluorescence (SR-nXRF) and electron microscopy techniques - subcellular localization and quantitative imaging of silver and cobalt uptake by Coccomyxa actinabiotis // Metallomics. 2014. V. 6. № 2. P. 316.

140. Li D.-B., Cheng Y.Y., Wu C., Li W.W., Li N., Yang Z.C., Tong Z.H., Yu H Q. Selenite reduction by Shewanella oneidensis MR-1 is mediated by fumarate reductase in periplasm // Scientific Reports. 2014. V. 4. P. 3735.

141. Liau S.Y., Read D. C., Pugh W. J., Furr J. R., Russel A. D. Interaction of silver nitrate with readily identifiable groups: relationship to the antibacterial action of silver ions // Letters in Applied Microbiology. 1997. V. 25. № 4. P. 279-283.

142. Lipovsek S., Letofsky-Papst I., Hofer F., Pabst M. A., Devetak D. Application of analytical electron microscopic methods to investigate the function of spherites in the midgut of the larval antlion Euroleon nostras (Neuroptera: Myrmeleontidae) // Microscopy Research and Technique. 2012. V. 75. № 4. P. 397-407.

143. Loos J., Sourty E., Lu K., de With G., v. Bavel S. Imaging Polymer Systems with HighAngle Annular Dark Field Scanning Transmission Electron Microscopy (HAADF-STEM) // Macromolecules. 2009. V. 42. № 7. P. 2581-2586.

144. Lütz-Meindl U., Lütz C. Analysis of element accumulation in cell wall attached and intracellular particles of snow algae by EELS and ESI // Micron. 2006. V. 37. № 5. P. 452-458.

145. Makita T., Itagaki S., Ohokawa T. X-ray microanalysis and ultrastructural localization of cisplatin in liver and kidney of the rat // Jpn. J. Cancer Res. 1985. V. 76. № 9. P. 895-901.

146. Mallick N., Mohn F. Use of chlorophyll fluorescence in metal-stress research: a case study with the green microalga Scenedesmus // Ecotoxicology and Environmental Safety. 2003. V. 55. № 1. P. 64-69.

147. Matorin D.N., Osipov V. A., Seifullina N. K., Venediktov P. S., Rubin, A. B. Increased toxic effect of methylmercury on Chlorella vulgaris under high light and cold stress conditions // Microbiology. 2009. V. 78. № 3. P. 321-327.

148. Matorin D.N., Todorenko D. A., Seifullina N. K., Zayadan B. K., Rubin, A. B. Effect of silver nanoparticles on the parameters of chlorophyll fluorescence and P700 reaction in the green alga Chlamydomonas reinhardtii // Microbiology. 2013. V. 82. № 6. P. 809-814.

149. McGraw C.F. Localization of calcium in presynaptic nerve terminals. An ultrastructural and electron microprobe analysis // The Journal of Cell Biology. 1980. V. 85. № 2. P. 228-241.

150. Meyer T.E., Tsapin A.I., Vandenberghe I., de Smet L., Frishman D., Nealson K.H., Cusanovich M.A., van Beeumen J.J. Identification of 42 Possible Cytochrome C Genes in the Shewanella oneidensis Genome and Characterization of Six Soluble Cytochromes // OMICS: A Journal of Integrative Biology. 2004. V. 8. № 1. P. 57-77.

151. Miao A.-J., Luo Z., Chen C. S., Chin W. C., Santschi P. H., Quigg A. Intracellular Uptake: A Possible Mechanism for Silver Engineered Nanoparticle Toxicity to a Freshwater Alga Ochromonas danica // PLoS ONE. 2010. V. 5. № 12. P. e15196.

152. Michel J., Balossier G., Wittig A., Sauerwein W., Zierold K. EELS Spectrum-Imaging for Boron Detection in Biological Cryofixed Tissues // Instrumentation Science & Technology. 2005. V. 33. № 6. P. 631-644.

