Ионообменные группы и белки клеточных стенок таллома лишайника Peltigera aphthosa (L.) Willd тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.24, кандидат биологических наук Воробьев, Денис Витальевич

• Воробьев, Денис Витальевич
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Воробьев, Денис Витальевич

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Особенности лишайникового симбиоза 9 1.1.1 Вторичные метаболиты лишайников

1.2 Клеточная стенка нелихенизированных и лихенизированных грибов 13 1.2.1 Хитин

1.3.1.1 Методы выделения хитина и хитин-глюканового комплекса

1.2.3 Глюканы

1.2.4 Хитозан

1.3 Особенности строения клеточной стенки фотобионта 28 1.3.1 Белки клеточной стенки водоросли (фотобионта)

1.4 Особенности строения клеточной оболочки цианобионта

1.5 Методы определения и анализа белков клеточной стенки гриба (микобионта)

1.5.1 Способы гликозилирования белков клеточной стенки

1.5.2 Методы анализа белков, выделенных из клеточных стенок грибов

1.5.3 Способы выделения белков из клеточных стенок грибов

1.5.4 Гидрофобные белки клеточной стенки грибов

1.5.5 Функции белков клеточных стенок

1.6 Роль клеточной стенки в минеральном обмене лишайников 47 ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Световая и электронная сканирующая микроскопия

2.2 Выделение клеточных стенок таллома лишайника

2.3 Определение качественного и количественного состава ионообменных групп 54 клеточных стенок таллома лишайника

2.4 Определение содержания свободных аминогрупп в клеточных стенках и 56 слоевищах лишайника методом неводного титрования в уксусной кислоте

2.5 Определение содержания воды в интактных слоевищах лишайника и весового 57 коэффициента набухания клеточных стенок лишайника в воде и растворах

2.6 Получение хитин-глюканового комплекса лишайника P. aphthosa

2.7 Количественная характеристика белковых фракций

2.8 Определение эндогенного содержания ионов в талломе лишайника P. aphthosa

2.9 Элементный анализ

2.10 Электрофоретические методы. Подготовка материала

2.11 Электрофорез белков в полиакриламидном геле (ПААГ) в денатурирующих 62 условиях

2.12 Окрашивание белков в полиакриламидном геле при помощи кумасси

2.13 Вестерн-блот анализ

2.14 Визуализация белков на нитроцеллюлозной мембране

2.15 Флюоресценция амилоидоподобных белков с Тиофлавином Т

2.16 Визуализация амилоидоподобных белков с помощью Конго красного

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 3. Изучение особенностей анатомо-морфологической структуры и 65 биохимического состава таллома лишайника

3.1 Особенности анатомо-морфологической структуры трехкомпонентного 65 лишайника Peltigera aphthosa

3.2 Общее содержание белка в талломе лишайника

3.3 Эндогенное содержание ионов калия, натрия, кальция, нитрат-ионов и хлорид- 85 ионов в талломе лишайника P. aphthosa

Глава 4. Исследование ионообменных свойств и белков клеточных стенок таллома 92 лишайника P. aphthosa в зависимости от возраста

4.1 Определение чистоты выделенных препаратов клеточных стенок

4.2 Качественный и количественный состав ионообменных групп клеточных стенок 95 таллома лишайника P. aphthosa

4.2.1 Характеристика оводненности слоевища и набухания клеточных стенок 107 таллома лишайника P. aphthosa

4.3 Определение количества свободных аминогрупп в клеточных стенках методом 112 неводного титрования

4.4 Анализ хитин-глюканового комплекса, выделенного из трехкомпонентного 117 лишайника P. aphthosa

4.5 Характеристика состава белков клеточных стенок апикальной, медиальной и 131 базальной зон таллома лишайника P. aphthosa

4.5.1 Анализ SEP-фракции белков, полученной из измельченных частей 132 таллома лишайника P. aphthosa

4.5.2 Анализ SEP-фракции белков, полученной из целых частей таллома 135 лишайника P. aphthosa

4.5.3 Вестерн-блот анализ экстракта SEP-фракции белков, предварительно 139 меченных модифицированным биотином

4.6 Выявление амилоидоподобных белков в талломе лишайника P. aphthosa

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Ионообменные группы и белки клеточных стенок таллома лишайника Peltigera aphthosa (L.) Willd»

В настоящее время не возникает сомнений, что клеточная стенка — одна из важнейших динамичных структур клеток микроорганизмов и высших растений (Горшкова, 2007). В талломах симбиотических организмов - лишайников, сформированных гифами гриба, клетками микроводорослей и/или цианобактерий, клеточные стенки компонентов выполняют разнообразные функции: селективного узнавания и специфического контактного взаимодействия партнеров, формирования уникальной морфофизиологической структуры таллома, определяют устойчивость лишайников к неблагоприятным абиотическим факторам, участвуя в осуществлении комплекса взаимодействий между компонентами симбиотической системы и окружающей средой (Бязров, 2005; Феоктистов и др., 2009; Nieboer, 1978; Loppi et al., 1997; Wosten, Wessels, 1997; Sacristan et al., 2007).

Ввиду того, что лишайники представляют целостную систему из нескольких компонентов, которые трудно разделимы, то изолированная из такой сложной системы «клеточная стенка» является суммой клеточных стенок отдельных ее компонентов. Однако следует учитывать, что в составе препарата «клеточной стенки» таллома лишайника преобладает клеточная стенка микобионта, т.к. грибной компонент составляет основную долю (90-98%) биомассы таллома (Бязров, 2005; Palmqvist, 2000).

