Индукция, фенотипическое проявление и картирование UVS-мутаций Streptomyces Olivaceus Vkx тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.15, кандидат биологических наук Лавренчук, Василий Яковлевич

• Лавренчук, Василий Яковлевич
• кандидат биологических наук
• 1985

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Лавренчук, Василий Яковлевич

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Природа повреждений, возникающих в ДНК.

1.2. Генетический контроль репарации ДНК.

1.3. Механизмы и ферменты репарации.

1.3.1. Фотореактивация.

1.3.2. Экоцизионная репарация.

1.3.3. Поотрепликативная репарация.

1.3.4. Иццуцибельная репарация.

1.3.5. Адаптивный ответ.

1.4. Мутанты стрептомицетов, дефектные по репарации ДНК.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Генетическая номенклатура, штаммы, питательные среды.

2.2. Индукция мутаций и выделение мутантов чувствительных к действию УФ-света /uvs/.

2.3. Изучение чувствительности Uvs+- и Uvs-штаммов к различным повреждающим ДНК-тропным агентам.

2.4. Определение доверительных интервалов кривых выживаемости.

2.5. Изучение способности Uvs+- и Uvs-штаммов к фо торе активации.

2.6. Определение антибиотической активности Uvs-му-тантов.

2.7. Процедуры скрещиваний и генетический анализ гаплоидных рекомбинантов.

ГЛАВА 3, ПОЛУЧЕННЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУВДВНИЕ. 53 '

3.1. Получение и фенотипическая классификация uvs-мутантов S. olivaceus VKX.

3.1.1. Частота индукции uvs-мутаций.

3.1.2. Чувствительность Uvs-мутантов к действию повреждающих ДНК-тропных агентов.

3.1.3. Способность Uvs+- и Uvs-штаммов к фотореактивации.

3.1.4. Сравнительный анализ наиболее чувствительных к УФ-свету мутантов стрептомицетов и кишечной палочки.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Индукция, фенотипическое проявление и картирование UVS-мутаций Streptomyces Olivaceus Vkx»

Естественная способность клеток любого происхождения сохранять целостность генома в изменяющихся условиях окружающей среды обеспечивается эффективной работой системы репарации, восстанавливающей ДНК от- различных повреждений. Репарация - общебиологическое явление. Она играет также важную роль в процессах репликации и генетической рекомбинации ДНК.

Как известно, клетка может инактивироваться после облучения УФ-светом по причине возникновения в ДНК пиримидиновых димеров. Эти повреждения могут быть причастными к злокачественной трансформации клеток животных и человека /Setlow , 1978/. Однако, ин-активирующее действие УФ-света можно снять у организмов, способных к фотореактивации /Werbin , 1977/. Кроме фотореактивации, в клетке функционирует сложная система темновой репарации ДНК, успешное и качественно новое изучение которой началось с момента выделения в 1958 г. первого мутанта, чувствительного в УФ-свету /Hill , 1958/. Получение и изучение Uvs -мутантов у многих организмов и, особенно у кишечной палочки /у которой к настоящему времени известно около 70 генов, имеющих отношение к репарации/, оказало ^решающее влияние на формирование современных представлений о природе этого жизненноважного для клетки процесса. Так, уже в 1964 г. была сформулирована теория эксцизионной репарации - основного пути ферментативного восстановления ДНК от пиримидиновых димеров путем их удаления из поврежденной нити и последующей застройки возникших пробелов с использованием интактной комплементарной нити в качестве матрицы /Setlow , Carrier , 1964; Воусе , Howard -Flanders , 1964/. Другой механизм репарации пробелов, возникающих против пиримидиновых димеров, функционирующий в слу— чае репликации поврежденной ДНК, получил название пострепликатив-ной репарации / Rupp, Howard - Flanders, 1968/. Работа этих конститутивных путей репарации дополняется особым индуцибельным состоянием репарационной системы клетки, которое заключается в индуцированной депрессии ряда репарационных генов / Witkin, 1976; Walker , 1984/.

За последние годы в изучении системы репарации кишечной палочки достигнут значительный прогресс: выделены различные ферменты репарации и изучены их свойства, расшифрована последовательность гена RecA и установлена его главная роль в индуцибельных процессах, открыт индуцибельный белок гена ssb, кооперативно работающий с белком RecA, открыт и изучается путь воостановления ДНК от метиллирования - адаптивная репарация. Не менее важными представляются достижения в области практического применения знаний о механизмах репарации ДНК для оценки степени загрязнения внешней среды. Ведь клетка, кроме УШ-света, подвергается также воздействию ионизирующей радиации и многих химических веществ, вызывающих широкий спектр повреждений ДНК. Кроме того, на клетку начинают действовать продукты новых технологий, обычно не существующие в природе. Последствия антропогенного загрязнения трудно предсказать без специальных исследований. Для своевременного обнаружения повреждающих ДНК-тропных агентов на модели кишечной палочки уже разработан так называемый SOS -хромотест. Он заключается в колориметрическом измерении индукции функции sfiA/sulA/, связанной с остановкой клеточного деления / Quillardet е. а., 1982/.

Первые шали в изучении системы репарации ДНК сделаны у стреп-томицетов. Так, ys. coelicolor A3 /2/ hs. clavuligerus получены и охарактеризованы Uvs-мутанты. Ys. coelicolor A3/2/ они оказались чувствительными только к УФ-свету и по этому признаку на

- б поминают мутанты типа Uvr кишечной палочки. Картировано шесть Uvs-локусов. Мутанты, чувствительные к УФ-свету и ионизирующей радиации у этого вида пока не обнаружены /Harold, Hopwood, 1970/. Uvs-мутанты s. clavuligerus оказались более разнообразными. По спектрам чувствительности к УФ-свету и радиации, а также по уровням мутабильности после действия УФ-света, радиации, нитрозогуа-нидина и метилметансульфоната, они были распределены на три стенотипические группы Uvr, Lex и Rec / Saunders, Holt , 1982/.