153. Mizuhira V., Hasegawa H., Notoya M. Fixation and imaging of biological elements: heavy metals, diffusible substances, ions, peptides, and lipids // Prog Histochem Cytochem. 2000.

V. 35. № 2. P. 67-183.

154. Moore K., Howe J., Elbert D. Analysis of diffraction contrast as a function of energy loss in energy-filtered transmission electron microscope imaging // Ultramicroscopy. 1999. V. 80. № 3. P. 203-219.

155. Moore K.L., Schröder M., Lombi E., Zhao F.J., McGrath S.P., Hawkesford M.J., Shewry P.R., Grovenor C.R. NanoSIMS analysis of arsenic and selenium in cereal grain // New Phytologist. 2010. V. 185. № 2. P. 434-445.

156. Moore K.L., Lombi E., Zhao FJ., Grovenor C.R. Elemental imaging at the nanoscale: NanoSIMS and complementary techniques for element localization in plants // Analytical and Bioanalytical Chemistry. 2012. V. 402. № 10. P. 3263-3273.

157. Mühlfeld, C., Rothen-Rutishauser, B., Vanhecke, D., Blank, F., Gehr, P., & Ochs, M. Visualization and quantitative analysis of nanoparticles in the respiratory tract by transmission electron microscopy // Particle and fibre toxicology. 2007. V. 4. №. 1. P. 11.

158. Müller S.A., Engel A. Mass Measurement in the Scanning Transmission Electron Microscope: A Powerful Tool for Studying Membrane Proteins // Journal of Structural Biology. 1998. V. 121. № 2. P. 219-230.

159. Müller S.A., Engel A. Biological Scanning Transmission Electron Microscopy: Imaging and Single Molecule Mass Determination // CHIMIA International Journal for Chemistry. 2006. V. 60. № 11. P. 749-753.

160. Musetti R., Favali M.A. Cytochemical localization of calcium and X-ray microanalysis of Catharanthus roseus L. infected with phytoplasmas // Micron. 2003. V. 34. № 8. P. 387-393.

161. Nagata T. X-ray microanalysis of biological specimens by high voltage electron microscopy // Prog Histochem Cytochem. 2004. V. 39. № 4. P. 185-319.

162. Nassiri Y., Ginsburger-Vogel T., Mansot J. L., Wery J. Effects of heavy metals on Tetraselmis suecica: Ultrastructural and energy-dispersive X-ray spectroscopic studies // Biology of the Cell. 1996. V. 86. № 2-3. P. 151-160.

163. Navarro E., Piccapietra F., Wagner B., Marconi F., Kaegi R., Odzak N., Sigg L., Behra R. Toxicity of Silver Nanoparticles to Chlamydomonas reinhardtii // Environmental Science & Technology. 2008. V. 42. № 23. P. 8959-8964.

164. Newbury D.E. Electron-excited energy dispersive X-ray spectrometry at high speed and at high resolution: silicon drift detectors and microcalorimeters // Microsc. Microanal. 2006. V. 12. № 6. P. 527-537.

165. Ng C.K., Tan T. K. C., Song H., Cao B. Reductive formation of palladium nanoparticles by Shewanella oneidensis: role of outer membrane cytochromes and hydrogenases // RSC Advances. 2013a. V 3. № 44. P. 22498-22503.

166. Ng C.K.,Sivakumar K., Liu X., Madhaiyan M., Ji L., Yang L., Tang C., Song H., Kjelleberg S., Cao B. Influence of outer membrane c -type cytochromes on particle size and activity of extracellular nanoparticles produced by Shewanella oneidensis // Biotechnology and Bioengineering. 2013b. V. 110. № 7. P. 1831-1837.

