Исследование модуляции активности потенциалзависимых ионных каналов человеческих кардиомиоцитов, дифференцированных из ИПСК пациент-специфичных линий, и неонатальных желудочковых кардиомиоцитов крыс с помощью электрофизиологического метода пэтч-кламп тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Фролова Шейда Рауф кызы

• Фролова Шейда Рауф кызы
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Фролова Шейда Рауф кызы

Содержание

1. Введение

1.1 Актуальность темы

1.2 Цель и задачи работы

1.3. Научная новизна исследования

1.4. Научно-практическая значимость

1.5. Основные положения, выносимые на защиту

1.8.Степень достоверности и апробация результатов

1.9. Публикации

2. Обзор литературы

2.1. Проводимость сердца

2.1.1 Плазматическая мембрана и ионное окружение

2.2 Электрофизиологический метод изучения мембранных ионных каналов пэтч-кламп

2.2.1 Электрохимические градиенты и уравнение Нернста

2.2.2 Электрофизиологический метод пэтч кламп

2.2.3 Конфигурация "целая клетка"

2.2.4 Экспериментальная процедура пэтч-клампа

2.2.5 Перфорированный пэтч-кламп

2.2.6 Мембранная емкость клетки

2.2.7 Разделение ионных токов

2.3 Потенциалзависимые ионные каналы кардиомиоцитов крыс и человека 32 2.3.1 Структура, функция датчика напряжения в потенциалзависимых

ионных каналах

2.3.2 Потенциалзависимые калиевые каналы

2.3.3 Потенциалзависимые кальциевые каналы L-типа

2.3.4 Потенциалзависимые натриевые каналы

2.4 Нарушение сердечного ритмаи каналопатии

2.5 Противораковый кардиотоксичный токсичный препарат эндоксан

2.6 Фоточувствительные соединения, оказывающие влияние на возбудимость 2.6.1 Производные азобензола - фотозависимые модуляторы

2

возбудимости культуры клеток кардиомиоцитов

2.6.2 Производные стильбена

2.7 Разобщитель гептанол

2.8 Нейромодулятор ботулотоксин

3. Материалы и методы

3.1 Экспериментальная часть. Получение кардиомиоцитов

3.2 Реактивы и реагенты

3.3 Электрофизиология

3.3.1 Электрофизиология кардиомиоцитов, полученных из ИПСК

3.3.2 Электрофизиология потенциалзависимых ионных токов в неонатальных кардиомиоцитах крыс

3.4 Дополнительные измерения

3.4.1Спектральные измерения

3.4.2 Источник ультрафиолета

3.4.3 Анализ цитотоксичности 72 3.6 Анализ данных

4. Результаты

4.1 Исследования, проведенные на кардиомиоцитах, полученных путем дифференцирования пациент-специфичных

индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК) здоровых

людей

4.1.1 Этапы развития потенциалов действия и начало работы потенциалзависимых ионных каналов кардиомиоцитов, дифференцированных из ИПСК пациент-специфичной линии ISMA 6L

4.1.2 Активационные характеристики потенциалзависимых ионных каналов кардиомиоцитов, дифференцированных из пациент-специфичной линии m34sk3 от здорового донора

4.1.3 Анализ влияния противоракового лекарства циклофосфамида (эндоксана) на потенциалзависимые ионные каналы кардиомиоцитов, полученных дифференцированием ИПСК пациент-специфичной линии от здорового человека

4.2 Исследования, проведенные на кардиомиоцитах, полученных

путем дифференцирования пациент-специфичных индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК) с мутацией, приводящей к синдрому удлиненного QT-интервала второго типа

4.2.1 Потенциалзависимые ионные каналы кардиомиоцитов, полученных дифференцированием ИПСК, полученных от пациент-специфичных линий с синдромом удлиненного QT-интервала

3

второго типа К 31-5 с мутацией в гене, кодирующий

ИЕЯС-каналы

4.2.2 Сравнение потенциалов действия дифференцированных кардиомиоцитов с синдромом удлиненного QT-интервала второго типа и смоделированного на дифференцированных кардиомиоцитах пациент-специфичных линий без мутаций с помощью блокатора ИЕЯС-каналов Е-4031

4.3 Исследования, проведенные на неонатальных кардиомиоцитах новорожденных крыс для установления факта модуляции активности потенциалзависимых мембранных ионных каналов, объясняющие влияние таких соединений как азоТАБ, с-ТАБ, гептанол, ботулотоксин на возбудимостькардиомиоцитов

4.3.1 Влияние фотоуправляемого соединения

азобензолтриметиламмония бромида (азоТАБ), на потенциалзависимые ионные каналы (Жау, 1Са,Ь, Ж^) кардиомиоцитов взрослых крыс и неонатальных кардиомиоцитов новорожденных крыс

4.3.2 Действие фоточувствительного соединения стильбен триметиламмоний бромида, с-ТАБ (менее токсичный структурный аналог азоТАБа) на потенциалуправляемые токи Шау, 1Са,Ь, Ж^ и потенциал действия неонатальных кардиомиоцитов новорожденных

крыс

4.3.3 Влияние гептанола, известного как разобщитель щелевых контактов клеток, на работу ионных каналов изолированных кардиомиоцитов

4.3.5 Исследование работы потенциалзависимых ионных каналов (Жау, 1Са,Ь, Ж^) неонатальных кардиомиоцитов новорожденных крыс в присутствии нейромодулятора

ботулотоксина

5 Обсуждение

6 Заключение

7 Благодарности

8 Список используемых сокращений

9 Список литературы

1 Введение

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование модуляции активности потенциалзависимых ионных каналов человеческих кардиомиоцитов, дифференцированных из ИПСК пациент-специфичных линий, и неонатальных желудочковых кардиомиоцитов крыс с помощью электрофизиологического метода пэтч-кламп»

1.1 Актуальность темы

- Известно, что проблемой №1 в большинстве стран мира до сих пор остаются сердечно -сосудистые заболевания (ССЗ). В частности, каждый год от ССЗ в Европе умирают 4 млн человек, из которых 1 млн приходится на Россию. По статистике первой причиной смертей в России являются сердечно-сосудистые заболевания— 46% граждан погибают именно от них. Одним из наиболее распространенных видов нарушений являются нарушения сердечного ритма, под которыми понимают понимают аритмии и блокады сердца. Аритмии же возникают при нарушении формирования потенциала действия клетки и изменении скорости его проведения в результате изменения калиевых, натриевых и кальциевых каналов. Нормальная работа сердца зависит от правильного выбора времени возбуждения и сокращения в различных областях сердца, а также от соответствующей частоты сердечных сокращений. Такой механизм достигается с помощью специализированных электрических свойств различных компонентов системы сердца, включая синоатриальный узел, предсердия, атриовентрикулярный узел, пучок Гиса-Пуркинье и желудочки [1].

- В связи с тем, что из заболеваний - одним из важнейших классов являются аритмии, особенно возникающие из-за реентри, поэтому очень важна разработка фармпрепаратов, позволяющих нормализовать ритм сердца и создание моделей, на которых их можно испытывать. Понимание этих различий имеет фундаментальное значение для исследования механизмов аритмии и фармакотерапии. Разнообразие электрофизиологических свойств и функций во всех областях сердца по своей природе обусловлены неоднородностью экспрессии ионных каналов. Знание этого разнообразия и ионной основы электрофизиологической активности принципиально важно для исследования механизмов аритмии и реакций на фармпрепараты, блокирующие ионные каналы. При сердечно-сосудистых заболеваниях важно выяснить, как модуляция ионных каналов изменяет функции ионных токов.

- Один из типов моделей - тканевоинженерные конструкты, позволяющие исследовать

фундаментальные механизмы реентри. Для лучшего понимания механизмов, лежащих в

основе нормальной и патологической активности сердца человека, требуются

сравнительные исследования электрофизиологии и возбуждения-сокращения в различных

областях сердца, как в здоровых, так и в патофизиологических ситуациях. Животные

модели не полностью подходят, поэтому разрабатываются модели человеческой

сердечной ткани из ИПСК. Исследования на моделях животных общеприняты и часто

5

вполне эффективны, однако не всегда адекватны, например, у крысиных клеток, отсутствует очень важный калиевый ток задержанного выпрямления 1Кг [2]. Благодаря открытию клеточного репрограммирования Шинья Яманака ^Ыпуа Yamanaka) стало возможным трансформировать специализированные тканевые клетки в индуцированные плюрипотентные стволовые клетки (ИПСК), Нобелевская премия 2012 г. Из ИПСК можно с помощью направленной дифференцировки получить кардиомиоциты. Поначалу процесс получения кардиомиоцитов из ИПСК с помощью дифференцировки занимал несколько недель с небольшим выходом и с частыми мутациями. Далее с разработкой лучших факторов дифференцировки стало сокращаться время дифференцировки в кардиомиоциты и увеличиваться выход клеток. Группа ученых из барселонского Центра геномной регуляции разработала метод, сокращающий дифференцировку с нескольких недель до нескольких дней, используя особый фактор транскрипции (С/ЕВРа^а). Этот фактор временно открывает область в ядре клетки, где находятся гены, кодирующие плюрипотентность [3].

В нашей лаборатории были успешно получены пациент-специфичные кардиомиоциты, дифференцированные из двух линий (ISMA6L, M34SK3) ИПСК, полученных от здорового донора и линий (ГО1-5, Н" 31-13) ИПСК, полученных от пациентов с синдромом удлиненного QT-интервала второго типа. Поскольку дифференцирующиеся кардиомиоциты созревают в течение нескольких недель, необходимо было исследовать вопрос, с какого дня от начала дифференцировки можно считать полученные человеческие кардиомиоциты зрелыми и пригодными для исследований аритмий связанных, например, с подавлением функции калиевых каналов задержанного выпрямления, и способов влияния на эти аритмии. Для этого необходимо было исследовать этапы формирования потенциалзависимых ионных каналов потенциала действия на разных сроках от начала дифференцировки. Также работа посвящена установлению действия противоракового препарата эндоксана, фотосенсибилизаторов (производных азобензола, азоТАБ, и стильбена, с-ТАБ), разобщителя гептанола и нейромодулятора ботулотоксина на потенциалзависимые ионные каналы для уточнения пути их влияния на культуру клеток кардиомиоцитов. С тех пор как Нееру и Сакману удалось провести электрофизиологические измерения на огромном аксоне кальмара, метод пэтч-клампа стал очень востребованным и незаменимым как в фундаментальных исследованиях ионных каналов в случаях изучения влияния составных субъединиц на проводимость каналов, его активационных, инактивационных характеристик, так и в прикладных исследованиях, при изучении влияния различных соединений на работу

ионных каналов. В нашей работе все электрофизиологические исследования проводились методом пэтч-кламп.

1.2 Цель и задачи работы

Целью работы было установить этапы развития потенциалов действия и потенциалзависимых ионных токов кардиомиоцитов, полученных из ИПСК пациент-специфичных линий, а также исследовать модуляцию потенциалзависимых ионных каналов, участвующих в формировании потенциала действия кардиомиоцитов, под действием различных соединений. в неонатальных крысиных кардиомиоцитах и на кардиомиоцитах, дифференцированных из ИПСК человека.

Задачи:

1. Исследовать и сравнить у пациент-специфичных кардиомиоцитов, дифференцированных из линий здорового донора и пациента с синдромом удлиненного QT-интервала второго типа, активность потенциал-зависимых ионных каналов на разных этапах развития в процессе созревания кардиомиоцитов. Исследовать модуляцию ионных каналов под действием различных соединений, таких как противораковый препарат эндоксан

2. Исследовать воздействие фотосенсибилизаторов, азоТАБ и с-ТАБ, на потенциалзависимые ионные каналы неонатальных желудочковых кардиомиоцитов новорождённых крыс

3. Исследовать влияние разобщителя гептанола на потенциалзависимые ионные каналы неонатальных желудочковых кардиомиоцитов новорождённых крыс

4. Исследовать влияние нейромодулятора ботулотоксина на потенциалзависимые ионные каналы неонатальных желудочковых кардиомиоцитов новорождённых крыс

1.3 Научная новизна исследования

Впервые:

- установлены этапы развития кардиомиоцитов, дифференцированных из ИПСК

линии ISMA6L, полученной от здорового донора и линии Ш31-5, полученной от

пациента с синдромом удлиненного QT-интервала второго типа. Показано, что

формирование ПД с нормальной длительностью, соответствующей взрослому

желудочковому кардиомиоциту человека, заканчивается к 30-му дню от начала

дифференцировки кардиомиоцитов. При этом быстрый INav и 1Са, Ь начинают

7

функционировать уже на 15-й день от начала дифференцировки, а калиевый ток задержанного выпрямления только на 22-й день от начала дифференцировки.

- установлено что кардиомиоциты, дифференцированные из ИПСК пациент-специфичной линии, имеют в начале сходные этапы развития до 15 дня от начала дифференцировки, т.е. INav и ГСа^ начинают функционировать, 1Кг не присутствует. При этом длительность ПД сначала короткая, а к 28 дню от начала дифференцировки она удлиняется до 600 мс. Такую же длительность потенциала действия мы смогли получить при моделировании синдрома удлиненного QT-интервала второго типа на кардиомиоцитах, дифференцированных из ИПСК пациент-специфичной линии ISMA6L, полученной от здорового человека, с помощью блокатора 1Кг, Е-4031.

- не обнаружено влияние эндоксана на потенциал-зависимые ионные каналы кардиомиоцитов, дифференцированных из ИПСК пациент-специфичной линии, таким образом, согласно литературным данным, кардиотоксичность эндоксана, по -видимому, обусловлена только его метаболитами.

- установлен механизм действия фоточувствительных производных азоТАБа и с -ТАБа на неонатальные кардиомиоциты новорожденных крыс на активность потенциалзависимых ионных каналов.

- обнаружено дополнительное, кроме общеизвестного разобщения межклеточных щелевидных контактов, действие гептанола на кардиомиоциты, которое выражается в подавлении быстрого INav и ICav, в результате чего наблюдается укорочение изменение формы потенциала действия.

- установлено подавляющее действие нейромодулятора ботулотоксина на Nav и 1Са, Ь потенциалзависимые ионные каналы неонатальных кардиомиоцитов новорожденных крыс

1.4 Научно-практическая значимость

Данное исследование позволило установить период, с которого можно считать кардиомиоциты, дифференцированные из ИПСК сформировавшимися с электрофизиологической точки зрения, и пригодными для тестирования лекарственных препаратов с целью выяснения их действия на здоровые человеческие кардиомиоциты, а также для моделирования аритмий и изучения способов борьбы с ними. Определена нетоксичность эндоксана по отношению к потенциал-зависимым ионным каналам человеческих кардиомиоцитов, в отличие от его метаболитов. Были открыты неизвестные ранее свойства разобщителя гептанола, и нейромлодулятора ботулотоксина и

установлены механизмы фотоуправления культурой кардиомиоцитов производными азобензола, азоТАБом, и стильбена, с-ТАБом, что дало возможность объяснить причину реакции монослоя кардиомиоцитов на данные фотосенсибилизаторы.

1.5 Основные положения, выносимые на защиту

1. Этапы взросления человеческих кардиомиоцитов, дифференцированных из ИПСК пациент-специфичных линий от здорового человека и от пациента с синдромом удлиненного QT-интервала второго типа в электрофизиологическом смысле. Моделирование электрофизиологических характеристик, соответствующих синдрому удлиненного QT-интервала второго типа на здоровых человеческих кардиомиоцитах, полученных дифференцированием ИПСК линии ISMA6L.

