Иммуноглобулинсвязывающие белки Yersinia pseudotuberculosis тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Сидорин, Евгений Викторович

• Сидорин, Евгений Викторович
• кандидат химических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат химических наук Сидорин, Евгений Викторович

1. Введение.

2. Литературный обзор. Белки способные связывать иммуноглобулины неиммунным способом.

2.1. Иммуноглобулины. Структура и классификация.

2.2. Иммуноглобулинсвязывающие белки грамположительных бактерий.

2.2.1. Экспрессия иммуноглобулинсвязывающих белков, их структурная и функциональная гетерогенность.

2.2.1.1. Иммуноглобулинсвязывающие белки стафилококков.

2.2.1.2. Иммуноглобулинсвязывающие белки группы А стрептококков.

2.2.1.3. Иммуноглобулинсвязывающие белки стрептококков группы С и G.

2.2.1.4. Иммуноглобулинсвязывающие белки Peptostreptococcus niagnus.

2.2.2. Структура иммуноглобулинсвязывающих белков грамположительных бактерий.

2.2.2.1. Протеин A Staphylococcus aureus.

2.2.2.2. Протеин G групп С и G стрептококков.

2.2.2.3. Протеин L Peptostreptococcus magnus.

2.2.2.4. М-протеины стрептококков группы А.

2.2.3. Пространственные структуры комплексов протеина А стафилококков и протеина G стрептококков с IgG человека.

2.3. Иммуноглобулинсвязывающие белки грамотрицательных бактерий.

3. Результаты и обсуждения.

3.1. Общая характеристика иммуноглобулинсвязывающей активности Yersina pseudotuberculosis.

3.2. Влияние условий культивирования и плазмид вирулентности на экспрессию иммуноглобулинсвязывающих белков Y. pseudotuberculosis.

3.3. Выделение ИСБ Y. pseudotuberculosis.

3.4. Изучение структуры и свойств ИСБ-14.

3.4.1. Химические и физико-химические характеристики ИСБ-14.

3.4.2. Взаимодействие ИСБ-14 с IgG разных видов животных.

3.5. Изучение структуры и свойств ИСБ-16.

3.5.1. Характеристика и идентификация ИСБ-16.

3.5.2. Взаимодействие ИСБ-16 кДа с IgG кролика и человека.

3.6. Компьютерное моделирование пространственной структуры ИСБ-16 и его комплексов с молекулой IgG человека.

3.6.1. Компьютерное моделирование пространственной структуры ИСБ-16.

3.6.2. Теоретическое предсказание структуры комплекса ИСБ-16 с Fc-фрагментом IgGl человека.

3.7. Характеристика и идентификация ИСБ-7.

3.8. Компьютерное моделирование пространственной структуры ИСБ-7 и его комплексов с IgG человека.

3.8.1. Компьютерное моделирование пространственной структуры ИСБ-7.

3.8.2. Теоретическое моделирование структуры комплекса ИСБ-7 с тяжелыми цепями Fc- и БаЬ-фрагментов IgG человека.

4. Экспериментальная часть.

4.1. Материалы.

4.2. Методы.

5. Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Иммуноглобулинсвязывающие белки Yersinia pseudotuberculosis»

Изучение молекулярных механизмов взаимодействия патоген-хозяин - одна из важнейших задач биологии, иммунологии и медицины, лежащая в основе разработки эффективных средств диагностики, профилактики и лечения инфекционных болезней. На разных стадиях развития инфекционного процесса возбудитель в качестве инструмента воздействия на защитные системы организма хозяина использует макромолекулы, наделенные определенным видом активности. Сопоставление биологической активности отдельных видов макромолекул, продуцируемых патогенными бактериями, с тем эффектом, который они вызывают в организме хозяина, позволяет характеризовать функцию этих биополимеров как факторов патогенности. Одним из важных факторов патогенности бактерий, способных вызывать различные заболевания животных и человека, являются иммупоглобулннсвязывающие белки (ИСБ). Считается, что неиммунное связывание иммуноглобулинов (Ig) с клетками через ИСБ защищает бактерии от действия комплемента, уменьшает их опсонизацию и фагоцитоз, что, в итоге, позволяет микроорганизмам избежать воздействия иммунной системы хозяина. Кроме того, многие из известных ИСБ являются полифункциональными, они могут связываться с различными компонентами сыворотки крови животных и человека, а также непосредственно взаимодействуют с иммунокомпетентными клетками макроорганизма.

На сегодняшний день некоторые из известных бактериальных ИСБ находят применение в медицине. Их способность с высокой аффинностью связывать широкий спектр классов и подклассов Ig разных видов животных и человека позволяет успешно использовать их в качестве вторых антител в иммунодиагностических тест-системах для обнаружения специфических иммунных комплексов. Благодаря вышеупомянутым свойствам ИСБ, иммобилизованные па твердых носителях, применяются в качестве сорбентов при лечении пациентов, которым показано выведение из организма аутоантител, иммунных комплексов или иммуноглобулинов. ИСБ также находят широкое применение в иммунохимии и иммунологии как один из специфических инструментов исследования.

С 50-х годов прошлого столетия накоплен большой экспериментальный материал, касающийся строения и свойств ИСБ грамположительных бактерий, а также механизмов их взаимодействия с Ig разных видов животных и человека. На сегодняшний день достаточно хорошо изучены структура и функциональные свойства ИСБ стафилококков, стрептококков группы А, С, G и пептококков. Однако остается неизученным вопрос взаимосвязи между структурой ИСБ и их Ig-связывающей активностью.

В грамотрицательных бактериях также идентифицированы белки, способные связывать иммуноглобулины неиммунным образом, но известно о них значительно меньше. Во многих случаях они очень плохо охарактеризованы. Для этих белков, в отличие от ИСБ грамположительных бактерий, отсутствуют данные о молекулярной структуре и строении их комплексов с Ig.

Объектом нашего исследования являются ИСБ грамотрицательных бактерий Yersinia pseudotuberculosis (семейство Enterobacteriaceae). Y. pseudotuberculosis относятся к факультативным психрофилам и характеризуются большим разнообразием условий обитания. Эти бактерии могут вести как сапрофитический, так и паразитический образ жизни. После орального заражения Y. pseudotuberculosis вызывают кишечные формы псевдотуберкулеза, в тяжелых случаях протекающего с генерализацией процесса, а также системные заболевания с повреждением внутренних органов, с постинфекционными артритами. Иерсиниозы имеют большой удельный вес в инфекционной патологии человека и регистрируются повсеместно. Следует особо подчеркнуть, что большая часть болеющих псевдотуберкулезом - дети в возрасте до 14 лет. Они составляют более 65% от общего числа заболевших. В то же время патогенез, эпидемиология и диагностика заболевания изучены и разработаны недостаточно.