167. Nicaise G., Gillot I., Julliard A.K., Keicher E., Blaineau S., Amsellem J., Meyran J.C., Hernandez-Nicaise M.L., Ciapa B., Gleyzal C. X-ray microanalysis of calcium containing organelles in resin embedded tissue // Scanning Microsc. 1989. V. 3. № 1. P. 199- 219.

168. Nisman R., Dellaire G., Ren Y., Li R., Bazett-Jones D.P. Application of Quantum Dots as Probes for Correlative Fluorescence, Conventional, and Energy-filtered Transmission Electron Microscopy // Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 2004. V. 52. № 1. P. 13-18.

169. Ochs M., Fehrenbach H., Richter J. Electron spectroscopic imaging (ESI) and electron energy loss spectroscopy (EELS) of multilamellar bodies and multilamellar body-like structures in tannic acid-treated alveolar septal cells. // Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 1994. V. 42. № 6. P. 805-809.

170. Ogata T. Sodium bicarbonate secretion indicated by ultrastructural cytochemical localization of HCO3-, Cl-, and Na+ ions on rat bile duct brush cells // Medical Molecular Morphology. 2005. V. 38. № 4. P. 243-250.

171. Ortega R., Deves G., Carmona A. Bio-metals imaging and speciation in cells using proton and synchrotron radiation X-ray microspectroscopy // Journal of The Royal Society Interface. 2009. V. 6. № Suppl_5. P. S649-S658.

172. Oukarroum A., Bras S., Perreault F., Popovic R. Inhibitory effects of silver nanoparticles in two green algae, Chlorella vulgaris and Dunaliella tertiolecta // Ecotoxicology and Environmental Safety. 2012. V. 78. P. 80-85.

173. Oukarroum A., Samadani M., Dewez D. Influence of pH on the Toxicity of Silver Nanoparticles in the Green Alga Chlamydomonas acidophila // Water, Air, & Soil Pollution. 2014. V. 225. № 8. P. 2038.

174. Ozel M., Pauli G., Gelderblom H.R. Electron spectroscopic imaging (ESI) of viruses using thin-section and immunolabelling preparations // Ultramicroscopy. 1990. V. 32. № 1. P. 35-41.

175. Patri A., Umbreit T., Zheng J., Nagashima K., Goering P., Francke-Carroll S., Gordon E., Weaver J., Miller T., Sadrieh N., McNeil S., Stratmeyer M. Energy dispersive X-ray analysis of titanium dioxide nanoparticle distribution after intravenous and subcutaneous injection in mice // Journal of Applied Toxicology. 2009. V. 29. № 8. P. 662-672.

176. Pennycook S.J. Structure determination through Z-contrast microscopy // Advances in Imaging and Electron Physics. : Elsevier, 2002. P. 173-206.

177. Perrin L., Carmona A., Roudeau S., Ortega R. Evaluation of sample preparation methods for single cell quantitative elemental imaging using proton or synchrotron radiation focused beams // J. Anal. At. Spectrom. 2015. V. 30. № 12. P. 2525-2532.

178. Pettersson A., Kunst L., Bergman B., Roomans G. M. Accumulation of Aluminium by Anabaena cylindrica into Polyphosphate Granules and Cell Walls: an X-ray Energy-dispersive Microanalysis Study // Microbiology. 1985. V. 131. № 10. P. 2545-2548.

179. Piccapietra F., Allue C. G., Sigg L., Behra R. Intracellular Silver Accumulation in Chlamydomonas reinhardtii upon Exposure to Carbonate Coated Silver Nanoparticles and Silver Nitrate // Environmental Science & Technology. 2012. V. 46. № 13. P. 7390-7397.

180. Pick U., Weiss M. Polyphosphate hydrolysis within acidic vacuoles in response to amine-induced alkaline stress in the halotolerant alga Dunaliella salina // PLANT PHYSIOLOGY. 1991. V. 97. № 3. P. 1234-1240.

181. Pick U., Zeelon O., Weiss M. Amine accumulation in acidic vacuoles protects the halotolerant alga Dunaliella salina against alkaline stress // Plant Physiology. 1993. V. 97. № 3. P.1226-1233.

