Исследование механизма сопряжения синтеза АТФ и протонного транспорта АТФ-синтазой из пурпурной бактерии Rhodobacter capsulatus тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Фенюк, Борис Александрович

• Фенюк, Борис Александрович
• кандидат биологических наук
• 1998

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Фенюк, Борис Александрович

Содержание

1 Список сокращений

2 Введение

3 Обзор литературы

3.1 Разнообразие Н+-АТФаз

3.2 Структура фермента

3.3 Каталитический механизм работы Н+-АТФазы

3.4 Транс локация протонов и механизм сопряжения

4 Материалы и методы

4.1 Культивирование ШюйоЬаЫег сарвиШив

4.2 Получение хроматофоров

4.3 Измерение концентрации бактериохлорофилла

4.4 Измерение АТФазной активности и синтеза АТФ

4.5 Получение Рх КЬ. сарвиШив

4.6 Оборудование для импульсной спектрофотометрии

4.7 Регистрация изменений Аф

4.8 Определение концентрации Н+-АТФазы

4.9 Регистрация изменений внутреннего и наружнего

рН хроматофоров

4.10 Измерение концентрации реакционных центров

5 Результаты

5.1 Генерация и спад Аф

5.2 Перенос протонов через ГоГ^ в отсутствие ну-клеотидов (слип)

5.3 Транспорт протонов через Го

5.4 Транспорт протонов через ГоГх в условиях синтеза АТФ

5.5 Эффект ингибиторов Гх на протонный транспорт

5.6 Синтез АТФ и расчет отношения Н+/АТФ

5.7 Эластичная модель Н+-АТФазы

6 Обсуждение

7 Выводы

1 Список сокращений

Д/2Н+ - трансмембранная разность электрохимических потенци-

алов ионов водорода

Аф - трансмембранная разность электрических потенциалов

дМФ - 1,1'-диметилферроцен

дцкд - Г^К'-дициклогексилкарбодиимид

АТФ - аденозин-5'-трифосфат

АДФ - аденозин-5'-дифосфат

АМФ - аденозин-5'-монофосфат

БСА - бычий сывороточный альбумин

ДТТ - дитиотреитол

ЭДТА - этилендиаминтетраацетат

РЦ - реакционный центр

Трицин - Ы-трис(гидроксиметил)метилглицин

АМР-Р№ - - аденозин-5'-(/3,7-имидо)-трифосфат

НЕРЕЭ - К-2-гидроксиэт1шпиперазин-^т'-2-этансульфоновая

кислота

МОРБ - 3-(1Ч-морфолино)пропансульфоновая кислота

Т№АТР - - 2',3'-0-(2,4,6-тринитрофенил)аденозин 5'-трифосфат

ТГО - 3-(трифторметил)-3-(л«-йодофенил)диазирин

- 4-хлоро-7-нитробензо-2-окса-1,3-диазол

ДМСО - диметилсульфоксид

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование механизма сопряжения синтеза АТФ и протонного транспорта АТФ-синтазой из пурпурной бактерии Rhodobacter capsulatus»

2 Введение

Основным источником энергии для большинства организмов является окислительное и фотосинтетическое фосфорилирование. Согласно хе-миосмотической теории Митчела [1], энергия, высвобождающаяся при этих процессах, переводится клеткой в форму так называемых универсальных энергетических валют: энергии фосфатных связей нуклеотид-трифосфатов и энергии трансмембранного электрохимического ионного потенциала.

Мембранный фермент, ответственный за взаимопревращение этих двух форм энергии, Н+-АТФ-синтаза, называемая также Н+-АТФазой или Го Г1-комплексом (КФ 3.6.1.34), играет ключевую роль в энергообмене клетки, осуществляя сопряжение реакции синтеза/гидролиза АТФ с трансмембранным переносом протонов. Н+-АТФаза обнаружена во внутренней мембране митохондрий, в тилакоидной мембране хло-ропластов и в цитоплазматической мембране бактерий; ферменты из столь различных объектов удивительно близки по строению и каталитическим свойствам.

Н+-АТФаза состоит из интегрированной в мембрану части Го, участвующей в транслокации ионов, и каталитической части Г^ называемой Гх-АТФазой из-за ее АТФазной активности. Многие данные указывают на то, что Н+-АТФаза — фермент, работающий по принципу молекулярной машины: ток ионов через мембранную часть

Н+-АТФазы приводит к механическому движению субъединиц Го, которое в свою очередь приводит во вращение субъединицы 7 и е внутри Гь последние механически изменяют конформацию Гх, высвобождая синтезированный АТФ.

Несмотря на большое количество работ по каталитическому механизму, субъединичному составу, и структуре Н+-АТФазы, механизм сопряжения ионного транспорта с синтезом/гидролизом АТФ до сих пор неизвестен. Целью настоящей работы являлось прояснение механизма сопряжения, стехиометрии Н+/АТФ и создание модели функционирования Н+-АТФазы. Для экспериментов была выбрана Н+-АТФаза фотосинтетической бактерии ШюйоЪа^ег сарБиШиэ, имеющая минимальный субъединичный состав, близкая эволюционно к Н+-АТФазе митохондрий и функционально к хлоропластному ферменту.

Хроматофоры ЯЬ. сарвиШив представляют собой идеальную систему для изучения Н+-АТФазы. Наличие реакционных центров и ^-комплекса позволяет генерировать Аф и запускать фермент вспышкой возбуждающего света. Кроме того, каротиноидные пигменты светособирающего комплекса этой бактерии являются природным индикатором Аф, что позволяет оптическими методами регистрировать трансмембранный перенос протонов в микросекундной шкале.

3 Обзор литературы 3.1 Разнообразие Н+-АТФаз

Существует множество ион-транслоцирующих АТФаз — ферментов, осуществляющих транспорт ионов за счет энергии АТФ. Среди Н+-транс-лоцирующих ферментов различают АТФазы Р-типа, У-типа, А-типа и Р-типа. АТФазы Р-типа (называемые также Е1Е2-АТФазами) обнаружены во внешней клеточной мембране растений и грибов и по механизму катализа напоминают Ка+/К+-АТФазу плазматической мембраны эукариотической клетки. АТФазы У-типа обнаружены в тонопласте растительной клетки, а также в ряде других мембранных компартментов как животной, так и растительной клетки. Их роль заключается в регуляции рН соответствующих органе лл. По структуре и механизму действия они имеют много общего с Р-АТФазами. Н+-АТФазы А-типа встречаются у архебактерий; их функция, видимо, та же, что и у Р-АТФаз, хотя по строению они ближе к АТФазам У-типа.

К Н+-АТФазам Р-типа относятся АТФ-синтазы (Р0Р1-Н+-АТФазы) митохондрий, хлоропластов и бактерий. Их основной ролью является синтез АТФ за счет Д/¿н+, а в отдельных случаях — поддержание этого потенциала за счет гидролиза АТФ. У некоторых бактерий обнаружены транслоцирующие АТФазы Р-типа, использующие Д/%а+ для синтеза АТФ. Филогенетический анализ первичных струк-

тур гомологичных субъединиц ион-транслоцирующего сектора V, А и Б-АТФаз из различных организмов показал, что ферменты всех трех групп эволюционируют от общего предка; дивергенция произошла около двух миллионов лет назад [2]

Настоящая работа, а также оставшаяся часть литературного обзора посвящается изучению Н+-АТФаз Е-типа.

Несмотря на некоторые отличия в субъединичном составе и каталитических характеристиках, ЕоЕ1-Н+-АТФазы из различных объектов обладают удивительно сходным строением и очень высокой гомологией первичной аминокислотной последовательности консервативных субъединиц. Большое количество экспериментальных данных указывает на одинаковый механизм катализа всех АТФаз Е-типа. Поэтому допустимо предполагать единый принцип строения и механизм работы всех Г-АТФаз. Это позволяет комбинировать данные, полученные на разнообразных объектах, для выделения и исследования принципиальных черт структуры и функции фермента.

Структурно АТФазы Е-типа состоят из интегрированного в мембрану Ео-сектора, осуществляющего ионный транспорт, и каталитической Егчасти. Наиболее простое строение имеет бактериальная Н+-АТФаза. Фермент состоит из девяти типов субъединиц. Пять из них, составляющие Ех, названы греческими буквами в порядке убывания молекулярной массы и присутствуют в стехиометрии а3/З3716161. Мембранный Ео-сектор составляют три оставшиеся субъединицы в

стехиометрии <2162^12 [3, 4]. В Fo хлоропластной Н+-АТФазы присутствует два типа 6-субъедиииц: b и Ь'; обе они гомологичны субъединице b Е. cok. В митохондриях фермент состоит из более чем пятнадцати типов субъединиц.