Из всего вышесказанного следует, что изучение ИСБ грамотрицательных бактерий, в частности ИСБ Y. pseudotuberculosis, остается актуальной задачей, которая имеет как фундаментальное, так и прикладное значение.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Сидорин, Евгений Викторович

5. Выводы

1. Впервые показано, что бактерии псевдотуберкулеза содержат белки, способные связывать иммуноглобулин G неиммунным способом. Биосинтез этих белков в клетке зависит от условий (температура, значения рН, состав среды) и фазы роста бактерий. Плазмиды вирулентности не оказывают влияния на экспрессию иммуноглобулинсвязывающих белков, их биосинтез детерминируется хромосомными генами.

2. Из бактерий псевдотуберкулеза выделены в индивидуальном виде три иммуноглобулинсвязывающих белка, ИСБ-7, ИСБ-14 и ИСБ-16, с молекулярными массами 7,36, 14,3 и 16,1 кДа соответственно.

3. Определены химические и физико-химические характеристики выделенных белков. Показано, что ИСБ-14 является гидрофильным белком с высоким индексом полярности (55,3%), который относится по данным КД-спектроскопии к смешанным а//3 протеинам, и имеет склонность к агрегации с потерей Ig-связывающей активности. Определены изоэлектрические точки и N-концевые аминокислотные последовательности для ИСБ-7 и ИСБ-16. С использованием масс-спектрометрии получено молекулярно-массовое распределение пептидов триптического гидролизата ИСБ-16.

4. На основе экспериментально полученных характеристик белков с использованием соответствующих баз данных ИСБ-7 и ИСБ-16 были идентифицированы с ранее предсказанными белками Y. pseudotuberculosis - гипотетическим секреторным протеином с неизвестной функцией (код A7FNV7, UniProt) и белком шапероном OmpH/Skp (код A7FFH8, UniProt) соответственно.

5. Установлено, что ИСБ Y. pseudotuberculosis, подобно большинству бактериальных ИСБ, специфически взаимодействуют с IgG разных видов животных и человека. Областью их связывания на молекуле IgG является Fc-фрагмент. Образование комплекса ИСБ-14 с IgG зависит от значения рН реакционной среды и максимальное связывание наблюдается при рН 6,0. Взаимодействие ИСБ-16 с IgG человека происходит с Ка равной 3,05 мкМ"1.

6. Методом компьютерного моделирования построены модели пространственных структур ИСБ-7 и ИСБ-16, а также их комплексов с IgG. Определены возможные межмолекулярные контакты, стабилизирующие эти комплексы. Показано, что ИСБ-7 и ИСБ-16 имеют общие сайты связывания на Fc- и Fab-фрагментах IgG человека с иммуноглобулипсвязывающими белками SpA и SpG грамположительных бактерий.

Работа поддержана грантом ДВО РАН № 09-111-05-150 и грантом рвостока № 0904-98576.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Сидорин, Евгений Викторович, 2009 год

1. Kihlberg В.-М., Collin М., Olsen A. and Bjorck L. Protein H and Antiphagocytic Surface Protein in Streptococcus pyogenes // Infect. Immun. 1999. Vol. 67, N 4, P. 1708-1714.

2. Tolo K. and Helgeland K. Fc-binding components: a virulence factor in Actinobacillus actinomycetemcomitansl // Oral Microbiol Immunol. 1991. Vol. 6, N 6, P. 373-377.

3. Езепчук Ю.В. Биомолекулярные основы патогенности бактерий // Москва: Наука, 1977. с. 216

4. Widders P.R., Dorrance L.A., Yarnall М. and Corbeil, L.B. Immunoglobulin-binding activity among pathogenic and carrier isolates of Haemophilus somnus // Infect. Immun. 1989. Vol. 57, N 2. P. 639-642.

5. Bjorck L. Protein L. A novel bacterial cell wall protein with affinity for Ig L chains // J. Immunol. 1988. Vol. 140, P. 1194-1197.

6. Raeder R., Faulmann E.L. and Boyle M.D. Evidence for functional heterogeneity in IgG Fc-binding proteins associated with group A streptococci // J. Immunol. 1991. Vol. 146, P. 1247-1253.

7. Labbe S. and Grenier D. Characterization of the human immunoglobulin G Fc-binding activity in Prevotella intermedia // Infect. Immun. 1995. Vol. 63, N 7. P. 2785-2789.

8. Bjorck L. and Kronvall G. Purification and some properties of streptococcal protein G, a novel IgG-binding reagent // J. Immunol. 1984. Vol. 133, P. 969-974.

9. Akesson P., Schmidt K.H., Cooney J. and Bjorck L. Ml protein and protein PI: IgGFc- and albumin-binding streptococcal surface proteins encoded by adjacent genes //Biochem. J. 1994. N 300. P. 877-886.

10. Yarnall M., Widders P.R. and Corbeil L.B. Isolation and characterization of Fc receptors from Haemophilus somnus // Scand. J. Immunol. 1988. Vol. 28, N 2. P. 129-137.

11. Yarnall M. and Widders P.R. Comparison of IgG Fc receptors from clinical isolates of Streptococcus zooepidemicus И J. Med. Microbiol. 1989. Vol. 28, N 2. P. 137-41.

12. Mintz K.P. and Fivestaylor P M. Identification of an immunoglobulin Fc receptor of Actinobacillus actinomycetemcomitans II Infec. Immun. 1994. Vol. 62, N 10. P. 4500-4505.

13. Sandt C.H., Wang Y.-D., Wilson R.A. and Hill C.W. Escherichia coli strains with Nonimmune Immunoglobulin-Binding Activity 11 Infect. Immun. 1997. Vol. 65, N 11. P. 4572-4579.

14. Бурова JI.A., Тотолян A.A., Кристенсен П., Шален К. Иммуноглобулиповая Fc-рецепция стрептококков и ее участие в постстрептококковых осложнениях // Микробиол. 1984. N 10. С. 12-20.

15. Марри Р., Греннер Д., Мейес П. и Родуэлл В. Плазма крови и процесс свертывания. // Биохимия человека; Москва: Мир, 1993. Т. 2, С. 321-325.

16. Ройт А. Молекулы, распознающие антиген. // Основы иммунологии, под ред. ВасиловаР.Г. и Киркина А.Ф.; Москва: Мир, 1991. С. 42-55.