Одним из лимитирующих факторов формирования и роста лишайников in vivo является влажность среды обитания. Известно, что границы влажности, в которых организм физиологически активен, определяют ареал его распространения в наземных экосистемах (Palmqvist, 2000). Можно предположить, что, не имея специализированных структур для поглощения и транспорта ионов, ионообменные группы клеточных стенок компонентов лишайников играют ключевую роль в процессах поступления в талломы минеральных веществ и воды из атмосферных осадков. Однако механизмы толерантности лишайников к высушиванию, а также процессы поглощения и транспорта ионов талломами лишайников изучены недостаточно. Можно предположить, что в этом процессе определенную роль играют белки, относящиеся к классу гидрофобинов, и ионообменные группы клеточных стенок.

Хитин-глюкановый комплекс является основным структурным компонентом клеточных стенок грибов, участвующих в формировании лишайникового симбиоза, а его состав (соотношение компонентов) свидетельствует о важнейших структурных изменениях в составе клеточных стенок гриба в зависимости от возраста таллома. Необходимо отметить, что хитин-глюкановый комплекс у грибов участвует в процессах поступления и накопления минеральных веществ из атмосферных осадков (Ugrozov et al., 2008). Данные литературы о структурных изменениях в хитин-глюкановом комплексе в зависимости от возраста таллома лишайника отсутствуют.

Процесс формирования талломов лишайников in vivo связан с селективным узнаванием партнеров и их специфическим взаимодействием. Механизмы взаимодействия микобионта с циано- и фикобионтами различны. У цианолишайников ведущая роль в этом процессе отводится лектинам, белкам или гликопротеинам, способным связывать олигосахаридные остатки с высокой специфичностью, а у фиколишайников - специфическим АВР-белкам (algal binding protein) микобионтов, являющихся компонентами их клеточных стенок (Sacristan et al., 2007). В литературе мало данных о специфических АВР-белках микобионтов в составе талломов лишайников. Известно, что они, взаимодействуя с рецепторами клеточных стенок водорослей, приводят к структурной перестройке как клеточных стенок фикобионта, так и цитоплазмы, вызывая деградацию хлоропластов (Sacristan et al., 2007). Можно предположить, что у трехкомпонентного лишайника Peltigera aphthosa в состав клеточных стенок молодых частей таллома (апикальная и медиальная зоны) входят как специфические АВР-белки, участвующие в связывании фикобионта таллома - зеленой водоросли рода Соссотуха, так и лектины, осуществляющие селективное узнавание цианобактерий рода Nostoc, формирующих поверхностные цефалодии. Специфические белки клеточных стенок лишайников до настоящего времени изучены недостаточно.

Цель работы. Комплексное изучение состава и функциональной роли ионообменных групп и специфических белков клеточных стенок лишайника Peltigera aphthosa (L.) Willd в связи с особенностями структурной организации его таллома.

Для достижения поставленной цели были сформулированы следующие задачи:

1) изучить морфоструктурные особенности строения таллома лишайника Р. aphthosa;

2) охарактеризовать состав ионообменных групп клеточных стенок таллома лишайника/*, aphthosa',

3) определить роль клеточных стенок в поддержании водного гомеостаза в клетках лишайника P. aphthosa',

4) изучить участие в ионообменном процессе хитин-глюканового комплекса микобионта;

5) выявить специфические нековалентно закрепленные и закрепленные при помощи дисульфидных связей белки, входящие в состав клеточных стенок таллома P. aphthosa',

6) установить функциональную роль ионообменных групп и специфических белков клеточных стенок таллома лишайника.

Научная новизна

В работе предложен новый подход к изучению таллома лишайника P. aphthosa (L.) Willd, основанный на выделении структурно-функциональных зон, которые различаются анатомо-морфологическим строением и биохимическим составом. Впервые установлено, что в составе клеточных стенок лишайника P. aphthosa присутствуют четыре типа функциональных групп, из них три являются катионообменными (два типа карбоксильных групп и фенольные ОН-группы), и одна - анионообменной (аминогруппы). Впервые определены физико-химические параметры, характеризующие количественный и качественный состав ионогенных групп клеточных стенок P. aphthosa, а также интервалы рН, в которых эти группы ионизированы и способны вступать в ионообменные реакции с катионами и анионами внешней среды. Определены параметры, количественно характеризующие способность к набуханию клеточных стенок P. aphthosa. На основании значений коэффициентов набухания клеточных стенок и таллома лишайника установлена важная роль клеточных стенок в поддержании водного гомеостаза в клетках лишайника. Впервые выделен и проанализирован хитин-глюкановый комплекс из клеточных стенок таллома лишайника P. aphthosa. Показано, что его состав изменяется в зависимости от зоны таллома, т.е. от возраста лишайника.

Впервые проведено комплексное исследование нековалентно закрепленных и закрепленных дисульфидными связями белков, входящих в состав клеточных стенок лишайника P. aphthosa. Показано, что качественный и количественный состав белков клеточных стенок изменяется в зависимости от зоны таллома. Установлено, что у P. aphthosa некоторые из нековалентно закрепленных белков клеточной поверхности представлены белками со свойствами амилоидов.

