Инженерия коферментной специфичности формиатдегидрогеназ из метилотрофных бактерий и растений тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.15, кандидат химических наук Ясный, Илья Евгеньевич

• Ясный, Илья Евгеньевич
• кандидат химических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат химических наук Ясный, Илья Евгеньевич

ОГЛАВЛЕНИЕ.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. КОФЕРМЕНТНАЯ СПЕЦИФИЧНОСТЬNAD(P)(H)-3ABHCMMbIX ФЕРМЕНТОВ.

2.1.1. Структура и роль NAD+ и NADP+.

2.1.2. Способы выражения коферментной специфичности.

2.1.3. Детерминанты коферментной специфичности.

2.1.3.1. Строение коферментсвязьшающих доменов дегидрогеназ.

2.1.3.2. Консенсусная последовательность сайта связывания кофермента.

2.1.3.3. Другие особенности связывания кофермента.

2.1.4. История изучения специфичности дегидрогеназ.

2.2. ИЗМЕНЕНИЕ КОФЕРМЕНТНОЙ СПЕЦИФИЧНОСТИ.

2.2.1. Изменение специфичности от NADP+ к NAD+.

2.2.1.1. Глутатионредуктаза.

2.2.1.2. Альдегиддегидрогеназа (АлДГ).

2.2.1.3. Алкогольдегидрогеназа из Ranaperezi.

2.2.1.4. Ксилозоредуктаза из Candida tenuis.

2.2.2. Изменение специфичности от NAD+ к NADP+.

2.2.2.1. Дигидролипоамиддегидрогеназа.

2.2.2.2. Изопропилмалатдегидрогеназа.

2.2.2.3. Фосфитдегидрогеназа из Pseudomonas stutzeri.

2.2.2.4. Ксилитолдегидрогеназа из Pichia stipitis.

2.3. КОФЕРМЕНТНАЯ СПЕЦИФИЧНОСТЬ ФОРМИАТДЕГИДРОГЕНАЗЫ.

2.3.1. Основные свойства ФДГ.

2.3.2. Сравнение ФДГ из различных источников.

2.3.3. Растительные ФДГ.

2.3.4. Изменение коферментной специфичности РзеФДГ.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. МАТЕРИАЛЫ.

3.2. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.2.1. Проведение реакции мутагенеза.

3.2.2. Очистка ПЦР-продуктов.

3.2.3. Рестрикция ДНК.

3.2.4. Электрофорез ДНК в агарозном геле.

3.2.5. Лигирование ДНК.

3.2.6. Трансформация клеток Е. coli.

3.2.7. Выделение плазмидной ДНК.

3.2.8. Препаративная наработка биомассы.

3.2.9. Выделение формиатдегидрогеназы.

3.2.10. Измерение активности нативной и мутантной ФДГ.

3.2.11. Определение констант Михаэлиса ФДГ.

3.2.12. Определение pH.

3.2.13. Изучение pH-зависимости кинетических параметров.

3.2.14. Исследование термостабилъности полученных мутантов.

3.2.15. Компьютерное моделирование.

3.2.16. Визуализация белковых структур.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. БАКТЕРИАЛЬНЫЕ NADP+-3ABHCHMbIE ФДГ.

4.1.1. Расширение pH-оптимума активности

NADP+-зависимых РБеФДГ.

4.1.1.1. Расширение pH-оптимума активности NADP-зависимых мутантов РвеФДГ на основе мутаци М8.

4.1.1.2. Получение мутантов М9-21, М9-11, М9-12.

4.1.2. Повышение эффективности экспрессии тройных мутантов NADP+-зависимых ферментов РБеФДГ.

4.1.3. Повышение химической и температурной стабильности ЫАБР+зависимых РяеФДГ.

4.1.3.1. Объединение мутаций, расширяющих рН-оптимум, с мутациями, повышающими температурную и химическую стабильность.

4.1.2.2. Введение замены ОІиПОАвр в КАОР+-зависимый мутант РбєФДГ 8М(8)8М9-20.

4.2. ПОЛУЧЕНИЕ МАБР+-ЗАВИСИМЫХ ФОРМ РАСТИТЕЛЬНЫХ ФДГ 91 4.2.1. Изменение коферментной специфичности ФДГ из

О. тах и А. їкаїіапа.

5. ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Инженерия коферментной специфичности формиатдегидрогеназ из метилотрофных бактерий и растений»

NAD -зависимые формиатдегидрогеназы (КФ 1.2.1.2) - общее название для семейства ферментов, катализирующих окисление формиат-иона до углексилого газа при сопряженном восстановлении NAD+ до NADH. Ферменты этого семейства отличаются наличием или отсутствием ионов металлов, простетических групп, четырехмерной структурой. Отдельную группу составляют ФДГ, состоящие из двух субъединиц, не содержащие ионов металлов и простетических групп. Данные ферменты относятся к классу D-специфичных дегидрогеназ 2-гидроксикислот. Эти ФДГ были выделены из организмов большинства таксономических групп и, в силу своей относительной простоты, представляют собой удобный объект для модельных исследований в области ферментативного катализа. Механизм реакции, катализируемой ФДГ, также относительно прост, и включает только стадию гидридного переноса без кислотно-основного катализа. Среди ФДГ есть ферменты как с неупорядоченным (из бактерий), так и с упорядоченным (из дрожжей и микроскопических грибов) механизмом действия.

Наиболее изучена формиатдегидрогеназа из бактерий Pseudomonas sp.101 (РвеФДГ). Для ФДГ из бактерий Pseudomonas sp. 101 определены с высоким разрешением десять трехмерных структур как апо-, так и холофермента дикого типа и мутантов. В нашей лаборатории были получены штаммы-продуценты Е. coli, проведены комплексные исследования механизма действия, структуры и свойств. Методом направленного мутагенеза было получено несколько мутантных ферментов с измененной коферментной специфичностью, с повышенной химической и температурной стабильностью. Вторая по изученности ФДГ - фермент из дрожжей Candida boidinii (СЬоФДГ). Она обладает примерно такими же кинетическими свойствами, что ФДГ из Pseudomonas sp.101, но уступает ей по каталитической активности в полтора раза и по термостабильности - в 40 раз. Для нее в 2004 году была опубликована структура апо-фермента и получены мутантные формы, которые обладают активностью с NADP+, но по своим кинетическим свойствам уступают ФДГ из Pseudomonas sp. 101,

ФДГ из растений и микроскопических грибов изучены очень плохо. В нашей лаборатории в конце 2004 года впервые были получены штаммы-продуценты Е. coli для ФДГ из растений.

Все ФДГ высокоспецифичны к NAD , хотя ферменты из различных источников отличаются по коферментной специфичности. ФДГ из пекарских дрожжей Saccharomyces cerevisiae (БсеФДГ) абсолютно специфичны к NAD+, а ФДГ из бактерий могут катализировать окисление формиата в присутствии NADP+. Коферментная специфичность к NAD+ ФДГ из дрожжей Candida boidinii на два порядка выше аналогичного показателя для РвеФДГ.

Изучение механизмов связывания коферментов в активном центре ФДГ методом направленного мутагенеза является важной фундаментальной и практической задачей. В литературном обзоре приведены наиболее удачные примеры работ по изменению коферментной специфичности NAD(P)(H)-зависимых дегидрогеназ.

Целью данной работы стало дальнейшее улучшение свойств NADP+-зависимых ФДГ из бактерий Pseudomonas sp.101 методом направленного мутагенеза и увеличение уровня их экспрессии в клетках E.coli. В связи с отсутствием в литературе данных о коферментной специфичности ФДГ из растений, нашей целью было также получение NADP -зависимых ФДГ из растений и изучение их свойств.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Ясный, Илья Евгеньевич, 2008 год

1. Baker,P.J., Britton,K.L., Rice,D.W., Rob,A., Stillman,T.J. Structural consequences of sequence patterns in the fingerprint region of the nucleotide binding fold. 1.plications for nucleotide specificity // J Mol Biol. 1992. Vol. 228. №2. P. 662-671.

2. Templeton,G.W.,Moorhead,G.B. A renaissance of metabolite sensing and signaling: from modular domains to riboswitches // Plant Cell. 2004. Vol. 16. №9. P. 2252-2257.

3. Kallberg,Y.,Persson,B. Prediction of coenzyme specificity in dehydrogenases/reductases. A hidden Markov model-based method and its application on complete genomes // FEBS J. 2006. Vol. 273. №6. P. 1177-1184.

4. Kutzenko,A.S., Lamzin,V.S., Popov,V.O. Conserved supersecondary structural motif in NAD-dependent dehydrogenases // FEBS Lett. 1998. Vol. 423. №1. P. 105-109.

