Идентификация и характеристика нового фактора инициации митохондриальной трансляции дрожжей S.Cerevisiae тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Кузьменко, Антон Викторович

• Кузьменко, Антон Викторович
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Кузьменко, Антон Викторович

ОГЛАВЛЕНИЕ

Список сокращений

Введение

Обзор литературы

Современные представления о митохондриальной трансляции

Общие особенности биосинтеза белка в митохондриях

Инициация трансляции в митохондриях

Общая характеристика

Митохондриальные факторы инициации трансляции

Стадия элонгации трансляции в митохондриях

Общая характеристика

Митохондриальные факторы элонгации трансляции

Терминация трансляции и рециклинг в митохондриях

Трансляционные активаторы сахаромицетов

Общие принципы

Активаторы трансляции цитохром оксидазы

Активаторы трансляции цитохрома Ь

Активатор трансляции Уаг1р

Активаторы трансляции субъединиц АТФ-синтазы

Материалы и методы

Материалы

Приборы и расходные материалы

Растворы

Коммерческие наборы

Программное обеспечение

Штаммы микроорганизмов

Питательные среды

Карты плазмид и шатл-векторов, использованных в ходе работы

Олигонуклеотиды, использованные в ходе данной работы

Методы

Поиск последовательностей и филогенетический анализ

Полимеразная цепная реакция (ПЦР)

Количественный ПЦР анализ (qPCR)

Электрофоретическое разделение нуклеиновых кислот в агарозном геле в нативных

условиях

Очистка фрагментов ДНК после ПЦР и других ферментативных реакций

Переосаждение нуклеиновых кислот этиловым спиртом

Расщепление ДНК эндонуклеазами рестрикции и лигирование

Электропорация клеток Е. coli

Выделение плазмидной ДНК из клеток Е. coli

Химическая трансфекция клеток S. cerevisiae

Электропорация клеток S. cerevisiae

Выделение фракции, обогащенной плазмидной ДНК, из клеток S. cerevisiae

Выделение геномной ДНК из клеток S. cerevisiae

Выделение фракции тотальной РНК из дрожжей

Синтез к ДНК

Определение фенотипов штаммов дрожжей

Споруляция, деление тетрад и определение типа спаривания

Измерение поглощения клетками кислорода

Определение количества р° клеток в популяции

Измерения мембранного потенциала

Мечение продуктов митохондриальной трансляции in vivo

Диссоциации 70S рибосом Е. coli

Связывание Aim23p с 30S субъединицей рибосом

Окрашивание митохондриальных нуклеоидов при помощи DAPI

Анализ репликационной продолжительности жизни (RLS)

Результаты и обсуждение

Aim23p - ортолог митохондриального фактора инициации трансляции 3

Доказательство митохондриальной функции Aim23

Физиологические эффекты, вызываемые делецией по генуА1М23

Делеция по гену AIM23 не приводит к увеличению частоты возникновения клеток с фенотипом

«petite»

Характеристика Aim23p in vitro

Клетки с делецией по гену AIM23 адаптируются к росту на средах с несбраживаемыми источниками углерода

Выводы

Благодарности

Список цитируемой литературы

Приложение

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

AG° - приращение свободной энергии; А - ангстрем (10'13 м);

ATP - adenosine triphosphate, аденозинтрифосфат;

СОВ - cytochrome b, цитохром b;

СОХ - cytochrome oxidase, цитохромоксидаза;

CSM - complete suplement mixture, полная синтетическая основа для дрожжей;

DAPI - дигидрохлорид 4,6-диамидино-2-фенилиндола;

DiOC6 - 3,3'-дигексилоксакарбоцианин;

DTT - дитиотрейтол;

EF - elongatio factor, фактор элонгации;

EST - expressed sequence tags;

FCCP -карбонилцианид-п-трифторметокси-фенилгидразон; GDP - guanidine diphosphate, гуанозиндифосфат; GDPNP - негидролизуемый аналог гуанозинтрифосфата; GTP - guanidine triphosphate, гуанозинтрифосфат; IF - initiation factor, фактор инициации;

Kd - dissociation constant, равновесная константа диссоциации;

MTS - mitochondrial targeting signal, сигнал митохондриальной локализации;

NADH - nicotinamide adenine dinucleotide, никотинамидадениндинуклеотид;

NMR - nuclear magnetic resonanse, ядерный магнитный резонанс;

OE-PCR - overlap extension polymerase chain reaction, полимеразная цепная реакция с

удлинением перекрытия;

ORF - open reading frame, открытая рамка считывания; PAS - polipeptide accesable site; PBS - phosphate buffered saline;

PES - polipeptide exit site, канал выхода растущего пептида;

PMSF - phenylmethanesulfonylfluoride, фенилметилсульфонилфторид;

PPR - pentatricopeptide repeat, пентатрикопептидный мотив;

RF - release factor, фактор

rpm - revolutions per minute, обороты в минуту;

RRF - ribosome recycling factor, фактор рециклинга рибосом;

SDS - sodium dodecylsulfate, натрия додецилсульфат; Tris - трисаминометан;