Практическая значимость

Предложен метод для выделения и анализа хитин-глюканового комплекса Р. aphthosa, который может быть применен для анализа хитин-глюканового комплекса других видов лихенизированных и свободноживущих грибов. Разработан новый подход к исследованию белков клеточных стенок P. aphthosa, который может быть использован в микологических исследованиях.

Полученные в работе результаты о присутствии в составе клеточной поверхности лишайника P. aphthosa нековалентно закрепленных белков со свойствами амилоидов необходимо учитывать при биотехнологическом использовании биомассы лишайников.

Полученные в работе результаты используются в курсе лекций по «Общей симбиологии» для студентов биологического факультета МГУ.

Апробация работы

Результаты исследования были доложены и обсуждены на совместном заседании кафедр физиологии микроорганизмов и микологии и альгологии биологического факультета МГУ; семинаре кафедры молекулярной биологии биологического факультета МГУ; Международной конференции, посвященной 100-летию начала работы профессора А.С. Бондарцева в Ботаническом институте им. B.JI. Комарова РАН, Санкт-Петербург, 2005; Международной научной конференции, посвященной 200-летию Казанской ботанической школы, Казань, 2006; Междисциплинарном микологическом форуме с международным участием, Москва, 2009; конференции «Физиология и генетика микроорганизмов в природных и экспериментальных системах» с международным участием, Москва, 2009.

Публикации

Всего по материалам диссертации опубликовано 5 работ. Экспериментальные данные, представленные в диссертации, получены лично соискателем и опубликованы в соавторстве с руководителями и сотрудниками, работавшими совместно с автором в процессе выполнения работы.

Объем и структура работы

Диссертация изложена на 173 стр. машинописного текста, состоит из введения, 4 глав, заключения, выводов, списка цитированной литературы, включающего 203 наименования (из них 162 на иностранных языках). Работа содержит 18 таблиц и иллюстрирована 77 рисунками.

Заключение диссертации по теме «Микология», Воробьев, Денис Витальевич

выводы

1. В талломе лишайника P. aphthosa выделены три функциональные зоны (апикальная, медиальная и базальная), которые различаются анатомо-морфологической структурой и биохимическим составом. Установлено, что наибольшим содержанием белка, азота и ионов кальция характеризуется апикальная зона, а наименьшим - базальная зона.

2. Ионообменные свойства полимерного матрикса экстраклеточного пространства таллома лишайника P. aphthosa определяются наличием в составе клеточных стенок четырех типов функциональных групп, которые способны принимать участие в обменных реакциях с ионами окружающей среды при соответствующих условиях. Впервые показано, что у Р: aphthosa катионообменные свойства клеточной стенки определяются присутствием в ней двух типов карбоксильных и фенольными ОН-групп, а анионообменные - аминогруппами.

3. Объем полимерного матрикса клеточных стенок таллома лишайника является относительно постоянной величиной и мало зависит от ионных условий в окружающей среде.

4. В полимерной структуре клеточной стенки лишайника P. aphthosa присутствуют азотсодержащие полимеры, представленные как белками, так и хитинглюкановым комплексом (ХГК), содержание которых зависит от возраста таллома. Наибольшей массовой долей хитина характеризуется ХГК апикальной зоны, а наименьшей - ХГК базальной зоны, при этом степень деацетилирования ХГК не зависит от возраста и составляет ~20%. Показано, что с возрастом в хитин-глюкановом комплексе клеточной стенки P. aphthosa увеличивается массовая доля глюканов.

5. Клеточные стенки апикальной, медиальной и базальной зон таллома лишайника различаются по набору белков, закрепленных нековалентно и с помощью дисульфидных связей.

6: Впервые показано, что некоторые из нековалентно закрепленных белков клеточной поверхности лишайника P. aphthosa представлены белками со свойствами амилоидов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Свойства экстраклеточного матрикса лишайников имеют большое значение для жизнедеятельности этих организмов. Физико-химические свойства клеточных стенок влияют на процессы поступления воды и растворенных веществ в слоевище, а также на процессы транспорта веществ между симбионтами. В работе нами был сделан акцент на исследование клеточных стенок микобионта, т.к. именно микобионт составляет основную массу слоевища таллома (до 98%).

На основании данных анатомо-морфологического строения и биохимического состава были выделены и охарактеризованы в зависимости от возраста три зоны таллома лишайника P. aphthosa: апикальная, медиальная и базальная. Показано, что зоны таллома различаются не только взаимным расположением компонентов, но и количеством белка, а также эндогенным содержанием ионов кальция и нитрат-ионов. Показано, что максимальная концентрация ионов кальция находится в апикальной зоне, в которой происходит контактное взаимодействие ' компонентов и формирование целостной симбиотической системы. Вероятно, ионы кальция в этом процессе играют существенную роль.

Исследование ионообменных свойств клеточных стенок проводили в соответствии с выявленными особенностями строения таллома, в зависимости от возраста его частей. В работе предложены способы оценки чистоты выделенных препаратов клеточных стенок.

Установлено, что в клеточных стенках P. aphthosa содержится четыре типа ионогенных групп, способных принимать участие в обменных реакциях с ионами внешней среды: это два типа карбоксильных групп, фенольные ОН-группы и аминогруппы. Показано, что по качественному составу функциональных групп полимерный матрикс клеточных стенок таллома разных зон не отличается, о чем свидетельствовали значения констант диссоциации. Во всех вариантах количество катионообменных групп значительно больше, чем анионообменных. Эти результаты дают основание заключить, что клеточные стенки лишайника P. aphthosa являются природными ионообменниками и обладают, в основном, катионообменными свойствами.