2. Действие эндоксана на потенциалзависимые ионные каналы кардиомиоцитов, дифференцированных из ИПСК пациент-специфичных линии от здорового человека.

3. Действие фоточувствительного производного азобензола азоТАБа на потенциалзависимые ионные каналы неонатальных кардиомиоцитов крыс.

4. Действие фоточувствительного производного стильбена на потенциалзависимые ионные каналы неонатальных кардиомиоцитов новорожденных крыс.

5. Действие разобщителя клеток, гептанола, на потенциалзависимые ионные каналы неонатальных кардиомиоцитов новорожденных крыс.

6. Действие нейромодулятора ботулотоксина на потенциалзависимые ионные каналы неонатальных кардиомиоцитов новорожденных крыс.

1.6 Степень достоверности и апробация результатов

Достоверность результатов диссертационной работы основана на применении широко используемых во всем мире методик и сертифицированных приборов, а также корректной, общепринятой статистической обработки результатов измерений. Для проверки воспроизводимости получаемых данных все эксперименты выполнялись несколько раз. Полученные результаты сравнивали и соотносили с известными литературными данными. Сформулированные выводы полностью основаны на полученном фактическом материале.

Основные результаты работы были представлены:

1. Российская конференция с международным участием «Экспериментальная и компьютерная биомедицина», Екатеринбург, Россия. 10-12 апреля 2016,

2. II международная научная конференция Наука будущего, Казань, Россия, 20 - 23 сентября 2016,

3. Форум Биомедицина-2016, Новосибирск, Россия 26-30 июня 2016,

4. V-ая Международная конференция по биотехнологиям и фармацевтике ФизтехБио 2015, Долгопрудный, 29-30 апреля 2015

5. II Международная конференция «ФИЗТЕХ-МЕД», 10-11 сентября 2015,

6. International Conference on Biomembranes (BЮMEMBRANESXДолгопрудный, 1-5 октября 2018),

7. 59-ю научную конференцию МФТИ Всероссийскую молодежную научную конференцию «Современные проблемы фундаментальных и прикладных наук» (Долгопрудный 21-26 ноября 2016),

8. International Conference "Cardiac Growth and Regeneration", Viterbo (Italy), June 2225, 2014

9. II Всероссийский форум «Наука будущего - наука молодых» (Россия Казань 26-30 июня 2016),

10. III Международная конференция «Наука будущего» и IV Всероссийский форум «Наука будущего - наука молодых» (Россия Сочи 14-17 мая 2019),

11. Международной конференции "Instabilities and Control in Excitable Networks. Focus on: Cardiac Biophysics and General Aspects of Excitable Media Self-organization" (г. Долгопрудный, Россия) 28 - 30 мая 2014.

12. Stemcellbio: фундаментальная наука как основа трансляционной медицины (Россия, Санкт-Петербург, 15-17 ноября 2018),

13. XXIV Международная научная конференция студентов,аспирантов и молодых ученых «Ломоносов» 10-14 апреля, 2017

14. Российской конференции с международным участием «Экспериментальная и компьютерная биомедицина» (2016), Екатеринбург10 - 12 апреля 2016 года

1.7 Публикации

1. Frolova S. R. et al. Stilbene derivative as a photosensitive compound to control the excitability of neonatal rat cardiomyocytes //Bioscience reports. - 2019. - Т. 39. - №. 1. - С. BSR20181849.

2. Podgurskaya A. D. et al. Effect of heptanol and ethanol on excitation wave propagation in a neonatal rat ventricular myocyte monolayer //Toxicology in Vitro. - 2018. - Т. 51. - С. 136-144.

3. Slotvitsky M. et al. Arrhythmogenicity test based on a human-induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived cardiomyocyte layer //Toxicological Sciences. - 2018. - Т. 168. - №. 1. - С. 7077.

4. Slotvitsky M. M. et al. The study of the functionality of cardiomyocytes obtained from induced pluripotent stem cells for the modeling of cardiac arrhythmias based on long QT syndrome //Vavilovskii Zhurnal Genetiki i Selektsii. - 2018. - Т. 22. - №. 2. - С. 187-195.

5. Frolova S. R. et al. Photocontrol of Voltage-Gated Ion Channel Activity by Azobenzene Trimethylammonium Bromide in Neonatal Rat Cardiomyocytes //PloS one. - 2016. - Т. 11. -№. 3. - С. e0152018.

6. Цвелая В. А. и др. Сравнительный анализ электрофизиологических характеристик и проведения возбуждения в вентрикулярных кардиомиоцитах, полученных от здорового индивида и пациента с синдромом удлиненного интервала QT //Клиническая и экспериментальная хирургия. - 2018. - Т. 6. - №. 3.

По материалам диссертации опубликовано 19 печатных работ: 6 статей в рецензируемых научных журналах и 13 тезисов и докладов в сборниках трудов научных конференций.

1.8 Структура и объем работы

Диссертация, общим объемом 143 страницы машинописного текста, состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов собственных исследований, обсуждения результатов исследований, выводов, заключения и списка литературы. Работа содержит 40 иллюстраций, 2 таблицы. Список литературы состоит из 365-и источников.

2 Обзор литературы 2.1 Проводимость в сердце

Нормальный сердечный импульс возникает в синоатриальном узле и распространяется через предсердия, чтобы достичь атриовентрикулярного узла. Из атриовентрикулярного узла электрическая активность быстро проходит через систему Гиса-Пуркинье, достигая желудочков, вызывая скоординированную сердечную насосную деятельность. Различные области сердца характеризуются определенной формой и продолжительностью потенциала действия (ПД), которые являются результатом разного состава и соотношения ионных каналов.

Пассивное наполнение кровью из предсердий в желудочки происходит, когда желудочки расслаблены, и артериальное давление желудочков меньше, чем предсердное давление. После деполяризации предсердий деполяризация желудочков может наблюдаться на ЭКГ в виде комплекса QRS.

Деполяризация желудочков вызывает повышение цитозольного Ca2+, что приводит к сокращению желудочковой мышцы (систола), и, в свою очередь, повышается давление внутри желудочков, вызывая закрытие атриовентрикулярных клапанов (изоволюметрическое сокращение). Как только давление внутри желудочков превышает артериальное давление, и легочные клапаны, и клапаны аорты открываются, что позволяет правильно выбрасывать кровь в легочную и системную циркуляцию. Во время систолы происходит желудочковая реполяризация, которая наблюдается на зубце Т ЭКГ. Реполяризация позволяет удалить цитозольный Ca2+ и расслабить желудочковые миоциты (диастола).

В совокупности электрические свойства желудочков (деполяризация и реполяризация) могут быть описаны на ЭКГ как интервал QT. Изменения продолжительности интервала QT при заболевании, обычно выражающиеся в удлинении данного участка, служат признаком модуляции функциональных свойств ионных каналов или регуляторных белков во время наследственных или приобретенных заболеваний [4-6]. Дисфункция ионных каналов может привести к нарушению нормального распространения формы волны возбуждения, что в конечном итоге приведет к аритмии. В частности, удлинение интервала QT увеличивает риск возникновения полиморфных желудочковых тахиаритмий, таких как torsades de pointes (TdP), и в конечном итоге может привести к фибрилляции желудочков или внезапной сердечной смерти.

Из атриовентрикулярного узла волна потенциала действия (ПД) распространяется в ткани желудочка через проводящие клетки пучка Гиса и волокон Пуркинье. Подобно предсердному потенциалу действия, деполяризация желудочковой мембраны и быстрое увеличение подъёма потенциала действия происходит вследствие быстрой активации потенциалзависимых натриевых каналов № + каналов (Nav), которые проводят большой входящий Ша. ПД желудочка достигает более положительного значения потенциала Ет (~ 20 мВ против 0 мВ), имеет более высокую скорость подъема (~ 372 В / с против 140 В / с) и имеет более длинную фазу плато, чем у предсердного ПД [7, 8]. Быстрая инактивация Nav-каналов и активация переходных выходящих Ку-каналов, которые проводят выходящий калиевый ток Йо (является суммой Ко, f и Ко, s), приводят к частичной реполяризации желудочкового мембранного потенциала, называемого фазой «надреза» у желудочкового ПД [9, 10].

Сау-каналы L-типа также активируются в ответ на деполяризацию мембранного потенциала, но время активации у него медленнее, чем у Nav-каналов (пик Cav-каналов держится в течение 20 мс по сравнению с Nav-каналами, у которых активация всего <1 мс). При активации входящие ICaL инициирует Са2 + -индуцированное высвобождение Са2+ из саркоплазматического ретикулума через рианодиновые рецепторы сердца и увеличивает концентрацию [Са2+] внутри клетки. Повышение [Са2+] внутри клетки вызывает сокращение, когда Са2+ связывается с миофиламентами желудочкового миоцита. [Са2 +] экструдируется аналогично как и в предсердиях через электрогенную NCX и Са2+ -АТФазу через плазмалемму и повторно осаждается в саркаплазмотическом ретикулуме через SERCA [11].

Калиевые каналы задержанного выпрямления активируются медленнее всего. Эти каналы активируются во время фазы плато, чтобы проводить выходящие калиевые токи 1К, преимущественно состоящие из 1Кг и Ж^, которые различаются по активационным характеристикам от времени и напряжения, региональным распределением в клетках и по чувствительности к блокаторам [12]. Во время фазы плато ПД остается деполяризованным и невосприимчивым в течение сотен миллисекунд из-за баланса между ионами с внутренней ICaL и с внешней 1К стороны мембраны. Длительность фазы плато важна для нормального распространения ПД. По мере того как Cav-каналы инактивируются во время фазы плато, внешний 1К начинает преобладать и происходит реполяризация. Выходящий калиевый ток внутреннего выпрямления 1К1 (Юг каналы) также способствует реполяризации. Кк каналы наиболее проницаемы при отрицательном значении мембранного потенциала и способствуют установлению потенциала покоя желудочковых миоцитов [13, 14].

13

На рисунке 1 показан желудочковый ПД человека с соответствующим переходным процессом Ca2+ (CaT) и основными ионными токами, которые формируют желудочковый ПД [8].

Рисунок 1. Потенциал действия. А. Потенциалы дейсвия в разных участках сердца. Б. Потенциалзависимые ионные токи, отвечающие за формирование потенциала действия

а имитирующий AP желудочка человека (черный) и CaT (синий). б Основные деполяризующие токи Na + (INa, красный) и Ca2 + (ICaL, синий) (вставка показывает различный временной ход активации и затухание тока), с основные токи реполяризации K + (Ito, фиолетовый; IKr, коричневый; IKs, черный и IK1, зеленый) и D) Na + / Ca2 + обмен (INCX, бирюзовый) и Na + / K + насос (INKA, черный) токи во время желудочкового ПД показаны [8].

Многие исследования сердечно-клеточной электрофизиологии проводятся на нечеловеческих видах, таких как мышь, крыса, морская свинка, кролик или собака. Видоспецифичные различия желудочкового ПД не ограничиваются ими, отличаются также ионным каналом или регуляторной экспрессией белка, реполяризацией ПД, механизмами аритмии. Эти различия также коррелируют с межвидовыми различиями в частоте сердечных сокращений (ЧСС). Маленькие животные, как правило, имеют высокую частоту сердечных сокращений ЧСС, такие как мыши или крысы (~ 600 или 400 ударов в минуту, соответственно); более крупные млекопитающие имеют более медленный ЧСС, такие как кролики или собаки (~ 200 или 100 ударов в минуту, соответственно). У людей намного более медленный ЧСС (около 60 ударов в минуту).

Эти глубокие различия необходимо учитывать при интерпретации данных различных видов животных. Различия в экспрессии реполяризующих K+ -каналов объясняют главным образом межвидовую неоднородность формы желудочкового ПД, но вариации в экспрессии Na + и Ca2 + -каналов и плотности тока также являются видоспецифичными. Атриовентрикулярные различия Желудочковые миоциты поддерживают более гиперполяризованный мембранный потенциал покоя (~ -85 мВ) по сравнению с предсердными миоцитами (—80 мВ), а фаза плато ПД желудочкового миоцита достигает более деполяризованного мембранного потенциала (~ 20 мВ) [15-17]. Фаза плато желудочкового ПД также более длинная, VMAX подъема ПД быстрее, и реполяризация проходит с большей скоростью, чем у предсердного ПД. Желудочковые миоциты также больше и имеют большее отношение поверхности к объему, чем предсердные миоциты из-за более высокой плотности Т-канальцев.

Гиперполяризованный мембранный потенциал покоя, вероятно, обусловлен большим значением IK1 и более высокой экспрессией мРНК Kir2.1 (кодируемой KCNJ2) в желудочковых миоцитах [18-22]. В предсердиях преобладающей IK1-проводящей а-субъединицей является Kir2.3 (кодируется KCNJ4) [16, 20]. IKur и IK, Ach и их соответствующие транскрипты, мРНК Kv1.5 и Kir3.1, почти отсутствуют в миоцитах желудочка человека; в то время как оба тока K + вносят значительный вклад в предсердный ПД [16, 19, 20, 23-26]. Тем не менее, мутация в KCNJ5 (кодирующая Kir3.4) была недавно связана с LQT13 в одной семье, и Вестерн-блот-анализ выявил присутствие Kir3.4 (и Kir3.1) в желудочковой ткани человека, что свидетельствует о том, что роль IK,ACh может быть недооценена в желудочках [27]. Кроме того, плотность IKr и IKs и экспрессия мРНК сходны в миоцитах предсердия и желудочка человека [ 16, 20]. Морфология ПД желудочкового человеческого миоцита имеет более длинную фазу плато из-за общей более низкой плотности K + -токов, активированных во время фазы надреза (то есть меньших Ito во время ранней реполяризации). Поскольку реполяризация желудочков происходит позже во время ПД, IKr восстанавливается после инактивации и способствует быстрой скорости реполяризации по сравнению с ПД предсердий.

а-субъединицей Na-канала, которая проводит INa как в предсердных, так и в желудочковых миоцитах, является Nav1,5 (кодируется SCN5A) [16, 20, 28]. Исследования с использованием иммуногистохимии у крыс показали, что Nav1.5 экспрессируется преимущественно на интеркалированных дисках, а также в боковых мембранах и Т-канальцах [29]. Важно отметить, что различия в чувствительности к лекарственным средствам и свойствах инактивации присутствуют между INa из любой камеры и могут

15

быть связаны с более высокой доступностью INa или, в меньшей степени, с более низкой экспрессией вспомогательной субъединицы ß1 в желудочках [20, 30]. ß1 сдвигает V1 инактивации Nav1,5 к более положительному мембранному потенциалу (Em) [31]. В результате это увеличивает вероятность того, что предсердные каналы Nav1.5 будут в неактивированном состоянии в состоянии покоя [30].