TTC - triphenyltetrazolium chloride, хлорид трифенилтетразолия; YNB - yeast nitrogen base, дрожжевая азотистая основа; а.о. - аминокислотный остаток; МДа - мегадальтон;

мРНКмт - матричная митохондриальная рибонуклеиновая кислота; мтДНК - митохондриальная дезоксирибонуклеиновая кислота; нт - нуклеотид;

НТО - нетранслируемая область;

ПЭГ - полиэтиленгликоль;

рРНК - рибосомная рибонуклеиновая кислота;

тмРНК - «транспортно-матричная» рибонуклеиновая кислота;

тРНК - транспортная рибонуклеиновая кислота;

ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота;

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Идентификация и характеристика нового фактора инициации митохондриальной трансляции дрожжей S.Cerevisiae»

ВВЕДЕНИЕ

Клетки всех эукариотических организмов, за исключением ряда паразитических форм, содержат митохондрии. Эти органеллы обеспечивают клетки энергией в процессе окислительного фосфорилирования, участвуют в синтезе жирных кислот, гема и железосерных кластеров, а также в запрограммированной клеточной смерти. Согласно общепринятой концепции эндосимбиоза, митохондрии произошли на ранних этапах эволюции от а-протеобактерии, близкой к современной Rickettsia prowazekii [1]. С течением времени, в ходе постоянного взаимодействия с ядерным геномом многие митохондриальные гены были перенесены в ядро, однако небольшая их часть осталась в составе ДНК органеллы. Трансляция митохондриальных матричных РНК (мРНКмт) осуществляется собственным аппаратом биосинтеза белка и требует тонкой координации работы ядерного и митохондриального геномов.

На сегодняшний день многие аспекты процесса митохондриальной трансляции остаются изученными в недостаточной степени. Во многом это связано с тем, что систему митохондриальной трансляции, способную к синтезу на природных матрицах, до сих пор не удалось реконструировать in vitro ни в одной лаборатории мира. С другой стороны, на основе ранних работ по изучению характеристик седиментации митохондриальных рибосом и их РНК-компонентов вкупе с данными по чувствительности к антибиотикам было сделано предположение о сходстве процесса трансляции в митохондриях с таковым у бактерий [2-4]. После этого в научном сообществе сформировалась точка зрения, согласно которой дальнейшие эксперименты в данном направлении могли бы только подтвердить уже известные науке факты. Однако, как стало очевидно при более детальном рассмотрении, процесс трансляции в митохондриях имеет ряд отличительных особенностей, не характерных ни для аналогичной системы в цитоплазме эукариотических клеток, ни для клеток бактерий и архей [5,6 ].

Стадия инициации митохондриальной трансляции характеризуется, пожалуй, наибольшим количеством отличий от аналогичного этапа в бактериальных клетках. В последние годы стало ясно, что эти отличия проявляются как на механистическом уровне, так и на уровне набора белковых факторов, участвующих в данном процессе [6]. Наше внимание привлёк процесс инициации трансляции в митохондриях дрожжей, поскольку именно у данной группы эукариот он отличается от прокариотической системы в наибольшей степени. Описано множество специфических для сахаромицетов белков,

которые абсолютно необходимы для трансляции митохондриальных мРНК [7]. Помимо этого, в дрожжевых митохондриях не был обнаружен один из квазиуниверсальных белковых факторов инициации трансляции в органеллах, а именно фактор инициации 3 (IF3mt). В то же время, в научной литературе не описано ни одного примера эффективной работы аппарата инициации трансляции в отсутствие данного фактора.

В связи с этим, целью данной работы являлся поиск, идентификация и характеристика третьего фактора митохондриальной трансляции дрожжей Saccharomyces cerevisiae.

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Поиск белков-кандидатов на роль митохондриального фактора инициации трансляции 3 (IF3mt) пекарских дрожжей методами in silico.

2. В случае обнаружения белков-кандидатов - экспериментальное подтверждение выполнения ими функции IF3mt.

3. Функциональная характеристика IF3mt пекарских дрожжей:

a. в гетерологической системе in vitro

b. в контексте живой клетки (in vivo).

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Кузьменко, Антон Викторович, 2013 год

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Yang, D., et al., Mitochondrial origins. Proc Natl Acad Sei USA, 1985. 82(13): p. 4443-7.

2. Leon, S.A. and H.R. Mahler, Isolation and properties of mitochondrial RNA from yeast. Arch Biochem Biophys, 1968. 126(1): p. 305-19.

3. Linnane, A.W., et al., The biogenesis of mitochondria, VI. Biochemical basis of the resistance of Saccharomyces cerevisiae toward antibiotics which specifically inhibit mitochondrial protein synthesis. Proc Natl Acad Sei USA, 1968. 59(4): p. 1288-93.

4. Wagner, R.P., Genetics and phenogenetics of mitochondria. Science, 1969. 163(3871): p. 1026-31.

5. Watanabe, K., Unique features of animal mitochondrial translation systems. The nonuniversal genetic code, unusual features of the translational apparatus and their relevance to human mitochondrial diseases. Proc Jpn Acad Ser В Phys Biol Sei, 2010. 86(1): p. 11-39.

