Гомо- и гетеродимеризация трансмембранных сегментов рецепторов семейства ERBB тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат физико-математических наук Минеев, Константин Сергеевич

• Минеев, Константин Сергеевич
• кандидат физико-математических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат физико-математических наук Минеев, Константин Сергеевич

Введение.

Глава 1. Обзор Литературы.

1.1 .Среды, имитирующие мембранное окружение.

1.1.1. Органические растворители.•.

1.1.2. Анизотропные среды.

1.1.3. Мицеллы.

1.1.4 Бицеллы.

1.1.5. «Нанодиски».

1.1.6. Липосомы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Гомо- и гетеродимеризация трансмембранных сегментов рецепторов семейства ERBB»

Клетки используют мембраны как барьер для разделения двух биологически различных сред. Транспорт вещества, передачу сигналов и энергии через эти барьеры, а также ряд других клеточных функций осуществляют мембранные белки [1]. Приблизительно треть от всех структурных генов кодируют именно такие белки [2]. Однако лишь одна из каждых пятисот расшифрованных пространственных структур высокого разрешения принадлежит белкам этого класса [2]. Значительная роль мембранных белков (таких как рецепторы, ионные каналы и др.) в процессах функционирования клетки объясняет важность создания новых медицинских препаратов, направленно действующих на мембранные белки, для чего, в первую очередь, необходимо понять принципы их пространственной организации и механизмы работы. Одним из наиболее важных шагов в этом направлении является получение пространственной структуры мембранных белков. Кроме того, необходимо знать, каким образом белок взаимодействует с мембраной, как изменяется его конформация при функционировании, насколько велика роль трансмембранного домена для его работы.

Основные методы получения пространственных структур высокого разрешения: рентгеноструктурный анализ и ЯМР-спектроскопия в растворе, -дают прекрасные результаты в применении к глобулярным водорастворимым белкам. В то же время, практически все мембранные белки нерастворимы в воде или же изменяют в водном растворе конформацию, а кристаллы таких белков, пригодных для изучения методом рентгеноструктурного анализа сложно вырастить. Множество проблем в получении образцов мембранных белков, пригодных для структурных исследований, кроется в необходимости воспроизвести воздействие, обычно оказываемое их природным сложным и анизотропным окружением. Структурные исследования методом ЯМР требуют создания условий, при которых белок растворим в высоких (порядка 1 мМ) концентрациях, монодисперсен, конформационно однороден и стабилен в течение дней или даже недель. Для решения этой проблемы необходимо создание новых анизотропных сред, по своим свойствам напоминающих клеточные мембраны, а также адаптация подобных систем, уже использующихся в других методах, к требованиям спектроскопии ЯМР в растворе.

Известно, что одной из наиболее часто встречающихся вторичных структур белков внутри мембраны являются полиспиральные участки, где две или несколько а-спиралей образуют трансмембранные домены, взаимодействующие как с мембраной, так и между собой [3]. На настоящий момент, доказано, что взаимодействия между спиралями непосредственно участвуют в работе мембранного белка, опосредуя переход некоторых рецепторов из активного в неактивное состояние [4,5]. Одним из наиболее удобных объектов для исследования среди а-спиральных мембранных белков являются рецепторные тирозин киназы (РТК), имеющие всего один трансмембранный сегмент, и активные в форме димера. Важным семейством РТК являются рецепторы ErbB, участвующие в регуляции широкого спектра клеточных процессов, как то: пролиферация, дифференцировка, клеточная подвижность и др. и вовлеченные в развития ряда заболеваний, в том числе раковых опухолей [6-10]. В настоящей работе методом спектроскопии ядерного магнитного резонанса (ЯМР) исследованы комплексы, образованные спиральными трансмембранными сегментами рецепторов семейства ErbB в средах, имитирующих мембранное окружение.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Минеев, Константин Сергеевич

Выводы

1) Методом гетероядерной спектроскопии ЯМР впервые определена пространственная структура трех представителей семейства ErbB. Полученные пространственные структуры представляют собой параллельные правозакрученные димеры а-спиралей с углом между осями спиралей 40-45°.