Функциональная ICaL присутствует в миоцитах предсердия и желудочка и проводится белком Cav1.2 (кодируется CACNA1C) [31]. У людей экспрессия мРНК Cav1.2 является самой высокой из Cav-каналов впредсердиях и желудочках [16, 20]. МРНКвторичного Cav-канала L-типа, Cav1.3, экспрессируется на более высоких уровнях в клетках предсердия по сравнению с желудочковыми клетками миоцитов человека, мышии кролика, хотя общая экспрессия Cav1.3 является низкой по сравнению с Cav1.2 [20, 3335]. Тем не менее, вклад Cav1.3 в ПД больше в САУ (SAN) и АВУ (AVN). В нормальных желудочковых миоцитах млекопитающих ICaT практически не обнаруживается, но ICaT присутствует в миоцитах предсердий собак, кошек, морских свинок и крыс [10, 20, 36]. Крометого, экспрессиямРНКа-субъединицы, проводящей ICaT, Cav3.1, оченьнизкаулюдей, однако экспрессия в желудочковых миоцитах ниже, чем в предсердных миоцитах [16]. Было обнаружено, что вспомогательная субъединица Cav-канала а252, которая модулирует как ICaL, так и ICaT, экспрессируется в миоцитах предсердия человека выше, чем в желудочковых миоцитах, что позволяет объяснить специфические для камеры функциональные свойства этих токов [16, 37]. Полуканалы с щелевыми контактами обеспечивают прямую электрическую и метаболическую связь между соседними миоцитами сердца [38]. В то время, как и Cx40 (кодируемый GJA5), и Cx43 (кодируемый GJA1) белок и мРНК высоко экспрессируются в предсердных миоцитах, Cx43 является преобладающим желудочковым коннексином [16, 39-41]. Экспрессия Cx40 намного сильнее в тканях предсердия и желудочка у людей, собак, кроликов, морских свинок и мышей [16, 20, 34, 42, 43]. Кроме того, у людей мРНК Cx45 экспрессировалась на низких уровнях по сравнению с Cx40 и Cx43 в предсердиях и желудочках соответственно [20]. Важность Cx43 для желудочковой проводимости наблюдалась в нескольких исследованиях, которые включали гетерозиготные или гомозиготные нокауты Cx43 у мышей. Оба исследования сообщили о минимальных эффектах в предсердиях; в то время как желудочковая проводимость была серьезно нарушена, что подчеркивает преобладающую роль Cx43 в желудочках [20, 44]. Каналы SK независят от потенциала и, как было установлено, проводят апамин-чувствительный К+ ток преимущественно в нормальных миоцитах предсердий человека и мыши по сравнению с миоцитами желудочков [45]. В частности, экспрессия мРНК SK2 (KCNN2)

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Фролова Шейда Рауф кызы, 2019 год

Снисок литературы

1. Daniel C. Bartos, Eleonora Grandi, and Crystal M. Ion Channels in the Heart. Ripplinger.Compr Physiol. 2015 July 1; 5(3): 1423-1464. doi:10.1002/cphy.c140069.

2. Pond A. L. et al. Expression of Distinct ERG Proteins in Rat, Mouse, and Human Heart RELATION TO FUNCTIONAL I Kr CHANNELS //Journal of Biological Chemistry. -2000. - T. 275. - №. 8. - C. 5997-6006.

3. Bruno Di Stefano, Jose Luis Sardina, Chris van Oevelen, Samuel Collombet, Eric M. Kallin, Guillermo P. Vicent, Jun Lu, Denis Thieffry, Miguel Beato&Thomas Graf. C/EBPa poises B cells for rapid reprogramming into induced pluripotent stem cells. 2013

4. Saenen JB, Vrints CJ. Molecular aspects of the congenital and acquired Long QT Syndrome: clinical implications. J Mol Cell Cardiol. 2008; 44:633-646. [PubMed: 18336833],

5. Schwartz PJ, Crotti L, Insolia R. Long-QT syndrome: from genetics to management. Circ Arrhythm Electrophysiol. 2012; 5:868-877. [PubMed: 22895603],

6. Tomaselli GF, Beuckelmann DJ, Calkins HG, Berger RD, Kessler PD, Lawrence JH, Kass D, Feldman AM, Marban E. Sudden cardiac death in heart failure. The role of abnormal repolarization. Circulation. 1994; 90:2534-2539. [PubMed: 7955213

7. Grandi E, Pandit SV, Voigt N, Workman AJ, Dobrev D, Jalife J, Bers DM. Human atrial action potential and Ca2+ model: sinus rhythm and chronic atrial fibrillation. Circ Res. 2011; 109:1055-1066. [PubMed: 21921263],

8. Grandi E, Pasqualini FS, Bers DM. A novel computational model of the human ventricular action potential and Ca transient. J Mol Cell Cardiol. 2010; 48:112-121. [PubMed: 19835882] 194

9. Bassani RA. Transient outward potassium current and Ca2+ homeostasis in the heart: beyond the action potential. Brazilian journal of medical and biological research = Revista brasileira de pesquisas medicas e biologicas / Sociedade Brasileira de Biofisica [et al]. 2006; 39:393403.,

10. Nerbonne JM, Kass RS. Molecular physiology of cardiac repolarization. Physiological reviews. 2005; 85:1205-1253. [PubMed: 16183911] 351).

11. Bers DM. Cardiac excitation-contraction coupling. Nature. 2002; 415:198-205. [PubMed: 11805843]

12. Mitcheson JS, Sanguinetti MC. Biophysical properties and molecular basis of cardiac rapid and slow delayed rectifier potassium channels. Cellular physiology and biochemistry : international journal of experimental cellular physiology, biochemistry, and pharmacology. 1999; 9:201-216

13. Lopatin AN, Nichols CG. Inward rectifiers in the heart: an update on I(K1). J Mol Cell Cardiol. 2001; 33:625-638. [PubMed: 11273717],

14. Nichols CG and Lopatin AN. Inward rectifier potassium channels. Annual review of physiology. 1997; 59:171-191.).

15. Robinson R. B. et al. Electrical restitution process in dispersed canine cardiac Purkinje and ventricular cells //American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. -1987. - T. 253. - №. 5. - C. H1018-H1025.

16. Schram G, Pourrier M, Melnyk P, Nattel S. Differential distribution of cardiac ion channel expression as a basis for regional specialization in electrical function. Circ Res. 2002; 90:939-950. [PubMed: 12016259],

17. Wang ZG, Pelletier LC, Talajic M, Nattel S. Effects of flecainide and quinidine on human atrial action potentials. Role of rate-dependence and comparison with guinea pig, rabbit, and dog tissues. Circulation. 1990; 82:274-283. [PubMed: 2114235]).

18. Dhamoon AS, Pandit SV, Sarmast F, Parisian KR, Guha P, Li Y, Bagwe S, Taffet SM, Anumonwo JM. Unique Kir2.x properties determine regional and species differences in the cardiac inward rectifier K+ current. Circ Res. 2004; 94:1332-1339. [PubMed: 15087421],

19. Ellinghaus P, Scheubel RJ, Dobrev D, Ravens U, Holtz J, Huetter J, Nielsch U, Morawietz H. Comparing the global mRNA expression profile of human atrial and ventricular myocardium with high-density oligonucleotide arrays. The Journal of thoracic and cardiovascular surgery. 2005; 129:1383-1390. [PubMed: 15942582],

20. Gaborit N, Le Bouter S, Szuts V, Varro A, Escande D, Nattel S, Demolombe S. Regional and tissue specific transcript signatures of ion channel genes in the non-diseased human heart. J Physiol. 2007; 582:675-693. [PubMed: 17478540],

21. Giles WR, Imaizumi Y. Comparison of potassium currents in rabbit atrial and ventricular cells. J Physiol. 1988; 405:123-145. [PubMed: 2855639],

22. Wang Z, Yue L, White M, Pelletier G, Nattel S. Differential distribution of inward rectifier potassium channel transcripts in human atrium versus ventricle. Circulation. 1998; 98:24222428. [PubMed: 9832487]).

23. DePaoli AM, Bell GI, Stoffel M. G protein-activated inwardly rectifying potassium channel (GIRK1/KGA) mRNA in adult rat heart and brain by in situ hybridization histochemistry. Molecular and cellular neurosciences. 1994; 5:515-522. [PubMed: 7704424],

24. Dobrzynski H, Marples DD, Musa H, Yamanushi TT, Henderson Z, Takagishi Y, Honjo H, Kodama I, Boyett MR. Distribution of the muscarinic K+ channel proteins Kir3.1 and Kir3.4 in the ventricle, atrium, and sinoatrial node of heart. The journal of histochemistry and cytochemistry : official journal of the Histochemistry Society. 2001; 49:1221-1234. [PubMed: 11561006],

25. Wang Z, Fermini B, Nattel S. Sustained depolarization-induced outward current in human atrial myocytes. Evidence for a novel delayed rectifier K+ current similar to Kv1.5 cloned channel currents. Circ Res. 1993; 73:1061-1076. [PubMed: 8222078], \

114

26. Yue L. et al. Molecular evidence for a role of Shaw (Kv3) potassium channel subunits in potassium currents of dog atrium //The Journal of physiology. - 2000. - T. 527. - №. 3. - C. 467-478.

27. Yang Y, Liang B, Liu J, Li J, Grunnet M, Olesen SP, Rasmussen HB, Ellinor PT, Gao L, Lin X, Li L, Wang L, Xiao J, Liu Y, Zhang S, Liang D, Peng L, Jespersen T, Chen YH. Identification of a Kir3.4 mutation in congenital long QT syndrome. American journal of human genetics. 2010; 86:872-880. [PubMed: 20560207]).urrents of dog atrium. J Physiol. 2000; 527(Pt 3):467-478. [PubMed: 10990534]).

28. Wang Q, Li Z, Shen J, Keating MT. Genomic organization of the human SCN5A gene encoding the cardiac sodium channel. Genomics. 1996; 34:9-16. [PubMed: 8661019]).

29. Rook MB, Evers MM, Vos MA, Bierhuizen MF. Biology of cardiac sodium channel Nav1.5 expression. Cardiovasc Res. 2012; 93:12-23. [PubMed: 21937582])

30. Burashnikov A, Di Diego JM, Zygmunt AC, Belardinelli L, Antzelevitch C. Atrial-selective sodium channel block as a strategy for suppression of atrial fibrillation. Annals of the New York Academy of Sciences. 2008; 1123:105-112. [PubMed: 18375582],

31. Dhar Malhotra J, Chen C, Rivolta I, Abriel H, Malhotra R, Mattei LN, Brosius FC, Kass RS, Isom LL. Characterization of sodium channel alpha- and beta-subunits in rat and mouse cardiac myocytes. Circulation. 2001; 103:1303-1310. [PubMed: 11238277])

32. Soldatov NM. Genomic structure of human L-type Ca2+ channel. Genomics. 1994; 22:7787. [PubMed: 7959794]).

33. Mangoni ME, Couette B, Bourinet E, Platzer J, Reimer D, Striessnig J, Nargeot J. Functional role of L-type Cav1.3 Ca2+ channels in cardiac pacemaker activity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2003; 100:5543-5548. [PubMed: 12700358]

34. Marionneau C, Couette B, Liu J, Li H, Mangoni ME, Nargeot J, Lei M, Escande D, Demolombe S. Specific pattern of ionic channel gene expression associated with pacemaker activity in the mouse heart. J Physiol. 2005; 562:223-234. [PubMed: 15498808],

35. Qu Y, Baroudi G, Yue Y, El-Sherif N, Boutjdir M. Localization and modulation of {alpha}1D (Cav1.3) L-type Ca channel by protein kinase A. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2005; 288:H2123-H2130. [PubMed: 15615842])

36. Li GR, Nattel S. Properties of human atrial ICa at physiological temperatures and relevance to action potential. Am J Physiol. 1997; 272:H227-H235. [PubMed: 9038942],

37. Gao B, Sekido Y, Maximov A, Saad M, Forgacs E, Latif F, Wei MH, Lerman M, Lee JH, Perez-Reyes E, Bezprozvanny I, Minna JD. Functional properties of a new voltage-

dependent calcium channel alpha(2)delta auxiliary subunit gene (CACNA2D2). J Biol Chem. 2000; 275:12237-12242. [PubMed: 10766861])

38. Beyer E. C., Paul D. L., Goodenough D. A. Connexin family of gap junction proteins //Journal of Membrane Biology. - 1990. - T. 116. - №. 3. - C. 187-194.

39. Kanter HL, Laing JG, Beau SL, Beyer EC, Saffitz JE. Distinct patterns of connexin expression in canine Purkinje fibers and ventricular muscle. Circ Res. 1993; 72:1124-1131. [PubMed: 8386597]

40. Thomas SA, Schuessler RB, Berul CI, Beardslee MA, Beyer EC, Mendelsohn ME, Saffitz JE. Disparate effects of deficient expression of connexin43 on atrial and ventricular conduction: evidence for chamber-specific molecular determinants of conduction. Circulation. 1998; 97:686-691. [PubMed: 9495305],

41. Vozzi C, Dupont E, Coppen SR, Yeh HI, Severs NJ. Chamber-related differences in connexin expression in the human heart. J Mol Cell Cardiol. 1999; 31:991-1003. [PubMed: 10336839])

42. Verheule S, van Kempen MJ, te Welscher PH, Kwak BR, Jongsma HJ. Characterization of gap junction channels in adult rabbit atrial and ventricular myocardium. Circ Res. 1997; 80:673-681. [PubMed: 9130448],

43. Volders PG, Stengl M, van Opstal JM, Gerlach U, Spatjens RL, Beekman JD, Sipido KR, Vos MA. Probing the contribution of IKs to canine ventricular repolarization: key role for beta-adrenergic receptor stimulation. Circulation. 2003; 107:2753-2760. [PubMed: 12756150])

44. Vaidya D, Tamaddon HS, Lo CW, Taffet SM, Delmar M, Morley GE, Jalife J. Null mutation of connexin43 causes slow propagation of ventricular activation in the late stages of mouse embryonic development. Circ Res. 2001; 88:1196-1202. [PubMed: 11397787]

45. Xu Y, Tuteja D, Zhang Z, Xu D, Zhang Y, Rodriguez J, Nie L, Tuxson HR, Young JN, Glatter KA, Vazquez AE, Yamoah EN, Chiamvimonvat N. Molecular identification and functional roles of a Ca(2+)-activated K+ channel in human and mouse hearts. The Journal of biological chemistry. 2003; 278:49085-49094. [PubMed: 13679367]

46. Tuteja D, Xu D, Timofeyev V, Lu L, Sharma D, Zhang Z, Xu Y, Nie L, Vazquez AE, Young JN, Glatter KA, Chiamvimonvat N. Differential expression of small-conductance Ca2+-activated K+ channels SK1, SK2, and SK3 in mouse atrial and ventricular myocytes. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2005; 289:H2714-H2723. [PubMed: 16055520]

47. Chua SK, Chang PC, Maruyama M, Turker I, Shinohara T, Shen MJ, Chen Z, Shen C, Rubart-von der Lohe M, Lopshire JC, Ogawa M, Weiss JN, Lin SF, Ai T, Chen PS. Small-

conductance calcium-activated potassium channel and recurrent ventricular fibrillation in failing rabbit ventricles. Circulation research. 2011; 108:971-979. [PubMed: 21350217]

48. Mahida S. Expanding role of SK channels in cardiac electrophysiology //Heart Rhythm. -2014. - T. 11. - №. 7. - C. 1233-1238.