5. Buehner,M., Ford,G.C., Moras,D., 01sen,K.W., Rossman,M.G. D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase: three-dimensional structure and evolutionary significance // Proc Natl Acad Sci U S A. 1973. Vol. 70. №11. P. 3052-3054.

6. Rossmann,M.G., Moras,D., 01sen,K.W. Chemical and biological evolution ofnucleotide-binding protein//Nature. 1974. Vol. 250. №463. P. 194-199.

7. Adams,M.J., Ford,G.C., Koekoek,R., Lentz,P.J., McPherson,A., Jr., Rossmann,M.G., Smiley,I.E., Schevitz,R.W., Wonacott,A.J. Structure of lactate dehydrogenase at 2-8 A resolution//Nature. 1970. Vol. 227. №5263. P. 1098-1103.

8. Rossmann,M.G. Evolutionary and structural relationships among dehydrogenases // The Enzymes, 3rd edn. 1975. Vol. XI. P. 61-102.

9. Bashton,M.,Chothia,C. The geometry of domain combination in proteins // J Mol Biol. 2002. Vol. 315. №4. P. 927-939.

10. Schulz,G.E., Schirmer,R.H., Sachsenheimer,W., Pai,E.F. The structure of the flavoenzyme glutathione reductase //Nature. 1978. Vol. 273. №5658. P. 120-124.

11. Bellamacina,C.R. The nicotinamide dinucleotide binding motif: a comparison of nucleotide binding proteins // FASEB J. 1996. Vol. 10. №11. P. 1257-1269.

12. Duax,W.L., Pletnev,V., Addlagatta,A., Bruenn,J., Weeks,C.M. Rational proteomics I. Fingerprint identification and cofactor specificity in the short-chain oxidoreductase (SCOR) enzyme family // Proteins. 2003. Vol. 53. №4. P. 931-943.

13. Oppermann,U., Filling,C., Hult,M., Shafqat,N., Wu,X., Lindh,M., Shafqat,J., Nordling,E., Kallberg,Y., Persson,B., Jornvall,H. Short-chain dehydrogenases/reductases (SDR): the 2002 update // Chem Biol Interact. 2003. Vol. 143-144. P. 247-253.

14. Harrison,D.H., Bohren,K.M., Ringe,D., Petsko,G.A., Gabbay,K.H. An anion binding site in human aldose reductase: mechanistic implications for the binding of citrate, cacodylate, and glucose 6-phosphate // Biochemistry. 1994. Vol. 33. №8. P. 2011-2020.

15. Fita,I.,Rossmann,M.G. The NADPH binding site on beef liver catalase // Proc Natl Acad Sci USA. 1985. Vol. 82. №6. P. 1604-1608.

16. Hurley,J.H., Thorsness,P.E., Ramalingam,V., Helmers,N.H., Koshland,D.E., Jr., Stroud,R.M. Structure of a bacterial enzyme regulated by phosphorylation,isocitrate dehydrogenase // Proc Natl Acad Sci USA. 1989. Vol. 86. №22. P. 86358639.

17. Imada,K., Sato,M., Tanaka,N., Katsube,Y., Matsuura,Y., Oshima,T. Three-dimensional structure of a highly thermostable enzyme, 3-isopropylmalate dehydrogenase of Thermus thermophilus at 2.2 A resolution // J Mol Biol. 1991. Vol. 222. №3. P. 725-738.

18. Au,S.W., Gover,S., Lam,V.M., Adams,M.J. Human glucose-6-phosphate dehydrogenase: the crystal structure reveals a structural NADP(+) molecule and provides insights into enzyme deficiency // Structure. 2000. Vol. 8. №3. P. 293-303.

19. Wierenga,R.K., Terpstra,P., Hol,W.G. Prediction of the occurrence of the ADP-binding beta alpha beta-fold in proteins, using an amino acid sequence fingerprint // J Mol Biol. 1986. Vol. 187. №1. P. 101-107.

20. Rescigno,M.,Perham,R.N. Structure of the NADPH-binding motif of glutathione reductase: efficiency determined by evolution // Biochemistry. 1994. Vol. 33. №19. P. 5721-5727.

21. Hanukoglu,I.,Gutfinger,T. cDNA sequence of adrenodoxin reductase. Identification of NADP-binding sites in oxidoreductases // Eur J Biochem. 1989. Vol. 180. №2. P. 479-484.

22. Scrutton,N.S., Berry,A., Perham,R.N. Redesign of the coenzyme specificity of a dehydrogenase by protein engineering // Nature. 1990. Vol. 343. №6253. P. 3843.

