Идентификация и исследование функций НАДН-зависимой редуктазы внешних отделов митохондрий, ответственной за активацию ксенобиотиков тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат наук Никифорова, Анна Борисовна

• Никифорова, Анна Борисовна
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Никифорова, Анна Борисовна

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. НАДН цитохром В5 редуктаза/цитохром В5

1.1. НАДН цитохром Ь5 редуктаза

1.1.1. Биохимические, редокс-свойства

1.2. Цитохром Ьэ

1.3. Функции системы цитохром bs редуктазы/цитохрома Ьз внешней мембраны митохондрий: установленные, предполагаемые, артефактные

1.3.1. НАДН семидегидроаскорбат редуктазная активность

1.3.2. НАДН аквакобаламин редуктазная активность

1.3.3. Предполагаемые антиоксидантные и прооксидантные функции системы цитохром bs редуктазы/цитохрома bs внешней мембраны митохондрий

1.3.4. Участие CyhsR-Cyb$OM системы в метаболизме стероидных гормонов и липидном обмене

1.4. Стресс-индуцированный «внешний путь окисления НАДН» и его возможные функции

1.4.1. Модели функционирования «внешнего пути»

1.4.2. Би-трансмембранная модель

1.4.3. Предполагаемые функции «внешнего пути»

2. Потенциал зависимый анионный канал (VDAC1)

2.1. Структура VDAC

2.2. Регуляция метаболизма митохондрий

3. «ТКАНЕСПЕЦИФИЧНАЯ» РОТЕНОН-ЧУВСТВИТЕЛЬНАЯ НАДН УБИХИНОН (ЦИТОХРОМ С) РЕДУКТАЗА

4. Апоптоз индуцирующий фактор (AIF)

4.1. Экспрессия AIF

4.2. Локализация AIF

4.3. Структура AIF

4.4. Редокс-свойства/биохимические свойства

4.5. Физиологическая роль AIF митохондриях

5. Методы регистрации активности НАДН-зависимых редуктаз ксенобиотиков

внешних отделов митохондрий

6. Ксенобиотики, использованные в работе в качестве акцепторов

6.1. Менадион

6.2. Нитрофурантоин

6.3. Паракват

6.4. Доксорубицин

6.5. Даунорубицин

6.6. Арсеназо III

6.7. Люцигенин

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1. Культуры клеток

1.1. Выделение нейтрофилов из крови крыс

1.2. Выделение крысиных перитонеальных макрофагов

1.3. Выделение кардиомиоцитов крысы

1.4. Оценка цитотоксичности

2. Получение гомогенатов и срезов ткани, выделение митохондрий

2.1. Приготовление гомогенатов печени и почек крысы

2.2. Выделение интактных митохондрий из печени крыс

2.2.1. Моделирование повреждения митохондриалъных мембран

2.2.2. Оценка количества повреждённых митохондрий после выделения

2.2.3. Определение количества белка

2.3. Приготовление тонких срезов мозга крысы

3. Измерение продукции активных форм кислорода

4. Методы оценки основных параметров, характеризующих функциональное состояние изолированных митохондрий

4.1. Измерение объёма митохондриального матрикса

4.2. Установка для одновременной регистрации изменений концентрации различных ионов в среде инкубации и скорости потребления кислорода митохондриями

4.2.1. Измерение трансмембранного потенциала изолированных митохондрий

4.2.2. Измерение максимальной кальциевой емкости

4.2.3. Состояние системы окислительного фосфорилирования

4.3. Регистрация окисления пиридиннуклеотидов

5. Регистрация восстановления используемых акцепторов

5.1. Восстановление цитохромов с и Ь5

5.2. Восстановление ксенобиотиков

5.2.1. Протокол для измерения НАДИ люцигенин-редуктазной активности в интактных и пермеабилизованных клетках

5.2.2. Анализ сайтов продукции ДБА в клетках НЕр-2 с помощью флуоресцентной микроскопии

5.2.3. Протокол для измерения НАДН люцигенин-редуктазной активности в гомогенатах тканей

6. Статистическая обработка

7. Материалы

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

1. Разработка методов оценки активности НАДН-зависимых редуктаз

ксенобиотиков внешних отделов митохондрий в митохондриальных и клеточных системах

1.1. Измерение активности НАДН оксидоредуктаз внешних отделов митохондрий по окислению добавленного НАДН

1.2. Измерение активности НАДН оксидоредуктаз внешних отделов митохондрий по восстановлению люцигенина до диметилбиакридена

1.2.1. Анализ продукции ДБА НАД(Ф)Н оксидоредуктазами в пермебилизованных клетках НЕр-2 с помощью проточной цитометрии

1.2.2. Анализ сайтов продукции ДБА в клетках НЕр-2 с помощью флуоресцентной микроскопии

1.2.3. Визуализация сайтов с высокой НАДН оксидоредуктазной активностью на срезах мозга

1.2.4. Анализ активности НАДФН оксидаз плазматической мембраны макрофагов и нейтрофилов и гомогената почек

1.3. Регистрация активности НАДН оксидоредуктаз внешних отделов митохондрий по генерации активных форм кислорода в присутствие автоокисляющихся акцепторов

2. Роль НАДН оксидоредуктазы внешних отделов митохондрий в генерации АФК и индукции Са-зависимой неспецифической поры (мРТР)

2.1. Продукция АФК суспензией митохондрий при добавлении внешнего НАДН

2.2. Открытие поры в присутствии ксенобиотиков и внешнего НАДН

3. Идентификация НАДН-зависимой оксидоредуктазы, ответственной за активацию ксенобиотиков во внешних отделах митохондрий

3.1. Проверка гипотезы о существовании тканеспецифичной ротенон-чувствительной НАДН - оксидоредуктазы во внешних отделах митохондрий сердца

3.2. Эффект блокаторов УБАС и ингибиторов цитохром Ь5 редуктазы 3 на проницаемость внутренней и внешней митохондриальных мембран для ионов, растворов и субстратов

3.3. Эффект блокаторов УБАС и ингибиторов цитохром Ь5 редуктазы 3 на активность цитохром 1)5 редуктазы 3

3.4. Эффект блокаторов УБАС и ингибиторов цитохром Ь5 редуктазы 3 на активность

внешней редуктазы ксенобиотиков

3.5.Эффект блокаторов УБАС на скорость окисления НАДН в присутствии рекос-активных соединений

3.6. Эффект ионной силы среды на продукцию АФК внешними НАДН оксидоредуктазами в присутствии редокс-активных соединений

3.7. Эффект антител к УБАС и цитохром Ь5 редуктазе на цитохром с - и люцигенин-редуктазную активность

3.8. Эффект нитрофурантоина, ингибиторов цитохром Ь5 редуктазы 3 и блокаторов УБАС 1 на окислительно-восстановительное состояние эндогенных цитохромов Ь5 и с

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ДЦ - дыхательная цепь митохондрий Люц - люцигенин Рот - ротенон

СДС - додецилсульфат натрия СОД - супероксиддисмутаза ПМ - плазматическая мембрана Ant А - антимицин А

CybsR.3 - цитохром bs редуктаза изоформа 3 CytC - цитохром с

DAPI - 4,6-диамидино-2-фенилиндол дигидрохлорид

DCFDA - 2\ 7 дихлорфлуоресцеин диацетат

GSH - восстановленный глутатион

GSSG - окисленный глутатион

IMM - внутренняя мембрана митохондрий

IMS - межмембранное пространство митохондрий

MCLA - 3,7-дигидро -2-метил-6-(4-метоксифенил)имидазол[1,2-а]пиразин-3-один

шРТР - Са-зависимая неспецифическая митохондриальная пора

MTR - MitoTracker Red

ОММ - внешняя мембрана митохондрий

PBS - натрий-фосфатный буфер

RLM - митохондрии печени крысы

VDAC 1 - potential-dependent anion channel 1, потенциал-зависимый анионный канал изоформа

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Идентификация и исследование функций НАДН-зависимой редуктазы внешних отделов митохондрий, ответственной за активацию ксенобиотиков»

ВВЕДЕНИЕ

Ксенобиотики и многие лекарственные препараты попадая в организм, кроме прямого лечебного воздействия, оказывают повреждающие эффекты на клетки. Снижение побочных эффектов невозможно без выяснения механизмов их появления. Известно, что некоторые лекарственные препараты (например, противоопухолевые доксорубицин, даунорубицин, митомицин С, противовоспалительный нитрофурантоин, аналог витамина К - менадион) могут активироваться в клетке различными НАДН оксидоредуктазами. В активированном состоянии ксенобиотики способны вызывать окислительный стресс, повреждение ДНК, и, как следствие, апоптоз или некроз, что является причиной побочного действия данных лекарственных средств. Восстанавливать ксенобиотики способны НАДН-зависимые редуктазы цитозоля, микросом и митохондрий. Идентификация НАДН оксидоредукгаз митохондрий ответственных за восстановление ксенобиотиков и поиск модуляторов их активности является актуальной задачей необходимой для решения вопроса о побочных действиях ксенобиотиков. Все больше накапливается данных, свидетельствующих о том, что митохондрии принимают участие в детоксикации и в активации различных ксенобиотиков и лекарственных препаратов. Среди митохондриальных ферментных систем существует ряд претендентов на роль редуктазы ксенобиотиков. Особое место среди митохондриальных оксидоредукгаз, активирующих ксенобиотики, может занимать НАДН оксидоредуктаза внешних отделов митохондрий (то есть таких отделов, которые доступны цитозольному НАДН и регулирующим факторам). По данным группы авторов, мощный кардио- и нефротоксический эффект некоторых групп противоопухолевых препаратов связан с тканеспецифичной ротенон-чувствительной НАДН оксидоредуктазой внешней поверхности внутренней мембраны митохондрий, способной окислять цитозольный НАДН и активировать препараты. Кроме того, высказывались предположения, что ответственными за восстановление ксенобиотиков митохондриями могут быть цитохром ¿5 редуктаза, УОАС 1, А1Б или неизвестная НАДН оксидоредуктаза внешней мембраны митохондрий. Однако, природа митохондриальной НАДН-зависимой редуктазы ксенобиотиков в настоящее время не установлена, а ее свойства и биологическая роль не изучены.

Исследование НАДН-зависимой редуктазы ксенобиотиков митохондрий затрудняет отсутствие методов регистрации активности, позволяющих различать вклады в восстановление ксенобиотиков НАДН оксидоредукгаз внутренних и внешних отделов

митохондрий. В митохондриях присутствуют разнообразные системы способные восстанавливать редокс-активные соединения. Однако их вкад, и, в частности, вклад оксидоредуктаз внешних отделов митохондрий в цитотоксический эффект различных ксенобиотиков практически не исследован.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

В настоящем обзоре проанализированы данные о структуре, функциях, биохимических характеристиках НАДН оксидоредуктаз, которые присутствуют или могут присутствовать во внешних отделах митохондрий и способны восстанавливать ксенобиотики и редокс-активные соединения. А именно: цитохром Ьз оксидоредуктаза /цитохром 65, потенциал зависимый анионный канал (УБАС1), апоптоз индуцирующий фактор (АШ), сердечная НАДН оксидоредуктаза внешней поверхности внутренней мембраны. Также в литературном обзоре отражен исторический взгляд на митохондриальную систему окисления цитозольного НАДН. Ранее считалось, что «внешний путь окисления НАДН» (внешние митохондриальные ферменты, передающие электроны от НАДН цитозоля в дыхательную цепь) существует в митохондриях млекопитающих и играет важную физиологическую роль, подобно тому, как это имеет место в растениях. Однако впоследствии эти данные не нашли подтверждения.

1. НАДН цитохром Ь.ч редуктаза/цитохром Ьз

Наиболее активной НАДН оксидоредуктазой во внешних отделах митохондрий является НАДН цитохром Ъз редуктаза. Вместе с цитохромом Ьз они образуют так-называемую «внешнюю электрон-транспортную цепь», систему, которая осуществляет восстановление широкого круга природных и искусственных акцепторов. Впервые эта система была идентифицирована Ленинджером как ротенон-нечувствительная НАДН цитохром с редуктаза [1] или «внешний путь окисления НАДН», активирующийся в определенных специфических условиях. Молекулярная природа этой системы была установлена значительно позже [2]. Мы предполагаем, что цитохром Ьз редуктаза/цитохром Ьз могут являться редуктазой ксенобиотиков во внешней мембране митохондрий, по описанным ниже данным видно, что данная система способна востанавливать ряд соединений, в том числе и ксенобиотики за счет цитозольного НАДН.