6. Christian, B.E. and L.L. Spremulli, Mechanism of protein biosynthesis in mammalian mitochondria. Biochim Biophys Acta, 2012. 1819(9-10): p. 1035-54.

7. Herrmann, J.M., M.W. Woellhaf, and N. Bonnefoy, Control of protein synthesis in yeast mitochondria: The concept of translational activators. Biochim Biophys Acta, 2013. 1833(2): p. 286-94.

8. Cummings, D.J., Mitochondrial genomes of the ciliates. Int Rev Cytol, 1992. 141: p. 1-64.

9. Wilson, R.J. and D.H. Williamson, Extrachromosomal DNA in the Apicomplexa. Microbiol Mol Biol Rev, 1997. 61(1): p. 1-16.

10. Anderson, S., et al., Sequence and organization of the human mitochondrial genome. Nature, 1981. 290(5806): p. 457-65.

11. Unseld, M., et al., The mitochondrial genome of Arabidopsis thaliana contains 57 genes in 366,924 nucleotides. Nat Genet, 1997. 15(1): p. 57-61.

12. Gray, M.W., et al., Genome structure and gene content in protist mitochondrial DNAs. Nucleic Acids Res, 1998. 26(4): p. 865-78.

13. Brown, W.M., M. George, Jr., and A.C. Wilson, Rapid evolution of animal mitochondrial DNA. Proc Natl Acad Sei USA, 1979. 76(4): p. 1967-71.

14. Jacob, J.E., et al., A unique genetic code change in the mitochondrial genome of the parasitic nematode Radopholus similis. BMC Res Notes, 2009. 2: p. 192.

15. Osawa, S., et al., Recent evidence for evolution of the genetic code. Microbiol Rev, 1992. 56(1): p. 229-64.

16. Masters, B.S., L.L. Stohl, and D.A. Clayton, Yeast mitochondrial RNA polymerase is homologous to those encoded by bacteriophages T3 and T7. Cell, 1987. 51(1): p. 8999.

17. Mangus, D.A., S.H. Jang, and J. A. Jaehning, Release of the yeast mitochondrial RNA polymerase specificity factor from transcription complexes. J Biol Chem, 1994. 269(42): p. 26568-74.

18. Matsunaga, M. and J. A. Jaehning, Intrinsic promoter recognition by a "core" RNA polymerase. J Biol Chem, 2004. 279(43): p. 44239-42.

19. Tiranti, V., et al., Identification of the gene encoding the human mitochondrial RNA polymerase (h-mtRPOL) by cyberscreening of the Expressed Sequence Tags database. Hum Mol Genet, 1997. 6(4): p. 615-25.

20. Ringel, R., et al., Structure of human mitochondrial RNA polymerase. Nature, 2011. 478(7368): p. 269-73.

21. Ojala, D., J. Montoya, and G. Attardi, tRNA punctuation model of RNA processing in human mitochondria. Nature, 1981. 290(5806): p. 470-4.

22. Temperley, R.J., et al., Human mitochondrial mRNAs—like members of all families, similar but different. Biochim Biophys Acta, 2010. 1797(6-7): p. 1081-5.

23. Montoya, J., D. Ojala, and G. Attardi, Distinctive features of the 5'-terminal sequences of the human mitochondrial mRNAs. Nature, 1981. 290(5806): p. 465-70.

24. Groot, G.S., et al., Yeast mitochondrial RNA does not contain poly(A). Nature, 1974. 252(5479): p. 167-9.

25. Grohmann, K., et al., Failure to detect "cap" structures in mitochondrialDNA-coded poly (A)-containing RNA from HeLa cells. Nucleic Acids Res, 1978. 5(3): p. 637-51.

26. Anderson, S., et al., Complete sequence of bovine mitochondrial DNA. Conserved features of the mammalian mitochondrial genome. J Mol Biol, 1982. 156(4): p. 683717.

27

28

29

30

31

32

33

34

35

36

37,

38

39,

40.

Dunstan, H.M., N.S. Green-Willms, and T.D. Fox, In vivo analysis of Saccharomyces cerevisiae COX2 mRNA 5'-untranslated leader functions in mitochondrial translation initiation and translational activation. Genetics, 1997. 147(1): p. 87-100. Dziembowski, A., et al., The yeast mitochondrial degradosome. Its composition, interplay between RNA helicase and RNase activities and the role in mitochondrial RNA metabolism. J Biol Chem, 2003. 278(3): p. 1603-11. Wang, G., et al., PNPASE regulates RNA import into mitochondria. Cell, 2010. 142(3): p. 456-67.

Chen, H.W., et al., Mammalian polynucleotide phosphorylase is an intermembrane space RNase that maintains mitochondrial homeostasis. Mol Cell Biol, 2006. 26(22): p. 8475-87.

Hollingsworth, M.J. and N.C. Martin, RNase P activity in the mitochondria of Saccharomyces cerevisiae depends on both mitochondrion and nucleus-encoded components. Mol Cell Biol, 1986. 6(4): p. 1058-64.