182. Pillai S., Behra R., Nestler H., Suter M. J. F., Sigg L., Schirmer K. Linking toxicity and adaptive responses across the transcriptome, proteome, and phenotype of Chlamydomonas reinhardtii exposed to silver // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2014. V. 111. № 9. P. 3490-3495.

183. Pogorelov A., Allachverdov B., Burovina I., Mazay G., Pogorelova V. Study of potassium deficiency in cardiac muscle: quantitative X-ray microanalysis and cryotechniques // Journal of Microscopy. 1991. V. 162. № 2. P. 255-269.

184. Porter A.E., Muller K., Skepper J., Midgley P., Welland M. Uptake of C60 by human monocyte macrophages, its localization and implications for toxicity: Studied by high resolution electron microscopy and electron tomography // Acta Biomaterialia. 2006. V. 2. № 4. P. 409419.

185. Priester J.H., Ge Y., Mielke R.E., Horst A.M., Moritz S.C., Espinosa K., Gelb J., Walker S.L., Nisbet R.M., An Y.-J., Schimel J.P., Palmer R.G., Hernandez-Viezcas J.A., Zhao L., Gardea-Torresdey, Schimel J.P. Soybean susceptibility to manufactured nanomaterials with evidence for food quality and soil fertility interruption // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2012. V. 109. № 37. P. E2451-E2456.

186. Pushie M.J., Pickering I. J., Korbas M., Hackett M. J., George G. N. Elemental and Chemically Specific X-ray Fluorescence Imaging of Biological Systems // Chemical Reviews.

2014. V. 114. № 17. P. 8499-8541.

187. Quester K., Avalos-Borja M., Castro-Longoria E. Biosynthesis and microscopic study of metallic nanoparticles // Micron. 2013. V. 54-55. P. 1-27.

188. Quintana C., Bellefqih S., Laval J. Y., Guerquin-Kern J. L., Wu T. D., Avila J., Ferrer I., Arranz R., Patino C. Study of the localization of iron, ferritin, and hemosiderin in Alzheimer's disease hippocampus by analytical microscopy at the subcellular level // Journal of Structural Biology. 2006. V. 153. № 1. P. 42-54.

189. Quinto C.A., Mohindra P., Tong S., Bao G. Multifunctional superparamagnetic iron oxide nanoparticles for combined chemotherapy and hyperthermia cancer treatment // Nanoscale.

2015. V. 7. № 29. P. 12728-12736.

190. Reichelt R. Correlation between structure and mass distribution of the nuclear pore complex and of distinct pore complex components // The Journal of Cell Biology. 1990. V. 110. № 4. P. 883-894.

191. Reimer L., Fromm I., Rennekamp R. Operation modes of electron spectroscopic imaging and electron energy-loss spectroscopy in a transmission electron microscope // Ultramicroscopy. 1988. V. 24. № 4. P. 339-354.

192. Ren L., Huang X. L., Zhang B., Sun L. P., Zhang Q. Q., Tan M. C., Chow G. M. Cisplatin-loaded Au-Au2S nanoparticles for potential cancer therapy: Cytotoxicity, in vitro carcinogenicity, and cellular uptake // Journal of Biomedical Materials Research Part A. 2008. V. 85A. № 3. P. 787-796.

193. Roomans G.M. Application of X-ray microanalysis to the study of cell physiology in cells attached to biomaterials // Eur Cell Mater. 2002. V. 3. P. 1-8.

194. Rothen-Rutishauser B.M., Schürch S., Haenni B., Kapp N., Gehr P. Interaction of fine particles and nanoparticles with red blood cells visualized with advanced microscopic techniques // Environ. Sci. Technol. 2006. V. 40. № 14. P. 4353-4359.