49. Nagy N, Szuts V, Horvath Z, Seprenyi G, Farkas AS, Acsai K, Prorok J, Bitay M, Kun A, Pataricza J, Papp JG, Nanasi PP, Varro A, Toth A. Does small-conductance calcium-activated potassium channel contribute to cardiac repolarization? J Mol Cell Cardiol. 2009; 47:656-663. [PubMed: 19632238])

50. Aiba T, Tomaselli GF. Electrical remodeling in the failing heart. Curr Opin Cardiol. 2010; 25:29-36. [PubMed: 19907317]

51. Chang PC, Turker I, Lopshire JC, Masroor S, Nguyen BL, Tao W, Rubart M, Chen PS, Chen Z, Ai T. Heterogeneous upregulation of apamin-sensitive potassium currents in failing human ventricles. J Am Heart Assoc. 2013; 2:e004713. [PubMed: 23525437]

52. Gui L, Bao Z, Jia Y, Qin X, Cheng ZJ, Zhu J, Chen QH. Ventricular tachyarrhythmias in rats with acute myocardial infarction involves activation of small-conductance Ca2+-activated K+ channels. American journal of physiology Heart and circulatory physiology. 2013; 304:H118-H130. [PubMed: 23086994]

53. Hsieh YC, Chang PC, Hsueh CH, Lee YS, Shen C, Weiss JN, Chen Z, Ai T, Lin SF, Chen PS. Apamin-sensitive potassium current modulates action potential duration restitution and arrhythmogenesis of failing rabbit ventricles. Circulation Arrhythmia and electrophysiology. 2013; 6:410-418. [PubMed: 23420832]

54. Szabo G, Christoffels VM, Coronel R, Moorman AF. Developmental basis for electrophysiological heterogeneity in the ventricular and outflow tract myocardium as a substrate for life-threatening ventricular arrhythmias. Circ Res. 2009; 104:19-31. [PubMed: 19118284]

55. Wilders R, Kumar R, Joyner RW, Jongsma HJ, Verheijck EE, Golod D, van Ginneken AC, Goolsby WN. Action potential conduction between a ventricular cell model and an isolated ventricular cell. Biophys J. 1996; 70:281-295. [PubMed: 8770204]

56. Antzelevitch C, Sicouri S, Litovsky SH, Lukas A, Krishnan SC, Di Diego JM, Gintant GA, Liu DW. Heterogeneity within the ventricular wall. Electrophysiology and pharmacology of epicardial, endocardial, and M cells. Circ Res. 1991; 69:1427-1449. [PubMed: 1659499]

57. Yan GX, Shimizu W, Antzelevitch C. Characteristics and distribution of M cells in arterially perfused canine left ventricular wedge preparations. Circulation. 1998; 98:1921-1927. [PubMed: 9799214]

58. Janse M. J. et al. CLINICAL PERSPECTIVE //Circulation. - 2005. - T. 112. - №. 12. - C. 1711-1718.

59. Yan GX, Antzelevitch C. Cellular basis for the normal T wave and the electrocardiographic manifestations of the long-QT syndrome. Circulation. 1998; 98:1928-1936. [PubMed: 9799215]

60. Antzelevitch C. Role of spatial dispersion of repolarization in inherited and acquired sudden cardiac death syndromes. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2007; 293:H2024-H2038. [PubMed: 17586620]

61. Antzelevitch C. Drug-induced spatial dispersion of repolarization. Cardiology journal. 2008; 15:100-121. [PubMed: 18651395]

62. Antzelevitch C. The M Cell. Journal of cardiovascular pharmacology and therapeutics. 1997; 2:73-76. [PubMed: 10684444],

63. Clark RB, Bouchard RA, Salinas-Stefanon E, Sanchez-Chapula J, Giles WR. Heterogeneity of action potential waveforms and potassium currents in rat ventricle. Cardiovasc Res. 1993; 27:1795-1799. [PubMed: 8275526]

64. Fedida D, Giles WR. Regional variations in action potentials and transient outward current in myocytes isolated from rabbit left ventricle. J Physiol. 1991; 442:191-209. [PubMed: 1665856]

65. Furukawa T, Myerburg RJ, Furukawa N, Bassett AL, Kimura S. Differences in transient outward currents of feline endocardial and epicardial myocytes. Circ Res. 1990; 67:12871291. [PubMed: 2225360]

66. Litovsky SH, Antzelevitch C. Transient outward current prominent in canine ventricular epicardium but not endocardium. Circ Res. 1988; 62:116-126. [PubMed: 2826039]

67. Liu DW, Gintant GA, Antzelevitch C. Ionic bases for electrophysiological distinctions among epicardial, midmyocardial, and endocardial myocytes from the free wall of the canine left ventricle. Circ Res. 1993; 72:671-687. [PubMed: 8431990]

68. Nabauer M, Beuckelmann DJ, Uberfuhr P, Steinbeck G. Regional differences in current density and rate-dependent properties of the transient outward current in subepicardial and subendocardial myocytes of human left ventricle. Circulation. 1996; 93:168-177. [PubMed: 8616924]

69. Wettwer E, Amos GJ, Posival H, Ravens U. Transient outward current in human ventricular myocytes of subepicardial and subendocardial origin. Circ Res. 1994; 75:473-482. [PubMed: 8062421])

70. Rosati B. et al. Regulation of KChIP2 potassium channel P subunit gene expression underlies the gradient of transient outward current in canine and human ventricle //The Journal of physiology. - 2001. - T. 533. - №. 1. - C. 119-125.

71. Dixon AK, Gubitz AK, Ashford ML, Richardson PJ, Freeman TC. Distribution of mRNA encoding the inwardly rectifying K+ channel, BIR1 in rat tissues. FEBS letters. 1995; 374:135-140. [PubMed: 7589501]

72. Dixon JE, Shi W, Wang HS, McDonald C, Yu H, Wymore RS, Cohen IS, McKinnon D. Role of the Kv4.3 K+ channel in ventricular muscle. A molecular correlate for the transient outward current. Circ Res. 1996; 79:659-668. [PubMed: 8831489

73. Zhu XR, Wulf A, Schwarz M, Isbrandt D, Pongs O. Characterization of human Kv4.2 mediating a rapidly-inactivating transient voltage-sensitive K+ current. Receptors & channels. 1999; 6:387-400. [PubMed: 10551270]

74. Liu DW, Antzelevitch C. Characteristics of the delayed rectifier current (IKr and IKs) in canine ventricular epicardial, midmyocardial, and endocardial myocytes. A weaker IKs contributes to the longer action potential of the M cell. Circ Res. 1995; 76:351-365. [PubMed: 7859382]

75. Barhanin J, Lesage F, Guillemare E, Fink M, Lazdunski M, Romey G. K(V)LQT1 and lsK (minK) proteins associate to form the I(Ks) cardiac potassium current. Nature. 1996; 384:7880. [PubMed: 8900282]

76. Sanguinetti MC, Curran ME, Zou A, Shen J, Spector PS, Atkinson DL, Keating MT. Coassembly of K(V)LQT1 and minK (IsK) proteins to form cardiac I(Ks) potassium channel. Nature. 1996; 384:80-83. [PubMed: 8900283]

77. Pereon Y, Demolombe S, Baro I, Drouin E, Charpentier F, Escande D. Differential expression of KvLQT1 isoforms across the human ventricular wall. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2000; 278:H1908-H1915. [PubMed: 10843888],

78. Lee HC, Rudy Y, Po-Yuan P, Sheu SH, Chang JG, Cui J. Modulation of KCNQ1 alternative splicing regulates cardiac IKs and action potential repolarization. Heart Rhythm. 2013; 10:1220-1228. [PubMed: 23608591])

79. Burashnikov A, Antzelevitch C. Prominent I(Ks) in epicardium and endocardium contributes to development of transmural dispersion of repolarization but protects against development of early afterdepolarizations. J Cardiovasc Electrophysiol. 2002; 13:172-177. [PubMed: 11900293

80. Szabo G, Szentandrassy N, Biro T, Toth BI, Czifra G, Magyar J, Banyasz T, Varro A, Kovacs L, Nanasi PP. Asymmetrical distribution of ion channels in canine and human left-

ventricular wall: epicardium versus midmyocardium. Pflugers Arch. 2005; 450:307-316. [PubMed: 15952036]).

81. Rosati B., Grau F., McKinnon D. Regional variation in mRNA transcript abundance within the ventricular wall //Journal of molecular and cellular cardiology. - 2006. - T. 40. - №. 2. -C. 295-302.

82. Zygmunt AC, Goodrow RJ, Antzelevitch C. I(NaCa) contributes to electrical heterogeneity within the canine ventricle. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2000; 278:H1671-H1678. [PubMed: 10775148]).

83. Banyasz T, Fulop L, Magyar J, Szentandrassy N, Varro A, Nanasi PP. Endocardial versus epicardial differences in L-type calcium current in canine ventricular myocytes studied by action potential voltage clamp. Cardiovascular research. 2003; 58:66-75. [PubMed: 12667947],

84. Cordeiro JM, Greene L, Heilmann C, Antzelevitch D, Antzelevitch C. Transmural heterogeneity of calcium activity and mechanical function in the canine left ventricle. American journal of physiology Heart and circulatory physiology. 2004; 286:H1471-H1479. [PubMed: 14670817]

85. Wang HS, Cohen IS. Calcium channel heterogeneity in canine left ventricular myocytes. The Journal of physiology. 2003; 547:825-833. [PubMed: 12562927]).

86. Fulop L, Banyasz T, Magyar J, Szentandrassy N, Varro A, Nanasi PP. Reopening of L-type calcium channels in human ventricular myocytes during applied epicardial action potentials. Acta physiologica Scandinavica. 2004; 180:39-47. [PubMed: 14706111],

87. Gorza L, Schiaffino S, Volpe P. Inositol 1,4,5-trisphosphate receptor in heart: evidence for its concentration in Purkinje myocytes of the conduction system. The Journal of cell biology. 1993; 121:345-353. [PubMed: 8385671],

88. Li X, Zima AV, Sheikh F, Blatter LA, Chen J. Endothelin-1-induced arrhythmogenic Ca2+ signaling is abolished in atrial myocytes of inositol-1,4,5-trisphosphate(IP3)-receptor type 2-deficient mice. Circ Res. 2005; 96:1274-1281. [PubMed: 15933266],

89. Prestle J, Dieterich S, Preuss M, Bieligk U, Hasenfuss G. Heterogeneous transmural gene expression of calcium-handling proteins and natriuretic peptides in the failing human heart. Cardiovasc Res. 1999; 43:323-331. [PubMed: 10536662],

90. Xiong W, Tian Y, DiSilvestre D, Tomaselli GF. Transmural heterogeneity of Na+-Ca2+ exchange: evidence for differential expression in normal and failing hearts. Circ Res. 2005; 97:207-209. [PubMed: 16002750]).

91. Poelzing S, Akar FG, Baron E, Rosenbaum DS. Heterogeneous connexin43 expression produces electrophysiological heterogeneities across ventricular wall. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2004; 286:H2001-H2009. [PubMed: 14704225],

92. Yamada K. A. et al. Transmural distribution of connexins in rodent hearts //Journal of cardiovascular electrophysiology. - 2004. - T. 15. - №. 6. - C. 710-715.

93. Li GR, Feng J, Yue L, Carrier M. Transmural heterogeneity of action potentials and Ito1 in myocytes isolated from the human right ventricle. Am J Physiol. 1998; 275:H369-H377. [PubMed: 9683422],

94. Di Diego JM, Sun ZQ, Antzelevitch C. I(to) and action potential notch are smaller in left vs. right canine ventricular epicardium. Am J Physiol. 1996; 271:H548-H561. [PubMed: 8770096],,

95. Volders PG, Sipido KR, Carmeliet E, Spatjens RL, Wellens HJ, Vos MA. Repolarizing K+ currents ITO1 and IKs are larger in right than left canine ventricular midmyocardium. Circulation. 1999; 99:206-210. [PubMed: 9892584]).

96. Ramakers C, Stengl M, Spatjens RL, Moorman AF, Vos MA. Molecular and electrical characterization of the canine cardiac ventricular septum. J Mol Cell Cardiol. 2005; 38:153161. [PubMed: 15623432]

97. Kaab S, Dixon J, Duc J, Ashen D, Nabauer M, Beuckelmann DJ, Steinbeck G, McKinnon D, Tomaselli GF. Molecular basis of transient outward potassium current downregulation in human heart failure: a decrease in Kv4.3 mRNA correlates with a reduction in current density. Circulation. 1998; 98:1383-1393. [PubMed: 9760292,

98. Wickenden AD, Jegla TJ, Kaprielian R, Backx PH. Regional contributions of Kv1.4, Kv4.2, and Kv4.3 to transient outward K+ current in rat ventricle. Am J Physiol. 1999; 276:H1599-H1607. [PubMed: 10330244]).

99. Ramakers C, Vos MA, Doevendans PA, Schoenmakers M, Wu YS, Scicchitano S, Iodice A, Thomas GP, Antzelevitch C, Dumaine R. Coordinated down-regulation of KCNQ1 and KCNE1 expression contributes to reduction of I(Ks) in canine hypertrophied hearts. Cardiovasc Res. 2003; 57:486-496. [PubMed: 12566121]).

100. van Rijen HV, Eckardt D, Degen J, Theis M, Ott T, Willecke K, Jongsma HJ, Opthof T, de Bakker JM. Slow conduction and enhanced anisotropy increase the propensity for ventricular tachyarrhythmias in adult mice with induced deletion of connexin43. Circulation. 2004; 109:1048-1055. [PubMed: 14967725]

101. van Veen TA, Stein M, Royer A, Le Quang K, Charpentier F, Colledge WH, Huang CL, Wilders R, Grace AA, Escande D, de Bakker JM, van Rijen HV. Impaired impulse propagation in Scn5a-knockout mice: combined contribution of excitability, connexin

121

expression, and tissue architecture in relation to aging. Circulation. 2005; 112:1927-1935. [PubMed: 16172272]

102. Furushima H. et al. Comparison of conduction delay in the right ventricular outflow tract between Brugada syndrome and right ventricular cardiomyopathy: investigation of signal average ECG in the precordial leads //Europace. - 2007. - T. 9. - №. 10. - C. 951-956.

103. Morita H, Fukushima-Kusano K, Nagase S, Takenaka-Morita S, Nishii N, Kakishita M, Nakamura K, Emori T, Matsubara H, Ohe T. Site-specific arrhythmogenesis in patients with Brugada syndrome. J Cardiovasc Electrophysiol. 2003; 14:373-379. [PubMed: 12741708]

104. Antzelevitch C, Brugada P, Brugada J, Brugada R. Brugada syndrome: from cell to bedside. Current problems in cardiology. 2005; 30:9-54. [PubMed: 15627121],

105. Chen Q, Kirsch GE, Zhang D, Brugada R, Brugada J, Brugada P, Potenza D, Moya A, Borggrefe M, Breithardt G, Ortiz-Lopez R, Wang Z, Antzelevitch C, O'Brien RE, SchulzeBahr E, Keating MT, Towbin JA, Wang Q. Genetic basis and molecular mechanism for idiopathic ventricular fibrillation. Nature. 1998; 392:293-296. [PubMed: 9521325])

106. Kurita T, Shimizu W, Inagaki M, Suyama K, Taguchi A, Satomi K, Aihara N, Kamakura S, Kobayashi J, Kosakai Y. The electrophysiologic mechanism of ST-segment elevation in Brugada syndrome. J Am Coll Cardiol. 2002; 40:330-334. [PubMed: 12106940],

107. Shah M, Akar FG, Tomaselli GF. Molecular basis of arrhythmias. Circulation. 2005; 112:2517-2529. [PubMed: 16230503]).

