Исследование механических свойств клеток и структуры цитоскелета методами атомно-силовой микроскопии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Ефремов, Юрий Михайлович

• Ефремов, Юрий Михайлович
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Ефремов, Юрий Михайлович

Оглавление

Список используемых сокращений

1. Введение

2. Обзор литературы

2.1 Роль механических свойств клеток в биологии и медицине

2.2 Структурные компоненты животных клеток, определяющие их механические свойства

2.2.1 Клеточная мембрана

2.2.2 Клеточное ядро

2.2.3 Элементы цитоскелета

2.2.4 Актиновый цитоскелет

2.2.5 Регуляция актинового гщтоскелета

2.3 Измерение механических свойств животных клеток

2.3.1 Механические модели для описания клетки

2.3.2 Методы измерения механических свойств клеток

2.4 Атомно-силовая микроскопия животных клеток

2.4.1 Принцип действия АСМ

2.4.2 Визуализация животных клеток с помощью АСМ

2.4.3 Взаимодействие кантилевера с клеткой

2.5 Измерение механических свойств животных клеток с помощью АСМ

2.5.1 Силовая спектроскопия клеток

2.5.2 Измерение вязкоупругих свойств клеток

2.6 Особенности структуры цитоскелета и механических свойств опухолевых

клеток

_ \

2.7 Перспективы использования АСМ для исследования эмбрионов

3. Материалы и методы

3.1 Исследуемые объекты

3.1.1 Фибробласты мыши

2

3.1.2 Астроцитыи нейроны культуры СМГ

3.1.3 Трансформированные и контрольные клеточные линии

3.1.4 Эмбрионы Xenopus laevis

3.2 Методы

3.2.1 Атомно-силовая микроскопия для визуализации объектов

3.2.2 Силовая спектроскопия

3.2.3 Атомно-силовая микроскопия для измерения вязкоупругих свойств

3.2.4 Реология модельных объектов (полиакриламидных гелей)

3.2.5 Лазерная сканирующая конфокальная микроскопия и проточная цитофлуориметрия

3.2.6 Статистическая обработка данных

4. Результаты и их обсуждение

4.1 Разработка методики обработки данных АСМ для измерения механических свойств образца

4.2 Проверка методики на модельных объектах (полиакриламидных гелях)

4.3 Визуализация клеток с помощью АСМ

4.3.1 Сканирование фиксированных клеток на воздухе

4.3.2 Сканирование фиксированных клеток в жидкости

4.3.3 Сканирование живых клеток в среде культивирования

4.4 Силовая спектроскопия клеток с использованием острых кантилеверов

4.5 Силовая спектроскопия клеток с использованием модифицированных кантилеверов

4.5.1 Влияние■ положения ядра на измеряемый модуль Юнга клеток

4.5.2 Влияние степени конфлюентности на модуль Юнга клеток

4.6 Сопоставление механических свойств нормальных и трансформированных клеток

4.7 Изучение влияния биохимических воздействий, приводящих к изменению структуры актинового цитоскелета, на нормальные и опухолевые клетки

4.8 АСМ эмбрионов Xenopus laevis

4.8.1 Исследование фиксированных эмбрионов Xenopus laevis на разных

стадиях эмбриогенеза

4.8.2 Исследование живых эмбрионов Xenopus laevis

4.9 Силовая спектроскопия живых эмбрионов Xenopus laevis

5. Заключение

Выводы

Благодарности

Приложения

Список литературы

Список используемых сокращений

АСМ — атомно-силовая микроскопия или атомно-силовой микроскоп БПФ - быстрое преобразование Фурье ВКМ - внеклеточный матрикс

KJICM - конфокальная лазерная сканирующая микроскопия

ПААГ - полиакриламидный гель

CK — силовая кривая

СМГ - спинномозговой ганглий

СФ - стресс-фибрилла

СЭМ — сканирующая электронная микроскопия ФК — фокальный контакт PBS - phosphate buffered saline

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование механических свойств клеток и структуры цитоскелета методами атомно-силовой микроскопии»

1. Введение

Актуальность проблемы

Всё большее количество экспериментальных фактов указывает на важную роль механических свойств клеток в процессе их жизнедеятельности. Традиционно в клеточной биологии функционирование клеток рассматривается с точки зрения потребления энергии, скорости деления, экспрессии генов, активности ферментов. В то же время, клетка является объектом с характерными механическими свойствами, определяющими её способность сопротивляться внешним силам или генерировать их. В ходе выполнения функций клетки подвергаются влиянию огромного количества внешних физических силовых воздействий, например, при сохранении формы и перемещении в пространстве (эритроциты, проходящие через узкие капилляры, или фагоциты, мигрирующие к зоне воспаления). Механические свойства играют одну из ведущих ролей в процессах взаимодействия клетки с субстратом, внеклеточным матриксом, другими клетками; в движении клетки как целого и отдельных её частей, в механизмах механочувствительности и механотрансдукции — преобразования механических сигналов в биохимические. Данные события особенно важны при развитии эмбриона, сокращении мышц, работе связок, перемещении клеток в кровеносных сосудах и тканях, при развитии злокачественных опухолей и метастазировании [114].

Для описания механических свойств клеток используют модуль Юнга (обычный или комплексный), вязкость, времена релаксации напряжений и некоторые другие величины, используемые в механике сплошных сред. Их измерение является довольно трудной задачей ввиду малых размеров клеток (десятки микрометров), необходимости поддержания их жизнеспособности во время экспериментов, низких значений модулей упругости (100 Па — 100 кПа). В последние годы для измерения механических свойств клеток было разработано несколько методов, одним из которых является атомно-силовая микроскопия (АСМ).

Возможность исследования живых объектов, находящихся в физиологическом окружении является важнейшим преимуществом АСМ перед другими методами микроскопии, в частности, перед электронной микроскопией. В настоящее время происходит постепенный переход от визуализации клеток при помощи АСМ к изучению их локальных механических свойств, а также к микро- и наноманипулированию. Изучение живых клеток может быть выделено в специальное направление АСМ из-за существующих технических и методических сложностей. Множество важных свойств клеток проявляются только в составе многоклеточного организма (например, в эмбрионе), однако методики работы на АСМ с такими объектами практически отсутствуют. Многие вопросы обработки данных АСМ для

расчета механических свойств клеток остаются нерешенными. В связи с этим, одной из поставленных здесь задач является развитие методик работы с живыми объектами — клетками и эмбрионами - с использованием АСМ.

Огромную и, возможно, ведущую роль в определении механических параметров клетки играет цитоскелет. При этом наибольший вклад в большинстве типов животных клеток вносит актиновый цитоскелет, представляющий собой структурированную трёхмерную сеть филаментов [114]. Он также отвечает за форму, подвижность клеток, внутриклеточный транспорт, играет роль в митозе.

Вопрос о том, каким образом перестройки цитоскелета приводят к изменению механических свойств клетки, остается открытым. В регуляции цитоскелета участвует большое количество различных биомолекулярных комплексов. В их число входят как белки, непосредственно участвующие в сборке/разборке и стабилизации актинового цитоскелета (актин-связывающие белки формин, Агр2/3, кофилин, миозин и другие), так и белки, определяющие их активность (Rho ГТФазы, ROCK и другие). В настоящее время есть данные о роли некоторых из этих белков в клеточной подвижности, но практически отсутствуют данные об их влиянии на механические свойства.

Актуальность работы также связана с открытием различий в жесткости нормальных и опухолевых клеток [49,239]. Низкий модуль Юнга (модуль упругости или просто жесткость) - новый недавно обнаруженный маркер многих опухолевых клеток, который в некоторых случаях коррелирует с метастатическим потенциалом [88, 139]. Предположительно, особые механические свойства опухолевых клеток играют важную роль в метастатических процессах, когда происходит активная миграция клеток в тканях, интравазация и экстравазация, для чего также требуется активное изменение структуры цитоскелета [75]. Строение и регуляция актинового цитоскелета в опухолевых и нормальных клетках сильно отличаются, что, возможно, связано с изменениями в экспрессии и активности регуляторных белков [181]. С учетом того, что цитоскелет представляет собой многоуровневую и подвижную систему, объяснение механизмов регуляции его структуры и сопоставление таких механизмов в нормальных и опухолевых клетках является чрезвычайно сложной задачей. В частности, остаются неясными особенности регуляции многих ключевых белков, отвечающих за состояние актинового цитоскелета в опухолевых клетках, и их влияние на механические свойства клеток. Изучение эффектов различных ингибиторов и активаторов этих белков с помощью АСМ и конфокальной лазерной сканирующей микроскопии (КЛСМ) может помочь установить регуляторные пути, ведущие к появлению фенотипа опухолевой клетки.

Цели и задачи исследования

Цель работы состоит в установлении роли актинового цитоскелета в определении механических свойств клеток; установлении влияния трансформации и различных воздействий, приводящих к изменению актинового цитоскелета, на механические свойства различных клеточных линий и эмбрионов.

В соответствии с указанной целью были поставлены следующие задачи:

1. Разработать методику измерения механических свойств с помощью АСМ на модельных объектах - полиакриламидных гелях, сравнить ее с классической реологией.

2. Получить с помощью АСМ и проанализировать изображения живых клеток в жидкости, измерить их механические свойства в различных состояниях.

3. Определить взаимосвязь между структурой актинового цитоскелета и механическими свойствами нормальных и трансформированных клеток.

4. Исследовать влияние различных биохимических воздействий, приводящих к изменению структуры актинового цитоскелета, на механические свойства нормальных и трансформированных клеток.

5. Разработать методику для исследования клеток в составе организма на примере эмбрионов Xenopus laevis с помощью АСМ, получить изображения живых и фиксированных эмбрионов на разных стадиях, определить влияние полимеризации актина на механические свойства эмбрионов.