Может показаться, что митохондриальная Н+-АТФаза имеет принципиально иное строение, нежели сходные между собой хлоропласт-ный и бактериальный фермент. Но непосредственно задействованные в катализе субъединицы су, /3, 7, е, а и с бактериального фермента имеют высокогомологичные им по первичной структуре субъединицы в митохондриальном ферменте. Субъединицы 8 и Ъ бактериальной Н+-АТФазы, гомология которых с митохондриальными аналогами низка, несут структурную роль. Таким образом, Н+-АТФазы из разных объектов, видимо, имеют одинаковый комплекс рабочих каталитических субъединиц, но различаются по структурным субъединицам. Дополнительные субъединицы хлоропластной и митохондриаль-ной Н+-АТФазы могут служить для более эффективной работы фермента в конкретных условиях и для его регуляции. Данные по гомологии субъединиц Н+-АТФаз сведены в таблицу 1.

Краткое описание структуры генов Н+-АТФаз из разных объектов освещено в работе Уокера и соавторов [5].

Таблица 1: Гомология субъединиц Н+-АТФазы из разных объектов.

Митохондрии

Хлоропласты

Бактерии

а

Р

7

ОБСР

6

е

а

Ъ

с

ингибитор

А6Ь &

е / 9

а

Р

7 6

а

Ь и У (или I и II) с (или III)

а

Р

7 6

б

б

3.2 Структура фермента

По топологии Н+-АТФаза напоминает гриб. Г ¡-комплекс составляет сферическую глобулу "шляпки", от нее отходит "ножка", состоящая частично из субъединиц Ео, частично из субъединиц ¥\. а у митохон-дриальной Н+-АТФазы еще из ряда субъединиц. "Ножка" соединяет Ех с интегрированным в мембрану Ео, составлющим толстое "основание" ножки. Ниже дана характеристика субъединиц Н+-АТФазы из различных объектов и описание структуры комплекса в целом.

3.2.1 Краткое описание субъединиц

В настоящее время установлена первичная структура всех субъединиц большого числа Н+-АТФаз бактерий, хлоропластов и митохондрий. Рентгеноструктурным анализом получена картина строения комплекса a^ß^i митохондрий с разрешением 2.8 Ä [6], субъединицы е Е. coli с разрешением 2.3 Ä [7], методом ЯМР установлена значительная часть структуры с-субъединицы Е. coli [8, 9,10] и Р. modestum [11]; с помощью обработки протеазами, специфическими модификаторами, кросс-сшивающими реагентами, а также с помощью моноклональных антител получены данные по укладке в мемране ряда субъединиц Fq.

Субъединицы а и ß

Это самые крупные субъединицы комплекса: их молекулярный вес составляет около 55 и 50 кДа соответственно. Эти субъединицы гомологичны между собой по аминокислотной последовательности. Рент-геноструктурный анализ [6] показал, что субъединицы а и ß имеют очень сходное строение и состоят из трех доменов — N-концевой ß-боч-ки из шести /3-тяжей, центрального домена, на котором расположены сайты связывания нуклеотидов, и С-концевого домена из 7 «-спиралей. N-концевые /3-б очки этих субъединиц образуют единый /3-слой.

На субъединицах а и ß находятся сайты связывания нуклеотидов. Всего в Fi их шесть; три образованы преимущественно аминокислотными остатками а-субъединиц и одним остатком /3-субъединиц; три

Рисунок 1: Каталитический сайт Н+-АТФазы митохондрий сердца быка со связанным в нем М§АМР-РМР (стереопара). Отмечены остатки, играющие ключевую роль в связывании нуклеотида. Нумерация остатков митохондриального фермента. Рисунок сделан с помощью программы

других сайта, наоборот, остатками /3-субъединиц и одним остатком а-субъединиц. На /3-субъединицах расположен каталитический сайт, на а — некаталитический; роль последнего до конца не выяснена. Строение каталитического сайта представлено на Рис. 1.

Отсутствие каталитических свойств сайта на а-субъединице, видимо, объясняется отсутствием остатка глутаминовой кислоты в положении, соответствующем /ЗС1и188 (нумерация остатков Н+-АТФазы митохондрий сердца быка) [6].

Субъединицы а и ¡3 отличаются высокой консервативностью. Так,

сравнительный анализ аминокислотной последовательности выявил 70% идентичных остатков у /3-субъединицы фермента Е. соЫ фермента из митохондрий сердца быка [12]; у близких видов гомология еще выше.

Субъединица 7

Это третья по величине субъединица Е^ Ее молекулярный вес около 31 кДа. Строение значительной части этой субъединицы было установлено рентгеноструктурным анализом [6]. Этот белок образует стержень, состоящий из двух антипараллельно закрученных а-спиралей, который пронизывает гексамер из а и /3-субъединиц. Структура неразрешенной рентгеноструктурным анализом части 7-субъединицы неясна.

Показано, что в процессе гидролиза АТФ 7-субъединица вращается внутри «з/Зз-гексамера [13].

Субъединицы 6 и е.

Субъединицы 8 же бактериального и хлоропластного фермента (гомологичны ОБСР и <5-субъединице митохондриальной Н+-АТФазы соответственно, см. Таблицу 1) — самые маленькие субъединицы Е^ молекулярный вес около 20 кДа и 15 кДа соответственно. Структура <5-сц ы Е. соИ была установлена с помощью метода ЯМР [14, 15]. Оказалось, что Ы-концевой участок этого белка представляет собой домен из шести «-спиралей. Именно этот домен контактирует с ]Ч-концевой

Рисунок 2: Схематичное изображение б-субъединицы Е. coli по данным рентге-ноструктурного анализа.

частью а-субъединицы. С-концевая область 6-субъединицы взаимодействует с 6-субъединицей Fq [15].

Структура субъединицы е Е. coli была получена методами ЯМР и рентгеноструктурного анализа [16, 7]. N-концевой домен этого белка представляет собой "сэндвич" из десяти /3-тяжей. С-концевой домен представляет собой "шпильку" из двух а-спиралей и контактирует с /3-субъединицей (Рис. 2).

Субъединица а (субъединица 6).

Это самый крупный из составляющих Fo-сектор белков, его молекулярная масса составляет около 25 кДа. Субъединица а является гидрофобным интегральным мембранным белком. К настоящему времени количество трансмембранных а-спиралей этого белка точно не установлено. По данным экспериментов с моноклональными антителами, специфичными к внемембранным фрагментам субъединицы а

[17, 18], белок образует б трансмембранных столбов; С и N концы расположены с цитоплазматической части мембраны. Другие исследователи полагают наличие лишь пяти трансмембранных «-спиралей, помещая С-конец белка с цитоплазматической стороны, а N-конец — с периплазматической стороны мембраны [19]. Споры, однако, не затрагивают функционально важной области субъединицы a, a именно, двух последних (С-концевых) трансмембранных спиралей. На предпоследней спирали, приблизительно в середине толщи мембраны, находится высококонсервативный остаток аргинина (Arg210 Е. coli) , необходимый для протонной транслокации; ближе к периплазматической поверхности мембраны расположен консервативный остаток глутамино-вой кислоты (Glu219 Е. coli). На последней, С-концевой трансмембранной спирали расположены функционально важные остатки гистидина (His245 Е. cok) и глутамина (Gln252 Е. coli)

Большое количество данных о роли отдельных аминокислотных остатков субъединицы а в процессе переноса протонов было получено на Е. coli методом сайт-специфического мутагенеза. Ниже приведен краткий обзор данных, полученных этим методом.

На мутантах исследовались: 1) нарушения процесса сборки FoFi; 2) синтетическая активность фермента (по росту колоний на сукцинат-ной среде за счет окислительного фосфорилирования); 3) пассивный протонный транспорт при создании искусственного ДДН+; 4) АТФаз-ная активность и ее чувствительность к ДЦКД как тест на эффектив-

ность сопряжения; 5) активный транспорт протонов за счет гидролиза АТФ (АТФ-зависимая транслокация). Так как аминокислотные остатки, описанные ниже, высококонсервативны и присутствуют в субъединицах а из разнообразных организмов, данные о ферменте Е. coli приложимы к Н+-АТФазе в общем.

Критическую роль в ионном транспорте играет высококонсервативный остаток аргинина, расположенный на предпоследней С-кон-цевой трансмембранной a-спирали (Arg210 Е. coli). Замена Arg210 на Ala, Lys, Ile, Val, Gin или Glu приводила к полной потере протонной проводимости Fq и АТФ-зависимой протонной транслокации FoFi ; наблюдалось отсутствие роста на сукцинатной среде. На процесс сборки FoFi-комплекса мутации по этому остатку не влияли. Эффект мутации Arg210Gln частично обращался при замене на аргинин остатка Gln252, находящегося на последней, С-концевой трансмембранной а-спирали: наблюдался рост на сукцинате [19]

Замена Asn214! на Val, Leu, Gin или Glu снижала АТФ-зависимую протонную транс локацию, но наблюдался рост клеток на сукцинатной среде; замена этого остатка на His подавляла АТФ-зависимую протонную транс локацию на 95%, рост на сукцинате в этом случае не наблюдался. АТФазная активность также уменьшалась во всех вышеперечисленных мутантах; но это наблюдалось при pH ниже 8.8, а

1 Здесь и далее нумерация остатков субъединиц дана для Е. coli, если не указано обратное.