Необходимо отметить, что ряд неудобств, к которым прежде всего следует отнести особенности морфологии и дифференциации, проявление ингибирующей способности одних штаммов по отношению к другим, а также самоингибирование /Стенчук, 1974/, необходимость анализировать большие выборки рекомбинантного потомства для получения статистической достоверности результатов скрещивания и другие причины, сдерживают быстрое развитие генетических исследований у этих объектов. И все же стрептомицеты обладают неоспоримым преимуществом перед другими микроорганизмами, лучше изученными генетически. Они являются продуцентами более, чем 1000 различных антибиотиков, широко использующихся в медицине и народном хозяйстве. Практическая значимость стрептомицетов с одной стороны и возросшая возможность методов генетической инженерии - с другой, в последнее время привлекают большое внимание генетиков и эти объекты становятся перспективными для исследований.

Streptomyces olivaceus VKX - второй генетически наиболее изученный штамм стрептомицетов. Для него разработаны методы генетического анализа и построена кольцевая карта генома /Мацелюх, 1979/. Привлечение S. olivaceus VKX для изучения системы репарации ДНК дает возможность выявить и картировать новые гены на генетической карте, а также получить дополнительную информацию о системе репарации ДНК у стрептомицетов.

Целью настоящей работы было получение мутантов, чувствительных к УФ-свету, их фенотипическая классификация и картирование uvs -мутаций на генетической карте s. olivaceus VKX.

Научная новизна и практическая ценность работы.

Под действием УФ-света или нитроз о гуанидина получены Uvs -мутанты s. olivaceus VKX, которые распределены на фенотипические группы типа Uvr , Lex и Rec . Обнаружены Uvs -мутанты, устойчивые к ионизирующей радиации или нитрозогуанидину. Установлена способность Uvs+- и Uvs-штаммов к ферментативной фотореактивации. Показано ингибирующее действие Uvs -мутантов на образование спор Uvs+ -штаммами в смешанной культуре. Обнаружено влияние мутации uvs-6 на частоту генетической рекомбинации. Мутации uvs-I - uvs-б картированы в четырех районах генетической карты. е

Результаты настоящей работы вносят определнный вклад в изучение генетического контроля системы репарации ДНК yS. olivaceus VKX . Наличие Uvs-мутантов, принадлежащих к разным фенотипи-ческим группам, представляет возможность проводить дальнейшее расширение работ в этом направлении. Особо чувствительные мутанты Uvs могут представлять интерес для использования их в качестве тестеров для определения радиоактивного и химического загрязнения внешней среды и особенно интенсивного УФ-излучения солнца. Мутанты типа Rec могут использоваться для изучения механизма рекомбинации, а также для конструирования штаммов типа F' кишечной палочки, Знания о системе репарации ДНК у стрептомицетов %Д7Т полезными при изучении стабильности и жизнеспособности промышленных продуцентов антибиотиков, прошедших длительный путь селекции после действия радиации и химических мутагенов.

Заключение диссертации по теме «Генетика», Лавренчук, Василий Яковлевич

выводы

1. у s. olivaceusVKX под действием УФ-света и нитрозо-гуанидина на споры Uvs+-nrraMMOB 52-132 ade-1 his-1, 196 ade-1 his-1 ura-1 и 81-64 phe-1 thi-1 выделено 14 УФ-чувствительных мутантов из 45780 проверенных колоний.

2. Определены уровни чувствительности Uvs-мутантов к УФ-свету, ионизирующей радиации, нитрозогуанидину и митомицину С, на основании которых Uvs-мутанты распределены на четыре фенотипические группы: I) наиболее чувствительный к радиации, УФ-свету и митомицину С - тип Rep; 2) имеющие промежуточный уровень чувствительности к радиации, УФ-свету и митомицину С - тип Lex;

3) не изменившие чувствительности к радиации - тип uvr; 4) устойчивые к радиации. Мутанты 1-й и 2-й групп приобрели устойчивость к нитрозогуанидину.

3. Показана способность исходных Шгз%таммов и полученных от них Uvs-мутантов к ферментативной фотореактивации после освещения УФ-облученных спор видимым светом. Максимальное увеличение выживаемости после фотореактивации достигает 3-Х порядков.

4. Все изученные шгз-стации, особенно uvs-6 , усиливают способность исходных антибиотикообразующих и плазмидосодержащих штаммов угнетать спорообразование бесплазмидного штамма 24-14 ant7 а также слабоактивного в антибиотическом отношении штамма

24-14 в условиях роста смешанной культуры на твердой среде.

5. Установлено разное проявление взаимодействия мутаций uvs-1 и uvs—6 в штамме 22с: I) аддитивный эффект, проявляющийся в приобретении сверхчувствительности к УФ-свету и 2) подавление мутации uvs-б после д^Ьтвия ионизирующей радиации. Показано снижение частоты генетической рекомбинации под влиянием мутации uvs-6.

6. Мутации uvs-1» UVS-2, uvs-3, uvs-4, uvs-5 и uvs-6 картированы о помощью метода селективного анализа гаплоидных рекомбинантов в четырех областях генетической карты s. olivaceus vkk, что указывает на их принадлежность, по крайней мере, к четырем разным генам системы репарации ДНК.

3.3.4. Заключение

Мутации uvs-1, uvs-2, uvs—з, uvs-4, uvs-5 и uvs-6 картированы с помощью селективного анализа гаплоидных рекомбинантов в четырех различных районах генетической карты и по фенотипиче-скому проявлению могут быть отнесены к шести репарационным геuvsнам. Гены uve-I и 6 тесно сцеплены, поскольку рекомбинация между ними происходит с низкой частотой. Мутация uvs- 6 отнесена к Rec - типу, так как она вызывает снижение числа рекомбинационных обменов и приводит к отсутствию многих генотипов рекомбинантов /табл. 20/.