1.1. НАДН цитохром Ьз редуктаза

Флавин - содержащий фермент цитохром Ъ5 редуктаза (ЕС 1.6.2.2) осуществляет

восстановление двух молекул цитохрома Ьз за счет одной молекулы НАДН. Известны две основных формы фермента, мембрано-связанная и растворимая. Во внешней мембране митохондрий, в микросомах, комплексе Гольджи, плазматической мембране клеток представлена мембранно-связанная форма, тогда как растворимая присутствует, главным образом, в цитоплазме эритроцитов [252-254].

И мембрано-связанная, и растворимая изоформы цитохром Ъз редуктазы являются продуктами альтернативного сплайсинга одного и тогоже гена (СУВ5113), который локализован в 22 хромасоме [255]. Данный ген в длину составляет 32 кЬ и включает в себя 9 экзонов, полная нуклеотидная последовательность была описана Тошагзи и соавторами [228]. При трансляции растворимой формы выпадает один экзон [254].

Мембрано-связанная изоформа это 35 кДа белок состоящий из 301 аминокислотного остатка, содержащий простетическую группу ФАД. Гидрофобный И-конец заякоренен в мембране (~3 кДа, 1-25 амк. ост.), гидрофильный С-конец является катализирующей частью фермента (-30 кДа, 26-301 амк. ост.) [45].

Трехмераная структура крысинной и человеческой (которые на 95% гомологичны) цитохром Ьз редуктаз известны. У цитохром Ьз редуктазы часть структуры схожа с фередокси: НАДФ+ редуктазой, членом семейства флавин-содержащих оксидоредуктаз [6]. Третичная структура каталитической области цитохром Ьз редуктазы представленна двумя доменами: И-концевой ФАД-связывающий домен (33-147 амк. ост.) и С-концевой НАДН-связывающий домен (171-300 амк. ост.). Домены соединены небольшим (148-170 амк. ост.) участком из трех антипаралелльных /?-слоев, данный участок определет ширину щели между НАДН-связывающим и ФАД-связывающим доменами для оптимизации переноса электронов от НАДН к ФАД. ФАД-связывающий домен состоит из шести антипараллельных /? складок (1а, 1Ь и 2-7 слои) и замыкается а-спиралью. Длинный участок (110-125 амк. ост.), локализованный между нитью 5 и а-спиралью, образует «крышку» которая участвует во взаимодействии с аденин динуклеотидным фрагментом ФАД. НАДН-связывающий домен содержит каноническую складку Россмана. Кольцо изоалоксазина ФАД связывает ФАД- и НАДН-связывающие домены, формирует взаимодействие с участком между нитями 3 и 4 в ФАД-связывающем домене (92-110 амк. ост.) [5]. Широкая часть поверхности белка около флавин-выступающего участка (диметилбензеновый конец флавинового кольца) цитохром 65 редуктазы имеет положительный заряд, в то время как поверхность вблизи гем-связывающего сайта цитохрома Ьз отрицательно заряжена, что облегчает взаимодействие редуктазы и цитохрома Ьз [9].

Ряд аминокислотных остатков играет важную роль в поддержании структуры белка, его каталитической активности, межбелкового взаимодействия, связывании простетической группы и пиридиновых нуклеотидов. Консервативные остатки аргинина 63, тирозина 65 и серина 99 важны для связывания флавина и стабилизации флавин-связывающего участка [9] цитохром Ьз редуктазы свиньи. Кроме того, гидроксильная группа серина 99 и положительный заряд аргинина 63 и лизина 83 способствует

эффективному связыванию как НАДН, так и НАД+. Положительный заряд аргинина 63 может регулировать электронный транспорт через электростатическое взаимодействие с цитохромом bs [10]. Показано, что глицин 179 играет важную роль в связывании НАДН и селективности по отношению к НАДФН [11]. А остатки глутаминовой кислоты 255 и глицина 291, мутации которых, сопряжены с метгемоглобинемией, влияют на Км для НАДН [12]. Кроме того, миристоилирование N-концевого глицина является необходимым для встраивания НАДН цитохром bs редуктазы во внешнюю мембрану митохондрий [13].

1.1.1. Биохимические, редокс-свойства

Перенос электрона от НАДН цитохром bs редуктазы к цитохрому bs осуществляется в два последовательных одноэлектронных этапа. При этом, семихинон фермента стабилизируется путем связывания НАД+ [14]. Физиологическим донором электрона является НАДН. В присутствие НАДФН эффективность восстановления цитохрома bs ниже в -3700 раз [15]. Стандартный окислительно-восстановительный потенциал в различных условиях определяли в -258 mV и -160 mV [16], -268 mV и -190 mV [16] и -272 mV и —194 mV [11] в отсутствие и присутствие НАД+, соответственно.

Ферменты из различных организмов имеют близкие биохимические характеристики: Км ДЛЯ НАДН - 1-6 цМ, Km(Fe(CN)6) - 4-10 цМ, Км ДЛЯ цитохрома ¿J-10-14 цМ, Kcat - 270400 s"1 (для цитохрома bs) и ~ 800 s"1 для феррицианида [11, 17]. Константа связывания НАДН примерно в 10 раз ниже, чем НАД+ (Ks (надн) - 85 (iM; Ks (nad+) - 644 цМ) [11].

Целый ряд соединений способен снижать активность НАДН цитохром bs редуктазы, однако, специфические ингибиторы, в настоящее время, не известны. Показано, что фермент чувствителен к действию тиоловых реагентов, мерсалиловой кислоте (2-[А^-(3-гидроксимеркурий-2-метоксипропил)карбомоил]феноксиуксусная кислота) и р-гидроксимеркурийбензоату в субмилимолярных концентрациях [17, 19, 20], а также к аналогам флавина [18]. 6-пропил-2-тиоурацил (PTU), применяется при лечении гипертиреоза, также является относительно специфическим ингибитором НАДН-цитохром bs редуктазы [21]. Эбселен, селеноорганическое противовоспалительное средство [22] и антрахиноновый краситель Cibacron Blue 3G-A [23] ингибируют НАДН цитохром bs редуктазу, по-видимому, за счет предотвращения передачи электронов от НАДН к ФАД.

1.2. Цитохром bs

В клетках млекопитающих встречаются три изоформы цитохрома bs, одна растворимая (CytfoS) найдена в основном в эритропоетической ткани, и две мембранно-связанные. Одна из них, исторически называемая "микросомальной" (CytfoMc) имеет

различную внутриклеточную локализацию: эндоплазматический ретикулум, плазматическая мембрана. Другая, митохондриальная (Су^ОМ) [24], известная по крайней мере, для трех видов млекопитающих: крысы, мыши и человека [25], заякорена во внешней мембране митохондрий. Су^ОМ имеет в среднем около 60% идентичности с Су^Мс. У крысы и человека апопротеин Су^ОМ состоит из 146 аминокислотных остатков в отличие от Су^зМс, содержащего 134 остатка [26]. Изоформы С>1658 и Су%Мс кодируются одним геном (С УВ5 А). Человеческий ген С УВ5 А в хромосоме 18q23 имеет шесть экзонов которые подвергаются альтернативному спласингу: экзоны 1,2,3 и 4 кодируют 98 аминокислот растворимой формы Су^Б, в то время как экзоны 1,2,3,5 и 6 кодируют микросомальную изоформу Су^Мс [134]. Митохондриальная изоформа цитохрома Ьз кодируется другим геном - СУВ5В [27], локализованным в хромасоме 16q22.1, который состоит из пяти экзонов [28]. В митохондриях мыши митохондриальныя изоформа цитохрома Ьз широко экспрессируется и обнаруженая в больших количествах во всех четырнадцати тестируемых тканях (почки, печень, семенники, сердце, скелетная мускулатура и др.) [29].

Молекулы микросомального и митохондриального цитохромов Ьз имеют два домена: Ы-концевой полярный, связывающий гем (около 100 амк. ост.), который соединен с гидрофобным С-концом, заякоренным в мембране (около 20 амк. ост.) с помощью гибкого медиального участка из 20 аминокислоткных остатков [30, 31]. Вторичная структура гем-связывающего домена представлена набором а-спиралей и (3-складок в порядке /И-а1-/М-/?3-а2-аЗ-/?5-а4-а5-/?2-а6. И у микросомального, и у митохондриального цитохромов Ь5 гем-связывающие домены состоят из двух гидрофобных участков, разделенных пятью /?-складками (а2-аЗ-/?5-а4-а5) [25]. Первый участок, гем-связываюгций карман, разделен на четыре структуры (а2-аЗ-/?5-а4-а5). Второй гидрофобный участок образован 1-4 /?-складками и петлей между а!-/?4 [28, 134]. Гидрофобные кластеры в молекуле Су^ОМ выражены более интенсивно, чем в Су^Мс [27]. Они придают большую стабильность и меньшую структурную пластичность Су^ОМ по сравнению с СугбзМс [26]. Путем создания гибридных белков установлено, что эти участки, по-видимому, определяют более отрицательный восстановительный потенциал Су^ОМ [27, 34].

Третичная структура мембранного домена митохондриального цитохрома Ьз не известна, однако, согласно результатам компьютерного моделирования, она может быть представлена петлей, центральной частью погруженной в липидный бислой с несколькими торчащими С-концевыми аминокислотными остатками. Заряженные С-

концевые аминокислоты играют важную роль, как мишени цитохрома 65 во внешней мембране митохондрий [30].

В настоящее время изучены биохимические свойства только растворимого гемм-связывающего домена Су^ОМ. Свойства Су^ОМ человека и крысы достаточно близки, но отличаются от свойств Су^Мс доменов из соответствующих организмов [28]. Молекула митохондриальной изоформы цитохрома ¿5 более устойчива к денатурации (химической и термической). Частично, это объясняется более прочным связыванием (меньшей термодинамической вероятностью диссоциации) гемина [25, 26, 32], по сравнению с Су^Мс. Кроме того, молекулы Суб^ОМ демонстрирует менее выраженную полипептидную динамическую подвижность, чем микросомальный гемопротеин. Восстановительный потенциал человеческого и крысиного Су^-ОМ существенно более отрицательный, чем у соответствующих микросомальных изоформ (по некоторым оценкам до -110 шУ) [25, 35, 36, 103]. Различия в структуре и свойствах Су^ОМ и Су1б5Мс, по-видимому, связаны со специфическими функциями изоформ в клетке. Высокой структурная пластичность Су^Мс [137] может позволять ему распознавать своих многочисленных редокс-партнеров в микросомах, но сопряжена со снижением стабильности молекулы и облегчением потери гемма. Большая стабильность, то есть меньшая структурная пластичность и более отрицательный восстановительный потенциал Суб^ОМ [25, 26] могут быть связаны с тем, что он, взаимодействует с меньшим количеством редокс-партнеров требующих высокую воостановительную силу [33]. Электростатическое взаимодействие, по-видимому, играет важную роль в стабилизации комплекса цитохром Ьз редуктаза/цитохром Ьз. Было показано, что широкая площадь контакта между редуктазой и гемопротеином заряжена отрицательно и положительно, соответственно [5, 8-11]. При увеличении ионной силы раствора скорость межбелкового переноса электронов в человеческой Су^Я-Су^ системе значительно снижается [37]. Полианион декстрансульфат существенно подавляет активность НАДН-цитохром с редуктазы внешней мембраны митохондрий [38].

Нарушение взаимодействия в Су^Ы-Су^ОМ системе, по-видимому, может быть вызванна замораживанием/оттаиванием митохондрий или деградацией фосфолипидов за счет фосфолипазы А2 (РЬА2) и фосфолипазы С (РЬС) [136].

1.3. Функции системы цитохром Ьз редуктазы/иитохрома Ь.ч внешней

мембраны митохондрий: установленные, предполагаемые, артефактные

Удельная активность Су^И. в ОММ выше, чем в микросомах [123].

Митохондриальный цитохром Ьз высоко экспрессируется, но в различных количествах во всех тестируемых тканях [29]. Высокая активность системы Суб5К.-Суб50М (измеряемая

как НАДН цитохром с редуктазная активность) может свидетельствовать о важной роли именно митохондриальной системы в клеточной физиологии.