при pH 9.1 активность была на уровне дикого типа. ДЦКД снижал на 60-75% АТФазную активность как фермента дикого типа, так и му-тантных FoFi. На связывание Fi с Fo описанные мутации не влияли [20].

Кроме Arg210 и Asn214, для протонпроводящей функции фермента Е. coli важны остатки Glu219 и His245. У большинства млекопитающих, а также у ряда других организмов (в частности, у Rh. capsulatus) эти два аминокислотных остатка расположены наоборот: His находится в положении, гомологичном 219му, a Glu — 245му остатку субъединицы а Е. coli (Рис. 3).

Замена His245 на Туг приводила к тому же эффекту, что и вышеописанные мутации по Arg210 [21], замена этого остатка на Glu снижала АТФ-зависимую протонную транслокацию до уровня 45% от таковой дикого типа. Замена Glu219 на Leu и Gin практически полностью блокировала протонную проводимость Fq; замена же этого остатка на Asp незначительно влияла на свойства фермента. Любопытно, что при замене Glu219 на His наблюдалась протонная проводимость порядка 20% от таковой дикого типа. Наконец, при взаимной перемене положений Glu219 и His245 наблюдалась более высокая АТФ-зависимая протонная транс локация, чем в случае мутаций по одному из этих остатков, хотя и меньшая, чем у фермента дикого типа. На связывание Fi с Fo эти мутации не влияли; ферменты имели ДЦКД-чувствительную АТФазную активность на уровне дикого типа [22].

1 10 11 20 21 30 31 40 41 50

Шпинат 1 -------------------М NVLLCYINTL NRFYDISAVE VGQHFYWQIG 31

P. modestum 1 MKKMGPIILA VVIAIGTFAL KMMGVIGFKT PPLVEGPKIM FYVPLPEAMH 50

Е. coli 1 -----------------------MASENMT PQDYIGHHLN N—LQLDLR 24

Rhb . capsulatus 1 ---------------------------------------М F---DGEAIR 8

Митохондрии быка 1 ---------------------------------------------MNENL 5

51 60 61 70 71 80 81 90 91 100

Шпинат 32 DFQVHAQVL- -ITSWVVIAI LLIS----TI LVVRNPQ--------TIPTS 67

P. modestum 51 DFPFAMEMAS -GVYGFPVTI TVISTWFVML FLIMVFRWSS KN-LEVVPER 98

E. coli 25 TFSLVDPQNP PATFWTINID SMFFSVVLGL LFLVLFRSVA KKATSGVPGK 74

Rhb. capsulatus 9 WFEFFVPTN- -STLWMAIGV LMIA----LL MVVGTLRRA------IVPGR 46

Митохондрии быка 6 FTSFITPVI- -LGLPLVTLI VLFP----SL LFPTSNR--------LVSNR 41

101 110 111 120 121 130 131 140 141 150

Шпинат 68 GQNFFEYVLE FIRDVSKTQI GEEYGPWVPF IGTLFLFIFV SNWSGALLPW 117

P. modestum 99 KQAFFETIYG FLDDLYGQLL GNWKKKYFTY IGTLFLFLLI SNIVS-FFPI 147

E. coli 75 FQTAIELVIG FVNGSVKDMY HGKSKLIAPL ALTIFVWVFL MNLMD-LLPI 123

Rhb. capsulatus 47 IQSLAELTYG FIHKMVEDVA GKDGLVYFPY IFTLFLFILF SNFLG-LIPM 95

Митохондрии быка 42 FVTLQQWMLQ LVSKQMMSIH NSKGQTWTLM LMSLILFIGS TNLLG-LLPH 90

151 160 161 170 171 180 181 190 191 200

Шпинат 118 KIIKLP------------HG ELAAPTNDIN TTVALALLTS VAYFYAGISK 155

P. modestum 148 PGFS-SEN-----GVFSIAP ALRTPTADLN TTVGLALLTT YSFIAASFRT 191

E. coli 124 DLLPYIAEHV LGLPALRVVP SADVNVTLSM ALGVFILILF YSIKMKGIGG 173

Rhb. capsulatus 96 AFT----------------P TSHIAVTGVM AMGVFIGVTA LGFMKHGSHF 129

Митохондрии быка 91 SFT----------------P TTQLSMNLGM AIPLWAGAVI TGFRNKTKAS 124

201 210 211 220 221 230 231 240 241 250

Шпинат 156 KG—LAYFG KYIQPTPILL PINILEDFTK PLSLSFRLFG NILADELVVV 202

P. modestum 192 SG—FFGFFK GLFEPMPLMF PINLAGEFAK PTNISIRLFG NMFAGMVILG 239

E. coli 174 FTKELTLQPF NHWAFIPVNL ILEGVSLLSK PVSLGLRLFG NMYAGELIFI 223

Rhb. capsulatus 130 LN—LFWVSA APLPLRPILA VIEVISYFVR PVSHSIRLAG NMMAGHAVME 177

Митохондрии быка 125 LA—HFLPQG TPTPLIPMLV IIETISLFIQ PMALAVRLTA NITAGHLLIH 172

251 260 261 270 271 280 281 290 291 300

Шпинат 203 VLVSLVP--- —LVVPIPVM FLGLFTSGIQ ALIFATLAAA 237

Р. modestum 240 Т Т VITA AD -VLIPAPLHL YFDLFSGVVQ SFVFIMLTMV 275

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Фенюк, Борис Александрович, 1998 год

Список литературы

[1] Mitchell, P. Coupling of photophosphorylation to electron and hydrogen transfer by a chemiosmotic type of mechanism. Nature 191:144-148, 1961.

[2] Blair, A., Ngo, L., Park, J., Paulsen, I.T., and Saier, M.H. Phylogenetic analyses of the homologous transmembrane channel-forming proteins of the FoFi-ATPases of bacteria, chloroplasts and mitochondria. Microbiology 142:17-32, 1996.

[3] Foster, D.L. and Fillingame, R.H. Stoichiometry of subunits in the proton-ATPase complex of Escherichia coli. J.Biol.Chem. 257:20092015, 1982.

[4] Fillingame, R.H., Jones, P.C., Jiang, W., Valiyaveetil, F.I., and Dmitriev, O.Y. Subunit organization and structure in the Fq sector of Escherichia coli FiFqATP synthase. Biochim.Biophys.Acta 1365

(1-2): 135-142, 1998.

[5] Walker, J.E., Cozens, A.L., Dyer, M.R., Fearnley, I.M., Powell, S.J., and Runswick, M.J. Structure and genes of ATP synthase.

B io chem. S o c. Trans. 15(1):104-106, 1987.

[6] Abrahams, J.P., Leslie, A.G., Lutter, R., and Walker, J.E. Structure at 2.8 A resolution of Fi-ATPase from bovine heart mitochondria. Nature 370(6491) :621-628, 1994.

[7] Uhlin, U., Cox, G.B., and Guss, J.M. Crystal structure of the epsilon subunit of the proton-translocating ATP synthase from Escherichia coli. Structure. 5(9):1219—1230, 1997.

[8] Girvin, M.E. and Fillingame, R.H. Helical Structure and Folding of Subunit c of FiFo-ATP Synthase: !H NMR Resonance Assignments and NOE Analysis. Biochemistry 32:12167-12177, 1993.

[9] Girvin, M.E. and Fillingame, R.H. Hairpin folding of subunit of FiFo-ATP synthase: H distance measurements to nitroxide-derivatized aspartyl-61. Biochemistry 33:665-674, 1994.

[10] Girvin, M.E. and Fillingame, R.H. Determination of Local Protein Structure by Spin Label Difference 2D NMR: The Region Neighboring Asp61 of Subunit c of the FiFo-ATP Synthase. Biochemistry 34:1635-1645, 1995.

[11] Mattey, U., Braun, D., Kaim, G., Wuthrich, K., and Dimroth, P. Secondary structure of subunit c of the FoFi-ATPase from

P. modestum. Proceedings of the 2nd International Workshop on ATP Synthase and V-ATPase (Osnabrück): FS-16, 1998.

[12] Runswick, M.J. and Walker, J.E. The amino acid sequence of the /3-subunit of ATP synthase from bovine heart mitochondria. J.Biol.Chem. 258(5):3081-3089, 1983.

[13] Noji, H., Yasuda, R., Yoshida, M., and Kinosita, K. Direct observation of the rotation of F-ATPase. Nature 386:299-302, 1997.