2. Обзор литературы

2.1 Роль механических свойств клеток в биологии и медицине

Клетки и ткани организма постоянно взаимодействуют с окружающей физической средой, и их механические свойства неразрывно связаны с их биологическим функционированием. Поддержание клеточной формы, деформация, подвижность, адгезия к матриксу — данные процессы требуют от клетки контроля собственных механических свойств и анализа свойств окружающего субстрата. Специальные внутриклеточные системы участвуют в поддержании структурной целостности клетки, и наиболее важную роль играют элементы цитоскелета. Эти же системы участвуют в восприятии внешних механических сигналов. Была выявлена способность клеток чувствовать жесткость окружающей среды и подстраиваться под неё — механочувствительность [58]. Например, клетки могут двигаться в направлении градиента жесткости — явление, которое называется «дуротаксис», - или по градиенту натяжений - «тензотаксис» [20]. Соответственно, клетки способны конвертировать механические сигналы в биохимические, проявляющиеся в изменении активности белков и экспрессии генов (механотрансдукция, [110]). Подобным образом жесткость субстрата оказывает влияние на дифференцировку стволовых клеток [65]. Механический ответ клеток особенно важен при развитии эмбриона, сокращении мышц, работе связок, перемещении клеток в кровеносных сосудах и тканях, заживлении ран, при развитии злокачественных опухолей и метастазировании [114].

Нарушения в работе клеточных систем, поддерживающих её механические свойства, приводят к различным негативным последствиям. Например, к мышечной дистрофии, если изменения затрагивают мышечные клетки, или к анемии в случае эритроцитов. Изменения в механических свойствах клетки сопровождают многие заболевания, включая болезни сердца, развитие злокачественных опухолей, диабет. Во многих случаях количественное определение механических параметров клетки может выступать в качестве средства диагностики болезней [16].

В данной работе основной акцент сосредоточен на рассмотрении немускульных клеток позвоночных животных, включая эпителиальные и эндодермальные клетки, фибробласты, глию. Всех их объединяет тот факт, что они являются адгерентными, то есть растут в прикрепленном к субстрату состоянии. При откреплении от субстрата и длительном нахождении в суспензии такие клетки гибнут, подвергаясь особому типу апоптоза

(«анойкис», [240]). После злокачественной трансформации некоторые клетки способны выживать и в открепленном от субстрата состоянии.

Прежде чем переходить к обсуждению механических свойств клеток, будут представлены данные об индивидуальных клеточных компонентах, определяющих в той или иной степени эти свойства.

2.2 Структурные компоненты животных клеток, определяющие их механические свойства

2.2.1 Клеточная мембрана

Клеточная мембрана представляет собой липидный бислой с включенными в него белками [144]. И с внешней, и с внутренней стороны клетки мембрана ассоциирована с различными макромолекулярными комплексами. На внешней стороне может присутствовать гликокаликс - слой, образованный олиго- и полисахаридами, гликопротеинами и гликолипидами. Он играет важную роль во взаимодействии клеток крови с эндотелием сосудов [231]. С внутриклеточной стороны мембрана физически связана с цитоскелетным кортексом — обычно это плотная сеть актиновых филаментов. В случае эритроцитов кортекс состоит из тетрамеров спектрина, связанных с актиновыми филаментами. Именно кортекс придает механическую жесткость мембране. Если рассматривать липидный бислой сам по себе, то его изгибная жесткость достаточно низка и зависит от липидного состава - растет при увеличении содержания холестерина [151, 235]. В случае живой клетки предполагается, что существуют достаточно большие резервы мембранных липидов в составе различных микровезикул, впячиваний и выпячиваний мембраны. Они задействуются при растяжении/сжатии клетки, и сильной деформации структуры бислоя не происходит. По этим причинам в большинстве работ по исследованию механических свойств клеток вкладом мембраны как липидного бислоя пренебрегают [224].

2.2.2 Клеточное ядро

Ядро имеет диаметр 5-20 мкм и является самой крупной клеточной органеллой. Оно отделено от цитоплазмы ядерной оболочкой, состоящей из внутренней и внешней мембран. С внутренней стороны к оболочке прилегает жесткий белковый слой, образованный белками-ламинами (относятся к промежуточным филаментам) — ядерная ламина. Ядерная ламина играет структурную роль и определяет форму ядра [146, 147]. К этому слою прикреплен хроматин. Снаружи ядро связано с актиновым цитоскелетом через специальные

10

белковые комплексы - несприны и SUN, которые, по-видимому, также связаны с ламинами. Обсуждается, что через данные белки возможна передача механических сигналов в ядро, что приводит к изменениям в структуре хроматина и активации специфических генов [257]. Механические свойства ядра до конца не изучены. Модуль Юнга, по различным данным, составляет 1-10 кПа, что находится в диапазоне значений, полученных на живых клетках [89, 237]. Есть также данные, что форма ядра регулируется с участием актинового цитоскелета, а именно специальных стресс-фибрилл, связанных с ядром [122]. В распластанных клетках ядро, как правило, имеет приплюснутую форму, а при разрушении актинового цитоскелета становится сферическим, что сопровождается увеличением высоты клетки над подложкой [237]. В суспензионных клетках, а также в изолированном виде ядро также имеет сферическую форму. Влияние механических свойств ядра при измерении жесткости живых клеток остается открытым вопросом и зависит от типа эксперимента. Деформация ядра играет важную роль при миграции клеток через узкие полости внеклеточного пространства, как например, при инвазии раковых клеток [76].

2.2.3 Элементы цитоскелета

Цитоскелетные компоненты эукариотической клетки представлены нитевидными белковыми комплексами (филаментами, фибриллами). Выделяют три системы филаментов, различающихся по структуре, белковому составу и функциональным свойствам (рисунок 1). Самые тонкие нити - это микрофиламенты, также называемые актиновыми филаментами, так как состоят в основном из белка актина. Актиновые филаменты представляют собой собранную из мономеров двойную спираль, имеют диаметр около 8 нм, модуль Юнга 1,3-2,5 ГПа и персистентную длину 15 мкм [238]. Следующая группа нитчатых структур цитоскелета представлена микротрубочками, которые состоят в основном из белка тубулина. Представляют собой полые цилиндры, имеют диаметр 25 нм, модуль Юнга около 1,9 ГПа и персистентную длину 6 мм in vitro (на несколько порядков меньше in vivó), таким образом, являясь самыми жесткими филаментами клетки [238]. Третья группа, промежуточные филаменты, образуются из разных, но родственных белков, часто тканеспецифических. Имеют диметр около 10 нм, модуль Юнга 1-5 ГПа и персистентную длину 1-5 мкм [238]. Промежуточные филаменты состоят из фибриллярных мономеров, формирующих димеры, тетрамеры, протофиламенты. Полный филамент состоит из восьми продольных протофиламентов и не имеет полярности. Подобная структура обеспечивает физическую устойчивость промежуточных филаментов к сильным растяжениям.

А Деполимеризация Б В

минус-конец _ суперспиральная|структура

Й 14нм10 25НМ яимеР 1|>Ьоосос|°

Т-актин ^ .. \ г*„

тетрамер

С-актин а протофиламент |

О ® 9? ДйСУяЙЗЛЙ!^

о^ 7-9 нм

""""" I р-тубупин филамент { {10нм

Полимеризация плюс-конец а-тубулин

Рисунок 1. Основные элементы цитоскелета. (А) - актиновые филаменты, (Б) — микротрубочки, (В) - промежуточные филаменты. По [238].

Все эти фибриллярные структуры могут участвовать в качестве составных частей в процессе физического перемещения клеточных компонентов или целых клеток, они же в ряде случаев выполняют каркасную скелетную роль. Элементы цитоскелета встречаются во всех эукариотических клетках. Степень выраженности их в разных клетках может быть различной. Так, например, клетки эпидермиса кожи особенно богаты промежуточными филаментами, мышечные клетки -микрофиламентами, много микротрубочек в отростках нервных клеток [9]. Аналоги описанных фибриллярных структур встречаются также у прокариот.

Общими свойствами элементов цитоскелета является то, что это белковые неветвящиеся фибриллярные полимеры, не всегда стабильные, способные к полимеризации и деполимеризации. Оба процесса тщательно регулируются клеткой с использованием множества регуляторных белков. Перестройки цитоскелета могут приводить к некоторым вариантам клеточной подвижности, например, к изменению формы клетки. Некоторые компоненты цитоскелета при участии специальных дополнительных белков могут стабилизироваться или образовывать сложные фибриллярные ансамбли, и играть каркасную роль. При взаимодействии с другими специальными белками-транслокаторами (или моторными белками) они могут участвовать в разнообразных внутриклеточных движениях.

Промежуточные филаменты играют каркасную роль и функционируют как внутриклеточные связки или сухожилия, сопротивляюсь внешним деформирующим силам большой амплитуды. Опорно-двигательная и транспортная система клетки образованы актиновыми микрофиламентами и тубулиновыми микротрубочками.

Для микрофиламентов и микротрубочек возможны два различных способа движения

[9]. Первый из них основан на способности основного белка микрофиламентов - актина и

основного белка микротрубочек - тубулина к полимеризации и деполимеризации, что может

при связи этих белков с плазматической мембраной вызывать ее морфологические

12

изменения в виде образования выростов (например, псевдоподий) на краю клетки. Такие выросты могут или втягиваться обратно в клетку, или закрепляться на поверхности клетки и затем участвовать в перемещении клетки по субстрату. Второй способ — когда фибриллы актина или тубулина являются направляющими структурами, по которым перемещаются моторные белки (миозины - по актиновым филаментам, динеины и кинезины — по микротрубочкам). Последние могут связываться с мембранными или фибриллярными компонентами клетки и тем самым участвовать в их перемещении. Дальний транспорт в клетке осуществляется в основном за счет микротрубочек [9].