Показано, что количество ионогенных групп в клеточных стенках значительно зависит от возраста таллома. В стенках базальной части количество карбоксильных

154 групп уроновых кислот почти вдвое больше, чем в апикальной зоне. Наибольшее количество анионообменных групп находится в медиальной части таллома. Отличие состоит также в том, что клеточные стенки апикальной и медиальной частей таллома содержат в 1,4 раза больше карбоксильных групп фенольных кислот, чем стенки базальной зоны. В разновозрастных частях слоевищ наблюдается разное соотношение карбоксильных и фенольных ОН-групп, которые принадлежат, по-видимому, лишайниковым веществам. Эти результаты свидетельствует об изменении с возрастом количественного и качественного состава лишайниковых веществ в слоевищах или их соотношения.

Результаты настоящего исследования показывают, что клетки P. aphthosa имеют достаточно развитую клеточную стенку, так как в зависимости от возраста доля массы клеточных стенок от общей сухой массы слоевища составляет от 45 до 55%. Величина коэффициента набухания варьирует от 3,3 до 3,8 г Н20/г сухой массы клеточных стенок. Этот параметр в пределах стандартного отклонения не зависит от возраста, что, вероятно, обусловлено приблизительно равным общим содержанием ионогенных групп и приблизительно одинаковой степенью поперечной связанности полимеров в клеточных стенках разных по возрасту частей таллома. Показано, что содержание воды в клеточных стенках значительно больше, чем в талломе, что указывает на важную роль клеточных стенок в поддержании водного гомеостаза в клетках лишайника.

Нами был выделен и охарактеризован хитин-глюкановый комплекс (ХГК) из клеточных стенок лишайника P. aphthosa. Согласно полученным данным, наибольшей массовой долей хитина характеризуется ХГК апикальной зоны, в которой этот показатель достигает 70%. В базальной зоне содержание хитина в ХГК уменьшается почти в 2 раза, при этом степень деацетилирования ХГК не зависит от возраста и составляет ~20%. Таким образом, с возрастом в ХГК клеточной стенки Р. aphthosa увеличивается массовая доля глюканов. Примененный метод выделения и анализа ХГК может быть использован при определении аналогичных свойств других лихенизированных грибов. Уменьшение доли хитина и увеличение доли глюкана от апикальной к базальной зонам приводит к формированию в базальной зоне более массивной клеточной стенки. Возможно, это связано с меньшей степенью сшивки полимеров в клеточных стенках базальной зоны, по сравнению с апикальной.

Впервые для определения нековалентно закрепленных и закрепленных дисульфидными связями белков таллома лишайника был применен метод биотинилирования клеточных стенок. Нами показано, что качественный состав белков клеточных стенок таллома изменяется в зависимости от его зон, т.е. от возраста. Метод биотинилирования клеточных стенок микобионта- и фотобионта позволил обнаружить в апикальной зоне 6, в медиальной зоне бив базальной зоне 4 белковых полос с молекулярными массами от 18 до более чем 300 kDa. Наличие в клеточных стенках апикальной и медиальной зон двух белков, отсутствующих в базальной зоне, вероятно, связано с тем, что эти белки участвуют в специфическом взаимодействии микобионта с фотобионтом и цианобионтом.

Разработанный подход для определения нековалентно закрепленных и закрепленных дисульфидными связями белков может быть применен для определения аналогичных белков у других видов лихенизированных грибов. Полученные данные могут указывать на участие белков клеточных стенок в процессах формирования лишайникового таллома.

Примененные методические подходы позволили впервые выявить в составе клеточной поверхности таллома лишайника P. aphthosa амилоидоподобные белки. Предполагается, что эти белки участвуют в обеспечении механизма толерантности таллома лишайника к высушиванию, образуя белковые агрегаты, характеризующиеся филаментной морфологией с высоким содержанием Р-слоев.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Воробьев, Денис Витальевич, 2009 год

1. Альберт А., Сержент Е. Константы ионизации кислот и оснований. Д.: Химия, 1964. 140с.

2. Бабицкая В.Г., Щерба В.В., Иконников Н.В. Меланиновый комплекс гриба Inonotus obliguus // Прикл. биохим. и микробиол. 2000. Т. 36. №4. С. 439-440. Беккер З.Э. Физиология грибов и их практическое использование. М.: Наука. 1963. 163 с.

3. Белозерская Т.А. Гидрофобины грибов: структура и функции // Микология и фитопатология. 2001. Т. 35. В. 11. С. 3-11.

4. Блюм О. Б., Брунь F.A. Сезонная и субстратзависимая изменчивость электрофоретических спектров, белков лишайников» рода Parmelia II Экология. 1986. №4. С. 18-23.

5. Брунь Г.А'. Макромолекулярная систематика лишайников. Достижения и перспективы развития // Актуальные проблемы экспериментальной лихенологии в СССР / Под. ред. Н.С. Голубковой. Д.: Труды Ботанического Института им. В.Л. Комарова, 1991. Вып. 1. С. 12-21.

6. Быкова В.М., Немцев. С.В. Сырьевые источники и способы получения хитина и хитозана // Хитин и хитозан. Получение, свойства и применение. М.: Наука, 2002. С. 7-23.