[14] Wilkens, S., Dunn, S.D., Chandler, J., Dahlquist, F.W., and Capaldi, R.A. Solution structure of the N-terminal domain of the 6 subunit of the E. coli ATPsynthase. Nat.Struct.Biol. 4(3):198-201, 1997.

[15] Wilkens, S., Rodgers, A., Ogilvie, I., and Capaldi, R.A. Structure and arrangement of the Ö subunit in the E. coli ATP synthase (ECFoFi). Biophys.Chem. 68(l-3):95-102, 1997.

[16] Wilkens, S. and Capaldi, R.A. Solution structure of the e subunit of the Fi-ATPase from E. coli and interactions of this subunit with ß subunits in the complex. J.Biol.Chem. 273(41):26645-26651, 1998.

[17] Yamada, H., Moriyama, Y., Maeda, M., and Futai, M. Transmembrane topology of Escherichia coli H+-ATPase (ATP synthase) subunit a. FEBS Lett. 390(1) :34-38, 1996.

[18] Jager, H., Birkenhager, R., Stalz, W.D., Altendorf, K., and Deckers-Hebestreit, G. Topology of subunit a of the Escherichia coli ATP synthase. Eur.J.Biochem. 251(1-2):122-132, 1998.

[19] Hatch, L.P., Cox, G.B., and Howitt, S.M. The essential arginine residue at position 210 in the a subunit of the Escherichia coli ATP synthase can be transferred to position 252 with partial retention of activity. J.Biol.Chem. 270(49):29407-29412, 1995.

[20] Cain, B.D. and Simoni, R.D. Proton translocation by the F]Fo-ATPase of Escherichia coli. Mutagenic analysis of the a subunit. J.Biol.Chem. 264:3292-3300, 1989.

[21] Cain, B.D. and Simoni, R.D. Impaired proton conductivity resulting from mutations in the a subunit of FoFi-ATPase in Escherichia coli. J.Biol.Chem. 261(22):10043-10050, 1986.

[22] Cain, B.D. and Simoni, R.D. Interaction between Glu-219 and His-245 within the a subunit of FiFo-ATPase in Escherichia coli. J.Biol.Chem. 263(14):6606-6612, 1988.

[23] Wang, S. and Vik, S.B. Single amino acid insertions probe the a subunit of the Escherichia coli FiFq-ATP synthase. J.Biol.Chem. 269(4)-.3095-3099, 1994.

[24] Howitt, S.M., Lightowlers, R.N., Gibson, F., and Cox, G.B. Mutational analysis of the function of the a-subunit of the FiFq-ATPase of Escherichia coli. Biochim.Biophys.Acta 1015:264-268, 1990.

[25] Howitt, S.M., Cleeter, M., Hatch, L., and Cox, G.B. Functional stability of the a-subunit of the FiFo-ATPase from Escherichia coli is affected by mutations in three proline residues. Biochim.Biophys.Acta 1144:17-21, 1993.

[26] Vik, S.B., Lee, D., Curtis, C.E., and Nguyen, L.T. Mutagenesis of the a subunit of the FiFq-ATP synthase from Escherichia coli in the region of Asn-192. Arch.Biochem.Biophys. 282(1):125-131, 1990.

[27] Aris, J.P. and Simoni, R.D. Cross-linking and labeling of the Escherichia coli FqFi-ATP synthase reveal a compact hydrophilic portion of Fq close to an Fi catalytic subunit. J.Biol.Chem. 258(23) :14599-14609, 1983.

[28] Hermolin, J., Gallant, J., and Fillingame, R.H. Topology, organization, and function of the ip subunit in the Fq sector of the H+-ATPase of Escherichia coli. J.Biol.Chem. 258(23):14550-14555, 1983.

[29] Jans, D.A., Hatch, L., Fimmel, A.L., Gibson, F., and Cox, G.B. Complementation between uncF alleles affecting assembly of the

FiFo-ATPase complex of Escherichia coli. J.Bacteriol. 162(1):420-426, 1985.

[30] Walker, J.E., Runs wick, M.J., and Poulter, L. ATP synthase from bovine mitochondria. The characterization and sequence analysis of two membrane-associated subunits and of the corresponding cDNAs. J.Mol.Biol. 197(1):89—100, 1987.

[31] Collinson, I.R., Fearnley, I.M., Skehel, J.M., Runswick, M.J., and Walker, J.E. ATP synthase from bovine heart mitochondria — identification by proteolysis of sites in Fq exposed by removal of Fx and the oligomycin-sensitivity conferral protein. Biochem.J. 303(part 2):639-645, 1994.

[32] Schneider, E. and Altendorf, K. Bacterial Adenosine 5'-Triphosphate Synthase (FiFo): Purification and Reconstitution of Fq Complexes and Biochemical and Functional Characterization of Their Subunits. Microbiol.Rev. 51:477-497, 1987.

[33] Filiingame, R.H. Molecular Mechanics of ATP Synthesis by FiF0-Type H+-Transporting ATP Synthases. In: Bacteria, Volume 12, 345-91. Edited by: Krulwich, Terry Ann. Academic: San Diego, Calif, 1990.

[34] Senior, A.E. The Proton-Translocating ATPase of Escheria coli. Annu.Rev.Biophys.Biophys.Chem. 19:7-41, 1990.

[35] Birkenhäger, R., Hoppert, M., Deckers-Hebestreit, G., Mayer, F., and Altendorf, K. The Fo complex of the Escherichia coli ATPsynthase. Investigation by electron spectroscopic imaging and immunoelectron microscopy. Eur.J.Biochem. 230:58-67, 1995.

[36] Sorgen, P.L., Bubb, M.R., McCormick, K.A., Edison, A.S., and Cain, B.D. Formation of the b subunit dimer is necessary for interaction with Fi-ATPase. Biochemistry 37(3):923-932, 1998.

[37] Jones, P.C., Jiang, W., and Filiingame R.H. Arrangement of the multicopy H+-translocating subunit c in the membrane sector of the E. coli FiFo ATP synthase. Proceedings of the 2nd International Workshop on ATP Synthase and V-ATPase: FS-14, 1998.

[38] Jones, P.C., Jiang, W., and Fillingame, R.H. Arrangement of the multicopy H+-translocating subunit c in the membrane sector of the Escherichia coli FiF0-ATP synthase. J.Biol.Chem. 273(27):17178-17185, 1998.

[39] Schemidt, R.A., Qu, J., Williams, J.R., and Brusilow, W.S. Effects of carbon source on expression of Fo genes and on the stoichiometry of the c subunit in the FiFo-ATPase of Escherichia coli. J.Bacteriol. 180(12):3205—3208, 1998.

[40] Schemidt, R.A., Hsu, D.K., Deckers-Hebestreit, G., Altendorf, K., and Brusilow, W.S. The effects of an atpE ribosome-binding site

mutation on the stoichiometry of the c subunit in the F1F0ATPase of Escherichia coli. Arch.Biochem.Biophys. 323(2):423-428, 1995.

[41] Mao D., Wächter E., and Wallance B.A., Folding of the mitochondrial proton adenosinetriphosphatase proteolipid channel in phospholipid vesicles. Biochemistry 21(20):4960-4968, 1982.

[42] Senior, A.E. Secondary and tertiary structure of membrane proteins involved in proton translocation. Biochim.Biophys.Acta 726:81-95, 1983.

[43] Dimroth, P., Kaim, G., and Matthey, U. The motor of the ATP synthase. Biochim.Biophys.Acta 1365(l-2):87-92, 1998.

[44] Matthey, U., Kaim, G., and Dimroth, P. Subunit c from the sodium-ion-transloeating FiFo~ATPase of P. modestum — production, purification and properties of the protein in dodecylsulfate solution. Eur.J.Biochem. 247(3):820-825, 1997.

[45] Girvin, M.E., Hermolin, J., Pottorf, R., and Filiingame, R.H. Organization of the Fo Sector of Escherichia coli H+-ATPase: The Polar Loop Region of Subunit c Extends from the Cytoplasmic Face of the Membrane. Biochemistry 28:4340-4343, 1989.

[46] Walker, J.E., Lutter, R., Dupuis, A., and Runswick, M.J. Identification of the Subunits of FiFo-ATPase from Bovine Heart Mitochondria. Biochemistry 30(22):5369-5378, 1991.

[47] Higuti, T., Kuroiwa, K., Kawamura, Y., and Yoshihara, Y. Complete amino acid sequence of subunit e of rat liver mitochondrial H+-ATP synthase. Biochemistry 31(49):12451-12454, 1992.

[48] Belogrudov, G.I., Tomich, J.M., and Hatefi, Y. Membrane topography and near-neighbor relationships of the mitochondrial ATP synthase subunits e, /, and g. J.Biol.Chem. 271(34):20340-20345, 1996.