Levinger, L., M. Mori, and C. Florentz, Mitochondrial tRNA 3' end metabolism and human disease. Nucleic Acids Res, 2004. 32(18): p. 5430-41. Nagaike, T., et al., Identification and characterization of mammalian mitochondrial tRNA nucleotidyltransferases. J Biol Chem, 2001. 276(43): p. 40041-9. Suzuki, T. and A. Nagao, Human mitochondrial tRNAs: biogenesis, function, structural aspects, and diseases. Annu Rev Genet, 2011. 45: p. 299-329. Helm, M., et al., Search for characteristic structural features of mammalian mitochondrial tRNAs. RNA, 2000. 6(10): p. 1356-79.

Yokogawa, T., et al., A novel cloverleafstructure found in mammalian mitochondrial tRNA(Ser) (UCN). Nucleic Acids Res, 1991.19(22): p. 6101-5.

Wende, S., et al., Biological evidence for the world's smallest tRNAs. Biochimie, 2013. Sharma, M.R., et al., Structure of the mammalian mitochondrial ribosome reveals an expanded functional role for its component proteins. Cell, 2003. 115(1): p. 97-108. Kamenski, P., et al., Evidence for an adaptation mechanism of mitochondrial translation via tRNA import from the cytosol. Mol Cell, 2007. 26(5): p. 625-37. Hancock, K. and S.L. Hajduk, The mitochondrial tRNAs of Trypanosoma brucei are nuclear encoded. J Biol Chem, 1990. 265(31): p. 19208-15.

41. Schneider, A., Mitochondrial tRNA import and its consequences for mitochondrial translation. Annu Rev Biochem, 2011. 80: p. 1033-53.

42. O'Brien, T.W., The general occurrence of 55 S ribosomes in mammalian liver mitochondria. J Biol Chem, 1971. 246(10): p. 3409-17.

43. Maslov, D.A., et al., Isolation and characterization of mitochondrial ribosomes and ribosomal submits from Leishmania tarentolae. Mol Biochem Parasitol, 2006. 148(1): p. 69-78.

44. Borst, P. and L.A. Grivell, Mitochondrial ribosomes. FEBS Lett, 1971.13(2): p. 7388.

45. Agrawal, R.K. and M.R. Sharma, Structural aspects of mitochondrial translational apparatus. Curr Opin Struct Biol, 2012. 22(6): p. 797-803.

46. Koc, E.C., et al., The large subunit of the mammalian mitochondrial ribosome. Analysis of the complement of ribosomal proteins present. J Biol Chem, 2001. 276(47): p. 43958-69.

47. Cavdar Koc, E., et al., The small subunit of the mammalian mitochondrial ribosome. Identification of the full complement of ribosomal proteins present. J Biol Chem, 2001. 276(22): p. 19363-74.

48. Koc, E.C., et al., Identification and characterization of CHCHD1, AURKAIP1, and CRIF1 as new members of the mammalian mitochondrial ribosome. Front Physiol, 2013. 4: p. 183.

49. Pietromonaco, S.F., R.A. Hessler, and T.W. O'Brien, Evolution of proteins in mammalian cytoplasmic and mitochondrial ribosomes. J Mol Evol, 1986. 24(1-2): p. 110-7.

50. Smirnov, A., et al., Biological significance of 5S rRNA import into human mitochondria: role of ribosomal protein MRP-L18. Genes Dev, 2011. 25(12): p. 1289305.

51. Entelis, N.S., et al., 5 S rRNA and tRNA import into human mitochondria. Comparison of in vitro requirements. J Biol Chem, 2001. 276(49): p. 45642-53.

52. Agrawal RK, S.M., Yassin A, Lahiri I, Spremulli LL, Structure and function of organellar ribosomes as revealed by cryo-EM. Ribosomes: Structure, Function, and Dynamics.2011, New York: SpringerWien.

53. Gruschke, S. and M. Ott, The polypeptide tunnel exit of the mitochondrial ribosome is tailored to meet the specific requirements of the organelle. Bioessays, 2010. 32(12): p. 1050-7.

54. Sharma, M.R., et al., Structure of a mitochondrial ribosome with minimal RNA. Proc Natl Acad Sei USA, 2009. 106(24): p. 9637-42.

55. Watson, K., The organization of ribosomal granules within mitochondrial structures of aerobic and anaerobic cells of Saccharomyces cerevisae. J Cell Biol, 1972. 55(3): p. 721-6.

56. Fiori, A., T.L. Mason, and T.D. Fox, Evidence that synthesis of the Saccharomyces cerevisiae mitochondrially encoded ribosomal protein Varlp may be membrane localized. Eukaryot Cell, 2003. 2(3): p. 651-3.

57. Szyrach, G., et al., Ribosome binding to the Oxal complex facilitates co-translational protein insertion in mitochondria. EMBO J, 2003. 22(24): p. 6448-57.

58. Jia, L., et al., Yeast Oxal interacts with mitochondrial ribosomes: the importance of the C-terminal region of Oxal. EMBO J, 2003. 22(24): p. 6438-47.