Сходство генетических картЗ. olivaceus VKX и S. coelicolor , обнаруженное в расположении различных фенотипическиподобных локусов, наблюдается также и в отношении тех генов uvs , которые локализованы в 5-6-часовой области карт /рис. 25/. Однако, учиhis1

Рио. 26. Расположение локусов uvs на генетических картах s. olivaceus vkx / наружное кольцо/ и s. coeiicoior аз(2)/ внутреннее кольцо/. тывая иное фенотипическое проявление uvs - мутаций у s. olivaceus vkx, а также наличие сложного генного контроля репарации ДНК у генетически хорош изученных бактерий, проведение подобного рода аналогий представляется преждевременным. Такая ситуация указывает, скорее всего, на то, что картированные uvs - мутации представляют лишь небольшую часть системы генов, имеющих отношение к процессам репарации ДНК у s. olivaceus vkx.

- 113

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Лавренчук, Василий Яковлевич, 1985 год

1. Бреслер С.Е. Репарация, рекомбинация, репликация ДНК у бактерий. Уоп. ооврем, биол., 1976, т. 82, № 2/5, о. 181-198»

2. ЛСэстяников В.Д, В кн.: Репарация ДНК и ее биологическое значение. Л., 1979, гл. I, с. 9-14,

3. Захаров И,А. Физиология генетических процессов в клетке, В кн.: Физиологическая генетика. Л, Медицина, 1976, с. II4-I6Q.

4. Захаров И.А., Кожина Т.Н. Мутант дрожжей сверхчувствительный к ультрафиолетовым лучам. Докя. АН СССР, 1967, т. 176, № 6, с, I4I7-I4I8.

5. Исабаева МД. Чувствительность к радиомиметикам и химическим мутагенам штаммов е. coli группы K-I2, обладающих различной способностью репарировать лучевые повреждения. Цитология, 1967, т. 9, Лэ 12, с. 1490-1495.

6. Каменева С.В., Евсеева Г,В. Генетический контроль чувствитель

7. НООТИ К мутагенным факторам У Aspergillus nidulans II*

8. Чувствительность Uvs- мутантов к различным мутагенным фактоiрам. Генетика, 1972, т. 8, & 3, с. 72-78.

9. Каменева С.В., Кондратьева В.И., Евсеева Г.В. Генетическийконтроль чувствительности к мутагенным факторам у Aspergillus nidulans. 1У. Изучение способности к фотореактивации у Uvs+- и Uvs-штаммэв. Генетика, 1973, т. 9, $ II, с. 146-152.

10. Каменева С.В., Романова Ю.М. Генетический контроль чувствительности К мутагенным факторам У Aspergillus nidulans. Генетика, 1969, т. 5, II, с. 196-198.

11. Касинова Г.В., Кожина Т.Н., Федорова И.В. Изучение нового радиочувствительного мутанта дрожжей Sacccharomyces parado— л xus. Радиобиологические и генетические характеристики мутанта хг6. Генетика, 1978, т. 14, № 4,с. 704-711.

12. Крушинская Н.П. В кн.: Первичные радиобиологические процессы. М., Атомиздат, 1973, с. 221-274.

13. Кривоногов С.В. recF зависимая эндонуклеаза из Escherichia coli K-I2. Молек. ген. микробиол. вирусол., 1984, № 9,с. 19-22.

14. Мацелюх Б.П. Индукция мутаций, картирование генома и механизм генетической рекомбинации У Actinomyces olivaceus VKX Докт. дисс., Киев, Ин-т микробиол. и вирусол. АН УССР, 1979, с. I7I-I73.

15. Мацелюх Б.П., Дехтяренко Т.Д., Стенько А.С., Шевченко А.А., Подгорская М.Е., Муквич Н.С., Воин Л.Ф. Изучение плазмид

16. У Streptomyces olivaceus VKX. Молек. 6ИОЛ., 1978, Киев, "Наукова думка", т 19, с. 33-42.

17. Мацелюх Б.П., Подгорская М.Е., Стенько А.С., Лавренчук В.Я. Картирование хромосомы Actinomyces olivaceus VKX с ПОМОЩЬЮанализа гетероклонов. Генетика,Д972, т. 8, JS 12, о. 123130.

18. Петров С.И. Образование двунитевых разрывов ДНК в -облученных клетках бактерий в зависимости от функционирования быстрой репарации однонитевых разрывов. Радиобиология, 1981, т. 21, М, с. 38-44.

19. Полухина Л.Е., Шестаков С.Б. Чувствительные и устойчивыек ультрафиолетовым лучам мутанты синезеленой водоросли Ana-cystis nidulans. Генетика, 1977, т. 13, Л> 4, с. 689-695.

20. Рябченко Н.И. В кн.: Радиация и ДНК. М., Атомиздат, 1979, *гл. 5, с. 93-100.

21. Свердлов А.Г. В кн.: Биологическое действие нейтронов и химическая защита. Л., 1974, гл. 2, с. 29-65.

22. Сигаева В.А., Малинина Е.АГазиев А.И. Образование УФ-индуцированных сшивок ДНК-белок в бактериальных клетках и возможность их элиминации. Радиобиология, 1981, т. 21,15 4, с. 568-571.

23. Смирнов Г.Б., Скавронская А.Г. Летальное и мутагенное действие ультрафиолетовых Лучей И МИТОМИЦЖНа С На Мутанты Escherichia coli с пониженной способностью к темновому восстановлению. Генетика, 1968, т. 4, № 9, с. I05-II0.

24. Смит К., Хенеуолт Ф. В кн.: Молекулярная фотобиология. М., 1972, гл. 4, с. 77-109.

25. Стенчук М.М. Сашпригн1чення I антаг0н1зм У Actinomyces olivaceus vkx|Ликробиол. журн., 1974, т. 36, № 4, с. 453-456.