7. Бязров Л.Г. Лишайники индикаторы радиоактивного загрязнения. 2005. М.: КМК. 476 с.

8. Вайннггейн Е. А. Лишайниковые вещества вторичного происхождения. Л.: Деп. ВИНИТИ №210-83, 1982. 4.1-3. 717 с.

9. Гальбрайх Л.С. Хитин и хитозан: строение, свойства, применение // Соросовский образовательный журнал. 2001. №1. С. 51-56.

10. ТелБферих Ф: Иониты.Mi: Иностранная литература^9621 490 е. . Голубкова ILC. К вопросу о происхождении и путях эволюции' лишайникового симбиоза»-// Новости-систематики низших растений; СПб.: Наука. 1993. Т. 29: С. 84104.

11. Горшкова Т.А. Растительная клеточная'стенка?как динамичная,система. М.: Наука.2007. 429 с.

12. Дебриер Ж., Бабак В.Г. Межфазовые свойства амфифильных систем на основе природных полимеров производных хитина // Российский химический журнал.2008. №1. С. 75-83.

13. Любимова Е.Г. Ионообменные свойства клеточных стенок лихенизированногоаскомицета Cladonia rangiferina (L.) F. H. Wigg. // Автореферат на соисканиеученой степени кандидата биологических наук. М.: МГУ. 2005.

14. Мейчик Н. Р., Ермаков И. П., Савватеева М. В. Ионогенные группы клеточнойстенки корней пшеницы // Физиология растений. 1999. Т. 46 № 5. С. 742-747.

15. Мейчик Н.Р., Матвеева Н.П., Николаева Ю.И., Чайкова А.В., Ермаков И.П.

16. Особенности состава ионогенных групп полимерного матрикса оболочкипыльцевого зерна лилии // Биохимия. 2006. Т. 71. С. 1103-1111.

17. Окснер А.Н. Определитель лишайников СССР. Л.: Наука. 1974. т.2.

18. Рощина В.В. Хемосигнализация у пыльцы // Усп. совр. биологии. 1999. Т. 119. №6.1. С. 557-566.

19. Симахара К1, Окоути К., Икеда М. Новый метод выделения хитина ракообразных с использованием протеолитической бактерии Pseudomonas maltophilia / Пер. с англ. КЕ-57231. Киев: Всесоюзный центр переводов. 1984. 15 с.

20. Урьяш В.Ф., Кокурина Н.Ю. Влияние кислотногно гидролиза на теплоемкость и физические переходы хитина и хитозана // Вестник нижегородского университета им. Н.И. Лобачевского. 2007. №3. С. 98-104.

21. Феоктистов А.С., Киташов А.В., Лобакова Е.С. Характеристика лектинов трехкомпонентного лишайника Peltigera aphthosa (L.) Willd. // Вестн. Моск. Ун-та. Сер 16. Биология. 2009. №1. С. 26-29.

22. Феофилова Е.П. Клеточная стенка грибов. М.: Наука. 1983. 230 с. Феофилова Е. П., В. М. Терешина, А. С. Меморская. Хитин мицелиальных грибов, методы выделения, идентификации и физико-химические свойства// Микробиология. 1995. Т. 64. № 1. С. 27-31. '

23. Шатаева Л. А., Кузнецова Н. Н., Елышн Г. Е. Карбоксильные иониты в биологии. Л.: Наука. 1979. 286 с.

24. Abramova N., Sertil О., Mehta S., Lowry С. V. Reciprocal regulation of anaerobic and aerobic cell wall mannoprotein gene expression in Saccharomyces cerevisiae. J. Bacteriol. 2001. 183: 2881-2827.

25. Adams D. J. Fungal cell wall chitinases and glucanases. Microbiology. 2004. 150: 20292035.

26. Aguado C., Ruiz-Herrera J., Iranzo M., Sentandreu R., Mormeneo S. Reaggregation and binding of cell wall proteins from Candida albicans to structural polysaccharides. Res Microbiol. 1998. 149 (5): 327-338.

27. Aguilar-Uscanga В., Francois J. M. A study of the yeast cell wall composition and structure in response to growth conditions and mode of cultivation. // Lett. Appl. Microbiol. 2003. 37: 268-274.

28. Andersen A., Hovmand M.F., Jonsen I. Atmosferic heavy metal deposition in the Copenhagen area//Environ. Pollut. 1978. 17: 133-151.

29. Bough W.A., Solter W.L., Wu A.C.M., Perkins B.E. Influence of manufacturing variables on the characterictics effectiveness of chitosan products // Biotechnol., Bioengin. 1978.20(12): 1931-1943.

30. Brodo I. M. Lichenes Canadenses Exsiccati: Fascicle III. Bryologist. 1984. 87: 97-111. Brodo I.M., Sharnoff S.D., Sharnoff S. Lichens of North America. Yale University Press. London. 2001. P. 503-522.

31. Biidel B. Taxonomy of lichenized procaryotic blue-green algae // Reisser W., ed. Algae and symbiosis. Bristol, UK: Biopress. 1992. P. 301-324.

32. Cabib E., Roberts R., Bover B. Synthesis of the yeast cell wall and its regulation // Annu. Rev. Biochem. 1982. 51: 763-793

33. Cabib E. The synthesis and degradation of chitin // Adv. Enzymol. 1987. 59: 59-101.

34. Chaffin W.L., Lopez-Ribot J. L., Casanova M., Gozalbo D., Martinez J. P. Cell wall and secreted proteins of Candida albicans: identification, function, and expression // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1998. 62(1): 130-180.