108. Areles Molleman Patch Clamping An Introductory Guide to Patch Clamp Electrphysiology.2002

109. Vandeputte, J., Wachtel, J. L., and Stiller, E. T. (1956) Amphotericins A and B, antifungal antibiotics produced by streptomyces. II. The isolation and properties of the crystalline amphotericins, in Antibiotics Annual, 1955-1956.Medical Encyclopedia, Inc., New York, pp. 587-591

110. Lampen, J. O. (1966) Interference of polyenic antifungal antibiotics (especially nystatin and filipin) with specific membrane function, in Biochemical Studies of Antimicrobial Drugs (Newton, B. A. and Reynolds, P. E., eds.), The Society for General Microbiology, Cambridge, MA, p. 111

111. Cass, A., Finkelstein, A., and Krespi, V. (1970) The ion permeability induced in thin lipid membranes by the polyene antibiotics nystatin and amphotericin B. J. Gen. Physiol. 56, 100-124

112. Horn, R. and Marty, A. (1988) Muscarinic activation of ionic currents measured by a new whole-cell recording method. J. Gen. Physiol. 92, 145-159

113. Rae J. et al. Low access resistance perforated patch recordings using amphotericin B //Journal of neuroscience methods. - 1991. - T. 37. - №. 1. - C. 15-26.

114. Catterall, W. A. (1986). Voltage dependent gating of sodium channels: Correlating structure and function. Trends in Neurosciences, 9, 7-10

115. Marty, A. and Finkelstein, A. (1975) Pores formed in lipid bilayer membranes by nystatin. J. Gen. Physiol. 65, 515-526.

116. Yu, F. H., & Catterall, W. A. (2004). The VGL-chanome: A protein superfamily specialized for electrical signaling and ionic homeostasis. Science's STKE, 2004, re15.].

117. Mannikko", R., Elinder, F., & Larsson, H. P. (2002). Voltagesensing mechanism is conserved among ion channels gated by opposite voltages. Nature, 419, 837-841

118. Sasaki, M., Takagi, M., & Okamura, Y. (2006). A voltage sensor-domain protein is a voltage-gated proton channel. Science, 312, 589-592

119. Ramsey, I. S., Moran, M. M., Chong, J. A., & Clapham, D. E. (2006). A voltage-gated proton-selective channel lacking the pore domain. Nature, 440, 1213-1216.]

120. Tombola, F., Ulbrich, M. H., & Isacoff, E. Y. (2008). The voltage-gated proton channel Hv1 has two pores, each controlled by one voltage sensor. Neuron, 58, 546-556.

121. Lee, S. Y., Letts, J. A., & Mackinnon, R. (2008). Dimeric subunit stoichiometry of the human voltage-dependent proton channel Hv1. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 105, 7692-7695.

122. Koch, H. P., Kurokawa, T., Okochi, Y., Sasaki, M., Okamura, Y., & Larsson, H. P. (2008). Multimeric nature of voltagegated proton channels. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 105, 9111- 9116.].

123. Seoh, S., Sigg, D., Papazian, D., & Bezanilla, F. (1996). Voltage sensing residues in the S2 and S4 segments of the Shaker Kv channel. Neuron, 16, 1159-1167.

124. Aggarwal, S., &MacKinnon, R. (1996). Contribution of the S4 segment to gating charge in the Shaker Kv channel. Neuron, 16, 1169-1177

125. Long, S. B., Tao, X., Campbell, E. B., & MacKinnon, R. (2007). Atomic structure of a voltage-dependent Kv channel in a lipid membrane-like environment. Nature, 450, 376-382., 40,

126. Jogini, V., & Roux, B. (2007). Dynamics of the Kv1.2 voltagegated Kv channel in a membrane environment. Biophysical Journal, 93, 3070-3082.

127. Schmidt, D., Jiang, Q. X., & MacKinnon, R. (2006). Phospholipids and the origin of cationic gating charges in voltage sensors. Nature, 444, 775-779

128. Keynes, R. D., & Elinder, F. (1999). The screw-helical voltage gating of ion channels. Proceedings of the Royal Society B - Biological Sciences, 266, 843-852.

123

129. Starace D. M., Bezanilla F. Histidine scanning mutagenesis of basic residues of the S4 segment of the Shaker K+ channel //The Journal of general physiology. - 2001. - T. 117. -№. 5. - C. 469-490.

130. Catterall, W. A., Cestele, S., Yarov-Yarovoy, V., Yu, F. H., Konoki, K., & Scheuer, T. (2007). Voltage-gated ion channels and gating modifier toxins. Toxicon, 49, 124-141.].

131. Wang, S. Y., & Wang, G. K. (1998). Point mutations in segment I-S6 render voltage-gated Nav channels resistant to batrachotoxin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 95, 2653-2658

132. Xiao, Y., Tang, J., Hu, W., Xie, J., Maertens, C., Tytgat, J., et al. (2005). Jingzhaotoxin-I, a novel spider neurotoxin preferentially inhibiting cardiac sodium channel inactivation. Journal of Biological Chemistry, 280, 12069-12076.]

133. Rogers, J. C., Qu, Y., Tanada, T. N., Scheuer, T., & Catterall, W. A. (1996). Molecular determinants of high affinity binding of alpha-scorpion toxin and sea anemone toxin in the S3-S4 extracellular loop in domain IV of the Nav channel alpha subunit. Journal of Biological Chemistry, 271, 15950-15962

134. Cha, A., Ruben, P. C., George, A. L., Jr., Fujimoto, E., & Bezanilla, F. (1999). Voltage sensors in domains III and IV, but not I and II, are immobilized by Na? channel fast inactivation. Neuron, 22, 73-87.

135. O'Leary, M. E., Chen, L. Q., Kallen, R. G., & Horn, R. (1995). A molecular link between activation and inactivation of sodium channels. Journal of General Physiology, 106, 641-658. 138. Keynes, R. D. (1994). The kinetics of voltage-gated ion channels. Quarterly Reviews of Biophysics, 27, 339-434.].

136. Cestele, S., Qu, Y., Rogers, J. C., Rochat, H., Scheuer, T., & Catterall, W. A. (1998). Voltage sensor-trapping: Enhanced activation of sodium channels by beta-scorpion toxin bound to the S3-S4 loop in domain II. Neuron, 21, 919-931

137. Cestele, S., Yarov-Yarovoy, V., Qu, Y., Sampieri, F., Scheuer, T., & Catterall, W. A. (2006). Structure and function of the voltage sensor of sodium channels probed by a beta-scorpion toxin. Journal of Biological Chemistry, 281, 21332-21344

138. Corzo, G., Gilles, N., Satake, H., Villegas, E., Dai, L., Nakajima, T., et al. (2003). Distinct primary structures of the major peptide toxins from the venom of the spider Macrothele gigas that bind to sites 3 and 4 in the sodium channel. FEBS Letters, 547, 43-50

139. Lee, H. C., Wang, J. M., & Swartz, K. J. (2003). Interaction between extracellular Hanatoxin and the resting conformation of the voltage-sensor paddle in Kv channels. Neuron, 40, 527-536

140. Swartz K. J. Tarantula toxins interacting with voltage sensors in potassium channels //Toxicon. - 2007. - T. 49. - №. 2. - C. 213-230.

141. Alabi, A. A., Bahamonde, M. I., Jung, H. J., Kim, J. I., & Swartz, K. J. (2007). Portability of paddle motif function and pharmacology in voltage sensors. Nature, 450, 370375

142. Li-Smerin, Y., & Swartz, K. J. (1998). Gating modifier toxins reveal a conserved structural motif in voltage-gated Ca2? and K? channels. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 95, 8585-8589.

143. Elinder, F., Arhem, P., & Larsson, H. P. (2001). Localization of the extracellular end of the voltage sensor S4 in a potassium channel. Biophysical Journal, 80, 1802-180

144. Schmidt, D., Jiang, Q. X., & MacKinnon, R. (2006). Phospholipids and the origin of cationic gating charges in voltage sensors. Nature, 444, 775-779, 66 Xu, Y., Ramu, Y., & Lu, Z. (2008). Removal of phospho-head groups of membrane lipids immobilizes voltage sensors of K? channels. Nature, 451, 826-829,

145. Ramu, Y., Xu, Y., & Lu, Z. (2006). Enzymatic activation of voltage-gated potassium channels. Nature, 442, 696-699

146. Xu, Y., Ramu, Y., & Lu, Z. (2008). Removal of phospho-head groups of membrane lipids immobilizes voltage sensors of K? channels. Nature, 451, 826-829,

147. Suh, B. C., & Hille, B. (2005). Regulation of ion channels by phosphatidylinositol 4, 5-bisphosphate. Current Opinion in Neurobiology, 15, 370-378

148. Li, Y., Gamper, N., Hilgemann, D. W., & Shapiro, M. S. (2005). Regulation of Kv7 (KCNQ) Kv channel open probability by phosphatidylinositol 4, 5-bisphosphate. Journal of Neuroscience, 25, 9825-9835.

149. Zhang, H., Craciun, L. C., Mirshahi, T., Rohacs, T., Lopes, C. M., Jin, T., et al. (2003). PIP(2) activates KCNQ channels, and its hydrolysis underlies receptor-mediated inhibition of M currents. Neuron, 37, 963-975

150. Zolles, G., Klocker, N., Wenzel, D., Weisser-Thomas, J., Fleischmann, B. K., Roeper, J.Andersen, O. S., & Koeppe, R. E., 2nd. (2007). Bilayer thickness and membrane protein function: An energetic perspective. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure, 36, 107-130.

151. Tillman, T. S., & Cascio, M. (2003). Effects of membrane lipids on ion channel structure and function. Cell Biochemistry and Biophysics, 38, 161-190

152. Elliott, J. R., Haydon, D. A., Hendry, B. M., & Needham, D. (1985). Inactivation of the sodium current in squid giant axons by hydrocarbons. Biophysical Journal, 48, 617-622.

153. Haydon D. A., Urban B. W. The action of alcohols and other non- ionic surface active substances on the sodium current of the squid giant axon //The Journal of physiology. -1983. - T. 341. - №. 1. - C. 411-427.

154. Kelkar, D. A., & Chattopadhyay, A. (2007). The gramicidin ion channel: A model membrane protein. Biochimica et Biophysica Acta, 1768, 2011-2025

155. Lundbaek, J. A. (2008). Lipid bilayer-mediated regulation of ion channel function by amphiphilic drugs. Journal of General Physiology, 131, 421-429

156. Lundbaek, J. A., Birn, P., Hansen, A. J., Sogaard, R., Nielsen, C., Girshman, J., et al. (2004). Regulation of sodium channel function by bilayer elasticity: The importance of hydrophobic coupling. Effects of Micelle-forming amphiphiles and cholesterol. Journal of General Physiology, 123, 599-621

157. Bezanilla F. The voltage sensor in voltage-dependent ion channels. Physiol Rev. 2000; 80(2):555-92.

158. Hodgkin, a. L., and a. F. Huxley. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve. J. Physiol. (Lond.) 117: 500-544, 1952

159. Eleonora Grandi, Michael C. Sanguinetti, Daniel C. Bartos, Donald M. Bers,Ye Chen- Izu, Nipavan Chiamvimonvat, Henry M. Colecraft, Brian P. Delisle, Jordi Heijman, Manuel F. Navedo, Sergei Noskov, Catherine Proenza, Jamie I. Vandenberg, and Vladimir Yarov- Yarovoy. Potassium channels in the heart: structure, function and regulationJ Physiol. 2017Apr 1; 595(7): 2209-2228.

160. Daniel C. Bartos, Eleonora Grandi, and Crystal M. Ripplinger. Ion Channels in the Heart Compr Physiol. 2015 1; 5(3): 1423-1464. doi: 10.1002/cphy.c140069

161. Wang, X., Xu, R., Abernathey, G., Taylor, J. A., Alzghoul, M. B., Hannon, K., Pond, A.

L. (2008). Kv11.1channel subunit composition includes MinK and varies developmentally in mouse cardiac muscle. Developmental Dynamics, 237(9), 2430-

2437. https://doi.org/10.1002/dvdy.2167

162. Es-Salah-Lamoureux Z, Fougere R, Xiong PY, Robertson GA, Fedida. Fluorescence-tracking of activation gating in human ERG channels reveals rapid S4 movement and slow pore opening. D PLoS One. 2010 8; 5(5):e10876.

163. Barro-Soria R, Rebolledo S, Liin SI, Perez ME, Sampson KJ, Kass RS, Larsson HP. KCNE1 divides the voltage sensor movement in KCNQ1/KCNE1 channels into two steps. Nat Commun. 2014 Apr 28; (5):3750.

164. Schmitt MT, Branscombe NR, Postmes T, Garcia A. Psychol Bull. The consequences of perceived discrimination for psychological well-being: a meta-analytic review. 2014;140(4):921-48. doi: 10.1037/a0035754.

165. Takeshima H., Hoshijima M., Song L. S. Ca2+ microdomains organized by junctophilins //Cell calcium. - 2015. - T. 58. - №. 4. - C. 349-356.

166. Apkon M, Nerbonne JM. Characterization of two distinct depolarization-activated K+ currents in isolated adult rat ventricular myocytes. J Gen Physiol. 1991; 97:973-1011. [PubMed: 1865177],

167. Benndorf K, Nilius B. Properties of an early outward current in single cells of the mouse ventricle. General physiology and biophysics. 1988; 7:449-466. [PubMed: 3234736],

168. Beuckelmann DJ, Nabauer M, Erdmann E. Alterations of K+ currents in isolated human ventricular myocytes from patients with terminal heart failure. Circ Res. 1993; 73:379-385. [PubMed: 8330380],

169. Hiraoka M, Kawano S. Calcium-sensitive and insensitive transient outward current in rabbit ventricular myocytes. J Physiol. 1989; 410:187-212. [PubMed: 2552080],

170. Josephson IR, Sanchez-Chapula J, Brown AM. Early outward current in rat single ventricular cells. Circ Res. 1984; 54:157-162. [PubMed: 6319044],

171. Tseng GN, Hoffman BF. Two components of transient outward current in canine ventricular myocytes. Circ Res. 1989; 64:633-647. [PubMed: 2539269],

172. Niwa N and Nerbonne JM. Molecular determinants of cardiac transient outward potassium current (I(to)) expression and regulation. J Mol Cell Cardiol. 2010; 48:12-25. [PubMed: 19619557]

173. Gussak I, Chaitman BR, Kopecky SL, Nerbonne JM. Rapid ventricular repolarization in rodents: electrocardiographic manifestations, molecular mechanisms, and clinical insights. Journal of electrocardiology. 2000; 33:159-170. [PubMed: 10819409]

174. Sanguinetti MC, Zou A. Molecular physiology of cardiac delayed rectifier K+ channels. Heart Vessels. 1997; (Suppl 12):170-172. [PubMed: 9476573]

175. Sanguinetti MC, Jurkiewicz NK. Two components of cardiac delayed rectifier K+ current. Differential sensitivity to block by class III antiarrhythmic agents. J Gen Physiol. 1990; 96:195-215. [PubMed: 2170562],

176. Selnick HG, Liverton NJ, Baldwin JJ, Butcher JW, Claremon DA, Elliott JM, Freidinger RM, King SA, Libby BE, McIntyre CJ, Pribush DA, Remy DC, Smith GR, Tebben AJ, Jurkiewicz NK, Lynch JJ, Salata JJ, Sanguinetti MC, Siegl PK, Slaughter DE, Vyas K. Class III antiarrhythmic activity in vivo by selective blockade of the slowly activating cardiac delayed rectifier potassium current IKs by (R)-2-(2,4-trifluoromethyl)-N-[2-oxo-5-phenyl-1-(2,2,2-trifluoroethyl)- 2, 3-dihydro-1H-benzo[e][1,4]diazepin-3-yl]acetamide. J Med Chem. 1997; 40:3865-3868. [PubMed: 9397166

177. Horie M., Hayashi S., Kawai C. Two types of delayed rectifying K+ channels in atrial cells of guinea pig heart //The Japanese journal of physiology. - 1990. - T. 40. - №. 4. - C. 479-490.