26. Стручков В.А. Механизм образования двойных разрывов в молекуле ДНК фагов Т2 и при V-облучении их растворов и радиобиологическая роль этих повреждений. Радиобиология, 1970,т. 10, 163, с. 321-323.

27. Томшшн Н.В. Энзимология процессов репарации ДНК. Цитология, 1977, т. 19, В Ю,о. 1086- 1109.

28. Томилин Н.В., Баренфельд Л.С. Анализ активности эндонуклеаз клеток Micrococcus luteus по отношению к Y-oблученной ДНК. Биохимия, 1977, т. 42, & 7, с. II73-II83.

29. Филатов М,В., Бреслер С.Е., Коношенко Н.В., Носкин Л.А., Шейкина Т.А. Молекулярный механизм сенсибилизирующего действия ингибиторов репаративного синтеза ДНК. Молек. ген. микробиол. вирусол., 1983, f II, с. 18-24.

30. Adkins В.IR., Allen W.E. Photoreactivation of ultraviolet irradiation damage in Staphylococcus aureus. J. Gen. Appl. Microbiol., 1982, v. 28, N 2, p. 101-110.

31. Adler H., Copeland J. Genetic analysis of radiation response in E. coli. Genetics, 1962, v. 47, N 3, p. 701-715.

32. Barfknecht T.R., Smith K.C. The involvement of DNA polymerase I in postreplication repair of ultravilet radiation induced damage in E. coli K-12. Molec. Gen. Genet., 1978, v. 167, N 1, p. 37-41.

33. Bartosh G., Opacka J. Komorkowa naprawa uszkodzen DNA. ©ost. Biochem., 1974, v. 20, N 2, p. 121-143.

34. Beukers R., Berends W. Isolation and identification of irradiated product of thymine. Biochim. Biophys. Acta, 1960,v. 41, N 3, p. 550-551 .

35. Boyce R.P., Howard-Planders P. Release of ultravilet light induced thymine dimers from DNA in E. coli K-12. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1964, v. 51, N 1, p. 293-300.

36. Braun A., Grossman L. An endonuclease from Escherichia coli That acts preferentially on UV-irradiated DNA and is absent from uvrA and uvrB mutants. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1974,Jv. 71, N 5, p. 1838-1842. "

37. Brandsma J.A,, Bosch D., Backendorf C., Van de Putte. A common regulatory region shared by divergently transcribed. Nature, 1983, v. 305, N 5931, p. 243-245.

38. Brown M.S., Webb R.B. Photoreactivation of Escherichia coli Mutat. Res., 1972, v. 15, p. 348-352.

39. Calza R.E., Schroeder A.L. Postreplication repair in Neuros-pora crassa. Molec. Gen. Genet., 1982, v. 185, N 1, p. 1 ling.

40. Campbell L.A., Yasbin R.E. Deoxyribonucleic acid repair capacities of Neisseria gonorrhoeae; absence of photoreactivation. J. Bacterid., 1979, v. 140, N 3, p. 1109-1111.

41. Carrier W.L., Setlow R.B. Endonuclease from Micrococcus lu-teus which has activity toward ultravMet-irradiated deoxyribonucleic acid: purification and properties.

42. Cassuto E., West S.C., Mursalim J., Conlon S., Howard-Flanders P. Initiation of genetic recombination: homologous pairing between duplex DNA molecules promoted by recA protein. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1980, v. 77, N 7, p. 3962-3966.

43. Cerda- Olmeda E., Hanawalt P.O., Guerola N. Mutagenesis of the replication point by nitrosoguanidine map and pattern of replication of the Escherichia coli chromosome. J. Mol. Biol., 1968, v. 33, N 3, p. 705-719.

44. Chase J.V., Richardson С.С. Exonuclease VII of E. coli: mechanism of action. J. Biol. Chem., 1974, v. 249, N 14, p. 4553-4561.

45. Clark A.J. Recombination deficient mutants of E. coli and other bacteria. Ann. Rev. Genet., 1973, v. 7, N 1, p. 67-86.

46. Clark A.J., Margulis A.D. Isolation and characterization of recombination-deficient mutants of Escherichia coli K-12. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1965, v. 53, N 2, p. 451-459.

47. Coats J.H., Roeser J. Genetic recombination in Streptomyces bikiniensis var. zorbonensis. I. Bacterid., 1971, v. 105, N 3, p. 880-885.

48. Cooper P.K. Characterization of long path exision repair of ША in ultravi&et-irradiated Esherichia coli. An inducible function under Rec-Lex control. Molec. Gen. Genet., 1982, v. 185, N 2 p. 189-197.

49. Cooper P.K., Hanawalt P.C. Role of DNA polymerase I and the rec system in excision-repair in Eschrichia coli. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1972a, v. 69, N 5, p. 1156-1160.

50. Cooper Р.К., Hanawalt P.C. Heterogeneity of path size in repair replicated DNA in Escherichia coli. J. Mol. Biol., 1972b, v. 67, N 1, p. 1-10.

51. Defais M., Faquet R., Radman M., Errera M. Ultraviolet reactivation and ultraviolet mutagenesis of in different genetic systems. Virology, 1971, v. 43, N 2, p. 495-503.

52. Deily P.O., Cutitta F.F.IR., Macgulian M. The absence of DNA photoreactivation enzyme in yeast mitohondria. Biochem. Biphys. Acta, 1976, v. 454, N 2, p. 375-381.

53. Deutsch W.A., Linn S. DNA binding activity from culturedhuman fibroblast that is specific to partially depurinated DNA and that inserts purines into apurinic sites. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1979, v. 76, N 1, p. 141-144.

54. Di Capua E., Engel A., Stasiak A., Koller Th. Characterizar tion of complexes between recA protein and duplex DNA by electron microscopy. J. Mol. Biol., 1982, v. 157, N 1,p. 87-103.

55. Dowding J.E. Characterization of bacteriophage virulent for Streptomyces coelicolor A3/2/. J. Gen. Microbiol., 1973,v. 76, N 1, p. 163-176.