2) В определенных пространственных структурах плотная упаковка трансмембранных а-спиралей обусловлена остатками с небольшими боковыми цепями Ala, Ser и Gly, входящими в один из двух потенциальных мотивов димеризации, расположенный на N-конце спиралей. Полученные данные указывают на важную роль межспиральных водородных связей, образуемых боковыми цепями Ser и Thr, а также нестандартных слабых водородных связей СН-О, остатков Gly, Ser и Ala в спираль-спиральных взаимодействиях по GG4 мотивам.

3) Полученные структуры соответствуют активному, «связанному» состоянию рецепторов, что согласуется с известными мутациями, приводящими к раковой трансформации клеток, а также известными структурами лиганд-связывающего, киназного доменов и примембранного цитоплазматического участка. Структуры димеров ТМ доменов, определенные в рамках представленной работе точно вписываются в модель «сцепленного вращения», принятую для описания процессов активации РТК, а также объясняют роль ТМ сегментов в передаче сигнала.

Заключение

В рамках настоящей работы были определены пространственные структуры трансмембранных доменов трех рецепторов семейства ErbB. На примере полученных структур была продемонстрирована важность специфических контактов по типу водородных связей на интерфейсе взаимодействия а-спиралей и пластичность ТМ а-спиралей при их димеризации. Перечисленные факторы необходимо учитывать при предсказании термодинамических параметров взаимодействий между ТМ сегментами в мембранных белках. Полученные данные могут служить основой для разработки более точных методов, описывающих взаимодействия между спиралями в мембранных белках, и, соотвественно, для построения более реалистичных структурных моделей, необходимых для предсказания свойств мембранных белков исходя из их аминокислотных последовательностей.

Основываясь на полученных в работе пространственных структурах с учетом упомянутых принципов спираль-спирального взаимодействия в мембранных белках возможно рационально разработать новые типы лекарственных препаратов, имеющих в качестве мишеней не внеклеточные, а трансмембранные домены рецепторов, каналов и пр. Подобные попытки уже предпринимались, в том числе для рецептора EGFR были продемонстрированы ингибирующие свойства изолированных трансмембранных сегментов [104]. Также была показана иммуномодулирующая активность трансмембранных пептидов Т-клеточных рецепторов [179]. Основной проблемой, препятствующей созданию препаратов такого типа, является отсутствие методов рационального проектирования подходящей аминокислотной последовательности подобных пептидов. Определение принципов, лежащих в основе спираль-спиральных взаимодействий в мембранных белках, позволит преодолеть это препятствие и представленная работа также может внести в это свой вклад.

Список литературы диссертационного исследования кандидат физико-математических наук Минеев, Константин Сергеевич, 2010 год

1. Tetsch L, Jung К. How are signals transduced across the cytoplasmic membrane? Transport proteins as transmitter of information. Amino Acids. 37(3) (2009) 467-77.

2. Sanders CR, Sonnichsen F. Solution NMR of membrane proteins: practice and challenges. Magn Reson Chem. 44 (2006)

3. Engel A, Gaub HE. Structure and mechanics of membrane proteins. Annu Rev Biochetn.77 (2008) 127-48.

4. Moriki T, Maruyama Д Muruyama IN. Activation of preformed EGF receptor dimers by ligand-induced rotation of the transmembrane domain. J Mol Biol. 311(5) (2001) 1011-26.

5. DeCoursey ТЕ. Voltage-gated proton channels. Cell Mol Life Sci. 65(16) (2008) 2554-73.

6. Warren CM, Landgraf R. Signaling through ERBB receptors: multiple layers of diversity and control. Cell Signal. 18(7) (2006) 923-33.

7. Iwamoto R, Mekada E. ErbB and HB-EGF signaling in heart development and function. Cell Struct Funct.;31(1) (2006) 1-14.

