Импорт РНК в митохондрии и митохондриальная трансляция: механизмы и взаимосвязь тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Каменский, Петр Андреевич

• Каменский, Петр Андреевич
• кандидат наук
• 2017

Оглавление диссертации кандидат наук Каменский, Петр Андреевич

СОДЕРЖАНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. МОЛЕКУЛЯРНАЯ БИОЛОГИЯ МИТОХОНДРИЙ

1.1. МИТОХОНДРИАЛЬНАЯ ДНК И МЕХАНИЗМЫ ЕЕ ПОДДЕРЖАНИЯ

1.2. РЕПЛИКАЦИЯ И ТРАНСКРИПЦИЯ МИТОХОНДРИАЛЬНОЙ ДНК

1.3. МИТОХОНДРИАЛЬНАЯ ТРАНСЛЯЦИЯ

1.4. ИМПОРТ БИОЛОГИЧЕСКИХ МАКРОМОЛЕКУЛ В МИТОХОНДРИИ

1.4.1. Импорт белков в митохондрии

1.4.2. Импорт РНК в митохондрии

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Растворы

2.2. Генно-инженерные конструкции

2.3. Антитела

2.4. Штаммы микроорганизмов

2.5. Методы молекулярного клонирования и генетической инженерии

2.6. Выделение митохондрий из клеток дрожжей со стеклянными шариками

2.7. Выделение митохондрий из клеток дрожжей с зимолиазой

2.8. Импорт РНК в изолированные митохондрии дрожжей

2.9. Норзерн-блот гибридизация

2.10. Оценка степени аминоацилированности тРНК

2.11. Выделение рекомбинантного preMsk1p из клеток E.coli в нативных условиях

2.12. Метод задержки в геле (EMSA)

2.13. Метод «Норс-Вестерн»

2.14. Метод FRET в геле

2.15. Микроскопические методы слежения за одной молекулой

2.16. Анализ профиля митохондриальной трансляции дрожжей

2.17. Удлинение праймера на тРНК как на матрице

2.18. Количественный анализ тиомодифицированности тРНК

2.19. Измерение скорости поглощения кислорода клетками дрожжей

2.20. Спектрофотометрическое измерение активности комплекса IV

2.21. Спектрофотометрическое измерение активности комплекса V

2.22. Электрофорез в агарозном геле «Blue Native»

2.23. Измерение активности комплекса IV в ПААГ

2.24. Измерение активности комплекса V в ПААГ

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. preMsk1p как фактор импорта тРНК в митохондрии

3.2. Структурные изменения тРНК в процессе их импорта в митохондрии

3.3. Динамика транспортера тРНК во внешней митохондриальной мембране, Tom40p

3.4. Связь импорта тРНК в митохондрии дрожжей с митохондриальной трансляцией

3.5. Идентификация и характеристика третьего фактора инициации митохондриальной трансляции S.cerevisiae

3.6. Белок Aim23p как многофункциональный регулятор митохондриальной трансляции дрожжей

ВЫВОДЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

Ä - ангстрем (10-10 м)

5FoA - 5-фтороротовая кислота

АРМ - N-акроиламинофенилхлорид ртути (от англ. AcroylaminoPhenyl Mercuric chloride)

AshRS - митохондриальная лизил-тРНК-синтетаза Ashbya gossypii BER - репарация по типу вырезания оснований (от англ. Base Excision Repair) BN-PAGE - «голубой нативный» полиакриламидный гель-электрофорез (от англ. Blue Native PAAG Electrophoresis)

CDF - совокупная функция распределения (от англ. cumulative distribution function) DDM - додецилмальтозид DIG - дигитонин

EF - фактор элонгации трансляции (от англ. elongation factor)

EMSA - анализ сдвига электрофоретической подвижности (от англ. electrophoretic mobility shift assay)

FISH - флуоресцентная гибридизация in situ (от англ. fluorescent in situ hybridization) FRET - резонансный перенос энергии флуоресценции (от англ. fluorescence resonance energy transfer)

GIP - центральная пора импорта белков (от англ. general insertion pore) HMG - белковый домен высокомобильных групп (от англ. high mobility group) HSP - промотор тяжелой цепи митохондриального генома (от англ. heavy strand promoter)

IF - фактор инициации трансляции (от англ. initiation factor)

LSP - промотор легкой цепи митохондриального генома (от англ. light strand promoter) MLS - сигнал митохондриальной локализации (от англ. mitochondrial localization signal) MMR - репарация неспаренных нуклеотидов (от англ. MisMatch Repair) MSD - средний квадрат перемещения (от англ. mean square displacement) mt - митохондриальный (от англ. mitochondrial)

MTS - сигнальная последовательность на импорт в митохондрии (от англ. mitochondrial targeting sequence)

OD - оптическая плотность (от англ. optical density)

ORF - открытая рамка считывания (от англ. open reading frame) OriL - участок начала репликации легкой цепи митохондриальной ДНК OriH - участок начала репликации тяжелой цепи митохондриальной ДНК PAAG - полиакриламидный гель-электрофорез (от англ. PolyAcrylamide Gel-Electrophoresis)

PMSF - фенилметилсульфонилфторид

RF - фактор терминации трансляции (от англ. release factor)

RITOLS - репликация митохондриальной ДНК по механизму ассоциации РНК с отстающей цепью (от англ. RNA Incorporated ThroughOut the Lagging Strand) RRF - фактор рециклинга рибосомы (от англ. ribosome recycling factor) S - коэффициент седиментации

SAM - аппарат встраивания белков во внешнюю митохондриальную мембрану (от англ. sorting and assembly machinery)

SSB - белок, связывающий одноцепочечную ДНК (от англ. single strand binding) SPT - микроскопический метод наблюдения за индивидуальной частицей (от англ. Single Particle Tracking)

STED - микроскопия на основе подавления стимулированного испускания (от англ. stimulated emission depletion)

TIM - транслокационный аппарат внутренней митохондриальной мембраны (от англ. translocase of the inner membrane)

TOM - транслокационный аппарат внешней митохондриальной мембраны (от англ. translocase of the outer membrane)

TPR - тетратрикопептидный повтор (от англ. tetratricopeptide repeat)

VDAC - вольтаж-зависимый анионный канал (от англ. voltage-dependant anion channel)

АаРС - аминоацил-тРНК-синтетаза

а.о. - аминокислотный остаток

БСА - бычий сывороточный альбумин

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

кДа - килодальтон

ЛизРС - лизил-тРНК-синтетаза

МДа - мегадальтон

мт - митохондриальный

НТО - нетранслируемая область мРНК

ПААГ - полиакриламидный гель

ПВП - поливинилпирролидон

п.н. - пара нуклеотидов

РНК - рибонуклеиновая кислота

тРЛ1 - частично импортируемая в митохондрии цитозольная лизиновая тРНК дрожжей тРЛ2 - неимпортируемая в митохондрии цитозольная лизиновая тРНК дрожжей тРЛ3 - митохондриальная лизиновая тРНК дрожжей рРНК - рибосомальная рибонуклеиновая кислота тРНК - трансферная рибонуклеиновая кислота

В данной работе также использованы следующие стандартные сокращения:

- единиц измерения метрической системы СИ,

- названий нуклеотидов,

- названий аминокислот (в однобуквенном и трехбуквенном кодах),

- рибосомных белков (в соответствии с актуальной номенклатурой [1]).

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Импорт РНК в митохондрии и митохондриальная трансляция: механизмы и взаимосвязь»

ВВЕДЕНИЕ

Митохондрии - обязательные органеллы практически любой эукариотической клетки, выполняющие множество важнейших функций, среди которых клеточное дыхание, биосинтез гема и жирных кислот, участие в апоптозе и многие другие. Согласно господствующей в настоящее время в научном сообществе эндосимбиотической гипотезе, митохондрии произошли от древних свободноживущих бактерий. В процессе эволюции многие митохондриальные гены переместились в ядро, но, тем не менее, продукты их экспрессии (РНК и белки) по-прежнему функционируют в органеллах, подвергаясь процессам импорта из цитозоля. В то же вр мя, малая часть генов сохранилась и в митохондриальном геноме, в связи с чем для современных митохондрий характерно наличие собственных механизмов поддержания генома и экспрессии генов. Долгое время считалось, что молекулярно-биологические процессы в митохондриях ничем принципиально не отличаются от аналогичных процессов в бактериальной клетке. Однако развитие методологической базы молекулярной биологии позволило за последние несколько десятков лет накопить множество фактов, убедительно доказывающих наличие крайне любопытных особенностей молекулярной биологии митохондрий в сравнении с бактериями.

Данная работа посвящена исследованию двух основных молекулярных процессов биогенеза митохондрий - импорта биологических макромолекул в органеллы из цитозоля и митохондриальной трансляции.

Импорт РНК в митохондрии - процесс, описанный у множества самых разных организмов, происходящий по видоспецифическим механизмам. В зависимости от конкретного биологического вида, импорту могут подвергаться разные молекулы РНК, но в подавляющем большинстве случаев импортируются различные тРНК. Пекарские дрожжи 8асскатотусе$ сете\181ае являются удобным объектом исследования импорта тРНК в митохондрии в связи с крайне высокой специфичностью процесса - в митохондрии этих организмов импортируется лишь одна тРНК, а именно одна из двух изоакцепторных лизиновых тРНК (далее - тРЛ1). В данной работе мы сконцентрировались на исследовании процессов, происходящих с импортируемой тРНК в цитозоле, а также на описании функции тРЛ1 в матриксе митохондрий пекарских дрожжей.

Что касается митохондриальной трансляции, то она, в целом, организована по бактериальному типу, но характеризуется рядом существенных отличий от биосинтеза белка

в бактериальной клетке. В первую очередь, это связано с функциональными особенностями митохондриальной трансляции: этот процесс жестко скоординирован с процессами сборки комплексов дыхательной цепи, компонентами которых являются 7 из 8 закодированных в дрожжевом митохондриальном геноме белков. Конкретные отличия в большинстве своем имеют место на уровне структуры рибосомы, а также на уровне инициации трансляции. В частности, в митохондриях многих организмах, в том числе и сахаромицетов, долгое время не могли идентифицировать ортолог третьего фактора инициации бактериальной трансляции. В рамках данной работы были проведены исследования, направленные на идентификацию и функциональную характеристику ШЭ в митохондриях S.cerevisiae.

Цель работы

Описать молекулярные механизмы, лежащие в основе импорта РНК в митохондрии и митохондриальной трансляции пекарских дрожжей, а также исследовать функциональную связь двух этих процессов.

Задачи работы

1. Картировать элементы первичной и вторичной структуры белка ргеМвк1р, определяющие его работу в качестве фактора импорта тРНК в митохондрии дрожжей.

2. Разработать методику выделения и очистки рекомбинантного белка ргеМвк1р из клеток E.coli в нативных условиях и оценить его функциональность как фактора импорта тРНК в изолированные митохондрии дрожжей.

3. Исследовать структурные изменения тРНК в процессе их импорта в митохондрии дрожжей.

4. Оценить молекулярную динамику белка Тот40р, потенциального канала импорта тРНК во внешней мембране митохондрий дрожжей.

5. Описать функцию импортируемой дрожжевой тРНК в митохондриях.

6. Идентифицировать третий фактор инициации митохондриальной трансляции у дрожжей и провести его функциональную характеристику.

Основные положения, выносимые на защиту

1. В последовательности белка ргеМвк1р, одного из факторов импорта тРНК в митохондрии дрожжей, найдены участки, определяющие эффективность данного процесса.

Делеция некоторых из этих участков приводит к значительному уменьшению эффективности импорта, тогда как делеция других - к увеличению.

2. Получены мутантные версии белка preMsklp, способные направлять импорт в дрожжевые митохондрии таких тРНК, которые в норме в органеллы не импортируются.

3. Разработана методика выделения и очистки рекомбинантного белка preMsklp из клеток E.coli в нативных условиях. Показано, что такой белок в качестве фактора импорта тРНК в митохондрии дрожжей обладает несколько иными свойствами, чем preMsklp, выделенный из бактериальных клеток в денатурирующих условиях.

4. Показано, что возможность импортируемой дрожжевой тРНК принимать альтернативную третичную структуру определяет ее способность к импорту в митохондрии. Продемонстрировано, что такое изменение структуры тРНК индуцируется взаимодействием с ней белка Eno2p.

5. Показано, что канальный белок внешней митохондриальной мембраны дрожжей Tom40p характеризуется необычной динамикой в мембране: он совершает перемещения диффузионного характера, но только в ограниченном участке мембраны.

6. Описан новый адаптационный механизм митохондриальной трансляции у дрожжей, основанный на импорте тРНК из цитозоля.

7. Идентифицирован третий фактор инициации митохондриальной трансляции дрожжей - белок Aim23p. Показано, что его роль в митохондриях не ограничивается выполнением стандартных функций IF3: он также избирательно регулирует трансляцию некоторых индивидуальных митохондриальных мРНК.

Научная новизна и практическая ценность работы

Впервые показано, что для выполнения белком preMsklp своей функции в качестве фактора импорта тРНК в митохондрии дрожжей требуется сохранение вторичной структуры «шарнирного» участка белка, соединяющего N- и C-концевые домены.

Впервые продемонстрировано, что удаление определенных аминокислотных остатков из последовательности белка preMsklp может приводить к существенному увеличению эффективности импорта тРНК в митохондрии.

Впервые создана система неспецифического импорта тРНК в митохондрии дрожжей in vitro и in vivo.

Впервые разработана методика выделения и очистки рекомбинантного белка preMsklp из клеток E.coli в нативных условиях.

Впервые показано, что способ выделения белка рекомбинантного preMsklp из клеток E.coli определяет его свойства в качестве фактора импорта тРНК в изолированные митохондрии дрожжей.

Впервые зарегистрированы структурные изменения дрожжевой тРНК в процессе ее импорта в митохондрии. Показано, что эти изменения необходимы для эффективного импорта, и что они вызываются взаимодействием тРНК с белком Eno2p.

Впервые описан вариант молекулярной динамики белковой молекулы, характеризующийся диффузионными перемещениями в ограниченном участке пространства. Показано, что такая динамика характерна для канального белка внешней митохондриальной мембраны дрожжей Tom40p.

Впервые показано, что импортируемая в митохондрии лизиновая тРНК дрожжей необходима для нормальной работы митохондрий только при повышенной температуре роста, когда закодированная в митохондриальном геноме лизиновая тРНК становится гипомодифицированной по первому нуклеотиду антикодона и перестает эффективно связываться с не полностью комплементарным лизиновым кодоном.

Впервые идентифицирован третий фактор инициации митохондриальной трансляции дрожжей - белок Aim23p.

Впервые показано, что один и тот же белок может совмещать в себе функцию канонического IF3 и специфического активатора трансляции отдельных мРНК.

Результаты, полученные в ходе выполнения работы, позволяют приблизиться к разработке высокоэффективных систем супрессии мутаций в митохондриальном геноме, основанных на импорте нуклеиновых кислот из цитозоля, а также к созданию первой в мире системы митохондриальной трансляции in vitro.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. МОЛЕКУЛЯРНАЯ БИОЛОГИЯ МИТОХОНДРИЙ.

Митохондрии содержат свой собственный геном и способны к транскрипции и трансляции своего генетического материала. В связи с этим, в органеллах происходят все основные молекулярно-биологические процессы (репликация, репарация, рекомбинация, транскрипция, трансляция). Однако нельзя утверждать, что механизмы всех этих процессов идентичны таковым, имеющим место в ядре и цитозоля эукариотической клетки или у прокариот. Напротив, молекулярная биология митохондрий характеризуется существенным количеством механистических особенностей и отличий от соответствующих процессов в других клеточных компартментах. Более того, молекулярные основы работы митохондрий на сегодняшний день ясны далеко не полностью. Это объясняется, в основном, методологическими трудностями при работе с двумембранными органеллами. Тем не менее, основные этапы реализации генетической информации в митохондриях описаны в научной литературе по крайней мере в общих чертах и будут изложены ниже в настоящем обзоре. Отметим, что некоторые разделы обзора будут существенно более краткими, чем другие. Это связано с тем, что, к примеру, механизмы митохондриальной репликации имеют к теме данной работы гораздо меньшее отношение, чем механизмы биосинтеза белка в органеллах, и, следовательно, не должны описываться настолько же подробно, как последние. Тем не менее, мы считаем, что для формирования у читателя полной картины молекулярных основ работы митохондрий необходимо предоставить сведения обо всех их аспектах без исключения.