195. Ruiz F.A., Marchesini N., Seufferheld M., Docampo R. The Polyphosphate Bodies of Chlamydomonas reinhardtii Possess a Proton-pumping Pyrophosphatase and Are Similar to Acidocalcisomes // Journal of Biological Chemistry. 2001. V. 276. № 49. P. 46196-46203.

196. Sakurai H., Okamoto M., Hasegawa M., Satoh T., Oikawa M., Kamiya T., Arakawa K., Nakano T. Direct visualization and quantification of the anticancer agent, cis-diamminedichloro-platinum (II), in human lung cancer cells using in-air microparticle-induced X-ray emission analysis // Cancer Science. 2008. V. 99. № 5. P. 901-904.

197. Scheckel K.G., Lombi E., Rock S. A., McLaughlin M. J. In Vivo Synchrotron Study of Thallium Speciation and Compartmentation in Iberis intermedia // Environmental Science & Technology. 2004. V. 38. № 19. P. 5095-5100.

198. Schrand A.M., Schlager J. J., Dai L., Hussain S. M. Preparation of cells for assessing ultrastructural localization of nanoparticles with transmission electron microscopy // Nature Protocols. 2010. V. 5. № 4. P. 744-757.

199. Scimeca M., Giannini E., Antonacci C., Pistolese C. A., Spagnoli L. G., Bonanno E. Microcalcifications in breast cancer: an active phenomenon mediated by epithelial cells with mesenchymal characteristics // BMC Cancer. 2014. V. 14. № 1. P. 286.

200. Servin A.D., Castillo-Michel H., Hernandez-Viezcas J. A., Diaz B. C., Peralta-Videa J. R., Gardea-Torresdey, J. L. Synchrotron Micro-XRF and Micro-XANES Confirmation of the Uptake and Translocation of TiO2 Nanoparticles in Cucumber (Cucumis sativus) Plants // Environmental Science & Technology. 2012. V. 46. № 14. P. 7637-7643.

201. Seven J., Polle A. Subcellular Nutrient Element Localization and Enrichment in Ecto- and Arbuscular Mycorrhizas of Field-Grown Beech and Ash Trees Indicate Functional Differences // PLoS ONE. 2014. V. 9. № 12. P. e114672.

202. Shaw C.F., Thompson H. O., Witkiewicz P., Satre R. W., Siegesmund K. Subcellular distribution of gold in rat renal cortex cells: limitations of electron microscopy and subcellular fractionation techniques // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1981. V. 61. № 3. P. 349-357.

203. Shebanova A., Ismagulova T., Solovchenko A., Baulina O., Lobakova E., Ivanova A., Moiseenko A., Shaytan K., Polshakov V., Nedbal L., Gorelova O. Versatility of the green microalga cell vacuole function as revealed by analytical transmission electron microscopy // Protoplasma. 2017. V. 254. № 3. P. 1323-1340.

204. Shirodkar S., Reed S., Romine M., Saffarini D. The octahaem SirA catalyses dissimilatory sulfite reduction in Shewanella oneidensis MR-1: Dissimilatory sulfite reduction by the octahaem SirA // Environmental Microbiology. 2011. V. 13. № 1. P. 108-115.

205. Shlafer M. Cerium chloride as a histochemical marker of hydrogen peroxide in reperfused ischemic hearts // Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 1990. V. 22. № 1. P. 83-97.

206. Siderius M., Musgrave A., Ende H., Koerten H., Cambier P., Meer P. Chlamydomonas eugametos (Chlorophyta) stores phosphate in polyphosphate bodies together with calcium // Journal of Phycology. 1996. V. 32. № 3. P. 402-409.

207. Smart K.E., Kilburn M. R., Salter C. J., Smith J. A. C., Grovenor C. R. M. NanoSIMS and EPMA analysis of nickel localisation in leaves of the hyperaccumulator plant Alyssum lesbiacum // International Journal of Mass Spectrometry. 2007. V. 260. № 2-3. P. 107-114.