8. Roskoski R Jr. The ErbB/HER receptor protein-tyrosine kinases and cancer. Biochem Biophys Res Commun. 319(1) (2004) 1-11.

9. Hynes NE, MacDonald G. ErbB receptors and signaling pathways in cancer. Curr Opin Cell Biol. 21(2) (2009) 177-84.

10. Olayioye MA, Neve RM, Lane HA, Hynes NE. The ErbB signaling network: receptor heterodimerization in development and cancer. EMBO J. 19(13) (2000) 3159-67.

11. Arseniev AS, Barsukov IL, Bystrov VF, Lomize AL, Ovchinnikov YuA. 1H-NMR study of gramicidin A transmembrane ion channel. Head-to-head right-handed, single-stranded helices. FEBS Lett. 186(2) (1985) 168-74.

12. Marion D, ZasloffM, Box A. A two-dimensional NMR study of the antimicrobial peptide magainin 2. FEBS Lett. 227(1) (1988) 21-6.

13. Sobol AG, Arseniev AS, Abdulaeva GV, Musina LYu, Bystrov VF. Sequence-specific resonance assignment and secondary structure of (1-71) bacterioopsin. J Biomol NMR. 2(2) (1992) 161-71.

14. Barsukov IL, Nolde DE, Lomize AL, Arseniev AS. Three-dimensional structure of proteolytic fragment 163-231 of bacterioopsin determined from nuclear magnetic resonance data in solution. Eur J Biochem.206(3): (1992) 665-72.

15. Fillingame RH, Dmitriev OY. Structural model of the transmembrane Fo rotary sector of H+-transporting ATP synthase derived by solution NMR and intersubunit cross-linking in situ. Biochim. Biophys. Acta; 1565 (2002) 232-245.

16. Girvin ME, Rastogi VK, Abildgaard F, Markley JL, FillingameRH. Solution structure of the transmembrane H+-transporting subunit с of the FIFO ATP synthase. Biochemistry; 37 (1998) 8817-8824И

17. Vinogradova O, Budola P, Czerski L, Sonnichsen FD, SandersCR. Escherichia coli diacylglycerol kinase: a case study in the application of solution NMR methods to an integral membrane protein. Biophys. J.; 72 (1997) 2688.

18. Ozawa K, Wu PS, Dixon NE, Otting G. TV-Labelled proteins by cell-free protein synthesis. Strategies for high-throughput NMR studies of proteins and protein-ligand complexes. FEBS J. 273(18) (2006) 4154-9.

19. Goto NK, Kay LE. New developments in isotope labeling strategies for protein solution NMR spectroscopy. Curr Opin Struct Biol. 10(5) (2000) 585-92.

20. Kainosho M. Isotope labelling of macromolecules for structural determinations. Nat Struct Biol. 4 Suppl (1997) 858-61.

21. Englander J, Cohen L, Arshava B, Estephan R, Becker JM, Naider F. Selective labeling of a membrane peptide with 15N-amino acids using cells grown in rich medium. Biopolymers.;84(5) (2006) 508-18.

22. Tugarinov V, Kay LE. An isotope labeling strategy for methyl TROSY spectroscopy. J Biomol NMR. 28(2) (2004) 165-72.

23. Krueger-Koplin RD, Sorgen PL, Krueger-Koplin ST, Rivera-Torres IO, Cahill SM, Hicks DB, Grinius L, Kruhvich ТА, Girvin ME. An evaluation of detergents for NMR structural studies of membrane proteins. J Biomol NMR. 28(1) (2004) 43-57.

24. Fernandez C, Hilty C, Wider G, Gilntert P, Wiithrich K. NMR structure of the integral membrane protein OmpX. J Mol Biol. 336(5) (2004)1211-21.

25. Hwang PM, Choy WY, Lo EI, Chen L, Forman-Kay JD, Raetz CR, Prive GG, Bishop RE, Kay LE. Solution structure and dynamics of the outer membrane enzyme PagP by NMR. Proc Natl Acad Sci USA. 99(21) (2002) 13560-5.