[49] Collinson, I.R., Runswick, M.J., Buchanan, S.K., Fearnley, I.M., Skehel, J.M., Vanjaaij, M.J., Griffiths, D.E., and Walker, J.E. F0 membrane domain of ATP synthase from bovine heart mitochondria — purification, subunit composition, and reconstitution with Fi-ATPase. Biochemistry 33(25):7971-7978, 1994.

[50] Walker, J.E., Gay, N.J., Powell, S.J., Kostina, M., and Dyer, M.R. ATP synthase from bovine mitochondria: sequences of imported precursors of oligomycin sensitivity conferral protein, factor 6, and adenosinetriphosphatase inhibitor protein. Biochemistry 26(26):8613-8619, 1987.

[51] Engelbrecht, S. and Junge, W. Subunit <5 of hydrogen ion ATPases: at the interface between proton flow and ATP synthesis. Biochim.Biophys.Acta 1015:379-390, 1990.

[52] Higuti, T., Tsurumi, C., Kawamura, Y., Tsujita, H., Osaka, F., Yoshihara, Y., Tani, I., Tanaka, K., and Ichihara, A. Molecular cloning of cDNA for the import precursor of human coupling factor 6 of H+-ATP synthase in mitochondria. Bio chem. Biophy s. Res. Commun. 178(2):793-799, 1991.

[53] Higuti, T., Negama, T., Takigawa, M., Uchida, J., Yamane, T., Asai, T., Tani, I., Oeda, K., Shimizu, M., and Nakamura, K. A hydrophobic protein, chargerin II, purified from rat liver mitochondria is encoded in the unidentified reading frame A6L of mitochondrial DNA. J.Biol.Chem. 263(14):6772-6776, 1988.

[54] Fearnley, I.M. and Walker, J.E. Two overlapping genes in bovine mitochondrial DNA encode membrane components of ATP synthase. EMBO J. 5(8):2003—2008, 1986.

[55] Kanner, B.I., Serrano, R., Kandrach, M.A., and Racker, E. Preparation and characterization of homogeneous coupling factor 6 from bovine heart mitochondria. Bio chem. Biophy s. Res. Commun. 69(4):1050-1056, 1976.

[56] Walker, J.E. The regulation of catalysis in ATP synthase. Current Opinion in Structural Biology 4(6):912-918, 1994.

[57] Watts, S.D., Tang, C., and Capaldi, R.A. The stalk region of the Escherichia coli ATP synthase. Tyrosine 205 of the gamma subunit

is in the interface between the Fi and Fq parts and can interact with both the e and c oligomer. J.Biol.Chem. 271 (45):28341-28347, 1996.

[58] Wetzel, C.M. and McCarty, R.E. Aspects of subunit interactions in the chloroplast ATP synthase. 1. Isolation of a chloroplast coupling factor 1-subunit-III complex from spinach thalakoids. Plant Physiol. 102:241-249, 1993.

[59] Jounouchi, ML, Takeyama, M., Chaiprasert, P., Noumi, T., Moriyama, Y., Maeda, M., and Futai, M. E. colt H+-ATPase: Role of the 6 Subunit in Binding Fi to the Fq Sector. Arch.Biochem.Biophys. 292:376-381, 1992.

[60] Mendel-Hartvig, J. and Capaldi, R.A. Structure-Function Relationships of Domains of the 6-Subunit in Escherichia-Coli Adenosine Triphosphatase. Biochim.Biophys.Acta 1060:115-124, 1991.

[61] Lotscher, H.R., deJong, C., and Capaldi, R.A.

Inhibition of the adenosinetriphosphatase activity of Escherichia coli Fi by the water-soluble carbodiimide 1-ethyl-3-[3-(dimethylamino)propyl]carbodiimide is due to modification of several carboxyls in the beta subunit. Biochemistry 23(18):4134-4140, 1984.

[62] Dallmann, H.G., Flynn, T.G., and Dunn, S.D. Determination of the l-ethyl-3-[(3-dimethylamino)propyl]-carbodiimide-induced cross-link between the ß and e subunits of Escherichia coli Fi-ATPase. J.Biol.Chem. 267(26):18953-18960, 1992.

[63] Aggeier, R., Haughton, M.A., and Capaldi, R.A. Disulfide bond formation between the COOH-terminal domain of the ß subunits and the 7 and e subunits of the Escherichia coli Fi-ATPase — structural implications and functional consequences. J.Biol.Chem. 270(16):185—195, 1995.

[64] Dunn, S.D. Epsilon-binding regions of the gamma subunit of Escherichia coli ATP synthase. Biochim.Biophys.Acta 1319(2-3):177-184, 1997.

[65] Dunn, S.D. The isolated 7 subunit of Escherichia coli Fi ATPase binds the e subunit. J.Biol.Chem. 257(13):7354-7359, 1982.

[66] Schulenberg, B., Wellmer, F., Lill, H., Junge, W., and Engelbrecht, S. Cross-linking of chloroplast FiFq-ATPase subunit epsilon to gamma without effect on activity. Epsilon and gamma are parts of the rotor. Eur.J.Biochem. 249(1):134-141, 1997.

[67] Zhang, Y., Oldenburg, M., and Filiingame, R.H. Suppressor mutations in Fi subunit epsilon recouple ATP-driven H+

translocation in uncoupled Q42E subunit c mutant of Escherichia coli FiF0 ATP synthase. J.Biol.Chem. 269(14):10221-10224, 1994.

[68] Licher, T., Kellner, E., and Lill, H. The coupling region of F0Fi ATP synthase: binding of the hydrophilic loop of Fo subunit c to Fi. FEBS Lett. 431(3):419-422, 1998.

[69] Tang, C., Wilkens, S., and Capaldi, R.A. Structure of the gamma subunit of Escherichia coli Fi ATPase probed in trypsin digestion and biotin-avidin binding studies. J.Biol.Chem. 269(6):4467-4472, 1994.

[70] Watts, S.D. and Capaldi, R.A. Interactions between the Fi and Fo parts in the Escherichia coli ATP synthase. Associations involving the loop region of c subunits. J.Biol.Chem. 272(24):15065-15068, 1997.

[71] Deckers-Hebestreit, G. and Altendorf, K. The F0Frtype ATP synthases of bacteria: structure and function of the Fo complex. Annu.Rev.Microbiol. 50:791-824, 1996.

[72] Weber, J. and Senior, A.E. Catalytic mechanism of Fi-ATPase. Biochim.Biophys.Acta 1319(l):19-58, 1997.

[73] Boyer, P.D. The ATP synthase — a splendid molecular machine. Annu.Rev.Biochem. 66:717-49, 1997.

[74] Groth, G. and Walker, J.E. Model of the c-subunit oligomer in the membrane domain of F-ATPases. FEBS Lett. 410(2-3):117-123, 1997.

[75] Engelbrecht, S. and Junge, W. ATP synthase: a tentative structural model. FEBS Lett. 414(3):485-491, 1997.

[76] Cox, G.B., Fimmel, A.L., Gibson, F., and Hatch, L. The mechanism of ATP synthase: A reassessment of the functions of the f3 and a subunits. Biochim.Biophys.Acta 849:62-69, 1986.

[77] Hoppe, J., Brunner, J., and Jorgensen, B.B. Structure of the membrane-embedded Fo part of FiFo ATP synthase from Escherichia coli as inferred from labeling with 3-(Trifluoromethyl)-3-(m-[125I]iodophenyl)diazirine. Biochemistry 23(23):5610-5616, 1984.

[78] Griiber, G. and Capaldi, R.A. Differentiation of catalytic sites on Escherichia coli Fx ATPase by laser photoactivated labeling with [3H]-2-Azido-ATP using the mutant /?Glu381Cys:eSerl08Cys to identify different (3 subunits by their interactions with 7 and e subunits. Biochemistry 35(13):3875-3879, 1996.

[79] Penefsky, H.S. Reaction mechanism of the membrane-bound ATPase of submitochondrial particles from beef heart. J.Biol.Chem. 260(25) :13728-13734, 1985.

[80] Duncan, T.M., Bulygin, V.V., Zhou, Y., Hutcheon, M.L., and Cross, R.L. Rotation of subunits during catalysis by escherichia coli Fi-ATPase. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 92(24):10964-10968, 1995.

[81] Zhou, Y., Duncan, T.M., and Cross, R.L. Subunit rotation in Escherichia coli FiFo-ATP synthase during oxidative phosphorylation. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 94(20) :10583-10587, 1997.

[82] Aggeier, R., Weinreich, F., and Capaldi, R.A. Arrangement of the e subunit in the Escherichia coli ATP-synthase from the reactivity of cysteine residues introduced at different positions in this subunit. Biochim.Biophys.Acta 1230:62-68, 1995.