208. Somlyo A.P., Somlyo A. V., Shuman H. Electron probe analysis of vascular smooth muscle. Composition of mitochondria, nuclei, and cytoplasm // The Journal of Cell Biology. 1979. V. 81. № 2. P. 316-335.

209. Sonvico F., Mornet S., Vasseur S., Dubernet C., Jaillard D., Degrouard J., Hoebeke J., Duguet E., Colombo P., Couvreur P. Folate-Conjugated Iron Oxide Nanoparticles for Solid Tumor Targeting as Potential Specific Magnetic Hyperthermia Mediators: Synthesis, Physicochemical Characterization, and in Vitro Experiments // Bioconjugate Chemistry. 2005. V. 16. № 5. P. 1181-1188.

210. Soto K.F., Carrasco A., Powell T. G., Garza K. M., Murr L. E. Comparative in vitro cytotoxicity assessment of some manufactured nanoparticulate materials characterized by transmission electron microscopy // Journal of Nanoparticle Research. 2005. V. 7. № 2-3. P. 145-169.

211. Stearns R.C., Paulauskis J.D., Godleski J.J. Endocytosis of ultrafine particles by A549 cells // Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 2001. V. 24. № 2. P. 108-115.

212. Stefancikovâ L., Porcel E., Eustache P., Li S., Salado D., Marco S., Guerquin-Kern J.-L., Réfrégiers M., Tillement O., Lux F., Lacombe S. Cell localisation of gadolinium-based nanoparticles and related radiosensitising efficacy in glioblastoma cells // Cancer Nanotechnology. 2014. V. 5. № 1. P. 6.

213. Suresh A.K., Pelletier D. A., Wang W., Broich M. L., Moon J. W., Gu B., Allison D. P., Joy D.C., Phelps T.J., Doktycz M. J. Biofabrication of discrete spherical gold nanoparticles using the metal-reducing bacterium Shewanella oneidensis // Acta Biomaterialia. 2011a. V. 7. № 5. P. 2148-2152.

214. Suresh A.K., Doktycz M. J., Wang W., Moon J. W., Gu B., Meyer H.M., Hensley D.K., Allison D. P., Phelps T.J., Pelletier D. A. Monodispersed biocompatible silver sulfide nanoparticles: Facile extracellular biosynthesis using the y-proteobacterium, Shewanella oneidensis // Acta Biomaterialia. 2011b. V. 7. № 12. P. 4253-4258.

215. Svergun D.I., Konarev P. V., Volkov V. V., Koch M. H. J., Sager W. F. C., Smeets J., Blokhuis E. M. A small angle x-ray scattering study of the droplet-cylinder transition in oil-rich sodium bis(2-ethylhexyl) sulfosuccinate microemulsions // The Journal of Chemical Physics. 2000. V. 113. № 4. P. 1651-1665.

216. Thu M.S., Bryant L.H., Coppola T., Jordan E.K., Budde M.D., Lewis B.K., Chaudhry A., Ren J., Varma N.R., Arbab A.S., Frank J.A. Self-assembling nanocomplexes by combining ferumoxytol, heparin and protamine for cell tracking by magnetic resonance imaging // Nature Medicine. 2012. V. 18. № 3. P. 463-467.

217. Tiede K., Hassellöv M., Breitbarth E., Chaudhry Q., Boxall A. B. Considerations for environmental fate and ecotoxicity testing to support environmental risk assessments for engineered nanoparticles // Journal of Chromatography A. 2009. V. 1216. № 3. P. 503-509.

218. Tillberg J.E., Barnard T., Rowley J. X-ray Microanalysis of Phosphorus in Scenedesmus obtusiusculus // Physiologia Plantarum. 1979. V. 47. № 1. P. 34-38.