Также нужно сказать о том, что некоторые из этих аспектов являются в достаточной степени уникальными. Прежде всего, по причине значительной редукции митохондриального генома в процессе эволюции и переноса соответствующих генов в ядро большинство биологических макромолекул, функционирующих в органеллах, импортируются из цитозоля. Механизмы, лежащие в основе данных процессов, также описываются в настоящем обзоре.

1.1. МИТОХОНДРИАЛЬНАЯ ДНК И МЕХАНИЗМЫ ЕЕ ПОДДЕРЖАНИЯ

Митохондриальная ДНК (мтДНК) содержится во всех известных митохондриях. В соответствии с эндосимбиотической теорией [2], митохондрии произошли от древних альфапротеобактерий, и наличие в органеллах ДНК, очевидно, определяется именно этим. В процессе эволюции многие митохондриальные гены мигрировали в ядерную ДНК, соответственно, размеры митохондриальных геномов значительно уменьшились. Самые крупные современные митохондриальные геномы идентифицированы у высших растений; максимальный известный размер такого генома - 11 миллионов п.н. (8Иепе сопгса) [3], однако типичная величина митохондриальных геномов высших растений - 200-300 тысяч п.н. [4]. Эти значения в любом случае превышают размеры митохондриальных геномов других организмов (16-18 тысяч п.н. у млекопитающих [5], 30-90 тысяч п.н. у грибов [6]). Чаще всего митохондриальный геном представляет собой одну кольцевую молекулу ДНК. Тем не менее, у некоторых кишечнополостных, водорослей, грибов и одноклеточных эукариот описаны линейные митохондриальные ДНК (см. обзор [7]). Также встречаются и митохондриальные геномы, состоящие из нескольких хромосом; такие варианты ДНК митохондрий описаны у уже упоминавшихся выше высших растений, а также трипаносоматид [8].

Что касается набора генов, закодированных в митохондриальных геномах, у большинства высших эукариот он более или менее стандартный. В состав митохондриальных геномов обычно входят 8-13 белок-кодирующих генов, два гена рРНК и от 2 до 25 генов тРНК. Чаще всего кодирующими являются обе цепи митохондриальной ДНК, однако при этом в большинстве случаев с одной из цепей транскрибируется гораздо больше генов, чем с другой: например, у пекарских дрожжей все митохондриальные гены, за исключением одного гена тРНК, транскрибируются с одной цепи [6]. Исторически цепочка мтДНК человека, кодирующая большинство генов, получила название легкой, а другая, содержащая гораздо меньше генов - тяжелой (это связано с их нуклеотидным составом). Митохондриальные гены почти не содержат интронов: у млекопитающих их не найдено ни в одном гене, а у пекарских дрожжей - лишь в трех [6, 9]. Белки, закодированные в митохондриальных геномах, в подавляющем большинстве случаев являются мембранными компонентами комплексов дыхательной цепи. При этом в митохондриях обычно функционируют около 1000 различных белков; все недостающие белки импортируются в

органеллы из цитозоля (см. раздел 1.5 настоящей работы). В тех случаях, когда закодированных в митохондриальном геноме тРНК недостаточно для обеспечения процесса биосинтеза белка в органеллах, недостающие тРНК также импортируются из цитозоля (см. раздел 1.5 настоящей работы).

Нужно отметить, что даже в случае аномально больших митохондриальных геномов высших растений набор и количество кодируемых ими генов отличаются от таковых в случае типичных геномов лишь в малой степени. Увеличение размеров геномов в данном случае достигается присутствием в них длинных некодирующих областей, функции которых неясны. Некодирующие области имеются и в типичных митохондриальных геномах, однако они гораздо меньше по размерам. Например, в митохондриях человека в ДНК имеется лишь одна более или менее протяженная некодирующая область (ее размер около 1000 п.н.), называемая контрольным участком и содержащая в своем составе ориджин репликации одной из цепей и промоторные участки для транскрипции с обеих цепей [5]. Большую часть контрольного участка занимает так называемая Б-петля - сложная трехцепочечная структура, возникающая вследствие инициации репликации и поддерживающаяся в таком состоянии довольно длительное время [10]. Считается, что Б-петля служит для прикрепления мтДНК ко внутренней мембране органелл.

Отметим здесь, что в данном разделе речь пойдет, в основном, о мтДНК млекопитающих, поскольку именно ее организация исследована наиболее полно.

Схема организации мтДНК человека представлена на рисунке 1.1.

к г

<

Рисунок 1.1. Схема организации мтДНК человека. ИБР - промоторы тяжелой цепи, ЬБР - промотор легкой цепи. 0И - ориджин репликации на тяжелой цепи, 0ь - ориджин репликации на легкой цепи. Гены тРНК обозначены однобуквенным кодом соответствующих аминокислот. По [11], с изменениями.

мтДНК находится в митохондриях в форме комплексов с белками. Такие структуры получили название «нуклеоиды» [12, 13]. Митохондриальный нуклеоид и его структура в течение многих лет вызывают устойчивый интерес научного сообщества: он организации нуклеоида зависит множество процессов в митохондриях, например, наследование мтДНК, деление митохондрий и многие другие. Несмотря на длительные исследования, проводимые множеством научных коллективов, организация нуклеоида и его точный белковый состав на сегодняшний день известны еще не полностью [12]. Ниже в настоящем разделе речь пойдет об устройстве митохондриального нуклеоида млекопитающих, поскольку именно на этих объектах получено большинство экспериментальных данных.

К 2008 году у научного сообщества сформировалось представление о митохондриальном нуклеоиде как о структуре, характеризующейся многоуровневой организацией [14]. С использованием комбинации структурных и биохимических методов было показано, что целая группа митохондриальных белков физически взаимодействует с мтДНК, иными словами, находится в коровой части нуклеоида. Практически все коровые белки нуклеоида участвуют в процессах митохондриальной репликации и транскрипции (которые, таким образом, пространственно и функционально связаны между собой). Среди этих белков ДНК-полимераза POLG, РНК-полимераза POLRMT, топоизомераза I, хеликаза Twinkle, белок mtSSB (ортолог бактериального SSB, связывающегося с одноцепочечной ДНК в ходе репликации), факторы транскрипции TFAM, TFB1M и TFB2M. Видимо, в коровой части нуклеоида располагаются и другие белки, число которых может достигать нескольких десятков [14]. На внешнем уровне нуклеоида располагаются белки, принимающие участие в более поздних стадиях процесса экспрессии митохондриальных генов - посттранскрипционных событиях, связанных с РНК, а также биосинтеза белка. Также считается, что в состав нуклеоида входит белок ATAD3, осуществляющий функцию заякоривания нуклеоида на внутренней мембране митохондрий [15].

Вогросо количестве копий мтДНК в нуклеоиде как в структурно-функциональной единице митохондриального генома до сих пор вызывает оживленные дискуссии специалистов. Самые ранние работы на эту тему говории в пользу 1-2 молекул ДНК в каждом нуклеоиде [16], однако затем появилась целая серия работ, в которых демонстрировалось, что нуклеоид может объединять в среднем по 5-6 копий мтДНК [17, 18, 19]. В самых современных работах, в которых использовались сложные методы микроскопии, было показано то же самое, что и в первой работе, цитированной выше: в каждом нуклеоиде присутствуют 1-2 молекулы митохондриальной ДНК [20]. Возможно также, что значений данного параметра не является универсальным для целого организма млекопитающего животного, а напротив, обладает тканеспецифичностью; так, по всей видимости, количество молекул ДНК на один нуклеоид в соматических клетках выше, чем в половых [21].

В целом, тот факт, что как минимум некоторые нуклеоиды содержат в своем составе более одной копии мтДНК, в настоящее время сомнению не подвергается. Остается, однако, не совсем ясным функциональное значение этого феномена. В литературе для обоснования многокопийности мтДНК в нуклеоиде высказывалась следующая гипотеза. Общеизвестно,

что частота мутаций в митохондриальном геноме относительно высока, и связано это с высокой концентрацией в органеллах эффективных естественных мутагенов - активных форм кислорода. Вполне возможно, что дополнительные копии мтДНК служат своего рода резервом, позволяющим защитным системам органелл в случае выявления какого-либо дефекта в о дно й из мо лекул ДНК осуществлять репарацию повреждения по механизму генной конверсии [15].

Для объяснения «малокопийности» мтДНК в нуклеоиде также была высказана оригинальная гипотеза, опять же связанная с повышенной частотой мутаций в ДНК митохондрий. В случае, если защитные системы органеллы смогли исправить некое повреждение, унаследованное всеми молекулами мтДНК от предыдущих клеточных поколений, хотя бы в одной копии мтДНК, это даст клетке ощутимое преимущество только в том случае, если общее количество мтДНК невелико (тогда доля «исправленных» молекул будет высока, и это может проявиться фенотипически) [22].

Еще одним интересным моментом, связанным с копийностью мтДНК в составе нуклеоида, является обмен ДНК между разными нуклеоидами. На первый взгляд кажется логичным предположить, что такой процесс не имеет значимого биологического смысла, а, следовательно, не должен происходить в живой клетке. Это соображение нашло в 2000 году свое экспериментальное подтверждение [23]. Однако четырьмя годами позже другая группа исследователей показала, что процесс обмена молекул мтДНК между нуклеоидами имеет место и, более того, сопровождается рекомбинацией между «родной» и «чужеродной» молекулами мтДНК [24]. Было высказано предположение, что данный процесс может использоваться клеткой для селекции нормальных молекул мтДНК в том случае, когда в ней присутствуют как обычные, так и мутантные копии. Механизмы этого явления в настоящее время неизвестны. Более того, в более поздних работах процесс миграции молекул мтДНК из одного нуклеоида в другой не нашел подтверждения [19, 20]. Таким образом, данная проблема на сегодняшний день остается нерешенной.

Так или иначе, поскольку одна митохондрия может содержать несколько нуклеоидов, а одна клетка - несколько митохондрий, очевидно, что в каждой клетке млекопитающих одновременно присутствует несколько молекул мтДНК. Мутации и полиморфизмы в мтДНК, как уже отмечалось выше, нередки, но очень редко затрагивают все до единой клеточные копии митохондриального генома. Феномен одномоментного присутствия в одной клетке (или органе, или ткани) разных вариантов мтДНК называется гетероплазмией.

Соответственно, гомоплазмией принято называть такое состояние, когда все копии мтДНК в данной клетке идентичны. Достаточно многочисленные патогенные мутации в мтДНК чаще всего находятся в гетероплазмическом состоянии, и именно уровень гетероплазмии определяет фенотипическое проявление той или иной мутации (см. обзор [25]). Что касается полиморфизмов, определяющих принадлежность человека к той или иной митохондриальной гаплогруппе, то, по всей видимости, они также находятся в состоянии гетероплазмии, но с глобальным преобладанием одного из гаплотипов данного полиморфизма над другими [26, 27].

Перейдем теперь к описанию белков, входящих в состав митохондриального нуклеоида.

РНК-полимераза РОЬКМТ. В настоящее время общепринятой является эндосимбиотическая теория [2], согласно которой, митохондрии произошли от древних свободноживущих альфапротеобактерий. Однако митохондриальная РНК-полимераза имеет гораздо большее сходство с аналогичными ферментами бактериофагов, чем собственно бактерий. РНК-полимераза митохондрий млекопитающих получила название РОЬЯМТ. У человека этот белок состоит из 1230 аминокислотных остатков и подразделяется на три четко выраженных домена. Два из них (С-концевой и центральный) обеспечивают полимеразную активность фермента; помимо них, в белке имеется также ^-концевой домен. С-концевой домен РОЬЯМТ по своей последовательности схож с ортологами бактериофагов [28], тогда как центральный домен не обладает схожестью с фаговыми ферментами по аминокислотному составу, но характеризуется структурной гомологией с соответствующими доменами РНК-полимераз фагов [29]. Для С-концевого домена также показана процессирующая функция: именно он помогает ферменту удерживаться на матрице в ходе синтеза РНК [30]. Митохондриальные белки часто содержат в своем составе участки, отсутствующие в их ортологах из других клеточных компартментов и организмов; в случае РОЬЯМТ таким уникальным участком является ^-концевой домен. Он подразделяется на несколько субдоменов, из которых можно выделить РРЯ-домен, основная функция которого, по всей видимости, заключается в обеспечении выхода синтезированной РНК из транскрипционного комплекса [30], неструктурированный участок, важный для связывания с промотором, но не для собственно РНК-полимеразной активности [29], а также сигнальную последовательность, направляющую предшественник белка на импорт в органеллы из

цитозоля. Помимо этого, ^-концевой домен POLRMT участвует в инициации транскрипции, процессинге РНК и в некоторых других процессах [31].

Считается, что одной из причин нахождения POLRMT в составе митохондриального нуклеоида является необходимость синтеза РНК-затравки для инициации репликации мтДНК [32].

TFAM. Основная функция данного белка - участие в митохондриальной транскрипции (см. ниже), однако, помимо этого, он выполняет роль «укладчика» мтДНК в нуклеоиде, изгибая и тем самым компактизуя ее. Молекулярный вес TFAM составляет около 25 кДа. Основными структурными элементами этого белка являются два ДНК-связывающих HMG-домена (от англ. High Mobility Group, высокомобильная группа), соединенные неструктурированным линкерным участком [33, 34]. Связывание TFAM с мтДНК происходит по малой бороздке, с интеркаляцией гидрофобных участков между ее азотистыми основаниями. Это и является причиной изгиба ДНК при таком взаимодействии [35]. Вполне возможно, что связывание TFAM с мтДНК является кооперативным, то есть чем больше молекул белка связалось с ДНК, тем более ярко выражены ее изгибы, что, в свою очередь, стимулирует связывание с ней новых молекул белка. TFAM связывается с мтДНК, будучи димером [36]. Количество таких димеров на одну молекулу мтДНК человека в норме составляет около 500 [37, 38]. Если же количество TFAM превышает данное значение, подавляются два основных матричных процесса в митохондриях - репликация и транскрипция ДНК [39]. Высказывается предположение, что некоторая часть молекул мтДНК может находиться в неактивном состоянии, поскольку с ними связано большое количество молекул TFAM [36]. Более того, известно, что при уменьшении количества TFAM в клетке пропорционально уменьшается количество мтДНК [40]. Интересно, что при этом количество митохондриальных транскриптов остается в норме, что указывает на усиление транскрипции мтДНК в ситуации, когда количество белка TFAM меньше нормы. Таким образом, данный белок является основным регулятором количества и активности мтДНК [41].

TFB1M и TFB2M. Эти белки также являются факторами транскрипции, причем роль в данном процессе белка TFB2M более важна, чем в случае TFB1M [42]. В то же время, они необходимы и для поддержания структуры нуклеоида. Белок TFB1M метилирует 12S рРНК [43]. Именно эта функция белка критически важна для клетки - участие TFB1M в митохондриальной транскрипции в присутствии TFB2M является необязательным, но при

этом мыши, нокаутированые по TFB1M, погибают на стадии эмбриона [44]. Исследования на клеточных культурах позволили показать, что отсутствие гена TFB1M в первую очередь приводит к ингибированию митохондриальной трансляции (судя по всему, то происходит вследствие некорректной сборки митохондриальных рибосом, вызванной нарушениями метилирования рРНК) [45]. Повышенное содержание TFB1M в митохондриях, напротив, приводит к усилению метилирования рРНК, что все равно приводит к нарушениям митохондриальной трансляции [46]. Две функции TFB1M - метилирование рРНК и транскрипция - физически разнесены по разным доменам белка [47]. Можно полагать, что TFB2M у млекопитающих эволюционировал в сторону специализированного транскрипционного фактора, в то время как TFB1M, оставаясь важным для транскрипции, приобрел другую основную функцию - ДНК-метилтрансферазную активность.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Каменский, Петр Андреевич, 2017 год

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Ban, N., Beckmann, R., Cate, J. H., Dinman, J. D., Dragon, F., Ellis, S. R., Lafontaine, D. L., Lindahl, L., Liljas, A., Lipton, J. M., McAlear, M. A., Moore, P. B., Noller, H. F., Ortega, J., Panse, V. G., Ramakrishnan, V., Spahn, C. M., Steitz, T. A., Tchorzewski, M., Tollervey, D., Warren, A. J., Williamson, J. R., Wilson, D., Yonath, A., and Yusupov, M. (2014) A new system for naming ribosomal proteins, Curr Opin Struct Biol 24, 165-169.