При мутациях в гене, кодирующем цитохром 65 редуктазу развивается энзимопеническая метгемоглобинемия (нарушение восстановления метгемоглобина, резкое увеличение количество метгемоглобина) двух типов. При нарушении синтеза только растворимой изоформы развивается I тип заболевания, при нарушении синтеза обоих изоформ II тип. При наследовании двух аллелей кодирующих цитохром Ьз редуктазу с мутациями в ФАД- или НАДН-связывающих доменах, снижающих активность или/и стабильность фермента у человека и животных развивается наследственная метгемоглобинемия [138]. При первом типе заболевания стимулируются минорные пути прямого восстановления метгемоглобина эндогенными восстановителями (аскорбиновой кислотой, восстановленным глютатионом, флавином, тетрагидроптерином, цистеином, метаболитами триптофана) или другими системами [139]. Данное заболевание характеризуется цианозом, отдышкой, тахикардией, быстрой утомляемость, может наблюдаться низкое интелектуальное развитие [140]. Поскольку мембранно-связаная форма Су¿>511 локализована во многих внутриклеточных органеллах (ЭПР, Гольджи, митохондрии, плазматическая мембрана), где, по-видимому, имеет специфические функции, неясно, какую роль играет именно цитохром 65 редуктаза внешней мембраны митохондрий в общем проявлении дефицита цитохром Ьз редуктазы.

Микросомальный цитохром Ьз вовлечен в ряд клеточных процессов, таких как десатурация жирных кислот, биосинтез стероидных гормонов, восстановление метгемоглобина и метаболизм лекарственных препаратов. У мышей, нокаутированных по цитохрому ¿5 микросомальному изменяется оборот стероидных гормонов и лекарственных препаратов [100]. Также проявляется метгемоглобинией, дефектами кожи и отставанием в неонатальном развитии [99]. Отсутствие цитохрома Ьз вызывает активацию цитохрома Р450 в неонатальном периоде, что частично компенсирует недостаток цитохрома Ьз [99, 100].

Пока нет опубликованных данных об удалении только митохондриального цитохрома 65. Эксперименты с использованием згШЧА, значительно понижающие продукцию митохондриального цитохрома Ьз показывают, что данная изоформа помимо участия в метаболизме лекарственных препаратов, вовлечена также в синтез липидов при дифференцировке адипацитов в качестве редокс-партнера МОЭС2 [43].

Данные полученные с использованием моделей удаления или подавления одной из изоформ цитохрома Ьз, по-видимому, следует интерпретировать с осторожностью,

поскольку высока вероятность того, что увеличение активности другой изоформы или изоформ цитохрома Р450 будет функционально компенсировать дефицит другой.

1.3.1. НАДН семидегидроаскорбат редуктазная активность

Одной из первых сообщенных физиологических функций митохондриальной системы цитохром bs редуктаза/цитохром bs было восстановление семидегидроаскорбата до аскорбата [101]. Эта реакция протекает во внешней мембране митохондрий многих органов и тканей, включая печень, почки, надпочечники, сердце, мозг, легкие и селезенку [102]. Сообщалось, что помимо основной активности во внешней мембране митохондрий, небольшая активность наблюдалась во фракции микросом и аппарата Гольджи. Однако, не совсем ясно, действительно ли реакция протекает в этих органеллах, или является результатом контаминации поврежденными митохондриями [102]. В пользу этого предположения говорит тот факт, что только митохондриальный цитохром bs обладает достаточной движущей силой для восстановления семидегидроаскорбата (из-за низкого восстановительного потенциала) в отличии от микросомального [103]. Более того, локализация редуктазы семидегидроаскорбата и ротенон-нечувствительной цитохром с редуктазной активности совпадала не полностью [102]. С учетом того, что хелатор переходных металлов (хрома, молибдена и вольфрама) теноилтрифторацетон [104] эффективно ингибирует НАДН-семидегидроаскорбат редуктазную активность в концентрациях, в которых не влияет на НАДН - цитохром с редуктазную активность [101, 102] можно предположить, что для протекания реакции необходим еще какой-либо кофактор, например, Мо-содержащй. В митохондриях дрожжей (Saccharomyces cerevisiae) цитохром bs редуктаза участвует в восстановлении D-эритроаскорбильного свободного радикала и, по-видимому, является важным элементом антиоксидантной защиты [105].

1.3.2. НАДН аквакобаламин редуктазная активность

Было показано, что система цитохром bs редуктаза/ цитохром bs внешней мембраны митохондрий катализирует восстановление аквакобаламина до кобаламина (ЕС 1.6.99.8), важная реакция в синтезе коферментов кобаломина, 5'-деоксиаденозилкобаламина и метилкобаломина [114, 115]. Митохондриальная система ответственна за -40% НАДН-зависимого восстановления аквакобаламина(Ш) в клетках печени крыс и не нуждается в других кофакторах для данной активности. Остальные 60% обеспечивает микросомальная система цитохром bs редуктаза/цитохром bs [114, 115]. Данная система специфична для аквакобаламина и не восстанавливает цианокобаламин. В стандартных условиях (25°С, pH 7.1) скорость восстановления аквакобаламина очищенными цитохром bs редуктазой и

цитохромом Ьз внешней мембраны митохондрий составляла около 5% от скорости НАДН - цитохром с редуктазной реакции и ~2% от феррицианид редуктазной активности. Во фракции внешней мембраны митохондрий (ОММ) в квазифизиологических «оптимальных» экспериментальных условиях при (40°С, рН 7.1) специфическая активность составляла -110 нмол/мин/мг белка. Km для НАДН и аквакобаломина были определены как 14,4 |iM и 41,9 р.М, соответственно [114, 115].

Физиологическое значение митохондриальной системы восстановления аквакобаломина не вполне ясно. Известно, что в клетках присутствует несколько систем, способных восстанавливать аквакобаломин до кобаломина. Растворимая редуктаза мономерной метионинсинтетазы (РМС), 78кДа вспомогательный фермент метионин-синтетазы, специфический медиатор восстановления кобаломина II и метионин-синтетазной реакции [98]. Цитохром Р450 редуктаза и новыя редуктаза - NR1 способны восстанавливать кобаломин II и активировать метионин-синтетазу, в присутствии растворимого цитохрома Ьз [96-98]. Можно предположить, что данная реакция будет проходить в присутствии цитохрома Ьз, связанного как с митохондриальной, так и микросомальной мембраной.

1.3.3. Предполагаемые антиоксидантные и прооксидантные функции системы цитохром Ьз редуктазы/цитохрома Ьз внешней мембраны митохондрий

По некоторым данным, система цитохром Ьз редуктаза/цитохром bs может играть роль в защите клеток и митохондрий от окислительного стресса путём восстановления антиоксидантной формы аскорбата из его окисленных и радикальных форм (семидегидроаскорбат, Д-эритроаскорбиловый радикал) во внешней мембране митохондрий многих органов и тканей, включая печень, почки, надпочечники, сердце, мозг, легкие и селезенку [102], а также в митохондриях дрожжей (Saccharomyces cerevisiae) [105]. Известно, что восстановленный аскорбат, может участвовать в рециркулировании а-токофероксильного радикала в а-токоферол, что является важным механизмом утилизации свободных радикалов жирных кислот и в защите от перекисного окисления липидов [106, 108, 109].

Убихинол, восстановленный убихинон, также является мощным антиоксидантом и скавенджером свободных радикалов в мембранах [107]. По некоторым данным цитохром Ьз редуктаза/цитохром Ьз способны осуществлять ротенон - нечувствительное НАДН -зависимое восстановление убихинона [110], количество которого во внешней мембране митохондрий может превышать количество во внутренней [111].

Кроме того, сообщалось, что цитохром Ьз редуктаза/цитохром Ьз ассоциированные с плазматической мембраной гепатоцитов могут участвовать в восстановлении убихинона С)10 до его антиоксидантной формы убихинола и осуществлять трансмембранное восстановление радикалов аскорбата [84]. Однако, эти данные вызывают определенные сомнения, поскольку не вполне ясно, насколько эффективно «заякоренная» оксидоредуктазная система будет восстанавливать водонерастворимый С)10 (в то время как способность восстанавливать растворимые хиноны сомнений не вызывает) [84].

Известны, также данные о том, что активность цитохром Ъз редуктаза/цитохром Ъз может стимулировать окислительный стресс в некоторых условиях. Показано, что НАДН-зависимый фермент внешней мембраны митохондрий отвечает за 65% восстановления Ре(Ш) до Ре(И), добавленного комплекса Ре(Ш)-АТФ, в клетках печени [112]. Восстановление Ре(Ш)-АТФ повышало перекисное окисление липидов в митохондриях. Хроническое употребление этанола увеличивало НАДН-цитохром с редуктазную активность внешней мембраны, уровень митохондриальных АФК и перекисное окисление липидов. Глутатион ингибировал продукцию АФК и перекисное окисление липидов, в то время как неспецифический ингибитор цитохром ¿>5 редуктазы р-С1 меркурийбензоат подавлял признаки окислительного стресса и цитохром с редуктазной активности [113].

1.3.4. Участие СуЪ^Я-СуЪъОМ системы в метаболизме стероидных гормонов и липидном обмене

С момента открытия Суб^ОМ, было показано, что данный гемопротеин принимает участие в различных биохимических реакциях во всех типах тканей. Включая: восстановлении метгемоглобина до гемоглобина [143], десатурации и элангации жирных кислот [144], биосинтез плазмогена и холестерола [145] и в биосинтезе И-гликолилнейраминовой кислоты [146].

Форма цитохрома Ъз (134 аминокислотная) наиболее существенно влияет на стериогенез в надпочечниках, и является самой распространенной формой в надпочечниках [147]. Влияние микросомального цитохрома ¿5 на стериогенез в надпочечниках, и более специфичную реакцию катализации цитохрома Р450 17-агидроксилазу/ 17,20-лиазу (СУР17А1) стало интересной задачей для клиники, как ключ исследования стероидогенных монооксигеназ [148]. Недавно было показано, что цитохром Ьз увеличивает активность ЗЬ-гидроксистероиддегидрогеназы/Е)5-В4 изомеразы (ЗВШО), что является дальнейшим расширением роли цитохрома Ьз в стероидогенезе [149].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Никифорова, Анна Борисовна, 2015 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Lehninger A. L. Oxidative phosphorylation // Harvey Lect. 1953. V. 49. P. 176-215.

2. Raw I., Mahler H.R. Studies of electron transport enzymes. III. Cytochrome bs of pig liver mitochondria//J. Biol Chem. 1959. V. 234(7). P. 1867-73.

3. Sottocasa G.L., Kuylenstierna В., Ernster L. An electron-transport system associated with the outer membrane of liver mitochondria. A biochemical and morphological study // J. Cell Biol 1967. V. 32(2). P. 415-38.

4. Ito A., Yamagiwa H., Sasaki R. Effects of aging on hydroxyproline in human heart muscle // J. Am Geriatr Soc. 1980. V. 28(9). P. 398-404.

5. Bewley M.C., Marohnic C.C., Barber M.J. The structure and biochemistry of NADH-dependent cytochrome b5 reductase are now consistent // Biochemistry. 2001. V. 40(45). P. 13574-82.

6. Karplus P. A., Daniels M. J., Herriott J. R. Atomic structure of ferredoxin-NADP+ reductase: prototype for a structurally novel flavoenzyme family // Science. 1991. V. 251. P. 60-66.

7. Nishida H., Miki K. Electrostatic properties deduced from refined structures of NADH-cytochrome b5 reductase and the other flavin-dependent reductases: pyridine nucleotide-binding and interaction with an electron-transfer partner // Proteins. 1996. V. 26(1). P. 32-41.

8. Miki K., Kaida S., Kasai N., et al. Crystallization and preliminary x-ray crystallographic study of NADH-cytochrome b5 reductase from pig liver microsomes // J. Biol Chem. 1987. V. 262(24). P. 11801-2.

9. Nishida H., Inaka K., Yamanaka, M., et al. Crystal structure of NADH- cytochrome b5 reductase from pig liver at 2.4 A resolution // Biochemistry. 1995, V. 34. P. 2763-2767.

10. Kimura S., Nishida H., Iyanagi T. Effects of flavin-binding motif amino acid mutations in the NADH-cytochrome b5 reductase catalytic domain on protein stability and catalysis // J. Biochem. 2001. V. 130(4). P. 481-90.