2.2.4 Актиновый цитоскелет

Большое количество экспериментальных данных свидетельствует об основной роли именно актинового цитоскелета в определении механических свойств большинства типов эукариотических клеток [72, 238]. Актиновый цитоскелет ответственен за множество клеточных процессов, таких как движение клетки, цитокинез, эндоцитоз, фагоцитоз. На перестройках актинового цитоскелета базируются все основные этапы мезенхимального типа движения клетки - образование протрузий на ведущем краю клетки, закрепление этих протрузий с помощью адгезионных структур, подтягивание и перенос тела клетки за счет акто-миозинового сокращения [188, 190]. Адгезия клеток к субстрату осуществляется с помощью специализированных структур - фокальных адгезий (фокальных контактов) [14, 24]. Фокальные адгезии выполняют функции механического соединения с субстратом, внеклеточным матриксом, а также многочисленные регуляторные функции [24, 241]. В состав фокальных адгезий входят трансмембранные белки — интегрины, являющиеся основными рецепторами, связывающими клетку с матриксом; белки, находящиеся с внутриклеточной стороны и связанные с цитоскелетом (винкулин, а-актинин и другие), а также большое количество регуляторных белков. В хвосте клетки происходит разборка и эндоцитоз элементов фокальных адгезий, которые затем доставляются к ведущему краю и повторно используются.

Как было отмечено ранее, основным белком микрофиламентов является актин. У млекопитающих обнаружено шесть изоформ актина, сходных по аминокислотным последовательностям. Они объединены в 3 класса: а-аткин (4 изоформы) — присутствует в основном в мышечных клетках, р и у - немышечные цитоплазматические актины - являются универсальными компонентами любых клеток [62]. Эксперименты с моноклональными антителами к Р- и у-актинам показывают, что первый в основном локализован в стресс-

фибриллах, сократительном кольце, области межклеточных контактов, а второй - в кортексе и ламеллиподиях движущихся клеток и в стресс-фибриллах неподвижных клеток [61].

Мономерный актин (в-актин) представляет собой глобулярную структуру с молекулярной массой около 42 кДа. в-актин состоит из 4 доменов, между которыми расположен участок связывания АТФ или АДФ, возможно также связывание ионов Са и Мё2+. Конформация молекулы зависит от наличия молекулы в нуклеотид-связывающем сайте - АТФ или АДФ. Связанный АТФ со временем гидролизуется до АДФ с высвобождением неорганического фосфата, затем может вновь произойти обмен АДФ на АТФ. В присутствии АТФ в-актин способен произвольно и обратимо полимеризоваться и образовывать нитевидные микрофиламенты (фибриллярный актин, Р-актин), имеющие вид двойной спирали. Лимитирующей стадией при полимеризации является образование тримера актина, являющегося нуклеационным ядром (димеры актина нестабильны). В Б-актине также происходит гидролиз АТФ, но мономеры в составе филамента не могут высвободить образовавшийся АДФ, так как нуклеотид-связывающий сайт оказывается скрытым. Это приводит к появлению полярности — растущий конец филамента содержит мономеры с АТФ, а более старые участки филамента обогащены мономерами с АДФ.

Актиновые филаменты обладают также структурной полярностью, связанной с ориентацией мономеров. Структурная асимметрия мономеров приводит к тому, что на одном из концов филамента присоединение мономеров осуществляется быстрее и скорость роста филамента выше. Он называется плюс-концом, а противоположный — минус-концом. Разборка филаментов быстрее идет на минус-концах. Растет или уменьшается филамент, зависит от соотношения скоростей сборки и разборки. Концентрацию в-актина, при которой эти скорости равны, называют критической. Она составляет порядка 0,2 мкМ для плюс-конца и 2 мкМ для минус-конца, и имеет промежуточное значение для фибриллы в целом [236]. Соответственно, в растворе с мономерами актина с концентрацией выше 2 мкМ после лаг-фазы, соответствующей образованию ядер нуклеации, и фазы роста фибрилл наступает стадия, когда концентрация свободных мономеров падает до критической. При этом длина фибрилл сохраняется, на минус-конце идет разборка, а на плюс-конце - сборка филамента из освободившихся

мономеров. Данный процесс называется тредмиллингом [135]. Концентрация актина в цитоплазме животных клеток составляет примерно 0,1-0,4 мМ [144], что на несколько порядков выше критической. Однако за счет различных механизмов регуляции, в том числе перевода мономеров актина в неактивный пул путем их связывания с тимозином Р-4, только около 60% актина в клетке находится в фибриллярной форме [144].

В клетке актиновый цитоскелет с участием специальных белков организован в несколько подсистем, среди которых можно выделить подмембранный актиновый кортекс, стресс-фибриллы и акгиновые сети в зоне ведущего клеточного края (рисунок 2).

Актиновый кортекс, как упоминалось ранее, располагается с внутренней стороны цитоплазматической мембраны и обеспечивает её механическую прочность, придавая форму клетке. Он является трёхмерной сетью микрофиламентов, соединенных с белками-сшивателями (филамин, спектрин) и миозином И. Специальные белки также осуществляют соединение сети с клеточной мембраной (эзрин, моезин, радиксин — белки семейства ERM, дистрофии) [70] и участвуют в образовании мембранных выростов - микроворсинок и блеббов. Толщина актинового кортекса обычно составляет 0,1 - 1 мкм [215,250].

Стресс-фибриллы (СФ) - упорядоченные пучки параллельных филаментов актина (обычно 10-30 штук), соединенных белками-сшивателями (фимбрин, фасцин, а-актинин) и моторным белком миозином II, за что их также называют актомиозиновыми фибриллами [186]. Выделяют как минимум 4 типа стресс-фибрилл: дорзальные, вентральные, поперечные арки и перинуклеарный (околоядерный) актиновый кэп (perinuclear actin cap) [245]. Дорзальные СФ связаны своим дистальным концом с фокальными контактами (ФК), как правило, в области границы ламелла-ламеллиподия, а проксимальный конец находится ближе к дорзальной поверхности клетки и может быть ассоциирован с поперечной аркой. СФ данного типа не содержат в себе миозина И. Поперечные арки имеют форму дуги, напрямую не связаны с ФК, но на своих концах соединяются с дорзальными СФ. Участвуют в ретроградном токе актина - целиком, возможно, за счет сокращения, перемещаются от периферии к центру клетки. Вентральные СФ с обоих концов ассоциированы с ФК, за счет их сокращения происходит ретракция хвоста при движении клетки. Формирование вентральных СФ по-видимому связано с объединением дорзальных СФ и поперечных арок между собой. Перинуклеарный актиновый кэп образован теми СФ, которые проходят над ядром и посредством специфических белков взаимодействуют с ним [125]. Как правило, СФ актинового кэпа с обоих концов ассоциированы с наиболее крупными ФК клетки. Участвуют в передаче внешних механических сигналов в ядро и регулируют его форму [122, 123]. Кроме этого, в клетке есть другие актомиозиновые структуры, например, сократимое кольцо, разделяющее клетки в процессе деления. СФ могут быть ассоциированы с адгезионными контактами, то есть с другими клетками, вместо ФК.

Филоподия

Раффл-

Ламеллиподия Поперечная арка

Актиновый кэгк /WL Y А

\жш Фокальный

Ядро Ж- ^¡¡¡ру^^Зисомплекс Вентральная ^.^^Г^^орзальная

Фокальные \ / \

контакты^ У ,

Рисунок 2. Актиновый цитоскелет, основные элементы. СФ — стресс-фибриллы. На рисунке не показан подмембранный актиновый кортекс. По [117], с изменениями.

Сокращение стресс-фибрилл происходит за счет работы миозина II, относящегося к семейству моторных белков [188]. Молекула миозина II состоит из двух тяжелых и четырех легких цепей, имеет сайт связывания АТФ, две «головки» и «хвост». Легкие цепи являются регуляторными, их фосфорилирование приводит к распрямлению тяжелых цепей, активированию молекулы, и сборке биполярного филамента из 15-20 молекул. Переплетенные тяжелые цепи формируют стержень, с обоих концов которого расположены кластеры головок. При гидролизе АТФ происходит циклическое изменение конформации комплекса, в результате он скользит по филаментам актина в направлении их плюс-концов, создавая тянущую силу и смещая их относительно друг друга. Для проявления способности к сокращению филаменты актина должны иметь чередующуюся полярность, как в мышечных саркомерах, что и наблюдается во многих стресс-фибриллах (особенно в вентральных). Благодаря актомиозоновому сокращению стресс-фибриллы и целая клетка постоянно находятся в напряженном состоянии, и клетка растягивает субстрат, к которому прикреплена. Напряженное состояние клетки необходимо для проявления механочувствительности [110]. Сокращение стресс-фибрилл также приводит к ретракции хвоста при движении клетки.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Ефремов, Юрий Михайлович, 2014 год

Список литературы

1. Гилберт С. Биология развития: В 3-х т. Т. 1: Пер. с англ. М.: Мир, 1993.

2. Дондуа А.К. Биология развития. Т.1.2. СПб: Изд-во СПбГУ, 2005.

3. Ландау Л.Д., Лифшиц Е.М. Теория упругости. М.: Наука, 1987.

4. Лебедев Д.В. и др. Измерение модуля Юнга биологических объектов в жидкой среде с помощью специального зонда атомно-силового микроскопа // Письма в ЖТФ. 2009. Т. 35. №8. С. 54-61.

5. Манк М. Биология развития млекопитающих. Методы. М.: Мир, 1990.

6. Миронов В.Л. Основы сканирующей зондовой микроскопии. Учебное пособие для студентов старших курсов высших учебных заведений. Нижний Новгород: Российская академия наук, Институт физики микроструктур, 2004.

7. Ровенский Ю.А., Васильев Ю.М. Морфогенетические реакции клеток и их нарушения при опухолевой трансформации // Канцерогенез. М. Медицина. 2004. С. 376-414.

8. Саркисов Д.С., Перов Ю.Л. Микроскопическая техника. Руководство. М.: Медицина, 1996.