26. Arora A, Abildgaard F, Bushweller JH, Tamm LK: Structure of outer membrane protein A transmembrane domain by NMR spectroscopy. Nat Struct Biol 8 (2001) 334-338.

27. Liang B, Tamm LK: Structure of outer membrane protein G by solution NMR spectroscopy. Proc Natl Acad Sci, 104 (2007) 16140-16145.

28. Hiller S, Garces RG, Malia TJ, Orekhov VY, Colotnbini M, Wagner G. Solution structure of the integral human membrane protein VDAC-1 in detergent micelles. Science. 321(5893) (2008) 1206-10.

29. Hiller S, Wagner G. The role of solution NMR in the structure determinations of VDAC-1 and other membrane proteins. Curr Opin Struct Biol 19(4) (2009) 396-401.

30. Bayrhuber M, Meins T, Habeck M, Becker S, Giller K, Villinger S, Vonrhein C, Griesinger C, ZwecLstetter M, Zeth K. Structure of the human voltage-dependent anion channel. Proc Natl Acad Sci USA. 105(40) (2008) 15370-5.

31. MacKenzie KR, Prestegard JH, Engelman DM. A transmembrane helix dimer: structure and implications. Science. 276(5309) (1997) 131-3

32. Call ME, Schnell JR, Xu C, Lutz RA, ChouJJ, Wucherpfennig KW. The structure of the zetazeta transmembrane dimer reveals features essential for its assembly with the T cell receptor. Cell. 127(2) (2006) 355-68

33. Schnell JR, Chou JJ: Structure and mechanism of the M2 proton channel of influenza A virus. Nature 451 (2008) 591-595

34. Oxenoid K, Chou JJ The structure of phospholamban pentamer reveals a channel-like architecture in membranes. Proc Natl Acad Sci 102 (2005) 10870-10875.

35. Roosild TP, Greemvald J, Vega M, Castronovo S, Riek R, Choe S. NMR structure of Mistic, a membrane-integrating protein for membrane protein expression. Science. 307(5713) (2005) 1317-21.

36. Chill JH, Louis JM, Miller C, Box A. NMR study of the tetrameric KcsA potassium channel in detergent micelles. Protein Sci. 15(4) (2006) 684-98.

37. Gautier A, Kirkpatrick JP, Nietlispach D. Solution-state NMR spectroscopy of a seven-helix transmembrane protein receptor: backbone assignment, secondary structure, and dynamics. Angew Chem Int Ed Engl. 47(38) (2008) 7297-300.

38. Van Horn WD, Kim HJ, Ellis CD, Hadziselimovic A, Sulistijo ES, Karra MD, Tian C, Sonnichsen FD, Sanders CR. Solution nuclear magnetic resonance structure of membrane-integral diacylglycerol kinase. Science. 324(5935) (2009) 1726-9.

39. Columbus L, Lipfert J, Jambimathan K, Fox DA, Sim AY, Doniach S, Lesley SA. Mixing and matching detergents for membrane protein NMR structure determination. J Am Chem Soc. 131(21) (2009) 7320-6.

40. Sulistijo ES, Mackenzie KR. Structural basis for dimerization of the BNIP3 transmembrane domain. Biochemistry. 48(23) (2009) 5106-20.

41. L i\1, Biverstahl H, G A, Mciler L. Structure and positioning comparison of two variants of penetratin in two different membrane mimicking systems by NMR. Eur J Biochem. 270(14) (2003) 3055-63.

42. Chou G.J., Kaufman J.D., Stahl S.J., Wingfield P.T., BaxA., Micelle-induced Curvature in Water-Insoluble HIV-1 Env Peptide, Revealed by NMR Dipolar Coupling Measurement in Stretched polyacrilamide. JACS, 124(11) (2002), 2450-2451.

43. Paget SF, Girvin ME. Solution NMR of membrane proteins in bilayer mimics: small is beautiful, but sometimes bigger is better. Biochim Biophys Acta. 1768(12) (2007) 3098106.