2. Martin, W. F., Garg, S., and Zimorski, V. (2015) Endosymbiotic theories for eukaryote origin, Philos Trans R Soc LondB Biol Sci 370, 20140330.

3. Sloan, D. B., Alverson, A. J., Chuckalovcak, J. P., Wu, M., McCauley, D. E., Palmer, J. D., and Taylor, D. R. (2012) Rapid evolution of enormous, multichromosomal genomes in flowering plant mitochondria with exceptionally high mutation rates, PLoSBiol 10, e1001241.

4. Gualberto, J. M., Mileshina, D., Wallet, C., Niazi, A. K., Weber-Lotfi, F., and Dietrich, A. (2014) The plant mitochondrial genome: dynamics and maintenance, Biochimie 100, 107-120.

5. Anderson, S., Bankier, A. T., Barrell, B. G., de Bruijn, M. H., Coulson, A. R., Drouin, J., Eperon, I. C., Nierlich, D. P., Roe, B. A., Sanger, F., Schreier, P. H., Smith, A. J., Staden, R., and Young, I. G. (1981) Sequence and organization of the human mitochondrial genome, Nature 290, 457-465.

6. Foury, F., Roganti, T., Lecrenier, N., and Purnelle, B. (1998) The complete sequence of the mitochondrial genome of Saccharomyces cerevisiae, FEBSLett 440, 325-331.

7. Burger, G., Gray, M. W., and Lang, B. F. (2003) Mitochondrial genomes: anything goes, Trends Genet 19, 709-716.

8. Kolesnikov, A. A., and Gerasimov, E. S. (2012) Diversity of mitochondrial genome organization, Biochemistry (Mosc) 77, 1424-1435.

9. Lang, B. F., Laforest, M. J., and Burger, G. (2007) Mitochondrial introns: a critical view, Trends Genet 23, 119-125.

10. Doda, J. N., Wright, C. T., and Clayton, D. A. (1981) Elongation of displacement-loop strands in human and mouse mitochondrial DNA is arrested near specific template sequences, Proc Natl Acad Sci U S A 78, 6116-6120.

11. McKinney, E. A., and Oliveira, M. T. (2013) Replicating animal mitochondrial DNA, Genet Mol Biol 36, 308-315.

12. Spelbrink, J. N. (2010) Functional organization of mammalian mitochondrial DNA in nucleoids: history, recent developments, and future challenges, IUBMB Life 62, 19-32.

13. Bogenhagen, D. F. (2012) Mitochondrial DNA nucleoid structure, Biochim Biophys Acta 1819, 914-920.

14. Bogenhagen, D. F., Rousseau, D., and Burke, S. (2008) The layered structure of human mitochondrial DNA nucleoids, J Biol Chem 283, 3665-3675.

15. Holt, I. J., He, J., Mao, C. C., Boyd-Kirkup, J. D., Martinsson, P., Sembongi, H., Reyes, A., and Spelbrink, J. N. (2007) Mammalian mitochondrial nucleoids: organizing an independently minded genome, Mitochondrion 7, 311-321.

16. Satoh, M., and Kuroiwa, T. (1991) Organization of multiple nucleoids and DNA molecules in mitochondria of a human cell, Exp Cell Res 196, 137-140.

17. Iborra, F. J., Kimura, H., and Cook, P. R. (2004) The functional organization of mitochondrial genomes in human cells, BMC Biol 2, 9.

18. Legros, F., Malka, F., Frachon, P., Lombes, A., and Rojo, M. (2004) Organization and dynamics of human mitochondrial DNA, J Cell Sci 117, 2653-2662.

19. Gilkerson, R. W., Schon, E. A., Hernandez, E., and Davidson, M. M. (2008) Mitochondrial nucleoids maintain genetic autonomy but allow for functional complementation, J Cell Biol 181, 1117-1128.

20. Kukat, C., Wurm, C. A., Spahr, H., Falkenberg, M., Larsson, N. G., and Jakobs, S. (2011) Super-resolution microscopy reveals that mammalian mitochondrial nucleoids have a uniform size and frequently contain a single copy of mtDNA, Proc Natl Acad Sci U S A 108, 13534-13539.

21. Van Blerkom, J. (2011) Mitochondrial function in the human oocyte and embryo and their role in developmental competence, Mitochondrion 11, 797-813.

22. Bogenhagen, D. F. (2010) Does mtDNA nucleoid organization impact aging?, Exp Gerontol 45, 473-477.

23. Jacobs, H. T., Lehtinen, S. K., and Spelbrink, J. N. (2000) No sex please, we're mitochondria: a hypothesis on the somatic unit of inheritance of mammalian mtDNA, Bioessays 22, 564-572.

24. D'Aurelio, M., Gajewski, C. D., Lin, M. T., Mauck, W. M., Shao, L. Z., Lenaz, G., Moraes, C. T., and Manfredi, G. (2004) Heterologous mitochondrial DNA recombination in human cells, Hum Mol Genet 13, 3171-3179.

25. Wang, J., Schmitt, E. S., Landsverk, M. L., Zhang, V. W., Li, F. Y., Graham, B. H., Craigen, W. J., and Wong, L. J. (2012) An integrated approach for classifying mitochondrial DNA variants: one clinical diagnostic laboratory's experience, Genet Med 14, 620-626.

26. He, Y., Wu, J., Dressman, D. C., Iacobuzio-Donahue, C., Markowitz, S. D., Velculescu, V. E., Diaz, L. A., Jr., Kinzler, K. W., Vogelstein, B., and Papadopoulos, N. (2010) Heteroplasmic mitochondrial DNA mutations in normal and tumour cells, Nature 464, 610-614.

27. Payne, B. A., Wilson, I. J., Yu-Wai-Man, P., Coxhead, J., Deehan, D., Horvath, R., Taylor, R. W., Samuels, D. C., Santibanez-Koref, M., and Chinnery, P. F. (2013) Universal heteroplasmy of human mitochondrial DNA, Hum Mol Genet 22, 384-390.

28. Cermakian, N., Ikeda, T. M., Miramontes, P., Lang, B. F., Gray, M. W., and Cedergren, R. (1997) On the evolution of the single-subunit RNA polymerases, J Mol Evol 45, 671681.

29. Ringel, R., Sologub, M., Morozov, Y. I., Litonin, D., Cramer, P., and Temiakov, D. (2011) Structure of human mitochondrial RNA polymerase, Nature 478, 269-273.

30. Schwinghammer, K., Cheung, A. C., Morozov, Y. I., Agaronyan, K., Temiakov, D., and Cramer, P. (2013) Structure of human mitochondrial RNA polymerase elongation complex, Nat Struct Mol Biol 20, 1298-1303.

31. Arnold, J. J., Sharma, S. D., Feng, J. Y., Ray, A. S., Smidansky, E. D., Kireeva, M. L., Cho, A., Perry, J., Vela, J. E., Park, Y., Xu, Y., Tian, Y., Babusis, D., Barauskus, O., Peterson, B. R., Gnatt, A., Kashlev, M., Zhong, W., and Cameron, C. E. (2012) Sensitivity of mitochondrial transcription and resistance of RNA polymerase II dependent nuclear transcription to antiviral ribonucleosides, PLoSPathog 8, e1003030.

32. Bonawitz, N. D., Clayton, D. A., and Shadel, G. S. (2006) Initiation and beyond: multiple functions of the human mitochondrial transcription machinery, Mol Cell 24, 813-825.

33. Garstka, H. L., Schmitt, W. E., Schultz, J., Sogl, B., Silakowski, B., Perez-Martos, A., Montoya, J., and Wiesner, R. J. (2003) Import of mitochondrial transcription factor A (TFAM) into rat liver mitochondria stimulates transcription of mitochondrial DNA, Nucleic Acids Res 31, 5039-5047.

34. Ngo, H. B., Kaiser, J. T., and Chan, D. C. (2011) The mitochondrial transcription and packaging factor Tfam imposes a U-turn on mitochondrial DNA, Nat Struct Mol Biol 18, 12901296.

35. Fisher, R. P., Lisowsky, T., Parisi, M. A., and Clayton, D. A. (1992) DNA wrapping and bending by a mitochondrial high mobility group-like transcriptional activator protein, J Biol Chem 267, 3358-3367.

36. Campbell, C. T., Kolesar, J. E., and Kaufman, B. A. (2012) Mitochondrial transcription factor A regulates mitochondrial transcription initiation, DNA packaging, and genome copy number, Biochim Biophys Acta 1819, 921-929.

37. Ekstrand, M. I., Falkenberg, M., Rantanen, A., Park, C. B., Gaspari, M., Hultenby, K., Rustin, P., Gustafsson, C. M., and Larsson, N. G. (2004) Mitochondrial transcription factor A regulates mtDNA copy number in mammals, Hum Mol Genet 13, 935-944.

38. Alam, T. I., Kanki, T., Muta, T., Ukaji, K., Abe, Y., Nakayama, H., Takio, K., Hamasaki, N., and Kang, D. (2003) Human mitochondrial DNA is packaged with TFAM, Nucleic Acids Res 31, 1640-1645.

39. Shutt, T. E., Bestwick, M., and Shadel, G. S. (2011) The core human mitochondrial transcription initiation complex: It only takes two to tango, Transcription 2, 55-59.

40. Larsson, N. G., Wang, J., Wilhelmsson, H., Oldfors, A., Rustin, P., Lewandoski, M., Barsh, G. S., and Clayton, D. A. (1998) Mitochondrial transcription factor A is necessary for mtDNA maintenance and embryogenesis in mice [see comments], Nat Genet 18, 231-236.

41. Kaufman, B. A., Durisic, N., Mativetsky, J. M., Costantino, S., Hancock, M. A., Grutter, P., and Shoubridge, E. A. (2007) The mitochondrial transcription factor TFAM coordinates the assembly of multiple DNA molecules into nucleoid-like structures, Mol Biol Cell 18, 32253236.

42. Falkenberg, M., Gaspari, M., Rantanen, A., Trifunovic, A., Larsson, N. G., and Gustafsson, C. M. (2002) Mitochondrial transcription factors B1 and B2 activate transcription of human mtDNA, Nat Genet 31, 289-294.

43. Seidel-Rogol, B. L., McCulloch, V., and Shadel, G. S. (2003) Human mitochondrial transcription factor B1 methylates ribosomal RNA at a conserved stem-loop, Nat Genet 33, 23-24.

44. Metodiev, M. D., Lesko, N., Park, C. B., Camara, Y., Shi, Y., Wibom, R., Hultenby, K., Gustafsson, C. M., and Larsson, N. G. (2009) Methylation of 12S rRNA is necessary for in vivo stability of the small subunit of the mammalian mitochondrial ribosome, CellMetab 9, 386-397.

45. Cotney, J., McKay, S. E., and Shadel, G. S. (2009) Elucidation of separate, but collaborative functions of the rRNA methyltransferase-related human mitochondrial transcription factors B1 and B2 in mitochondrial biogenesis reveals new insight into maternally inherited deafness, Hum Mol Genet 18, 2670-2682.

46. Cotney, J., Wang, Z., and Shadel, G. S. (2007) Relative abundance of the human mitochondrial transcription system and distinct roles for h-mtTFB1 and h-mtTFB2 in mitochondrial biogenesis and gene expression, Nucleic Acids Res 35, 4042-4054.

47. McCulloch, V., and Shadel, G. S. (2003) Human mitochondrial transcription factor B1 interacts with the C-terminal activation region of h-mtTFA and stimulates transcription independently of its RNA methyltransferase activity, Mol Cell Biol 23, 5816-5824.

48. Hensen, F., Cansiz, S., Gerhold, J. M., and Spelbrink, J. N. (2014) To be or not to be a nucleoid protein: a comparison of mass-spectrometry based approaches in the identification of potential mtDNA-nucleoid associated proteins, Biochimie 100, 219-226.

49. Clayton, D. A., and Vinograd, J. (1967) Circular dimer and catenate forms of mitochondrial DNA in human leukaemic leucocytes, Nature 216, 652-657.

50. Clayton, D. A., and Vinograd, J. (1969) Complex mitochondrial DNA in leukemic and normal human myeloid cells, Proc Natl Acad Sci U S A 62, 1077-1084.

51. Holt, I. J., Dunbar, D. R., and Jacobs, H. T. (1997) Behaviour of a population of partially duplicated mitochondrial DNA molecules in cell culture: segregation, maintenance and recombination dependent upon nuclear background, Hum Mol Genet 6, 1251-1260.

52. Tang, Y., Manfredi, G., Hirano, M., and Schon, E. A. (2000) Maintenance of human rearranged mitochondrial DNAs in long-term cultured transmitochondrial cell lines, Mol Biol Cell 11, 2349-2358.

53. Mita, S., Rizzuto, R., Moraes, C. T., Shanske, S., Arnaudo, E., Fabrizi, G. M., Koga, Y., DiMauro, S., and Schon, E. A. (1990) Recombination via flanking direct repeats is a major cause of large-scale deletions of human mitochondrial DNA, Nucleic Acids Res 18, 561-567.

54. Pohjoismaki, J. L., Goffart, S., Tyynismaa, H., Willcox, S., Ide, T., Kang, D., Suomalainen, A., Karhunen, P. J., Griffith, J. D., Holt, I. J., and Jacobs, H. T. (2009) Human heart mitochondrial DNA is organized in complex catenated networks containing abundant four-way junctions and replication forks, J Biol Chem 284, 21446-21457.

55. Kraytsberg, Y., Schwartz, M., Brown, T. A., Ebralidse, K., Kunz, W. S., Clayton, D. A., Vissing, J., and Khrapko, K. (2004) Recombination of human mitochondrial DNA, Science 304, 981.

56. Bacman, S. R., Williams, S. L., and Moraes, C. T. (2009) Intra- and inter-molecular recombination of mitochondrial DNA after in vivo induction of multiple double-strand breaks, Nucleic Acids Res 37, 4218-4226.

57. McGlynn, P. (2004) Links between DNA replication and recombination in prokaryotes, Curr Opin Genet Dev 14, 107-112.

58. Chen, X. J. (2013) Mechanism of homologous recombination and implications for aging-related deletions in mitochondrial DNA, Microbiol Mol Biol Rev 77, 476-496.

59. Yang, C., Curth, U., Urbanke, C., and Kang, C. (1997) Crystal structure of human mitochondrial single-stranded DNA binding protein at 2.4 A resolution, Nat Struct Biol 4, 153-157.

60. White, M. F., and Lilley, D. M. (1996) The structure-selectivity and sequence-preference of the junction-resolving enzyme CCE1 of Saccharomyces cerevisiae, J Mol Biol 257, 330-341.

61. Fogg, J. M., Schofield, M. J., Declais, A. C., and Lilley, D. M. (2000) Yeast resolving enzyme CCE1 makes sequential cleavages in DNA junctions within the lifetime of the complex, Biochemistry 39, 4082-4089.

62. Ohno, T., Umeda, S., Hamasaki, N., and Kang, D. (2000) Binding of human mitochondrial transcription factor A, an HMG box protein, to a four-way DNA junction, Biochem Biophys Res Commun 271, 492-498.

63. Howell, N. (1996) Mutational analysis of the human mitochondrial genome branches into the realm of bacterial genetics, Am J Hum Genet 59, 749-755.

64. Wallace, S. S. (2014) Base excision repair: a critical player in many games, DNA Repair (Amst) 19, 14-26.

65. Nakabeppu, Y. (2001) Regulation of intracellular localization of human MTH1, OGG1, and MYH proteins for repair of oxidative DNA damage, Prog Nucleic Acid Res Mol Biol 68, 75-94.

66. Demple, B., and Sung, J. S. (2005) Molecular and biological roles of Ape1 protein in mammalian base excision repair, DNA Repair (Amst) 4, 1442-1449.

67. Dou, H., Theriot, C. A., Das, A., Hegde, M. L., Matsumoto, Y., Boldogh, I., Hazra, T. K., Bhakat, K. K., and Mitra, S. (2008) Interaction of the human DNA glycosylase NEIL1 with proliferating cell nuclear antigen. The potential for replication-associated repair of oxidized bases in mammalian genomes, J Biol Chem 283, 3130-3140.

68. Kazak, L., Reyes, A., and Holt, I. J. (2012) Minimizing the damage: repair pathways keep mitochondrial DNA intact, Nat Rev Mol Cell Biol 13, 659-671.

69. Tahbaz, N., Subedi, S., and Weinfeld, M. (2012) Role of polynucleotide kinase/phosphatase in mitochondrial DNA repair, Nucleic Acids Res 40, 3484-3495.