178. Salata JJ, Jurkiewicz NK, Jow B, Folander K, Guinosso PJ Jr, Raynor B, Swanson R, Fermini B. IK of rabbit ventricle is composed of two currents: evidence for IKs. Am J Physiol. 1996; 271:H2477-H2489. [PubMed: 8997308],

179. Varro A, Balati B, lost N, Takacs J, Virag L, Lathrop DA, Csaba L, Talosi L, Papp JG. The role of the delayed rectifier component IKs in dog ventricular muscle and Purkinje fibre repolarization. J Physiol. 2000; 523(Pt 1):67-81. [PubMed: 10675203],

180. Veldkamp MW, van Ginneken AC, Bouman LN. Single delayed rectifier channels in the membrane of rabbit ventricular myocytes. Circ Res. 1993; 72:865-878. [PubMed: 8443873]

181. Voigt N, Trafford AW, Ravens U, Dobrev D. Abstract 2630: Cellular and Molecular Determinants of Altered Atrial Ca2+ Signaling in Patients With Chronic Atrial Fibrillation. Circulation. 2009; 120:S667-d-668

182. Postma AV, Denjoy I, Hoorntje TM, Lupoglazoff J-M, Da Costa A, Sebillon P, Mannens MMAM, Wilde AAM, Guicheney P. Absence of calsequestrin 2 causes severe forms of catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Circulation Research. 2002; 91:e21-e26. [PubMed: 12386154]).

183. Abbott GW, Sesti F, Splawski I, Buck ME, Lehmann MH, Timothy KW, Keating MT, Goldstein SA. MiRP1 forms IKr potassium channels with HERG and is associated with cardiac arrhythmia. Cell. 1999; 97:175-187. [PubMed: 10219239],

184. Larsen AP, Olesen SP, Grunnet M, Jespersen T. Characterization of hERG1a and hERG1b potassium channels-a possible role for hERG1b in the I (Kr) current. Pflugers Archiv : European journal of physiology. 2008; 456:1137-1148. [PubMed: 18504605],

185. London B, Trudeau MC, Newton KP, Beyer AK, Copeland NG, Gilbert DJ, Jenkins NA, Satler CA, Robertson GA. Two isoforms of the mouse ether-a-go-go-related gene coassemble to form channels with properties similar to the rapidly activating component of the cardiac delayed rectifier K+ current. Circulation research. 1997; 81:870-878. [PubMed: 9351462

186. Lundquist AL, Manderfield LJ, Vanoye CG, Rogers CS, Donahue BS, Chang PA, Drinkwater DC, Murray KT, George AL Jr. Expression of multiple KCNE genes in human heart may enable variable modulation of I(Ks). Journal of molecular and cellular cardiology. 2005; 38:277-287. [PubMed: 15698834]

187. Lundquist AL, Turner CL, Ballester LY, George AL Jr. Expression and transcriptional control of human KCNE genes. Genomics. 2006; 87:119-128. [PubMed: 16303284

128

188. Heijman J. et al. Dominant-negative control of cAMP-dependent IKs upregulation in human long-QT syndrome type 1 //Circulation research. - 2012. - T. 110. - №. 2. - C. 211219.

189. Tinel N, Diochot S, Borsotto M, Lazdunski M, Barhanin J. KCNE2 confers background current characteristics to the cardiac KCNQ1 potassium channel. Embo J. 2000; 19:63266330. [PubMed: 11101505

190. Bendahhou S, Marionneau C, Haurogne K, Larroque MM, Derand R, Szuts V, Escande D, Demolombe S, Barhanin J. In vitro molecular interactions and distribution of KCNE family with KCNQ1 in the human heart. Cardiovascular research. 2005; 67:529-538. [PubMed: 16039274]).

191. Jost N, Papp JG, Varro A. Slow delayed rectifier potassium current (IKs) and the repolarization reserve. Ann Noninvasive Electrocardiol. 2007; 12:64-78. [PubMed: 17286653]

192. Silva J, Rudy Y. Subunit interaction determines IKs participation in cardiac repolarization and repolarization reserve. Circulation. 2005; 112:1384-1391. [PubMed: 16129795

193. Heath BM, Terrar DA. The deactivation kinetics of the delayed rectifier components IKr and IKs in guinea-pig isolated ventricular myocytes. Experimental physiology. 1996; 81:605-621. [PubMed: 8853269],

194. Heath BM, Terrar DA. Separation of the components of the delayed rectifier potassium current using selective blockers of IKr and IKs in guinea-pig isolated ventricular myocytes. Experimental physiology. 1996; 81:587-603. [PubMed: 8853268],

195. Marx SO, Kurokawa J, Reiken S, Motoike H, D'Armiento J, Marks AR, Kass RS. Requirement of a macromolecular signaling complex for beta adrenergic receptor modulation of the KCNQ1-KCNE1 potassium channel. Science. 2002; 295:496-499. [PubMed: 11799244],

196. Walsh KB, Kass RS. Distinct voltage-dependent regulation of a heart-delayed IK by protein kinases A and C. The American journal of physiology. 1991; 261:C1081-C1090. [PubMed: 1662903],

197. Walsh KB, Kass RS. Regulation of a heart potassium channel by protein kinase A and C. Science. 1988; 242:67-69. [PubMed: 2845575

198. Bartos DC, Giudicessi JR, Tester DJ, Ackerman MJ, Ohno S, Horie M, Gollob MH, Burgess DE, Delisle BP. A KCNQ1 mutation contributes to the concealed type 1 long QT phenotype by limiting the Kv7.1 channel conformational changes associated with protein

kinase A phosphorylation. Heart rhythm : the official journal of the Heart Rhythm Society. 2014; 11:459-468. [PubMed: 24269949],

199. Heijman J. et al. Dominant-negative control of cAMP-dependent IKs upregulation in human long-QT syndrome type 1 //Circulation research. - 2012. - T. 110. - №. 2. - C. 211219.

200. Chen L, Marquardt ML, Tester DJ, Sampson KJ, Ackerman MJ, Kass RS. Mutation of an A-kinase-anchoring protein causes long-QT syndrome. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2007; 104:20990-20995. [PubMed: 18093912],

201. Splawski I, Tristani-Firouzi M, Lehmann MH, Sanguinetti MC, Keating MT. Mutations in the hminK gene cause long QT syndrome and suppress IKs function. Nat Genet. 1997; 17:338-340. [PubMed: 9354802]).

202. Jost N, Virag L, Bitay M, Takacs J, Lengyel C, Biliczki P, Nagy Z, Bogats G, Lathrop DA, Papp JG, Varro A. Restricting excessive cardiac action potential and QT prolongation: a vital role for IKs in human ventricular muscle. Circulation. 2005; 112:1392-1399. [PubMed: 16129791],

203. Rudy Y, Ackerman MJ, Bers DM, Clancy CE, Houser SR, London B, McCulloch AD, Przywara DA, Rasmusson RL, Solaro RJ, Trayanova NA, Van Wagoner DR, Varro A, Weiss JN, Lathrop DA. Systems approach to understanding electromechanical activity in the human heart: a national heart, lung, and blood institute workshop summary. Circulation. 2008; 118:1202-1211. [PubMed: 18779456

204. Bosch RF, Gaspo R, Busch AE, Lang HJ, Li GR, Nattel S. Effects of the chromanol 293B, a selective blocker of the slow, component of the delayed rectifier K+ current, on repolarization in human and guinea pig ventricular myocytes. Cardiovasc Res. 1998; 38:441450. [PubMed: 9709405],

205. Lengyel C, Iost N, Virag L, Varro A, Lathrop DA, Papp JG. Pharmacological block of the slow component of the outward delayed rectifier current (I(Ks)) fails to lengthen rabbit ventricular muscle QT(c) and action potential duration. Br J Pharmacol. 2001; 132:101-110. [PubMed: 11156566],

206. Virag L, Iost N, Opincariu M, Szolnoky J, Szecsi J, Bogats G, Szenohradszky P, Varro A, Papp JG. The slow component of the delayed rectifier potassium current in undiseased human ventricular myocytes. Cardiovasc Res. 2001; 49:790-797. [PubMed: 11230978]

207. Xu H, Guo W, Nerbonne JM. Four kinetically distinct depolarization-activated K+ currents in adult mouse ventricular myocytes. J Gen Physiol. 1999; 113:661-678. [PubMed: 10228181]).

208. Himmel H. M. et al. Four different components contribute to outward current in rat ventricular myocytes //American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. -1999. - T. 277. - №. 1. - C. H107-H118.

209. Xu H, Dixon JE, Barry DM, Trimmer JS, Merlie JP, McKinnon D, Nerbonne JM. Developmental analysis reveals mismatches in the expression of K+ channel alpha subunits and voltage-gated K+ channel currents in rat ventricular myocytes. J Gen Physiol. 1996; 108:405-419. [PubMed: 8923266]

210. Bertaso F, Sharpe CC, Hendry BM, James AF. Expression of voltage-gated K+ channels in human atrium. Basic research in cardiology. 2002; 97:424-433. [PubMed: 12395204]).

211. Doupnik CA, Davidson N, Lester HA. The inward rectifier potassium channel family. Current opinion in neurobiology. 1995; 5:268-277. [PubMed: 7580148],

212. Liu GX, Derst C, Schlichthorl G, Heinen S, Seebohm G, Bruggemann A, Kummer W, Veh RW, Daut J, Preisig-Muller R. Comparison of cloned Kir2 channels with native inward rectifier K+ channels from guinea-pig cardiomyocytes. J Physiol. 2001; 532:115-126. [PubMed: 11283229],

213. Nichols CG and Lopatin AN. Inward rectifier potassium channels. Annual review of physiology. 1997; 59:171-191,

214. Nichols CG, Makhina EN, Pearson WL, Sha Q, Lopatin AN. Inward rectification and implications for cardiac excitability. Circ Res. 1996; 78:1-7. [PubMed: 8603491],

215. Shimoni Y, Clark RB, Giles WR. Role of an inwardly rectifying potassium current in rabbit ventricular action potential. J Physiol. 1992; 448:709-727. [PubMed: 1593485],

216. Takahashi N, Morishige K, Jahangir A, Yamada M, Findlay I, Koyama H, Kurachi Y. Molecular cloning and functional expression of cDNA encoding a second class of inward rectifier potassium channels in the mouse brain. J Biol Chem. 1994; 269:23274-23279. [PubMed: 8083233],

217. Tawil R, Ptacek LJ, Pavlakis SG, DeVivo DC, Penn AS, Ozdemir C, Griggs RC. Andersen's syndrome: potassium-sensitive periodic paralysis, ventricular ectopy, and dysmorphic features. Annals of neurology. 1994; 35:326-330. [PubMed: 8080508],

218. Tristani-Firouzi M, Jensen JL, Donaldson MR, Sansone V, Meola G, Hahn A, Bendahhou S, Kwiecinski H, Fidzianska A, Plaster N, Fu YH, Ptacek LJ, Tawil R. Functional and clinical characterization of KCNJ2 mutations associated with LQT7 (Andersen syndrome). J Clin Invest. 2002; 110:381-388. [PubMed: 12163457

219. Schmitt N, Grunnet M, Olesen SP. Cardiac potassium channel subtypes: new roles in repolarization and arrhythmia. Physiological reviews. 2014; 94:609-653. [PubMed: 24692356],

220. Suzuki M. et al. Role of sarcolemmal K ATP channels in cardioprotection against ischemia/reperfusion injury in mice //The Journal of clinical investigation. - 2002. - T. 109. - №. 4. - C. 509-516.

221. Burke MA, Mutharasan RK, Ardehali H. The sulfonylurea receptor, an atypical ATP-binding cassette protein, and its regulation of the KATP channel. Circ Res. 2008; 102:164176. [PubMed: 18239147],

222. Flagg TP, Kurata HT, Masia R, Caputa G, Magnuson MA, Lefer DJ, Coetzee WA, Nichols CG. Differential structure of atrial and ventricular KATP: atrial KATP channels require SUR1. Circ Res. 2008; 103:1458-1465. [PubMed: 18974387],

223. Isomoto S, Kurachi Y. Function, regulation, pharmacology, and molecular structure of ATP-sensitive K+ channels in the cardiovascular system. J Cardiovasc Electrophysiol. 1997; 8:1431-1446. [PubMed: 9436781],

224. Zingman LV, Hodgson DM, Bast PH, Kane GC, Perez-Terzic C, Gumina RJ, Pucar D, Bienengraeber M, Dzeja PP, Miki T, Seino S, Alekseev AE, Terzic A. Kir6.2 is required for adaptation to stress. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2002; 99:13278-13283. [PubMed: 12271142]

225. Kane GC, Behfar A, Dyer RB, O'Cochlain DF, Liu XK, Hodgson DM, Reyes S, Miki T, Seino S, Terzic A. KCNJ11 gene knockout of the Kir6.2 KATP channel causes maladaptive remodeling and heart failure in hypertension. Hum Mol Genet. 2006 1;15(15):2285-97.

226. M. de Lera Ruiz, R.L. Kraus Voltage-gated sodium channels: structure, function, pharmacology, and clinical indications J. Med. Chem., 58 (2015), pp. 7093-7118

227. V. Carnevale, M.L. Klein Small molecule modulation of voltage gated sodium channels Curr. Opin. Struct. Biol., 43 (2017), pp. 156-162

228. W. Huang, et al. Structure-based assessment of disease-related mutations in human voltage-gated sodium channels Protein Cell, 8 (2017), pp. 401-438

229. S.K. Bagal, et al. Voltage gated sodium channels as drug discovery targets Channels, 9 (2015), pp. 360-366

230. Payandeh, J. et al. (2011) The crystal structure of a voltage-gated sodium channel. Nature 475, 353-358 7

231. Zhang, X. et al. (2012) Crystal structure of an orthologue of the NaChBac voltage-gated sodium channel. Nature 486

232. Shen, H., Liu D, Wu K, Lei J, Yan N. (2019) Structures of human Nav1.7 channel in complex with auxiliary subunits and animal toxins. Science 363, 1303-1308

233. Bagal S. K. et al. Ion channels as therapeutic targets: a drug discovery perspective //Journal of medicinal chemistry. - 2012. - T. 56. - №. 3. - C. 593-624.

234. Yang, N., George AL Jr, Horn R.. (1996) Molecular basis of charge movement in voltage-gated sodium channels. Neuron 16, 113-122

235. Zhou Q, Wang L, Wu J, Zhao Y, Huang G, Peng W, Shen H, Lei J, Yan N. Structure of the Nav1.4-b1 complex from electric eel. Cell 2017; 170,470-482

236. Nardi, A, Damann N, Hertrampf T, Kless A. Advances in targeting voltage-gated sodium channels with small molecules. ChemMedChem 2012; 7, 1712-1740

237. Du, Y. et al. (2011) Identification of new batrachotoxin-sensing residues in segment IIIS6 of sodium channel. J. Biol. Chem. 286, 13151-13160

238. Hampl, M. et al. (2016) Sodium channel slow inactivation interferes with open channel block. Sci. Rep. 6, 25974

239. Von Hoff D. D. et al. Risk factors for doxorubicin-lnduced congestive heart failure //Annals of internal medicine. - 1979. - T. 91. - №. 5. - C. 710-717.