59. Ott, M., et al., Mbal, a membrane-associated ribosome receptor in mitochondria. EMBO J, 2006. 25(8): p. 1603-10.

60. Bauerschmitt, H., et al., Ribosome-bindingproteins Mdm38 and Mbal display overlapping functions for regulation of mitochondrial translation. Mol Biol Cell, 2010. 21(12): p. 1937-44.

61. Frazier, A.E., et al., Mdm38 interacts with ribosomes and is a component of the mitochondrial protein export machinery. J Cell Biol, 2006. 172(4): p. 553-64.

62. Surovtseva, Y.V., et al., Mitochondrial ribosomal protein L12 selectively associates with human mitochondrial RNA polymerase to activate transcription. Proc Natl Acad Sei U S A, 2011. 108(44): p. 17921-6.

63. Surovtseva, Y.V. and G.S. Shadel, Transcription-independent role for human mitochondrial RNA polymerase in mitochondrial ribosome biogenesis. Nucleic Acids Res, 2013. 41(4): p. 2479-88.

64. Rodeheffer, M.S., et al., Namlp, a protein involved in RNA processing and translation, is coupled to transcription through an interaction with yeast mitochondrial RNA polymerase. J Biol Chem, 2001. 276(11): p. 8616-22.

65. Naithani, S., et al., Interactions among COX1, C0X2, and COX3 mRNA-specific translational activator proteins on the inner surface of the mitochondrial inner membrane of Saccharomyces cerevisiae. Mol Biol Cell, 2003. 14(1): p. 324-33.

66. Rodeheffer, M.S. and G.S. Shadel, Multiple interactions involving the amino-terminal domain of yeast mtRNA polymerase determine the efficiency of mitochondrial protein synthesis. J Biol Chem, 2003. 278(20): p. 18695-701.

67. Spremulli, L.L., et al., Initiation and elongation factors in mammalian mitochondrial protein biosynthesis. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol, 2004. 77: p. 211-61.

68. Seibel, P., et al., Genetic biochemical and pathophysiological characterization of a familial mitochondrial encephalomyopathy (MERRF). J Neurol Sei, 1991. 105(2): p. 217-24.

69. Christian, B.E. and L.L. Spremulli, Preferential selection of the 5'-terminal start codon on leaderless mRNAs by mammalian mitochondrial ribosomes. J Biol Chem, 2010. 285(36): p. 28379-86.

70. Bhargava, K. and L.L. Spremulli, Role of the N- and C-terminal extensions on the activity of mammalian mitochondrial translational initiation factor 3. Nucleic Acids Res, 2005. 33(22): p. 7011-8.

71. Moll, I., et al., Translation initiation with 70S ribosomes: an alternative pathway for leaderless mRNAs. Nucleic Acids Res, 2004. 32(11): p. 3354-63.

72. Jones, C.N., et al., Lack of secondary structure characterizes the 5' ends of mammalian mitochondrial mRNAs. RNA, 2008. 14(5): p. 862-71.

73. Bonnefoy, N. and T.D. Fox, In vivo analysis of mutated initiation codons in the mitochondrial COX2 gene of Saccharomyces cerevisiae fused to the reporter gene ARG8m reveals lack of downstream reinitiation. Mol Gen Genet, 2000. 262(6): p. 1036-46.

74. Lee, C., et al., Yeast AEP3p is an accessory factor in initiation of mitochondrial translation. J Biol Chem, 2009. 284(49): p. 34116-25.

75. Ellis, T.P., et al., Aep3p stabilizes the mitochondrial bicistronic mRNA encoding subunits 6 and 8 of the H+ -translocating ATP synthase of Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem, 2004. 279(16): p. 15728-33.

76. Spencer, A.C. and L.L. Spremulli, Interaction of mitochondrial initiation factor 2 with mitochondrialJMet-tRNA. Nucleic Acids Res, 2004. 32(18): p. 5464-70.

77. Towpik, J., Regulation of mitochondrial translation in yeast. Cell Mol Biol Lett, 2005. 10(4): p. 571-94.

78. Yassin, A.S., et al., Insertion domain within mammalian mitochondrial translation initiation factor 2 serves the role of eubacterial initiation factor 1. Proc Natl Acad Sci U S A, 2011.108(10): p. 3918-23.

79. Gaur, R., et al., A single mammalian mitochondrial translation initiation factor functionally replaces two bacterial factors. Mol Cell, 2008. 29(2): p. 180-90.

80. Laalami, S., et al., Structural and functional domains of E coli initiation factor IF2. Biochimie, 1991. 73(12): p. 1557-66.

81. Spencer, A.C. and L.L. Spremulli, The interaction of mitochondrial translational initiation factor 2 with the small ribosomal submit. Biochim Biophys Acta, 2005. 1750(1): p. 69-81.

82. Кос, E.C. and L.L. Spremulli, Identification of mammalian mitochondrial translational initiation factor 3 and examination of its role in initiation complex formation with natural mRNAs. J Biol Chem, 2002. 277(38): p. 35541-9.