11. Roma G.W., Crowley L.J., Davis C.A., Barber M.J. Mutagenesis of Glycine 179 modulates both catalytic efficiency and reduced pyridine nucleotide specificity in cytochrome b5 reductase // Biochemistry. 2005. V. 44(41). P. 13467-76.

12. Davis C.A., Barber M.J. Cytochrome b5 oxidoreductase: expression and characterization of the original familial ideopathic methemoglobinemia mutations E255- and G291D // Arch Biochem Biophys. 2004. V. 425(2). P. 123-32.

13. Borgese N., Aggujaro D., Carrera P., et al. A role for N-myristoylation in protein targeting: NADH-cytochrome b5 reductase requires myristic acid for association with outer mitochondrial but not ER membranes // J. Cell Biol. 1996. V. 135(6). P. 1501-13.

14. Iyanagi T., Watanabe S., Anan K.F. One-electron oxidation-reduction properties of hepatic NADH-cytochrome b5 reductase // Biochemistry. 1984. V. 23(7). P. 1418-25.

15. Marohnic C.C., Bewley M.C., Barber M.J. Engineering and characterization of a NADPH-utilizing cytochrome b5 reductase // Biochemistry. 2003. V. 42 (38). P. 1117082.

16. Iyanagi T. Redox properties of microsomal reduced nicotinamide adenine dinucleotide-cytochrome b5 reductase and cytochrome b5 // Biochemistry. 1977. V. 16 (12). P. 272530.

17. Lostanlen D., Vieira de Barros A., Leroux A., Kaplan J.C. Soluble NADH-cytochrome b5 reductase from rabbit liver cytosol: partial purification and characterization // Biochim Biophys Acta. 1978. V. 526 (1). P. 42-51.

18. Tamura M., Yubisui T., Takeshita M. Microsomal NADH-cytochrome b5 reductase of bovine brain: purification and properties // J. Biochem. 1983. V. 94(5). P. 1547-55.

19. Bernardi P., Azzone G.F. ATP synthesis during exogenous NADH oxidation. A reap.raisal // Biochim Biophys Acta. 1982. V. 679(1). P. 19-27.

20. Barham H.M., Inglis R., Chinje E.C., Stratford I.J. Development and validation of a spectrophotometric assay for measuring the activity of NADH: cytochrome b5 reductase in human tumour cells // Br J Cancer. 1996. V. 74(8). P. 1188-93.

21. Lee E., Kariya K. Propylthiouracil, a selective inhibitor of NADH-cytochrome b5 reductase // FEBS Lett. 1986. V. 209(1). P. 49-51.

22. Nagi M.N., Laguna J.C., Cook L., Cinti D.L. Disruption of rat hepatic microsomal electron transport chains by the selenium-containing anti-inflammatory agent Ebselen // Arch Biochem Biophys. 1989. V. 269(1). P. 264-71.

23. Pompon D., Guiard B., Lederer F. Binding of Cibacron blue F3GA to the flavin and NADH sites in cytochrome b5 reductase // Eur J. Biochem. 1980. V. 110(2). P. 565-70.

24. Lederer F., Ghrir R., Guiard B.et al. Two homologous cytochromes b5 in a single cell // Eur J Biochem. 1983. V. 132(1). P. 95-102.

25. Altuve A., Wang L., Benson D. R., Rivera M. Mammalian Mitochondrial and Microsomal Cytochromes b5 Exhibit Divergent Structural and Biophysical Characteristics // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004. V. 305. P. 840-845.

26. Altuve A., Silchenko S., Lee K. H., et al. Probing the Differences between Rat Liver Outer Mitochondrial Membrane Cytochrome b5 and Microsomal Cytochromes b5 // Biochemistry. 2001. V. 40. P. 9469-9483.

27. Simeonov M., Altuve A., Massiah M.A., et al. Mitochondrial and microsomal ferric b5 cytochromes exhibit divergent conformational plasticity in the context of a common fold // Biochemistry. 2005. V. 44(26). P. 9308-19.

28. Kuroda R., Ikenoue T., Honsho M., et al. Charged amino acids at the carboxyl-terminal portions determine the intracellular locations of two forms of cytochrome b5 // J Biol Chem. 1998. V. 273. P. 31097-31102.

29. Pagliarini D.J., Calvo S.E., Chang B., et al. A mitochondrial protein compendium elucidates complex I disease biology // Cell. 2008. Y. 134(1). P. 112-23.

30. De Silvestris M., D'Arrigo A., Borgese N. The targeting information of the mitochondrial outer membrane isoform of cytochrome b5 is contained within the carboxyl-terminal region // FEBS Lett, 1995. V. 370(1-2). P. 69-74.

31. Aono T., Sakamoto Y., Miura M. et al. Direct electrochemical analyses of human cytochromes b5 with a mutated heme pocket showed a good correlation between their midpoint and half wave potentials // J. Biomed Sci. 2010. V. 4. P. 17-90.

32. Cowley A. B., Altuve A., Kuchment O., et al. Toward Engineering the Stability and Hemin-Binding Properties of Microsomal Cytochromes b5 in Rat Mitochondrial Membrane Cytochrome b5: Examining the Influence of Residues 25 and 71 // Biochemistry. 2002. V. 41.P. 11566-11581.

33. Lee K.H., Kuczera K. Molecular dynamics simulation studies of cytochrome b5 from outer mitochondrial and microsomal membrane // Biopolymers. 2003. V. 69(2). P. 260-9.

34. Wang L., Cowley A.B., Benson D.R. Enhancing the thermal stability of mitochondrial cytochrome b5 by introducing a structural motif characteristic of the less stable microsomal isoform // Protein Eng Des Sel. 2007. V. 20(10). P. 511-20.

35. Wirtz M., Oganesyan V., Zhang X., et al. Modulation of Redox Potential in Electron Transfer Proteins: Effects of Complex Formation on the Active Site Microenvironment of Cytochrome b5 // Faraday Discuss. 2000. V. 116. P. 221-234.

36. Rivera M., Seetharaman R., Ghirdhar D., et al. The reduction potential of cytochrome b5 is modulated by its exposed heme edge // Biochemistry. 1998. V. 37. P. 1485-1494.

37. Meyer T.E., Shirabe K., Yubisui T., et al. Transient kinetics of intracomplex electron transfer in the human cytochrome b5 reductase-cytochrome b5 system: NAD+ modulates protein-protein binding and electron transfer // Arch Biochem Biophys. 1995. V. 318(2). P. 457-64.

38. Lemeshko V.V., Solano S., Lopez L.F., et al. Dextran causes aggregation of mitochondria and influences their oxidoreductase activities and light scattering // Arch Biochem Biophys. 2003. V. 412(2). P. 176-85.

39. Havemeyer A., Bittner F., Wollers S., et al. Identification of the missing component in the mitochondrial benzamidoxime prodrug-converting system as a novel molybdenum enzyme // J Biol Chem. 2006. V. 281(46). P. 34796-802 .

40. Gruenewald S., Wahl B., Bittner F., et al. The fourth molybdenum containing enzyme mARC: cloning and involvement in the activation of N-hydroxylated prodrugs // J. Med Chem. 2008. V. 51(24). P. 8173-7.

41. Wahl B., Reichmann D., Niks D., et al. Biochemical and spectroscopic characterization of the human mitochondrial amidoxime reducing components hmARC-1 and hmARC-2 suggests the existence of a new molybdenum enzyme family in eukaryotes // J Biol Chem. 2010. V. 285(48). P. 37847-59.

42. Havemeyer A., Grünewald S., Wahl B., et al. Reduction of N-hydroxy-sulfonamides, including N-hydroxy-valdecoxib, by the molybdenum-containing enzyme mARC // Drug Metab Dispos. 2010. V. 38(11). P. 1917-21.

43. Neve E.P., Nordling A., Andersson T.B., et al. Amidoxime reductase system containing cytochrome b5 type B (CYB5B) and MOSC2 is of importance for lipid synthesis in adipocyte mitochondria // J. Biol Chem. 2012. V. 287(9). P. 6307-17.

44. Andersson S., Hofmann Y., Nordling A., et al. Characterization and partial purification of the rat and human enzyme systems active in the reduction of N-hydroxymelagatran and benzamidoxime // Drug Metab Dispos. 2005. V. 33(4). P. 570-8.

45. Churbanova I.Y., Sevrioukova I.F. Redox-dependent changes in molecular properties of mitochondrial apoptosis-inducing factor // J. Biol Chem. 2008. V. 283(9). P. 5622-31.

46. Miramar M.D., Costantini P., Ravagnan L., et al. NADH oxidase activity of mitochondrial apoptosis-inducing factor // J. Biol Chem. 2001. V. 276(19). P. 16391-8.

47. Susin S.A., Lorenzo H.K., Zamzami N. et al. Molecular characterization of mitochondrial apoptosis-inducing factor // Nature^ 1999. V. 397(6718). P. 441-6.

48. Loeffler M., Daugas E, Susin SA et al. Dominant cell death induction by extramitochondrially targeted apoptosis-inducing factor // FASEB J. 2001. V. 15(3). P. 758-67.

49. Daugas E., Nochy D., Ravagnan L., et al. Apoptosis-inducing factor (AIF): a ubiquitous mitochondrial oxidoreductase involved in apoptosis // FEBS Lett. 2000. V. 476(3). P. 118-2360.

50. Otera H., Ohsakaya S., Nagaura Z., et al. Export of mitochondrial AIF in response to proapoptotic stimuli depends on processing at the intermembrane space // EMBO J. 2005. V. 24(7). P. 1375-86.

51. Uren R.T., Dewson G., Bonzon C., et al. Mitochondrial release of pro-apoptotic proteins: electrostatic interactions can hold cytochrome c but not Smac/DIABLO to mitochondrial membranes // J. Biol Chem. 2005. V. 280(3). P. 2266-74.

52. Polster B.M., Basanez G., Etxebarria A., et al. Calpain I induces cleavage and release of apoptosis-inducing factor from isolated mitochondria // J. Biol Chem. 2005. V. 280(8). P. 6447-54.

53. Yu S.W., Wang Y., Frydenlund D.S., et al. Outer mitochondrial membrane localization of apoptosis-inducing factor: mechanistic implications for release // ASN Neuro. 2009. V. 1(5).

54. Sevrioukova I.F. Apoptosis-inducing factor: structure, function, and redox regulation // Antioxid Redox Signal. 2011. V. 14(12). P. 2545-79.

55. Kleiger G„ Eisenberg D. GXXXG and GXXXA motifs stabilize FAD and NAD(P)-binding Rossmann folds through C(alpha)-H... O hydrogen bonds and van der Waals interactions // J. Mol Biol. 2002. V. 323(1). P. 69-76.

56. Norberg E., Karlsson M., Korenovska O., et al. Critical role for hyperpolarization-activated cyclic nucleotide-gated channel 2 in the AIF-mediated apoptosis // EMBO J. 2010. Y. 29(22). P. 3869-78.

57. Ye H., Cande C., Stephanou N.C., et al. DNA binding is required for the apoptogenic action of apoptosis inducing factor // Nat Struct Biol. 2002. V. 9(9). P. 680-4.

58. Miseviciene L., Anusevicius Z., Sarlauskas J., et al. Redox reactions of the FAD-containing apoptosis-inducing factor (AIF) with quinoidal xenobiotics: a mechanistic study // Arch Biochem Biophys. 2011. V. 512(2). P. 183-9.

59. Messina A., Reina S., Guarino F., De Pinto V. VDAC isoforms in mammals // Biochim Biophys Acta. 2012. V. 1818(6). P. 1466-76.

60. Colombini M. VDAC structure, selectivity, and dynamics // Biochim Biophys Acta. 2012. V. 1818(6). P. 1457-65.

61. Liu M.Y., M. Colombini. Regulation of mitochondrial respiration by controlling the permeability of the outer-membrane through the mitochondrial channel, VDAC // Biochim. Biophys. Acta. 1992. V. 1098. P. 255-260.

62. Bauer A.J., Gieschler S., Lemberg K.M., et al. Functional model of metabolite gating by human voltage-dependent anion channel 2 // Biochemistry. 2011. V. 50(17). P. 3408-10.

63.

64.

65.

66.

67.

68

69

70

71

72

73

74

75

76

77

Rostovtseva T., Colombini M. ATP flux is controlled by a voltage-gated channel from the mitochondrial outer membrane // J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 28006-28008. Tan W.Z., Colombini M. VDAC closure increases calcium ion flux // Biochim. Biophys. Acta. 2007. V. 1768. P. 2510-2515.