70. Longley, M. J., Prasad, R., Srivastava, D. K., Wilson, S. H., and Copeland, W. C. (1998) Identification of 5'-deoxyribose phosphate lyase activity in human DNA polymerase gamma and its role in mitochondrial base excision repair in vitro, Proc Natl Acad Sci U S A 95, 1224412248.

71. Pinz, K. G., and Bogenhagen, D. F. (2006) The influence of the DNA polymerase gamma accessory subunit on base excision repair by the catalytic subunit, DNA Repair (Amst) 5, 121-128.

72. Holt, I. J., and Reyes, A. (2012) Human mitochondrial DNA replication, Cold Spring Harb Perspect Biol 4, 1-15.

73. Korhonen, J. A., Pham, X. H., Pellegrini, M., and Falkenberg, M. (2004) Reconstitution of a minimal mtDNA replisome in vitro, EMBO J23, 2423-2429.

74. Robberson, D. L., and Clayton, D. A. (1972) Replication of mitochondrial DNA in mouse L cells and their thymidine kinase - derivatives: displacement replication on a covalently-closed circular template, Proc Natl Acad Sci U S A 69, 3810-3814.

75. Fuste, J. M., Wanrooij, S., Jemt, E., Granycome, C. E., Cluett, T. J., Shi, Y., Atanassova, N., Holt, I. J., Gustafsson, C. M., and Falkenberg, M. (2010) Mitochondrial RNA polymerase is needed for activation of the origin of light-strand DNA replication, Mol Cell 37, 6778.

76. Yang, M. Y., Bowmaker, M., Reyes, A., Vergani, L., Angeli, P., Gringeri, E., Jacobs, H. T., and Holt, I. J. (2002) Biased incorporation of ribonucleotides on the mitochondrial L-strand accounts for apparent strand-asymmetric DNA replication, Cell 111, 495-505.

77. Pohjoismaki, J. L., Holmes, J. B., Wood, S. R., Yang, M. Y., Yasukawa, T., Reyes, A., Bailey, L. J., Cluett, T. J., Goffart, S., Willcox, S., Rigby, R. E., Jackson, A. P., Spelbrink, J. N., Griffith, J. D., Crouch, R. J., Jacobs, H. T., and Holt, I. J. (2010) Mammalian mitochondrial DNA

replication intermediates are essentially duplex but contain extensive tracts of RNA/DNA hybrid, J Mol Biol 397, 1144-1155.

78. Yasukawa, T., Reyes, A., Cluett, T. J., Yang, M. Y., Bowmaker, M., Jacobs, H. T., and Holt, I. J. (2006) Replication of vertebrate mitochondrial DNA entails transient ribonucleotide incorporation throughout the lagging strand, EMBO J25, 5358-5371.

79. Bogenhagen, D. F., and Clayton, D. A. (2003) The mitochondrial DNA replication bubble has not burst, Trends Biochem Sci 28, 357-360.

80. Holt, I. J., and Jacobs, H. T. (2003) Response: The mitochondrial DNA replication bubble has not burst, Trends Biochem Sci 28, 355-356.

81. Bogenhagen, D. F., and Clayton, D. A. (2003) Concluding remarks: The mitochondrial DNA replication bubble has not burst, Trends Biochem Sci 28, 404-405.

82. Holt, I. J., Lorimer, H. E., and Jacobs, H. T. (2000) Coupled leading- and laggingstrand synthesis of mammalian mitochondrial DNA, Cell 100, 515-524.

83. Bowmaker, M., Yang, M. Y., Yasukawa, T., Reyes, A., Jacobs, H. T., Huberman, J. A., and Holt, I. J. (2003) Mammalian mitochondrial DNA replicates bidirectionally from an initiation zone, J Biol Chem 278, 50961-50969.

84. Fish, J., Raule, N., and Attardi, G. (2004) Discovery of a major D-loop replication origin reveals two modes of human mtDNA synthesis, Science 306, 2098-2101.

85. Bestwick, M. L., and Shadel, G. S. (2013) Accessorizing the human mitochondrial transcription machinery, Trends Biochem Sci 38, 283-291.

86. Micol, V., Fernandez-Silva, P., and Attardi, G. (1997) Functional analysis of in vivo and in organello footprinting of HeLa cell mitochondrial DNA in relationship to ATP and ethidium bromide effects on transcription, J Biol Chem 272, 18896-18904.

87. Greber, B. J., Boehringer, D., Leibundgut, M., Bieri, P., Leitner, A., Schmitz, N., Aebersold, R., and Ban, N. (2014) The complete structure of the large subunit of the mammalian mitochondrial ribosome, Nature 515, 283-286.

88. Brown, A., Amunts, A., Bai, X. C., Sugimoto, Y., Edwards, P. C., Murshudov, G., Scheres, S. H., and Ramakrishnan, V. (2014) Structure of the large ribosomal subunit from human mitochondria, Science 346, 718-722.

89. Greber, B. J., Bieri, P., Leibundgut, M., Leitner, A., Aebersold, R., Boehringer, D., and Ban, N. (2015) Ribosome. The complete structure of the 55S mammalian mitochondrial ribosome, Science 348, 303-308.

90. Amunts, A., Brown, A., Toots, J., Scheres, S. H., and Ramakrishnan, V. (2015) Ribosome. The structure of the human mitochondrial ribosome, Science 348, 95-98.

91. Ojala, D., Montoya, J., and Attardi, G. (1981) tRNA punctuation model of RNA processing in human mitochondria, Nature 290, 470-474.

92. Rossmanith, W. (2012) Of P and Z: mitochondrial tRNA processing enzymes, Biochim Biophys Acta 1819, 1017-1026.

93. Brown, T. A., Tkachuk, A. N., and Clayton, D. A. (2015) Mitochondrial Transcription Factor A (TFAM) Binds to RNA Containing 4-Way Junctions and Mitochondrial tRNA, PLoS One 10, e0142436.

94. Shutt, T. E., Lodeiro, M. F., Cotney, J., Cameron, C. E., and Shadel, G. S. (2010) Core human mitochondrial transcription apparatus is a regulated two-component system in vitro, Proc Natl Acad Sci U S A 107, 12133-12138.

95. Shi, Y., Dierckx, A., Wanrooij, P. H., Wanrooij, S., Larsson, N. G., Wilhelmsson, L. M., Falkenberg, M., and Gustafsson, C. M. (2012) Mammalian transcription factor A is a core component of the mitochondrial transcription machinery, Proc Natl Acad Sci U S A 109, 1651016515.

96. Gangelhoff, T. A., Mungalachetty, P. S., Nix, J. C., and Churchill, M. E. (2009) Structural analysis and DNA binding of the HMG domains of the human mitochondrial transcription factor A, Nucleic Acids Res 37, 3153-3164.

97. Gaspari, M., Falkenberg, M., Larsson, N. G., and Gustafsson, C. M. (2004) The mitochondrial RNA polymerase contributes critically to promoter specificity in mammalian cells, EMBO J23, 4606-4614.

98. Malarkey, C. S., Bestwick, M., Kuhlwilm, J. E., Shadel, G. S., and Churchill, M. E. (2012) Transcriptional activation by mitochondrial transcription factor A involves preferential distortion of promoter DNA, Nucleic Acids Res 40, 614-624.

99. Lodeiro, M. F., Uchida, A., Bestwick, M., Moustafa, I. M., Arnold, J. J., Shadel, G. S., and Cameron, C. E. (2012) Transcription from the second heavy-strand promoter of human mtDNA is repressed by transcription factor A in vitro, Proc Natl Acad Sci U S A 109, 6513-6518.

100. Zollo, O., Tiranti, V., and Sondheimer, N. (2012) Transcriptional requirements of the distal heavy-strand promoter of mtDNA, Proc Natl Acad Sci U S A 109, 6508-6512.

101. Yoh, S. M., Cho, H., Pickle, L., Evans, R. M., and Jones, K. A. (2007) The Spt6 SH2 domain binds Ser2-P RNAPII to direct Iws1-dependent mRNA splicing and export, Genes Dev 21, 160-174.

102. Minczuk, M., He, J., Duch, A. M., Ettema, T. J., Chlebowski, A., Dzionek, K., Nijtmans, L. G., Huynen, M. A., and Holt, I. J. (2011) TEFM (c17orf42) is necessary for transcription of human mtDNA, Nucleic Acids Res 39, 4284-4299.

103. Surovtseva, Y. V., Shutt, T. E., Cotney, J., Cimen, H., Chen, S. Y., Koc, E. C., and Shadel, G. S. (2011) Mitochondrial ribosomal protein L12 selectively associates with human

mitochondrial RNA polymerase to activate transcription, Proc Natl Acad Sci U S A 108, 1792117926.

104. Wang, Z., Cotney, J., and Shadel, G. S. (2007) Human mitochondrial ribosomal protein MRPL12 interacts directly with mitochondrial RNA polymerase to modulate mitochondrial gene expression, J Biol Chem 282, 12610-12618.

105. Sterky, F. H., Ruzzenente, B., Gustafsson, C. M., Samuelsson, T., and Larsson, N. G. (2010) LRPPRC is a mitochondrial matrix protein that is conserved in metazoans, Biochem Biophys Res Commun 398, 759-764.

106. Sondheimer, N., Fang, J. K., Polyak, E., Falk, M. J., and Avadhani, N. G. (2010) Leucine-rich pentatricopeptide-repeat containing protein regulates mitochondrial transcription, Biochemistry 49, 7467-7473.

107. Liu, L., Sanosaka, M., Lei, S., Bestwick, M. L., Frey, J. H., Jr., Surovtseva, Y. V., Shadel, G. S., and Cooper, M. P. (2011) LRP130 protein remodels mitochondria and stimulates fatty acid oxidation, J Biol Chem 286, 41253-41264.

108. Kruse, B., Narasimhan, N., and Attardi, G. (1989) Termination of transcription in human mitochondria: identification and purification of a DNA binding protein factor that promotes termination, Cell 58, 391-397.

109. Yakubovskaya, E., Mejia, E., Byrnes, J., Hambardjieva, E., and Garcia-Diaz, M. (2010) Helix unwinding and base flipping enable human MTERF1 to terminate mitochondrial transcription, Cell 141, 982-993.

110. Martin, M., Cho, J., Cesare, A. J., Griffith, J. D., and Attardi, G. (2005) Termination factor-mediated DNA loop between termination and initiation sites drives mitochondrial rRNA synthesis, Cell 123, 1227-1240.

111. Camasamudram, V., Fang, J. K., and Avadhani, N. G. (2003) Transcription termination at the mouse mitochondrial H-strand promoter distal site requires an A/T rich sequence motif and sequence specific DNA binding proteins, Eur J Biochem 270, 1128-1140.

112. Amunts, A., Brown, A., Bai, X. C., Llacer, J. L., Hussain, T., Emsley, P., Long, F., Murshudov, G., Scheres, S. H., and Ramakrishnan, V. (2014) Structure of the yeast mitochondrial large ribosomal subunit, Science 343, 1485-1489.

113. Greber, B. J., and Ban, N. (2016) Structure and Function of the Mitochondrial Ribosome, Annu Rev Biochem 85, 103-132.

114. Yusupova, G., and Yusupov, M. (2014) High-resolution structure of the eukaryotic 80S ribosome, Annu Rev Biochem 83, 467-486.

115. Desmond, E., Brochier-Armanet, C., Forterre, P., and Gribaldo, S. (2011) On the last common ancestor and early evolution of eukaryotes: reconstructing the history of mitochondrial ribosomes, Res Microbiol 162, 53-70.

116. Frank, J., and Agrawal, R. K. (2000) A ratchet-like inter-subunit reorganization of the ribosome during translocation, Nature 406, 318-322.

117. Budkevich, T. V., Giesebrecht, J., Behrmann, E., Loerke, J., Ramrath, D. J., Mielke, T., Ismer, J., Hildebrand, P. W., Tung, C. S., Nierhaus, K. H., Sanbonmatsu, K. Y., and Spahn, C. M. (2014) Regulation of the mammalian elongation cycle by subunit rolling: a eukaryotic-specific ribosome rearrangement, Cell 158, 121-131.

118. O'Brien, T. W. (2003) Properties of human mitochondrial ribosomes, IUBMB Life 55, 505-513.

119. Sharma, M. R., Koc, E. C., Datta, P. P., Booth, T. M., Spremulli, L. L., and Agrawal, R. K. (2003) Structure of the mammalian mitochondrial ribosome reveals an expanded functional role for its component proteins, Cell 115, 97-108.

120. Yoshionari, S., Koike, T., Yokogawa, T., Nishikawa, K., Ueda, T., Miura, K., and Watanabe, K. (1994) Existence of nuclear-encoded 5S-rRNA in bovine mitochondria, FEBS Lett 338, 137-142.

121. Magalhaes, P. J., Andreu, A. L., and Schon, E. A. (1998) Evidence for the presence of 5S rRNA in mammalian mitochondria, Mol Biol Cell 9, 2375-2382.

122. Smirnov, A., Entelis, N., Martin, R. P., and Tarassov, I. (2011) Biological significance of 5S rRNA import into human mitochondria: role of ribosomal protein MRP-L18, Genes Dev 25, 1289-1305.

123. Osawa, S., Jukes, T. H., Watanabe, K., and Muto, A. (1992) Recent evidence for evolution of the genetic code, Microbiol Rev 56, 229-264.

124. Temperley, R., Richter, R., Dennerlein, S., Lightowlers, R. N., and Chrzanowska-Lightowlers, Z. M. (2010) Hungry codons promote frameshifting in human mitochondrial ribosomes, Science 327, 301.

125. Ojala, D., Merkel, C., Gelfand, R., and Attardi, G. (1980) The tRNA genes punctuate the reading of genetic information in human mitochondrial DNA, Cell 22, 393-403.

126. Grohmann, K., Amairic, F., Crews, S., and Attardi, G. (1978) Failure to detect "cap" structures in mitochondrial DNA-coded poly(A)-containing RNA from HeLa cells, Nucleic Acids Res 5, 637-651.

127. Montoya, J., Ojala, D., and Attardi, G. (1981) Distinctive features of the 5'-terminal sequences of the human mitochondrial mRNAs, Nature 290, 465-470.

128. Temperley, R. J., Wydro, M., Lightowlers, R. N., and Chrzanowska-Lightowlers, Z. M. (2010) Human mitochondrial mRNAs--like members of all families, similar but different, Biochim Biophys Acta 1797, 1081-1085.

129. Suzuki, T., and Nagao, A. (2011) Human mitochondrial tRNAs: biogenesis, function, structural aspects, and diseases, Annu Rev Genet 45, 299-329.

130. Watson, K. (1972) The organization of ribosomal granules within mitochondrial structures of aerobic and anaerobic cells of Saccharomyces cerevisae, J Cell Biol 55, 721-726.

131. Sevarino, K. A., and Poyton, R. O. (1980) Mitochondrial membrane biogenesis: identification of a precursor to yeast cytochrome c oxidase subunit II, an integral polypeptide, Proc Natl Acad Sci U S A 77, 142-146.

132. Szyrach, G., Ott, M., Bonnefoy, N., Neupert, W., and Herrmann, J. M. (2003) Ribosome binding to the Oxa1 complex facilitates co-translational protein insertion in mitochondria, EMBO J22, 6448-6457.

133. Jia, L., Dienhart, M., Schramp, M., McCauley, M., Hell, K., and Stuart, R. A. (2003) Yeast Oxa1 interacts with mitochondrial ribosomes: the importance of the C-terminal region of Oxa1, EMBO J22, 6438-6447.

134. Ott, M., Prestele, M., Bauerschmitt, H., Funes, S., Bonnefoy, N., and Herrmann, J. M. (2006) Mba1, a membrane-associated ribosome receptor in mitochondria, EMBO J 25, 16031610.

135. Frazier, A. E., Taylor, R. D., Mick, D. U., Warscheid, B., Stoepel, N., Meyer, H. E., Ryan, M. T., Guiard, B., and Rehling, P. (2006) Mdm38 interacts with ribosomes and is a component of the mitochondrial protein export machinery, J Cell Biol 172, 553-564.

136. Kehrein, K., Schilling, R., Moller-Hergt, B. V., Wurm, C. A., Jakobs, S., Lamkemeyer, T., Langer, T., and Ott, M. (2015) Organization of Mitochondrial Gene Expression in Two Distinct Ribosome-Containing Assemblies, Cell Rep.