56. Dubnau D., Cirigliano C. Genetic characterization of recombination deficient mutants of Bacillus subtilis. J. Bacteri-ol., 1974, v. 117, N 2, p. 488-493.

57. Dykstra C.C., Prasher D., Kushner S.R. Physical and biochemical analysis of cloned recB and recC genes of Escherichia coli K-12. J. Bacterid., 1984, v. 157, N 1, p. 21-27.

58. Ellison S.A., Feiner R.R., Hill R.E. A host effect on bacteriophage survival after ultraviolet irradiation. Virology, 1960, v. 11, N 1, p. 294-296.

59. Emmerson P.T. Recombination deficient mutants of Escherichia coli K-12 that map between thyA and argA. Genetics, 1968, v. 60, N 1, p. 39-47.

60. Emmerson P.T,, West S.C. Identification of protein X of

61. E. coli as the recA+/tif+ gene product. Molec. Gen. Genet., 1977, v. 155, N 1, p. 77-85.

62. Evensen G., Seeberg E. Adaptation to alkylation resistance involves the induction of a DNA glycosylase. Nature, 1982, v. 296, N 5859, p. 773-775.

63. Fabre R., Roman H. Genetic evidence for inducibility of re-.combination competence in yeast. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1977, v. 74, N 4, p. 1667-1671.

64. Ferguson R.L., Cox B. The role of dimer exision in liquid-holding recovery of UV-irradiated haploid yeast. Mutat. Res., 1980, v. 69, N 1, p. 19-41.

65. Pong K., Bockrath R. Inhibition of deoxyribonucleic acid repair in E. coli by caffeine and acriflavine after ultraviolet irradiation. J. Bacteriol., 1979, v. 139, N 2, p. 671674.

66. Priend E.J., Hopwood D.A. The linkage map of Streptomyces rimosus. J. Gen. Microbiol., 1971, v. 68, N 2, p. 187-197.

67. Ganesan A.K. Persistence pyrimidine dimers during postrepli-cation repair in ultravilet light-irradiated Escherichia coli K-12. J. Mol. Biol., 1974, v. 87, N 1,,p. 103-120.

68. Ganesan A.K., Smith K.C. Dark recovery process in E.?coli irradiated wth ultraviolet light. III. Effect of rec mutations on recovery of excision-deficient mutants of E. coli. J. Bacteriol., 1970, v. 102, N 2, p. 404-410.

69. Gefter M.L. DNA replication. ANN. Rev. Bichem., 1975, v. 44, p. 45-78.

70. Glikin G.C., Gargiulo G., Rena-Descalzi L., Worcel A. Escherichia coli single-strand binding protein stabilizes specific denaturated sites in superchelical DNA. Nature, 1983,v; 303, N 5920, p. 770-774.

71. Golub E.I., Low K.B. Indirect stimulation of genetic recombination. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1983, v. 80, N 5,p. 1401-1405.

72. Grossman L., Braun A., Peldberg R., Mahler I. Enzymatic repair of DNA. AUN. Rev. Biochem., 1975, v. 44, p. 19-43.

73. Gudas J., Pardee A.B. Model for regulation of Escherichia coli DM repair function. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1975, v. 72, N 6, p. 2330-2334.

74. Harm W. Differential effects of acriflavine and caffeine on various UV-irradiated E. coli strains and T1 phage. Mutat. Res., 1967, v. 4, N 1, p. 93-110.

75. Harold R.J., Hopwood D.A. Ultraviolet-sensitive mutants of Streptomyces coelicolor. I. Phenotypic characterization. Mutat. Res., 1970a, v. 10, ЗУ 5, p. 427-438.

76. Hartman P.S., Herman R.K. Radiation-sensitive mutants of Caenorhabditis elegans. Genetics, 1982, v. 102, N 2,p. 159-178.

77. Hasseltine W.A., Gordon L.K., Lindan C.P., Grafstrom R.H., Scharper N.L., Grossman L.,Cleavage of pyrimidine dimers in specific DNA sequenses by pyrimidine dimer DNA glycosylase of M. luteus. Nature, 1980, v. 285, N 5767, p. 634-641.

78. Helene С., Charlier M. Reactions photohimiques et photoreac-tivation du DM. Biochimie, 1978, v. 60, N 10, p. 1110-1121.

79. Hickson I.D,, Fingnerson P.T. Identification of the E. coli recB and recG gene product. Nature, 1981, v. 294, N 5841, p. 578-580.

80. Hickson I.D., Arthur H.M., Brampill D., Emmerson P.T. The E. coli uvrD gene product is DNA helicase II. Molec. Gen. Genet., 1983, v. 190, N 2, p. 265-270.

81. Hill RyE.,Radiation sensitive mutants E. coli. Biochim. Biopchys. Acta, 1958, v. 30, N 3, p. 636-637.

82. Hopwood D.A., Chater K.F., Dowding J.E., Vivian A. Advances in Streptomyces coelicolor genetics. Bacteriol. Revs., 1973, v. 37, N 3, p. 371-405.

83. Hopwood D.A., Sermonti G. The genetics of Streptomyces coeli1961color. Adv. Genet., v. 11, N 2, p. 273-342.

84. Howard-Flanders P., Boyce R,, Simson E., Theriot L. A genetic locus in E. coli K-12 that controls the reactivation of UV-photoproducts assotiated with thymine in DNA. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1962, v. 48, N 12, p. 2109-2112.

85. Howard-Flanders P., BoyceR.P. DNA repair and genetic recombination studies on mutants of E. coli defective in these processes. Radiat. Res., 1966, Suppl. 6, p. 156-184.

86. Howard-Flanders P., Simson E., Theriot L. The excision ofthymine dimers from ША, filament formation and sensitivity to ultraviolet in E. coli K-12. Mutat. Res., 1964, v. 1, N 3, p. 219-227.