Han D., Antunes F., Canali R., et al. Voltage-dependent anion channels control the release of the superoxide anion from mitochondria to cytosol // J. Biol Chem. 2003. V. 278(8). P. 5557-63.

Hiller S., Abramson J., Mannella C., et al. The 3D structures of VDAC represent a native conformation // Trends Biochem. Sei. 2010. V. 35. P. 514-521.

Lee A.C., Zizi M., Colombini M. Beta-NADH decreases the permeability of the mitochondrial outer membrane to ADP by a factor of 6 // J. Biol Chem. 1994. V. 269(49). P. 30974-80.

Lee A.C., Xu X., Colombini M. The role of pyridine dinucleotides in regulating the permeability of the mitochondrial outer membrane // J. Biol Chem. 1996. V. 71(43). P. 26724-31.

Shinohara Y., Ishida T., Hino M., et al. Characterization of porin isoforms expressed in tumor cells // Eur J. Biochem. 2000. V. 267(19). P. 6067-73.

Abu-Hamad S., Zaid H., Israelson A., et al. Hexokinase-Iprotection against apoptotic cell

death is mediated via interaction with the voltage-dependent anion channel-1: map.ing

the site of binding // J. Biol Chem. 2008. V. 283(19). P. 13482-90.

Cheng E.H., Sheiko T.V., Fisher J.K., et al. VDAC2 inhibits BÄK activation and

mitochondrial apoptosis // Science. 2003. V. 301(5632). P. 513-7.

Rostovtseva T.K., Antonsson B., Suzuki M., et al. Bid, but not Bax, regulates VDAC

channels // J. Biol Chem. 2004. V. 279(14). P. 13575-83.

Rostovtseva T.K., Tan W., Colombini M. On the role of VDAC in apoptosis: fact and fiction // J. Bioenerg Biomembr. 2005. V. 37(3). P. 129-42.

Krauskopf A., Eriksson O., Craigen W.J., et al. Properties of the permeability transition in VDAC1(-/-) mitochondria // Biochim Biophys Acta. 2006. V. 1757(5-6). P. 590-5. Lane D.J., Ly J.D., et al. VDAC1 is a transplasma membrane NADH-ferricyanide reductase // J. Biol Chem. 2004. V. 279(6). P. 4811-9.

Baker M.A., Ly J.D., Lawen A. Characterization of VDAC1 as a plasma membrane NADH-oxidoreductase // Biofactors. 2004. V. 21(1-4). P. 215-21. Lawen A., Ly J.D., Lane D.J., et al. Voltage-dependent anion-selective channel 1 (VDACl)--a mitochondrial protein, rediscovered as a novel enzyme in the plasma membrane // Int J. Biochem Cell Biol. 2005. V. 37(2). P. 277-82.

78. Simamura E., Hirai K., Shimada H., et al. Furanonaphthoquinones cause apoptosis of cancer cells by inducing the production of reactive oxygen species by the mitochondrial voltage-dependent anion channel // Cancer Biol Ther. 2006. V. 5(11). P. 1523-9.

79. Simamura E., Shimada H., Ishigaki Y., et al. Bioreductive activation of quinone antitumor drugs by mitochondrial voltage-dependent anion channel 1 // Anat Sci Int. 2008. V. 83(4). P. 261-6.

80. Deniaud A., Rossi C., Berquand A., et al. Voltage-dependent anion channel transports calcium ions through biomimetic membranes // Langmuir. 2007. V. 23(7). P. 3898-905.

81. Akanda N., Tofighi R., Brask J., et al. Voltage-dependent anion channels (VDAC) in the plasma membrane play a critical role in apoptosis in differentiated hipocampal neurons but not in neural stem cells // Cell Cycle. 2008. V. 7(20). P. 3225-34.

82. Shimada H., Hirai K., Simamura E., et al. Paraquat toxicity induced by voltage-dependent anion channel 1 acts as an NADH-dependent oxidoreductase // J. Biol Chem. 2009. V. 284(42). P. 28642-9.

83. Shimada H., Hirai K., Simamura E., Pan J. Mitochondrial NADH-quinone oxidoreductase of the outer membrane is responsible for paraquat cytotoxicity in rat livers // Arch Biochem Biophys. 1998. V. 351(1). P. 75-81.

84. J.M., Navarro F., Córdoba F., et al. Coenzyme Q reductase from liver plasma membrane: purification and role in trans-plasma-membrane electron transport // Proc Natl Acad Sci USA. 1995. V. 92(11). P. 4887-91.

85. Navarro F., Villalba J.M., Crane F.L., et al. A phospholipid-dependent NADH-coenzyme Q reductase from liver plasma membrane // Biochem Biophys Res Commun. 1995. V. 212(1). P. 138-43.

86. Sabirov R.Z., Sheiko T., Liu H., et al. Genetic demonstration that the plasma membrane maxianion channel and voltage-dependent anion channels are unrelated proteins // J. Biol Chem. 2006. V. 281(4). P. 1897-904.

87. Deller S., Macheroux P., Sollner S. Flavin-dependent quinone reductases // Cell Mol Life Sci. 2008. V. 65(1). P. 141-60.

88. Dym O., Eisenberg D. Sequence-structure analysis of FAD-containing proteins // Protein Sci. 2001. V. 10(9). P. 1712-28.

89. Zhang Y., Larade K., Jiang Z.G., et al. The flavoheme reductase Ncb5or protects cells against endoplasmic reticulum stress-induced lipotoxicity // J. Lipid Res. 2010. V. 51(1). P.53-62.

90. Jornvall H., Persson M., Jeffrey, J. Alcohol and polyol dehydrogenases are both divided into two protein types, and structural properties cross-relate the different enzyme activities within each type // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1981. V. 78. P. 4226-4230.

91. Hille R., Nishino T. Flavoprotein structure and mechanism. 4. Xanthine oxidase and xanthine dehydrogenase // FASEB J. 1995. V. 9(11). P. 995-1003.

92. Przybyla A.E., Robbins J., Menon N., Peck H.D. Jr. Structure-function relationships among the nickel-containing hydrogenases // FEMS Microbiol Rev. 1992. V. 8(2). P. 109-35.

93. Jornvall H., Persson M., Krook M., et al. Short-chain dehydrogenases/reductases (SDR) // Biochemistry. 1995. V. 34. P. 6003-6013.

94. Jez J.M., Bennett M.J., Schlegel B.P., et al. Comparative anatomy of the aldo-keto reductase superfamily // Biochem J. 1997. V. 326 (Pt 3). P. 625-36.

95. Mindnich R.D., Penning T.M. Aldo-keto reductase (AKR) superfamily: genomics and annotation // Hum Genomics. 2009. V. 3(4). P. 362-70.

96. Finn R.D., Basran J., Roitel O., et al. Determination of the redox potentials and electron transfer properties of the FAD- and FMN-binding domains of the human oxidoreductase NR1 // Eur J. Biochem. 2003. V. 270(6). P. 1164-75.

97. Olteanu H., Baneijee R. Redundancy in the pathway for redox regulation of mammalian methionine synthase: reductive activation by the dual flavoprotein, novel reductase 1 // J. Biol Chem. 2003. V. 278(40). P. 38310-4.

98. Olteanu H., Banerjee R. Human methionine synthase reductase, a soluble P-450 reductase-like dual flavoprotein, is sufficient for NADPH-dependent methionine synthase activation // J. Biol Chem. 2001. V. 276(38). P. 35558-63.

99. Finn R.D., McLaughlin L.A., Hughes C., et al. Cytochrome b5 null mouse: a new model for studying inherited skin disorders and the role of unsaturated fatty acids in normal homeostasis // Transgenic Res. 2011. V. 20(3). P. 491-502.

100. McLaughlin L.A., Ronseaux S., Finn R.D., et al. Deletion of microsomal cytochrome b5 profoundly affects hepatic and extrahepatic drug metabolism // Mol Pharmacol. 2010. V. 78(2). P. 269-78.

101. Ito A., Hayashi S., Yoshida T. Participation of a cytochrome b5-like hemoprotein of outer mitochondrial membrane (OM cytochrome b) in NADH-semidehydroascorbic acid reductase activity of rat liver // Biochem Biophys Res Commun. 1981. V. 101(2). P. 5918.

102. Nishino H., Ito A. Subcellular distribution of OM cytochrome b-mediated NADH-semidehydroascorbate reductase activity in rat liver // J. Biochem. 1986. V. 100(6). P. 1523-31.

103. Rivera M., Wells M. A., Walker F. A. Cation-Promoted Cyclic Voltammetry of Recombinant Rat Outer Mitochondrial Membrane Cytochrome b5 at a Gold Electrode Modified with ß-Mercaptopropionic Acid // Biochemistry. 1994. V. 33. P. 2161-2170.

104. De A.K., Sahu C. Solvent extraction of chromium (III), molybdenum (VI) and tungsten (VI) with thenoyltrifluoroacetone // Journal of Inorganic and Nuclear Chemistry. 1969. V. 31 (7). P. 2257-2265.

105. Lee J.S., Huh W.K., Lee B.H., et al. Mitochondrial NADH-cytochrome b(5) reductase plays a crucial role in the reduction of D-erythroascorbyl free radical in Saccharomyces cerevisiae // Biochim Biophys Acta. 2001. V. 1527(1-2). P. 31-8.

106. Tsuchiya M., Asada A., Kasahara E., et al. Antioxidant protection of propofol and its recycling in erythrocyte membranes // Am J. Respir Crit Care Med. 2002. V. 165(1). P. 54-60.

107. Tsuchiya M., Kagan V.E., Freisleben HJ., et al. Antioxidant activity of alpha-tocopherol, beta-carotene, and ubiquinol in membranes: cis-parinaric acid-incorporated liposomes // Methods Enzymol. 1994. V. 234. P. 371-383.

108. Mukai K. Synthesis and kinetic study of antioxidant and prooxidant actions of vitamin E derivatives // Vitamin E in health and disease. New York: Marcel Dekker. 1993. P. 179— 192.

109. Kagan V.E., Serbinova E.A., Packer L. Generation and recycling of radicals from phenolic antioxidants // Arch Biochem Biophys. 1990. V. 280. P. 33-39.

110. Birch-Machin M.A., Briggs H.L., Saborido A.A., et al. An evaluation of the measurement of the activities of complexes I-IV in the respiratory chain of human skeletal muscle mitochondria// Biochem Med Metab Biol. 1994. V. 51(1). P. 35-42.

111. Takahashi T., Okamoto T., Mori K., et al. Distribution of ubiquinone and ubiquinol homologues in rat tissues and subcellular fractions // Lipids. 1993. V. 28(9). P. 803-9.

112. Pamp K., Kerkweg U., Korth H.G., et al. Enzymatic reduction of labile iron by organelles of the rat liver. Superior role of an NADH-dependent activity in the outer mitochondrial membrane // Biochimie. 2008. V. 90(10). P. 1591-601.

113. Kukielka E., Dicker E., Cederbaum A.I. Increased production of reactive oxygen species by rat liver mitochondria after chronic ethanol treatment // Arch Biochem Biophys. 1994. V. 309(2). P. 377-86.

114. Watanabe F., Nakano Y., Maruno S., Tachikake N., et al. NADH- and NADPH-linked aquacobalamin reductase occur in both mitochondrial and microsomal membranes of rat liver // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1989. V. 165. P. 675-679.

115. Saido H., Watanabe F., Tamura Y., et al. Cytochrome b5-like hemoprotein/cytochrome b5 reductase complex in rat liver mitochondria has NADH-linked aquacobalamin reductase activity // J. Nutr. 1994. V. 124(7). P. 1037-40.

116. Le Quoc K., Le Quo c D. J. Crucial role of sulfhydryl groups in the mitochondrial inner membrane structure // Biol. Chem. 1985. V. 260. P. 7422-7428.

117. Toninello A., Salvi M., Schweizer M., Richter C. Menadione induces a low conductance state of the mitochondrial inner membrane sensitive to bongkrekic acid // Free Radie Biol Med. 2004. V. 37(7). P. 1073-1080.

118. McStay G.P., Clarke S.J., Halestrap A.P. Role of critical thiol groups on the matrix surface of the adenine nucleotide translocase in the mechanism of the mitochondrial permeability transition pore // Biochem. J. 2002. V. 367. P. 541-548.