137. Ott, M., Amunts, A., and Brown, A. (2016) Organization and Regulation of Mitochondrial Protein Synthesis, Annu Rev Biochem 85, 77-101.

138. Christian, B. E., and Spremulli, L. L. (2010) Preferential selection of the 5'-terminal start codon on leaderless mRNAs by mammalian mitochondrial ribosomes, J Biol Chem 285, 28379-28386.

139. Bhargava, K., and Spremulli, L. L. (2005) Role of the N- and C-terminal extensions on the activity of mammalian mitochondrial translational initiation factor 3, Nucleic Acids Res 33, 7011-7018.

140. Ellis, T. P., Helfenbein, K. G., Tzagoloff, A., and Dieckmann, C. L. (2004) Aep3p stabilizes the mitochondrial bicistronic mRNA encoding subunits 6 and 8 of the H+-translocating ATP synthase of Saccharomyces cerevisiae, J Biol Chem 279, 15728-15733.

141. Lee, C., Tibbetts, A. S., Kramer, G., and Appling, D. R. (2009) Yeast AEP3p is an accessory factor in initiation of mitochondrial translation, J Biol Chem 284, 34116-34125.

142. Yassin, A. S., Haque, M. E., Datta, P. P., Elmore, K., Banavali, N. K., Spremulli, L. L., and Agrawal, R. K. (2011) Insertion domain within mammalian mitochondrial translation initiation factor 2 serves the role of eubacterial initiation factor 1, Proc Natl Acad Sci U S A 108, 3918-3923.

143. Gaur, R., Grasso, D., Datta, P. P., Krishna, P. D., Das, G., Spencer, A., Agrawal, R. K., Spremulli, L., and Varshney, U. (2008) A single mammalian mitochondrial translation initiation factor functionally replaces two bacterial factors, Mol Cell 29, 180-190.

144. Atkinson, G. C., Kuzmenko, A., Kamenski, P., Vysokikh, M. Y., Lakunina, V., Tankov, S., Smirnova, E., Soosaar, A., Tenson, T., and Hauryliuk, V. (2012) Evolutionary and genetic analyses of mitochondrial translation initiation factors identify the missing mitochondrial IF3 in S. cerevisiae, Nucleic Acids Res 40, 6122-6134.

145. Laalami, S., Sacerdot, C., Vachon, G., Mortensen, K., Sperling-Petersen, H. U., Cenatiempo, Y., and Grunberg-Manago, M. (1991) Structural and functional domains of E coli initiation factor IF2, Biochimie 73, 1557-1566.

146. Spremulli, L. L., Coursey, A., Navratil, T., and Hunter, S. E. (2004) Initiation and elongation factors in mammalian mitochondrial protein biosynthesis, Prog Nucleic Acid Res Mol Biol 77, 211-261.

147. Spencer, A. C., and Spremulli, L. L. (2005) The interaction of mitochondrial translational initiation factor 2 with the small ribosomal subunit, Biochim Biophys Acta 1750, 6981.

148. Koc, E. C., and Spremulli, L. L. (2002) Identification of mammalian mitochondrial translational initiation factor 3 and examination of its role in initiation complex formation with natural mRNAs, J Biol Chem 277, 35541-35549.

149. Christian, B. E., and Spremulli, L. L. (2009) Evidence for an active role of IF3mt in the initiation of translation in mammalian mitochondria, Biochemistry 48, 3269-3278.

150. Hua, Y., and Raleigh, D. P. (1998) On the global architecture of initiation factor IF3: a comparative study of the linker regions from the Escherichia coli protein and the Bacillus stearothermophilus protein, J Mol Biol 278, 871-878.

151. Haque, M. E., Grasso, D., and Spremulli, L. L. (2008) The interaction of mammalian mitochondrial translational initiation factor 3 with ribosomes: evolution of terminal extensions in IF3mt, Nucleic Acids Res 36, 589-597.

152. Haque, M. E., Koc, H., Cimen, H., Koc, E. C., and Spremulli, L. L. (2011) Contacts between mammalian mitochondrial translational initiation factor 3 and ribosomal proteins in the small subunit, Biochim Biophys Acta 1814, 1779-1784.

153. Herrmann, J. M., Woellhaf, M. W., and Bonnefoy, N. (2013) Control of protein synthesis in yeast mitochondria: the concept of translational activators, Biochim Biophys Acta 1833, 286-294.

154. Siep, M., van Oosterum, K., Neufeglise, H., van der Spek, H., and Grivell, L. A. (2000) Mss51p, a putative translational activator of cytochrome c oxidase subunit-1 (COX1) mRNA, is required for synthesis of Cox1p in Saccharomyces cerevisiae, Curr Genet 37, 213-220.

155. Perez-Martinez, X., Broadley, S. A., and Fox, T. D. (2003) Mss51p promotes mitochondrial Cox1p synthesis and interacts with newly synthesized Cox1p, EMBO J 22, 59515961.

156. Mick, D. U., Wagner, K., van der Laan, M., Frazier, A. E., Perschil, I., Pawlas, M., Meyer, H. E., Warscheid, B., and Rehling, P. (2007) Shy1 couples Cox1 translational regulation to cytochrome c oxidase assembly, EMBO J26, 4347-4358.

157. Gruschke, S., Kehrein, K., Rompler, K., Grone, K., Israel, L., Imhof, A., Herrmann, J. M., and Ott, M. (2011) Cbp3-Cbp6 interacts with the yeast mitochondrial ribosomal tunnel exit and promotes cytochrome b synthesis and assembly, J Cell Biol 193, 1101-1114.

158. Kuhlbrandt, W. (2015) Structure and function of mitochondrial membrane protein complexes, BMC Biol 13, 89.

159. Rak, M., and Tzagoloff, A. (2009) F1-dependent translation of mitochondrially encoded Atp6p and Atp8p subunits of yeast ATP synthase, Proc Natl Acad Sci U S A 106, 1850918514.

160. Smits, P., Smeitink, J., and van den Heuvel, L. (2010) Mitochondrial translation and beyond: processes implicated in combined oxidative phosphorylation deficiencies, J Biomed Biotechnol2010, 737385.

161. Andersen, G. R., Thirup, S., Spremulli, L. L., and Nyborg, J. (2000) High resolution crystal structure of bovine mitochondrial EF-Tu in complex with GDP, J Mol Biol 297, 421-436.

162. Piepenburg, O., Pape, T., Pleiss, J. A., Wintermeyer, W., Uhlenbeck, O. C., and Rodnina, M. V. (2000) Intact aminoacyl-tRNA is required to trigger GTP hydrolysis by elongation factor Tu on the ribosome, Biochemistry 39, 1734-1738.

163. Schwartzbach, C. J., and Spremulli, L. L. (1989) Bovine mitochondrial protein synthesis elongation factors. Identification and initial characterization of an elongation factor Tu-elongation factor Ts complex, J Biol Chem 264, 19125-19131.

164. Cai, Y. C., Bullard, J. M., Thompson, N. L., and Spremulli, L. L. (2000) Interaction of mammalian mitochondrial elongation factor EF-Tu with guanine nucleotides, Protein Sci 9, 1791-1800.

165. Woriax, V. L., Bullard, J. M., Ma, L., Yokogawa, T., and Spremulli, L. L. (1997) Mechanistic studies of the translational elongation cycle in mammalian mitochondria, Biochim Biophys Acta 1352, 91-101.

166. Hunter, S. E., and Spremulli, L. L. (2004) Interaction of mitochondrial elongation factor Tu with aminoacyl-tRNAs, Mitochondrion 4, 21-29.

167. Bullard, J. M., Cai, Y. C., Zhang, Y., and Spremulli, L. L. (1999) Effects of domain exchanges between Escherichia coli and mammalian mitochondrial EF-Tu on interactions with guanine nucleotides, aminoacyl-tRNA and ribosomes, Biochim Biophys Acta 1446, 102-114.

168. Zhang, Y., Li, X., and Spremulli, L. L. (1996) Role of the conserved aspartate and phenylalanine residues in prokaryotic and mitochondrial elongation factor Ts in guanine nucleotide exchange, FEBSLett 391, 330-332.

169. Zhang, Y., and Spremulli, L. L. (1998) Roles of residues in mammalian mitochondrial elongation factor Ts in the interaction with mitochondrial and bacterial elongation factor Tu, J Biol Chem 273, 28142-28148.

170. Zhang, Y., Sun, V., and Spremulli, L. L. (1997) Role of domains in Escherichia coli and mammalian mitochondrial elongation factor Ts in the interaction with elongation factor Tu, J Biol Chem 272, 21956-21963.

171. Suzuki, H., Ueda, T., Taguchi, H., and Takeuchi, N. (2007) Chaperone properties of mammalian mitochondrial translation elongation factor Tu, J Biol Chem 282, 4076-4084.

172. Jeppesen, M. G., Navratil, T., Spremulli, L. L., and Nyborg, J. (2005) Crystal structure of the bovine mitochondrial elongation factor Tu.Ts complex, J Biol Chem 280, 50715081.

173. Kawashima, T., Berthet-Colominas, C., Wulff, M., Cusack, S., and Leberman, R. (1996) The structure of the Escherichia coli EF-Tu.EF-Ts complex at 2.5 A resolution, Nature 379, 511-518.

174. Chiron, S., Suleau, A., and Bonnefoy, N. (2005) Mitochondrial translation: elongation factor tu is essential in fission yeast and depends on an exchange factor conserved in humans but not in budding yeast, Genetics 169, 1891-1901.

175. Hammarsund, M., Wilson, W., Corcoran, M., Merup, M., Einhorn, S., Grander, D., and Sangfelt, O. (2001) Identification and characterization of two novel human mitochondrial elongation factor genes, hEFG2 and hEFG1, phylogenetically conserved through evolution, Hum Genet 109, 542-550.

176. Terasaki, M., Suzuki, T., Hanada, T., and Watanabe, K. (2004) Functional compatibility of elongation factors between mammalian mitochondrial and bacterial ribosomes: characterization of GTPase activity and translation elongation by hybrid ribosomes bearing heterologous L7/12 proteins, J Mol Biol 336, 331-342.

177. Chung, H. K., and Spremulli, L. L. (1990) Purification and characterization of elongation factor G from bovine liver mitochondria, J Biol Chem 265, 21000-21004.

178. al-Karadaghi, S., Aevarsson, A., Garber, M., Zheltonosova, J., and Liljas, A. (1996) The structure of elongation factor G in complex with GDP: conformational flexibility and nucleotide exchange, Structure 4, 555-565.

179. Chrzanowska-Lightowlers, Z. M., Pajak, A., and Lightowlers, R. N. (2011) Termination of protein synthesis in mammalian mitochondria, J Biol Chem 286, 34479-34485.

180. Tsuboi, M., Morita, H., Nozaki, Y., Akama, K., Ueda, T., Ito, K., Nierhaus, K. H., and Takeuchi, N. (2009) EF-G2mt is an exclusive recycling factor in mammalian mitochondrial protein synthesis, Mol Cell 35, 502-510.

181. Loh, P. G., and Song, H. (2010) Structural and mechanistic insights into translation termination, Curr Opin Struct Biol 20, 98-103.

182. Soleimanpour-Lichaei, H. R., Kuhl, I., Gaisne, M., Passos, J. F., Wydro, M., Rorbach, J., Temperley, R., Bonnefoy, N., Tate, W., Lightowlers, R., and Chrzanowska-Lightowlers, Z. (2007) mtRF1a is a human mitochondrial translation release factor decoding the major termination codons UAA and UAG, Mol Cell 27, 745-757.

183. Trobro, S., and Aqvist, J. (2009) Mechanism of the translation termination reaction on the ribosome, Biochemistry 48, 11296-11303.

184. Haque, M. E., and Spremulli, L. L. (2010) ICT1 comes to the rescue of mitochondrial ribosomes, EMBO J29, 1019-1020.

185. Atkinson, G. C., and Baldauf, S. L. (2011) Evolution of elongation factor G and the origins of mitochondrial and chloroplast forms, Mol Biol Evol 28, 1281-1292.

186. Neupert, W., and Herrmann, J. M. (2007) Translocation of proteins into mitochondria, Annu Rev Biochem 76, 723-749.

187. Straub, S. P., Stiller, S. B., Wiedemann, N., and Pfanner, N. (2016) Dynamic organization of the mitochondrial protein import machinery, Biol Chem.

188. Reinders, J., Zahedi, R. P., Pfanner, N., Meisinger, C., and Sickmann, A. (2006) Toward the complete yeast mitochondrial proteome: multidimensional separation techniques for mitochondrial proteomics, J Proteome Res 5, 1543-1554.

189. Bohnert, M., Pfanner, N., and van der Laan, M. (2007) A dynamic machinery for import of mitochondrial precursor proteins, FEBS Lett 581, 2802-2810.

190. Hohr, A. I., Straub, S. P., Warscheid, B., Becker, T., and Wiedemann, N. (2014) Assembly of beta-barrel proteins in the mitochondrial outer membrane, Biochim Biophys Acta.

191. Mordas, A., and Tokatlidis, K. (2015) The MIA pathway: a key regulator of mitochondrial oxidative protein folding and biogenesis, Acc Chem Res 48, 2191-2199.

192. Geissler, A., Chacinska, A., Truscott, K. N., Wiedemann, N., Brandner, K., Sickmann, A., Meyer, H. E., Meisinger, C., Pfanner, N., and Rehling, P. (2002) The mitochondrial presequence translocase: an essential role of Tim50 in directing preproteins to the import channel, Cell 111, 507-518.

193. van der Laan, M., Wiedemann, N., Mick, D. U., Guiard, B., Rehling, P., and Pfanner, N. (2006) A Role for Tim21 in Membrane-Potential-Dependent Preprotein Sorting in Mitochondria, Curr Biol 16, 2271-2276.

194. D'Silva, P. D., Schilke, B., Walter, W., Andrew, A., and Craig, E. A. (2003) J protein cochaperone of the mitochondrial inner membrane required for protein import into the mitochondrial matrix, Proc Natl Acad Sci U S A 100, 13839-13844.

195. van der Laan, M., Chacinska, A., Lind, M., Perschil, I., Sickmann, A., Meyer, H. E., Guiard, B., Meisinger, C., Pfanner, N., and Rehling, P. (2005) Pam17 is required for architecture and translocation activity of the mitochondrial protein import motor, Mol Cell Biol 25, 7449-7458.

196. Rehling, P., Model, K., Brandner, K., Kovermann, P., Sickmann, A., Meyer, H. E., Kuhlbrandt, W., Wagner, R., Truscott, K. N., and Pfanner, N. (2003) Protein insertion into the mitochondrial inner membrane by a twin-pore translocase, Science 299, 1747-1751.

197. Hell, K., Neupert, W., and Stuart, R. A. (2001) Oxa1p acts as a general membrane insertion machinery for proteins encoded by mitochondrial DNA, EMBO J 20, 1281-1288.

198. Rapaport, D. (2005) How does the TOM complex mediate insertion of precursor proteins into the mitochondrial outer membrane?, J Cell Biol 171, 419-423.

199. Dekker, P. J., Ryan, M. T., Brix, J., Muller, H., Honlinger, A., and Pfanner, N. (1998) Preprotein translocase of the outer mitochondrial membrane: molecular dissection and assembly of the general import pore complex, Mol Cell Biol 18, 6515-6524.

200. van Wilpe, S., Ryan, M. T., Hill, K., Maarse, A. C., Meisinger, C., Brix, J., Dekker, P. J., Moczko, M., Wagner, R., Meijer, M., Guiard, B., Honlinger, A., and Pfanner, N. (1999) Tom22 is a multifunctional organizer of the mitochondrial preprotein translocase, Nature 401, 485489.

201. Kunkele, K. P., Heins, S., Dembowski, M., Nargang, F. E., Benz, R., Thieffry, M., Walz, J., Lill, R., Nussberger, S., and Neupert, W. (1998) The preprotein translocation channel of the outer membrane of mitochondria, Cell 93, 1009-1019.

202. von Heijne, G. (1986) Mitochondrial targeting sequences may form amphiphilic helices, Embo J 5, 1335-1342.

203. Brix, J., Dietmeier, K., and Pfanner, N. (1997) Differential recognition of preproteins by the purified cytosolic domains of the mitochondrial import receptors Tom20, Tom22, and Tom70, J Biol Chem 272, 20730-20735.

204. Pfanner, N., and Geissler, A. (2001) Versatility of the mitochondrial protein import machinery, Nat Rev Mol Cell Biol 2, 339-349.