23. Hol,W.G., van Duijnen,P.T., Berendsen,H.J. The alpha-helix dipole and the properties of proteins // Nature. 1978. Vol. 273. №5662. P. 443-446.

24. Wierenga,R, De Maeyer,M., ., Hol,W.G. Interaction of Pyrophosphate Moieties with a-Helixes in Dinucleotide BindingProteins // Biochemistry. 1985. Vol. 24. №6. P. 1346-1357.

25. Brandeen,C.I. Relation between structure and function of alpha/beta-proteins //Q RevBiophys. 1980. Vol. 13. №3. P. 317-338.

26. Wierenga,R.K.,Hol,W.G. Predicted nucleotide-binding properties of p21 protein and its cancer-associated variant // Nature. 1983. Vol. 302. №5911. P. 842844.

27. Lesk,A.M. NAD-binding domains of dehydrogenases // Curr Opin Struct Biol. 1995. Vol. 5. №6. P. 775-783.

28. Brenner,S.E., Chothia,C., Hubbard,T.J., Murzin,A.G. Understanding protein structure: using scop for fold interpretation // Methods Enzymol. 1996. Vol. 266. P. 635-643.

29. LaReau,R.D., Anderson, V.E. Lactate dehydrogenase displays absolute stereospecificity in the transfer of the prochiral hydrogen of NADH // J Biol Chem. 1989. Vol. 264. №26. P. 15338-15343.

30. Weinhold,E.G., Glasfeld,A„ Ellington,A.D., Benner,S.A. Structural determinants of stereospecificity in yeast alcohol dehydrogenase // Proc Natl Acad Sci USA. 1991. Vol. 88. №19. P. 8420-8424.

31. Hummel, W. Large-scale applications of NAD(P)-dependent oxidoreductases: recent developments // Trends Biotechnol. 1999. Vol. 17. №12. P. 487-492.

32. Tishkov,V.I.,Popov,V.O. Protein engineering of formate dehydrogenase // Biomol Eng. 2006. Vol. 23. №2-3. P. 89-110.

33. Carugo,0.,Argos,P. NADP-dependent enzymes. II: Evolution of the mono-and dinucleotide binding domains // Proteins. 1997. Vol. 28. №1. P. 29-40.

34. Chen,R., Greer,A., Dean,A.M. A highly active decarboxylating dehydrogenase with rationally inverted coenzyme specificity // Proc Natl Acad Sci USA. 1995. Vol. 92. №25. P. 11666-11670.

35. Yaoi,T., Miyazaki,K., Oshima,T. Roles of Arg231 and Tyr284 of Thermus thermophilus isocitrate dehydrogenase in the coenzyme specificity // FEBS Lett. 1994. Vol. 355. №2. P. 171-172.

36. Yaoi,T., Miyazaki,K., Oshima,T., Komukai,Y., Go,M. Conversion of the coenzyme specificity of isocitrate dehydrogenase by module replacement // J Biochem (Tokyo). 1996. Vol. 119. №5. P. 1014-1018.

37. Cui,K., Lu,A.Y., Yang,C.S. Subunit functional studies of NAD(P)H:quinone oxidoreductase with a heterodimer approach // Proc Natl Acad Sci USA. 1995. Vol. 92. №4. P. 1043-1047.

38. Cui,K., Ma,Q., Lu,A.Y., Yang,C.S. Roles of histidine-194, aspartate-163, and a glycine-rich sequence of NAD(P)H:quinone oxidoreductase in the interaction with nicotinamide coenzymes // Arch Biochem Biophys. 1995. Vol. 323. №2. P. 265-273.

39. Ma,Q., Cui,K., Wang,R.W., Lu,A.Y., Yang,C.S. Site-directed mutagenesis of rat liver NAD(P)H: quinone oxidoreductase: roles of lysine 76 and cysteine 179 // Arch Biochem Biophys. 1992. Vol. 294. №2. P. 434-439.

40. Wang,H., Lei,B., Tu,S.C. Vibrio harveyi NADPH-FMN oxidoreductase arg203 as a critical residue for NADPH recognition and binding // Biochemistry. 2000. Vol. 39. №26. P. 7813-7819.

41. Zhang,L., Ahvazi,B., Szittner,R, Vrielink,A., Meighen,E. Change of nucleotide specificity and enhancement of catalytic efficiency in single point mutants of Vibrio harveyi aldehyde dehydrogenase // Biochemistry. 1999. Vol. 38. №35. P. 11440-11447.