219. Tillberg J.-E., Rowley J.R. Physiological and structural effects of phosphorus starvation on the unicellular green alga Scenedesmus // Physiologia Plantarum. 1989. V. 75. № 3. P. 315-324.

220. Tylko G., Mesjasz-Przybylowicz J., Przybylowicz W.J. In-vacuum micro-PIXE analysis of biological specimens in frozen-hydrated state // Nuclear Instruments and Methods in Physics Research Section B: Beam Interactions with Materials and Atoms. 2007. V. 260. № 1. P. 141— 148.

221. Uzonyi I., Rajta I., Bartha L., Kiss A. Z., Nagy A. Realization of the simultaneous micro-PIXE analysis of heavy and light elements at a nuclear microprobe // Nuclear Instruments and Methods in Physics Research Section B: Beam Interactions with Materials and Atoms. 2001. V. 181. № 1-4. P. 193-198.

222. Wagner H.-J. Contrast tuning by electron spectroscopic imaging of half-micrometer-thick sections of nervous tissue // Ultramicroscopy. 1990. V. 32. № 1. P. 42-47.

223. Wang H.A.O., Grolimund D., Giesen C., Borca C.N., Shaw-Stewart J.R., Bodenmiller

B., Günther D. Fast Chemical Imaging at High Spatial Resolution by Laser Ablation Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry // Analytical Chemistry. 2013. V. 85. № 21. P. 1010710116.

224. Wang Z., Quik J.T., Song L., Van Den Brandhof E.J., Wouterse M., Peijnenburg W.J., Humic substances alleviate the aquatic toxicity of polyvinylpyrrolidone-coated silver nanoparticles to organisms of different trophic levels: Humic substances alleviate the aquatic toxicity of PVP-AgNPs // Environmental Toxicology and Chemistry. 2015. V. 34. № 6. P. 12391245.

225. Warley A. Standards for the application of X-ray microanalysis to biological specimens // Journal of Microscopy. 1990. V. 157. № 2. P. 135-147.

226. Warley A. Development and comparison of the methods for quantitative electron probe X-ray microanalysis analysis of thin specimens and their application to biological material // Journal of Microscopy. 2016. V. 261. № 2. P. 177-184.

227. Warley A., Skepper J.N. Long freeze-drying times are not necessary during the preparation of thin sections for X-ray microanalysis // Journal of Microscopy. 2000. V. 198. № 2. P. 116123.

228. Webster J.A., Fay D.D., Costa J.L., Jones P.M., Hugh R. Elemental composition of bacterial metachromatic inclusions determined by electron microprobe X-ray analysis // J. Bacteriol. 1984. V. 158. № 2. P. 441-446.

229. Williams D.B., Carter C.B. Transmission electron microscopy: a textbook for materials science. New York: Springer, 2009. 760 c.

230. Wroblewski J., Wroblewski R. Why low temperature embedding for X-ray microanalytical investigations? // Journal of Microscopy. 1986. V. 142. № 3. P. 351-362.

231. Yagisawa F. u gp. Identification of novel proteins in isolated polyphosphate vacuoles in the primitive red alga Cyanidioschyzon merolae: Novel proteins comprising polyphosphate vacuoles // The Plant Journal. 2009. V. 60. № 5. P. 882-893.

232. Zhang Z. u gp. Surface modification of ceria nanoparticles and their chemical mechanical polishing behavior on glass substrate // Applied Surface Science. 2010. V. 256. № 12. P. 38563861.

233. Zierold K. Preparation of biological cryosections for analytical electron microscopy // Ultramicroscopy. 1982a. V. 10. № 1-2. P. 45-53.

234. Zierold K. Cryopreparation of mammalian tissue for X-ray microanalysis in STEM // Journal of Microscopy. 1982b. V. 125. № 2. P. 149-156.

235. Zierold K. Cryofixation methods for ion localization in cells by electron probe microanalysis: a review // Journal of Microscopy. 1991. V. 161. № 2. P. 357-366.