205. Wiedemann, N., Pfanner, N., and Ryan, M. T. (2001) The three modules of ADP/ATP carrier cooperate in receptor recruitment and translocation into mitochondria, Embo J 20, 951-960.

206. Young, J. C., Hoogenraad, N. J., and Hartl, F. U. (2003) Molecular chaperones Hsp90 and Hsp70 deliver preproteins to the mitochondrial import receptor Tom70, Cell 112, 41-50.

207. Dietmeier, K., Honlinger, A., Bomer, U., Dekker, P. J., Eckerskorn, C., Lottspeich, F., Kubrich, M., and Pfanner, N. (1997) Tom5 functionally links mitochondrial preprotein receptors to the general import pore, Nature 388, 195-200.

208. Kurz, M., Martin, H., Rassow, J., Pfanner, N., and Ryan, M. T. (1999) Biogenesis of Tim proteins of the mitochondrial carrier import pathway: differential targeting mechanisms and crossing over with the main import pathway, Mol Biol Cell 10, 2461-2474.

209. Pfanner, N., and Wiedemann, N. (2002) Mitochondrial protein import: two membranes, three translocases, Curr Opin Cell Biol 14, 400-411.

210. Hill, K., Model, K., Ryan, M. T., Dietmeier, K., Martin, F., Wagner, R., and Pfanner, N. (1998) Tom40 forms the hydrophilic channel of the mitochondrial import pore for preproteins, Nature 395, 516-521.

211. Ahting, U., Thieffry, M., Engelhardt, H., Hegerl, R., Neupert, W., and Nussberger, S. (2001) Tom40, the pore-forming component of the protein-conducting TOM channel in the outer membrane of mitochondria, J Cell Biol 153, 1151-1160.

212. Schwartz, M. P., and Matouschek, A. (1999) The dimensions of the protein import channels in the outer and inner mitochondrial membranes, Proc Natl Acad Sci U S A 96, 1308613090.

213. Ryan, M. T., Muller, H., and Pfanner, N. (1999) Functional staging of ADP/ATP carrier translocation across the outer mitochondrial membrane, J Biol Chem 274, 20619-20627.

214. Sherman, E. L., Go, N. E., and Nargang, F. E. (2005) Functions of the small proteins in the TOM complex of Neurospora crasssa, Mol Biol Cell 16, 4172-4182.

215. Becker, L., Bannwarth, M., Meisinger, C., Hill, K., Model, K., Krimmer, T., Casadio, R., Truscott, K. N., Schulz, G. E., Pfanner, N., and Wagner, R. (2005) Preprotein translocase of the outer mitochondrial membrane: reconstituted Tom40 forms a characteristic TOM pore, J Mol Biol 353, 1011-1020.

216. Waizenegger, T., Stan, T., Neupert, W., and Rapaport, D. (2003) Signal-anchor domains of proteins of the outer membrane of mitochondria: structural and functional characteristics, J Biol Chem 278, 42064-42071.

217. Model, K., Meisinger, C., Prinz, T., Wiedemann, N., Truscott, K. N., Pfanner, N., and Ryan, M. T. (2001) Multistep assembly of the protein import channel of the mitochondrial outer membrane, Nat Struct Biol 8, 361-370.

218. Rapaport, D., and Neupert, W. (1999) Biogenesis of Tom40, core component of the TOM complex of mitochondria, J Cell Biol 146, 321-331.

219. Wiedemann, N., Kozjak, V., Chacinska, A., Schonfisch, B., Rospert, S., Ryan, M. T., Pfanner, N., and Meisinger, C. (2003) Machinery for protein sorting and assembly in the mitochondrial outer membrane, Nature 424, 565-571.

220. Wiedemann, N., Truscott, K. N., Pfannschmidt, S., Guiard, B., Meisinger, C., and Pfanner, N. (2004) Biogenesis of the protein import channel Tom40 of the mitochondrial outer membrane: intermembrane space components are involved in an early stage of the assembly pathway, J Biol Chem 279, 18188-18194.

221. Koehler, C. M., Jarosch, E., Tokatlidis, K., Schmid, K., Schweyen, R. J., and Schatz, G. (1998a) Import of mitochondrial carriers mediated by essential proteins of the intermembrane space, Science 279, 369-373.

222. Sirrenberg, C., Endres, M., Folsch, H., Stuart, R. A., Neupert, W., and Brunner, M. (1998) Carrier protein import into mitochondria mediated by the intermembrane proteins Tim10/Mrs11 and Tim12/Mrs5, Nature 391, 912-915.

223. Koehler, C. M., Merchant, S., Oppliger, W., Schmid, K., Jarosch, E., Dolfini, L., Junne, T., Schatz, G., and Tokatlidis, K. (1998b) Tim9p, an essential partner subunit of Tim10p for the import of mitochondrial carrier proteins, Embo J17, 6477-6486.

224. Curran, S. P., Leuenberger, D., Oppliger, W., and Koehler, C. M. (2002) The Tim9p-Tim10p complex binds to the transmembrane domains of the ADP/ATP carrier, Embo J 21, 942953.

225. Webb, C. T., Gorman, M. A., Lazarou, M., Ryan, M. T., and Gulbis, J. M. (2006) Crystal structure of the mitochondrial chaperone TIM9.10 reveals a six-bladed alpha-propeller, Mol Cell 21, 123-133.

226. Gentle, I., Gabriel, K., Beech, P., Waller, R., and Lithgow, T. (2004) The Omp85 family of proteins is essential for outer membrane biogenesis in mitochondria and bacteria, J Cell Biol 164, 19-24.

227. Meisinger, C., Rissler, M., Chacinska, A., Szklarz, L. K., Milenkovic, D., Kozjak, V., Schonfisch, B., Lohaus, C., Meyer, H. E., Yaffe, M. P., Guiard, B., Wiedemann, N., and Pfanner, N. (2004) The mitochondrial morphology protein Mdm10 functions in assembly of the preprotein translocase of the outer membrane, Dev Cell 7, 61-71.

228. Kutik, S., Stojanovski, D., Becker, L., Becker, T., Meinecke, M., Kruger, V., Prinz, C., Meisinger, C., Guiard, B., Wagner, R., Pfanner, N., and Wiedemann, N. (2008) Dissecting membrane insertion of mitochondrial beta-barrel proteins, Cell 132, 1011-1024.

229. Habib, S. J., Waizenegger, T., Niewienda, A., Paschen, S. A., Neupert, W., and Rapaport, D. (2007) The N-terminal domain of Tob55 has a receptor-like function in the biogenesis of mitochondrial (beta)-barrel proteins, J Cell Biol 176, 77-88.

230. Chan, N. C., and Lithgow, T. (2008) The peripheral membrane subunits of the SAM complex function codependently in mitochondrial outer membrane biogenesis, Mol Biol Cell 19, 126-136.

231. Meisinger, C., Pfannschmidt, S., Rissler, M., Milenkovic, D., Becker, T., Stojanovski, D., Youngman, M. J., Jensen, R. E., Chacinska, A., Guiard, B., Pfanner, N., and

Wiedemann, N. (2007) The morphology proteins Mdm12/Mmm1 function in the major beta-barrel assembly pathway of mitochondria, EMBO J26, 2229-2239.

232. Stojanovski, D., Guiard, B., Kozjak-Pavlovic, V., Pfanner, N., and Meisinger, C. (2007) Alternative function for the mitochondrial SAM complex in biogenesis of alpha-helical TOM proteins, J Cell Biol 179, 881 -893.

233. Becker, T., Pfannschmidt, S., Guiard, B., Stojanovski, D., Milenkovic, D., Kutik, S., Pfanner, N., Meisinger, C., and Wiedemann, N. (2008) Biogenesis of the mitochondrial TOM complex: Miml promotes insertion and assembly of signal-anchored receptors, J Biol Chem 283, 120-127.

234. Hulett, J. M., Lueder, F., Chan, N. C., Perry, A. J., Wolynec, P., Likic, V. A., Gooley, P. R., and Lithgow, T. (2008) The transmembrane segment of Tom20 is recognized by Mim1 for docking to the mitochondrial TOM complex, J Mol Biol 376, 694-704.

235. Curran, S. P., Leuenberger, D., Schmidt, E., and Koehler, C. M. (2002) The role of the Tim8p-Tim13p complex in a conserved import pathway for mitochondrial polytopic inner membrane proteins, J Cell Biol 158, 1017-1027.

236. Chacinska, A., Pfannschmidt, S., Wiedemann, N., Kozjak, V., Sanjuan Szklarz, L. K., Schulze-Specking, A., Truscott, K. N., Guiard, B., Meisinger, C., and Pfanner, N. (2004) Essential role of Mia40 in import and assembly of mitochondrial intermembrane space proteins, Embo J23, 3735-3746.

237. Sideris, D. P., and Tokatlidis, K. (2007) Oxidative folding of small Tims is mediated by site-specific docking onto Mia40 in the mitochondrial intermembrane space, Mol Microbiol 65, 1360-1373.

238. Grumbt, B., Stroobant, V., Terziyska, N., Israel, L., and Hell, K. (2007) Functional characterization of Mia40p, the central component of the disulfide relay system of the mitochondrial intermembrane space, J Biol Chem 282, 37461-37470.

239. Mesecke, N., Terziyska, N., Kozany, C., Baumann, F., Neupert, W., Hell, K., and Herrmann, J. M. (2005) A disulfide relay system in the intermembrane space of mitochondria that mediates protein import, Cell 121, 1059-1069.

240. Muller, J. M., Milenkovic, D., Guiard, B., Pfanner, N., and Chacinska, A. (2008) Precursor oxidation by Mia40 and Erv1 promotes vectorial transport of proteins into the mitochondrial intermembrane space, Mol Biol Cell 19, 226-236.

241. Stojanovski, D., Milenkovic, D., Muller, J. M., Gabriel, K., Schulze-Specking, A., Baker, M. J., Ryan, M. T., Guiard, B., Pfanner, N., and Chacinska, A. (2008) Mitochondrial protein import: precursor oxidation in a ternary complex with disulfide carrier and sulfhydryl oxidase, J Cell Biol 183, 195-202.

242. Bihlmaier, K., Mesecke, N., Terziyska, N., Bien, M., Hell, K., and Herrmann, J. M. (2007) The disulfide relay system of mitochondria is connected to the respiratory chain, J Cell Biol 179, 389-395.

243. Bragoszewski, P., Wasilewski, M., Sakowska, P., Gornicka, A., Bottinger, L., Qiu, J., Wiedemann, N., and Chacinska, A. (2015) Retro-translocation of mitochondrial intermembrane space proteins, Proc Natl Acad Sci U S A 112, 7713-7718.

244. Komiya, T., Rospert, S., Koehler, C., Looser, R., Schatz, G., and Mihara, K. (1998) Interaction of mitochondrial targeting signals with acidic receptor domains along the protein import pathway: evidence for the 'acid chain' hypothesis, Embo J17, 3886-3898.

245. Meisinger, C., Ryan, M. T., Hill, K., Model, K., Lim, J. H., Sickmann, A., Muller, H., Meyer, H. E., Wagner, R., and Pfanner, N. (2001) Protein import channel of the outer mitochondrial membrane: a highly stable Tom40-Tom22 core structure differentially interacts with preproteins, small tom proteins, and import receptors, Mol Cell Biol 21, 2337-2348.

246. Gabriel, K., Egan, B., and Lithgow, T. (2003) Tom40, the import channel of the mitochondrial outer membrane, plays an active role in sorting imported proteins, Embo J 22, 23802386.

247. Dekker, P. J., Martin, F., Maarse, A. C., Bomer, U., Muller, H., Guiard, B., Meijer, M., Rassow, J., and Pfanner, N. (1997) The Tim core complex defines the number of mitochondrial translocation contact sites and can hold arrested preproteins in the absence of matrix Hsp70-Tim44, EMBO J16, 5408-5419.

248. Truscott, K. N., Kovermann, P., Geissler, A., Merlin, A., Meijer, M., Driessen, A. J., Rassow, J., Pfanner, N., and Wagner, R. (2001) A presequence- and voltage-sensitive channel of the mitochondrial preprotein translocase formed by Tim23, Nat Struct Biol 8, 1074-1082.

249. Chacinska, A., Lind, M., Frazier, A. E., Dudek, J., Meisinger, C., Geissler, A., Sickmann, A., Meyer, H. E., Truscott, K. N., Guiard, B., Pfanner, N., and Rehling, P. (2005) Mitochondrial presequence translocase: switching between TOM tethering and motor recruitment involves Tim21 and Tim17, Cell 120, 817-829.

250. Meinecke, M., Wagner, R., Kovermann, P., Guiard, B., Mick, D. U., Hutu, D. P., Voos, W., Truscott, K. N., Chacinska, A., Pfanner, N., and Rehling, P. (2006) Tim50 maintains the permeability barrier of the mitochondrial inner membrane, Science 312, 1523-1526.

251. Chacinska, A., Rehling, P., Guiard, B., Frazier, A. E., Schulze-Specking, A., Pfanner, N., Voos, W., and Meisinger, C. (2003) Mitochondrial translocation contact sites: separation of dynamic and stabilizing elements in formation of a TOM-TIM-preprotein supercomplex, EMBO J22, 5370-5381.

252. Albrecht, R., Rehling, P., Chacinska, A., Brix, J., Cadamuro, S. A., Volkmer, R., Guiard, B., Pfanner, N., and Zeth, K. (2006) The Tim21 binding domain connects the preprotein translocases of both mitochondrial membranes, EMBO Rep 7, 1233-1238.

253. Geissler, A., Krimmer, T., Bomer, U., Guiard, B., Rassow, J., and Pfanner, N. (2000) Membrane potential-driven protein import into mitochondria. The sorting sequence of cytochrome b(2) modulates the deltapsi-dependence of translocation of the matrix-targeting sequence, Mol Biol Cell 11, 3977-3991.

254. Cherepanov, D. A., Feniouk, B. A., Junge, W., and Mulkidjanian, A. Y. (2003) Low dielectric permittivity of water at the membrane interface: effect on the energy coupling mechanism in biological membranes, Biophys J 85, 1307-1316.

255. Mokranjac, D., Berg, A., Adam, A., Neupert, W., and Hell, K. (2007) Association of the Tim14.Tim16 subcomplex with the TIM23 translocase is crucial for function of the mitochondrial protein import motor, J Biol Chem 282, 18037-18045.

256. Voisine, C., Craig, E. A., Zufall, N., von Ahsen, O., Pfanner, N., and Voos, W. (1999) The protein import motor of mitochondria: unfolding and trapping of preproteins are distinct and separable functions of matrix Hsp70, Cell 97, 565-574.

257. Gaume, B., Klaus, C., Ungermann, C., Guiard, B., Neupert, W., and Brunner, M. (1998) Unfolding of preproteins upon import into mitochondria, Embo J17, 6497-6507.

258. Geissler, A., Rassow, J., Pfanner, N., and Voos, W. (2001) Mitochondrial import driving forces: enhanced trapping by matrix Hsp70 stimulates translocation and reduces the membrane potential dependence of loosely folded preproteins, Mol Cell Biol 21, 7097-7104.

259. Gakh, O., Cavadini, P., and Isaya, G. (2002) Mitochondrial processing peptidases, Biochim Biophys Acta 1592, 63-77.

260. Sirrenberg, C., Bauer, M. F., Guiard, B., Neupert, W., and Brunner, M. (1996) Import of carrier proteins into the mitochondrial inner membrane mediated by Tim22, Nature 384, 582-585.

261. Kerscher, O., Holder, J., Srinivasan, M., Leung, R. S., and Jensen, R. E. (1997) The Tim54p-Tim22p complex mediates insertion of proteins into the mitochondrial inner membrane, J Cell Biol 139, 1663-1675.

262. Wagner, K., Gebert, N., Guiard, B., Brandner, K., Truscott, K. N., Wiedemann, N., Pfanner, N., and Rehling, P. (2008) The assembly pathway of the mitochondrial carrier translocase involves four preprotein translocases, Mol Cell Biol 28, 4251-4260.

263. Gebert, N., Gebert, M., Oeljeklaus, S., von der Malsburg, K., Stroud, D. A., Kulawiak, B., Wirth, C., Zahedi, R. P., Dolezal, P., Wiese, S., Simon, O., Schulze-Specking, A., Truscott, K. N., Sickmann, A., Rehling, P., Guiard, B., Hunte, C., Warscheid, B., van der Laan, M., Pfanner, N., and Wiedemann, N. (2011) Dual function of Sdh3 in the respiratory chain and TIM22 protein translocase of the mitochondrial inner membrane, Mol Cell 44, 811-818.