9. Ченцов Ю.С.. Введение в клеточную биологию. 4-е изд., перераб. и доп. М.: ИКЦ "Академкнига", 2004.

10. A-Hassan Е. и др. Relative microelastic mapping of living cells by atomic force microscopy // Biophys. J. 1998. T. 74. № 3. C. 1564-1578.

11. Alcaraz J. и др. Correction of microrheological measurements of soft samples with atomic force microscopy for the hydrodynamic drag on the cantilever // Langmuir. 2002. T. 18. C. 716-721.

12. Alcaraz J. и др. Microrheology of human lung epithelial cells measured by atomic force microscopy // Biophys. J. 2003. T. 84. № 3. C. 2071-2079.

13. Alenghat F.J. и др. Analysis of cell mechanics in single vinculin-deficient cells using a magnetic tweezer// Biochem. Biophys. Res. Commun. 2000. T. 277. № 1. C. 93-99.

14. Alexandrova A.Y. и др. Comparative dynamics of retrograde actin flow and focal adhesions: formation of nascent adhesions triggers transition from fast to slow flow // PLoS One. 2008. T. 3. № 9. C. e3234.

15. Alexandrova A.Y. Evolution of cell interactions with extracellular matrix during carcinogenesis // Biochem. 2008. T. 73. № 7. C. 733-741.

16. Azeloglu E.U., Costa K.D. Atomic Force Microscopy in Mechanobiology: Measuring Microelastic Heterogeneity of Living Cells // Methods Mol. Biol. 2011. T. 736. C. 303-329.

17. Barbacid M. ras Genes // Annu. Rev. Biochem. 1987. T. 56. № 1. C. 779-827.

18. Barnes J.M., Nauseef J.T., Henry M.D. Resistance to fluid shear stress is a conserved biophysical property of malignant cells // PLoS One. 2012. T. 7. № 12. C. e50973.

19. Bastatas L. и др. AFM nano-mechanics and calcium dynamics of prostate cancer cells with distinct metastatic potential // Biochim. Biophys. Acta. 2012. T. 1820. № 7. С. 1111-1120.

20. Beloussov L. V, Louchinskaia N.N., Stein A.A. Tension-dependent collective cell movements in the early gastrula ectoderm of Xenopus laevis embryos // Dev. Genes Evol. 2000. T. 210. № 2. C. 92-104.

21. Benedict W. h ap- Tumorigenicity of human HT1080 fibrosarcoma X normal fibroblast hybrids: chromosome dosage dependency// Cancer Res. 1984. T. 44. № 8. C. 3471-3479.

22. Berdyyeva T., Woodworth C.D., Sokolov I. Visualization of cytoskeletal elements by the atomic force microscope // Ultramicroscopy. 2005. T. 102. № 3. C. 189-198.

23. Berdyyeva T.K., Woodworth C.D., Sokolov I. Human epithelial cells increase their rigidity with ageing in vitro: direct measurements // Phys. Med. Biol. 2005. T. 50. C. 81-92.

24. Bershadsky A.D. h ap- Assembly and mechanosensory function of focal adhesions: experiments and models // Eur. J. Cell Biol. 2006. T. 85. № 3-4. C. 165-173.

25. Bischoff G. h Ap- Imaging Living Chondrocyte Surface Structures With AFM Contact Mode // Atomic Force Microscopy / noA peA- P.C. Braga, D. Ricci. Humana Press, 2004. C. 105— 124.

26. Blanchoin L. h ap- Actin dynamics, architecture, and mechanics in cell motility // Physiol. Rev. 2014. T. 94. № 1. C. 235-263.

27. Blankenship J.T. h Ap. Multicellular rosette formation links planar cell polarity to tissue morphogenesis // Dev. Cell. 2006. T. 11. № 4. C. 459-470.

28. Block J. h Ap- FMNL2 drives actin-based protrusion and migration downstream of Cdc42 // Curr. Biol. 2012. T. 22. № 11. C. 1005-1012.

29. Boudou T. h AP- An extended relationship for the characterization of Young's modulus and Poisson's ratio of tunable polyacrylamide gels // Biorheology. 2006. T. 43. № 6. C. 721-728.

30. Braet F. h AP- Comparison of fixed and living liver endothelial cells by atomic force microscopy // Appl. Phys. A Mater. Sci. Process. 1998. T. 66. C. 575-578.

31. Braet F., Wisse E. Imaging surface and submembranous structures in living cells with the atomic force microscope: notes and tricks // Methods Mol. Biol. (Clifton, NJ). 2004. T. 242. C. 201-217.

32. Burnham N.A. h ap- Comparison of calibration methods for atomic-force microscopy cantilevers //Nanotechnology. 2003. T. 14. C. 1-6.

33. Butt H.-J., Jaschke M. Calculation of thermal noise in atomic force microscopy // Nanotechnology. 1995. T. 6.№ 1. C. 1-7.

34. Cai X. h ap- Artesunate induced morphological and mechanical changes of Jurkat cell studied by AFM // Scanning. 2009. T. 31. № 2. C. 83-89.

35. Cai X. h AP- Connection between biomechanics and cytoskeleton structure of lymphocyte and Jurkat cells: An AFM study//Micron. 2010. T. 41. № 3. C. 257-262.

36. Cha H.-J. h AP- Anti-invasive activity of ursolic acid correlates with the reduced expression of matrix metalloproteinase-9 (MMP-9) in HT1080 human fibrosarcoma cells // Cancer Res. 1996. T. 56. № 10. C. 2281-2284.

37. Charras G., Paluch E. Blebs lead the way: how to migrate without lamellipodia // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2008. T. 9. C. 730-736.

38. Chesarone M. a, DuPage A.G., Goode B.L. Unleashing formins to remodel the actin and microtubule cytoskeletons // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2010. T. 11. № 1. C. 62-74.

39. Chhabra E.S., Higgs H.N. The many faces of actin: matching assembly factors with cellular structures // Nat. Cell Biol. 2007. T. 9. № 10. C. 1110-21.

40. Cleveland J.P. и др. A nondestructive method for determining the spring constant of cantilevers for scanning force microscopy // Rev. Sci. Instrum. 1993. T. 64. № 2. C. 403-405.

41. Collinsworth A.M. и др. Apparent elastic modulus and hysteresis of skeletal muscle cells throughout differentiation // Am. J. Physiol. Physiol. 2002. T. 283. № 4. С. C1219-C1227.

42. Cook S.M. и др. Practical implementation of dynamic methods for measuring atomic force microscope cantilever spring constants //Nanotechnology. 2006. T. 17. № 9. C. 2135-2141.

43. Cooper G., Hausman R. The Cell: A Molecular Approach. Sunderland (MA): Sinauer Associates, 2007. Вып. 4th editio.

44. Cooper J. a. Effects of cytochalasin and phalloidin on actin // J. Cell Biol. 1987. T. 105. № 4. C. 1473-1478.

45. Costa K.D. Imaging and probing cell mechanical properties with the atomic force microscope //Methods Mol. Biol. 2006. T. 319. C. 331-361.

46. Costa K.D., Sim A.J., Yin F.C.P. Non-Hertzian approach to analyzing mechanical properties of endothelial cells probed by atomic force microscopy // J. Biomech. Eng. 2006. T. 128. C. 176-184.

47. Cramer L., Desai A. Fluorescence Procedures for the Actin and Tubulin Cytoskeleton in Fixed Cells [Электронный ресурс]. URL: http://mitchison.med.harvard.edu/protocols/genl.html.

48. Crick S.L., Yin F.C.-P. Assessing micromechanical properties of cells with atomic force microscopy: importance of the contact point // Biomech. Model. Mechanobiol. 2007. T. 6. № 3. C. 199-210.

49. Cross S.E. и др. Nanomechanical analysis of cells from cancer patients // Nat. Nanotechnol. 2007. T. 2. № 12. C. 780-783.

50. Cuerrier C.M., Lebel R., Grandbois M. Single cell transfection using plasm id decorated AFM probes // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007. T. 355. № 3. C. 632-636.

51. Darling E.M. и др. A thin-layer model for viscoelastic, stress-relaxation testing of cells using atomic force microscopy: do cell properties reflect metastatic potential? // Biophys. J. 2007. T. 92. № 5. C. 1784-1791.

52. Darling E.M., Zauscher S., Guilak F. Viscoelastic properties of zonal articular chondrocytes measured by atomic force microscopy // Osteoarthritis Cartilage. 2006. T. 14. № 6. C. 571— 579.

53. Dayaram Т., Marriott S. Effect of transforming viruses on molecular mechanisms associated with cancer // J. Cell. Physiol. 2008. T. 216. № 2. C. 309-314.

54. Dembo M., Wang Y.L. Stresses at the cell-to-substrate interface during locomotion of fibroblasts // Biophys. J. 1999. T. 76. № 4. C. 2307-2316.

55. Denis-Donini S., Baccetti В., Monroy A. Morphological changes of the surface of the eggs of< i> Xenopus laevis</i> in the course of development. 2. Cytokinesis and early cleavage // J. Ultrastruct. Res. 1976. T. 57. № 1. C. 104-112.

56. Dent E.W., Gertler F.B. Cytoskeletal dynamics and transport in growth cone motility and axon guidance // Neuron. 2003. T. 40. № 2. C. 209-227.

57. Dimitriadis E.K. и др. Determination of elastic moduli of thin layers of soft material using the atomic force microscope // Biophys. J. 2002. T. 82. № 5. C. 2798-2810.

j

i %

58. Discher D.E., Janmey P., Wang Y. Tissue cells feel and respond to the stiffness of their substrate // Science. 2005. T. 310. № 5751. C. 1139-1143.

59. Dokukin M.E., Guz N. V, Sokolov I. Quantitative study of the elastic modulus of loosely attached cells in AFM indentation experiments // Biophys. J. 2013. T. 104. № 10. C. 21232131.