42. Nakanishi,M., Matsuura,K., Kaibe,H., Tanaka,N., Nonaka,T., Mitsui,Y., Hara,A. Switch of coenzyme specificity of mouse lung carbonyl reductase by substitution of threonine 38 with aspartic acid // J Biol Chem. 1997. Vol. 272. №4. P. 2218-2222.

43. Eppink,M.H., Overkamp,K.M., Schreuder,H.A., van Berkel,W.J. Switch of coenzyme specificity of p-hydroxybenzoate hydroxylase // J Mol Biol. 1999. Vol. 292. №1. P. 87-96.

44. Eppink,M.H., Bunthol,C„ Schreuder,H.A., van Berkel,W.J. Phel61 and Argl66 variants of p-hydroxybenzoate hydroxylase. Implications for NADPH recognition and structural stability // FEBS Lett. 1999. Vol. 443. №3. P. 251-255.

45. Dohr,0., Paine,M. J., Friedberg,T., Roberts,G.C., Wolf,C.R. Engineering of a functional human NADH-dependent cytochrome P450 system // Proc Natl Acad Sci USA. 2001. Vol. 98. №1. P. 81-86.

46. Kamerbeek,N.M., Fraaije,M.W., Janssen,D.B. Identifying determinants of NADPH specificity in Baeyer-Villiger monooxygenases // European Journal of Biochemistry. 2004. Vol. 271. №11. P. 2107-2116.

47. Petschacher,B., Leitgeb,S., Kavanagh,K.L., Wilson,D.K., Nidetzky,B. The coenzyme specificity of Candida tenuis xylose reductase (AKR2B5) explored by site-directed mutagenesis and X-ray crystallography // Biochem J. 2005. Vol. 385. №Pt 1. P. 75-83.

48. Martinez-Julvez,M., TejeroJ., Peregrina,J.R., Nogues,I., Frago,S., Gomez-Moreno,C., Medina,M. Towards a new interaction enzyme coenzyme // Biophys Chem. 2005. Vol. 115. №2-3. P. 219-224.

49. Neeli,R., Roitel,0., Scrutton,N.S., Munro,A.W. Switching pyridine nucleotide specificity in P450BM3 Mechanistic analysis of the W1046H AND W1046A enzymes // Journal of Biological Chemistry. 2005. Vol. 280. №18. P. 17634-17644.

50. Bocanegra,J.A., Scrutton,N.S., Perham,R.N. Creation of an NADP-dependent pyruvate dehydrogenase multienzyme complex by protein engineering // Biochemistry. 1993. Vol. 32. №11. P. 2737-2740.

51. Corbier,C., Mougin,A., Mely,Y., Adolph,H.W., Zeppezauer,M., Gerard,D., Wonacott,A., Branlant,G. The nicotinamide subsite of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase studied by site-directed mutagenesis // Biochimie. 1990. Vol. 72. №8. P. 545-554.

52. Corbier,C., Clermont,S., Billard,P., Skarzynski,T., Branlant,C., Wonacott,A., Branlant,G. Probing the coenzyme specificity of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenases by site-directed mutagenesis // Biochemistry. 1990. Vol. 29. №30. P. 7101-7106.

53. Nishiyama,M., Birktoft,J.J., Beppu,T. Alteration of coenzyme specificity of malate dehydrogenase from Thermus flavus by site-directed mutagenesis // J Biol Chem. 1993. Vol. 268. №7. P. 4656-4660.

54. Miyazaki,K.,Oshima,T. Co-enzyme specificity of 3-isopropylmalate dehydrogenase from Thermus thermophilus HB8 // Protein Eng. 1994. Vol. 7. №3. P. 401-403.

55. Chen,R., Greer,A., Dean,A.M. Redesigning secondary structure to invert coenzyme specificity in isopropylmalate dehydrogenase // Proc Natl Acad Sci U S A. 1996. Vol. 93. №22. P. 12171-12176.

56. Galkin,A., Kulakova,L., Ohshima,T., Esaki,N., Soda,K. Construction of a new leucine dehydrogenase with preferred specificity for NADP+ by site-directed mutagenesis of the strictly NAD+-specific enzyme // Protein Eng. 1997. Vol. 10. №6. P. 687-690.

57. Fan,F., Lorenzen,J.A., Plapp,B.V. An aspartate residue in yeast alcohol dehydrogenase I determines the specificity for coenzyme // Biochemistry. 1991. Vol. 30. №26. P. 6397-6401.