264. Jarosch, E., Tuller, G., Daum, G., Waldherr, M., Voskova, A., and Schweyen, R. J. (1996) Mrs5p, an essential protein of the mitochondrial intermembrane space, affects protein import into yeast mitochondria, J Biol Chem 271, 17219-17225.

265. Tokatlidis, K., Vial, S., Luciano, P., Vergnolle, M., and Clemence, S. (2000) Membrane protein import in yeast mitochondria, Biochem Soc Trans 28, 495-499.

266. Chacinska, A., Koehler, C. M., Milenkovic, D., Lithgow, T., and Pfanner, N. (2009) Importing mitochondrial proteins: machineries and mechanisms, Cell 138, 628-644.

267. Gebert, N., Chacinska, A., Wagner, K., Guiard, B., Koehler, C. M., Rehling, P., Pfanner, N., and Wiedemann, N. (2008) Assembly of the three small Tim proteins precedes docking to the mitochondrial carrier translocase, EMBO Rep 9, 548-554.

268. Schneider, A. (2011) Mitochondrial tRNA import and its consequences for mitochondrial translation, AnnuRevBiochem 80, 1033-1053.

269. Salinas, T., Duchene, A. M., and Marechal-Drouard, L. (2008) Recent advances in tRNA mitochondrial import, Trends Biochem Sci 33, 320-329.

270. Chiu, N., Chiu, A., and Suyama, Y. (1975) Native and imported transfer RNA in mitochondria, J Mol Biol 99, 37-50.

271. Rusconi, C. P., and Cech, T. R. (1996) Mitochondrial import of only one of three nuclear-encoded glutamine tRNAs in Tetrahymena thermophila, Embo J15, 3286-3295.

272. Rusconi, C. P., and Cech, T. R. (1996) The anticodon is the signal sequence for mitochondrial import of glutamine tRNA in Tetrahymena, Genes Dev 10, 2870-2880.

273. Simpson, A. M., Suyama, Y., Dewes, H., Campbell, D. A., and Simpson, L. (1989) Kinetoplastid mitochondria contain functional tRNAs which are encoded in nuclear DNA and also contain small minicircle and maxicircle transcripts of unknown function [published erratum appears in Nucleic Acids Res 1989 Sep 25;17(18):7580], Nucleic Acids Res 17, 5427-5445.

274. Hancock, K., and Hajduk, S. L. (1990) The mitochondrial tRNAs of Trypanosoma brucei are nuclear encoded, J Biol Chem 265, 19208-19215.

275. Tan, T. H., Pach, R., Crausaz, A., Ivens, A., and Schneider, A. (2002) tRNAs in Trypanosoma brucei: genomic organization, expression, and mitochondrial import, Mol Cell Biol 22, 3707-3717.

276. Geslain, R., Aeby, E., Guitart, T., Jones, T. E., Castro de Moura, M., Charriere, F., Schneider, A., and Ribas de Pouplana, L. (2006) Trypanosoma seryl-tRNA synthetase is a metazoan-like enzyme with high affinity for tRNASec, J Biol Chem 281, 38217-38225.

277. Shi, X., Chen, D. H., and Suyama, Y. (1994) A nuclear tRNA gene cluster in the protozoan Leishmania tarentolae and differential distribution of nuclear-encoded tRNAs between the cytosol and mitochondria, Mol Biochem Parasitol 65, 23-37.

278. Kapushoc, S. T., Alfonzo, J. D., and Simpson, L. (2002) Differential localization of nuclear-encoded tRNAs between the cytosol and mitochondrion in Leishmania tarentolae, RNA 8, 57-68.

279. Crausaz Esseiva, A., Marechal-Drouard, L., Cosset, A., and Schneider, A. (2004) The T-stem determines the cytosolic or mitochondrial localization of trypanosomal tRNAsMet, Mol Biol Cell 15, 2750-2757.

280. Mahapatra, S., Ghosh, S., Bera, S. K., Ghosh, T., Das, A., and Adhya, S. (1998) The D arm of tRNATyr is necessary and sufficient for import into Leishmania mitochondria in vitro, Nucleic Acids Res 26, 2037-2041.

281. Rubio, M. A., Liu, X., Yuzawa, H., Alfonzo, J. D., and Simpson, L. (2000) Selective importation of RNA into isolated mitochondria from Leishmania tarentolae, Rna 6, 988-1003.

282. Chen, D. H., Shi, X., and Suyama, Y. (1994) In vivo expression and mitochondrial import of normal and mutated tRNA(thr) in Leishmania, Mol Biochem Parasitol 64, 121-133.

283. Bhattacharyya, S. N., Mukherjee, S., and Adhya, S. (2000) Mutations in a tRNA import signal define distinct receptors at the two membranes of Leishmania mitochondria, Mol Cell Biol 20, 7410-7417.

284. Hauser, R., and Schneider, A. (1995) tRNAs are imported into mitochondria of Trypanosoma brucei independently of their genomic context and genetic origin, Embo J14, 42124220.

285. Yermovsky-Kammerer, A. E., and Hajduk, S. L. (1999) In vitro import of a nuclearly encoded tRNA into the mitochondrion of Trypanosoma brucei, Mol Cell Biol 19, 62536259.

286. Bouzaidi-Tiali, N., Aeby, E., Charriere, F., Pusnik, M., and Schneider, A. (2007) Elongation factor 1a mediates the specificity of mitochondrial tRNA import in T. brucei, Embo J 26, 4302-4312.

287. Pusnik, M., Charriere, F., Maser, P., Waller, R. F., Dagley, M. J., Lithgow, T., and Schneider, A. (2009) The single mitochondrial porin of Trypanosoma brucei is the main metabolite transporter in the outer mitochondrial membrane, Mol Biol Evol 26, 671-680.

288. Tschopp, F., Charriere, F., and Schneider, A. (2011) In vivo study in Trypanosoma brucei links mitochondrial transfer RNA import to mitochondrial protein import, EMBO Rep 12, 825-832.

289. Schekman, R. (2010) Editorial expression of concern: a bifunctional tRNA import receptor from Leishmania mitochondria, Proc Natl Acad Sci U S A 107, 9476.

290. Vinogradova, E., Salinas, T., Cognat, V., Remacle, C., and Marechal-Drouard, L. (2009) Steady-state levels of imported tRNAs in Chlamydomonas mitochondria are correlated with both cytosolic and mitochondrial codon usages, Nucleic Acids Res 37, 1521-1528.

291. Esseiva, A. C., Naguleswaran, A., Hemphill, A., and Schneider, A. (2004) Mitochondrial tRNA import in Toxoplasma gondii, J Biol Chem 279, 42363-42368.

292. Pino, P., Aeby, E., Foth, B. J., Sheiner, L., Soldati, T., Schneider, A., and Soldati-Favre, D. (2010) Mitochondrial translation in absence of local tRNA aminoacylation and methionyl tRNA Met formylation in Apicomplexa, Mol Microbiol 76, 706-718.

293. Sharma, A. (2015) Plasmodium falciparum mitochondria import tRNAs along with an active phenylalanyl-tRNA synthetase, Biochem J465, 459-469.

294. Glover, K. E., Spencer, D. F., and Gray, M. W. (2001) Identification and structural characterization of nucleus-encoded transfer RNAs imported into wheat mitochondria, J Biol Chem 276, 639-648.

295. Marechal-Drouard, L., Guillemaut, P., Cosset, A., Arbogast, M., Weber, F., Weil, J. H., and Dietrich, A. (1990) Transfer RNAs of potato (Solanum tuberosum) mitochondria have different genetic origins, Nucleic Acids Res 18, 3689-3696.

296. Ramamonjisoa, D., Kauffmann, S., Choisne, N., Marechal-Drouard, L., Green, G., Wintz, H., Small, I., and Dietrich, A. (1998) Structure and expression of several bean (Phaseolus vulgaris) nuclear transfer RNA genes: relevance to the process of tRNA import into plant mitochondria, Plant Mol Biol 36, 613-625.

297. Akashi, K., Hirayama, J., Takenaka, M., Yamaoka, S., Suyama, Y., Fukuzawa, H., and Ohyama, K. (1997) Accumulation of nuclear-encoded tRNA(Thr) (AGU) in mitochondria of the liverwort Marchantia polymorpha, Biochim Biophys Acta 1350, 262-266.

298. Akashi, K., Sakurai, K., Hirayama, J., Fukuzama, H., and Ohyama, K. (1996) Occurence of nuclear-encoded tRNAIle in mitochondria of the liverwort Marchantia polymorpha, Curr. Genet. 30, 181-185.

299. Akashi, K., Takenaka, M., Yamaoka, S., Suyama, Y., Fukuzawa, H., and Ohyama, K. (1998) Coexistence of nuclear DNA-encoded tRNAVal(AAC) and mitochondrial DNA- encoded tRNAVal(UAC) in mitochondria of a liverwort Marchantia polymorpha, Nucleic Acids Res 26, 2168-2172.

300. Dietrich, A., Marechal-Drouard, L., Carneiro, V., Cosset, A., and Small, I. (1996) A single base change prevents import of cytosolic tRNA(Ala) into mitochondria in transgenic plants, Plant J10, 913-918.

301. Delage, L., Duchene, A. M., Zaepfel, M., and Marechal-Drouard, L. (2003) The anticodon and the D-domain sequences are essential determinants for plant cytosolic tRNAVal import into mitochondria, Plant J 34, 623-633.

302. Salinas, T., Schaeffer, C., Marechal-Drouard, L., and Duchene, A. M. (2005) Sequence dependence of tRNA(Gly) import into tobacco mitochondria, Biochimie 87, 863-872.

303. Laforest, M. J., Delage, L., and Marechal-Drouard, L. (2005) The T-domain of cytosolic tRNAVal, an essential determinant for mitochondrial import, FEBSLett 579, 1072-1078.

304. Kumar, R., Marechal-Drouard, L., Akama, K., and Small, I. (1996) Striking differences in mitochondrial tRNA import between different plant species, Mol Gen Genet 252, 404-411.

305. Delage, L., Dietrich, A., Cosset, A., and Marechal-Drouard, L. (2003) In vitro import of a nuclearly encoded tRNA into mitochondria of Solanum tuberosum, Mol Cell Biol 23, 40004012.

306. Brubacher-Kauffmann, S., Marechal-Drouard, L., Cosset, A., Dietrich, A., and Duchene, A. M. (1999) Differential import of nuclear-encoded tRNAGly isoacceptors into solanum Tuberosum mitochondria, Nucleic Acids Res 27, 2037-2042.

307. Mireau, H., Cosset, A., Marechal-Drouard, L., Fox, T. D., Small, I. D., and Dietrich, A. (2000) Expression of Arabidopsis thaliana mitochondrial alanyl-tRNA synthetase is not sufficient to trigger mitochondrial import of tRNAAla in yeast, J Biol Chem 275, 13291-13296.

308. Salinas, T., Duchene, A. M., Delage, L., Nilsson, S., Glaser, E., Zaepfel, M., and Marechal-Drouard, L. (2006) The voltage-dependent anion channel, a major component of the tRNA import machinery in plant mitochondria, Proc Natl Acad Sci U S A.

309. Salinas, T., El Farouk-Ameqrane, S., Ubrig, E., Sauter, C., Duchene, A. M., and Marechal-Drouard, L. (2014) Molecular basis for the differential interaction of plant mitochondrial VDAC proteins with tRNAs, Nucleic Acids Res 42, 9937-9948.

310. Dorner, M., Altmann, M., Paabo, S., and Morl, M. (2001) Evidence for Import of a Lysyl-tRNA into Marsupial Mitochondria, Mol Biol Cell 12, 2688-2698.

311. Li, K., Smagula, C. S., Parsons, W. J., Richardson, J. A., Gonzalez, M., Hagler, H. K., and Williams, R. S. (1994) Subcellular partitioning of MRP RNA assessed by ultrastructural and biochemical analysis, J Cell Biol 124, 871-882.

312. Doersen, C. J., Guerrier-Takada, C., Altman, S., and Attardi, G. (1985) Characterization of an RNase P activity from HeLa cell mitochondria. Comparison with the cytosol RNase P activity, J Biol Chem 260, 5942-5949.

313. Smirnov, A. V., Entelis, N. S., Krasheninnikov, I. A., Martin, R., and Tarassov, I. A. (2008) Specific features of 5S rRNA structure - its interactions with macromolecules and possible functions, Biochemistry (Mosc) 73, 1418-1437.

314. Entelis, N. S., Kolesnikova, O. A., Dogan, S., Martin, R. P., and Tarassov, I. A. (2001) 5 S rRNA and tRNA Import into Human Mitochondria. Comparison of in vitro requirements., J Biol Chem 276, 45642-45653.

315. Smirnov, A., Tarassov, I., Mager-Heckel, A. M., Letzelter, M., Martin, R. P., Krasheninnikov, I. A., and Entelis, N. (2008) Two distinct structural elements of 5S rRNA are needed for its import into human mitochondria, RNA 14, 749-759.

316. Smirnov, A., Comte, C., Mager-Heckel, A. M., Addis, V., Krasheninnikov, I. A., Martin, R. P., Entelis, N., and Tarassov, I. (2010) Mitochondrial enzyme rhodanese is essential for 5 S ribosomal RNA import into human mitochondria, J Biol Chem 285, 30792-30803.

317. Wang, G., Chen, H. W., Oktay, Y., Zhang, J., Allen, E. L., Smith, G. M., Fan, K. C., Hong, J. S., French, S. W., McCaffery, J. M., Lightowlers, R. N., Morse, H. C., 3rd, Koehler, C. M., and Teitell, M. A. (2010) PNPASE regulates RNA import into mitochondria, Cell 142, 456-467.

318. Wang, G., Shimada, E., Koehler, C. M., and Teitell, M. A. (2012) PNPASE and RNA trafficking into mitochondria, Biochim Biophys Acta 1819, 998-1007.

319. Chicherin, I. (2016) Adressage de l'ARN ribosomique 5S dans les mitochondries et la traduction mitochondriale. Диссертация на соискание ученой степени доктора философии (PhD) Страсбургского университета, Франция.

320. Kolesnikova, O. A., Entelis, N. S., Mireau, H., Fox, T. D., Martin, R. P., and Tarassov, I. A. (2000) Suppression of mutations in mitochondrial DNA by tRNAs imported from the cytoplasm, Science 289, 1931-1933.

321. Baleva, M., Gowher, A., Kamenski, P., Tarassov, I., Entelis, N., and Masquida, B. (2015) A Moonlighting Human Protein Is Involved in Mitochondrial Import of tRNA, Int J Mol Sci 16, 9354-9367.

322. Gowher, A., Smirnov, A., Tarassov, I., and Entelis, N. (2013) Induced tRNA import into human mitochondria: implication of a host aminoacyl-tRNA-synthetase, PLoS One 8, e66228.

323. Rinehart, J., Krett, B., Rubio, M. A., Alfonzo, J. D., and Soll, D. (2005) Saccharomyces cerevisiae imports the cytosolic pathway for Gln-tRNA synthesis into the mitochondrion, Genes Dev 19, 583-592.

324. Frechin, M., Senger, B., Braye, M., Kern, D., Martin, R. P., and Becker, H. D. (2009) Yeast mitochondrial Gln-tRNA(Gln) is generated by a GatFAB-mediated transamidation pathway involving Arc1p-controlled subcellular sorting of cytosolic GluRS, Genes Dev 23, 11191130.

325. Martin, R. P., Schneller, J. M., Stahl, A. J., and Dirheimer, G. (1979) Import of nuclear deoxyribonucleic acid coded lysine-accepting transfer ribonucleic acid (anticodon C-U-U) into yeast mitochondria, Biochemistry 18, 4600-4605.

326. Tarassov, I., and Entelis, N. (1992) Mitochondrially-imported cytoplasmic tRNALys (CUU) of Saccharomyces cerevisiae: in vivo and in vitro targetting systems., Nucleic Acids Res. 20, 1277-1281.

327. Tarassov, I., Entelis, N., and Martin, R. P. (1995) An intact protein translocating machinery is required for mitochondrial import of a yeast cytoplasmic tRNA, J Mol Biol 245, 315323.

328. Vyssokikh, M. Y., Schirtz, T., Kolesnikova, O., Entelis, N., Antonenko, Y. N., Rokitskaya, T. I., Tarassov, I. (2012) Isoform porin 2 is involved in tRNA(Lys) transport from cytosol to mitochondria in yeast, BBA Bioenergetics 1817, S124-S125.