83. Christian, B.E. and L.L. Spremulli, Evidence for an active role of IF3mt in the initiation of translation in mammalian mitochondria. Biochemistry, 2009. 48(15): p. 3269-78.

84. Hua, Y. and D.P. Raleigh, On the global architecture of initiation factor IF3: a comparative study of the linker regions from the Escherichia coli protein and the Bacillus stearothermophilusprotein. J Mol Biol, 1998. 278(4): p. 871-8.

85. Haque, M.E., D. Grasso, and L.L. Spremulli, The interaction of mammalian mitochondrial translational initiation factor 3 with ribosomes: evolution of terminal extensions in IF3mt. Nucleic Acids Res, 2008. 36(2): p. 589-97.

86. Haque, M.E., et al., Contacts between mammalian mitochondrial translational initiation factor 3 and ribosomal proteins in the small submit. Biochim Biophys Acta, 2011. 1814(12): p. 1779-84.

87. Smits, P., J. Smeitink, and L. van den Heuvel, Mitochondrial translation and beyond: processes implicated in combined oxidative phosphorylation deficiencies. J Biomed Biotechnol, 2010. 2010: p. 737385.

88. Schwartzbach, C.J. and L.L. Spremulli, Bovine mitochondrial protein synthesis elongation factors. Identification and initial characterization of an elongation factor Tu-elongation factor Ts complex. J Biol Chem, 1989. 264(32): p. 19125-31.

89. Cai, Y.C., et al., Interaction of mammalian mitochondrial elongation factor EF-Tu with guanine nucleotides. Protein Sei, 2000. 9(9): p. 1791-800.

90. Woriax, V.L., et al., Mechanistic studies of the translational elongation cycle in mammalian mitochondria. Biochim Biophys Acta, 1997. 1352(1): p. 91-101.

91. Andersen, G.R., et al., High resolution crystal structure of bovine mitochondrial EF-Tu in complex with GDP. J Mol Biol, 2000. 297(2): p. 421-36.

92. Hunter, S.E. and L.L. Spremulli, Interaction of mitochondrial elongation factor Tu with aminoacyl-tRNAs. Mitochondrion, 2004. 4(1): p. 21-9.

93. Bullard, J.M., et al., Effects of domain exchanges between Escherichia coli and mammalian mitochondrial EF-Tu on interactions with guanine nucleotides, aminoacyl-tRNA andribosomes. Biochim Biophys Acta, 1999. 1446(1-2): p. 102-14.

94. Piepenburg, O., et al., Intact aminoacyl-tRNA is required to trigger GTP hydrolysis by elongation factor Tu on the ribosome. Biochemistry, 2000. 39(7): p. 1734-8.

95. Suzuki, H., et al., Chaperone properties of mammalian mitochondrial translation elongation factor Tu. J Biol Chem, 2007. 282(6): p. 4076-84.

96. Kawashima, T., et al., The structure of the Escherichia coli EF-Tu.EF-Ts complex at 2.5 A resolution. Nature, 1996. 379(6565): p. 511-8.

97. Zhang, Y., X. Li, and L.L. Spremulli, Role of the conserved aspartate and phenylalanine residues in prokaryotic and mitochondrial elongation factor Ts in guanine nucleotide exchange. FEBS Lett, 1996. 391(3): p. 330-2.

98. Zhang, Y., V. Sun, and L.L. Spremulli, Role of domains in Escherichia coli and mammalian mitochondrial elongation factor Ts in the interaction with elongation factor Tu. J Biol Chem, 1997. 272(35): p. 21956-63.

99. Zhang, Y. and L.L. Spremulli, Roles of residues in mammalian mitochondrial elongation factor Ts in the interaction with mitochondrial and bacterial elongation factor Tu. J Biol Chem, 1998. 273(43): p. 28142-8.

100. Rosenthal, L.P. and J.W. Bodley, Purification and characterization of Saccharomyces cerevisiae mitochondrial elongation factor Tu. J Biol Chem, 1987. 262(23): p. 109559.

101. Chiron, S., A. Suleau, and N. Bonnefoy, Mitochondrial translation: elongation factor tu is essential in fission yeast and depends on an exchange factor conserved in humans but not in budding yeast. Genetics, 2005. 169(4): p. 1891-901.

102. Hammarsund, M., et al., Identification and characterization of two novel human mitochondrial elongation factor genes, hEFG2 and hEFGl, phylogenetically conserved through evolution. Hum Genet, 2001. 109(5): p. 542-50.

103. Terasaki, M., et al., Functional compatibility of elongation factors between mammalian mitochondrial and bacterial ribosomes: characterization of GTPase activity and translation elongation by hybrid ribosomes bearing heterologous L7/12 proteins. J Mol Biol, 2004. 336(2): p. 331-42.

104. Chung, H.K. and L.L. Spremulli, Purification and characterization of elongation factor G from bovine liver mitochondria. J Biol Chem, 1990. 265(34): p. 21000-4.

105. al-Karadaghi, S., et al., The structure of elongation factor G in complex with GDP: conformational flexibility and nucleotide exchange. Structure, 1996. 4(5): p. 555-65.