[83] Labahn, A., Fromme, P., and Gräber, P. Detecting precatalytic conformational changes in Fi-ATPase with 4-benzoyl(benzoyl)-1-amidofluorescein, a novel fluorescent nucelotide site-specific photoaffinity label. FEBS Lett. 271:116-118, 1990.

[84] Rao, R., AI Shawi, M.K., and Senior, A.E. Trinitrophenyl-ATP and -ADP bind to a single nucleotide site on isolated /^-subunit of Escherichia coli FrATPase. J.Biol.Chem. 263(12):5569-5573, 1988.

[85] Weber, J., Bowman, C., Wilke-Mounts, S., and Senior, A.E. a-aspartate 261 is a key residue in noncatalytic sites of Escherichia coli Fi-ATPase. J.Biol.Chem. 270:21045-21049, 1995.

[86] Ohta, S., Tsubo, M., Oshima, T., Yoshida, M., and Kagawa, Y. Nucleotide binding to isolated alpha and beta subunits of proton translocating adenosine triphosphatase studied with circular dichroism. J.Biochem.(Tokyo) 87(6):1609-1617, 1980.

[87] Issartel, J.P. and Vignais, P.V. Evidence for a nucleotide binding site on the isolated /3 subunit from Escherichia coli Fi-ATPase. Interaction between nucleotide and aurovertin D binding sites. Biochemistry 23(26):6591-6595, 1984.

[88] Mills, D.A. and Richter, M.L. Nucleotide Binding to the Isolated /3-Subunit of the Chloroplast ATP Synthase. J.Biol.Chem. 266(12):7440—7444, 1991.

[89] al-Shawi, M.K., Parsonage, D., and Senior, A.E. Adenosine triphosphatase and nucleotide binding activity of isolated /3-subunit preparations from Escherichia coli FiFo-ATP synthase. J.Biol.Chem. 265(10):5595-5601, 1990.

[90] Noumi, T., Maeda, M., and Futai, M. A homologous sequence between H+-ATPase (FoFi) and cation-transporting ATPases. Thr-285-Asp replacement in the beta subunit of Escherichia coli Fi changes its catalytic properties. J.Biol.Chem. 263(18):8765-8770, 1988.

[91] Gao, F., Lipscomb, B., Wu, I., and Richter, M.L. In vitro assembly of the core catalytic complex of the chloroplast ATP synthase. J.Biol.Chem. 270(17):9763-9769, 1995.

[92] Al-Shawi, M.K. and Senior, A.E. Catalytic Sites of Escherichia Coli Fr ATPase — Characterization of Unisite Catalysis at Varied pH. Biochemistry 31:878-885, 1992.

[93] Cross, R.L., Grubmeyer, C., and Penefsky, H.S. Mechanism of ATP hydrolysis by beef heart mitochondrial ATPase. Rate enhancements resulting from cooperative interactions between multiple catalytic sites. J.Biol.Chem. 257:12101-12105, 1982.

[94] Fischer, S., Etzold, C., Turina, P., Deckers-Hebestreit, G., Altendorf, K., and Gräber, P. ATP synthesis catalyzed by the ATP synthase of Escherichia coli reconstituted into liposomes. Eur.J.Biochem. 225(1):167-172, 1994.

[95] Solomon, K.A. and Brusilow, W.S. Effect of an uncE ribosome-binding site mutation on the synthesis and assembly of the Escherichia coli proton-translocating ATPase. J.Biol.Chem. 263(ll):5402-5407, 1988.

[96] Etzold, C., Deckers-Hebestreit, G., and Altendorf, K. Turnover number of Escherichia coli FoFi ATP synthase for ATP synthesis in membrane vesicles. Eur.J.Biochem. 243(1-2):336-343, 1997.

[97] Junesdi, U. and Gräber, P. The rate of ATP synthesis as a function of ApH in normal and dithiothreitol-modified chloroplasts. Biochim.Biophys.Acta 809:429-434, 1985.

[98] Matsuno-Yagi, A. and Hatefi, Y. Estimation of the turnover number of bovine heart FoFi complexes for ATP synthesis. Biochemistry 27:335-340, 1988.

[99] Weber, J, Wilke-Mounts, S., Lee, R.S.F., Grell, E., and Senior, A.E. Specific Placement of Tryptophan in the Catalytic Sites of Escherichia coli Fi-ATPase Provides a Direct Probe of Nucleotide Binding: Maximal ATP Hydrolysis Occurs with Three Sites Occupied. J.Biol.Chem. 268:20126-20133, 1993.

[100] Penefsky, H.S. and Cross, R.L. Structure and mechanism of FoFi-type ATP synthases and ATPases. Adv. Enzymol. Relat. Areas. Mol. Biol. 64:173-214, 1991.

[101] Senior, A.E. Catalytic sites of Escherichia coli Fi-ATPase. J.Bioenerg.Biomembr. 24(5):479-484, 1992.

[102] Senior, A.E. and al-Shawi, M.K. Further examination of seventeen mutations in Escherichia coli Fi- ATPase beta-subunit. J.Biol.Chem. 267(30) :21471-21478, 1992.

[103] al-Shawi, M.K., Parsonage, D., and Senior, A.E. Thermodynamic analyses of the catalytic pathway of Fi-ATPase from Escherichia coli. Implications regarding the nature of energy coupling by Fi-ATPases. J.Biol.Chem. 265(8):4402-4410, 1990.

[104] Duncan, T.M. and Senior, A.E. The defective proton-ATPase of uncD mutants of Escherichia coli. Two mutations which affect the catalytic mechanism. J.Biol.Chem. 260(8):4901-4907, 1985.

[105] Matsuno-Yagi, A. and Hatefi, Y. Studies on the mechanism of oxidative phosphorylation; Different effects of Fo on unisite and multisite ATP hydrolysis by bovine submitochondrial particles. J.Biol.Chem. 268(3):1539-1545, 1993.

[106] Turina, P. and C'apaldi, R.A. ATP hydrolysis driven structural changes in the 7-subunit of Escherichia coli ATPase monitored by fluorescence from probes bound at introduced cysteine residues. The Journal of Biological Chemistry 269(18):13465-13471, 1994.

[107] Xiao, R. and Penefsky, H.S. Unisite catalysis and the delta subunit of FrATPase in Escherichia coli. J.Biol.Chem. 269(30):19232-19237, 1994.

[108] Park. M.Y., Omote, H., Maeda, M., and Futai, M. Conserved Glu-181 and Arg-182 residues of Escherichia coli H+-ATPase (ATP synthase) (3 subunit are essential for catalysis: properties

of 33 mutants between (5 Glu-161 and ¡3 Lys-201 residues. J.Biochem.(Tokyo) 116(5) :1139-1145, 1994.

[109] Penefsky, H.S. Reaction mechanism of the membrane-bound ATPase of submitochondrial particles from beef heart. J.Biol.Chem. 260(25) :13728-13734, 1985.

[110] al-Shawi, M.K. and Senior, A.E. Effects of dimethyl sulfoxide on catalysis in Escherichia coli Fi-ATPase. Biochemistry 31(3):886-891, 1992.

[111] Boyer, P.D., Cross, R.L., and Momsen, W. A new concept for energy coupling in oxidative phosphorylation based on a molecular explanation of the oxygen exchange reactions. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 70(10):2837-2839, 1973.

[112] Hatefi, Y. ATP synthesis in mitochondria. Eur.J.Biochem. 218(3):759—767, 1993.

[113] Senior, A.E. ATP Synthesis by Oxidative Phosphorylation. Physiol.Rev. 68(1):177-231, 1988.

[114] Boyer, P.D. The binding change mechanism for ATP synthase — Some probabilities and possibilities. Biochim.Biophys.Acta 1140:215-250, 1993.

[115] Allison, W.S., Jault, J.M., Grodsky, N.B., and Dou, C. A model for ATP hydrolysis catalysed by Fi-ATPases based on kinetic and structural considerations. Biochem.Soc.Trans. 23(4):752—756, 1995.

[116] Cross, R.L. The mechanism and regulation of ATP synthesis by Fi-ATPases. Annu.Rev.Biochem. 50:681-714, 1981.

[117] Kayalar, C., Rosing, J., and Boyer, P.D. An alternating site sequence for oxidative phosphorylation suggested by measurement of substrate binding patterns and exchange reaction inhibitions. J.Biol.Chem. 252(8):2486—2491, 1977.

[118] Weber, J., Wilke-Mounts, S., Lee, R.S.F., Grell, E., and Senior, A.E. Specific Placement of Tryptophan in the Catalytic Sites of Escherichia coli Fi-ATPase Provides a Direct Probe of Nucleotide Binding: Maximal ATP Hydrolysis Occurs with Three Sites Occupied. J.Biol.Chem. 268:20126-20133, 1993.