329. Entelis, N., Kieffer, S., Kolesnikova, O., Martin, R., and Tarassov, I. (1998) Structural requirement of tRNALys for its import into yeast mitochondria, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95, 2838-2843.

330. Kazakova, H. A., Entelis, N. S., Martin, R. P., and Tarassov, I. A. (1999) The aminoacceptor stem of the yeast tRNA(Lys) contains determinants of mitochondrial import selectivity, FEBSLett 442, 193-197.

331. Kolesnikova, O., Entelis, N., Kazakova, H., Brandina, I., Martin, R. P., and Tarassov, I. (2002) Targeting of tRNA into yeast and human mitochondria: the role of anticodon nucleotides, Mitochondrion 2, 95-107.

332. Tarassov, I., Entelis, N., and Martin, R. P. (1995) Mitochondrial import of a cytoplasmic lysine-tRNA in yeast is mediated by cooperation of cytoplasmic and mitochondrial lysyl-tRNA synthetases, Embo J14, 3461-3471.

333. Entelis, N., Brandina, I., Kamenski, P., Krasheninnikov, I. A., Martin, R. P., and Tarassov, I. (2006) A glycolytic enzyme, enolase, is recruited as a cofactor of tRNA targeting toward mitochondria in Saccharomyces cerevisiae, Genes Dev 20, 1609-1620.

334. Brandina, I., Graham, J., Lemaitre-Guillier, C., Entelis, N., Krasheninnikov, I., Sweetlove, L., Tarassov, I., and Martin, R. P. (2006) Enolase takes part in a macromolecular complex associated to mitochondria in yeast, Biochim Biophys Acta 1757, 1217-1228.

335. Каменский, П. А. (2007) Импорт тРНК в митохондрии дрожжей: роль предшественника митохондриальной лизил-тРНК-синтетазы и функция импортируемой тРНК в митохондриальном матриксе, Диисертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук.

336. Umeda, N., Suzuki, T., Yukawa, M., Ohya, Y., Shindo, H., and Watanabe, K. (2005) Mitochondria-specific RNA-modifying Enzymes responsible for the biosynthesis of the wobble base in mitochondrial tRNAs. Implications for the molecular pathogenesis of human mitochondrial diseases, J Biol Chem 280, 1613-1624.

337. Gatti, D. L., and Tzagoloff, A. (1991) Structure and evolution of a group of related aminoacyl-tRNA synthetases, J Mol Biol 218, 557-568.

338. Kamenski, P., Kolesnikova, O., Jubenot, V., Entelis, N., Krasheninnikov, I. A., Martin, R. P., and Tarassov, I. (2007) Evidence for an adaptation mechanism of mitochondrial translation via tRNA import from the cytosol, Mol Cell 26, 625-637.

339. Kamenski, P., Smirnova, E., Kolesnikova, O., Krasheninnikov, I. A., Martin, R. P., Entelis, N., and Tarassov, I. (2010) tRNA mitochondrial import in yeast: Mapping of the import determinants in the carrier protein, the precursor of mitochondrial lysyl-tRNA synthetase, Mitochondrion 10, 284-293.

340. Kuzmenko, A., Tankov, S., English, B. P., Tarassov, I., Tenson, T., Kamenski, P., Elf, J., and Hauryliuk, V. (2011) Single molecule tracking fluorescence microscopy in mitochondria reveals highly dynamic but confined movement of Tom40, Sci Rep 1, 195.

341. Kuzmenko, A., Atkinson, G. C., Levitskii, S., Zenkin, N., Tenson, T., Hauryliuk, V., and Kamenski, P. (2014) Mitochondrial translation initiation machinery: conservation and diversification, Biochimie 100, 132-140.

342. Steele, D. F., Butler, C. A., and Fox, T. D. (1996) Expression of a recoded nuclear gene inserted into yeast mitochondrial DNA is limited by mRNA-specific translational activation, Proc Natl Acad Sci U S A 93, 5253-5257.

343. Green-Willms, N. S., Butler, C. A., Dunstan, H. M., and Fox, T. D. (2000) Pet111p, an inner membrane-bound translational activator that limits expression of the Saccharomyces cerevisiae mitochondrial gene COX2, J Biol Chem.

344. Sambrook, J., and Russell, D. W. (2001) Molecular cloning : a laboratory manual, 3rd ed., Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor.

345. Joska, T. M., Mashruwala, A., Boyd, J. M., and Belden, W. J. (2014) A universal cloning method based on yeast homologous recombination that is simple, efficient, and versatile, J Microbiol Methods 100, 46-51.

346. Gietz, R. D., and Schiestl, R. H. (2007) High-efficiency yeast transformation using the LiAc/SS carrier DNA/PEG method, NatProtoc 2, 31-34.

347. Gietz, R. D., and Woods, R. A. (2006) Yeast transformation by the LiAc/SS Carrier DNA/PEG method, Methods Mol Biol 313, 107-120.

348. Dunham, M., Gartenberg, M., Brown, G.W. (2015) Methods in Yeast Genetics and Genomics, Cold Spring Harbor Laboratory.

349. Entelis, N., Kolesnikova, O., Kazakova, H., Brandina, I., Kamenski, P., Martin, R. P., and Tarassov, I. (2002) Import of nuclear encoded RNAs into yeast and human mitochondria: experimental approaches and possible biomedical applications, Genet Eng (N Y) 24, 191-213.

350. Mager-Heckel, A. M., Entelis, N., Brandina, I., Kamenski, P., Krasheninnikov, I. A., Martin, R. P., and Tarassov, I. (2007) The analysis of tRNA import into mammalian mitochondria, Methods Mol Biol 372, 235-253.

351. Varshney, U., Lee, C. P., and RajBhandary, U. L. (1991) Direct analysis of aminoacylation levels of tRNAs in vivo. Application to studying recognition of Escherichia coli initiator tRNA mutants by glutaminyl-tRNA synthetase, J Biol Chem 266, 24712-24718.

352. Oganesyan, N., Ankoudinova, I., Kim, S. H., and Kim, R. (2007) Effect of osmotic stress and heat shock in recombinant protein overexpression and crystallization, Protein Expr Purif 52, 280-285.

353. Francin, M., Kaminska, M., Kerjan, P., and Mirande, M. (2002) The N-terminal domain of mammalian Lysyl-tRNA synthetase is a functional tRNA-binding domain, J Biol Chem 277, 1762-1769.

354. Zang, S., and Lin, R. J. (2016) Northwestern Blot Analysis: Detecting RNA-Protein Interaction After Gel Separation of Protein Mixture, Methods Mol Biol 1421, 111-125.

355. Kurschat, W. C., Muller, J., Wombacher, R., and Helm, M. (2005) Optimizing splinted ligation of highly structured small RNAs, RNA 11, 1909-1914.

356. Kobitski, A. Y., Hengesbach, M., Helm, M., and Nienhaus, G. U. (2008) Sculpting an RNA conformational energy landscape by a methyl group modification—a single-molecule FRET study, Angew Chem Int Ed Engl 47, 4326-4330.

357. Kobitski, A. Y., Nierth, A., Helm, M., Jaschke, A., and Nienhaus, G. U. (2007) Mg2+-dependent folding of a Diels-Alderase ribozyme probed by single-molecule FRET analysis, Nucleic Acids Res 35, 2047-2059.

358. Gouget, K., Verde, F., and Barrientos, A. (2008) In vivo labeling and analysis of mitochondrial translation products in budding and in fission yeasts, Methods Mol Biol 457, 113124.

359. Kirino, Y., Goto, Y., Campos, Y., Arenas, J., and Suzuki, T. (2005) Specific correlation between the wobble modification deficiency in mutant tRNAs and the clinical features of a human mitochondrial disease, Proc Natl Acad Sci US A 102, 7127-7132.

360. Igloi, G. L. (1988) Interaction of tRNAs and of phosphorothioate-substituted nucleic acids with an organomercurial. Probing the chemical environment of thiolated residues by affinity electrophoresis, Biochemistry 27, 3842-3849.

361. Barrientos, A., Fontanesi, F., and Diaz, F. (2009) Evaluation of the mitochondrial respiratory chain and oxidative phosphorylation system using polarography and spectrophotometry enzyme assays, Curr Protoc Hum Genet Chapter 19.

362. Wittig, I., Braun, H. P., and Schagger, H. (2006) Blue native PAGE, Nat Protoc 1, 418-428.

363. Wittig, I., Karas, M., and Schagger, H. (2007) High resolution clear native electrophoresis for in-gel functional assays and fluorescence studies of membrane protein complexes, Mol Cell Proteomics 6, 1215-1225.

364. Eriani, G., Delarue, M., Poch, O., Gangloff, J., and Moras, D. (1990) Partition of tRNA synthetases into two classes based on mutually exclusive sets of sequence motifs, Nature 347, 203-206.

365. Onesti, S., Miller, A. D., and Brick, P. (1995) The crystal structure of the lysyl-tRNA synthetase (LysU) from Escherichia coli, Structure 3, 163-176.

366. Kolesnikova, O. A., Entelis, N. S., Jacquin-Becker, C., Goltzene, F., Chrzanowska-Lightowlers, Z. M., Lightowlers, R. N., Martin, R. P., and Tarassov, I. (2004) Nuclear DNA-encoded tRNAs targeted into mitochondria can rescue a mitochondrial DNA mutation associated with the MERRF syndrome in cultured human cells, Hum Mol Genet 13, 2519-2534.

367. Karicheva, O. Z., Kolesnikova, O. A., Schirtz, T., Vysokikh, M. Y., Mager-Heckel, A. M., Lombes, A., Boucheham, A., Krasheninnikov, I. A., Martin, R. P., Entelis, N., and Tarassov, I. (2011) Correction of the consequences of mitochondrial 3243A>G mutation in the MT-TL1 gene causing the MELAS syndrome by tRNA import into mitochondria, Nucleic Acids Res 39, 81738186.

368. Moras, D. (1992) Structural and functional relationships between aminoacyl-tRNA synthetases, Trends Biochem Sci 17, 159-164.

369. Entelis, N. S., Krasheninnikov, I. A., Martin, R. P., and Tarassov, I. A. (1996) Mitochondrial import of a yeast cytoplasmic tRNA (Lys): possible roles of aminoacylation and modified nucleosides in subcellular partitioning, FEBS Lett 384, 38-42.

370. Kelley, L. A., and Sternberg, M. J. (2009) Protein structure prediction on the Web: a case study using the Phyre server, Nat Protoc 4, 363-371.

371. Baneyx, F., and Mujacic, M. (2004) Recombinant protein folding and misfolding in Escherichia coli, Nat Biotechnol 22, 1399-1408.

372. Samuel, D., Kumar, T. K., Ganesh, G., Jayaraman, G., Yang, P. W., Chang, M. M., Trivedi, V. D., Wang, S. L., Hwang, K. C., Chang, D. K., and Yu, C. (2000) Proline inhibits aggregation during protein refolding, Protein Sci 9, 344-352.

373. Molloy, P. L. (2000) Electrophoretic mobility shift assays, Methods Mol Biol 130, 235-246.

374. Teipel, J. W., and Koshland, D. E., Jr. (1971) Kinetic aspects of conformational changes in proteins. II. Structural changes in renaturation of denatured proteins, Biochemistry 10, 798-805.

375. Lesnik, C., Golani-Armon, A., and Arava, Y. (2015) Localized translation near the mitochondrial outer membrane: An update, RNA Biol 12, 801-809.

376. Baumgart, T., Capraro, B. R., Zhu, C., and Das, S. L. (2011) Thermodynamics and mechanics of membrane curvature generation and sensing by proteins and lipids, Annu Rev Phys Chem 62, 483-506.

377. Zuker, M. (2003) Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction, Nucleic Acids Res 31, 3406-3415.

378. Radman-Livaja, M., Biswas, T., Mierke, D., and Landy, A. (2005) Architecture of recombination intermediates visualized by in-gel FRET of lambda integrase-Holliday junction-arm DNA complexes, Proc Natl Acad Sci U S A 102, 3913-3920.

379. Shi, H., and Moore, P. B. (2000) The crystal structure of yeast phenylalanine tRNA at 1.93 A resolution: a classic structure revisited, Rna 6, 1091-1105.

380. Juhling, F., Morl, M., Hartmann, R. K., Sprinzl, M., Stadler, P. F., and Putz, J. (2009) tRNAdb 2009: compilation of tRNA sequences and tRNA genes, Nucleic Acids Res 37, D159-162.

381. Helm, M. (2006) Post-transcriptional nucleotide modification and alternative folding of RNA, Nucleic Acids Res 34, 721 -733.

382. Smith, C. J., Ley, A. N., D'Obrenan, P., and Mitra, S. K. (1971) The structure and coding specificity of a lysine transfer ribonucleic acid from the haploid yeast Saccharomyces cerevisiae alpha S288C, J Biol Chem 246, 7817-7819.

383. Persson, F., Barkefors, I., and Elf, J. (2013) Single molecule methods with applications in living cells, Curr Opin Biotechnol 24, 737-744.

384. Chudakov, D. M., Lukyanov, S., and Lukyanov, K. A. (2007) Using photoactivatable fluorescent protein Dendra2 to track protein movement, Biotechniques 42, 553, 555, 557 passim.

385. McGuffin, L. J., Bryson, K., and Jones, D. T. (2000) The PSIPRED protein structure prediction server, Bioinformatics 16, 404-405.

386. Deich, J., Judd, E. M., McAdams, H. H., and Moerner, W. E. (2004) Visualization of the movement of single histidine kinase molecules in live Caulobacter cells, Proc Natl Acad Sci U S A 101, 15921-15926.

387. Niu, L., and Yu, J. (2008) Investigating intracellular dynamics of FtsZ cytoskeleton with photoactivation single-molecule tracking, Biophys J 95, 2009-2016.

388. Vrljic, M., Nishimura, S. Y., Brasselet, S., Moerner, W. E., and McConnell, H. M. (2002) Translational diffusion of individual class II MHC membrane proteins in cells, Biophys J 83, 2681-2692.

389. Kusumi, A., Nakada, C., Ritchie, K., Murase, K., Suzuki, K., Murakoshi, H., Kasai, R. S., Kondo, J., and Fujiwara, T. (2005) Paradigm shift of the plasma membrane concept from the two-dimensional continuum fluid to the partitioned fluid: high-speed single-molecule tracking of membrane molecules, Annu Rev Biophys Biomol Struct 34, 351-378.

390. Gibbs, K. A., Isaac, D. D., Xu, J., Hendrix, R. W., Silhavy, T. J., and Theriot, J. A. (2004) Complex spatial distribution and dynamics of an abundant Escherichia coli outer membrane protein, LamB, Mol Microbiol 53, 1771-1783.

391. Chacinska, A., van der Laan, M., Mehnert, C. S., Guiard, B., Mick, D. U., Hutu, D. P., Truscott, K. N., Wiedemann, N., Meisinger, C., Pfanner, N., and Rehling, P. (2010) Distinct forms of mitochondrial TOM-TIM supercomplexes define signal-dependent states of preprotein sorting, Mol Cell Biol 30, 307-318.

392. Kirino, Y., Yasukawa, T., Ohta, S., Akira, S., Ishihara, K., Watanabe, K., and Suzuki, T. (2004) Codon-specific translational defect caused by a wobble modification deficiency in mutant tRNA from a human mitochondrial disease, Proc Natl Acad Sci U S A 101, 15070-15075.

393. Soidla, T. R., and Golovanov, E. I. (1984) Possible role of tRNA1Lys in recognition of pre-mRNA sequences involved in the control of splicing, Mol Biol (Mosk) 18, 277-285.

394. Fox, T. D., Folley, L. S., Mulero, J. J., McMullin, T. W., Thorsness, P. E., Hedin, L. O., and Costanzo, M. C. (1991) Analysis and manipulation of yeast mitochondrial genes, Methods Enzymol 194, 149-165.

395. Carignani, G., Groudinsky, O., Frezza, D., Schiavon, E., Bergantino, E., and Slonimski, P. P. (1983) An mRNA maturase is encoded by the first intron of the mitochondrial gene for the subunit I of cytochrome oxidase in S. cerevisiae, Cell 35, 733-742.

396. Yasukawa, T., Suzuki, T., Ishii, N., Ohta, S., and Watanabe, K. (2001) Wobble modification defect in tRNA disturbs codon-anticodon interaction in a mitochondrial disease, Embo J20, 4794-4802.