87. Howard-Flanders P., Theriot L. Mutants of Escherichia coli K-12 defective in DNA repair and in genetic recombination. Genetics, 1966, v. 53, N 6, p. 1137-1150.

88. Ijima Т., Hafiwara A. Mutagenic action of mitomycin С on Escherichia coli. Nature, 1969, v. 85, N 4710T p. 395-396.

89. Iyer V.N., Szybalski W. Mitomycins and porfiromycinj chemical mechanism of activation and cross-linking of DNA. Science, 1964, v. 145, N 1, p. 55-58.

90. Kather H.L., Wallace S.S. Characterization of the E. coli X-ray endonuclease III. Biochemistry, 1983, v. 22, N 17, p. 4071-4081.

91. Kato T,, Shinoura Y. Isolation and characterization of mutantsof E. coli deficient in induction of mutations by ultraviolet light. Molec. Gen. Genet., 1977, v. 156, If 1, p. 121-131.

92. Kelly'-R.B., Atkinson M.R., Huberman J.A., Ernberg A. Excision of thymine dimers and other mismathed sequences by DNA polymerase of E. coli. Nature, 1969, v. 224, N 5218, p. 495-501.

93. Kenyon G.J., Walker G.C. DNA-damaging agents stimulate gene expression at specific loci in E. coli. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1980, v. 77, N 5, p. 2819-2823.

94. Lackey D., Krauss S.W., Linn S. Isolation of an altered form of DNA polymerase I from Escherichia coli cells induced for recA/lexA functions. Proc Nat. Acad. Sci. USA, 1982, v. 79, N 2, p. 330-334.

95. Lanier W.B., Tuveson R.V., Lennox Y.E. A radiation-sensitive mutants A. nidulans. Mutat. Res., 1968, v. 5, N 1, p. 23-26.

96. Laval J. Recent progress in excision repair of DNA. Biochi-mie, 1978, v. 60, N 10, p. 1123-1134.

97. Lawley P.D. Some chemical aspects of dose-response relation ships in alkylation mutagenesis. Mutat. Res., 1974, v. 23, N 2, p. 283-295.

98. Lawley P.D., Warren W. Remowal of minor methylation products 7-methyl-adenine and 3-methylguanine from DNA of E. coli treated with dimethyl sulfate. Chem. Biol. Interactions, 1976, v. 12, N 1, p. 211-220.

99. Lawley P.D., Teatcher M. Methylation of deoxyribonucleic acid in cultured mammalian cells by N-methyl-N-nitro-N-nit-rosoguanidine. Biochem. J., 1970, v. 116, N 4, p. 693-707.

100. Lee M.G., Yarranton G.T. Inducible DNA repair in Ustilago maydis. Molec. Gen. Genet., 1982, v. 185, N 2, p. 245-250.

101. Lehman A.R. Postreplication repair of DNA in ultravioletirradiated mammalian cells. J. Mol. Biol., 1972, v. 66, N 3, p. 319-337.

102. Lindahl T. DNA glycosylases, endonucleases for apurinic/ apyrimidinic sites, and base excision-repair. Progr. Nucl. Acid Res. Mol., 1979, v. 22, N 1, p. 135-192.

103. Little J.W., Emiston S.H., Pacelli L.Z., Mount D.W. Cleavage of the E. coli lexA protein by the recA protease. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1980, v. 77, p. 3225-3229*

104. Lovett S.T., Clark A.J. Genetic analysis of the recJ gene of Escherichia coli K-12. J. Bacterid,, 1984, v. 157, N 1, p. 190-196.

105. Marinus M.G., Morris N.R. Pleotropic effects of DNA adenine methylat.tion mutation /dam3/ in E. coli K-12. Mutat. Res., 1975, v. 28, N 1 , p. 15-26.

106. Matson S.W., Bambara R.A. Short DNA repair path length in E. coli is determined by the processive mechanism of DNA polymerase I. J. Bacteriol., 1981, v. 146, N 1, p. 275-284.

107. Mattern I., Zwenk H., Rorsch A. The genetic constitutionof the radiation-sensitive mutant E. coli В Mutat. Res.s—I *1966, v. 3, N 5, p. 374-380.

108. Mazza G., Fortunato A., Ferrari E., Canosi N., Falaschi A., Polsinelli M. Genetic and enzymic studies on the recombination process in Bacillus subtilis. Molec. Gen. Genet., 1975»v. 136, N 1, p. 9-30.

109. McEntee К. Protein X is the product of the recA gene of Escherichia coli. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1977, v.74, N 2, p. 5275-5279.

110. McEntee K., Weinstock G!.M., Lehman I.R. Initiation of general recombination catalysed in vitro by the recA protein of Escherichia coli. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1979, v.76,p. 2615-2619.

111. McEntee K., Weinstock G.M., Lehman I.R. recA protein catalyzed strand assimilation: stimulation by E. coli single-stranded DNA binding protein. Proc Nat. Acad. Sci. USA, 1980, v. 77, N 2, p. 857-861.

112. Miura A., Tomizawa J. Studies on radiation-sensitive mutants of E. coli. III. Participation of the Rec system in induction of mutation by ultraviolet irradiation. Molec. Gen. Genet., 1968, V. 103, N 1, p. 1-10.

113. Mosevitsky M.I. Visualization of sister strand exchanges induced by ultraviolet irradiation. J. Mol. Biol., 1976, v. 100, N 2, p. 219-224.

114. Nakabeppu Y., Sekiguchi M. Physical assotiation of pyrimi-dine dimer DNA, glycosylase and apurinic/apyrimidinic DNA endonuclease essential from repair of ultraviolet-damaged DNA. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1981, v. 78, N 5, p. 2742-г 2746.

115. Ogawa H., Shimada K., Tomizawa J. Studies on radiation sensitive mutants of E. coli. I. Mutants defective in the repair synthesis. Molec. Gen. Genet., 1968, v. 101, N 2, p. 227-244.