17. Straley S.C. and Perry R.D. Environmental modulation of gene expression and pathogenesis in Yersinia//Trends Microbiol. 1995. Vol. 3, P. 310-317.

18. Eitel J. and Dersch P. The YadA Protein of Yersinia pseudotuberculosis Mediates High-Efficiency Uptake into Human Cells under Environmental Conditions in Which Invasin Is Repressed // Infect. Immun. 2002. Vol. 70, N 9. P. 4880-4891.

19. Yarnall M., Reis K.J., Ayoub E.M. and Boyle M.D.P. An immunoblotting technique for the detection of bound and secreted bacterial Fc receptors // J. Microbiol. Methods. 1984. Vol. 3, P. 83-93.

20. Reis K.J., Siden E.J. and Boyle M.D.P. Selective Colony Blotting to Expand Bacterial Surface Receptors: Applications to Receptors for Rat Immunoglobulins // BioTechniques. 1988. Vol. 6, N 2. P. 130-136.

21. Myhre E.B. and Kronvall G. Heterogeneity of nonimmune immunoglobulin Fc reactivity among gram-positive cocci: description of three major types of receptors for human immunoglobulin G // Infect. Immun. 1977. Vol. 17, N 3. P. 475-482.

22. Jensen K. A normally occurring staphylococcus antibody in the human serum // Acta Pathol. Microbiol. Scand. 1958. Vol. 44, P. 421-428.

23. Forsgren A. and Sjoquist J. "Protein A" from S. aureus. I. Pseudoimmune reaction with human gamma-globulin // J. Immunol. 1966. Vol. 97. P. 822-827.

24. Bjork I., Petersson B.A. and Sjoquist J. Some physiochemical properties of protein A from Staphylococcus aureus II Eur. J. Biochem. 1972. Vol. 29, N 3. P. 579-584.

25. Sjoquist J., Meloun B. and Hjelm H. Protein A isolated from Staphylococcus aureus after digestion with lysostaphin // Eur. J. Biochem. 1972. Vol. 29, N 3. P. 572-578.

26. Sjodahl J. Repetitive sequences in protein A from Staphylococcus aureus. Arrangement of five regions within the protein, four being highly homologous and Fc-binding//Eur. J. Biochem. 1977. Vol. 73, N2. P. 343-351.

27. Lind I., Reyn A., Birch-Anderson., Electron Microscopy of Staphylococcal Protein A Reactivity and Specific Antigen-Antibody Reaction // Acta Path. Microbiol. Scand. 1972, Sec. B, Vol. 80, N 2. P.281-291.

28. Forsgren A. Significance of Protein A Production by Staphylococci // Infect. Immun. 1970. Vol. 2, P. 672-673.

29. Dossett J.H., Kronvall G., Williams R.C., Quie Jr. and P.G. Antiphagocytic Effects of Staphylococcal Protein A // J. Immunol. 1969. Vol. 103, P. 1405-1410.

30. Lind I. Protein A production in different strains of Staphylococcus aureus under various growth conditions // Acta Pathol. Microbiol. Scand. 1974. Sect. B, Vol. 82, P. 821-828.

31. Winblad S. and Ericson C. Sensitized sheep red cells as a reactant for Staphylococcus aureus protein A // Acta Pathol. Microbiol. Scand. 1973. Sect. B, Vol. 81, P. 150156.

32. Lind I. Correlation between the occurrence of protein A and some other properties in Staphylococcus aureus II Acta Pathol. Microbiol. Scand. 1972. Sect. B, Vol. 80, P. 702-708.

33. Cohen S. and Sweeney H.M. Modulation of Protein A Formation in Staphylococcus aureus by Genetic Determinants for Methicillin Resistance // J. Bacteriol. 1979. Vol. 140, N3. P. 1028-1035.

34. Lindmark R., Movitz J. and Sjoquist J. Extracellular Protein A from a Methicillin-Resistant Strain of Staphylococcus aureus II Eur. J. Biochem. 1977. Vol. 74, P. 623628.

35. Cheung A.L., Bayer A.S., Peters J. and Ward J.I. Analysis by Gel Electrophoresis, Western Blot, and Peptide Mapping of Protein A Heterogeneity in Staphylococcus aureus Strains // Infect. Immun. 1987. Vol. 55, N 4. P. 843-847.

36. Hjelm H., Sjodahl J. and Sjoquist J. Immunologically active and structurally similar fragments of protein A from Staphylococcus aureus II Eur. J. Biochem 1975. Vol. 57. N 2. P. 395-403.

37. Forsgren A. Protein A from Staphylococcus aureus. VI. Reaction with subunits from guinea pig yr and y2- globulin // J. Immunol. 1968. Vol. 100, P. 927-930.

38. Kronvall G., Grey H.M. and Williams R.C. Protein A reactivity with mouse immunoglobulins. Structural relationship between some mouse and human immunoglobulins И J. Immunol. 1970. Vol. 105, N 5, P.l 116-1123.

39. Jacobsson K. and Frykberg L. Cloning of ligand-binding domains of bacterial receptors by phage display // BioTechniques. 1995. Vol. 18, P. 878-885.

40. Zhang L., Jacobsson K., Vasi J., Lindberg M. and Frykberg L. A second IgG-binding protein in Staphylococcus aureus II Microbiol. 1998. Vol. 144, P. 985-991.

41. Lancefield R.C. The antigenic complex of Streptococcus hemolyticus. I. Demonstration of a type-specific substance in extracts of Streptococcus hemolyticus II J. Exp. Med. 1928. Vol. 47, P. 91-103.

42. Todd E.W. and Lancefield R.C. Variants of hemolytic streptococci; their relation to type-specific substance, virulence, and toxin // J. Exp. Med., 1928, Vol. 48, P. 751761.

43. Maxted W.R. The indirect bactericidal test as a means of identifying antibody to the M antigen of Streptococcus pyogenes // Br. J. Exp. Pathol. 1956. Vol. 37, N 4. P. 415-422.

44. Foley M.J. and Wood W.B.Jr. Studies on the pathogenicity of group A streptococci. II. The antiphagocytic effects of the M protein and the capsular gel // J Exp. Med. 1959. Vol. 110, P. 617-628.

45. Freimer E.H., Krause R.M., McCarty M. Studies of L forms and protoplasts of group A streptococci. I. Isolation, growth, and bacteriologic characteristics // J. Exp. Med. 1959. Vol. 110, P. 853-874.