240. Turner, A. et al. (2015) Potential threats posed by new or emerging marine biotoxins in UK waters and examination of detection methodology used in their control: brevetoxins. Mar. Drugs. 13, 1224-1254

241. Leipold, E. et al. (2005) Molecular interaction of d-conotoxins with voltage-gated sodium channels. FEBS Lett. 579, 3881-3884

242. Soderlund, D.M. (2010) State-dependent modification of voltage-gated sodium channels by pyrethroids. Pestic. Biochem. Physiol. 97, 78-86

243. England, S. and De Groot, M.J. (2009) Subtype-selective targeting of voltage-gated sodium channels. Br. J. Pharmacol. 158, 1413-1425

244. Yu FH, Catterall WA. Overview of the voltage-gated sodium channel family. Genome biology.2003; 4:207. [PubMed: 12620097]

245. Satin J, Kyle JW, Chen M, Bell P, Cribbs LL, Fozzard HA, Rogart RB. A mutant of TTX- resistant cardiac sodium channels with TTX-sensitive properties. Science. 1992; 256:1202-1205. [PubMed: 1375397]

246. Brundel BJ, Van Gelder IC, Henning RH, Tieleman RG, Tuinenburg AE, Wietses M, Grandjean JG, Van Gilst WH, Crijns HJ. Ion channel remodeling is related to intraoperative atrial effective refractory periods in patients with paroxysmal and persistent atrial fibrillation. Circulation. 2001; 103:684-690. [PubMed: 11156880]

247. Cohen SA. Immunocytochemical localization of rH1 sodium channel in adult rat heart atria and ventricle. Presence in terminal intercalated disks. Circulation. 1996; 94:3083-3086. [PubMed:8989112

248. Kucera J. P., Rohr S., Rudy Y. Localization of sodium channels in intercalated disks modulates cardiac conduction //Circulation research. - 2002. - T. 91. - №. 12. - C. 11761182.

249. Wang Q, Shen J, Splawski I, Atkinson D, Li Z, Robinson JL, Moss AJ, Towbin JA, Keating MT. SCN5A mutations associated with an inherited cardiac arrhythmia, long QT syndrome. Cell. 1995; 80:805-811. [PubMed: 7889574

250. Carbone E and Lux HD (1984) A low voltage-activated, fully inactivating Ca channel in vertebrate sensory neurones. Nature 310:501-502.;

251. Catterall WA, Leal K, and Nanou E (2013) Calcium channels and short-term synaptic plasticity. J Biol Chem 288:10742-10749

252. Bech-Hansen NT, Naylor MJ, Maybaum TA, Pearce WG, Koop B, Fishman GA, Mets M, Musarella MA, and Boycott KM (1998) Loss-of-function mutations in a calcium-channel alpha1-subunit gene in Xp11.23 cause incomplete X-linked congenital stationary night blindness. Nat Genet 19:264-267.;

253. Strom TM, Nyakatura G, Apfelstedt-Sylla E, Hellebrand H, Lorenz B, Weber BH, Wutz K, Gutwillinger N, Rüther K, and Drescher B, et al. (1998) An L-type calcium-channel gene mutated in incomplete X-linked congenital stationary night blindness. Nat Genet 19:260-263

254. Zhang Z, Xu Y, Song H, Rodriguez J, Tuteja D, Namkung Y, Shin HS, and Chiamvimonvat N (2002) Functional roles of Ca(v)1.3 (alpha(1D)) calcium channel in sinoatrial nodes: insight gained using gene-targeted null mutant mice.Circ Res 90:981-987.;

255. Striessnig J, Pinggera A, Kaur G, Bock G, and Tuluc P (2014) L-type Ca(2+) channels in heart and brain. Wiley Interdiscip Rev Membr Transp Signal 3:15-38

256. Lipscombe D (2002) L-type calcium channels: highs and new lows. Circ Res 90:933935.;

257. Mangoni ME, Traboulsie A, Leoni AL, Couette B, Marger L, Le Quang K, Kupfer E,Cohen-Solal A, Vilar J, and Shin HS, et al. (2006) Bradycardia and slowing of the atrioventricular conduction in mice lacking CaV3.1/alpha1G T-type calcium channels. Circ Res 98:1422-1430.;

258. Marcantoni A, Vandael DH, Mahapatra S, Carabelli V, Sinnegger-Brauns MJ, Striessnig J, and Carbone E (2010) Loss of Cav1.3 channels reveals the critical role of L-type and BK channel coupling in pacemaking mouse adrenal chromaffin cells. J Neurosci 30:491-504.;

259. Bock G, Gebhart M, Scharinger A, Jangsangthong W, Busquet P, Poggiani C, Sartori S, Mangoni ME, Sinnegger-Brauns MJ, and Herzig S, et al. (2011) Functional properties of a newly identified C-terminal splice variant of Cav1.3 L-type Ca2+ channels. J Biol Chem 286:42736-42748.;

260. Christel C., Lee A. Ca2+-dependent modulation of voltage-gated Ca2+ channels //Biochimica Et Biophysica Acta (BBA)-General Subjects. - 2012. - T. 1820. - №. 8. - C. 1243-1252.

261. Lakatta EG and DiFrancesco D (2009) What keeps us ticking: a funny current, a calcium clock, or both? J Mol Cell Cardiol 47:157-170.

262. Platzer J, Engel J, Schrott-Fischer A, Stephan K, Bova S, Chen H, Zheng H, and Striessnig J (2000) Congenital deafness and sinoatrial node dysfunction in mice lacking class D L-type Ca2+ channels. Cell 102:89-97.;

263. Marger F, Gelot A, Alloui A, Matricon J, Ferrer JF, Barrere C, Pizzoccaro A, Muller E, Nargeot J, and Snutch TP, et al. (2011a) T-type calcium channels contribute to colonic hypersensitivity in a rat model of irritable bowel syndrome. Proc Natl Acad Sci USA 108:11268-11273

264. Balijepalli RC, Foell JD, Hall DD, Hell JW, and Kamp TJ (2006) Localization of cardiac L-type Ca(2+) channels to a caveolar macromolecular signaling complex is required for beta(2)-adrenergic regulation. Proc Natl Acad Sci USA 103: 7500-7505

265. Sinnegger-Brauns MJ, Hetzenauer A, Huber IG, Renström E, Wietzorrek G, Berjukov S, Cavalli M, Walter D, Koschak A, and Waldschütz R, et al. (2004) Isoform-specific regulation of mood behavior and pancreatic beta cell and cardiovascular function by L-type Ca 2+ channels. J Clin Invest 113:1430-1439

266. Seisenberger C, Specht V, Welling A, Platzer J, Pfeifer A, Kühbandner S, Striessnig J, Klugbauer N, Feil R, and Hofmann F (2000) Functional embryonic cardiomyocytes after disruption of the L-type alpha1C (Cav1.2) calcium channel gene in the mouse. J Biol Chem 275:39193-39199.

267. Goonasekera SA, Hammer K, Auger-Messier M, Bodi I, Chen X, Zhang H, Reiken S, Elrod JW, Correll RN, and York AJ, et al. (2012) Decreased cardiac L-type Ca2+ channel activity induces hypertrophy and heart failure in mice. J Clin Invest 122: 280-290

268. Chen X, Nakayama H, Zhang X, Ai X, Harris DM, Tang M, Zhang H, Szeto C,Stockbower K, and Berretta RM, et al. (2011) Calcium influx through Cav1.2 is a proximal signal for pathological cardiomyocyte hypertrophy. J Mol Cell Cardiol 50:460-470 Fleckenstein, 1983

269. Fleckenstein, Albrecht. "History of calcium antagonists." Circulation research 52 2 Pt 2 (1983): I3-16 .

270. Kass RS, Sanguinetti MC. Inactivation of calcium channel current in the calf cardiac Purkinje fiber. Evidence for voltage- and calcium-mediated mechanisms. J Gen Physiol. 1984; 84:705-726. [PubMed: 6096480

271. Colecraft H. M. et al. Novel functional properties of Ca2+ channel ß subunits revealed by their expression in adult rat heart cells //The Journal of physiology. - 2002. - T. 541. - №. 2. - C. 435-452.

272. Arikkath J, Campbell KP. Auxiliary subunits: essential components of the voltage-gated calcium channel complex. Current opinion in neurobiology. 2003; 13:298-307. [PubMed: 12850214], 234, 380

273. Bean BP. Two kinds of calcium channels in canine atrial cells. Differences in kinetics, selectivity, and pharmacology. J Gen Physiol. 1985; 86:1-30. [PubMed: 2411846]

274. Splawski I, Timothy KW, Sharpe LM, Decher N, Kumar P, Bloise R, Napolitano C, Schwartz PJ, Joseph RM, Condouris K, Tager-Flusberg H, Priori SG, Sanguinetti MC, Keating MT. Ca(V)1.2 calcium channel dysfunction causes a multisystem disorder including arrhythmia and autism. Cell. 2004; 119:19-31. [PubMed: 15454078]

275. Cheng EP, Yuan C, Navedo MF, Dixon RE, Nieves-Cintron M, Scott JD, Santana LF. Restoration of normal L-type Ca2+ channel function during Timothy syndrome by ablation of an anchoring protein. Circ Res. 2011; 109:255-261. [PubMed: 21700933

276. Jeanne m. Nerbonne and Weinong Guo. Heterogeneous expression of voltage-gated potassium channels in the heart: roles in normal excitation and arrhythmias. Journal of cardiovascular electrophysiology,2002 Volume 13(4)).

277. Banyasz T, Jian Z, Horvath B, Khabbaz S, Izu LT, Chen-Izu Y. Beta-adrenergic stimulation reverses the I Kr-I Ks dominant pattern during cardiac action potential. Pflugers Arch. 2014;466(11):2067-76. doi: 10.1007/s00424-014-1465-7

278. Herren AW, Bers DM, Grandi E. Post-translational modifications of the cardiac Na channel: contribution of CaMKII-dependent phosphorylation to acquired arrhythmias. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2013; 305:H431-H445. [PubMed: 23771687]

279. Anderson ME, Brown JH, Bers DM. CaMKII in myocardial hypertrophy and heart failure. J Mol Cell Cardiol. 2011; 51:468-473. [PubMed: 21276796],

280. Hoch B, Meyer R, Hetzer R, Krause EG, Karczewski P. Identification and expression of delta-isoforms of the multifunctional Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase in failing and nonfailing human myocardium. Circ Res. 1999; 84:713-721. [PubMed: 10189359],

281. Zhang T, Maier LS, Dalton ND, Miyamoto S, Ross J Jr, Bers DM, Brown JH. The deltaC isoform of CaMKII is activated in cardiac hypertrophy and induces dilated cardiomyopathy and heart failure. Circ Res. 2003; 92:912-919. [PubMed: 12676814

282. Bennett PB, Yazawa K, Makita N, George AL Jr. Molecular mechanism for an inherited cardiac arrhythmia. Nature. 1995; 376:683-685. [PubMed: 7651517]

283. Gellens M. E. et al. Primary structure and functional expression of the human cardiac tetrodotoxin-insensitive voltage-dependent sodium channel //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1992. - T. 89. - №. 2. - C. 554-558.

284. Shang LL, Pfahnl AE, Sanyal S, Jiao Z, Allen J, Banach K, Fahrenbach J, Weiss D, Taylor WR, Zafari AM, Dudley SC Jr. Human heart failure is associated with abnormal C-terminal splicing variants in the cardiac sodium channel. Circ Res. 2007; 101:1146-1154. [PubMed: 17901361

285. Kaab S, Nuss HB, Chiamvimonvat N, O'Rourke B, Pak PH, Kass DA, Marban E, Tomaselli GF. Ionic mechanism of action potential prolongation in ventricular myocytes from dogs with pacing-induced heart failure. Circ Res. 1996; 78:262-273. [PubMed: 8575070],

286. Mukherjee R and Spinale FG. L-type calcium channel abundance and function with cardiac hypertrophy and failure: a review. J Mol Cell Cardiol. 1998; 30:1899-1916. [PubMed: 9799645] ,

287. Rozanski GJ, Xu Z, Whitney RT, Murakami H, Zucker IH. Electrophysiology of rabbit ventricular myocytes following sustained rapid ventricular pacing. J Mol Cell Cardiol. 1997; 29:721-732. [PubMed: 9140829

288. Chen X, Piacentino V 3rd, Furukawa S, Goldman B, Margulies KB, Houser SR. L-type Ca2+ channel density and regulation are altered in failing human ventricular myocytes and recover after support with mechanical assist devices. Circ Res. 2002; 91:517-524. [PubMed: 12242270],

289. Handrock R, Schroder F, Hirt S, Haverich A, Mittmann C, Herzig S. Single-channel properties of L-type calcium channels from failing human ventricle. Cardiovasc Res. 1998; 37:445-455. [PubMed: 9614499],

290. Schroder F, Handrock R, Beuckelmann DJ, Hirt S, Hullin R, Priebe L, Schwinger RH, Weil J, Herzig S. Increased availability and open probability of single L-type calcium channels from failing compared with nonfailing human ventricle. Circulation. 1998; 98:969976. [PubMed: 9737516]

291. Dzhura I, Wu Y, Colbran RJ, Balser JR, Anderson ME. Calmodulin kinase determines calcium-dependent facilitation of L-type calcium channels. Nat Cell Biol. 2000; 2:173-177. [PubMed: 10707089],

292. Yuan W, Bers DM. Ca-dependent facilitation of cardiac Ca current is due to Ca-calmodulin-dependent protein kinase. The American journal of physiology. 1994; 267:H982-H993. [PubMed: 8092302

293. Von Hoff D. D. et al. Risk factors for doxorubicin-lnduced congestive heart failure //Annals of internal medicine. - 1979. - T. 91. - №. 5. - C. 710-717.

294. O'Brien ME, Wigler N, Inbar M, et al: Reduced cardiotoxicity and comparable efficacy in a phase III trial of pegylated liposomal doxorubicin HCl (CAELYX/Doxil) versus conventional doxorubicin for first-line treatment of metastatic breast cancer. Ann Oncol 2004;15:440-449

295. .Gianni L, Baselga J, Eiermann W, et al: Phase III trial evaluating the addition of paclitaxel to doxorubicin followed by cyclophosphamide, methotrexate, and fluorouracil, as adjuvant or primary systemic therapy: European Cooperative Trial in Operable Breast Cancer. J Clin Oncol 2009;27:2474-2481.

296. Grenier MA, Lipshultz SE: Epidemiology of anthracycline cardiotoxicity in children and adults. Semin Oncol 1998;25:72-85

297. Koichiro Kurauchi, Takuro Nishikawa* , Emiko Miyahara, Yasuhiro Okamoto and Yoshifumi KawanoKurauchi et al. Role of metabolites of cyclophosphamide in cardiotoxicity BMC Res Notes (2017) 10:406 DOI 10.1186/s13104-017-2726-2

298. Kalyanaraman B: Iron signaling and oxidant damage. Cardiovasc Toxicol 2007;7:92-94.

299. Wallace KB: Adriamycin-induced interference with cardiac mitochondrial calcium homeostasis. Cardiovasc Toxicol 2007;7:101-107. 9. Lebrecht D, Walker UA: Role of mtDNA lesions in anthracycline cardiotoxicity. Cardiovasc Toxicol 2007;7:108-113. 10.