60. Domínguez R., Holmes K.C. Actin structure and function // Annu. Rev. Biophys. 2011. T. 40. C.169-186.

61. Dugina V. h jyp. Beta and gamma-cytoplasmic actins display distinct distribution and functional diversity // J. Cell Sci. 2009. T. 122. № Pt 16. C. 2980-2988.

62. Dugina V. h flp. Actin // Cytoskeleton and Human Disease / iioa peA. M. Kavallaris. Totowa, NJ: Humana Press, 2012. C. 3-27.

63. Efremov Y.M. h AP- Mechanical properties of fibroblasts depend on level of cancer transformation // Biochim. Biophys. Acta. 2014. T. 1843. № 5. C. 1013-1019.

64. Engel A., Muller DJ. Observing single biomolecules at work with the atomic force microscope // Nat. Struct. Biol. 2000. T. 7. № 9. C. 715-718.

65. Engler A.J. h Ap. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification // Cell. 2006. T. 126. № 4. C. 677-689.

66. Espenel C. h ap- Temperature-dependent imaging of living cells by AFM // Ultramicroscopy. 2008. T. 108. № 10. C. 1174-1180.

67. Fabry B. h Ap. Scaling the Microrheology of Living Cells // Phys. Rev. Lett. 2001. T. 87. № 14. C. 1-4.

68. Fabry B. h AP- Time scale and other invariants of integrative mechanical behavior in living cells // Phys. Rev. E. 2003. T. 68. № 4. C. 1-18.

69. Faria E.C. h Ap. Measurement of elastic properties of prostate cancer cells using AFM // Analyst. 2008. T. 133. № 11. C. 1498-1500.

70. Fehon R.G., McClatchey A.I., Bretscher A. Organizing the cell cortex: the role of ERM proteins //Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2010. T. 11. № 4. C. 276-287.

71. Firouzi M. h AP- Collagen as Adherent Substratum and Inducer of Dorsal Root Ganglia Outgrowth // Iran. Biomed. J. 2004. T. 8. № 2. C. 101-105.

72. Franze K., Reichenbach A., Kas J. Biomechanics of the CNS // Mechanosensitivity of the Nervous System / noA peA. A. Kamkim, I. Kiseleva. Springer Netherlands, 2009. C. 173-213.

73. Friedl P., Alexander S. Cancer invasion and the microenvironment: plasticity and reciprocity // Cell. 2011. T. 147. № 5. C. 992-1009.

74. Friedl P., Gilmour D. Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2009. T. 10. № 7. C. 445-457.

75. Friedl P., Wolf K, Tumour-cell invasion and migration: diversity and escape mechanisms // Nat. Rev. Cancer. 2003. T. 3. № 5. C. 362-374.

76. Friedl P., Wolf K., Lammerding J. Nuclear mechanics during cell migration // Curr. Opin. Cell Biol. 2011. T. 23. № 1. C. 55-64.

77. Fritsch A. h AP- Are biomechanical changes necessary for tumour progression? // Nat. Phys. 2010. T. 6. № 10. C. 730-732.

78. Fritz M., Radmacher M., Gaub H.E. In vitro activation of human platelets triggered and probed by atomic force microscopy // Exp. Cell Res. 1993. T. 205. № 1. C. 187-190.

79. Furusawa C. h flp. Ubiquity of log-normal distributions in intra-cellular reaction dynamics // Biophysics (Oxf). 2005. T. 1. C. 25-31.

80. Gavara N., Chadwick R.S. Determination of the elastic moduli of thin samples and adherent cells using conical atomic force microscope tips. //Nat. Nanotechnol. 2012. № September. C.

81. George E.B., Glass J.D., Griffin J.W. Axotomy-induced axonal degeneration is mediated by calcium influx through ion-specific channels // J. Neurosci. 1995. T. 15. № 10. C. 6445-6452.

82. Gerhart J., Keller R. Region-specific cell activities in amphibian gastrulation // Annu. Rev. Cell Biol. 1986. T. 2. № 1. C. 201-229.

83. Goczalik I. h #p. Expression of CXCL8, CXCR1, and CXCR2 in neurons and glial cells of the human and rabbit retina // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2008. T. 49. № 10. C. 4578-4589.

84. Graham H.K. h zip. Tissue section AFM: In situ ultrastructural imaging of native biomolecules // Matrix Biol. 2010. T. 29. № 4. C. 254-260.

85. Grimaldi S. h ap. Lymphoblastoid Cells Exposed to Low-Frequency Magnetic Fields // Atomic Force Microscopy / noa pea. P.C. Braga, D. Ricci. Humana Press, 2004. C. 323-339.

86. Grimellec C. Le h Ap. Simultaneous imaging of the surface and the submembraneous cytoskeleton in living cells by tapping mode atomic force microscopy // Comptes Rendus l'Acad mie des Sci. Ill-Sciences la Vie. 1997. T. 320. № 8. C. 637-643.

87. Grimellec C. Le h pp. Imaging of the surface of living cells by low-force contact-mode atomic force microscopy // Biophys. J. 1998. T. 75. № 2. C. 695-703.

88. Guck J. h Ap. Optical deformability as an inherent cell marker for testing malignant transformation and metastatic competence // Biophys. J. 2005. T. 88. № 5. C. 3689-3698.

89. Guilak F., Tedrow J.R., Burgkart R. Viscoelastic properties of the cell nucleus // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2000. T. 269. № 3. C. 781-786.

90. Gumbiner B.M. Epithelial morphogenesis // Cell. 1992. T. 69. № 3. C. 385.

91. Haga H. h ap. Elasticity mapping of living fibroblasts by AFM and immunofluorescence observation of the cytoskeleton // Ultramicroscopy. 2000. T. 82. № 1-4. C. 253-258.

92. Haga H. h Ap. Time-lapse viscoelastic imaging of living fibroblasts using force modulation mode in AFM // J. Electron Microsc. (Tokyo). 2000. T. 49. № 3. C. 473-481.

93. Hager M.H. h zip. DIAPH3 governs the cellular transition to the amoeboid tumour phenotype // EMBO Mol. Med. 2012. T. 4. № 8. C. 743-60.

94. Hall A. Rho GTPases and the actin cytoskeleton // Science. 1998. T. 279. № 5350. C. 509-14.

95. Han S.W. h ap. A molecular delivery system by using AFM and nanoneedle // Biosens. Bioelectron. 2005. T. 20. № 10. C. 2120-2125.

96. Hanahan D., Weinberg R. a. Hallmarks of cancer: the next generation // Cell. 2011. T. 144. № 5. C. 646-674.

97. Harris A. On Tensegrity in Cell Mechanics // 2011. T. 8. № 3. C. 195-214.

98. Harris A.R., Charras G.T. Experimental validation of atomic force microscopy-based cell elasticity measurements // Nanotechnology. 2011. T. 22. C. 345102.

99. Harvey D.M., Levine A.J. p53 alteration is a common event in the spontaneous immortalization of primary BALB/c murine embryo fibroblasts // Genes Dev. 1991. T. 5. № 12B. C. 2375-2385.

100. Haydon P.G. h pp. Membrane deformation of living glial cells using atomic force microscopy // J. Microsc. 1996. T. 182. № 2. C. 114-120.

101. Heinz W.F., Antonik M.D., Höh J.H. Reconstructing Local Interaction Potentials from Perturbations to the Thermally Driven Motion of an Atomic Force Microscope Cantilever // J. Phys. Chem. B. 2000. T. 104. № 3. C. 622-626.

102. Henderson E., Haydon P.G., Sakaguchi D.S. Actin filament dynamics in living glial cells imaged by atomic force microscopy // Science. 1992. T. 257. № 5078. C. 1944-1946.

103. Hertz H. Über die Berührung Fester Elastischer Körper // J. fur die reine u. angew. Math. 1882. T. 92. C. 156-171.

104. Hiratsuka S. h ap. The number distribution of complex shear modulus of single cells measured by atomic force microscopy // Ultramicroscopy. 2009. T. 109. № 8. C. 937-941.

105. Hiratsuka S. h jvp. Power-Law Stress and Creep Relaxations of Single Cells Measured by Colloidal Probe Atomic Force Microscopy // Jpn. J. Appl. Phys. 2009. T. 48. № 8. C. 08JB17.

106. Hochmuth R.M. Micropipette aspiration of living cells // J. Biomech. 2000. T. 33. № 1. C. 15-22.

107. Hoffman B.D. h Ap. The consensus mechanics of cultured mammalian cells // Proc. Natl. Acad. Sei. 2006. T. 103. № 27. C. 10259-10264.

108. Hoffman B.D., Crocker J.C. Cell mechanics: dissecting the physical responses of cells to force // Annu. Rev. Biomed. Eng. 2009. T. 11. C. 259-288.

109. Hogan B. h flp. Manipulation the Mouse Embryo. A laboratory manual. Second edition. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1994.

110. Holle A.W., Engler A.J. More than a feeling: discovering, understanding, and influencing mechanosensing pathways // Curr. Opin. Biotechnol. 2011. T. 22. C. 648-654.

111. Huschtscha L.I., Holliday R. Limited and unlimited growth of SV40-transformed cells from human diploid MRC-5 fibroblasts // J. Cell Sei. 1983. T. 63. C. 77-99.

112. Ingber D. Tensegrity: the architectural basis of cellular mechanotransduction // Annu. Rev. Physiol. 1997. T. 59. C. 575-599.

113. Jurvelin J.S. h Ap- Surface and subsurface morphology of bovine humeral articular cartilage as assessed by atomic force and transmission electron microscopy // J. Struct. Biol. 1996. T. 117.№ l.C. 45-54.

114. Kamm R., Lammerding J., Mofrad M. Cellular nanomechanics // Springer Handbook of Nanotechnology. - Springer Berlin Heidelberg. 2010. C. 1171-1201.

115. Kasas S. h ap- Superficial and deep changes of cellular mechanical properties following cytoskeleton disassembly// Cell Motil. Cytoskeleton. 2005. T. 62. № 2. C. 124-132.