46. Lancefield, R.C. Current knowledge of type-specific M antigens of group A streptococci //J. Immunol. 1962. Vol. 89, P. 307-313.

47. Hahn J.J., Cole R.M. Streptococcal M antigen location and synthesis , studied by immunofluorescence // J. Exp. Med. 1963. Vol. 118, P. 659-666.

48. Cohen J.O. Effect of Culture Medium Composition and on the Production of M Protein and Proteinase by Group A Streptococci //J. Bacteriol. 1969. 99, P. 737-744.

49. Lancefield R.C. and Perlmann G.E. Preparation and properties of type-specific M antigen isolated from group A, type 1 hemolytic Streptococcus // J. Exp. Med. 1952. Vol. 96, P. 71-82.

50. Elliott S.D., Stuart D. A proteolytic enzyme produced by group A streptococci with special reference to its effect on the type specific M antigen // J. Exp. Med. 1945. Vol, 81, P. 537-591.

51. Boyle M.D.P. Bacterial immunoglobulin-binding proteins // Encyclopedia of immunology. 2nd ed. New York: Acad. Press. 1998. P. 323-327.

52. Pack T.D. and Boyle M.D.P. Characterization of a type II'о group A streptococcal immunoglobulin-binding protein // Mol. Immunol. 1995. Vol. 32, P. 1235-1243.

53. Raeder R., Woischnik M., Podbielski A. and Boyle M.D. A secreted streptococcal cysteine protease can cleave a surface-expressed Ml protein and alter the immunoglobulin binding properties // Res. Microbiol, 1998. Vol. 149, N 8. P. 539-48.

54. Kawabata S., Tamura Y., Murakami J., Terao Y., Nakagawa I. and Hamada S. A novel, anchorless streptococcal surface protein that binds to human immunoglobulins // Bioch. Biophys. Res. Commun. 2002. Vol. 296, N 5. P. 1329-1333.

55. Bisno A., Craven D.E. and McCabe W.R. M proteins of group G streptococci isolated from bacteremic human infection // Infect. Immun. 1987. Vol. 55, P. 753-757.

56. Bisno A.L., Collins C.M. and Turner J.C. M proteins of group С streptococci isolated from patients with acute pharyngitis // J. Clin. Microbiol. 1996. Vol. 34, P. 25112515.

57. Collins C.M., Kimura A. and Bisno A.L. Group G streptococcal M protein exhibits structural features analogous to those of class-I M protein of group A streptococci // Infect. Immun. 1992. Vol. 60, P. 3689-3696.

58. Jones K.F. and Fischetti V.A. Biological and immunochemical identity of M protein on group G streptococci with M protein on group A streptococci // Infect. Immun. 1987. Vol. 55, P. 502-506.

59. Smirnov O., Denesyuk A.I., Zakharov M.V., Abramov V.M. and Zav'yalov V.P. Protein V, a novel type-II IgG receptor from Streptococcus sp.: sequence, homologies and putative Fc-binding site // Gene. 1992. Vol. 120, P. 27-32.

60. Mogollon J.D., Pijoan C., Murtaugh M.P., Cleary P.P. and Collins J.E. Testing meningeal strains of Streptococcus suis to detect M protein genes // Res. Vet. Sci. 1992. Vol. 53, P. 244-246.

61. Schnitzler N., Podbielski A., Baumgarten G., Mignon M. and Kaufhold A. M or M-like protein gene polymorphisms in human group G streptococci // J. Clin. Microbiol. 1995. Vol. 33, P. 356-363.

62. Simpson W.J., Robbins J.C. and Cleary P.P. Evidence for group A-related M protein genes in human but not animal-associated group G streptococcal pathogens // Microb. Pathog. 1987. Vol. 3, P. 339-350.

63. Scott J.R., Pulliam W.M., Hollingshead S.K. and Fischetti V.A. Relationship of M protein genes in group A streptococci // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1985. Vol. 82, P. 1822-1826.

64. Myhre E.B. and Kronvall G. Demonstration of specific binding sites for human serum albumin in group С and G streptococci // Infect. Immun. 1980. Vol. 27, P. 6-14.

65. Akerstrom В., Brodin Т., Reis K. and Bjorck L. Protein G: a powerful tool for binding and detection of monoclonal and polyclonal antibodies // J. Immunol. 1985. Vol. 135, P. 2589-2592.

66. Sjobring U., Trojnar J., Grubb A., Akerstrom B. and Bjorck L. Ig-binding bacterial proteins also bind proteinase inhibitors // J. Immunol. 1989. Vol. 143, P. 2948-2954.

67. Jonsson H., Burtsoff-Asp C. and Guss B. Streptococcal protein MAG— a protein with broad albumin binding specificity // Biochim. Biophys. Acta. 1995. Vol. 1249, P. 65-71.

68. Jonsson H., Frykberg L., Rantamaki L. and Guss B. MAG, a novel plasma protein receptor from Streptococcus dysgalactiae II Gene. 1994. Vol. 143, P. 85-89.

69. Jonsson H. and Muller H.P. The type-Ill Fc receptor from Streptococcus dysgalactiae is also an alpha 2-macroglobulin receptor // Eur. J. Biochem. 1994. Vol. 220, P. 819— 826.

70. Jonsson H., Lindmark H. and Guss B. A protein G-related cell surface protein in Streptococcus zooepidemicus II Infect. Immun. 1995. Vol. 63, P. 2968-2975.

71. Akerstrom B. and Bjorck L. Protein L: an immunoglobulin light chain-binding bacterial protein. Characterization of binding and physicochemical properties // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264, P. 19740-19746.

72. Enokizono J., Wikstrom M., Sjobring U., Bjorck L., Forsen S., Arata Y., Kato K. and Shimada I. NMR analysis of the interaction between protein L and Ig light chains // J. Mol. Biol. 1997. Vol. 270, P. 8-13.

73. Nilson B.H., Solomon A., Bjorck L. and Akerslrom B. Protein L from Peptostreptococcus magnus binds to the kappa light chain variable domain // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267, P. 2234-2239.

74. Wikstrom M., Sjobring U., Drakenberg Т., Forsen S. and Bjorck L. Mapping of the immunoglobulin light chain-binding site of protein L // J. Mol. Biol. 1995. Vol. 250, P. 128-133.

75. Patella V., Casolaro V., Bjorck L. and Marone G. Protein L. A bactcrial Ig-binding protein that activates human basophils and mast cells // J. Immunol. 1990. Vol. 145, P. 3054-3061.