58. Chen,Z., Lee,W.R., Chang,S.H. Role of aspartic acid 38 in the cofactor specificity of Drosophila alcohol dehydrogenase // Eur J Biochem. 1991. Vol. 202. №2. P. 263-267.

59. Chen,Z., Tsigelny,L, Lee,W.R., Baker,M.E., Chang,S.H. Adding a positive charge at residue 46 of Drosophila alcohol dehydrogenase increases cofactor specificity for NADP+ // FEBS Lett. 1994. Vol. 356. №1. P. 81-85.

60. Feeney,R, Clarke,A.R., Holbrook,J.J. A single amino acid substitution in lactate dehydrogenase improves the catalytic efficiency with an alternative coenzyme // Biochem Biophys Res Commun. 1990. Vol. 166. №2. P. 667-672.

61. Tishkov,V.I., Galkin,A.G., Fedorchuk,V.V., Savitsky,P.A., Rojkova,A.M., Gieren,H., Kula,M.R. Pilot scale production and isolation of recombinant NAD+-and NADP+-specific formate dehydrogenases // Biotechnol Bioeng. 1999. Vol. 64. №2. P. 187-193.

62. Metzger,M.H.,Hollenberg,C.P. Amino acid substitutions in the yeast Pichia stipitis xylitol dehydrogenase coenzyme-binding domain affect the coenzyme specificity // Eur J Biochem. 1995. Vol. 228. №1. P. 50-54.

63. Rellos,P., Ma,J., Scopes,R.K. Alteration of substrate specificity of Zymomonas mobilis alcohol dehydrogenase-2 using in vitro random mutagenesis // Protein Expr Purif. 1997. Vol. 9. №1. P. 83-90.

64. Holmberg,N., Ryde,U., Bulow,L. Redesign of the coenzyme specificity in L-lactate dehydrogenase from Bacillus stearothermophilus using site-directed mutagenesis and media engineering // Protein Eng. 1999. Vol. 12. №10. P. 851-856.

65. Gul-Karaguler,N., Sessions,R.B., Clarke,A.R., Holbrook,J. A single mutation in the NAD-specific formate dehydrogenase from Candida methylica allows the enzyme to use NADP // Biotechnol Lett. 2001. Vol. 23. P. 283-283.

66. Steen,H., Lien,T., Madsen,S., Birkeland,N.K. Identification of cofactor discrimination sites in NAD-isocitrate dehydrogenase from Pyrococcus furiosus // Arch Microbiol. 2002. Vol. 178. №4. P. 297-300.

67. Woodyer,R., van der Donk,W.A., Zhao,H.M. Relaxing the nicotinamide cofactor specificity of phosphite dehydrogenase by rational design // Biochemistry. 2003. Vol. 42. №40. P. 11604-11614.

68. Ashida,H., Gallon,A., Kulakova,L., Sawa,Y., Nakajima,N., Esaki,N. Conversion of cofactor specificities of alanine dehydrogenases by site-directed mutagenesis // Journal of Molecular Catalysis B-Enzymatic. 2004. Vol. 30. №3-4. P. 173-176.

69. Watanabe,S., Kodaki,T., Makino,K. Complete reversal of coenzyme specificity of xylitol dehydrogenase and increase of thermostability by the introduction of structural zinc // Journal of Biological Chemistry. 2005. Vol. 280. №11. P. 10340-10349.

70. Carugo,0.,Argos,P. NADP-dependent enzymes. I: Conserved stereochemistry of cofactor binding // Proteins. 1997. Vol. 28. №1. P. 10-28.

71. Serov,A.E., Popova,A.S., Fedorchuk,V.V., Tishkov,V.I. Engineering of coenzyme specificity of formate dehydrogenase from Saccharomyces cerevisiae // Biochem J. 2002. Vol. 367. №Pt 3. P. 841-847.

72. Popov,V.O.,Lamzin,V.S. NAD(+)-dependent formate dehydrogenase // Biochem J. 1994. Vol. 301 (Pt 3). P. 625-643.

73. Родионов,Ю.В. Метаболизм формиата у микроорганизмов // Успехи микробиологии. 1981. Vol. 16. Р. 104-138.

74. Vinals,C., Depiereux,E., Feytmans,E. Prediction of structurally conserved regions of D-specific hydroxy acid dehydrogenases by multiple alignment with formate dehydrogenase // Biochem Biophys Res Commun. 1993. Vol. 192. №1. P. 182-188.