119. Leung A.W., Varanyuwatana P., Halestrap A.P. The mitochondrial phosphate carrier interacts with cyclophilin D and may play a key role in the permeability transition // J. Biol Chem. 2008. V. 283. P. 26312-26323.

120. Petronilli V., Costantini P., Scorrano L. The voltage sensor of the mitochondrial permeability transition pore is tuned by the oxidation-reduction state of vicinal thiols. Increase of the gating potential by oxidants and its reversal by reducing agents // J. Biol. Chem. 1994. V. 269(24). P. 16638-16642.

121. Walter L., Nogueira V., Leverve X., et al. Three classes of ubiquinone analogs regulate the mitochondrial permeability transition pore through a common site // J. Biol. Chem. 2000. V. 275 (38). P. 29521-29527.

122. Aram L., Geula S., Arbel N., Shoshan-Barmatz V. VDAC1 cysteine residues: topology and function in channel activity and apoptosis // Biochem. J. 2010. V. 427. P. 445-454.

123. Wibo M., Morel N., Godfraind T. Differentiation of Ca2+ pumps linked to plasma membrane and endoplasmic reticulum in the microsomal fraction from intestinal smooth muscle // Biochim Biophys Acta. 1981. V. 649(3). P. 651-60.

124. Kotthaus J., Wahl B., Havemeyer A., et al. Reduction of N(co)-hydroxy-L-arginine by the mitochondrial amidoxime reducing component (mARC) // Biochem J. 2011. V. 433(2). P. 383-91.

125. Vahsen N., Candé C., Briére J.J., et al. AIF deficiency compromises oxidative phosphorylation // EMBO J. 2004. V. 23(23). P. 4679-89.

126. Klein J.A., Longo-Guess C.M., Rossmann M.P., et al. The harlequin mouse mutation downregulates apoptosis-inducing factor // Nature. 2002. V. 419(6905). P. 367-74.

127. Van Empel V.P., Bertrand A.T., van der Nagel R., et al. Downregulation of apoptosis-inducing factor in harlequin mutant mice sensitizes the myocardium to oxidative stress-related cell death and pressure overload-induced decompensation // Circ Res. 2005. V. 96(12). P. 92-101.

128. Van Empel V.P., Bertrand A.T., van Oort R.J., et al. EUK-8, a superoxide dismutase and catalase mimetic, reduces cardiac oxidative stress and ameliorates pressure overload-induced heart failure in the harlequin mouse mutant // J. Am Coll Cardiol. 2006. V. 48(4). P. 824-32.

129. Joza N., Oudit G.Y., Brown D., et al. Muscle-specific loss of apoptosis-inducing factor leads to mitochondrial dysfunction, skeletal muscle atrophy, and dilated cardiomyopathy // Mol Cell Biol. 2005. V. 25(23). P. 10261-72.

130. Cheung E.C., Joza N., Steenaart N.A., et al. Dissociating the dual roles of apoptosis-inducing factor in maintaining mitochondrial structure and apoptosis // EMBO J. 2006. V. 25(17). P. 4061-73.

131. Ghezzi D., Sevrioukova I., Invernizzi F., et al. Severe X-linked mitochondrial encephalomyopathy associated with a mutation in apoptosis-inducing factor // Am J. Hum Genet. 2010. V. 86(4). P. 639-49.

132. Minotti G., Menna P., Salvetorelli E., Cairo G., Gianni L. Anthracyclines: molecular advances and pharmacological developments in antitumor activity and cardiotoxicity // Pharmacol. Rev. 2004. V. 56. P. 185-229.

133. Shackelford R. E., Kaufmann W. K., Paules R. S. Oxidative stress and cell cycle checkpoint function // Free Radic. Biol. Med. 2000. V. 28. P. 1387-1404.

134. Giordano SJ, Steggles AW The human liver and reticulocyte cytochrome b5 mRNAs are products from a single gene // Biochem Biophys Res Commun. 1991. V. 178(1). P. 3844.

135. Durley R.C., Mathews F.S. Refinement and structural analysis of bovine cytochrome b5 at 1.5 A resolution // Acta Crystallogr. 1996. V. 52. P. 65-76.

136. Houstek J, Drahota Z. Activity of the inner and outer membrane oxidative enzymes in brown adipose tissue mitochondria // Physiol Bohemoslov. 1975. V. 24(4). P. 297-304.

137. Storch E. M., Daggett V. Molecular dynamics simulation of cytochrome b5: implications for protein-protein recognition // Biochemistry. 1995. V. 34(30). P. 9682-93.

138. Lorenzo FR 5th, Phillips JD, Nussenzveig R, Lingam B, Koul PA, Schrier SL, Prchal JT. Molecular basis of two novel mutations found in type I methemoglobinemia // Blood Cells Mol Dis. 2011. V. 46(4). P. 277-81.

139. Kugler W, Pekrun A, Laspe P, Erdlenbruch B, Lakomek M. Molecular basis of recessive congenital methemoglobinemia, types I and II: Exon skipping and three novel missense mutations in the NADH-cytochrome b5 reductase (diaphorase 1) gene // Hum Mutat. 2001. V. 17. P. 348.

140. Gregg XT, Prchal JT. Red cell enzymopathies. Hematology: Basic Principles and Practice Chapter. 2009. V. 45. P. 611-623.

141. Samhan-Arias AK, Garcia-Bereguiain MA, Martin-Romero FJ, Gutierrez-Merino C. Clustering of plasma membrane-bound cytochrome b5 reductase within 'lipid raft' microdomains of the neuronal plasma membrane // Mol Cell Neurosci. 2009. V. 40(1). P. 14-26.

142. Schnaitman C, Greenawalt JW. Enzymatic properties of the inner and outer membranes of rat liver mitochondria // J. Cell Biol. 1968. V. 38(1). P. 158-75.

143. Hultquist, D.E., Passon, P.G. Catalysis of methaemoglobin reduction by erythrocyte cytochrome b5 and cytochrome b5 reductase //Nature. 1971. V. 229. P. 252-254.

144. Keyes, S.R., Cinti, D.L. Biochemical properties of cytochrome b5-dependent microsomal fatty acid elongation and identification of products // J. Biol. Chem. 1980. V. 255. P. 11357-11364.

145. Paltauf F., Prough R.A., Masters B.S.S., Johnston, J.M., Evidence for the participation of cytochrome b5 in plasmalogen biosynthesis // J. Biol. Chem. 1974. V. 249. P. 26612662.

146. Kawano, T., Kozutsumi, Y., Kawasaki, T., Suzuki, A. Biosynthesis of Nglycolylneuraminic acid-containing glycoconjugates. Purification and characterization of the key enzyme of the cytidine monophospho-Nacetylneuraminic acid hydroxylation system // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 9024-9029.

147. Schenkman J.B., Jansson I. The many roles of cytochrome b5 // Pharmacol. Ther. 2003. V. 97. P. 139-152.

148. Miller W.L. The syndrome of 17,201yase deficiency // J. Clin. Endocrinol. Metab. 2012. V. 97. P. 59-67.

149. Goosen P., Swart A.C., Storbeck K., Swart P. Allosteric interaction between 3b-hydroxysteroid dehydrogenase/D5-D4 isomerase and cytochrome b5 influences cofactor binding // FASEB J. 2013. V. 27(1). P. 322-32.

150. Sakai Y., Yanase T., Hara T., Takayanagi R., Haji M., Nawata H. In-vitro evidence for the regulation of 17,20-lyase activity by cytochrome b5 in adrenocortical adenomas from patients with Cushing's syndrome // Clin. Endocrinol. (Oxf). 1994. V. 40. P. 205-209.

151. Katagiri M., Kagawa N., Waterman M.R. The role of cytochrome b5 in the biosynthesis of androgens by human P450cl7 // Arch. Biochem. Biophys. 1995. V. 317. P. 343-347.

152. Kok R.C., Timmerman M.A., Wolffenbuttel K.P., Drop S.L.S., de Jong F.H. Isolated 17,20-lyase deficiency due to the cytochrome b5 mutation W27X // J.Clin. Endocrinol. Metab. 2010. V. 95. P. 994-999.

153. Fedotcheva N1, Pronevich LA, Mironova GD. Potential activity of the external pathway of NADH oxidation in mitochondria // Ukr Biokhim Zh. 1985. V. 57(4). P. 38-43.

154. Bernardi P., Azzone G.F. Cytochrome c as an electron shuttle between the outer and inner mitochondrial membranes // J. Biol Chem. 1981. V. 256(14). P. 7187-92.

155. Hackenbrock CR, Chazotte B, Gupte SS. The random collision model and a critical assessment of diffusion and collision in mitochondrial electron transport // J. Bioenerg Biomembr. 1986. V. 18(5). P. 331-68.

156. Cortese JD, Voglino AL, Hackenbrock CR. Persistence of cytochrome c binding to membranes at physiological mitochondrial intermembrane space ionic strength // Biochim Biophys Acta. 1995. V. 1228(2-3). P. 216-228.

157. Liberman EA, Topaly VP, Tsofina LM, Jasaitis AA, Skulachev VP. Mechanism of coupling of oxidative phosphorylation and the membrane potential of mitochondria // Nature. 1969. V. 222(5198). P. 1076-8.

158. Mokhova EN, Skulachev VP, Zhigacheva IV. Activation of the external pathway of NADH oxidation in liver mitochondria of cold-adapted rats // Biochim Biophys Acta. 1978. V. 501(3). P. 415-23.

159. Bodrova ME, Dedukhova VI, Mokhova EN, Skulachev VP. Membrane potential generation coupled to oxidation of external NADH in liver mitochondria // FEBS Lett. 1998. V. 435(2-3). P. 269-74.

160. Szczesna-Kaczmarek A. Regulating effect of mitochondrial lactate dehydrogenase on oxidation of cytoplasmic NADH via an "external" pathway in skeletal muscle mitochondria // Int J Biochem. 1992. V. 24(4). P. 657-61.

161. Hahne, K., Haucke, V., Ramage, L., Schatz, G. Incomplete arrest in the outer membrane sorts NADH-cytochrome b5 reductase to two different submitochondrial compartments // Cell. 1994. V. 79(5). P. 829-39.

162. Wojtczak L, Sottocasa GL. On the impermeability of the outer mitochondrial membrane to cytochromec: II. Studies on isolated membrane fragments // J. Membr Biol. 1972. V. 7(1). P. 313-24.

163. Wikstrom M, Casey R. The oxidation of exogenous cytochrome c by mitochondria. Resolution of a long-standing controversy // FEBS Lett. 1985. V. 183(2). P. 293-8.

164. Fedotcheva N1, Mirzabekov TA, Mironov GP, Mironova GD. Changes in K+ transport in the liver mitochondria of gophers in hibernation // Ukr Biokhim Zh. 1984. V. 56(4). P. 427-31.

165. Shamkulashvili GG, Dumbadze GG, Nanobashvili ND, Mchedlishvili TV, Papava MV. Mechanism of activation of the external pathway of NADH oxidation in myocardial mitochondria during hemorrhagic shock // Biokhimiia. 1987. V. 52(1). P. 37-41.

166. Lemeshko VV, Shekh VE. Hypotonic fragility of outer membrane and activation of external pathway of NADH oxidation in rat liver mitochondria are increased with age // Mech Ageing Dev. 1993. V. 68(1-3). P. 221-33.

167. Knorre DA, Dedukhova VI, Vyssokikh MY, Mokhova EN. Cyclosporin A-sensitive cytochrome c release and activation of external pathway of NADH oxidation in liver mitochondria due to pore opening by acidification of phosphate-containing incubation medium // Biosci Rep. 2003. V. 23(2-3). P. 67-75.

168. Agureev AP, Altukhov ND, Mokhova EN, Savel'ev IA. Activation of the external pathway of NADH oxidation in mitochondria at decreased pH // Biokhimiia. 1981. V. 46(11). P. 1945-56.

169. Lemeshko VV, Shekh VE, Aleksenko TV. Intermembrane electron transport in the dynamics of high-amplitude swelling of rat liver mitochondria // Ukr Biokhim Zh. 1995. V. 67(2). P. 28-34.

170. Marzulli D, La Piana G, Fransvea E, Lofrumento NE. Modulation of cytochrome c-mediated extramitochondrial NADH oxidation by contact site density // Biochem Biophys Res Commun. 1999. V. 259(2). P. 325-30.