76. Fischetti V.A., Pancholi V. and Schneewind O. Conservation of a hexapeptide sequence in the anchor region of surface proteins from Gram-positive cocci // Mol. Microbiol. 1990. Vol. 4, P.1603-1605.

77. Navarre W.W. and Schneewind O. Surface Proteins of Gram-Positive Bactcria and Mechanisms of Their Targeting to the Cell Wall Envelope // Microbiol. Mol Biol. 1999. Vol. 63, N 1. P. 174-229.

78. Schneewind O., Model P., Fischetti V.A. Sorting of protein A to the Staphylococcal cell wall // Cell. 1992. Vol.70, P. 267-281.

79. Gouda PL, Torigoe H., Saito A., Sato M., Arata Y. and Schimada I. Three-dimensional solution structure of the B-domain of staphylococcal protein A: Comparisons of the solution and crystal structures // Biochem. 1992. Vol. 31, N 40. P. 9665-9672.

80. Derrick J.P. and Wigley D.B. Crystal structure of a streptococcal protein G domain bound to Fab fragment // Nature. 1992. Vol. 359, 752-754.

81. Starovasnik M.A., O'Connell M.P., Fairbrother W.J. and Kelley R.F. Antibody variable region binding by Staphylococcal protein A: Thermodynamic analysis andlocation of the Fv binding site on E-domain // Protein Sci. 1999. Vol. 8, P. 14231431.

82. Lian L.-Y., Barsukov I.L., Derrick, J.P. & Roberts G.C.K. Mapping the interactions between streptococcal protein G and the Fab fragment of IgG in solution // Nat. Struct. Biol. 1994. Vol. 1, 355-357.

83. Boyle M.D.P. and Reis K.J. Bacterial Fc Receptors // Bio/Technology 1987. Vol. 5, P.697-703.

84. Sjoholm I. Protein A from Staphylococcus aureus. Spectropolarimetric and spectrophotometric studies // Eur. J. Biochem. 1975. Vol. 51, P. 55-61.

85. Guss В., Uhlen M., Nilsson В., Lindberg M., Sjoquist J. and Sjodahl J. Region X, the cell-wall-attachment part of staphylococcal protein A // Eur. J. Biochem. 1984. Vol. 138, P. 413-420.

86. Abrahmsen L., Moks Т., Nilsson В., Hellman U. and Uhlen M. Analysis of signals for secretion in the staphylococcal protein A gene // Embo. J. 1985. Vol. 4, P. 39013906.

87. Sjodahl J. Repetitive sequences in protein A from Staphylococcus aureus. arrangement of five regions within the protein, four being highly homologous and Fc-binding // Eur. J. Biochem. 1977. Vol. 73, P. 343-351.

88. Moks Т., Abrahmsen L., Nilsson В., Hellman U., Sjoquist J. and Uhlen M. Staphylococcal protein A consists of five IgG-binding domains // Eur. J. Biochem. 1986. Vol. 156, P. 637-643.

89. Schneewind O., Fowler A. and Faull K.F. Structure of the cell wall anchor of surface proteins in Staphylococcus aureus II Science 1995. Vol. 268, P. 103-106.

90. Nilsson В., Moks Т., Jansson В., Abrahmsen L., Elmblad A., Holmgren E., Henrichson C., Jones T.A. and Uhlen M. A synthetic IgG-binding domain based on staphylococcal protein A//Protein Eng. 1987. Vol. 1,P. 107-113.

91. Kronvall G. and Williams R.C. Differences in anti-protein A activity among IgG subgroups // J. Immunol. 1969. Vol. 103, P. 828-833.

92. Ankerst J., Christensen P., Kjellen L. and Kronvall G. A rountine diagnostic test for IgA and IgM antibodies to rubella virus: absorption of IgG with Staphylococcus aureus // J. Infect. Dis. 1974. Vol. 130, P. 268-273.

93. Jansson В., Uhlen, M., Nygren, P.A. All individual domains of staphylococcal protein A show Fab binding // FEMS Immunol. Medical. Microbiol. 1998. Vol. 20, N 1. P. 69-78.

94. Deisenhofer J. Crystallographic refinement and atomic models of a human Fc fragment and its complex with fragment В of protein A from Staphylococcus aureus at 2.9- and 2.8-A resolution//Biochem. 1981. Vol. 20, P. 2361-2370.

95. Atkins K.L., Burman J.D., Chamberlain E.S., Cooper J.E., Poutrel В., Bagby S., Jenkins A.T.A., Feil E.J. and van den Elsen J.M.H. S. aureus IgG-binding proteins

96. SpA and Sbi: Host specificity and mechanisms of immune complex formation 11 Mol. Immunol. 2008. Vol. 45, P. 1600-1611.

97. Reis K.J., Ayoub E.M. and Boyle M.D. Streptococcal Fc receptors. I. Isolation and partial characterization of the receptor from a group С streptococcus // J. Immunol. 1984. Vol. 132, P. 3091-3097.

98. Reis K.J., Ayoub E.M. and Boyle M.D. Streptococcal Fc receptors. II. Comparison of the reactivity of a receptor from a group С streptococcus with staphylococcal protein A // J. Immunol. 1984. Vol. 132, P. 3098-3102.

99. Guss В., Eliasson M., Olsson A., Ulilen M., Frej A.K., Jornvall H., Flock J.I. and Lindberg M. Structure of the IgG-binding regions of streptococcal protein G // EMBO J. 1986. Vol. 5, P. 1567-1575.

100. Olsson A., Eliasson M., Guss В., Nilsson В., Hellman U., Lindberg M. and Uhlen M. Structure and evolution of the repetitive gene encoding streptococcal protein G // Eur. J. Biochem. 1987. Vol. 168, P. 319-324.

101. Filpula D., Alexander P. and Fahnestock S.R. Nucleotide sequence of the protein G gene from Streptococcus GX7805, and comparison to previously reported sequences // Nucleic Acids Res. 1987. Vol. 15, P. 7210.

102. Fahnestock S.R., Alexander P., Nagle J. and Filpula D. Gene for an immunoglobulin-binding protein from a group G streptococcus // J. Bacteriol. 1986. Vol. 167, P. 870880.

103. Sjobring U., Bjorck L. and Kastern W. Streptococcal protein G. Gene structure and protein binding properties // J. Biol. Chem. 1991. Vol. 266, P. 399-405.

104. Bjorck L., Kastern W., Lindahl G. and Wideback K. Streptococcal protein G, expressed by streptococci or by Escherichia coli, has separate binding sites for human albumin and IgG // Mol. Immunol. 1987. Vol. 24, P. 1113-1122.