[119] Weber, J., Wilke-Mounts, S., and Senior, A.E. Cooperativity and stoichiometry of substrate binding to the catalytic sites of Escherichia coli FoATPase effects of magnesium inhibitors and mutation. J.Biol.Chem. 269(32):20462-20467, 1994.

[120] Weber, J., Bowman, C., and Senior, A.E. Specific tryptophan substitution in catalytic sites of Escherichia coli Fo-ATPase allows

differentiation between bound substrate ATP and product ADP in steady-state catalysis. J.Biol.Chem. 271(31):18711-18718, 1996.

[121] Wilke-Mounts, S., Weber, J., Grell, E., and Senior, A.E. Tryptophan-free Escherichia coli Fi-ATPase. Arch.Biochem.Biophys. 309(2) :363-368, 1994.

[122] Kandpal, R.P. and Boyer, P.D. Escherichia coli F0ATPase is reversibly inhibited by intra- and intersubunit crosslinking: an approach to assess rotational catalysis. Biochim.Biophys.Acta 890:97-105, 1987.

[123] Duncan, T.M., Bulygin, V.V., Zhou, Y., Hutcheon, M.L., and Cross, R.L. Rotation of subunits during catalysis by escherichia coli Fi-ATPase. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 92(24):10964-10968, 1995.

[124] Sabbert, D., Engelbrecht, S., and Junge, W. Intersubunit rotation in active F-ATPase. Nature 381:623-626, 1996.

[125] Sabbert, D., Engelbrecht, S., and Junge, W. Functional and idling rotatory motion within Fi-ATPase. Proc.Natl.Acad.Sei.U.S.A. 94(9) :4401-4405, 1997.

[126] Laubinger, W. and Dimroth, P. Characterization of the Na+-stimulated ATPase of Propionigenium modestum as an enzyme of the FiF0type. Eur.J.Biochem. 168:475-480, 1987.

[127] Laubinger, W. and Dimroth, P. Characterization of the ATP Synthase of Propionigenium modestum as a Primary Sodium Pump. Biochemistry 27:7531-7537, 1988.

[128] Dimroth, P. On the way towards the Na+-binding site within the FiFoATPase of Propionigenium modestum. Biochem.Soc.Trans. 23(4):770-775, 1995.

[129] Laubinger, W. and Dimroth, P. The sodium ion translocating adenosine triphosphatase of Propionigenium modestum pumps protons at low sodium ion concentrations. Biochemistry 28:71947198, 1989.

[130] Laubinger, W., Deckers-Hebestreit, G., Altendorf, K., and Dimroth, P. A hybrid adenosine triphosphatase composed of Fi of Escherichia coli and Fo of Propionigenium modestum is a functional sodium ion pump. Biochemistry 29:5458-5463, 1990.

[131] Schoenknecht, G., Junge, W., Lill, H., and Engelbrecht, S. Complete tracking of proton flow in thylakoids — the unit conductance of CFo is greater than 10 fS. FEBS Lett. 203:289-294, 1986.

[132] Kluge, C. and Dimroth, P. Studies on Na+ and H+ translocation through the Fo part of the Na+-translocating FiFq- ATPase from Propoinigenium modestum: Discovery of a membrane potential dependent step. Biochemistry 31:12665-12672, 1992.

[133] Fraga, D., Hermolin, J., and Filiingame, R.H. Transmembrane helix-helix interactions in Fo suggested by suppressor mutations to Ala24 =» Asp/Asp61 =» Gly mutant of ATP synthase subunit c*. J.Biol.Chem. 269:2562-2567, 1994.

[134] Zhang, Y. and Fillingame, R.H. Essential aspartate in subunit c of FiFq ATP synthase. Effect of position 61 substitutions in helix-2 on function of Asp24 in helix-1. J.Biol.Chem. 269(7):5473-5479, 1994.

[135] Assadi-Porter, F.M. and Fillingame, R.H. Proton-translocating carboxyl of subunit c of FoFi H+-ATP synthase: the unique environment suggested by the pKa determined by !H NMR. Biochemistry 34:16186-16193, 1995.

[136] Kluge, C. and Dimroth, P. Kinetics of inactivation of the FiFo ATPase of Propionigenium modestum by dicyclohexylcarbodiimide in relationship to H+ and Na+ concentration: probing the binding site for the coupling ions. Biochemistry 32(39):10378-10386, 1993.

[137] Schindler, H. and Nelson, N. Proteolipid of Adenosinetriphosphatase from Yeast Mitochondria Forms Proton-Selective Channels in Planar Lipid Bilayers. Biochemistry 21:5787-5794, 1982.

[138] Schneider, E. and Altendorf, K. Subunit b of the membrane moiety (Fq) of ATP synthase (FqFi) from Escherichia coli is indispensable

for H+ translocation and binding of the water-soluble Fi moiety. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 81(23):7279-7283, 1984.

[139] Schneider, E. and Altendorf, K. All three subunits are required for the reconstitution of an active proton channel (Fo) of Escherichia coli ATP synthase (F0Fi). EMBO J. 4:515-518, 1985.

[140] Perlin, D.S., Cox, D.N., and Senior, A.E. Integration of Fi and the membrane sector of the H+-ATPase of Escherichia coli. Role of subunit "b" (uncF protein). J.Biol.Chem. 258(16)-.9793-9800, 1983.

[141] Steffens, K., Schneider, E., Deckers-Hebestreit, G., and Altendorf, K. Fo portion of Escherichia coli ATP synthase. Further resolution of trypsin-generated fragments from subunit b. J.Biol.Chem. 262(12)-.5866-5869, 1987.

[142] Takeyama, M., Noumi, T., Maeda, M., and Futai, M. F0 Portion of Escherichia coli H+-ATPase. J.Biol.Chem. 263(31):16106-16112, 1988.

[143] Futai, M. and Kanazawa, H. Structure and function of proton-translocating adenosine triphosphatase (FoFi): biochemical and molecular biological approaches. Microbiol. Re v. 47(3):285-312,1983.

[144] Galanis, M., Mattoon, J.R., and Nagley, P. Amino acid substitutions in mitochondrial ATP synthase subunit 9 of Saccharomyces

cerevisiae leading to venturicidin or ossamycin resistance. FEBS Lett. 249:333-336, 1989.

[145] Steffens, K., Hoppe, J., and Altendorf, K. F0 part of the ATP synthase from Escherichia coli. Influence of subunits a and b on the structure of subunit c. Eur.J.Biochem. 170:627-630, 1988.

[146] Bartl, F., Deckers-Hebestreit, G., Altendorf, K., and Zundel, G. The Fo complex of the ATP synthase of Escherichia coli contains a proton pathway with large proton polarizability caused by collective fluctuation. Biophys.J. 68(1):104-110, 1995.

[147] Kaim, G., Wehrle, F., Gerike, U., and Dimroth, P. Molecular basis for the coupling ion selectivity of FoFi ATP synthases: probing the liganding groups for Na+ and Li+ in the c subunit of the ATP synthase from Propionigenium modestum. Biochemistry 36(30):9185-9194, 1997.

[148] Kluge, C. and Dimroth, P. Specific protection by Na+ or Li+ of the FoFi-ATPase of Propionigenium modestum from the reaction with dicyclohexylcarbodiimide. J.Biol.Chem. 268(20):14557-14560, 1993.

[149] Kaim, G. and Dimroth, P. Construction, expression and characterization of a plasmid-encoded Na+-specific ATPase hybrid consisting of Propionigenium modestum Fq-ATPase and Escherichia coli Fi-ATPase. Eur.J.Biochem. 222(2):615-623, 1995.

[150] Kaim, G. and Dimroth, P. Formation of a functionally active sodium-translocating hybrid FqFi ATPase in Escherichia coli by homologous recombination. Eur.J.Biochem. 218(3):937-944, 1993.

[151] Kaim, G. and Dimroth, P. A triple mutation in the a subunit of the Escherichia coli/Propionigenium modestum FqFo ATPase hybrid causes a switch from Na+ stimulation to Na+ inhibition. Biochemistry 37(13) :4626-4634, 1998.

[152] Kaim, G. and Dimroth, P. Voltage-generated torque drives the motor of the ATP synthase. EMBO J. 17(20):5887-5895, 1998.

[153] Glaser, E., Norling, B., Kopecky, J., and Ernster, L. Comparison of the effects of oligomycin and dicyclohexylcarbodiimide on mitochondrial ATPase and related reactions. Eur.J.Biochem. 121(3):525-531, 1982.

[154] Hermolin, J. and Filiingame, R.H. H+-ATPase activity of Escherichia coli FiFo is blocked after reaction of dicyclohexylcarbodiimide with a single proteolipid (subunit c) of the Fo complex. J.Biol.Chem. 264:3896-3903, 1989.