35. Chang K. L. В., Tsai G., Lee J., Fu W.-R. Heterogeneous N-deacetylation of chitin in alkaline solution// Carbohydrate Research. 1997. 303: 327-332.

36. Chen R.H., Jiahn S.C. Advances in chitin science, EUCHIS-99. Potsdam. 1999. P. 361366.

37. Conzelmann A., Riezman H., Desponds C., Bron C. A major 125-kd membrane glycoprotein of Saccharomyces cerevisiae is attached to the lipid bilayer through an inositol-containing phospholipid //EMBO J. 1988. 7(7): 2233-2240.

38. Dahlman L., Nasholm Т., Palmqvist K. Growth, nitrogen uptake, and resource allocation in the two tripartite lichens Nephroma arcticum and Peltigera aphthosa during nitrogen stress//New Phytologist. 2002. 153: 307-315.

39. De Vries O.M.H., Fekkes M.P., Wosten H.A.B., Wessels J.G.H. Insoluble hydrophobin complexes in the wall of Schizophyllum commune and other filamentous fungi // Arch. Microbiol. 1993. 159: 330-335.

40. Elix J.A. Biochemistry and< secondary metabolites // Nash TH III (ed) Lichen biology. Cambridge-University Press. Cambridge. 1996. P. 154-180.

41. Fahselt D.', Hageman C. Isozyme banding pattern, in two stands of Cetraria arenaria Karnef//Bryologist. 1983. 86(2): 128-134:

42. Fahselt D. UV absorbance by thallus extracts of Umbilicate lichens // Lichenologist. 1993. 25 (4): 415-422

43. Farkas V. Biosynthesis of cell walls of fungi // Microbiol: Rev. 1979. 43: 117-144.

44. Foster A.B., Hackman R.H. Application of ethylenediaminetetra acetic acid in the isolation of crustacean chitin //Nature. 1957. 180: 40-44.

45. Friedman M. В., Cormack B. P. Multiple seguence signals determite the distribution of GPI-proteins between the plasma membrane and cell wall in Saccharomyces cerevisiae II Microbiology. 2004. 150: 3105-3114.

46. Fukamizo Т., Ohkawa Т., Sonoda K., Toyoda H., Nishiguchi Т., Ouchi S., Goto S.

47. Chitinous components of the cell wall of Fusarium oxysporum// Bioscience,

48. Biotechnology and Biochemistry. 1992. 56(10): 1632-1636.

49. Galloway D. J. Flora of New Zealand Lichens. Hasselberg, Wellington. 1985.

50. Gardas A., DePriest P.Т., Grube M., Tehler A. Multiple origin of lichens symbiosis infungi suggested by SSU rDNA phylogeny // Science. 1995. 268: 1492-1495.

51. Garty J., Galun M., Kessel M. Localization of heavy metals and other elementsaccumulated in the lichen thallus //New Phytologist. 1979. 82(2): 159-168.

52. Gooday G.W., Green D., Fawecett W., Shaw S. Sporopollenin formation in the ascosporewall of Neurospora crassa II Arch. Microbiol. 1974. 101: 145-151.

53. Gooday G.W. Cell envelope diversity and dynamics in yeasts and filamentius fungi // J.

54. Appl. Bacteriol. Symp. Suppl. 1993. 74: 12S-20S.

55. Gooday G.W., Trinci A.PJ. The Eucaryotic Microbial Cell. Society General Microbiology Symposium // Eds. Gooday G.W., Lloid D., Trinci A.P.J. Cambridge University Press. 1980. P. 207-257.

56. Gooday G.W. Cell walls. // Gow N.A.R., Gadd G.M., eds. The growing fungus. London, UK: Chapman and Hall. 1995. P. 43-62.

57. Gow N.A.R. Growth and guidance of the fungal hypha // Microbiology. 1995. 140: 31933205.

58. Gow N.A.R. Tip growth and polarity // Gow N.A.R., Gadd G.M., eds. The growing fungus. London, UK: Chapman and Hall. 1995. P. 277-299.

59. Grignon С., Sentenac H. рН and ionic conditions in the apoplast //Annual Revew of Plant Physiology. 1991. 42: 103-128.

60. Guevara R., Armesto J.J., Caru M. Genetic diversity of Nostoc microsymbionts from Gunnera tinctoria revealed by PCR-STRR fingerprinting // Microb. Ecol. 2002. 44(2):127-136.

61. Guilford W.J., Schneider D.M., Labovitz J., Opella S.J. High-Resolution Solid-State C-13 NMR-Spectroscopy of Sporopollenins from Different Plant Taxa // Physiology. 1988. 86(1): 134-136.

62. Hageman C., Fahselt D. Intraspecific variability of isozymes of the lichen Umbilicaria mammalata II Can. J. Bot. 1984. 62(4): 617-628.

63. Hageman C., Fahselt D. Relationships within the lichen family Umbilicariaceae based on enzyme electromorph data // Lichenologist. 1992. 24(1): 91-100.

64. Hale M.E. Cortical structure in Physcia and Phaeophyscia II Lichenologist. 1983. 15(2): 157-160.

65. Hauck M., Paul A., Spribille T. Uptake and toxicity of manganese in epiphytic cyanolichens // Environ. Exp. Bot. 2006. 56: 216-224.