75. Тишков,В.И., Галкин,А.Г., Егоров,A.M. NAD-зависимая формиатдегидрогеназа метилотрофных бактерий Pseudomonas sp.101: клонирование, экспрессия и изучение структуры гена // Докл Акад Наук СССР. 1991. Vol. 317. Р. 345-348.

76. Labrou,N.E.,Rigden,D.J. Active-site characterization of Candida boidinii formate dehydrogenase // Biochem J. 2001. Vol. 354. №Pt 2. P. 455-463.

77. Slusarczyk,H., Felber,S., Kula,M.R, Pohl,M. Stabilization of NAD-dependent formate dehydrogenase from Candida boidinii by site-directed mutagenesis of cysteine residues // Eur J Biochem. 2000. Vol. 267. №5. P. 12801289.

78. Lamzin,V.S., Aleshin,A.E., Strokopytov,B.V., Yukhnevich,M.G., Popov,V.O., Harutyunyan,E.H., Wilson,K.S. Crystal structure of NAD-dependent formate dehydrogenase // Eur J Biochem. 1992. Vol. 206. №2. P. 441-452.

79. Lamzin,V.S., Dauter,Z., Popov,V.O., Harutyunyan,E.H., Wilson,K.S. High resolution structures of holo and apo formate dehydrogenase // J Mol Biol. 1994. Vol. 236. №3. P. 759-785.

80. Galkin,A.G. Moraxella sp. FDH gene // http://www ncbi nlm nih gov/entrez/viewer fcgi?db=nuccore&id=Y 13245. 2007.

81. Olson,B.J., Skavdahl,M., Ramberg,H., Osterman,J.C., Markwell,J. Formate dehydrogenase in Arabidopsis thaliana: characterization and possible targeting to the chloroplast // Plant Sci. 2000. Vol. 159. №2. P. 205-212.

82. Shiraishi,T., Fukusaki,E., Kobayashi,A. Formate dehydrogenase in rice plant: growth stimulation effect of formate in rice plant // J Biosci Bioeng. 2000. Vol. 89. №3. P. 241-246.

83. Shoemaker,R., Keim,P., Vodkin,L., et.al. Glycine max (soybean) // EMBL access code AW507616. 2000.

84. Labrou,N.E., Rigden,D.J., Clonis,Y.D. Characterization of the NAD+ binding site of Candida boidinii formate dehydrogenase by affinity labelling and site-directed mutagenesis // Eur J Biochem. 2000. Vol. 267. №22. P. 6657-6664.

85. Hollenberg,C.P.,Janowicz,Z. DNA-molecules coding for FMDH control regions and structured gene for a protein having FMDH-activity and their uses // Patent number EP0299108. 1989.

86. Keon,J.P.R., Bailey,A.M., Hargreaves,J.A. NAD-dependent formate dehydrogenase from Mycosphaerella graminicola // EMBL access code Q9Y790. 1999.

87. Chow,C.M.,RajBhandary,U.L. Developmental regulation of the gene for formate dehydrogenase in Neurospora crassa // J Bacteriol. 1993. Vol. 175. №12. P. 3703-3709.

88. Saleeba,J.A., Cobbett,C.S., Hynes,M.J. Characterization of the amdA-regulated aciA gene of Aspergillus nidulans // Mol Gen Genet. 1992. Vol. 235. №23. P. 349-358.

89. DAVISON,D.C. Studies on plant formic dehydrogenase // Biochem J. 1951. Vol. 49. №4. P. 520-526.

90. Hourton-Cabassa,C., mbard-Bretteville,F., Moreau,F., Davy,d., V, Remy,R., Francs-Small,C.C. Stress Induction of Mitochondrial Formate Dehydrogenase in Potato Leaves // Plant Physiol. 1998. Vol. 116. №2. P. 627-635.

91. Suzuki,K., Itai,R., Suzuki,K., Nakanishi,H., Nishizawa,N.K., Yoshimura,E., Mori,S. Formate dehydrogenase, an enzyme of anaerobic metabolism, is induced by iron deficiency in barley roots // Plant Physiol. 1998. Vol. 116. №2. P. 725-732.

92. Thompson,P., Bowsher,C.G., Tobin,A.K. Heterogeneity of mitochondrial protein biogenesis during primary leaf development in barley // Plant Physiol. 1998. Vol. 118. №3. P. 1089-1099.