106. Chrzanowska-Lightowlers, Z.M., A. Pajak, and R.N. Lightowlers, Termination of protein synthesis in mammalian mitochondria. J Biol Chem, 2011. 286(40): p. 3447985.

107. Richter, R., et al., Translation termination in human mitochondrial ribosomes. Biochem Soc Trans, 2010. 38(6): p. 1523-6.

108. Temperley, R., et al., Hungry codonspromote frameshifting in human mitochondrial ribosomes. Science, 2010. 327(5963): p. 301.

109. Loh, P.G. and H. Song, Structural and mechanistic insights into translation termination. Curr Opin Struct Biol, 2010. 20(1): p. 98-103.

110. Dontsova, M., et al., Translation termination factor aRFl from the archaeon Methanococcus jannaschii is active with eukaryotic ribosomes. FEB S Lett, 2000. 472(2-3): p. 213-6.

111. Ito, K., et al., Omnipotent decoding potential resides in eukaryotic translation termination factor eRFl of variant-code organisms and is modulated by the interactions of amino acid sequences within domain 1. Proc Natl Acad Sei USA, 2002. 99(13): p. 8494-9.

112. Soleimanpour-Lichaei, H.R., et al., mtRFla is a human mitochondrial translation release factor decoding the major termination codons UAA and UAG. Mol Cell, 2007. 27(5): p. 745-57.

113. Trobro, S. and J. Aqvist, Mechanism of the translation termination reaction on the ribosome. Biochemistry, 2009. 48(47): p. 11296-303.

114. Laurberg, M., et al., Structural basis for translation termination on the 70S ribosome. Nature, 2008. 454(7206): p. 852-7.

115. Richter, R., et al., A functional peptidyl-tRNA hydrolase, ICT1, has been recruited into the human mitochondrial ribosome. EMBO J, 2010. 29(6): p. 1116-25.

116. Antonicka, H., et al., Mutations in C12orf65 in patients with encephalomyopathy and a mitochondrial translation defect. Am J Hum Genet, 2010. 87(1): p. 115-22.

117. Haque, M.E. and L.L. Spremulli, ICT1 comes to the rescue of mitochondrial ribosomes. EMBO J, 2010. 29(6): p. 1019-20.

118. Tsuboi, M., et al., EF-G2mt is an exclusive recycling factor in mammalian mitochondrial protein synthesis. Mol Cell, 2009. 35(4): p. 502-10.

119. Atkinson, G.C. and S.L. Baldauf, Evolution of elongation factor G and the origins of mitochondrial and chloroplast forms. Mol Biol Evol, 2011. 28(3): p. 1281-92.

120. Manavski, N., et al., An essential pentatricopeptide repeat protein facilitates 5' maturation and translation initiation of rps3 mRNA in maize mitochondria. Plant Cell, 2012. 24(7): p. 3087-105.

121. Weraarpachai, W., et al., Mutation in TACOl, encoding a translational activator of COX I, results in cytochrome c oxidase deficiency and late-onset Leigh syndrome. Nat Genet, 2009. 41(7): p. 833-7.

122. Manthey, G.M., B.D. Przybyla-Zawislak, and J.E. McEwen, The Saccharomyces cerevisiae Pet309protein is embedded in the mitochondrial inner membrane. Eur J Biochem, 1998. 255(1): p. 156-61.

123. Manthey, G.M. and J.E. McEwen, The product of the nuclear gene PET309 is required for translation of mature mRNA and stability or production of intron-containing RNAs derived from the mitochondrial COX1 locus of Saccharomyces cerevisiae. EMBO J, 1995. 14(16): p. 4031-43.

124. Barrientos, A., A. Zambrano, and A. Tzagoloff, Mss51p and Coxl4p jointly regulate mitochondrial Coxlp expression in Saccharomyces cerevisiae. EMBO J, 2004. 23(17): p. 3472-82.

125. Perez-Martinez, X., S.A. Broadley, and T.D. Fox, Mss51ppromotes mitochondrial Coxlp synthesis and interacts with newly synthesized Coxlp. EMBO J, 2003. 22(21): p. 5951-61.

126. Fontanesi, F., P. demente, and A. Barrientos, Cox25 teams up with MssSl, Sscl, and Coxl4 to regulate mitochondrial cytochrome c oxidase subunit 1 expression and assembly in Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem, 2011. 286(1): p. 555-66.

127. Mick, D.U., et al., Coa3 and Coxl4 are essential for negative feedback regulation of COX1 translation in mitochondria. J Cell Biol, 2010. 191(1): p. 141-54.

128. Mulero, J.J. and T.D. Fox, PET111 acts in the 5'-leader of the Saccharomyces cerevisiae mitochondrial COX2 mRNA to promote its translation. Genetics, 1993. 133(3): p. 509-16.

129. Fiori, A., X. Perez-Martinez, and T.D. Fox, Overexpression of the COX2 translational activator, Pet 1 Up, prevents translation of COX1 mRNA and cytochrome c oxidase assembly in mitochondria of Saccharomyces cerevisiae. Mol Microbiol, 2005. 56(6): p. 1689-704.