66. Hauck M., Huneck S. Lichen Substances Affect Metal Adsorption in Hypogymnia physodes // J. Chem. Ecol. 2007. 33: 219-223.

67. Hernando F. L., Estevez J. J., Cebrian M., Poulain D., Ponton J. Identification of Candida albicans cell wall antigens lost during subculture in synthetic media // J. Med. Vet. My col. 1993.31(3): 227-237.

68. Herzig R. Passive biomonitoring with lichens as a part of an integrated biological measuring system for monotoring air pollution in Switzerland // International J. Environmental Analytical Chemistry. 1989. 35: 43-57.

69. Hoiczyk E., Hansel A. Cyanobacterial Cell Walls: News from an Unusual Prokaryotic Envelope//J. Bacteriol. 2000. 182: 1191-1199.

70. Holbrook I.B., Leaver A.G. A procedure to increase the sensitivity of staining by Coomassie brilliant blue G250-perchloric acid solution // Annal. Biochem. 1976. 75(2): 634-6.

71. Honegger R. Qestions about pattern formation in the algal layer of lichens with stratified (heteromerous) thalli//Bibl. Lichenol. 1987. 25: 59-71.

72. Honegger R. Functional aspects of the lichens symbiosis // Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. 1991. 42: 553-578.

73. Honegger R. Tansley Review No. 60. Developmental biology of lichens // New Phytologist. 1993. 125: 659-677.

74. Jentoft N. Why are proteins O-glycosylated? // Trends Biochem Sci. 1990. 15(8): 291294.

75. Kauppi M. Fluorescence microscopy and microfluorometry for the examination ofpollution damage in lichens // Ann. Bot. Fenn. 1980. 17(2): 163-173.

76. Klis F. M. Review: cell wall assembly in yeast // Yeast. 1994. 10: 851-869.

77. Klis F. M., Boorsma A., De Grot P. W. J. Cell wall construction in Saccharomycescerevisiae II Yeast. 2006. 23: 185-202.

78. Klis F.M., Ram A.F.J., De Groot P.W.J. A Molecular and Genomic View of The Fungal Cell Wall / Biology of the Fungal Cell, 2nd Edition. The Mycota VIII. R.H. Howard and N.A.R. Gow (Eds.)// Springer-Verlag Berlin Heidelberg. 2007.

79. Knops J.M.H., Nash T.N., Boucher V.L., Schlesinger W.H. Mineral cycling and epiphytic lichens implications at the ecosystem level // Lichenologist. 1991. 23 (3): 309-321.

80. Kotecek P., Raclavsky V. Comparison of chitin content in the apical and distal parts fungal hyphae in Basidiobolus ranarum, Neurospora crassa and Coprinus sterguilinus II Folia Microbiol. 1999. 44(4): 397-400.

81. Ma A.M., Shan L.J., Wang H.J., Du Z.P., Xie B.J. Partial characterization of a hydrophobin protein Po.HYDl purified from the oyster mushroom Pleurotus ostreatus II World J. Microbiol Biotechnol. 2008. 24: 501-507.

82. Madhavan P., Ramachandran Nair K.G. Chitosan from prawn waste // Fishery Technol. 1974. 11(1): 50-53.

83. Meychik N. P., Yermakov I. P. A new approach to the investigation on the tonogenic groups of root cell walls // Plant and Soil. 1999. 217: 257-264.

84. Mima S., Miya M., Iwamoto R. Chitin and chitozan // Ed. S. Hirano, S. Tokura. The Japaness Society of Chitin and Chitosan. 1982. P. 21-25.

85. Motoyama Т., Kojima N., Horiuchi H., Ohta A., Takagi M. Isolation of a chitin synthase gene (chs C) of Aspergillus nidulans II Biosci. Biotech. Biochem. 1994. 58(12): 22542257.

86. Mrsa V., Seidl Т., Gentzsch M., Tanner W. Specific labelling of cell wall proteins by biotinylation. Identification of four covalently linked O-mannosylated proteins of Saccharomyces cerevisiae II Yeast. 1997. 13: 1145-1154.

87. Nanninga N. Morphogenesis of Escherichia coli II Microbiol. Mol. Rev. 1998. 62: 181203.

88. Nieboer E., Puckett K.J., Grace B. The uptake of nickel by Umbilicaria muhlenbergii: a physicochemical process // Canad. J. Bot. 1976b. 54(8): 724-733.

89. Nieboer E., Richardson D.H.S., Tomassini F.D. Mineral uptake and release by lichens: an overview//Bryologist. 1978. 81(2): 226-246.

90. Northcote D.H. The biology and chemistry of cell walls of higher plant, algae, fungi // N.Y.L.: Acad. Press. 1963.

91. NucTga L.A., Petrova V.A., Kever E.E., Makarova T.V. Hydrolysis of Chitin-Gkucan Complex of Aspergillus niger Fungus with Phosphoric Acid // Russian Journal of Applied Chemistry. 2002. 75(11): 1864-1867.

92. Nyoshi H., Shimuda R., Watanabe K., Onodera K. Characterization of Some Fungal Chitosans //Biosci. Biotech. Biochem. 1992. 56(12): 1901-1905.

93. Oliveira M.B.M., Zangan G.T. Effect of glucose on a-glucan degradation in Polyporus circinatus // J. Bacterid. 1981. 145: 171-174.