[155] Dmitriev, O.Y., Altendorf, K., and Fillingame, R.H. Reconstitution of the Fo complex of Escherichia coli ATP synthase from isolated subunits. Varying the number of essential carboxylates by CO-

incorporation of wild-type and mutant subunit c after purification in organic solvent. Eur.J.Biochem. 233(2):478-483, 1995.

[156] Junge, W., Lill, H., and Engelbrecht, S.

ATP synthase: an electrochemical transducer with rotatory mechanics. Trends.Biochem.Sci. 22(ll):420-423, 1997.

[157] Glagolev, A.N. and Skulachev, V.P. The proton pump is a molecular engine of motile bacteria. Nature 272:280-282, 1978.

[158] Mitchell, P. Epilogue: From energetic abstraction to biochemical mechanism. Symp.Soc.Gen.Microbiol. 27:383-423, 1977.

[159] Elston, T., Wang, H., and Oster, G. Energy transduction in ATP synthase. Nature 391(6666):510-513, 1998.

[160] Possmayer, F.E. and Gräber, P. The pHin and pH01if dependence of the rate of ATP synthesis catalyzed by the chloroplast H+-ATPase, CF0Fi, in proteoliposomes. J.Biol.Chem. 269:1896-1904, 1994.

[161] Vik, S.B. and Antonio, B.J. A Mechanism of Proton Translocation by FiFo ATP Synthases Suggested by Double Mutants of the a Subunit. J.Biol.Chem. 269(48)-.30364-30369, 1994.

[162] Saphon, S., Jackson, J.B., and Witt, H.T. Electrical potential changes, hydrogen ion translocation, and phosphorylation induced

by short flash excitation in Rhodopseudomonas sphaeroides chromatophores. Biochim.Biophys.Acta 408:67-82, 1975.

[163] Petty, K.M. and Jackson, J.B. Correlation between ATP synthesis and the decay of the carotenoid band shift after single flash activation of chromatophores from Rhodopseudomonas capsulata. Biochim.Biophys.Acta 547:463-473, 1979.

[164] Junge, W. Complete tracking of transient proton flow through active chloroplast ATP synthase. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 84:7084-7088, 1987.

[165] Groth, G. and Junge, W. Proton slip of the chloroplast ATPase: its nucleotide dependence, energetic threshold, and relation to an alternating site mechanism of catalysis. Biochemistry 32(32):8103-8111, 1993.

[166] Groth, G. and Junge, W. ATP synthase: activating versus catalytic proton transfer. FEBS Lett. 358(2):142-144, 1995.

[167] Groth, G. and Junge, W. ATP synthase of chloroplasts: Selective action of agents binding to Fi on partial reactions of proton transfer. Biochemistry 34:8589-8596, 1995.

[168] Clayton, R.K. Biochim. Biophys. Acta 75, 312-322, 1963

[169] Fiske C.H., Subarrow Y. J.Biol.Chem., 72, p.248-254, 1925.

[170] Lundin, A., Thore, A., and BaltschefFsky, M. Sensitive measurement of flash induced photophosphorilation in bacterial chromatophores by firefly luciferase. FEBS Lett. 79(l):73-76, 1977.

[171] Williams, R.S., Shaw, E.K., Sieburth, L.E., and Bennett, J. Isolation of chlorophyll-binding proteins of green plants. Meth.Enzymol. 118:338-352, 1986.

[172] Junge, W. and Witt, H.T. On the ion transport system of photosynthesis — Investigation on a molecular level —. Z.Naturforsch. 23b:244-254, 1968.

[173] Jackson, J.B. and Crofts, A.R. High energy state in chromatophores of Rhodopseudomonas spheroides. FEBS Lett. 4:185-189, 1969.

[174] Jackson, J.B. and Crofts, A.R. The kinetics of the light induced carotenoid changes in Rhodopseudomonas sphaeroides and their relation to electrical field generation across the chromatophore membrane. Eur.J.Biochem. 120-130, 1971.

[175] Clark, A.J. and Jackson, J.B. The measurement of membrane potential during photosynthesis and during respiration in intact cells of Rhodopseudomonas capsulata by both electrochromism and by permeant ion redistribution. Biochem.J. 200(2):389—397, 1981.

[176] Jackson, J.B. and Goodwin, M.G. Electro chromic responses of bacterio chlorophyll absorbance bands in purified light-harvesting complexes of Rhodobacter capsulatus reconstituted into liposomes. Bio chim. Biophys. Acta 1144(2):199-203, 1993.

[177] Mulkidjanian, A.Y. and Junge, W. Calibration and time resolution of lumenal pH-transients in chromatophores of Rhodobacter capsulatus following a single turnover flash of light: proton release by the cytochrome bei complex is strongly electrogenic. FEBS Lett.

353:189-193, 1994.

[178] Ausländer, W. and Junge, W. Neutral red, a rapid indicator for pH changes in the inner phase of thylakoids. FEBS Lett. 59(2):310—315, 1975.

[179] Jackson, J.B. and Crofts, A.R. Bromothymol Blue and Bromocresol Purple as Indicators of pH Changes in Chromathophores of Rhodospirillum rubrum. Eur.J.Biochem. 10:226-237, 1969.

[180] Junge, W. and Ausländer, W. The electric generator in photosynthesis of green plants 1. Vectorial and protolytic properties of the electron transport chain. Biochim.Biophys.Acta 333:59-70, 1973.

[181] Mulkidjanian, A.Y., Mamedov, M.D., and Drachev, L.A. Slow electrogenic events in the cytochrome bci-complex of Rhodobacter

sphaeroides: The electron transfer between cytochrome b hemes can be non- electro genie. FEBS Lett. 284:227-231, 1991.

[182] van Raaij, M.J., Abrahams, J.R, Leslie, A.G., and Walker, J.E. The structure of bovine Fi-ATPase complexed with the antibiotic inhibitor aurovertin B. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 93(14):6913-6917, 1996.

[183] Cross, R.L. and Kohlbrenner, W.E. The mode of inhibition of oxidative phosphorylation by efrapeptin (A23871). Evidence for an alternating site mechanism for ATP synthesis. J.Biol.Chem. 253(14) :4865-4873, 1978.

[184] Abrahams, J.P., Buchanan, S.K., van Raaij, M.J., Fearnley, I.M., Leslie, A.G., and Walker, J.E. The structure of bovine Fi-ATPase complexed with the peptide antibiotic efrapeptin. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 93(18):9420-9424, 1996.

[185] van Walraven, H.S., Strotmann, H., Schwarz, O., and Rumberg, B. The H+/ATP coupling ratio of the ATP synthase from thiol-modulated chaloroplasts and two cyanobacterial strains is four. FEBS Lett. 379:309-313, 1996.

[186] Pitard, B., Richard, P., Dunach, M., and Rigaud, J.L. ATP synthesis by the FoFi ATP synthase from thermophilic bacillus PS3 reconstituted into liposomes with bacteriorhodopsin. 2.

Relationships between proton motive force and ATP synthesis. Eur.J.Biochem. 235(3):779-788, 1996.

[187] Tsuda, Y., Yasutake, H., Ishijima, A., and Yanagida, T. Torsional rigidity of single actin filaments and actin-actin bond breaking force under torsion measured directly by in vitro micromanipulation. Proc.Natl.Acad.Sei.U.S.A. 93(23):12937-12942, 1996.

[188] Ponomarenko, S., Vjazigina, A., Volfson, I., and Strotmann, H. Activation of the chloroplast ATP synthase by thylacoid energization is related to changes of electroststic interactions between CFo and CFi. Proceedings of the 2nd International Workshop on ATP Synthase and V-ATPase (Osnabrck): FI-10. 1998.

[189] Fiedler, H.R., Ponomarenko, S., von Gehlen, N., and Strotmann, H. Biochim. Biophys. Acta 1188: 29-34, 1994.

[190] Pänke, 0. and Rumberg, B. Kinetic modelling of the proton translocating CFoFi-ATP synthase from spinach. FEBS Lett. 383(3) :196-200, 1996.

[191] Rumberg, B., and Pänke, O. Kinetic analysis of rotary FqFi-ATP synthase. Photosynthesis: Mechanisms and Effects (G.Garab, ed.), Klüver Academic Publishers, Dordrecht, in press.

[192] Cherepanov, A.D., Feniouk, B.A., Mulkidjanian, A.Y., and Junge, W. Transient accumulation of elastic energy in proton translocating ATP synthase. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, in press.

В заключение я хотел бы выразить свою сердечную благодарность моему научному руководителю, Андрею Дмитриевичу Каулену. Кроме того, я глубоко благодарен Армену Мулкиджаняну, Дмитрию Черепанову и Вольфгангу Юнге за помощь в работе и за плодотворные обсуждения полученных результатов. Я также благодарен соотрудни-кам отдела биоэнергетики и фотобиохимии за замечательную теплую атмосферу, в которой мне довелось работать.