130. Wiesenberger, G., M.C. Costanzo, and T.D. Fox, Analysis of the Saccharomyces cerevisiae mitochondrial COX3 mRNA 5' untranslated leader: translational activation and mRNA processing. Mol Cell Biol, 1995. 15(6): p. 3291-300.

131. Brown, N.G., M.C. Costanzo, and T.D. Fox, Interactions among three proteins that specifically activate translation of the mitochondrial COX3 mRNA in Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell Biol, 1994. 14(2): p. 1045-53.

132. Rodel, G., Two yeast nuclear genes, CBS1 and CBS2, are required for translation of mitochondrial transcripts bearing the 5'-untranslated COB leader. Curr Genet, 1986. 11(1): p. 41-5.

133. Krause-Buchholz, U., et al., Saccharomyces cerevisiae translational activator Cbslp is associated with translationally active mitochondrial ribosomes. Biol Chem, 2005. 386(5): p. 407-15.

134. Islas-Osuna, M.A., et al., Cbpl is required for translation of the mitochondrial cytochrome b mRNA of Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem, 2002. 277(41): p. 37987-90.

135. Dieckmann, C.L., T.J. Koerner, and A. Tzagoloff, Assembly of the mitochondrial membrane system. CBP1, a yeast nuclear gene involved in 5' end processing of cytochrome bpre-mRNA. J Biol Chem, 1984. 259(8): p. 4722-31.

136. Chen, W. and C.L. Dieckmann, Genetic evidence for interaction between Cbpl and specific nucleotides in the 5' untranslated region of mitochondrial cytochrome b mRNA in Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell Biol, 1997. 17(11): p. 6203-11.

137. Krause, K., et al., The mitochondrial message-specific mRNA protectors Cbpl and Pet309 are associated in a high-molecular weight complex. Mol Biol Cell, 2004. 15(6): p. 2674-83.

138. Gruschke, S., et al., Cbp3-Cbp6 interacts with the yeast mitochondrial ribosomal tunnel exit and promotes cytochrome b synthesis and assembly. J Cell Biol, 2011. 193(6): p. 1101-14.

139. Gruschke, S., et al., The Cbp3-Cbp6 complex coordinates cytochrome b synthesis with bc(l) complex assembly in yeast mitochondria. J Cell Biol, 2012. 199(1): p. 137-50.

140. Steele, D.F., C.A. Butler, and T.D. Fox, Expression of a recoded nuclear gene inserted into yeast mitochondrial DNA is limited by mRNA-specific translational activation. Proc Natl Acad Sei USA, 1996. 93(11): p. 5253-7.

141. Helfenbein, K.G., et al., ATP22, a nuclear gene required for expression of the F0 sector of mitochondrial ATPase in Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem, 2003. 278(22): p. 19751-6.

142. Rak, M. and A. Tzagoloff, Fl-dependent translation of mitochondrially encoded Atpöp and Atp8p subunits of yeast ATP synthase. Proc Natl Acad Sei USA, 2009. 106(44): p. 18509-14.

143. Ziaja, K., G. Michaelis, and T. Lisowsky, Nuclear control of the messenger RNA expression for mitochondrial ATPase subunit 9 in a new yeast mutant. J Mol Biol, 1993. 229(4): p. 909-16.

144. Finnegan, P.M., et al., Characterization of a yeast nuclear gene, AEP2, required for accumulation of mitochondrial mRNA encoding subunit 9 of the ATP synthase. Curr Genet, 1991. 20(1-2): p. 53-61.

145. Reinders, J., et al., Toward the complete yeast mitochondrialproteome: multidimensional separation techniques for mitochondrial proteomics. J Proteome Res, 2006. 5(7): p. 1543-54.

146. Hess, D.C., et al., Computationally driven, quantitative experiments discover genes required for mitochondrial biogenesis. PLoS Genet, 2009. 5(3): p. el000407.

147. Myers, A.M., L.K. Pape, and A. Tzagoloff, Mitochondrial protein synthesis is required for maintenance of intact mitochondrial genomes in Saccharomyces cerevisiae. EMBO J, 1985. 4(8): p. 2087-92.

148. Jazwinski, S.M., The retrograde response: when mitochondrial quality control is not enough. Biochim Biophys Acta, 2013. 1833(2): p. 400-9.

149. Pfaffl, M.W., A new mathematical model for relative quantification in real-time RT-PCR. Nucleic Acids Res, 2001. 29(9): p. e45.

150. Teste, M.A., et al., Validation of reference genes for quantitative expression analysis by real-time RT-PCR in Saccharomyces cerevisiae. BMC Mol Biol, 2009. 10: p. 99.

151. Caballero, A., et al., Absence of mitochondrial translation control proteins extends life span by activating sirtuin-dependent silencing. Mol Cell, 2011. 42(3): p. 390-400.

152. Rinnerthaler, M., et al., MMI1 (YKL056c, TMA19), the yeast orthologue of the translationally controlled tumor protein (TCTP) has apoptotic functions and interacts with both microtubules and mitochondria. Biochim Biophys Acta, 2006. 1757(5-6): p. 631-8.