44. Fernandez C, Wuthrich K: NMR solution structure determination of membrane proteins reconstituted in detergent micelles. FEBS Lett 555 (2003) 144-150.

45. Void R.R Prosser R.S., Deese. A.J. Isotropic Solutions of phospholipid micelles: A new membrane mimetic for high-resolution NMR studies of polypeptides. J. Biomol. NMR, 9 (1997) 329-335.

46. Luchette PA, Vetman TN, Prosser RS, Hancock RE, Nieh MP, Glinka CJ, Krneger S, Katsaras J. Morphology of fast-tumbling bicelles: a small angle neutron scattering and NMR study. Biochim. Biophys. Acta 1513 (2001) 83-94.

47. Howard, K. P., Opella, S. J. High-resolution solid-state NMR spectra of integral membrane proteins reconstituted into magnetically oriented phospholipid bilayers. J. Magn. Reson. В 112 (1996) 91-94.

48. J. Bian, M.F. Roberts, Phase separation in short-chain lecithin/gelstate long-chain lecithin aggregates, Biochemistry 29 (1990) 7928-7935.

49. R.R. Void, R.S. Prosser, Magnetically oriented phospholipid bilayered micelles for structural studies of polypeptides. Does the ideal bicelle exist? J. Magn. Reson., В 113 (1996) 267-271.

50. J.F. Nagle, S. Tristam-Nagle, Structure of lipid bilayers, Biochim. Biophys. Acta 1469 (2000) 159- 195.

51. T.-L. Lin, S.-H. Chen, N.E. Gabriel, M.F. Roberts, Use of small-angle neutron scattering to determine the structure of dihexanoylphosphatidylcholine micelles, J. Am. Chem. Soc. 108 (1986)3499-3507.

52. Glover KJ, Whiles JA, Wu G, Yu N, Deems R, Struppe JO, Stark RE, Komives EA, Void RR. Structural evaluation of phospholipid bicelles for solution-state studies of membrane-associated biotnolecules. Biophys J. 81(4) (2001) 2163-71.

53. Lee D, Walter KF, Bruckner AK, Hilty C, Becker S, Griesinger C. Bilayer in small bicelles revealed by lipid-protein interactions using NMR spectroscopy. J Am Chem Soc. 130(42) (2008) 13822-3.

54. Poget SF, Cahill SM, Girvin ME. Isotropic bicelles stabilize the functional form of a small multidrug-resistance pump for NMR structural studies. J Am Chem Soc. 129(9) (2007) 2432-3.

55. Lind J, Nordin J, Maler L. Lipid dynamics in fast-tumbling bicelles with varying bilayer thickness: effect of model transmembrane peptides. Biochim Biophys Acta. 1778(11) (2008) 2526-34.

56. Ren, J.; Lew, S.; Wang, J.; London, E., Control of the transmembrane orientation and interhelical interactions within membranes by hydrophobic helix length. Biochemistry 38 (1999) 5905.

57. Whiles J.A., Glover KJ, Melacini G, Komives EA, Void. RR, Orientation and effects of Mastoparan X on Phospholipid Bicelles. Biophysical Journal, 80 (2001) 280-293.

58. Struppe J, Whiles J A, Void RR. Acidic phospholipid bicelles: a versatile model membrane system. Biophys J. 78(1) (2000) 281-9.

59. Cevc, G., Marsh D. Bilayers: Phospholipid Physical Principles and Models. Wiley-Interscience, New York. (1987)

60. Valiyaveetil FI, Zhou Y, MacKinnon. R, Lipids in the Structure, Folding and function of KcsA K+ channel. Biochemistry 41, (2002) 10771-10777.

61. Glover KJ, Whiles JA, Void RR, Melacini. G., Position of residues in transmembrane peptides with respect to the lipid bilayer: A combined lipid NOEs and water chemical exchange approach in phospholipid bicelles. J. Biomol. NMR, 22 (2002): 57-64.