116. Kasza K.E. h Ap. The cell as a material // Curr. Opin. Cell Biol. 2007. T. 19. № 1. C. 101— 107.

117. Kaverina I., Krylyshkina O., Small J.V. Regulation of substrate adhesion dynamics during cell motility // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2002. T. 34. № 7. C. 746-761.

118. Keller R., Shook D., Skoglund P. The forces that shape embryos: physical aspects of convergent extension by cell intercalation // Phys. Biol. 2008. T. 5. C. 15007.

119. Keller R.E. Time-lapse cinemicrographic analysis of superficial cell behavior during and prior to gastrulation in Xenopus laevis // J. Morphol. 1978. T. 157. № 2. C. 223-247.

120. Keller R.E. The cellular basis of epiboly: an SEM study of deep-cell rearrangement during gastrulation in Xenopus laevis // J. Embryol. Exp. Morphol. 1980. T. 60. C. 201-234.

121. Ketene A.N. h ap. The effects of cancer progression on the viscoelasticity of ovarian cell cytoskeleton structures // Nanomedicine Nanotechnology, Biol. Med. 2012. T. 8. C. 93-102.

122. Khatau S.B. h Ap. A perinuclear actin cap regulates nuclear shape // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2009. T. 106. № 45. C. 19017-19022.

123. Khatau S.B. h ap- The perinuclear actin cap in health and disease // Nucleus. 2010. T. 1. № 4. C.337-342.

124. Kieserman E.K. h ap. High-magnification in vivo imaging of Xenopus embryos for cell and developmental biology // Cold Spring Harb. Protoc. 2010. T. 2010. № 5. C. pdb. prot5427.

125. Kim D., Chambliss A., Wirtz D. The multi-faceted role of the actin cap in cellular mechanosensation and mechanotransduction // Soft Matter. 2013. T. 9. C. 5516-5523.

126. Kole T. h ap- Intracellular mechanics of migrating fibroblasts // Mol. Biol. Cell. 2005. T. 16. C.328-338.

127. Kollmannsberger P., Fabry B. Active soft glassy rheology of adherent cells // Soft Matter.

2009. T. 5. № 9. C. 1771-1774.

128. Kollmannsberger P., Fabry B. Linear and Nonlinear Rheology of Living Cells // Annu. Rev. Mater. Res. 2011. T. 41. № 1. C. 75-97.

129. Kreplak L. h AP- Atomic force microscopy of mammalian urothelial surface // J. Mol. Biol. 2007. T. 374. № 2. C. 365-373.

130. Kumar S., Weaver V.M. Mechanics, malignancy, and metastasis: the force journey of a tumor cell // Cancer Metastasis Rev. 2009. T. 28. № 1-2. C. 113-127.

131. Kuznetsova T.G. n AP- Atomic force microscopy probing of cell elasticity // Micron. 2007. T. 38. № 8. C. 824-833.

132. Laishram J. h AP- A morphological analysis of growth cones of DRG neurons combining Atomic Force and Confocal Microscopy // J. Struct. Biol. 2009. T. 168. № 3. C. 366-377.

133. Lai R., Yu L. Atomic force microscopy of cloned nicotinic acetylcholine receptor expressed in Xenopus oocytes // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1993. T. 90. № 15. C. 7280-7284.

134. Lau J.M., You H.X., Yu L. Lattice-like array particles on Xenopus oocyte plasma membrane // Scanning. 2002. T. 24. № 5. C. 224-231.

135. Lee S.H., Domínguez R. Regulation of actin cytoskeleton dynamics in cells // Mol. Cells.

2010. C. 311-325.

136. Lekka M. h Ap. Elasticity of normal and cancerous human bladder cells studied by scanning force microscopy // Eur. Biophys. J. 1999. T. 28. № 4. C. 312-316.

137. Lekka M. h ap- Cancer cell recognition-Mechanical phenotype // Micron. 2012. T. 43. C. 1259-1266.

138. Lekka M. h AP- Cancer cell detection in tissue sections using AFM // Arch. Biochem. Biophys. 2012. T. 518. C. 151-156.

139. Lekka M. Atomic force microscopy: A tip for diagnosing cancer // Nat. Nanotechnol. 2012. T. 7. №1 l.C. 691-692.

140. Li Q.S. h ap. AFM indentation study of breast cancer cells // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2008. T. 374. № 4. C. 609-613.

141. Lim C.T., Zhou E.H., Quek S.T. Mechanical models for living cells—a review // J. Biomech.

2006. T. 39. № 2. C. 195-216.

142. Limpert E., Stahel W.A., Abbt M. Log-normal Distributions across the Sciences: Keys and Clues // Bioscience. 2001. T. 51. № 5. C. 341-352.

143. Lin D.C., Dimitriadis E.K., Horkay F. Robust strategies for automated AFM force curve analysis—I. Non-adhesive indentation of soft, inhomogeneous materials // J. Biomech. Eng.

2007. T. 129. № 3. C. 430-440.

144. Lodish H. h ap- Molecular Cell Biology / no a pea. W H Freeman. New York: W. H. Freeman and Company, 2000.

145. Lomakina M.E., Alexandrova a. Y. Analysis of changes induced by oncogene N-RAS expression in pattern and distribution of pseudopodial activity of fibroblasts // Russ. J. Dev. Biol. 2009. T. 40. № 4. C. 222-231.

146. Lombardi M.L., Lammerding J. Altered mechanical properties of the nucleus in disease // Methods Cell Biol. 2010. T. 98. № 10. C. 121-141.

147. Louvet E. h up. Probing the stiffness of isolated nucleoli by atomic force microscopy // Histochem. Cell Biol. 2013.

148. Lu C., King R.D. An investigation into the population abundance distribution of mRNAs, proteins, and metabolites in biological systems // Bioinformatics. 2009. T. 25. № 16. C. 20202027.

149. Lu Y.-B.B. h Ap. Viscoelastic properties of individual glial cells and neurons in the CNS // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2006. T. 103. № 47. C. 17759-17764.

150. Lulevich V. h ap- Cell mechanics using atomic force microscopy-based single-cell compression // Langmuir. 2006. T. 22. № 19. C. 8151-8155.

151. Lulevich V. h Ap. Cell tracing dyes significantly change single cell mechanics // J. Phys. Chem. B. 2009. T. 113. № 18. C. 6511-6519.

152. Lulevich V. h ap- Single-cell mechanics provides a sensitive and quantitative means for probing amyloid- peptide and neuronal cell interactions // Proc. Natl. Acad. Sci. 2010. T. 107. № 31. C.13872-13877.

153. Lulevich V. h ap- Single cell mechanics of keratinocyte cells // Ultramicroscopy. 2010. T, 110. № 12. C. 1435-1442.

154. Mahaffy R.E. h Ap. Scanning probe-based frequency-dependent microrheology of polymer gels and biological cells // Phys. Rev. Lett. 2000. T. 85. № 4. C. 880-883.

155. Mahaffy R.E. h AP- Quantitative analysis of the viscoelastic properties of thin regions of fibroblasts using atomic force microscopy// Biophys. J. 2004. T. 86. № 3. C. 1777-1793.

156. Maiti S. h ap> Structure and activity of full-length formin mDial // Cytoskeleton (Hoboken). 2012. T. 69. № 6. C. 393-405.

157. Mandadapu K.K., Govindjee S., Mofrad M.R.K. On the cytoskeleton and soft glassy rheology //J. Biomech. 2008. T. 41. № 7. C. 1467-1478.

158. Manohar M. h ap. Assessing the tumorigenic phenotype of VERO cells in adult and newborn nude mice // Biologicals. 2008. T. 36. № 1. C. 65-72.

159. Maragakis N.J., Rothstein J.D. Mechanisms of disease: astrocytes in neurodegenerative disease //Nat. Clin. Pract. Neurol. 2006. T. 2. № 12. C. 679-689.

160. Mathur a B. h zip. Endothelial, cardiac muscle and skeletal muscle exhibit different viscous and elastic properties as determined by atomic force microscopy // J. Biomech. 2001. T. 34. № 12. C. 1545-1553.

161. McNally H.A., Borgens R.B. Three-dimensional imaging of living and dying neurons with atomic force microscopy // J. Neurocytol. 2004. T. 33. № 2. C. 251-258.

162. Minina S.A., Aleksandrova A.Y., Vasil'ev Y.M. Changes in the Cell Shape and Actin Cytoskeleton during the Ras Oncogene-Induced Transformation: A Possible Role of Rho Kinase // Dokl. Biol. Sci. 2003. T. 388. № 3. C. 83-85.

163. Miyazaki H., Hayashi K. Atomic force microscopic measurement of the mechanical properties of intact endothelial cells in fresh arteries // Med. Biol. Eng. Comput. 1999. T. 37. № 4. C. 530-536.

164. Mizutani Y. h zip. Elasticity of living cells on a microarray during the early stages of adhesion measured by atomic force microscopy//Jpn. J. Appl. Phys. 2008. T. 47. № 7. C. 6177-6180.

165. Monroy A., Baccetti B. Morphological changes of the surface of the egg of< i> Xenopus laevis</i> in the course of development: I. Fertilization and early cleavage // J. Ultrastruct. Res. 1975. T. 50. № 2. C. 131-142.

166. Monroy A., Baccetti B., Denis-Donini S. Morphological changes of the surface of the egg of< i> Xenopus laevis</i> in the course of development: III. Scanning electron microscopy of gastrulation // Dev. Biol. 1976. T. 49. № 1. C. 250-259.

167. Montgomery D.L. Astrocytes: form, functions, and roles in disease // Vet. Pathol. Online. 1994. T. 31. № 2. C. 145-167.

168. Moon A. h zip. H-ras, but not N-ras, induces an invasive phenotype in human breast epithelial cells: A role for MMP-2 in the h-ras-induced invasive phenotype // Int. J. Cancer. 2000. T. 85. №2. C. 176-181.