105. Akerstrom, В., E. Nielsen, and L. Bjorck. Definition of IgG- and albumin-binding regions of streptococcal protein G // J. Biol. Chem. 1987. Vol. 262, P. 13388-13391.

106. Sjobring U., Falkenberg C., Nielsen E., Akerstrom B. and Bjorck L. Isolation and characterization of a 14-kDa albumin-binding fragment of streptococcal protein G // J. Immunol. 1988. Vol.140, P. 1595-1599.

107. Johansson M.U., de Chateau M., Wikstrom M., Forsen S., Drakenberg T. and Bjorck L. Solution structure of the albumin-binding GA module: a versatile bacterial protein domain // J. Mol. Biol. 1997. Vol 266, P. 859-865.

108. Sjobring U., Bjorck L. and Kastern W. Protein G genes: structure and distribution of IgG-binding and albumin-binding domains // Mol. Microbiol. 1989. Vol. 3, P. 319327.

109. Gallagher Т., Alexander P., Bryan P. and Gilliland G.L. Two crystal structures of the B1 immunoglobulin-binding domain of streptococcal protein G and comparison with NMR// Biochem. 1994. Vol. 33, P. 4721-4729.121. Achari

110. A. et al., & Whitlow M. 1.67Л X-ray structure of the B2 immunoglobulin-binding domain of streptococcal protein G and comparison to the NMR structure of the B1 domain//Biochem. 1992. Vol. 31, P. 10449-10457.

111. Derrick J.P. and Wigley D.B. The third IgG-binding domain from streptococcal protein G. An analysis by X-ray crystallography of the structure alone and in a complex with Fab // J. Mol. Biol. 1994. Vol. 243, P. 906-918.

112. Sauer-Eriksson A.E., Kleywegt G.J., Uhlen M. and. Jones T.A. Crystal structure of the C2 fragment of streptococcal protein G in complex with the Fc domain of human IgG // Structure 1995. Vol. 3, N 3. P. 265-278.

113. Kastern W., Sjobring U. and Bjorck L. Structure of peptostreptococcal protein L and identification of a repeated immunoglobulin light chain-binding domain // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267, P. 12820-12825.

114. Murphy J.P., Trowern A.R. and Duggleby C.J. Nucleotide sequence of the gene for peptostreptococcal protein L // DNA Seq. 1994. Vol. 4, P. 259-265.

115. Murphy J.P., Duggleby C.J., Atkinson M.A., Trowen A.R., Atkinson T. and Go ward C.R. The functional units of a peptostreptococcal protein L // Mol. Microbiol. 1994. Vol. 12, N6. P. 911-920.

116. Gu H.D., Yi Q.A., Bray S.T., Riddle D.S., Shiau A.K. and Baker D, A phage display system for studying the sequence determinants of protein-folding // Protein Sci. 1995. Vol. 4, P. 1108-1117.

117. Phillips G.N., Flicker P.F., Cohen C., Manjula B.N. and Fischetti V.A. Streptococcal M protein: «-helical coiled-coil structure and arrangements on the cell surface // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981. Vol. 78, P. 4698-4693.

118. Fischetti V.A. Streptococcal M protein: molecular design and biological behavior // Clin. Microbiol. 1989. Vol. 2, P. 285-314.

119. Hollingshead S.K., Fischetti V.A. and Scott J.R. Complete nucleotide sequence of type 6 M protein of the group A streptococcus: repetitive structure and membrane anchor//J. Biol. Chem. 1986. Vol. 261, P. 1677-1686.

120. Mouw A.R., Beachey E.H. and Burdett V. Molecular evolution of streptococcal M protein: cloning and nucleotide sequence of the type 24 M protein gene and relation to other genes of Streptococcus pyogenes II J. Bacteriol. 1988. Vol. 170, P. 676-684.

121. Robinson J.H., Atherton M.C., Goodacre J.A., Pinkney M., Weightman H. and Kehoe M.A. Mapping T-cell epitopes in group A streptococcal type 5 M protein // Infect. Immun. 1991. Vol. 59, P. 4324-4331.

122. Scott J.R. and Fischetti V.A. Expression of streptococcal M protein in Escherichia coli/l Science 1983. Vol. 221, P. 758-760.

123. Hollingshead S.K., Fischetti V.A. and Scott J.R. A highly conserved region present in transcripts encoding heterologous M proteins of group A streptococci // Infect. Immun. 1987. Vol. 55, P. 3237-3239.

124. Cunningham M.W. Pathogenesis of Group A Streptococcal Infections // Clinical Microbiol. Rev. 2000. Vol. 13, N 3. P. 470-511.

125. Frick IM, Crossin KL, Edelman GM, Bjorck L. Protein H- a bacterial surface protein with affinity for both immunoglobulin and fibronectin type III domains // EMBO J. 1995. Vol. 14, P. 1674-1679.

126. Fagan K.P., Reinscheid D., Gottschalk B. and Chhatwal G.S. Identification and Characterization of a Novel Secreted Immunoglobulin Binding Protein from Group A Streptococcus // Infect. Immun., 2001, Vol.69, N 8. P. 4851-4857.

127. Demuth D.R., Davis C.A., Corner A.M., Lamont R.J., Leboy P.S. and Malamud D. Cloning and expression of a Streptococcus sanguis surface antigen that interacts with a human salivary agglutinin // Infect. Immun. 1988. Vol. 56, P. 2484-2490.

128. Akerstrom B. and Bjorck, L. A physicochemical study of protein G, a molecule with unique immunoglobulin G-binding properties 11 J. Biol. Chem. 1986. Vol. 261, P. 10240-10247.

129. Reza A.H., Ascencio F., Ljungh A. and Wadstrm T. Particle agglutination assay for detection of albumin and IgG binding cell surface components of Helicobacter pylori // Zentralbl. Bakteriol. 1995. Vol. 282, N 3. P. 255-64.

130. Corbeil L.B., Bastida-Corcuera F.D. and Beveridge T.J. Haemophilus somnus Immunoglobulin Binding Proteins and Surface Fibrils // Infect. Immun. 1997. Vol. 65,N 10. P.4250-4257.

131. Guo M., Han Y.W., Sharma A., de Nardin E. Identification and characterization of human immunoglobulin G Fc receptors of Fusobacterium nucleatum II Oral. Microbiol. Immunol. 2000. Vol.15, P. 119-123.

132. Grover S., McGee Z.A. and Odell W.D. Isolation of a 30 kDa immunoglobulin binding protein from Pseudomonas maltophilia II J. Immunol. Methods. 1991. Vol. 141, N2. P. 187-197.

133. Amini H.-R., Ascensio F., Ljungh A. and Wadstrom T. Particle agglutination assay for detection of albumin and IgG binding cell surface components of Helicobacter pylori II Zentbl. Bacterid. Mikrobiol. Hyg. 1995. Vol. 282, P. 255-264.

134. Amini H.-R., Ascencio F., Cruz-Villacorta A., Ruiz-Bustos E. and Wadstrom T. Immunochemical properties of a 60 kDa cell surface-associated heat shock-protein (I-Isp60) from Helicobacter pylori IIFEMS Immunol. Med. Microbiol. 1996. Vol. 16, P. 163-172.

135. Linder L.L., Klempner M.S., Straley S.C. Yersinia pestis pH6 antigen: genetic, biochemical, and virulence characterization of a protein involved in the pathogenesis of bubonic plague // Infect. Immun. 1990. V. 58, N 8. P. 2569-2577.

136. Yang Y., Isberg R.R. Transcription regulation of Yersinia pseudotuberculosis pH6 antigen adhesion by two envelope-associated components // Mol. Microb. 1997. Vol. 24, N3. P. 499-510.

137. Makoveichuk E., Cherepanov P., Lundberg S., Forsberg A. and Olivecrona G. pH6 antigen of Yersinia pestis interacts with plasma lipoproteins and cell membranes // J. Lipid Res. 2003. Vol. 44, P. 320-330.

138. Linder L.L., Klempner Y.Y., Merriam J.J., Isberg R.R. The psa locus is responsible for thermoinducible binding of Yersinia pseudotuberculosis to cultured cells // Infect. Immun. 1996. Vol. 65, N 4. P. 2583-2589.

139. Набережных Г.А, Сидорин E.B, Ким H. IO., Соловьева Т.Ф. Выделение и характеристика иммуноглобулинсвязывающего белка из Yersinia pseudotuberculosis И Биохимия. 2002. Т.67, N 9. С. 1282-1288.

140. Набережных Г.А., Сидорин Е.В., Лапшина Л.А., Реунов А.В., Соловьева Т.Ф. Влияние условий культивирования и плазмид вирулентности на экспрессию иммуноглобулин связывающих белков Yersinia pseudotuberculosis II Биохимия. 2006. Т. 71, N 11. С. 1577- 1582.

141. Nurminen М. Enterobacterial Surface antigens: Methods for Molecular Characterization // Ed. Korhonen N.K. New York: Elsevier Science Publ. 1985. P. 293-300.

142. Widders P.R. Bacterial Immunoglobulin-Binding Proteins: Microbiology, Chemistry, and Biology //Ed. Boyle M. D. P. San Diego: Acad. Press Inc. 1991. P. 375-396.

143. Бахолдина С.И., Соловьева Т.Ф., Шубин Ф.Н., Тимченко Н.Ф. Влияние глюкозы и галактозы на морфологию и биологические свойства Yersinia pseudotuberculosis II Журн. микробиол. 2005. N 5. С. 6-10.

144. Сомов Г.П. Психрофильность патогенных микроорганизмов и ее эпидемиологическое и патогенетическое значение // Вестн. АМН СССР. 1985. N 1. С. 58-65.

145. Гоготов И.Н., Зории Н.А. Гидрогеназпая активность во фракциях из клеток фототрофных бактерий // Материалы всесоюз. конф. «Дезинтеграция микроорганизмов», 25-27 октября. 1972. Пущипо-на-Оке. С. 207-210.

146. Ратнер Е.Н., Фихте Б.А. О возможности «бескавитационной» ультразвуковой дезинтеграции микроорганизмов // Материалы всесоюз. конф. «Дезинтеграция микроорганизмов», 25-27 октября. 1972. Пущино-на-Оке. С. 223-226.

147. Laemmli, U. К. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970. Vol. 227, P. 680-685.

148. Capaldi R. and Vanderkooi G. The Low Polarity of Many Membrane Proteins // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1972. Vol. 69, N 4. P. 930-932.

149. Kilar F., Vegvari A., Mod A. New set-up for capillary isoelectric focusing in uncoated capillaries // J. Chromatography. 1998. Vol. 813, N 2. P. 349-360.

150. Thome В., Hoffschulte H., Schiltz E. and Muller M. A protein with sequence identity to Skp (FirA) supports protein translocation into plasma membrane vesicles of Escherichia coli//FEBS Lett. 1990. Vol. 269, P. 113-116.

151. Thome B. and Muller M. Skp is a periplasmic E. coli protein requiring SecA and SecY for export//Mol. Microbiol. 1991. Vol. 5, P. 2815-2821.

152. Chen R. and Henning U. A periplasmic protein (Skp) of Escherichia coli selectively binds a class of outer membrane proteins // Mol. Microbiol. 1996. Vol. 19, P. 12871294.

153. Schafer U., Beck K. and Miiller M. Skp, a molecular chaperone of gram-negative bacteria, is required for the formation of soluble periplasmic intermediates of outer membrane proteins // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274, P. 24567-24574.

154. Qu J., Mayer C., Behrens S., Hoist O. and Kleinschmidt J. The trimeric periplasmic chaperone Skp of E. coli forms 1:1 complexes with outer membrane proteins via hydrophobic and electrostatic interactions // J. Mol. Biol. 2007. Vol. 374, P. 91-105.

155. Bulieris P., Behrens S., Hoist O. and Kleinschmidt J.H. Folding and insertion of the outer membrane protein OmpA is assisted by the chaperone Skp and by lipopolysaccharide // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278, P. 9092-9099.

156. Geyer R., Galanos C., Westphal O. and Golecki,J. A lipopolysaccharide-binding cell-surface protein from Salmonella Minnesota // Eur. J. Biochem. 1979. Vol. 98, P. 2738.

157. Hoick A, Kleppe K. Cloning and sequencing of the gene for the DNA-binding 17K protein of Escherichia coli // Gene. 1988, Vol. 67, P. 117-124.

158. Hoick A., Lossius I., Aasland R. and Kleppe K. Purification and characterization of the 17 К protein, a DNA-binding protein from Escherichia coli // Biochim. Biophys. Acta. 1987. Vol. 914, P. 49-54.

159. Hoick A., Lossius I., Aasland R., Haarr L. and Kleppe K. DNA- and RNA-binding proteins of chromatin from Escherichia coli // Biochim. Biophys. Acta. 1987. Vol. 908, P. 188-199.

160. Koski P., Rhen M., Kantele J. and Vaara M. Isolation, cloning, and primary structure of a cationic 16-kDa outer membrane protein of Salmonella typhimurium. // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264, P. 18973-18980.

161. Koski P., Hirvas L. and Vaara M. Complete sequence of the ompH gene encoding the 16-kDa cationic outer membrane protein of Salmonella typhimurium // Gene. 1990. Vol. 88, P. 117-120.

162. Vuorio R., Hirvas L., Raybourne R.B., Yu D.T.Y., Vaara M. The nucleotide and deduced amino acid sequence of the cationic 19 kDa outer membrane protein OmpH of Yersinia pseudotuberculosis // Biochim. Biophys. Acta. 1991. Vol. 1129, P. 124126.

163. Shrestha A., Shi L., Tanase S., Tsukamoto M., Nishino N., Tokita K. and Yamamoto T. Bacterial Chaperone Protein, Skp, Induces Leukocyte Chemotaxis via C5a Receptor//Am. J. Pathol. 2004. Vol. 164, P. 763-772.

164. Langone J.J. Use of labeled protein A in quantitative immunochamical analysis of antigens and antibodies // J. Immunol. Meth. 1982. Vol.51, P. 3-22.

165. Langone J.J. Protein A from Staphylococcus aureus and related immunoglobulin receptors produced by streptococci and pneumococci // Adv. Immunol. 1982. Vol. 32, P. 157-252.

166. Lewis M.J., Meehan M., Owen P. and Woof J.M. A Common Theme in Interaction of Bacterial Immunoglobulin-binding Proteins with Immunoglobulins Illustrated in the Equine System // J. Biol. Chem. 2008. Vol. 283, P. 17615-17623.

167. Walton T.A., and Sousa M.C. Crystal Structure of Skp, a Prefoldin-like Chaperone that Protects Soluble and Membrane Proteins from Aggregation // Mol. Cell. 2004. Vol. 15, P. 367-374.

168. Meininger D.P., Ranee M., Starovasnik A., Fairbrother W.J. and Skelton N.J. Characterization of the binding interface between the E-domain of Staphylococcal protein A and an antibody Fv-fragment // Biochem. 2000. Vol. 39, N 1. P. 26-36.

169. Шовадаева Г.А., Шубин Ф.Н., Шагинян И.А., Марков А.П., Гинцбург A.JL, Смирнов Г.Б. Альтернативная локализация детерминант патогенности, кодируемых плазмидой pVM 82 Yersinia pseudotuberculosis II Мол. генетика. 1991. Т. 11, С. 23-27.

170. Ovodov Yu.S., Gorshkova R.P. and Tomshich S.V. Chemical and immunochemical studies on Pasteurella Pseudotuberculosis lipopolysaccharides-I. Isolation and general characterization // Imunoch. 1971. Vol. 8, P. 1071-1079.

171. Widders P.R., Smith J.W., Yarnall M., McGuire T.C., Corbeil L.B. Non-immune immunoglobulin binding by "Haemophilus somnus" // J. Med. Microbiol. 1988. Vol. 26, N4. P. 307-311.

172. Михайлов A.T., Симирский B.H. В кн. Методы иммунохтшческого анализа в биологии развития. II Наука, Москва. 1991, с. 253.

173. Гаспаров B.C., Дегтярь В.Г. Определение белка по связыванию с красителем кумасси бриллиантовым голубым G-250 // Биохим. 1994, Т. 59, N 6. С. 763-777.

174. Dubois М., Gilles К.A., Hamilton J.K., Rebers Р.Н., Smith F. Colorimetric method for determination of sugars and related substances // Analyt. Chem. 1956. Vol. 28, N 2. P. 350-356.

175. Grey W.R. End-group analysis using dansyl chloride // Methods in Enzymology, in: Hirs C.H.W., Timasheff S.N. (Eds.), Academic Press. New York. London. 1972. Vol. 25, Part B. P. 121-139.

176. Беленький Б.Г., Ганкина E.C., Нестеров В.В. Экспрессный ультрачувствительный метод идентификации N-концевых аминокислот в белках и пептидах с помощью тонкослойной хроматографии // ДАН СССР. 1967. Т. 172, С. 91-93.

177. Provencher S.W. and Glokner J. Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism // Biochem. 1981. Vol. 20, N 1. P. 34-37.

178. Кетти Д. и Райкундалиа Ч. Оптимальная концентрация антигена для сенсибилизации панелей. // Антитела. Методы, (под ред. Кэтти Д.), Москва: Мир. 1991, Т. 2, С. 180-181.

179. Егоров A.M., Осипов А.П., Дзантиев Б.Б., Гаврилова Е.М. Получение коньюгатов фермент-белок. // Теория и практика иммуноферментного анализа. Москва: Высшая школа. 1991. С. 182-183.

180. Бобровник С.А. Влияние концентрации лиганда на точность определения параметров лиганд-рецепторного взаимодействия методом серийных разведений // Укр. BioxiM. Ж. 2004. Т. 76, N 6. С. 5-28.

181. Rappsilber J., Ishihama Y. and Mann M. Stop and go extraction tips for matrix-assisted laser desorption/ionization, nanoelectrospray, and LC/MS sample pretreatment in proteomics // Anal. Chem. 2003. Vol. 75, P. 663-670.

182. Arnold K., and Bordoli L., Kopp J., and Schwede T. The SWISS-MODEL Workspace: A web-based environment for protein structure homology modelling // Bioinformatics. 2006. Vol. 22, P. 195-201.

183. Schwede Т., Kopp J., Guex N. and Peitsch M.C. SWISS-MODEL: an automated protein homology-modeling server // Nucleic Acids Research. 2003. Vol. 31, P. 3381-3385.

184. Kopp J. and Schwede T. The SWISS-MODEL Repository of annotated three-dimensional protein structure homology models // Nucleic Acids Research. 2004. Vol. 32, P. D230-D234.

185. Berman H.M., Westbrook J., and Feng Z., Gilliland G., Bhat T.N., Weissig H., Shindyalov I.N., and Bourne P.E. The Protein Data Bank // Nucleic Acids Research. 2000. Vol. 28, P. 235-242.

186. Lindahl E., Hess В., and Spoel D. GROMACS 3.0: A package for molecular simulation and trajectory analysis // J. Mol. Mod. 2001. Vol. 7, P. 306-317.

187. Padlan E.A. Anatomy of the antibody molecule // Mol. Immunol. 1994. Vol. 31, P. 169-217.