171. Starkov AA, Markova OV, Mokhova EN, Arrigoni-Martelli E, Bobyleva VA. Fatty acid-induced Ca(2+)-dependent uncoupling and activation of external pathway of NADH oxidation are coupled to cyclosporin A-sensitive mitochondrial permeability transition // Biochem Mol Biol Int. 1994. V. 32(6). P. 1147-55.

172. Kukielka E, Dicker E, Cederbaum AI. Increased production of reactive oxygen species by rat liver mitochondria after chronic ethanol treatment // Arch Biochem Biophys. 1994. V. 309(2). P. 377-86.

173.

174.

175.

176.

177,

178

179

180

181

182

183

184

185

Lemeshko VV. Failure of exogenous NADH and cytochrome c to support energy-dependent swelling of mitochondria // Arch Biochem Biophys. 2001. V. 388(1). P. 60-6. Nicholls P, Mochan E, Kimelberg HK. Complex formation by cytochrome c: A clue to the structure and polarity of the inner mitochondrial membrane // FEBS Lett. 1969. V. 3(4). P. 242-246.

La Piana G, Marzulli D, Gorgoglione V, Lofrumento NE. Porin and cytochrome oxidase containing contact sites involved in the oxidation of cytosolic NADH // Arch Biochem Biophys. 2005. V. 436(1). P. 91-100.

Kagan VE, Borisenko GG, Tyurina YY, Tyurin VA, Jiang J, Potapovich AI, Kini V, Amoscato AA, Fujii Y. Oxidative lipidomics of apoptosis: redox catalytic interactions of cytochrome c with cardiolipin and phosphatidylserine // Free Radic Biol Med. 2004. V. 37(12). P. 1963-85.

Hampton MB, Zhivotovsky B, Slater AF, Burgess DH, Orrenius S. Importance of the redox state of cytochrome c during caspase activation in cytosolic extracts // Biochem J. 1998. V. 329. P. 95-9.

Hans N. Demonstration of the existence of an organo-specific NADH dehydrogenase in heart mitochondria//FEBS. 1987. V. 169. P. 585-591.

Schönheit K, Nohl H. Oxidation of Cytosolic NADH via Complex I of Heart Mitochondria// Archives of biochemistry and biophysics. 1996. V. 327. P. 319-323. Gille L, Nohl H. Analyses of the molecular mechanism of adriamycin-induced cardiotoxicity // Free Radical Biology & Medicine. 1997. V. 23(5). P. 775-782. Nohl H. Demonstration of the existence of an organo-specific NADH dehydrogenase in heart mitochondria // Eur. J. Biochem. 1987. V. 169. P. 585-591.

Nohl H, Schönheit K. The effect of the exogenous NADH dehydrogenase of heart mitochondria on the transmembranous proton movement // Archives of biochemistry and biophysics. 1996. V. 331. P. 259-264.

Nohl H. A novel superoxide radical generator in heart mitochondria // FEBS Lett. 1987. V. 214(2). P. 269-73.

M.M. Oosthuizen, M.E. Engelbrecht, H. Lambrechts, D. Greyling, R.D. Levy, The effect of pH on chemiluminescence of different probes exposed to superoxide and singlet oxygen generators // J. Biolumin. Chemilumin. 1997. V. 12. P. 277-284. Y. Kambayashi, K. Ogino, Reestimation of Cypridina luciferin analogs (MCLA) as a chemiluminescence probe to detect active oxygen species: cautionary note for use of MCLA // J. Toxicol. Sei. 2003. V. 28. P. 139-148.

186. Y. Yamamoto, Y. Kambayashi, T. Ito, K. Watanabe, M. Nakano, 1,2-Diacylglycerol hydroperoxides induce the generation and release of superoxide anion from human polymorphonuclear leukocytes // FEBS Lett. 1997. V. 412. P. 461-464.

187. L. Zhang, L. Yu, C.A. Yu, Generation of superoxide anion by succinatecytochrome c reductase from bovine heart mitochondria // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 3397233976.

188. Y. Tampo, M. Tsukamoto, M. Yonaha. Superoxide production from paraquat evoked by exogenous NADPH in pulmonary endothelial cells // Free Radie. Biol. Med. 1999. V. 27. P.588-595.

189. F. Arisawa, H. Tatsuzawa, Y. Kambayashi, H. Kuwano, K. Fujimori, M. Nakano. MCLA-dependent chemiluminescence suggests that singlet oxygen plays a pivotal role in myeloperoxidase-catalysed bactericidal action in neutrophil phagosomes // Luminescence. 2003. V.18. P. 229-238.

190. O. Shimomura, C. Wu, A. Murai, H. Nakamura. Evaluation of five imidazopyrazinone-type chemiluminescent superoxide probes and their application to the measurement of superoxide anion generated by Listeria monocytogenes // Anal. Biochem. 1998. V. 258. P. 230-235.

191. S. Matsugo, T. Konishi, D. Matsuo, H.J. Tritschler, L. Packer. Réévaluation of superoxide scavenging activity of dihydrolipoic acid and its analogues by chemiluminescent method using 2-methyl-6-[p-methoxyphenyl]-3,7-dihydroimidazo-[l,2-a]pyrazine-3-one (MCLA) as a superoxide probe // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1996. V. 227. P. 216-220.

192. S. Hosaka, M. Obuki, J. Nakajima, M. Suzuki. Comparative study of antioxidants as quenchers or scavengers of reactive oxygen species based on quenching of MCLA-dependent chemiluminescence // Luminescence. 2005. V. 20. P. 419—427.

193. Y. Okai, K. Higashi-Okai, E. F Sato, R. Konaka, M. Inoue, Potent radicalscavenging activities of thiamin and thiamin diphosphate // J. Clin. Biochem. Nutr. 2007. V. 40. P. 42-48.

194. Z. Luo, Y. Chen, S. Chen, W.J. Welch, B.T. Andresen, P.A. Jose, C.S. Wilcox. Comparison of inhibitors of superoxide generation in vascular smooth muscle cells // Br. J. Pharmacol. 2009. V. 157. P. 935-943.

195. A.G. Kruglov, V.V. Teplova, N-E. L. Saris, The effect of the lipophilic cation lucigenin on mitochondria depends on the site of its reduction // Biochem. Pharmacol. 2007. V. 74. P. 545-556.

196. M. Nakano. Detection of active oxygen species in biological systems // Cell. Mol. Neurobiol. 1998. V. 18. P. 565-579.

197. A.S. Fisyuk, A.Y. Mukanov, E.Y. Novikova. New synthesis of 1,2,3,6,7,1 lbhexahydro-4H-pyrimido[6,1 -a]isoquinolin-4-ones and

2,3,6,7,12,12bhexahydropyrimido [ 10,60:1,2]pyrido [3,4-b]indol-4( 1 H)-ones // Mendeleev Commun. 2003. V. 6. P. 278-280.

198. A.S. Fisyuk, A.Y. Mukanov, New method for the synthesis of 1,2,3,6,7,1 lbhexahydro-4H-pyrimido-[6,1 -a]isoquinoline-4-thiones and 2,3,6,7,12,12bhexahydropyrimido-[6,1 -a]-b-carboline-4(lH)-thiones // Chem. Heterocycl. Compounds. 2003. V.39. P. 277-279.

199. C.A. Pritsos, R.S. Pardini. A role for glutathione disulfide as a scavenger of oxygen radicals produced by 2,3-dichloro-l,4-naphthoquinone // Res. Commun. Chem. Pathol. Pharmacol. 1983. V. 42. P. 271-280.

200. C.C. Winterbourn, D. Metodiewa, The reaction of superoxide with reduced glutathione // Arch. Biochem. Biophys. 1994. V. 314. P 284-290.

201. M.A. Baker, A. Krutskikh, B.J. Curry, L. Hetherington, R.J. Aitken, Identification of cytochrome-b5 reductase as the enzyme responsible for NADH-dependent lucigenin chemiluminescence in human spermatozoa // Biol. Reprod. 2005. V. 73. P. 334-342.

202. I. A. Schepetkin. Lucigenin as a substrate of microsomal NAD(P)H oxidoreductases // Biochemistry. 1999. V. 64. P. 25-32.

203. M. Tsukamoto, Y. Tampo, M. Yonaha. Lucigenin reduction by NADPH cytochrome P450 reductase and the effect of phospholipids and albumin on chemiluminescence. Biochem. Mol. Biol. Int. 1998. V. 45. P. 115-123.

204. M.A. Baker, A. Krutskikh, B.J. Curry, E.A. McLaughlin, R.J. Aitken. Identification of cytochrome P450-reductase as the enzyme responsible for NADPH dependent lucigenin and tetrazolium salt reduction in rat epididymal sperm preparations // Biol. Reprod. 2004. V. 71. P. 307-318.

205. M. Janiszewski, H.P. Souza, X. Liu, M.A. Pedro, J.L. Zweier, F.R. Laurindo. Overestimation of NADH-driven vascular oxidase activity due to lucigenin artifacts // Free Radic. Biol. Med. 2002. V. 32. P. 446-453.

206. A. Daiber, M. August, S. Baldus, M. Wendt, M. Oelze, K. Sydow, A.L. Kleschyov, T. Munzel. Measurement of NAD(P)H oxidase-derived superoxide with the luminol analogue L-012 // Free Radic. Biol. Med. 2004. V. 36. P. 101-111.

207. Y. Li, H. Zhu, P. Kuppusamy, V. Roubaud, J.L. Zweier, M.A. Trush. Validation of lucigenin (bis-N-methylacridinium) as a chemilumigenic probe for detecting superoxide

anion radical production by enzymatic and cellular systems // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P.2015-2023.

208. H.Y. Sohn, M. Keller, T. Gloe, P. Crause, U. Pohl. Pitfalls of using lucigenin in endothelial cells: implications for NAD(P)H dependent superoxide formation // Free Radic. Res. 2000. V. 32. P. 265-272.

209. J. V6squez-Vivar, N. Hogg, K.A. Pritchard Jr., P. Martasek, B. Kalyanaraman. Superoxide anion formation from lucigenin: an electron spin resonance spintrapping study // FEBS Lett. 1997. V. 403. P. 127-130.

210. J. V6squez-Vivar, P. Mart6sek, N. Hogg, H. Karoui, B.S. Masters, K.A.J. Pritchard, B. Kalyanaraman. Electron spin resonance spin-trapping detection of superoxide generated by neuronal nitric oxide synthase // Methods Enzymol. 1999. V. 301. P. 169-177.

211. I.S. Yurkov, A.G. Kruglov, Y.V. Evtodienko, L.S. Yaguzhinsky. The mechanism of superoxide anion generation in intact mitochondria in the presence of lucigenin and cyanide // Biochemistry 2003. V. 68. P. 1674-1686.

212. A.G. Kruglov, I.S. Yurkov, V.V. Teplova, Y.V. Evtodienko. Lucigenin-derived chemiluminescence in intact isolated mitochondria // Biochemistry. 2002. V. 67. P. 1262-1270.

213. Y. Li, K.H. Stansbury, H. Zhu, M.A. Trush. Biochemical characterization of lucigenin (bis-N-methylacridinium) as a chemiluminescent probe for detecting intramitochondrial superoxide anion radical production // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. V. 262. P. 80-87.

214. Y. Li, M.A. Trush. Diphenyleneiodonium, an NAD(P)H oxidase inhibitor, also potently inhibits mitochondrial reactive oxygen species production // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1998. V. 253. P. 295-299.

215. J. Storch, E. Ferber. Detergent-amplified chemiluminescence of lucigenin for determination of superoxide anion production by NADPH oxidase and xanthine oxidase // Anal. Biochem. 1988. V. 169. P. 262-267.

216. M.M. Tarpey, C.R. White, E. Suarez, G. Richardson, R. Radi, B.A. Freeman. Chemiluminescent detection of oxidants in vascular tissue: lucigenin but not coelenterazine enhances superoxide formation // Circ. Res. 1999. V. 84. P. 1203- 1211.

217. S. Ali, G. Diwakar, S. Pawa. Paraquat induces different pulmonary biochemical responses in Wistar rats and Swiss mice // Chem. Biol. Interact. 2000. V. 125. P. 79- 91.

218. M. Tomita, T. Okuyama, H. Katsuyama, K. Hidaka, T. Otsuki, T. Ishikawa. Gene expression in rat lungs during early response to paraquat-induced oxidative stress // Int. J. Mol. Med. 2006. V. 17. P. 37-44.