169. Mueller J. h zip. Electron Tomography and Simulation of Baculovirus Actin Comet Tails Support a Tethered Filament Model of Pathogen Propulsion // PLoS Biol. 2014. T. 12. № 1. C. el001765.

170. Murphy M.F. h zip- Comparative study of the conditions required to image live human epithelial and fibroblast cells using atomic force microscopy // Microsc. Res. Tech. 2006. T. 69. № 9. C. 757-765.

171. Mustata M., Ritchie K., McNally H.A. Neuronal elasticity as measured by atomic force microscopy// J. Neurosci. Methods. 2010. T. 186. № 1. C. 35-41.

172. Nagayama M., Haga H. Drastic change of local stiffness distribution correlating to cell migration in living fibroblasts // Cell Motil. Cytoscelet. 2001. T. 50. C. 173-179.

173. Nawaz S. h AP- Cell Visco-Elasticity Measured with AFM and Optical Trapping at Sub-Micrometer Deformations // PLoS One. 2012. T. 7. № 9. C. e45297.

174. Nemethova M., Auinger S., Small J.V. Building the actin cytoskeleton: filopodia contribute to the construction of contractile bundles in the lamella // J. Cell Biol. 2008. T. 180. № 6. C. 1233-1244.

175. Ng S.S., Li C., Chan V. Experimental and numerical determination of cellular traction force on polymeric hydrogels // Interface Focus. 2011. T. 1. № 5. C. 777-791.

176. Nieuwkoop P.D., Faber J. Normal table of Xenopus laevis (Daudin). Amsterdam: Garland publishing, 1967.

177. Nolen B.J. h flp. Characterization of two classes of small molecule inhibitors of Arp2/3 complex //Nature. 2009. T. 460. № 7258. C. 1031-1034.

178. Obataya I. h ap- Nanoscale operation of a living cell using an atomic force microscope with a nanoneedle // Nano Lett. 2005. T. 5. № 1. C. 27-30.

179. Okajima T. h ap. Stress relaxation of HepG2 cells measured by atomic force microscopy // Nanotechnology. 2007. T. 18. № 8. C. 084010.

180. Okajima T. h jxp. Stress Relaxation Measurement of Fibroblast Cells with Atomic Force Microscopy // Jpn. J. Appl. Phys. 2007. T. 46. № 8B. C. 5552-5555.

181. Olson M.F., Sahai E. The actin cytoskeleton in cancer cell motility // Clin. Exp. Metastasis. 2009. T. 26. № 4. C. 273-287.

182. Orsini F. h ap- Observing Xenopus laevis oocyte plasma membrane by atomic force microscopy//Methods. 2010. T. 51. № l.C. 106-113.

183. Pages C. h Ap. Lysophosphatidic acid synthesis and release // Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2001. T. 64. № 1-4. C. 1-10.

184. Parpura V., Haydon P.G., Henderson E. Three-dimensional imaging of living neurons and glia with the atomic force microscope // J. Cell Sci. 1993. T. 104. C. 427.

185. Pathak A., Kumar S. Biophysical regulation of tumor cell invasion: moving beyond matrix stiffness // Integr. Biol. (Camb). 2011. T. 3. № 4. C. 267-278.

186. Pellegrin S., Mellor H. Actin stress fibres // J. Cell Sci. 2007. T. 120. № Pt 20. C. 3491-3499.

187. Plodinec M. h AP- The nanomechanical signature of breast cancer // Nat. Nanotechnol. 2012. T. 7. № 11. C. 757-765.

188. Pollard T., Cooper J. Actin, a central player in cell shape and movement // Science. 2009. T. 326. C. 1208-1212.

189. Pollard T.D. Regulation of actin filament assembly by Arp2/3 complex and formins // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 2007. T. 36. C. 451-477.

190. Pollard T.D., Borisy G.G. Cellular motility driven by assembly and disassembly of actin filaments // Cell. 2003. T. 112. № 4. C. 453^165.

191. Pulukuri S.M. m Ap. RNA interference-directed knockdown of urokinase plasminogen activator and urokinase plasminogen activator receptor inhibits prostate cancer cell invasion, survival, and tumorigenicity in vivo // J. Biol. Chem. 2005. T. 280. № 43. C. 36529-36540.

192. Qualmann B., Kessels M.M. New players in actin polymerization - WH2-domain-containing actin nucleators // Trends Cell Biol. 2009. T. 19. № 6. C. 276-285.

193. Radmacher M. h Ap. Measuring the viscoelastic properties of human platelets with the atomic force microscope // Biophys. J. 1996. T. 70. № 1. C. 556-567.

194. Radmacher M. Measuring the elastic properties of living cells by the atomic force microscope //Methods Cell Biol. 2002. T. 68. C. 67-90.

195. Radmacher M. Studying the mechanics of cellular processes by atomic force microscopy // Methods Cell Biol. 2007. T. 83. C. 347-372.

196. Rasheed S. h ap- Characterization of a newly derived human sarcoma cell line (HT-1080) // Cancer. 1974. T. 33. № 4. C. 1027-1033.

197. Rebelo L.M. h ap- Comparison of the viscoelastic properties of cells from different kidney cancer phenotypes measured with atomic force microscopy // Nanotechnology. 2013. T. 24. № 5. C. 055102.

198. Reichlin T. h Ap. Investigating native coronary artery endothelium in situ and in cell culture by scanning force microscopy // J. Struct. Biol. 2005. T. 152. № 1. C. 52-63.

199. Remmerbach T.W. h AP- Oral cancer diagnosis by mechanical phenotyping // Cancer Res. 2009. T. 69. № 5. C. 1728-1732.

200. Rheinlaender J. h Ap. Comparison of Scanning Ion Conductance Microscopy with Atomic Force Microscopy for Cell Imaging // Langmuir. 2011. T. 27. № 2. C. 697-704.

201. Rico F. h ap- Probing mechanical properties of living cells by atomic force microscopy with blunted pyramidal cantilever tips // Phys. Rev. E. 2005. T. 72. № 2. C. 21914.

202. Rico F., Wojocikiewicz E.P., Moy V.T. Atomic Force Microscopy Studies of the Mechanical Properties of Living Cells // Applied Scanning Probe Methods IX / noA peA- M. Tomitori, B. Bhushan, H. Fuchs. Springer Berlin Heidelberg, 2008. C. 89-109.

203. Ridley A.J. h Ap. Cell migration: integrating signals from front to back // Science. 2003. T. 302. № 5651. C. 1704-1709.

204. Riet J. te h ap- Interlaboratory round robin on cantilever calibration for AFM force spectroscopy // Ultramicroscopy. 2011. T. 111. № 12. C. 1659-1669.

205. Rizvi S. a h Ap. Identification and characterization of a small molecule inhibitor of formin-mediated actin assembly // Chem. Biol. 2009. T. 16. № 11. C. 1158-1168.

206. Roca-Cusachs P. h Ap. Rheology of passive and adhesion-activated neutrophils probed by atomic force microscopy // Biophys. J. 2006. T. 91. № 9. C. 3508-3518.

207. Rodriguez JJ. h ap- Astroglia in dementia and Alzheimer's disease // Cell Death Differ. 2008. T. 16. № 3. C. 378-385.

208. Rotsch C., Jacobson K., Radmacher M. Dimensional and mechanical dynamics of active and stable edges in motile fibroblasts investigated by using atomic force microscopy // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1999. T. 96. № 3. C. 921-926.

209. Rotsch C., Radmacher M. Drug-induced changes of cytoskeletal structure and mechanics in fibroblasts: an atomic force microscopy study // Biophys. J. 2000. T. 78. № 1. C. 520-535.

210. Rottner K., Stradal T.E.B. Actin dynamics and turnover in cell motility // Curr. Opin. Cell Biol. 2011. T. 23. № 5. C. 569-578.

211. Sader J., Larson I. Method for the calibration of atomic force microscope cantilevers // Rev. Sci..... 1995. T. 66. № July. C. 3789-3798.

212. Sader J.E. h ap- Spring constant calibration of atomic force microscope cantilevers of arbitrary shape //Rev. Sci. Instrum. 2012. T. 83. № 10. C. 103705.

213. Sader J.E., Chon J.W.M., Mulvaney P. Calibration of rectangular atomic force microscope cantilevers // Rev. Sci. Instrum. 1999. T. 70. C. 3967-3969.

214. Sahai E., Marshall C.J. Differing modes of tumour cell invasion have distinct requirements for Rho/ROCK signalling and extracellular proteolysis // Nat. Cell Biol. 2003. T. 5. № 8. C. 711-720.

215. Salbreux G., Charras G., Paluch E. Actin cortex mechanics and cellular morphogenesis // Trends Cell Biol. 2012. T. 22. № 10. C. 536-545.

216. Santacroce M. h AP- Atomic force microscopy imaging of actin cortical cytoskeleton of Xenopus laevis oocyte // J. Microsc. 2006. T. 223. № I. C. 57-65.

217. Santacroce M. h ap- Atomic force microscopy imaging of Xenopus laevis oocyte plasma membrane purified by ultracentrifugation // Microsc. Res. Tech. 2008. T. 71. № 6. C. 397402.

218. Schaus S.S., Henderson E.R. Cell viability and probe-cell membrane interactions of XR1 glial cells imaged by atomic force microscopy // Biophys. J. 1997. T. 73. № 3. C. 1205-1214.

219. Schillers H. h Ap. Plasma membrane plasticity of Xenopus laevis oocyte imaged with atomic force microscopy // Cell. Physiol. Biochem. 2000. T. 10. № 1-2. C. 99-107.

220. Schneider S.W. h Ap. Shape and volume of living aldosterone-sensitive cells imaged with the atomic force microscope // Methods Mol. Biol. 2004. T. 242. C. 255-280.