116. Olagorta J.R.P. DNA repair systems. Rev. Microbiol., 1982, v. 13, N 2, p. 101-109.

117. Pauling G., Haram L. Properties of a temperature-sensitive radiation-sensitive mutant of Escherichia coli. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1968, v. 60, N 4, p. 1495-1502.

118. Pettijohn D., Hanawalt P. Evidence for repair-replication of ultraviolet damaged DNA in bacteria. J. Mol. Biol., 1964, v. 9, N 2, p. 395-4Ю.

119. Quillardet P., Huisman 0., D'Ari R., Hofnung M. SOS chromo-test, a direct assay of induction of an SOS function in Escherichia coli K-12 to measure genotoxitity. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1982, v. 79, N 10, p. 5971-5975.

120. Radman M. AN endonuclease from Escherichia coli that introduces single polynucleotide chain scissions in ultraviolet-irradiated DNA. J. Biol. Ghem., 1976, v. 251, N 6, p. 14381445.

121. Resnick M.A., Boyec В., Cox B. Postreplication repair in Saccharomyces cerevisiae. J. Bacterid.", 1981, v. 146, N 1, p. 285-290.

122. Riazuddin S., Lindahl T. Properties of 3-methyl-adenine-DNA glycosylase from E. coli. Biochemistry, 1978, v. 17, N 11, p. 2110-2118.

123. Roberts J.W., Roberts C.W., Mount D.W. Inactivation and proteolytic cleavage of phage^ repressor in vitro in an ATPdependent reaction. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1977, v. 4, N 6, p. 2283-2287.

124. Rothman R.H., Clark A.J. Defective excision and postreplica-tion repair of UV-damaged DNA in a recL mutant strain of

125. E. coli K-12. Molec. Gen. Genet., 1977, v. 155, N 2, p. 267277.

126. Rupp W.D., Howard-Flanders P. Discontinuities in the DNA synthesized in an excision defective strain of Escherichia coli folloving ultraviolet irradiation. J. Mol. Biol., 1968, v. 31, N 2, p. 291-304.

127. Rupp W.D., Wilde O.E., Reno D.L., Howard-Flanders P. Exchanges between DNA strands in ultraviolet-irradiated Escherichia coli. J. Mol. Biol., 1971, v. 61, N»1, p. 25-44.

128. Salles В., Paoletti C. Control of UV-induction of recA protein. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1983, v. 80, N 1, p. 65-89.

129. Samson L., Cairns J. A new pathway for DNA repair in Escherichia coli. Nature, 1977, v. 267, N 5608,,p. 281-282.

130. Sancar A., Stachelek C., Konisberg W., Rupp W.D. Sequences of the recA gene protein. Proc. Nat. Acad. Sci, USA, 1980, v. 77, N 5, p. 2611-2615.

131. Sarasin A. Induced DNA repair process in eucaryotic cells. Biochimie, 1978, v. 60, N 10, p. 1145-1150.

132. Saunders G., Holt G. Far ultraviolet light sensitive derivatives of Streptomyces clavuligerus. J. Gen. Microbiol., 1982, v. 128, N 2, p. 381-385.

133. Seawell P.O., Smith C.A., Ganesan A.K. denV gene of bacteriophage T4 determines a DNA glycosylase specific for pyrimidi-ne dimers in DNA. J. Virol., 1980, v. 35, N 3, p. 790-797.

134. Seeberg E. Reconstitution of an Escherichia coli repairendonuclease activity from uvrA+/and uvrB/uvrC gene products. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1978, v. 75, N 5, p. 2569-2573.

135. Schendel P.P., Pogliano M., Strausbaugh L.D. Regulation of the Escherichia coli K-12 uvrB operon. J. Bacterid., 1982, v. 150, N 2, p. 676-685.

136. Schendel P.P., Defais M., Jeggo P., Samson L., Cairns J. Pathways of mutagenesis and repair in Escherichia coli exposed to low levels of simple alkylating agents. J. Bacterid., 1978, v. 135, N 2, p. 466-475.

137. Setlow R.B, Repair deficient human disorders and cancer. Nature, 1978, v. 271, N 5647, p. 713-718.

138. Setlow R.B., Carrier W.L., Bollum Pi'J. Pyrimidine dimers in UV-irradiated poly dT:dC. Proc.Nat; Acad. Sci. USA, 1965, v. 53, N 5, p. 1111-1118.

139. Setlow J.K., Bollum P.J. The minimum sise of the substrate for yeast photoreactivating enzyme. Biochim. Biophys. Acta, 1968, v. 157, N 1, p. 233-237.

140. Setlow R.B., Carrier W.L, The disapearance of thymine dimers from DNA. AN error correcting mechanism. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1964, v. 51, N 1, p.226-231.

141. Shibata R., Das Gupta C., Cuningham R.P., Redding C.M. Purified Escherichia coli recA protein catalyses homologous pairing of superhelical DNA and single-stranded fragments. •Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1979, v. 76, N 4, p. 1638-1642,

142. Shugar D., Ptrzycowska I., Kusmierec J. Mechanisms mutagenesis and DNA repair. Post. Microbiol., 1981, v. 20, N 1/2, p. 35-54.

143. Sutherland B.M., Rice M., Wagner E.K. Xeroderma Pigmentosum cells contain low lewels of phot©reactivating enzyme. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1975, v. 72, N 1, p. 103-107.

144. Sutherland B.M., Runge P., Sutherland J.C. DNA photoreactiva-ting enzyme from placental mammals origin and characteristics. Biochemistry, v. 13, N 23, p. 4710-4715.

145. Sutherland B.M., Court D., Chamberlin M.J. Studies on the

146. DNA photoreactivating enzyme from Escherichia coli. I. Transduction of phr gene by bacteriophage lambda. Virology, 1972, v. 48, N 1, p. 87-93.