94. Peveling E. Elektronenoptische Untersuchungen an Flechten IV. Die Feinstructur einiger

95. Flechten mit Cyanophyceen Phycobionten. // Protoplasma. 1969b. 68 p.

96. Rai A. Cyanolichens: Nitrogen metabolism // Cyanobacteria in symbiosis / Rai A.,

97. Bergman В., Rasmussen U. Kluwer Academic Publishers. Dordrecht, 2002. 97-115 p.

98. Richardson D.H.S. Metal uptake in lichens // Symbiosis. 1995. 18(2): 119-127.

99. Roberts G.F.A. Advances in chitin science / 7th ICCC, 3-5 September 1997 // Lyon,1. France. 1997. P. 22-31.

100. Roux C. Etude ecologique et phytosociologique des peuplements licheniques saxicolec-calcicoles du sus-est de la France // Bibliotheca Lichenologica. Vaduz. Bd. 15. 1981. 558 S.

101. Sentandreu R., Northcote D. H. The structure of a glycopeptide isolated from the yeast cell wall // Biochem J: 1968. 109(3): 419-432.

102. Shimoi H., Kitagaki H., Ohmori H., Iimura Y., Ito K. Sedlp is a major cell wall protein of Saccharomyces cerevisiae in the stationary phase and is involved in lytic enzyme resistance//J. Bacteriol. 1998. 180(13): 3381-3387.

103. Schultz J., Mosbach K. Studies on lichen enzymes. Purification and properties of an orcellinate depside hydrolase obtained from Lasallia pustulata. Eur // J. Biochem. 1971. 22:153-157.

104. Sietsma Т.Н., Wessels J.G.H. Solubility of (l-3)-P-D/(l-6)-p-D-glucan in fungal walls: Importance of presumed'linkage between glucan and chitin // J. Gen. Microbiol: 1981. 125:209-212.

105. Sietsma J.H., Wessels J.G.H. Apical Wall Biogenesis. The Mycota I. Growth, Differentation and'Sexuality. Kiies, Fisher (Eds.)»// Springer-Verlag Berlin Heidelberg. 2006.

106. Smith D.C. The symbiotic condition (review) // Symbiosis. 1992. 14: 3-15.

107. Smith D.C., Douglas A.E. The biology of symbiosis // London, UK: Edward Arnold.1987.

108. Stark S., Kytoviita M.-M., Neumann A.B. The phenolic compounds in Cladonia lichens are not antimicrobial in soils // Oecologia. 2007. 152: 299-306.

109. Stevens W.F., Win N.N., Ng Ch.H. Advances in chitin science // 7th ICCC. Lyon, 1997. pp. 40-47.

110. Strahl-Bolsinger S., Gentzsch M., Tanner W. Protein O-mannosylation // Biochim Biophys Acta. 1999. 1426(2): 297-307.

111. Swanson A., Fahselt D., Smith D. Phenolic levels in Umbilicaria americana in relation to enzyme polymorphism, altitude and sampling date // Lichenologist. 1996. 28(4): 331339.

112. Thompson E.W., Preston R.D. Proteins in the cell wall of some green algae // Nature. 1967.213:684-85.

113. Ugrozov V.V., Artamonova S.D., Sharnina F.F., Ivshin V.P., Grunin L.Y., Kataeva L.I. Water Vapor Sorption by Chitin-Containing Materials// Colloid Journal. 2008. 70(6): 780-783.

114. Vediyappan G., Bikandi J., Braley R., Chaffin W. L. Cell surface proteins of Candida albicans: preparation of extracts and improved detection of proteins // Electrophoresis. 2000.21(5): 956-961.

115. Vg W.L., NgT.F., Rwan H.S. // Ferns Microbiol. Lett. 2000. 185(2): 139-145.

116. Vicente C., Legaz M.E. Lichen enzymology // Galun M., ed. CRC handbook oflichenology, vol. 1. Boca Raton, FL, USA: CRC Press. 1988. P. 239-284.

117. Vitikainen O. Three new species of Peltigera (lichenized Ascomycetes) // Annls. Botfennici. 1985. 22: 291-298.

118. Wessels J.G.H., Sietsma J.H. Encyclopedia of Plant Physiology New Series 13 ed. // Heidelberg: Springer-Verlag. 1981. PP. 352-394.

119. Wessels J.G.H. Gene expression during fruiting in Schizophyllum- commune II Mycolofical Research. 1992. 98: 609-620.

120. Wirth V. Die Silikatflechten-Gemeinschaften in ausseralpinen Zentraleuropa // Dissertationes Botanicae. Cramer, Lehre. Bd. 17. 1972. S. 1-306.

121. Wojchiechowicz D., Lu C.-F., Kurjan J., Lipke P.N. Cell surface anchorage and ligand-binding domains of the Saccharomyces cerevisiae II Mol.Cell.Biol. 1993. 13: 22554

122. Wosten H.A.B., Wessels J.G.H. Hydrophobins, from molecular structure to multiplefunctions in fungal development // Mycoscience. 1997. 38: 363-374.

123. Wosten H.A.B., Richter M., Willey J.M. Structural proteins involved in emergence ofmicrobial aerial hyphae // Fungal Genet. Biol. 1999. 27(2-3): 153-160.

124. Wosten H.A.B. Hydrophobins: Multipurpose Proteins // Annu. Rev. Microbiol. 2001. 55: