Идентификация инфекционных агентов, генетических детерминант патогенности и лекарственной устойчивости микроорганизмов и вирусов на биологических микрочипах тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, доктор биологических наук Михайлович, Владимир Михайлович

• Михайлович, Владимир Михайлович
• доктор биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации доктор биологических наук Михайлович, Владимир Михайлович

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

Глава Ъ Биологические микрочипы: определение понятия, классификация, назначение

1.1. Классификация микрочипов по типу иммобилизованных зондов

1.2. Способы изготовления микрочипов. Методы иммобилизации зондов.

1.3. Способы регистрации флуоресцентных сигналов в элементах микрочипа

1.4. Принцип работы гпбридизационного микрочипа

1.5. Конструирование микрочипов для идентификационных целей

1.5.1. Выбор мишени для гибридизационного анализа и способа подготовки пробы

1.5.2. Конструирование набора дискриминирующих олигонуклеотидов

1.5.3. Влияние положения и типа «запрашивающего нуклеотида» в составе иммобилизованного зонда на специфичность гибридизационного анализа

1.6. Условия проведения гибридизации и постгибриди-зационной отмывки

Глава 2 Ферментативные методы анализа на микрочипах

2.1. Реакции фосфорилирования и лигирования на микрочипах

2.2. Реакция удлинения праймера на один нуклеотид -SNE (Single nucleotide extension)

2.3. Амплификационные методы на микрочипах.

Полимеразная цепная реакция и аллель-специфичная ПЦР.

Глава 3 Специальная часть.

Инфекционные-агенты, избранные для анализа, и методы их идентификации.

3.1. Возбудитель туберкулеза: характеристика и методы 54 изучения

3.2. Идентификация возбудителя сибирской язвы и его 58 дифференциация от близких видов рода Bacillus

3.3. Идентификация ортопоксвирусов и возбудителей, 60 вызывающих схожую с натуральной оспой клиническую картину

3.4. Идентификация и количественное определение 62 возбудителей ВИЧ-инфекции, гепатитов В и С в образцах донорской крови

3.5. Методы выявления мутаций, ответственных за 65 устойчивость ВИЧ-1 к ингибиторам протеазы

3.6. Идентификация и типирование вируса гриппа А

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 4 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

4.1. Материалы

4.1 4.1 4.1 4.1 4.1 4.

1. Клинические образцы и нуклеиновые кислоты

1.2. НК из штаммов Mycobacterium tuberculosis

1.3. НК из штаммов рода Bacillus

1.4. НК ортопоксвирусов (фрагментированные)

1.5. Препараты ДНК герпесвирусов (HSV и VZV)

1.6. РЖ вирусов иммунодефицита человека , гепатитов 74 ВиС

4.1.1.7. Клинические образцы донорской плазмы крови

4.1.1.8. НК вирусов гриппа типа А

4.1.1.9. Клинические (полевые) образцы вирусов гриппа А

4.1.2. Коммерческие препараты НК

4.1.3. Флуоресцентные красители

4.2. Методы

4.2.1. Выделение ДНК из штаммов Mycobacterium 76 tuberculosis для проведения ПЦР (получение бактериальных лизатов)

4.2.2. Подготовка препаратов ДНК М. tuberculosis из 76 клинических образцов

4.2.3. Определение чувствительности штаммов 77 М. tuberculosis к рифампицину и изониазиду

4.2.4. Выделение ДНК из вегетативных клеток бацилл

4.2.5. Выделение, фрагментирование и введение 78 флуоресцентной метки в РНК бацилл

4.2.6. Выделение вирусных нуклеиновых кислот из 78 образцов донорской крови

4.2.7. Количественное определение вирусных НК

4.2.8. Выделение РНК из референс- штаммов вируса 79 гриппа А

4.2.9. Олигонуклеотидные зонды и праймеры для 79 амплификации

4.2.10. Олигонуклеотидные микрочипы (MagicChip™ и 80 Биочип™)

4.2.11. Анализ длин продуктов ПЦР

4.2.12. Секвенирование ДНК

4.2.13. Гибридизация на микрочипе

4.2.14. Мультиплексная RT-PCR (общий случай)

4.2.15. Регистрация результатов гибридизации и On-Chip 83 PCR

4.2.16. Анализ температур плавления гибридизационных 84 комплексов на микрочипе

4.2.17. Определение предела чувствительности метода real- 84 time On-chip PCR

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 5 Разработка эффективного способа идептнфика- 85 ции функционально н таксономическшзначимых участков бактериальной и вирусной НК методом гибридизациилш-биологическом микрочипе

5.1. Выбор мишени для гибридизационного анализа

5.2. Разработка оптимального способа подготовки пробы 87 для гибридизации

5.3. Конструирование набора дискриминирующих 89 олигонуклеотидов

5.3.1. Сравнительный анализ отношений сигналов при 90 использовании дискриминирующих пар олигонуклеотидов полностью комплементарных мишени и имеющих одно / два некомплементарных основания

5.3.2. Определение положения «запрашивающего 94 нуклеотида» в составе иммобилизованного зонда, обеспечивающего лучшую дискриминацию SNP

5.4. Разработка условий гибридизации амплифициро- 96 ванных участков НК на биологических микрочипах

5.4.1. Оптимизация температурного и временного режима 96 гибридизации

5.4.1.1. Определение оптимального времени гибридизации

5.4.1.2. Влияние условий постгибридизационпой отмывки 101 на дискриминацию совершенных и несовершенных гибридизационных комплексов

5.4.1.3. Влияние исходной концентрации молекулы-мишени 105 в образце на результаты гибридизационного анализа

5.4.2. Применение гибридизационного анализа для дифференциации смесей НК

Глава 6 Разработка ферментативных методов анализа на биологических микрочипах

6.1. Лигазная детектирующая реакция (LDR)

6.2. ПЦР на микрочипе (on-Chip PCR)

6.3. Аллель-специфичная ПЦР (AS-PCR)

6.4. ПЦР в режиме реального времени на микрочипе 122 (real-time On-Chip PCR)

6.4.1. Определение первоначальной концентрации мишени 124 в образце. Динамический диапазон определения.

Глава 7 Разработка специализированных микрочипов

7.1. Метод идентификации микобактерий туберкулез- 129 ного комплекса с одновременнымопределением их лекарственной устойчивости к рифампицину и изониазиду на олигонуклеотидных микрочипах

7.2. Идентификация возбудителя сибирской язвы и 136 дифференциация его от близких видов рода Bacillus

7.2.1. Дифференциация Bacillus anthracis от близких видов 136 методом гибридизации 16S рРНК на биологическом микрочипе

7.2.2. Идентификация Bacillus anthracis методом мульти- 139 плексной ПЦР на олигонуклеотидных биочипах

7.3. Идентификация ортопоксвирусов и возбудителей, вызывающих схожую с натуральной оспой клиническую картину

7.3.1. Видовая идентификация ортопоксвирусов методом 142 гибридизации на биочипе

7.3.2. Идентификация возбудителей, вызывающих схожую 145 с натуральной оспой клиническую картину

7.4. Идентификация и количественное определение 150 возбудителей ВИЧ-инфекции, гепатитов В и С в образцах донорской крови

7.5. Разработка биологических микрочипов для 153 выявления мутаций устойчивости ВИЧ-1 к ингибиторам протеазы и результаты их применения

7.6. Разработка биологического микрочипа для 160 типирования вируса гриппа А

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Идентификация инфекционных агентов, генетических детерминант патогенности и лекарственной устойчивости микроорганизмов и вирусов на биологических микрочипах»

Использование методов, основанных на идентификации специфических последовательностей нуклеиновых кислот (НК), позволило перевести лабораторную диагностику возбудителей инфекционных заболеваний, определение их токсигенных свойств и чувствительности к лекарственным препаратам на принципиально иной, более совершенный методологический уровень. Разработанные почти три десятилетия назад и активно совершенствуемые амплификационные подходы - NAT-методы {от англ. Nucleic Acid Amplification Technology) - создали мощную конкуренцию традиционным «эталонным» диагностическим системам. Выгодно отличаясь от последних в чувствительности и специфичности, NAT-методы сократили время проведения анализа; оставили в прошлом стадию культивирования зачастую небезопасных инфекционных агентов, предоставили возможность их количественного определения.

Все возрастающее количество разрабатываемых оригинальных методических подходов основано на определении- именно генетических детерминант, и с точки зрения научной значимости и важности получаемых результатов, сколь-нибудь равноценных альтернатив NAT-методам при существующем методологическом уровне не наблюдается.

Обладая очевидными преимуществами, молекулярно-биологические методы, тем не менее, не смогли полностью вытеснить более трудо- и временноемкие традиционные подходы, главным образом, из-за повышенных технических требований, предъявляемых к их выполнению, и неспособности NAT-систем выявлять необходимое количество генетических мишеней одновременно без потери в аналитической чувствительности. Кроме того, внедрение новых методов требует радикальной модификации десятилетиями устоявшейся и весьма консервативной схемы лабораторной диагностики.

Очевидно, что разработка методических подходов, лишенных упомянутых недостатков, приблизит широкомасштабное внедрение молекулярно-биологических методов в систему лабораторной диагностики, приведет к ее качественному улучшению, позволит обнаружить новые зависимости между проявлением фенотипических признаков и их генетическими детерминантами.

К одним из наиболее многообещающих инструментов прецизионного многопараметрического анализа геномов (минорного полиморфизма) можно отнести олигонуклеотидные микрочипы. Первоначально разработанные для минисеквенирования de novo (Lysov et al, 1996), микрочипы были успешно применены для целевого секвенирования (resequencing) (Hacia, 1999); обнаружения SNP (Hacia, 1999; Gunderson et al, 1998; Lindroos et al., 2001); сравнения последовательностей (идентификация клонов, несущих SNP) (Southern et al, 1996); анализа стабильности и образования вторичной структуры (Sohail et al., 1999, 2001; Mir and Southern, 1999); изучения кинетики гибридизации (Fotin et al., 1998) и др.

Тем не менее, несмотря на все очевидные преимущества этого современного инструмента, прикладной потенциал микрочипов в полной мере не реализован. Например, гибридизационный микрочип для идентификации устойчивых форм возбудителя туберкулеза, описанный в данной работе, позволяет получить результат в течение одних суток, при этом идентифицируя более 50-ти минорных изменений в последовательностях пяти генов Mycobacterium tuberculosis. Аналогичные по информативности и прикладной значимости результаты возможно получить, только используя прямое секвенирование — метода, который в обозримом будущем, очевидно, не займет статуса рутинной процедуры в районных диспансерах и лабораториях провинциальных больниц. Гибридизационный же анализ, выполняемый на микрочипах, как показал наш опыт, основанный на применении метода более чем в 20-ти учреждениях противотуберкулезной службы, является более доступным для использования в практической лабораторной диагностике.

Еще одно преимущество микрочипов, связанное с иммобилизацией специфичных праймеров в отдельные ячейки, т.е. с пространственным их разделением, а следовательно, и отсутствием межпраймерных взаимодействий, потенциально способно решить проблемы, возникающие при разработке мультиплексной ПЦР. Стоит отметить, что именно из лаборатории биологических микрочипов ИМБ РАН вышли пионерские работы как по гибридизационному анализу на олигонуклеотидных микрочипах (Mirzabekov, 1994), так и по разработке ПЦР на биочипе (Strizhkov et al., 2000), а в последующем и количественный анализ на ее основе - real-time On-Chip PCR (Khodakov et al, 2008).

Таким образом, актуальность выбранной проблемы представляется достаточно очевидной - потенциальные возможности олигонуклеотидных микрочипов далеко не раскрыты, что серьезно ограничивает области и масштабы их применения.

Подходы, используемые при разработке перечисленных выше методов, возникающие проблемы и пути их решения, а также описание полученных результатов представлены в настоящей работе.

Цель работы и задачи исследования

Целью работы является разработка ферментативных и гибридизационных методов идентификации вирусных и бактериальных агентов, определения генетических детерминант резистентности и токсинообразования на биологических микрочипах.

Задачи исследования:

1. Разработать эффективный способ идентификации функционально и таксономически значимых участков бактериальных и вирусных НК методом гибридизации на биологическом микрочипе, включающий рациональные способы подготовки пробы, введения в нее флуоресцентной метки, конструирования набора дискриминирующих олигонуклеотидов и интерпретации результатов анализа; 1

2. Разработать ферментативные методы анализа на микрочипах, позволяющие идентифицировать специфические последовательности бактериальных и вирусных НК и минорный геномный полиморфизм (включая точечные нуклеотидные замены);

3. Разработать специализированные методы на биологических микрочипах для:

• выявления штаммов Mycobacterium tuberculosis, устойчивых к рифампицину и изониазиду;

• идентификации возбудителя сибирской язвы и дифференциации его от близких видов рода Bacillus',

• идентификации ортопоксвирусов и возбудителей, вызывающих схожую с натуральной оспой клиническую картину;

• идентификации и количественного определения вирусов ВИЧинфекции, гепатитов В и С в образцах донорской крови;

• обнаружения штаммов ВИЧ-1, устойчивых к ингибиторам вирусных протеаз;

• определения субтипов вирусов гриппа А.

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, семи глав и заключения. Диссертация изложена на 197 страницах, содержит 47 рисунков, 16 таблиц и 5 приложений.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Михайлович, Владимир Михайлович

выводы

1. Разработан эффективный способ идентификации функционально и таксономически значимых участков бактериальных и вирусных нуклеиновых кислот методом гибридизации на биологическом микрочипе, включающий рациональные способы подготовки пробы, введения в нее флуоресцентной метки, конструирования набора дискриминирующих олигонуклеотидов и интерпретации результатов анализа;

2. Разработаны ферментативные методы анализа на микрочипах: PCR, AS-PCR, LDR и количественная PCR в режиме реального времени;

3. Разработан ряд специализированных методов на биологических микрочипах для:

• выявления штаммов Mycobacterium tuberculosis, устойчивых к рифампицину и изониазиду;

• идентификации возбудителя сибирской язвы и дифференциации его от близких видов рода Bacillus',

• идентификации ортопоксвирусов и возбудителей, вызывающих схожую с натуральной оспой клиническую картину;

• идентификации и количественного определения вирусов ВИЧ-инфекции, гепатитов В и С в образцах донорской крови; •обнаружения штаммов ВИЧ-1, устойчивых к ингибиторам вирусных протеаз;

• определения субтипов вирусов гриппа А.

4. На основе разработанных методов созданы 4 тест-системы, которые проведены через процедуру государственной сертификации. Тест-система для идентификации M.tuberculosis с одновременным определением устойчивости возбудителя к рифампицину и изониазиду внедрена и успешно применяется в 20-ти лечебно-профилактических учреждениях практического здравоохранения РФ.

Автор посвящает данный труд светлой памяти академика Андрея Дарьевича Мирзабекова, под умелым и чутким руководством которого был выполнен основной задел данного исследования.

Считаю своим приятным долгом поблагодарить сотрудников Лаборатории биологических микрочипов ИМБ РАН, аспирантов и инженеров, внесших вклад в данную работу, и особенно Д.А. Грядунова, С.А. Лапу, А.Ю. Соболева, А.В.Чудинова, Д.А. Ходакова, Е.Е. Фесенко, С.В. Суржикова, В.Е. Барского, Б.Н. Стрижкова, Н.А. Черных, Э.Я. Крейндлина, А.Ю. Рубину, С.В. Панькова, О.В. Антонову, Р.Ю. Юрасова и Н.И. Рудпнского.

Выражаю глубокую благодарность всем коллабораторам, поделившимся своими профессиональными знаниями и обеспечивших выполнение исследования качественно подготовленным клиническим материалом, и особенно д-рам А. М. Морозу, Ф.П. Филатову , Л.Н. Черноусовоп,

А.Ф. Бобкову , Т.В. Гребенниковой, С.Н. Щелкунову и

Л.С. Сандахчневу

Особую благодарность хочу выразить старшим коллегам ИМБ РАН: д-ру А.С. Заседателеву как непосредственному своему руководителю, оказавшему мне колоссальную помощь в подготовке данной работы, д-рам В. С. Прасолову, М. А. Лившицу, Ю. В. Козлову. А. В. Зеленину, П.М. Рубцову за полезные обсуждения и дружеское расположение, которое поддерживало меня на всех этапах работы.

Заключение

В настоящей работе мы реализовали часть потенциальных возможностей олигонуклеотидных микрочипов. Был разработан метод гибридизации амплифицированных фрагментов НК. Впервые продемонстрированы преимущества практического применения биочипов на примере разработанных четырех тест-систем, разрешенных к использованию в учреждениях здравоохранения. Разработан ряд новых подходов, эффективно сочетающих в себе специфичность и высокую процессивность энзиматических реакций с многопараметрическим микроформатом анализа на олигонуклеотидном микрочипе.

Было показано, что теоретически обоснованное и методически верно выполненное конструирование олигонуклеотидных зондов вкупе с тщательно подобранными условиями гибридизационного анализа позволяют с высоким уровнем надежности дифференцировать гибридизационные комплексы, имеющие минимальные отличия, вплоть до точечных нуклеотидных замен. Данный подход был рационально применен для идентификации тех молекулярных мишеней, выявление которых иными средствами не выглядит целесообразным, например, ассоциировано с недостаточной чувствительностью, большими трудо- или временными затратами и др.

Последовательная разработка методов, начиная с гибридизационного анализа и заканчивая (к настоящему моменту) количественной амплификацией с регистрацией результатов в режиме реального времени, дает все основания полагать, что биологические микрочипы в самом ближайшем будущем могут стать признанным конкурентоспособным инструментом для проведения многопараметрического анализа в различных областях современной биологии и биомедицины.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Михайлович, Владимир Михайлович, 2009 год

1. Грядунов Д. А., Михайлович В.М., Носков А.Н. и др. (2001) Обнаружение Bacillus anthracis методом мультиплексной ПЦР на олигонуклеотидных микрочипах. Доклады Академии Наук, 381: 265-267

2. Котова Е., Крейндлин Э., Барский В. и др. (2000) Взаимное влияние олигонуклеотидов и флуоресцентной метки на эффективность гибридизации с олигонуклео гидами, иммобилизованными на биологических микрочипах. Мол. Биол. 34: 304-309

3. Кузнецова В.Е., Василисков В.А., Антонова О.В. и др. (2008) Новые индодикарбоцианиновые красители для технологии биологических микрочипов. Биоорганическая химия, 34(1): 141-144.

4. Маренникова С.С., Щелкунов С.Н. "Патогенные для человека ортопоксвирусы", Товарищество научных изданий КМК, Москва, 1998.

5. Мызникова А.И., Захарова Н.В., Грядунов Д.А. и др. (2009) Олигонуклеотидный микрочип для одновременной идентификации шести возбудителей различной природы. Вопросы практической педиатрии, 4 (1): 3538

6. Покровский В.В., Ермак Т.Н., Беляева В.В. и др. (2003) ВИЧ-инфекция: клиника, диагностика и лечение. Издательский дом «ГЭОТАР-МЕД». Москва. С.418-426.

7. Abravaya К, Huff J, Marshall R, et al. (2003) Molecular beacons as diagnostic tools: technology and applications. Clin Chem Lab Med 41: 468-474.

8. Adams MD, Kelley JM, Gocayne JD, et al. (1991) Complementary DNA sequencing: expressed sequence tags and human genome project. Science 252: 1651-1656.

9. Adams,C.P. and Kron,S.J. (1997) United States Patent no.5,641,658

10. Albert TJ, Norton J, Ott M, et al. (2003) Light-directed 5'-->3' synthesis of complex oligonucleotide microarrays. Nucleic Acids Res 31: e35.

11. Alexandre I, Hamels S, Dufour S, et al. (2001) Colorimetric silver detection of DNA microarrays. Anal Biochem 295: 1-8.

12. Altschul SF, Gish W, Miller W, Myers EW, Lipman DJ. (1990) Basic local alignment search tool. JMol Biol 215: 403-410.

13. Anthony RM, Schuitema AR, Oskam L, Klatser PR. (2005) Direct detection of

14. Staphylococcus aureus mRNA using a flow through microarray. J Microbiol Methods 60: 47-54.

15. Ash C, Farrow JA, Dorsch M, Stackebrandt E, Collins MD. (1991) Comparative analysis of Bacillus anthracis, Bacillus cereus, and related species on the basis of reverse transcriptase sequencing of 16S rRNA. Int JSyst Bacteriol 41: 343-346.

16. Baldauf SL, Palmer JD, Doolittle WF. (1996) The root of the universal tree and the origin of eukaryotes based on elongation factor phylogeny. Proc Natl Acad Sci USA 93: 7749-7754.

17. Baner J, Isaksson A, Waldenstrom E, Jarvius J, Landegren U, Nilsson M. (2003) Parallel gene analysis with allele-specific padlock probes and tag microarrays. Nucleic Acids Res 31: el03.

18. Bavykin SG, Lysov YP, Zakhariev V, et al. (2004) Use of 16S rRNA, 23S iRNA, and gyrB gene sequence analysis to determine phylogenetic relationships of Bacillus cereus gioup microorganisms. J Clin Microbiol 42: 3711-3730.

19. Bavykin SG, Mikhailovich VM, Zakharyev VM, et al. (2008), Discrimination of Bacillus anthracis and closely related microorganisms by analysis of 16S and 23S rRNA with oligonucleotide microarray. Chem Biol Interact 171: 212-235.

20. Bedecarrats GY, O'Neill FH, Norwitz ER, Kaiser UB, Teixeira J. (2003) Regulation of gonadotropin gene expression by Mullerian inhibiting substance. Proc Natl Acad1. Sci USA 100: 9348-9353.

21. Bellau-Pujol S, Vabret A. Legrand L, et al. (2005) Development of three multiplex RT-PCR assays for the detection of 12 respiratory RNA viruses. J Virol Methods 126: 53-63.

22. Bodrossy L, Stralis-Pavese N, Murrell JC, Radajewski S, Weilharter A, Sessitsch A. (2003) Development and validation of a diagnostic microbial microarray for methanotrophs. Environ Microbiol 5: 566-582.

23. Bonch-Osmoiovskaya EA, Miroshnichenko ML, Lebedinsky AV, et al. (2003)

24. Radioisotopic, culture-based, and oligonucleotide microchip analyses of thermophilic microbial communities in a continental high-temperature petroleum reservoir. Appl Environ Microbiol 69: 6143-6151.

25. Boom R, Sol CJ, Salimans MM, Janscn CL, Wertheim-van Dillen PM, van der Noordaa J. (1990) Rapid and simple method for purification of nucleic acids. J Clin Microbiol 28: 495-503.

26. Bowtell DD. (1999) Options available—from start to finish—for obtaining expression data by microarray. Nat Genet 21: 25-32.

27. Bozdech Z, Zhu J, Joachimiak MP, Cohen FE, Pulliam B, DeRisi JL. (2003) Expression profiling of the schizont and trophozoite stages of Plasmodium falciparum with a long-oligonucleotide microarray. Genome Biol 4: R9.

28. Breslauer KJ, Frank R, Blocker H, Marky LA. (1986) Predicting DNA duplex stability from the base sequence. Proc Natl Acad Sci U SA 83: 3746-3750.

29. Breslauer KJ, Frank R, Blocker II, Marky LA. (1986) Predicting DNA duplex stability from the base sequence. Proc Natl Acad Sci U S A 83: 3746-3750.

30. Carlson CR, Caugant DA, Kolsto AB. (1994) Genotypic Diversity among Bacillus cereus and Bacillus thuringicnsis Strains. Appl Environ Microbiol 60: 1719-1725.

31. Castiglioni B, Rizzi E, Frosini A, et al. (2004) Development of a universal microarray based on the ligation detection reaction and 16S rrna gene polymorphism to target diversity of cyanobacteria. Appl Environ Microbiol 70: 7161-7172.

32. Cattoli G, Drago A, Maniero S, et al. (2004) Comparison of three rapid detection systems for type A influenza virus on tracheal swabs of experimentally and naturally infected birds. Avian Pathol 33: 432-437.

33. Charbonnier Y, Gettler B, Francois P, et al. (2005) A generic approach for the design of whole-genome oligoarrays, validated for genomotyping, deletion mapping and gene expression analysis on Staphylococcus aureus. BMC Genomics 6: 95.

34. Chen H, Sharp BM. (2002) Oliz, a suite of Perl scripts that assist in the design of microarrays using 50mer oligonucleotides from the 3' untranslated region. BMC Bioinformatics 3: 27.

35. Chen JJ, Wu R, Yang PC, et al. (1998) Profiling expression patterns and isolating differentially expressed genes by cDNA microarray system with colorimetry detection. Genomics 51: 313-324.

36. Chen Q, Bian Z, Chen M, et al. (2009) Real-time monitoring of the strand displacement amplification (SDA) of human cytomegalovirus by a new SDA-piezoelectric DNA sensor system. Biosens Bioelectron 24: 3412-3418.

37. Chen S, Li Y, Yu C. (2008) Oligonucleotide microarray: a new rapid method for screening the 23S rRNA gene of Helicobacter pylori for single nucleotide polymorphisms associated with clarithromycin resistance. J Gastroenterol Hepatol 23: 126-131.

38. Chittur SV. (2004) DNA microarrays: tools for the 21st Century. Comb Chem High Throughput Screen 7: 531-537.

39. Chizhikov V, Rasooly A, Chumakov K, Levy DD. (2001) Microarray analysis of microbial virulence factors. Appl Environ Microbiol 67: 3258-3263.

40. Chizhikov V, Wagner M, Ivshina A, Hoshino Y, Kapikian AZ, Chumakov K. (2002) Detection and genotyping of human group A rotaviruses by oligonucleotide microarray hybridization. J Clin Microbiol 40: 2398-2407.

41. Clio RJ, Campbell MJ, Winzeler EA, et al. (1998) A genome-wide transcriptional analysis of the mitotic cell cycle. Mol Cell 2: 65-73.

42. Chou HH, Hsia AP, Mooney DL, Schnable PS. (2004) Picky: oligo microarray design for large genomes. Bioinformatics 20: 2893-2902.

43. Clarke PA, te Poele R, Wooster R, Workman P. (2001) Gene expression microarray analysis in cancer biology, pharmacology, and drug development: progress and potential. Biochem Pharmacol 62: 1311-1336.

44. Collins ML, Irvine B, Tyner D, et al. (1997) A branched DNA signal amplification assay for quantification of nucleic acid targets below 100 molecules/ml. Nucleic Acids Res 25: 2979-2984.

45. Connors TD, Burn TC, VanRaay T, Germino GG, Klinger ICW, Landes GM. (1997) Evaluation of DNA sequencing ambiguities using tetramethylammonium chloride hybridization conditions. Biotechniques 22: 1088-1090.

46. Delrio-Lafrenicrc SA, Browning MK, McGlennen RC. (2004) Low-density addressable array for the detection and typing of the human papillomavirus. Diagn Microbiol Infect Dis 48: 23-31.

47. Deng JY, Zhang XE, Lu HB, et al. (2004) Multiplex detection of mutations in clinical isolates of rifampin-resistant Mycobacterium tuberculosis by short oligonucleotide ligation assay on DNA chips. J Clin Microbiol 42: 4850-4852.

48. Draghici S, Khatri P, Eklund AC, Szallasi Z. (2006) Reliability and reproducibility issues in DNA microarray measurements. Trends Genet 22: 101-109.

49. Drancourt M, Roux V, Fournier PE, Raoult D. (2004) rpoB gene sequence-based identification of aerobic Gram-positive cocci of the genera Streptococcus, Enterococcus, Gemella, Abiotrophia, and Granulicatella. J Clin Microbiol 42: 497504.

50. Dubiley S, Kirillov E, Lysov Y, Mirzabekov A. (1997) Fractionation, phosphorylation and ligation on oligonucleotide microchips to enhance sequencing by hybridization. Nucleic Acids Res 25: 2259-2265.

51. Dubiley S, Kirillov E, Mirzabekov A. (1999) Polymorphism analysis and gene detection by minisequencing on an array of gel-immobilized primers. Nucleic Acids Res 27: el9.

52. Favis R, Barany F. (2000) Mutation detection in K-ras, BRCA1, BRCA2, and p53 using PCR/LDR and a universal DNA microarray. Ann N YAcad Sci 906: 39-43.

53. Finney, D.J., Probit Analysis, 1971, Cambridge University Press, ISBN 052108041X, p. 333.

54. Fodor SP, Rava RP, Huang XC, Pease AC, Holmes CP, Adams CL. (1993) Multiplexed biochemical assays with biological chips. Nature 364: 555-556.

55. Fodor SP, Read JL, Pirrung MC, Stryer L, Lu AT, Solas D. (1991) Light-directed, spatially addressable parallel chemical synthesis. Science 251: 767-773.

56. Fotin AV, Drobyshev AL, Proudnikov DY, Perov AN, Mirzabekov AD. (1998) Parallel thermodynamic analysis of duplexes on oligodeoxyribonucleotide microchips. Nucleic Acids Res 26: 1515-1521.

57. Fouchier RA, Munster V, Wallensten A, et al. (2005) Characterization of a novel influenza A virus hemagglutinin subtype (H16) obtained from black-headed gulls. J1. Virol 79:2814-2822.

58. Freier SM, Kierzek R, Jaeger JA, et al. (1986) Improved free-energy parameters for predictions of RNA duplex stability. Proc Natl Acad Sci USA 83: 9373-9377.

59. Fukushima M, Kakinuma K, Hayashi H, Nagai H, Ito K, Kawaguchi R. (2003) Detection and identification of Mycobacterium species isolates by DNA microarray. J Clin Microbiol 41: 2605-2615.

60. Gerry NP, Witowski NE, Day J, Hammer RP, Barany G, Barany F. (1999) Universal DNA microarray method for multiplex detection of low abundance point mutations. J Mo I Biol 292: 251-262.

61. Gonzalez SF, Krug MJ, Nielsen ME, Santos Y, Call DR. (2004) Simultaneous detection of marine fish pathogens by using multiplex PCR and a DNA microarray. J Clin Microbiol 42: 1414-1419.

62. Gordon PM, Sensen CW. (2004) Osprey: a comprehensive tool employing novel methods for the design of oligonucleotides for DNA sequencing and microarrays. Nucleic. 1 cids Res 32: e 13 3.

63. Grimm V. Ezaki S, Susa M, Knabbc C, Schmid RD, Bachmann TT. (2004) Use of DNA microarrays for rapid genotyping of ТЕМ beta-lactamases that confer resistance. J Clin Microbiol 42: 3766-3774.

64. Gross C, Kelleher M, Iyer VR, Brown PO, Winge DR. (2000) Identification of the copper regulon in Saccharomyces cerevisiae by DNA microarrays. J Biol Chem 275: 32310-32316.

65. Gunderson KL, Huang XC, Morris MS, Lipshutz RJ, Lockhart DJ, Chee MS. (1998) Mutation detection by ligation to complete n-mer DNA arrays. Genome Res 8: 11421153.

66. Hacia JG. (1999) Resequencing and mutational analysis using oligonucleotide microarrays. Nat Genet 21: 42-47.

67. Harrell LJ, Andersen GL, Wilson KH. (1995) Genetic variability of Bacillus anthracis and related species. J Clin Microbiol 33: 1847-1850.

68. Hashimoto M, Barany F, Soper SA. (2006) Polymerase chain reaction/Iigase detection reaction/hybridization assays using flow-through microfluidic devices for the detection of low-abundant DNA point mutations. Biosens Bioelectron 21: 19151923.

69. Hegde P, Qi R, Abernathy K, ct al. (2000) A concise guide to cDNA microarray analysis. Bioteclmiques 29: 548-550, 552-544, 556 passim.

70. Henderson I, Duggleby CJ, Turnbull PC. (1994) Differentiation of Bacillus anthracis from other Bacillus cereus group bacteria with the PCR. In! J Svst Bacterial 44: 99105.

71. Hindiyeh M, Levy V, Azar R, et al. (2005) Evaluation of a multiplex real-time reverse transcriptase PCR assay for detection and differentiation of influenza viruses A and В during the 2001-2002 influenza season in Israel. J Clin Microbiol 43: 589595.

72. Holland PM, Abramson RD, Watson R, Gelfand DH. (1991) Detection of specific polymerase chain reaction product by utilizing the 5'—3' exonuclease activity of Thermus aquaticus DNA polymerase. Proc Natl Acad Sci USA 88: 7276-7280.

73. Ibrahim MS, Esposito JJ, Jahrling PB, Lofts RS. (1997) The potential of 5' nuclease PCR for detecting a single-base polymorphism in Orthopoxvirus. Mol Cell Probes 11: 143-147.

74. Ikuta S, Takagi K, Wallace RB, Itakura K. (1987) Dissociation kinetics of 19 base paired oligonucleotide-DNA duplexes containing different single mismatched base pairs. Nucleic Acids Res 15: 797-811.

75. Ji M, Hou P, Li S, He N, Lu Z. (2004) Colorimetric silver detection of methylation using DNA microarray coupled with linker-PCR. Clin Chim Acta 342: 145-153.

76. Kaderali L, Schliep A. (2002) Selecting signature oligonucleotides to identify organisms using DNA arrays. Bioinformatics 18: 1340-1349.

77. Kaigala GV, Hoang VN, Stickel A, et al. (2008) An inexpensive and portable microchip-based platform for integrated RT-PCR and capillary electrophoresis. Analyst 133: 331-338.

78. Kalcinuma K, Fukushima M, Kawaguchi R. (2003) Detection and identification of Escherichia coli, Shigella, and Salmonella by microarrays using the gyrB gene. Bioteclmol Bioeng 83: 721 -728.

79. Keim P, Kalif A, Schupp J, et al. (1997) Molecular evolution and diversity in Bacillus anthracis as detected by amplified fragment length polymorphism markers. J Bacteriol 179: 818-824.

80. Kelly JJ, Chernov BK, Tovstanovsky I, Mirzabekov AD, Bavykin SG. (2002)

81. Radical-generating coordination complexes as tools for rapid and effective fragmentation and fluorescent labeling of nucleic acids for microchip hybridization. Anal Biochem 211: 103-118.

82. Keramas G, Bang DD, Lund M, et al. (2003) Development of a sensitive DNA microarray suitable for rapid detection of Campylobacter spp. Mol Cell Probes 17: 187-196.

83. Keramas G, Bang DD, Lund M, et al. (2004) Use of culture, PCR analysis, and DNA microarrays for detection of Campylobacter jejuni and Campylobacter coli from chicken feces. J Clin Microbiol 42: 3985-3991.

84. Kessler N, Ferraris O, Palmer K, Marsh W, Steel A. (2004) Use of the DNA flow-thru chip, a three-dimensional biochip, for typing and subtyping of influenza viruses. J Clin Microbiol 42: 2173-2185.

85. Khanna M, Park P, Zirvi M, et al. (1999) Multiplex PCR/LDR for detection of K-ras mutations in primary colon tumors. Oncogene 18: 27-38.

86. Khodakov DA, Zakharova NV, Gryadunov DA, Filatov FP, Zasedatelev AS, Mikhailovich VM. (2008) An oligonucleotide microarray for multiplex ieal-time PCR identification of HIV-l, HBV, and HCV. Biotechniques 44: 241-246, 248.

87. Khrapko KR, Lysov Yu P, Khorlin AA, et al. (1991) A method for DNA sequencing by hybridization with oligonucleotide matrix. DNA Seq 1: 375-388.

88. Klaassen CH, Prinsen CF, de Valk HA, Horrevorts AM, Jeunink MA, Thunnissen FB. (2004) DNA microarray format for detection and subtyping of human papillomavirus. J Clin Microbiol 42: 2152-2160.

89. Koppelman Mil, Sjerps MC, Reesink HW, Cuypcrs HT. (2005) Evaluation of COBAS AmpliPrep nucleic acid extraction in conjunction with COBAS AmpliScrcen HBV DNA. HCV RNA and HIV-1 RNA amplification and detection. Vox Sang 89: 193-200.

90. Kostic Т., Butaye P, Schrenzel J., (2009) Detection of Highly Dangerous Pathogens: Microarray Methods for BSL 3 and BSL 4 Agents. Wiley-VCH Verlag GmbH & Co KGaA, Weinheim.

91. Kurg A, Tonisson N, Georgiou I, Shumaker J, Tollett J, Metspalu A. (2000) Arrayed primer extension: solid-phase four-color DNA resequencing and mutation detection technology. Genet Test 4: 1-7.

92. Laassri M, Chizhikov V, Mikheev M, Shchelkunov S, Chumakov K. (2003) Detection and discrimination of orthopoxviruses using microarrays of immobilized oligonucleotides. J Virol Methods 112: 67-78.

93. Lapa S, Mikheev M, Shchelkunov S, et al. (2002) Species-level identification of orthopoxviruses with an oligonucleotide microchip. J Clin Microbiol 40: 753-757.

94. Lehner A, Loy A, Behr T, et al. (2005) Oligonucleotide microarray for identification of Enterococcus species. FEMS Microbiol Lett 246: 133-142.

95. Lelie PN, van Drimmelen HA, Cuypers HT, et al. (2002) Sensitivity of HCV RNA and HIV RNA blood screening assays. Transfusion 42: 527-536.

96. Lequin RM. (2005) Enzyme immunoassay (EIA)/enzyme-linked immunosorbent assay (EL1SA). Clin Chem 51: 2415-2418.

97. Leung YF, Cavalieri D. (2003) Fundamentals of cDNA microarray data analysis. Trends Genet 19: 649-659.

98. Li F, Stormo GD. (2001) Selection of optimal DNA oligos for gene expression arrays. Bioinformatics 17: 1067-1076.

99. Liang P, Pardee AB. (1992) Differential display of eukaryotic messenger RNA by means of the polymerase chain reaction. Science 257: 967-971.

100. Lin B, Qiu J, Gerstenmeier J, et al. (2002) A label-free optical technique for detecting small molecule interactions. Biosens Dioelectron 17: 827-834.

101. Lin B, Vora GJ, Thach D, et al. (2004) Use of oligonucleotide microarrays for rapid detection and serotyping of acute respiratory disease-associated adenoviruses. J Clin Microbiol 42: 3232-3239.

102. Lindroos K, Liljedahl U, Raitio M, Syvanen AC. (2001) Minisequencing on oligonucleotide microarrays: comparison of immobilisation chemistries. Nucleic Acids Res 29: E69-69.

103. Lipshutz RJ, Fodor SP, Gingeras TR. Lockhart DJ. (1999) High density synthetic oligonucleotide arrays. Nai Genet 21: 20-24.

104. Liu WT, Mirzabekov AD, Stahl DA. (2001) Optimization of an oligonucleotide microchip for microbial identification studies: a non-equilibrium dissociation approach. Environ Microbiol 3: 619-629.

105. Lizardi PM, Huang X, Zhu Z, Bray-Ward P, Thomas DC, Ward DC. (1998) Mutation detection and single-molecule counting using isothermal rolling-circle amplification.1. Nat Genet 19: 225-232.

106. Lloyd AT, Sharp PM. (1993) Evolution of the recA gene and the molecular phylogeny of bacteria. J Mol Evol 37: 399-407.

107. LoBue P. (2009) Extensively drug-resistant tuberculosis. Curr Opin Infect Dis 22: 167-173.

108. Lodes MJ, Suciu D, Elliott M, et al. (2006) Use of semiconductor-based oligonucleotide microarrays for influenza a virus subtype identification and sequencing. J Clin Microbiol 44: 1209-1218.

109. Loparev VN, Massung RF, Esposito JJ, Meyer H. (2001) Detection and differentiation of old world orthopoxviruses: restriction fragment length polymorphism of the crmB gene region. J Clin Microbiol 39: 94-100.

110. Loy A, Kusel K, Lehner A, Drake HL. Wagner M. (2004) Microarray and functional gene analyses of sulfate-reducing prokaryotes in low-sulfate, acidic fens reveal cooccurrence of recognized genera and novel lineages. Appl Environ Microbiol 70: 6998-7009.

111. Loy A, Lehner A, Lee N, et al. (2002) Oligonucleotide microarray for 16S rRNA gene-based detection of all recognized lineages of sulfate-reducing prokaryotes in the environment. Appl Environ Microbiol 68: 5064-5081.

112. Loy A, Schulz C, Lucker S, et al. (2005) 16S rRNA gene-based oligonucleotide microarray for environmental monitoring of the betaproteobacterial order "Rhodocyclales". Appl Environ Microbiol 71: 1373-1386.

113. Ludwig W, Neumaier J, Klugbauer N, et al. (1993) Phylogenetic relationships of Bacteria based on comparative sequence analysis of elongation factor Tu and ATP-synthase beta-snbunit genes. Antonie Van Leeuwenhoek 64: 285-305.

114. Lysov YP, Gnuchev FN, Mironov AA, Chernyi AA, Beattie KL, Mirzabekov AD. (1996) Efficiency of sequencing by hybridization on oligonucleotide matrix supplemented by measurement of the distance between DNA segments. DNA Seq 6: 65-73.

115. Mah N, Thelin A, Lu T, et al. (2004) A comparison of oligonucleotide and cDNA-based microarray systems. Physiol Genomics 16: 361-370.

116. Majtan T, Bukovska G, Timko J. (2004) DNA microarrays—techniques and applications in microbial systems. Folia Microbiol (Praha) 49: 635-664.

117. Manber, U., and Myers, E. W. (1993). Suffix arrays: a new method for on-line string searches. SI AM J. Comput. 22, 935-948.

118. Marennikova SS, Nagieva FG, Matsevich GR, Shelukhina EM, Khabakhpasheva AA, Platonova GM. (1988) Monoclonal antibodies to monkey pox virus: preparation and application. Acta Virol 32: 19-26.

119. Marras SA, Kramer FR, Tyagi S. (2002) Efficiencies of fluorescence resonance energy transfer and contact-mediated quenching in oligonucleotide probes. Nucleic Acids Res 30: el22.

120. Matsubara Y, Kobayashi M, Morita Y, Tamiiya E. (2002) Application of a microchambcr array for DNA amplification using a novel dispensing method. Arch Histol Cytol 65: 481-488.

121. Mei R, Hubbell E, Bekiranov S, et al. (2003) Probe selection for high-density oligonucleotide arrays. Proc Natl Acad Sci US A 100: 11237-11242.

122. Meltzer PS. (2001) Spotting the target: microarrays for disease gene discovery. Сип-Орт Genet Dev 11: 258-263.

123. Meyer H, Pfeffer M, Rziha HJ. (1994) Sequence alterations within and downstream of the A-type inclusion protein genes allow differentiation of Orthopoxvirus species by polymerase chain reaction. J Gen Virol 75 ( Pt 8): 1975-1981.

124. Mikhailovich V, Gryadunov D, Kolchinsky A, Makarov ЛА, Zasedatelev A. (2008) DNA microarrays in the clinic: infectious diseases. Bioessays 30: 673-682.

125. Mikhailovich V, Lapa S, Gryadunov D, et al. (2001) Identification of rifampin-rcsistant Mycobacterium tuberculosis strains by hybridization, PCR, and ligase detection reaction on oligonucleotide microchips. J Clin Microbiol 39: 2531-2540.

126. Mir KU, Southern EM. (1999) Determining the influence of structure on hybridization using oligonucleotide arrays. Nat Biotechnol 17: 788-792.

127. Mirzabekov AD. (1994) DNA sequencing by hybridization—a mcgasequencing method and a diagnostic tool? Trends Biotechnol 12: 27-32.

128. Mitterer G, Huber M, Leidinger E, et al. (2004) Microarray-based identification of bacteria in clinical samples by solid-phase PCR amplification of 23S ribosomal DNA sequences. J Clin Microbiol 42: 1048-1057.

129. Mrowka R, Schuchhardt J, Gille C. (2002) Oligodb-interactive design of oligo DNA for transcription profiling of human genes. Bioinformatics 18: 1686-1687.

130. Mukinda VB, Mwema G, Kilundu M, Heymann DL, Khan AS, Esposito JJ. (1997) Re-emergence of human monkeypox in Zaire in 1996. Monkeypox Epidemiologic Working Group. Lancet 349: 1449-1450.

131. Munch M, Nielsen LP, Handberg KJ, Jorgensen PH. (2001) Detection and subtyping (H5 and H7) of avian type A influenza virus by reverse transcription-PCR and PCR-ELISA. Arch Virol 87-97.

132. Murphy G, Parry JV. (2008) Assays for the detection of recent infections with human immunodeficiency virus type 1. Euro Surveill 13.

133. Naef F, Lim DA, Patil N, Magnasco M. (2002) DNA hybridization to mismatched templates: a chip study. Phys Rev E Stat Nonlin Soft Matter Phys 65: 040902.

134. Nazarenko I, Lowe B, Darfler M, Ikonomi P, Schuster D, Rashtchian A. (2002) Multiplex quantitative PCR using self-quenched primers labeled with a single fluorophore. Nucleic Acids Res 30: e37.

135. Nielsen HB, Wernersson R, Knudsen S. (2003) Design of oligonucleotides for microarrays and perspectives for design of multi-transcriptome arrays. Nucleic Acids Res ЪЬ. 3491-3496.

136. Nordberg EK. (2005) YODA: selecting signature oligonucleotides. Bioinformatics 21: 1365-1370.

137. Nubel U, Schmidt PM, Reiss E, Bier F, Beyer W, Naumann D. (2004) Oligonucleotide microarray for identification of Bacillus anthracis based on intergenic transcribed spacers in ribosomal DNA. FEMS Microbiol Lett 240: 215223.

138. Nuwaysir EF, Huang W, Albert TJ, et al. (2002) Gene expression analysis using oligonucleotide arrays produced by maskless photolithography. Genome Res 12: 1749-1755.

139. Oh TJ, Kim CJ, Woo SK, et al. (2004) Development and clinical evaluation of a highly sensitive DNA microarray for detection and genotyping of human papillomaviruses. J Clin Microbiol 42: 3272-3280.

140. Olson AD, Shope TC, Flynn JT. (2001) Pretransplant varicella vaccination is cost-effective in pediatric renal transplantation. Pediatr Transplant 5: 44-50.

141. Pai M, Kalantri S, Dheda K. (2006) New tools and emerging technologies for the diagnosis of tuberculosis: part II. Active tuberculosis and drug resistance. Expert Rev1. Mol Diagn 6: 423-432.

142. Panicker G, Call DR, Krug MJ, Bej AK. (2004) Detection of pathogenic Vibrio spp. in shellfish by using multiplex PCR and DNA microarrays. Appl Environ Microbiol 70: 7436-7444.

143. Panning M, Asper M, Kramme S, Schmitz H, Drostcn C. (2004) Rapid detection and differentiation of human pathogenic orthopox viruses by a fluorescence resonance energy transfer real-time PCR assay. Clin Chem 50: 702-708.

144. Parikh U, Calef C, Larder В et al. (2002) Mutations in retroviral genes associated with drug resistance. IIIV Sequence Compendium 2002. Los Alamos, 2002. P. 94 — 183.

145. Pastinen T, Raitio M, Lindroos K, Tainola P, Peltonen L, Syvanen AC. (2000) A system for specific, high-throughput genotyping by allele-specific primer extension on microarrays. Genome Res 10: 1031-1042.

146. Pemov A. Modi H, Chandler DP, Bavykin S. (2005) DNA analysis with multiplex microarray-enhanced PCR. Nucleic Acids Res 33: ell.

147. Peplies J, Lau SC, Pernthaler J, Amann R, Glockner FO. (2004) Application and validation of DNA microarrays for the 16S rRNA-based analysis of marine bacterioplankton. Environ Microbiol 6: 638-645.

148. Piao X, Sun L, Zhang T, Gan Y, Guan Y. (2008) Effects of mismatches and insertions on discrimination accuracy of nucleic acid probes. Acta Biochim Pol 55: 713-720.

149. Poon LL, Leung CS, Chan KH, et al. (2005) Detection of human influenza A viruses by loop-mediated isothermal amplification. J Clin Microbiol 43: 427-430.

150. Pozhitkov A, Noble PA, Domazet-Loso T, et al. (2006) Tests of rRNA hybridization to microarrays suggest that hybridization characteristics of oligonucleotide probes for species discrimination cannot be predicted. Nucleic Acids Res 34: e66.

151. Quinlivan M, Cullinane A, Nelly M, Van Maanen K, Heldens J, Arkins S. (2004) Comparison of sensitivities of virus isolation, antigen detection, and nucleic acid amplification for detection of equine influenza virus. J Clin Microbiol 42: 759-763.

152. Rahmann S. (2003) Fast large scale oligonucleotide selection using the longest common factor approach. JBioinform Comput Biol 1: 343-361.

153. Ramakrishnan R, Dorris D, Lublinsky A, et al. (2002) An assessment of Motorola

154. CodeLink microarray performance for gene expression profiling applications. Nucleic Acids Res 30: e30.

155. Ramaswamy S, Musser JM. (1998) Molecular genetic basis of antimicrobial agent resistance in Mycobacterium tuberculosis: 1998 update. Tuber Lung Dis 79: 3-29.

156. Reymond N, Charles H, Duret L, Calevro F, Beslon G. Fayard JM. (2004) ROSO: optimizing oligonucleotide probes for microarrays. Bioinjormatics 20: 271-273.

157. Rimour S, Hill D, Militon C, Peyret P. (2005) GoArrays: highly dynamic and efficient microarray probe design. Bioinformatics 21: 1094-1103.

158. Rogojina AT, Orr WE, Song BK, Geisert EE, Jr. (2003) Comparing the use of Affymetrix to spotted oligonucleotide microarrays using two retinal pigment epithelium cell lines. Mol Vis 9: 482-496.

159. Roth SB, Jalava J, Ruuskanen O, Ruohola A, Nikkari S. (2004) Use of an oligonucleotide array for laboratory diagnosis of bacteria responsible for acute upper respiratory infections. J Clin Microbiol 42: 4268-4274.

160. Rouillard JM, Herbert CJ, Zuker M. (2002) OligoArray: genome-scale oligonucleotide design for microarrays. Bioinformatics 18: 486-487.

161. Rouillard JM, Zuker M, Gulari E. (2003) OligoArray 2.0: design of oligonucleotide probes for DNA microarrays using a thermodynamic approach. Nucleic Acids Res 31: 3057-3062.

162. Rubina AY, Pan'kov SV, Dementieva EI, et al. (2004) Hydrogel drop microchips with immobilized DNA: properties and methods for large-scale production. Anal Biochem 325: 92-106.

163. Rychlik W, Rhoads RE. (1989) A computer program for choosing optimal oligonucleotides for filter hybridization, sequencing and in vitro amplification of DNA. Nucleic Acids Res 17: 8543-8551.

164. Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T (1989) Molecular cloning: A laboratory manual. New York: Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor.

165. Sengupta S, Onodera K, Lai A, Melcher U. (2003) Molecular detection andidentification of influenza viruses by oligonucleotide microarray hybridization. J Clin Microbiol 41: 4542-4550.

166. Sergeev N, Distler M, Courtney S, et al. (2004b) Multipathogen oligonucleotide microarray for environmental and biodcfense applications. Biosens Bioelectron 20: 684-698.

167. Sergeev N, Volokhov D, Chizhikov V, Rasooly A. (2004a) Simultaneous analysis of multiple staphylococcal enterotoxin genes by an oligonucleotide microarray assay. J Clin Microbiol 42: 2134-2143.

168. Shi C, Eshleman SH, Jones D, et al. (2004) LigAmp for sensitive detection of singlc-nucleotide differences. Nat Methods 1: 141-147.

169. Shumaker JM, Toilet JJ, Filbin KJ, Montague-Smith MP, Pirrung MC. (2001) APEX disease gene resequencing: mutations in exon 7 of the p53 tumor suppressor gene. Bioorg Med Chem 9: 2269-2278.

170. Sias C, Carletti F, Capobianchi MR, et al. (2007) Rapid differential diagnosis of Orthopoxviruses and Herpesviruses based upon multiplex real-time PCR. Infez Med 15: 47-55.

171. Sohail M, Akhtar S, Southern EM. (1999) The folding of large RNAs studied by hybridization to arrays of complementary oligonucleotides. Rna 5: 646-655.

172. Sohail M, Hochegger H, Klotzbuchcr A, Guellec RL, Hunt T, Southern EM. (2001) Antisense oligonucleotides sclcctcd by hybridisation to scanning arrays are effective reagents in vivo. Nucleic Acids Res 29: 2041-2051.

173. Southern EM. (1996) High-density gridding: techniques and applications. Curr Opin Biotechnol 7: 85-88.

174. Stone B, Burrows J, Schepetiuk S, et al. (2004) Rapid detection and simultaneous subtype differentiation of influenza A viruses by real time PCR. J Virol Methods 117: 103-112.

175. Stralis-Pavese N, Sessitsch A, Weilharter A, et al. (2004) Optimization of diagnostic microarray for application in analysing landfill mcthanotroph communities under different plant covers. Environ Microbiol 6: 347-363.

176. Straub TM, Daly DS, Wunshel S, Rochelle PA, DeLeon R, Chandler DP. (2002) Genotyping Cryptosporidium parvum with an hsp70 single-nucleotide polymorphism microarray. Appl Environ Microbiol 68: 1817-1826.

177. Sukhanova AL, Kazennova EV, Rudinskii N1, et al. (2004) The genetic variability of the protease-encoding region in HIV-1 A isolates and in CRF03AB recombinants as observed in the CIS territory., Vopr Virusol 49: 4-9.

178. Suzuki S, Ono N, Furusawa C, Kashiwagi A, Yomo T. (2007) Experimental optimization of probe length to increase the sequence specificity of high-density oligonucleotide microarrays. BMC Genomics 8: 373.

179. Tao H, Bausch C, Richmond C, Blattner FR, Conway T. (1999) Functional genomics: expression analysis of Escherichia coli growing on minimal and rich media. JBacteriol 181: 6425-6440.

180. Tao SC, Li Y, Liu YH, Ma XM, Cheng J. (2003) Room-tempcrature hybridization of target DNA with microarrays in concentrated solutions of guanidine thiocyanate. Biotechniques 34: 1260-1262.

181. Tillib SV, Strizhkov BN, Mirzabekov AD. (2001) Integration of multiple PCR amplifications and DNA mutation analyses by using oligonucleotide microchip. Anal Biochem 292:155-160.

182. Tiquia SM, Wu L, Chong SC, et al. (2004) Evaluation of 50-mer oligonucleotide arrays for detecting microbial populations in environmental samples. Biotechniques 36: 664-670, 672, 674-665.

183. Tolstrup N, Nielsen PS, Kolberg JG, Frankel AM, Vissing H, Kauppinen S. (2003) OligoDesign: Optimal design of LNA (locked nucleic acid) oligonucleotide capture probes for gene expression profiling. Nucleic Acids Res 31: 3758-3762.

184. Tonisson N, Kurg A, Kaasik K, Lohmussaar E, Metspalu'A. (2000) Unravelling genetic data by arrayed primer extension. Clin Chem Lab Med38: 165-170.

185. Trevino V, Falciani F, Barrera-Saldana HA. (2007) DNA microarrays: a powerful genomic tool for biomedical and clinical research. Mo I Med 13: 527-541.

186. Troesch A, Nguyen H, Miyada CG, et al. (1999) Mycobacterium species identification and rifampin resistance testing with high-density DNA probe arrays. J Clin Microbiol 37: 49-55.

187. Van Ness J, Chen L. (1991) The use of oligodeoxynucleotide probes in chaotrope-based hybridization solutions. Nucleic Acids Res 19: 5143-5151.

188. Velculescu VE, Zhang L, Vogelstein B, Kinzler K.W. (1995) Serial analysis of gene expression. Science 270: 484-487.

189. Vernet G. (2004) Molecular diagnostics in virology. J Clin Virol 31: 239-247.

190. Vet JA, Van der Rijt BJ, Blom HJ. (2002) Molecular beacons: colorful analysis of nucleic acids. Expert Rev Mol Diagn 2: 77-86.

191. Vijaya Satya R, Zavaljevski N, Kumar K, Reifman J. (2008) A high-throughput pipeline for designing microarray-based pathogen diagnostic assays. BMC Bioinformatics 9: 185.

192. Volokhov D, Chizhikov V, Chumakov K, Rasooly A. (2003) Microarray-based identification of thermophilic Campylobacter jejuni, C. coli, C. lari, and C. upsaliensis. J Clin Microbiol 41: 4071-4080.

193. Volokhov D, Rasooly A, Chumakov K, Chizhikov V. (2002) Identification of Listeria species by microarray-based-assay. J Clin Microbiol 40: 4720-4728.

194. Wang D, Coscoy L, Zylberberg M, et al. (2002) Microarray-based detection and genotyping of viral pathogens. Proc Natl Acad Sci US A 99: 15687-15692:

195. Wang X, Seed B. (2003) Selection of oligonucleotide probes for protein coding sequences. Bioinformatics 19: 796-802.

196. Wang Z, Dauin LT, Vora GJ, et al. (2006) Identifying influenza viruses with resequencing microarrays. Emerg Infect Dis 12: 638-646.

197. Wang Z, Vora GJ, Stenger DA. (2004) Detection and genotyping of Entamoeba histolytica, Entamoeba dispar, Giardia lamblia, and vCryptosporidium parvum by oligonucleotide microarray. J Clin Microbiol 42: 3262-3271.

198. Warsen AE, Krug MJ, LaFrentz S, Stanek DR, Loge FJ, Call DR. (2004) Simultaneous discrimination between 15 fish pathogens by using 16S ribosomal DNA PCR and DNA microarrays. Appl Environ Microbiol 70: 4216-4221.

199. Westin L, Xu X, Miller C, Wang L, Edman CF, Nerenberg M. (2000) Anchored multiplex amplification on a microelectronic chip array. Nat Biotechnol 18: 199-204.

200. Whitcombe D, Theaker J, Guy SP, Brown T, Little S. (1999) Detection of PCR products using self-probing amplicons and fluorescence. Nat Biotechnol 17: 804807.

201. Wilson KH, Wilson WJ, Radosevich JL, et al. (2002a) High-density microarray of small-subunit ribosomal DNA probes. Appl Environ Microbiol 68: 2535-2541.

202. Wilson M, DeRisi J, Kristensen HH, et al. (1999) Exploring drug-induced alterations in gene expression in Mycobacterium tuberculosis by microarray hybridization. Proc Natl Acad Sci USA 96: 12833-12838.

203. Wilson WJ, Strout CL. DeSantis TZ, Stilwell JL, Carrano AV, Andersen GL. (2002b) Sequence-specific identification of 18 pathogenic microorganisms using microarray technology. Mol Cell Probes 16: 119-127.

204. Wood WI, Gitschier J, Lasky LA, Lawn RM. (1985) Base composition-independent hybridization in tetramethylammonium chloride: a method for oligonucleotide screening of highly complex gene libraries. Proc Natl Acad Sci USA 82: 1585-1588.

205. Yershov G, Barsky V, Belgovskiy A, et al. (1996) DNA analysis and diagnostics on oligonucleotide microchips. Proc Natl Acad Sci USA 93: 4913-4918.

206. Yguerabide J, Yguerabide EE. (2001) Resonance light scattering particles as ultrasensitive labels for detection of analytes in a wide range of applications. J Cell Biochem Suppl Suppl 37: 71-81.

207. Yu J, Othman MI, Farjo R, ct al. (2002) Evaluation and optimization of procedures for target labeling and hybridization of cDNA microarrays. Mol Vis 8: 130-137.

208. Yu X, Susa M, Knabbe C, Schmid RD, Bachmann TT. (2004) Development and validation of a diagnostic DNA microarray to detect quinolone-resistant Escherichia coli among clinical isolates. J Clin Microbiol 42: 4083-4091.

209. Zhao S, Bruce WB. (2003) Expression profiling using cDNA microarrays. Methods Mol Biol 236: 365-380.

210. Zhou Y, Abagyan R. (2002) Match-only integral distribution (MOID) algorithm for high-density oligonucleotide array analysis. BMC Bioinformatics 3: 3.