147. Tait P.O., Harris A.L., Smith D.W. DNA repair in E. coli mutants deficience in DNA polymerases I, II and/or III. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1974, v. 71, N 3, p. 675-679.

148. Todd М.Ь., Shendel P.P. Repair and mutagenesis in Escherichia coli K-12 after exposure to various alkyl-nitrosoguanidines. J. Bacterid., 1983, v. 156, N 1, p. 6-12.

149. Tomasz M.C., Mercado C.M., Olson J., ChatteriJie N. The mode of interaction of mitomycin С with deoxyribonucleic acid and other polynucleotides in vitro. Biochemistry, 1974, v. 13, N 24, p. 4878-4887.

150. Tuveson R.V., Mangan J. A UV-sensitive mutant of Neurospora defective for photoreactivation. Mutat. Res., 1970, v. 9,1. N 3, p. 455-459.

151. Van de Putte P., Van Sluis C., Van Dillevijn J., Rorsch A. The location of genes controlling radiation sensitivity in E. coli. Mutat. Res., 1965, v. 2, N 2, p. 97-100*

152. Veleminsky J., Pokorny V., Satava J., Cichner T. Posrepli-cation DNA repair in barleu embryos treated with N-methyl--N-nitrosourea. Mutat. Res., 1980, v. 70, N 1, p.91-99.

153. Villani G., Spadari S., Boiteux S., Defais M., Caillet-Fau-quet P., Radman M. Replication of chemically modified DNA. Biochimie, 1978, v. 60, N 1, p. 147-162.

154. Vivian A., Hopwood D.A. Genetic control of fertility in Streptomyces coelicolor A3/2/: New kinds donor strains. J. Gen. Microbiol., 1973, v. 76, N 1, p. 147-162.

155. Volkert M.R., Hartke M.A. Supression of Escherichia coli recP mutations by recA-linked srfA mutations. J. Bacterid., 1984, v. 157, N 2, p. 498-506.

156. Walker I.G., Ewart D.F. Repair synthesis of DNA in HeLa and L-cells folloving treatment with methylnitrosourea or ultraviolet light. Canad. J. Biochem., 1973, v. 51, N I, p. 148157.

157. Walker G.C. Mutagenesis and inducible responses to deoxyribonucleic acid damage in Escherichia coli. Microbiol. Revs., 1984, v. 48, И 1, p. 60-93.

158. Wang T.V., Smith K.C. Effect of recB21, uvrD3, lexA101 and recF143 mutations on ultraviolet radiation sensitivity and genetic recombination in uvrB strains of Esherichia coli K-12. Molec. Gen. Genet., 1981, v. 183, H 1, p. 37-44.

159. Webb R.B., Brown M.S., Tyrrell R.M. Lethal effect of pyri-midine dimers induced at 365 nm in strains of E. coli differing in repair capability. Mutat. Res., 1976, v. 37, N 2/3, p. 163-172.

160. Weigle J.J. Induction of mutation in a bacterial virus. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1953, v. 39, N 5, p. 628-636.

161. Weissbach A., Lisio A. Alkylation of nucleic acids by mitomycin С and porfiromycin. Biochemistry, 1965, v. 4, N 1,p. 196-200.

162. Werbin H. DNA photolyase. Photochem. Photobiol., 1977, v. 26, N 6, p. 675-678.

163. West S.C., Cassuto E,, Howard-Flanders P. Mechanism of E. coli recA protein directed strand exchanges in post-replication repair of DNA. Nature, 1981a, v. 294, N 5842, p. 659662.

164. West S.C., Cassuto E., Howard-Flanders P. recA protein promotes homologous-pairing and st^nd-exchange reactions betveen duplex DNA molecules. Proc. Nat. Acad. Scii USA, 1981Ъ, v. 78, p. 2100-2104. <>

165. West S.C., Cassuto E., Howard-Planders P. Heteroduplex formation by recA protein: polarity of strand exchanges. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1981c, v. 78, N 10, p. 6149-6153.

166. West S.C., Cassuto E., Howard-Planders P. Role of ssb protein in recA promoted branch migration reactions. Molec. Gen. Genet., 1982, v. 186, N 3, p. 333-338.

167. West S.C., Cassuto E., Mursalim J., Howard-Planders P. Recognition of duplex DNA containing single-stranded regions by recA protein. Proc. Nat. Acad. Sci, USA, 1980, v. 77,1. N 5, p. 2569-2573.

168. Willets N.S., Clark A.J. Characteristics of some multiply recombination-deficient strains of Escherichia coli. J. Bac-teriol., 1969a, v. 100, N 1, p. 231-239.

169. Willets N.S., ClarkuA.J., Low B. Genetic location of certain mutations conferring recombination deficiency in Escherichia coli. J. Bacterid., 1969b, v. 97, N 1, p. 244-249.

170. Witkin E.M. Mutation and the repair of damag© in bacteria. Radiat. Res., 1966, Suppl. 6, p. 30-51.

171. Witkin E.M. Ultraviolet-induced mutation and DNA repair. Anil. Rev. Genet., 1969, v. 3, p. 525-552.

172. Witkin E.M, The mutability toward ultravMet light of recombination-deficient strains of Escherichia coli. Mutat. Res., 1969, v. 8, N 1, p. 9-14.

173. Witkin E.M. Ultaviolet mutagenesis and inducible DNA repairin Escherichia coli. Bacteriol. Rev., 1976, v. 40, N 4, p. 869-907.

174. Wu A.M., Bianchi M., Das Gupta C., Radding C.M. Unwinding assotiated with synapsis of DNA molecules by recA protein, Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1983, v. 80, N 5, p. 1256-1260.

175. Wulff D.L. Kinetics of thymine diraerization. Biophys. J., 1965, N 3, p. 355-362.

176. Youngs D.A., Smith K.G. The involvement of polynucleotide ligase in the repair of UV-induced DNA damage in Escherichia coli K-12 cells. Molec. Gen. Genet., 1977, v; 152, N 1,p. 37-41.