221. Shutova M.S., Alexandrova A.Y. Normal and transformed fibroblast spreading: Role of microfilament polymerization and actin-myosin contractility // Cell tissue biol. 2010. T. 4. № l.C. 25-35.

222. Simon A. h ap- Characterization of dynamic cellular adhesion of osteoblasts using atomic force microscopy // Cytom. Part A. 2003. T. 54. № 1. C. 36-47.

223. Simon A., Durrieu M.C. Strategies and results of atomic force microscopy in the study of cellular adhesion // Micron. 2006. T. 37. № 1. C. 1-13.

224. Sirghi L. h Ap. Probing elasticity and adhesion of live cells by atomic force microscopy indentation // Eur. Biophys. J. 2008. T. 37. № 6. C. 935-945.

225. Sirghi L. Atomic Force Microscopy indentation of living cells // Microsc. Sci. Technol. Appl. Educ. 2010. T. 4. C. 433-440.

226. Sit S.-T., Manser E. Rho GTPases and their role in organizing the actin cytoskeleton // J. Cell Sci. 2011. T. 124. № Pt 5. C. 679-683.

227. Smith B.A. h Ap. Probing the viscoelastic behavior of cultured airway smooth muscle cells with atomic force microscopy: stiffening induced by contractile agonist // Biophys. J. 2005. T. 88. № 4. C. 2994-3007.

228. Sneddon I.N. The relation between load and penetration in the axisymmetric Boussinesq problem for a punch of arbitrary profile // Int. J. Eng. Sci. 1965. T. 3. № 1. C. 47-57.

229. Sokolov I. Atomic force microscopy in cancer cell research // Cancer Nanotechnology. Val. CA Am. Sci. Publ. 2007. T. 1. C. 1-17.

230. Sokolov I. h Ap. Detection of surface brush on biological cells in vitro with atomic force microscopy // Appl. Phys. Lett. 2007. T. 91. № 2. C. 023902.

231. Sokolov I., Dokukin M.E., Guz N. V. Method for quantitative measurements of the elastic modulus of biological cells in AFM indentation experiments // Methods. 2013. T. 60. № 2. C. 202-213.

232. Solletti J.M. h AP- Atomic force and scanning electron microscopy of Xenopus laevis oocytes //J. Vac. Sci. Technol. B Microelectron. Nanom. Struct. 1994. T. 12. № 3. C. 1535-1538.

233. Sollich P. Rheological constitutive equation for a model of soft glassy materials // Phys. Rev. E. 1998. T. 58. № 1. C. 738-759.

234. Solon J. h AP- Fibroblast adaptation and stiffness matching to soft elastic substrates // Biophys. J. 2007. T. 93. № 12. C. 4453-4461.

235. Stamenovic D., Wang N. Stress Transmission within the Cell // Compr. Physiol. 2011. T. 1. № January. C. 499-524.

236. Suetsugu S., Takenawa T. Regulation of cortical actin networks in cell migration // Int. Rev. Cytol. 2003. T. 229. C. 245-286.

237. Sugitate T. h Ap. Mechanical role of the nucleus in a cell in terms of elastic modulus // Curr. Appl. Phys. 2009. T. 9. № 4. C. e291-e293.

238. Suresh S. Biomechanics and biophysics of cancer cells // Acta Mater. 2007. T. 55. № 12. C. 3989-4014.

239. Swaminathan V. h ap- Mechanical stiffness grades metastatic potential in patient tumor cells and in cancer cell lines // Cancer Res. 2011. T. 71. № 15. C. 5075-5080.

240. Taddei M.L. h ap- Anoikis: an emerging hallmark in health and diseases. // J. Pathol. 2012. T. 226. № 2. C. 380-393.

241. Takai E. h ap- Substrate modulation of osteoblast adhesion strength, focal adhesion kinase activation, and responsiveness to mechanical stimuli // Mol. Cell. Biomech. 2006. T. 3. № 1: C. 1-12.

242. Takigawa T. h ap- Poisson's ratio of polyacrylamide (PAAm) gels // Polym. Gels Networks. 1996. T. 4. № l.C. 1-5.

243. Tarin D. Scanning electron microscopical studies of the embryonic surface during gastrulation and neurulation in Xenopus laevis // J. Anat. 1971. T. 109. № Pt 3. C. 535-547.

244. Tilghman R.W., Parsons J.T. Focal adhesion kinase as a regulator of cell tension in the progression of cancer// Semin. Cancer Biol. 2008. T. 18. № 1. C. 45-52.

245. Tojkander S., Gateva G., Lappalainen P. Actin stress fibers-assembly, dynamics and biological roles // J. Cell Sci. 2012. T. 125. № Pt 8. C. 1855-1864.

246. Trepat X., Lenormand G., Fredberg J.J. Universality in cell mechanics // Soft Matter. 2008. T. 4. №9. C. 1750-1759.

247. Tse J.R., Engler A.J. Preparation of hydrogel substrates with tunable mechanical properties // Curr. Protoc. cell Biol. 2010. T. Chapter 10. № June. C. Unit 10.16.

248. Tsilimbaris M.K. h AP- The use of atomic force microscopy for the observation of corneal epithelium surface // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2000. T. 41. № 3. C. 680-686.

249. Uehara H., Osada T., Ikai A. Quantitative measurement of mRNA at different loci within an individual living cell // Ultramicroscopy. 2004. T. 100. № 3-4. C. 197-201.

250. Vargas-Pinto R. h ap< The Effect of the Endothelial Cell Cortex on Atomic Force Microscopy Measurements // Biophys. J. 2013. T. 105. № 2. C. 300-309.

251. Vasiliev J.M. Cytoskeletal mechanisms responsible for invasive migration of neoplastic cells // Int. J. Dev. Biol. 2004. T. 48. C. 425-440.

252. Verdier C. h ap. Review: Rheological properties of biological materials // Comptes Rendus Phys. 2009. T. 10. № 8. C. 790-811.

253. Wagstaff L.J. h AP- Multicellular rosette formation during cell ingression in the avian primitive streak // Dev. Dyn. 2008. T. 237. № 1. C. 91-96.

254. Wallingford J.B. Low-magnification live imaging of Xenopus embryos for cell and developmental biology // Cold Spring Harb. Protoc. 2010. T. 2010. № 5. C. pdb. prot5425.

255. Wang J.H.-C., Lin J.-S. Cell traction force and measurement methods // Biomech. Model. Mechanobiol. 2007. T. 6. № 6. C. 361-371.

256. Wang N. h AP- Mechanical behavior in living cells consistent with the tensegrity model // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2001. T. 98. № 14. C. 7765-7770.

257. Wang N., Tytell J.D., Ingber D.E. Mechanotransduction at a distance: mechanically coupling the extracellular matrix with the nucleus // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2009. T. 10. № 1. C. 7582.

258. Ward K.A. h AP- Viscoelastic properties of transformed cells: role in tumor cell progression and metastasis formation // Biorheology. 1991. T. 28. № 3-4. C. 301-313.

259. Winder S.J., Ayscough K.R. Actin-binding proteins // J. Cell Sci. 2005. T. 118. № Pt 4. C. 651-654.

260. Wirtz D., Konstantopoulos K., Searson P.C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis // Nat. Rev. Cancer. 2011. T. 11. № 7. C. 512-522.

261. Wolff L., Fernandez P., Kroy K. Resolving the stiffening-softening paradox in cell mechanics // PLoS One. 2012. T. 7. № 7. C. e40063.

262. Worzfeld T., Wettschureck N., Offermanns S. G12/G13-mediated signalling in mammalian physiology and disease // Trends Pharmacol. Sci. 2008. T. 29. № 11. C. 582-589.

263. Wu H.W., Kuhn T., Moy V.T. Mechanical properties of L929 cells measured by atomic force microscopy: effects of anticytoskeletal drugs and membrane crosslinking // Scanning. 1998. T. 20. № 5. C. 389-397.

264. Xiong Y. h ap. Topography and nanomechanics of live neuronal growth cones analyzed by atomic force microscopy// Biophys. J. 2009. T. 96. № 12. C. 5060-5072.

265. Xu W. h Ap- Cell stiffness is a biomarker of the metastatic potential of ovarian cancer cells // PLoS One. 2012. T. 7. № 10. C. e46609.

266. Yamaguchi H., Condeelis J. Regulation of the actin cytoskeleton in cancer cell migration and invasion // Biochim. Biophys. Acta. 2007. T. 1773. № 5. C. 642-652.

267. Yamane Y. h AP- Fine surface images that reflect cytoskeletal structures in cultured glial cells by atomic force microscopy // Jpn. J. Appi. Phys. Vol. 1998. T. 37. C. 3849-3854.

268. Yamane Y. h AP- Quantitative analyses of topography and elasticity of living and fixed astrocytes // J. Electron Microsc. (Tokyo). 2000. T. 49. № 3. C. 463-471.

269. Yamazaki D., Kurisu S., Takenawa T. Regulation of cancer cell motility through actin reorganization // Cancer Sci. 2005. T. 96. № 7. C. 379-386.

270. Yeung T. h AP- Effects of substrate stiffness on cell morphology, cytoskeletal structure, and adhesion // Cell Motil. Cytoskeleton. 2005. T. 60. № 1. C. 24-34.

271. You H.X. h ap. Atomic force microscopy imaging of living cells: a preliminary study of the disruptive effect of the cantilever tip on cell morphology // Ultramicroscopy. 2000. T. 82. № 1-4. C. 297-305.

272. You H.X., Yu L. Atomic force microscopy imaging of living cells: progress, problems and prospects //Methods cell Sci. 1999. T. 21. № 1. C. 1-17.

273. Zhang G. h AP- Mechanical properties of hepatocellular carcinoma cells // World J. Gastroenterol. 2002. T. 8. № 2. C. 243-246.

274. Zhou Z.L. h ap- Reliable measurement of elastic modulus of cells by nanoindentation in an atomic force microscope // J. Mech. Behav. Biomed. Mater. 2012. T. 8. C. 134-142.