300. Swift L, McHowart J, Sarvazyan N: Anthracycline induced phospholipase A2 inhibition. Cardiovascular Toxicology 2007;7: 86-91. 11. Kang YJ: Antioxidant defense against anthracycline cardiotoxicity by metallothionein. Cardiovasc Toxicol 2007;7:95-100.-11

301. Behhary AA and Wooley GA. Azobenzene photoswitches for biomolecules. Chem. Soc. Rev. (2011); 40: 4422-4437,

302. Behhary AA, Sadovski O and Wooley GA. Azobenzene photoswitching without ultraviolet light. J.Am, Chem. Soc. (2011); 133: 19684-19687,

303. Khan A and Hecht S. Towards photocontrol over the helix-coil transition in foldamers: synthesis and photoresponsive behavior of azobenzene-core amphiphilic oligo(meta-phenylene ethynylene)s. Chem. Eur. J. (2006); 12: 4764-4774,

304. Hoppmann C, Schmiader P, Domaing P, Vogelreiter G, Eichhorst J, Weisner B, Morano I, Ruck-Braun K and Beyermann M. Photocontrol of contracting muscle fibers. Angew. Chem. Int. Ed. (2011);50 :7699-7702

305. Fortin DL, Banghart MR, Dunn TW, Borges K, Wagenaar DA, Gaudry Q, Karakossian MH, Otis TS, Kristan WB, Trauner D and Kramer RH. Photochemical control of endogenous ion channels and cellular excitability. Nat Methods. (2008); 5(4): 331-338,

138

306. Gennis R. B., Jonas A. Protein-lipid interactions //Annual review of biophysics and bioengineering. - 1977. - T. 6. - №. 1. - C. 195-238.

307. Gorostiza P and Isaacoff EY. Optical switches for remote and noninvasive control of cell-signalling. Science (2008); 322: 395-399

308. Banghart M, Mourot A, Fotrin DL,Yao JZ, Kramer RH and Trauner D. Photochromic blockers of voltage-gated potassium channels. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. (2009) 48 90979101

309. Mourot M, Tochitsky I and Kramer RH. Light at the end of the channel: optical manipulation of intrinsic neuronal excitability with chemical photoswitches. Frontiers in molecular neuroscience(2013); (6)

310. Banghart M, Borges K, Isacoff E, Trauner D, Kramer RH. Light-activated ion channels for remote control of neuronal firing. Natureneuroscience (2004);7(12):1381-1386

311. I.S. Erofeev, N. Magome, K.I. Agladze, Digital photocontrol of the network of live excitable cells, JETP Letters 94 (2011) 513- 516

312. Aggarwal BB, BhardwajA, AggarwalRS, SeeramNP, ShishodiaS, etal. (2004) Role of resveratrol in prevention and therapy of cancer: Preclinical and clinical studies. Anticancer Res 24: 2783-2840

313. Shukla Y, Singh R (2011) Resveratrol and cellular mechanisms of cancer prevention. AnnNYAcadSci 1215: 1-8

314. Jang M, Cai L, Udeani GO, Slowing KV, Thomas CF, et al. (1997) Cancer Chemopreventive Activity of Resveratrol, a Natural Product Derived from Grapes. Science 275: 218-220;

315. Lin JF, Lin SM, Chih CL, Nien MW, Su HH, Hu BR, Huang SS, Tsai SK (2008) Resveratrol reduces infarct size and improves ventricular function after myocardial ischemia in rats. Life Sci 83:313-317

316. Wen-PinChen , Li-ManHung , Chia-HsiangHsueh , Ling-PingLai and Ming-JaiSu. Rau, H. Piceatannol, a derivative of resveratrol, moderately slows INa inactivation and exerts antiarrhythmic action in ischaemia-reperfused rat hearts. Photochromism: Molecules and Systems; Du rr, H., BouasLaurent, H., Eds.; Elsevier: Amsterdam, 2003; p 165. (31)

317. Laarhoven, W. H. Photochromism: Molecules and Systems; Du rr, H., Bouas-Laurent, H., Eds.; Elsevier: Amsterdam, 2003; p 282

318. Yoshinori Sh., Take M. Evolution of opsins and phototransduction. //Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 2009. Oct..T. 364, № 1531. C. 2881-95

319. Nagel G. et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2003. - T. 100. - №. 24. - C. 13940-13945

320. Banghart M.R., Volgraf M., Trauner D. Engineering light-gated ion channels. // Biochemistry. 2006; 45:15129-15141. doi: 10.1021/bi0618058

321. Hofmann B.,Maybeck V., Eick S. et al. Light induced stimulation and delay of cardiac activity. // Lab on a chip. 2010. Oct.. Vol. 10, no. 19. P. 2588-96

322. Feenstra, J., Diederick, E., Grobbee, M., Willem, J., Remme, M., Bruno, H., Stricker, M., 1999. Drug-induced heart failure. J. Am. Coll. Cardiol. 33, 1152-1162. http://dx.doi. org/10.2146/ajhp100637.

323. Kamkin, A., Kiseleva, I., Lozinsky, I., Scholz, H., 2005. Electrical interaction of mechanosensitive fibroblasts and myocytes in the heart. Basic Res. Cardiol. 100, 337-345. http://dx.doi.org/10.1007/s00395-005-0529-4

324. Rozental, R., Srinivas, M., Spray, D.C., 2001. How to close a gap junction channel. Connexin Methods Protoc. 154, 447-476. http://dx.doi.org/10.1385/1592590438.

325. Garcia-Dorado, D., Inserte, J., Ruiz-Meana, M., González, M.A., Solares, J., Juliá, M., Barrabés, J.A., Soler-Soler, J., 1997. Gap junction uncoupler heptanol prevents cellto-cell progression of hypercontracture and limits necrosis during myocardial reperfusion. Circulation 96, 3579-3586. http://dx.doi.org/10.1161/01.CIR.96.10. 3579

326. Paternostre, M., Pichon, Y., 1987. Effects of N-alcohols on potassium conductance in squid giant axons. Eur. Biophys. J. 14, 279-288. http://dx.doi.org/10.1007/ BF00254892

327. Peracchia, C., 1991. Effects of the anesthetics heptanol, halothane and isoflurane on gap junction conductance in crayfish septate axons: a calcium- and hydrogen-independent phenomenon potentiated by caffeine and theophylline, and inhibited by 4- aminopyridine. J. Membr. Biol. 121, 67-78. http://dx.doi.org/10.1007/ BF01870652

328. Kimura, H., Oyamada, Y., Ohshika, H., Mori, M., Oyamada, M., 1995. Reversible inhibition of gap junctional intercellular communication, synchronous contraction, and synchronism of intracellular Ca2+ fluctuation in cultured neonatal rat cardiac myocytes by heptanol. Exp. Cell Res. 220, 348-356. http://dx.doi.org/10.1006/excr. 1995.1325

329. Takens-Kwak, B.R., Jongsma, H.J., Rook, M.B., Van Ginneken, A.C., 1992. Mechanism of heptanol-induced uncoupling of cardiac gap junctions: a perforated patch-clamp study. Am. J. Phys. 262, C1531-C1538

330. Tse, G., 2016. Mechanisms of cardiac arrhythmias. J. Arrhythmia. http://dx.doi.org/10. 1016/j.joa.2015.11.003

331. Tsuboi M., Botulinum neurotoxin A blocks cholinergic ganglionic neurotransmission in the dog heart // Jpn J Pharmacol., 2002. 89: p. 249-254

332. Oh S., Choi E. K., Choi Y. S. Short-term autonomic denervation of the atria using botulinum toxin //Korean circulation journal. - 2010. - T. 40. - №. 8. - C. 387-390.

333. Oh S, Choi EK, Zhang Y, Mazgalev TN. Circ Arrhythm Electrophysiol. Botulinum toxin

injection in epicardial autonomic ganglia temporarily suppresses vagally mediated atrial fibrillation. 2011;4(4):560-5. doi: 10.1161/CIRCEP.111.961854.

334. http://worthington-biochem.com/NCIS/default.html

335. Frolova, S.R., Gaiko, O., Tsvelaya, V.A., Pimenov, O.Y. and Agladze, K.I. (2016) Photocontrol of voltage-gated ion channel activity by azobenzenetrimethylammonium bromide in neonatal rat cardiomyocytes. PLoS One 11, e0152018, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0152018

336. MIPT (2012) RU Pat., RU 2515502 C1

337. Lippiat J.D. Whole-cell recording using the perforated patch clamp technique. In: Potassium Channels: Methods and Protocols.Humana Press. 2009; 141-9

338. [Ma J.Y., Guo L., Fiene S.J., Anson B.D., et al. High purity human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes: electrophysiological properties of action potentials and ionic currents. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2011; 301: H2006-17

339. Estacion M., Waxman S.G. The response of Na(V)1.3 sodium channels to ramp stimuli: multiple components and mechanisms.J Neurophysiol. 2013; 109: 306-14

340. Pelzmann B., Schaffer P., Bernhart E., Lang P., et al. L-type calcium current in human ventricular myocytes at a physiological temperature from children with tetralogy of Fallot. Cardiovasc Res. 1998; 38: 424-32

341. Magome N, Kanaporis G, Moisan N, Tanaka K, Agladze K. Photo-control of excitation waves in cardiomyocyte tissue culture. Tissue Eng Part A. 2011; 17: 2703-2711. doi: 10.1089/ten.tea.2010.0745 PMID: 21834666

342. M. Estacion, S.G. Waxman, The response of Na(V)1.3 sodium channels to ramp stimuli: multiple components and mechanisms. J Neurophysiol, (2013) 109:306-314. doi:10.1152/jn.00438.2012 PMID: 23114218

343. D.J. Sung, J.G. Kim, WonKJ, B. Kim, H.C. Shin, J.Y. Park, et al., Blockade of K+ and Ca2+ channels by azole antifungal agents in neonatal rat ventricular myocytes, Biol Pharm Bull. (2012) 35:1469-1475. DN/JST. JSTAGE/bpb/b12-00002[pii]. PMID:22975497

344. TL. Riss, R A. Moravec, A.L. Niles, et al., Cell Viability Assays, (2013) May 1 [Updated 2016 Jul 1]. In: Sittampalam G.S., Coussens N.P., Brimacombe K., et al., editors.

Assay Guidance Manual [Internet]. Bethesda (MD): Eli Lilly &amp; Company and the National Center for Advancing Translational Sciences; 2004

345. Passier R., van Laake L. W., Mummery C. L. Stem-cell-based therapy and lessons from the heart //Nature. - 2008. - T. 453. - №. 7193. - C. 322.

346. Gintant G., Sager P. T., Stockbridge N. Evolution of strategies to improve preclinical cardiac safety testing //Nature reviews Drug discovery. - 2016. - T. 15. - №. 7. - C. 457.

347. Stoppel W. L., Kaplan D. L., Black III L. D. Electrical and mechanical stimulation of cardiac cells and tissue constructs //Advanced drug delivery reviews. - 2016. - T. 96. - C. 135-155.

348. Rebecca A. Hortensius, Wei-Han Lin and Brenda M. Ogle «Cardiac Tissue Engineering: A Pathway for Repair» Engineering in Medicine, 2019, Pages 3-33,

349. Jose Manuel Pioner, Lorenzo Santini, Chiara Palandri, Daniele Martella, Flavia Lupi, Marianna Langione, Silvia Querceto, Bruno Grandinetti, Valentina Balducci, Patrizia Benzoni,Sara Landi, Andrea Barbuti, Federico Ferrarese Lupi, Luca Boarino, Laura Sartiani,Chiara Tesi,David L. Mack,Michael Regnier, Elisabetta Cerbai, Camilla Parmeggiani, Corrado Poggesi, Cecilia Ferrantini and Raffaele Coppini. «Optical Investigation of Action Potential and Calcium Handling Maturation of hiPSC-Cardiomyocytes on Biomimetic Substrates» Int. J. Mol. Sci. 2019, 20, 3799; doi:10.3390/ijms20153799

350. Matthew C. Watson,Erica M. Cherry-Kemmerling,Lauren D. BlackIII. "Cell-Matrix Interactions in Cardiac Development and Disease". 2019, Multi-scale Extracellular Matrix Mechanics and Mechanobiology pp 311-342

351. Rojas E, Rudy B. Destruction of the sodium conductance in activation by a specific protease in perfused nerve fibres from Loligo. JPhysiol. 1976;262:501-531.PMID:994046,

352. Scholz A. Mechanism sof(local) anaesthetics on voltage-gated sodium and other ion channels. BrJ Anaesth.2002;89:52-61.PMID:12173241

353. Wang GK, Simon R, Wang SY. Quaternary ammonium compounds as structural probes of single batrachotoxin-activated Na+ channels. JGenPhysiol.1991;98:1005-1024.PMID:1662681

354. Kimbrough JT, Gingrich KJ. Quaternary ammonium block of mutant Na+ channels lacking inactivation: features of a transition-intermediate mechanism. JPhysiol.2000; 529Pt1:93-106.PHY_1208[pii]. PMID:11080254

355. Mourot A, Fehrentz T, Le Feuvre Y, Smith CM, Herold C, Dalkara D, et al. Rapid optical control of nociception with anion-channel photoswitch. Nat Methods. 2012;9:396-402.doi:10.1038/nmeth.1897 PMID:22343342

142

356. O'Leary ME, HornR. Internal block of human heart sodium channels by symmetrical tetra-alkylammoniums. JGenPhysiol.1994;104:507-522.PMID:7807059

357. Diguet A. et al. UV-induced bursting of cell-sized multicomponent lipid vesicles in a photosensitive surfactant solution //Journal of the American Chemical Society. - 2012. - T. 134. - №. 10. - C. 4898-4904.

358. Magome N, Agladze KI. Patterning and excitability control in cardiomyocyte tissue culture. PhysicaD: Nonlinear Phenomena. 2010;239:1560-1566. 1

359. Diguet A. et al. UV-induced bursting of cell-sized multicomponent lipid vesicles in a photosensitive surfactant solution //Journal of the American Chemical Society. - 2012. - T. 134. - №. 10. - C. 4898-4904.

360. Lee CT Jr, Smith KA, Hatton TA. Photocontrol of protein folding: the interaction of photosensitive surfactants with bovine serum albumin. Biochemistry. 2005;44:524-536.doi:10.1021/bi048556c PMID: 15641777,

361. Hamill AC, Wang SC, Lee CT Jr. Probing lysozyme conformation with light reveals a new folding intermediate. Biochemistry. 2005;44:15139-15149.doi:10.1021/bi051646cPMID:16285717

362. Le Ny AL, Lee CT Jr. Photoreversible DNA condensation using light-responsive surfactants. JAm ChemSoc.2006;128:6400-6408.doi:10.1021/ja0576738PMID:16683804]

363. Mourot A, Kienzler MA, Banghart MR, Fehrentz T, Huber FM, Stein M, et al. Tuning photochromicion channel blockers. ACS Chem Neurosci.2011;2:536 543.doi:10.1021/cn200037pPMID:22860175

364. Maltsev AV, Nenov MN, Pimenov OY, Kokoz YM. Modulation of L-type Ca2+ currents and intracellular calcium by agmatine in rat cardiomyocytes. Biochemistry (Moscow) Supplement Series A: Membrane and Cell Biology. 2013;7:100-112

365. Fleidervish I. A., Gutnick M. J. Kinetics of slow inactivation of persistent sodium current in layer V neurons of mouse neocortical slices //Journal of Neurophysiology. - 1996. - T. 76. -№. 3. - C. 2125-2130.