219.

220.

221.

222.

223.

224.

225.

226.

227,

228.

229

230,

231

232

Von Jagow G, Klingenberg M. Pathways of hydrogen in mitochondria of Saccharomyces carlsbergensis // Eur J Biochem. 1970. V. 12(3). P. 583-92.

Delettre C, Yuste VJ, Moubarak RS, Bras M, Robert N, Susin SA. Identification and

characterization of AIFsh2, a mitochondrial apoptosis-inducing factor (AIF) isoform with

NADH oxidase activity // J. Biol Chem. 2006. V. 281(27). P. 18507-18.

D.W. Siemsen, I.A. Schepetkin, L.N. Kirpotina, B. Lei, M.T. Quinn. Neutrophil isolation

from nonhuman species, in: M.T. Quinn, F.R. DeLeo, G.M. Bokoch (Eds.) // Neutrophil

Methods and Protocols: Methods in Molecular Biology. 2007. V. 412. P. 21-34.

X. Zhang, R. Goncalves, D.M. Mosser. The isolation and characterization of murine

macrophages // Curr. Protoc. Immunol. 2008. V. l.P. 10-15.

Yang B.C., Zander D.S., Mehta J.L. Hypoxia-reoxygenation-induced apoptosis in

cultured adult rat myocytes and the protective effect of platelets and transforming growth

factor-beta // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1999. V. 291. P. 733-738.

Langendorff, O. Untersuchungen am uberlebenden Saugetierherzen // Pflugers. Arch.

1895. V. 61. P. 291-332.

Walker J. The bicinchoninic acid (BCA) assay for protein quantitation. Methods Mol Biol. 1994. V. 32. P. 5-8.

LeBel CP, Ali SF, McKee M, Bondy SC. Organometal-induced increases in oxygen reactive species: the potential of 2',7'-dichlorofluorescin diacetate as an index of neurotoxic damage // Toxicol Appl Pharmacol. 1990. V. 104(1). P. 17-24. Perschke H., Broda E. Determination of very small amounts of hydrogen peroxide // Nature. 1961. V. 190. P. 257-258.

Tomatsu S, Kobayashi Y, Fukumaki Y, Yubisui T, Orii T, Sakaki Y. The organization and the complete nucleotide sequence of the human NADH-cytochrome b5 reductase gene // Gene. 1989. V. 80(2). P. 353-61.

K.D. Legg, D.M. Hercules, Electrochemically generated chemiluminescence of lucigenin //J. Am. Chem. Soc. 1969. V. 91. P. 1902-1907.

J.R. Totter, The quantum yield of the chemiluminescence of dimethylbiacridylium nitrate and the mechanism of its enzymically induced chemiluminescence // Photochem. Photobiol. 1964. V. 3. P. 231-241.

A.G. Kruglov, M.E. Solov'eva, V.V. Teplova, Flow cytometry-based assay for the activity of NAD(P)H oxidoreductases of the outer mitochondrial membrane // Anal. Biochem. 2009. V. 395. P. 134-143.

S.I. Liochev, I. Fridovich, Lucigenin (bis-N-methylacridinium) as a mediator of superoxide anion production // Arch. Biochem. Biophys. 1997. V. 337. P. 115-120.

233. S.I. Liochev, I. Fridovich. Lucigenin as mediator of superoxide production: revisited // Free Radic. Biol. Med. 1998. V. 25. P. 926-928.

234. Y. Kambayashi, K. Ogino, Reestimation of Cypridina luciferin analogs (MCLA) as a chemiluminescence probe to detect active oxygen species: cautionary note for use of MCLA // J. Toxicol. Sci. 2003. V. 28. P. 139-148.

235. A. Schramm, P. Matusik, G. Osmenda, T.J. Guzik, Targeting NADPH oxidases in vascular pharmacology // Vascul. Pharmacol. 2012. V. 56. P. 216-231.

236. S. Altenhiifer, P.W. Kleikers, K.A. Radermacher, P. Scheurer, J.J. Rob Hermans, P. Schiffers, H. Ho, K. Wingler, H.H. Schmidt, The NOX toolbox: validating the role of NADPH oxidases in physiology and disease // Cell. Mol. Life Sci. 2012. V. 69. P. 23272343.

237. Y. Ding, Z.J. Chen, S. Liu, D. Che, M. Vetter, C.H. Chang. Inhibition of Nox-4 activity by plumbagin, a plant-derived bioactive naphthoquinone // J. Pharm. Pharmacol. 2005. V. 57. P. 111-116.

238. A. Shiose, J.~Kuroda, K. Tsuruya, M. Hirai, H. Hirakata, S. Naito, M. Hattori, Y. Sakaki, H. Sumimoto. A novel superoxide-producing NAD(P)H oxidase in kidney // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 1417-1423.

239. S. Nlandu Khodo, E. Dizin, G. Sossauer, I. Szanto, P.Y. Martin, E. Feraille, K.H. Krause, S. de Seigneux. NADPH-oxidase 4 protects against kidney fibrosis during chronic renal injury // J. Am. Soc. Nephrol. 2012. V. 23. P. 1967-1976.

240. R.C. Allen. Phagocytic leukocyte oxygenation activities and chemiluminescence: a kinetic approach to analysis // Methods Enzymol. 1986. V. 133. P. 449^493.

241. L. Serrander, L. Cartier, K. Bedard, B. Banfi, B. Lardy, O. Piastre, A. Sienkiewicz, L. Fyrry, W. Schlegel, K.H. Krause. NOX4 activity is determined bymRNAlevels and reveals a unique pattern of ROS generation // Biochem. J. 2007. V. 406. P. 105-114.

242. K. von Lphneysen, D. Noack, P. Hayes, J.S. Friedman, U.G. Knaus. Constitutive NADPH oxidase 4 activity resides in the composition of the B-loop and the penultimate C terminus // J. Biol. Chem. 2012. V. 287. P. 8737-8745.

243. S. Wind, K. Beuerlein, M.E. Armitage, A. Taye, A.H. Kumar, D. Janowitz, C. Neff, A.M. Shah, K. Wingler, H.H. Schmidt. Oxidative stress and endothelial dysfunction in aortas of aged spontaneously hypertensive rats by NOX 1/2 is reversed by NADPH oxidase inhibition // Hypertension. 2010. V. 56. P. 490^197.

244. Kruglov A. G., Nikiforova A. B., Shatalin Y. V., Shubina V. V., Fisyuk A. S., Akatov V. S. Sulfur-containing compounds quench 3,7-dihydro-2-methyl- 6-(4-methoxyphenyl)imidazol[l,2-a]pyrazine-3-one chemiluminescence: discrimination

between true antioxidants and quenchers using xanthine oxidase // Anal.Biochem. 2010. V. 406. P. 230-232.

245. Nikiforova A.B., Fadeev R.S., Kruglov A.G. Rapid fluorescent visualizationof multiple NAD(P)H oxidoreductases in homogenate, permeabilized cells, and tissue slices // Anal. Biochem. 2013. V. 440. P. 189-196.

246. Tyler D.D. Evidence of a phosphate-transporter system in the inner membrane of isolated mitochondria // Biochem. J. 1969. V. 111. P. 665-678.

247. Bernardes C.F., Meyer-Fernandes J.R., Basseres D.S., Castilho R.F., Vercesi A.E. Ca(2J})-dependent permeabilization of the inner mitochondrial membrane by 4,40-diisothiocyanatostilbene-2,2'-disulfonicacid (DIDS) // Biochim.Biophys.Acta 1994. V. 1188. P. 93-100.

248. Puntel R.L., Roos D.H., Folmer V., Nogueira C.W., Galina A., Aschner M. et al. Mitochondrial dysfunction induced by different organochalchogens is mediated by thiol oxidation and is not dependent of the classical mitochondrial permeability transition pore opening//Toxicol.Sci. 2010. V. 117. P. 133-143.

249. Sandoval-Acuna C., Lopez-Alarcon C., Aliaga M.E., Speisky H. Inhibition of mitochondrial complex I by various non-steroidal anti-inflammatory drugs and its protection by quercetin via a coenzyme Q-like action // Chem. Biol. Interact. 2012. V. 199. P. 18-28.

250. Yamada M., Tamada T., Takeda K., Matsumoto F., Ohno H., Kosugi M. Elucidations of the catalytic cycle of NADH-cytochrome b5 reductase by X-ray crystallography: new insights into regulation of efficient electron transfer // J. Mol.Biol. 2013. V. 425. P. 4295^1306.

251. Maldonado E.N., Sheldon K.L., DeHart D.N., Patnaik J., Manevich Y., Townsend D.M. Voltage-dependent anion channels modulate mitochondrial metabolism in cancer cells: regulation by free tubulin and erastin // J. Biol.Chem. 2013. V. 288. P. 11920-11929.

252. Kitajima S., Minakami S. Human NADH-cytochrome b5 reductases: comparison among those of erythrocyte membrane, erythrocyte cytosol, and liver microsomes // J Biochem. 1983. V. 93(2). P. 615-20.

253. Borgese N., Pietrini G. Distribution of the integral membrane protein NADH-cytochrome b5 reductase in rat liver cells, studied with a quantitative radioimmunoblotting assay // Biochem J. 1986. V. 239(2). P. 393-403.

254. Percy M.J., Lapin T.R. Recessive congenital methaemoglobinaemia: cytochrome b(5) reductase deficiency // Br J Haematol. 2008. V. 141(3). P. 298-308.

256.

257.

258.

259.

260. 261. 262.

263.

264.

265.

266.

O'Neal S.G., Fisher R.R. Studies on sulfhydryl group modification of mitochondrial pyridine dinucleotide transhydrogenase. // J Biol Chem. 1977. V. 252(13). P. 4552-6. Spatz L., Strittmatter. A form of reduced nicotinamide adenine dinucleotide-cytochrome b 5 reductase containing both the catalytic site and an additional hydrophobic membrane-binding segment // J Biol Chem. 1973. V. 248(3). P. 793-9.

Linnane A.W, Ziegler D.M. Studies on the mechanism of oxidative phosphorylation. V. The phosphorylating properties of the electron transport particle // Biochim Biophys Acta. 1958. V. 29(3). P. 630-8.

Rasmussen UF, Rasmussen HN. The NADH oxidase system (external) of muscle mitochondria and its role in the oxidation of cytoplasmic NADH // Biochem J. 1985. V. 229(3). P. 631-41.

Rasmussen U.F. The oxidation of added NADH by intact heart mitochondria // FEBS Lett. 1969. V. 2(3). P. 157-162.

Rex M. C. Dawson, Daphne C. Elliott, William H. Elliott, K. M. Jones. Data for Biochemical Research // Oxford: Clarendon Press. 1985. P. 122

Lakowicz J.R, Szmacinski H, Nowaczyk K, Johnson ML. Fluorescence lifetime imaging of free and protein-bound NADH // Proc Natl Acad Sci USA. 1992. V. 89(4). P. 1271-5. Carbonera D, Angrilli A, Azzone GF. Mechanism of nitrofurantoin toxicity and oxidative stress in mitochondria // Biochim Biophys Acta. 1988. V. 936(1). P. 139-47. Lim L.O., Bortell R., Neims A.H. Nitrofurantoin inhibition of mouse liver mitochondrial respiration involving NAD-linked substrates // Toxicol Appl Pharmacol. 1986. V. 84(3). P. 493-9.

Moreno S.N., Mason R.P., Docampo R. Reduction of nifurtimox and nitrofurantoin to free radical metabolites by rat liver mitochondria. Evidence of an outer membrane-located nitroreductase // J Biol Chem. 1984. V. 259(10). P. 6298-305. Theodore E. Gram. Chemically Reactive Intermediates and Pulmonary Xenobiotic Toxicity // Pharmacol Rev. 1997. V. 49(4). P. 297-341.

Moreno SN, Mason RP, Docampo R. Ca2+ and Mg2+-enhanced reduction of arsenazo III to its anion free radical metabolite and generation of superoxide anion by an outer mitochondrial membrane azoreductase // J Biol Chem. 1984. V. 259(23). P. 14609-16. Kruglov A.G., Subbotina K.B., Saris N.E. Redox-cycling compounds can cause the permeabilization of mitochondrial membranes by mechanisms other than ROS production // Free Radic Biol Med. 2008. V. 44(4). P. 646-56.