93. Baack,R.D., Markwell,J., Herman,P.L., OstermanJ.C. Kinetic behavior of the Arabidopsis thaliana leaf formate dehydrogenase is thermally sensitive // J Plant Physiol. 2003. Vol. 160. №5. P. 445-450.

94. Li,R., Bonham-Smith,P.C., King, J. Molecular characterization and regulation of formate dehydrogenase in Arabidopsis thaliana // Can J Bot. 2001. Vol. 79. P. 796-804.

95. Patricia L.Herman, Ha°kon Ramberg, Renee D.Baack, John Markwell, John C.Osterman. Formate dehydrogenase in Arabidopsis thaliana: overexpression and subcellular localization in leaves // Plant Science. 2002. Vol. 163. P. 1137-1145.

96. Садыхов,Э.Г. Получение, термостабильность и структурные исследования формиатдегидрогеназ из различных источников // дис . канд хим наук. 2007.

97. Тишков В.И. Структура, механизм действия и белковая инженерия NAD -зависимой формиатдегидрогеназы // дис . докт хим наук. 1993.

98. Ho,S.N., Hunt,H.D., Horton,R.M., Pullen,J.K., Pease,L.R. Site-directed mutagenesis by overlap extension using the polymerase chain reaction // Gene. 1989. Vol. 77. №1. P. 51-59.

99. Manniatis Т., Fritch E.F., Sambrook J. Molecular cloning: a laboratory manual //NY: Cold Spring Harbor. 1982.

100. Тишков В.И., Березин И.В., Егоров A.M., Вайткявичус P.K., Кадушвичус В., Глемжа А.А., Галкин А.Г., Петкявичене Р.И. Выделение NAD+-3aBHCHMoft формиатдегидрогеназы // Академия наук СССР. 1988.

101. Mesentsev,A.V., Lamzin,V.S., Tishkov,V.I., Ustinnikova,T.B., Popov,Y.O. Effect of pH on kinetic parameters of NAD+-dependent formate dehydrogenase // Biochem J. 1997. Vol. 321 ( Pt 2). P. 475-480.

102. Маторин,А.Д. Механизм субстратной и коферментативной специфичности бактериальной формиатдегидрогеназы // дис . канд хим наук. 2000.

103. Федорчук,В.В. Повьппение термостабильности бактериальной формиатдегидрогеназы методом направленного мутагенеза // дис . канд хим наук. 2000.

104. Mitsunaga,T., Tanaka,Y., Yoshida,T., Watanabe,K. New Hyphomicrobium sp. formate dehydrogenase gene for producing formate dehydrogenase of high specific activity, high temperature stability and high pH stability // Patent of Japan JP245471A2. 2000.

105. Korban,S., Vodkin,L., Liu,L., et.al. Malus x domestica formate dehydrogenase // EMBL access code CV629055. 2004.

106. Goldberg,S.L., Cino,P.M., Patel,R.N., Nanduri,V.B., Johnston,R.M. Pichia pastoris formate dehydrogenase and uses therefor // United States Patent 7087418. 2002.

107. Nierman,W.C. NAD-dependent formate dehydrogenase AciA/Fdh from Neosartorya fischeri // EMBL access code A1DLY1. 2006.

108. Hwang,L., Hocking-Murray,D., Bahrami,A.K., Andersson,M., Rine,J., Sil,A. Identifying phase-specific genes in the fungal pathogen Histoplasma capsulatum using a genomic shotgun microarray // Mol Biol Cell. 2003. Vol. 14. №6. P. 23142326.

109. Серов A.E. Взаимосвязь структуры и свойств рекомбинантных формиатдегидрогеиаз из пекарских дрожжей и метилотрофных бактерий // дис . канд хим наук. 2002.119

110. Rozzell,J.D., Hua,L., Mayhew,M., Novick,S. Mutants of enzymes and methods for their use I I US Patent Application Publication US2004/0115691,17 06 2004. 2004.

111. Sanger,F., Nicklen,S. and Coulson,A. R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 1977. Vol. 74. №12. P. 54635467.

112. Ganzhorn,A. J., Green,D. W., Hershey,A. D., Gould,R. M. and Plapp,B. V. Kinetic characterization of yeast alcohol dehydrogenases. Amino acid residue 294 and substrate specificity // J.Biol.Chem. 1987. Vol. 262. №8. P. 3754-3761.

113. Dym,0 and Eisenberg,D. Sequence-structure analysis of FAD-containing proteins //Protein Sci. 2001. Vol. 10. №9. P. 1712-1728.