Гидролитические ферменты морских бактерий, модифицирующие биополимеры: молекулярное клонирование и свойства тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Балабанова, Лариса Анатольевна

• Балабанова, Лариса Анатольевна
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Балабанова, Лариса Анатольевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1. РАСПРЕДЕЛЕНИЕ И РОЛЬ ГИДРОЛИТИЧЕСКИХ ФЕРМЕНТОВ МОРСКИХ БАКТЕРИЙ.

2. ГИДРОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ, МОДИФИЦИРУЮЩИЕ ПОЛИСАХАРИДЫ.

2.1. СПЕЦИФИЧНОСТЬ И МЕХАНИЗМ ДЕЙСТВИЯ ГЛИКОЗИДГИДРОЛАЗ.

2.2. КЛАССИФИКАЦИЯ ГЛИКОЗИДГИДРОЛАЗ.

2.3. СУБСТРАТЫО-ГЛИКОЗИДГИДРОЛАЗ.

2.4. а-ГАЛАКГОЗИДАЗЫ.

2.4.1. РАСПРЕДЕЛЕНИЕ И ФИЗИОЛОГИЧЕСКАЯ РОЛЬ а-ГАЛАКТОЗИДАЗ.

2.4.2. ГЕНЕТИЧЕСКАЯ РЕГУЛЯЦИЯ БИОСИНТЕЗА а-ГАЛАКТОЗИДАЗ.

2.4.3. МОЛЕКУЛЯРНЫЕ И КАТАЛИТИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА а-ГАЛАКТОЗИДАЗ.

2.4.4. СТРУКТУРНО-ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ОСОБЕННОСТИ а-ГАЛАКТОЗИДАЗ.

3. ГИДРОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ, МОДИФИЦИРУЮЩИЕ ПОЛИНУКЛЕОТИДЫ.

3.1. КЛАССИФИКАЦИЯ И МЕХАНИЗМ ДЕЙСТВИЯ НУКЛЕАЗ.

3.2. СУБСТРАТЫ НУКЛЕАЗ.

3.3. ЩЕЛОЧНЫЕ ФОСФАТАЗЫ.

3.3.1. РАСПРЕДЕЛЕНИЕ И ФИЗИОЛОГИЧЕСКАЯ РОЛЬ ЩЕЛОЧНЫХ ФОСФАТАЗ.

3.3.2. ГЕНЕТИЧЕСКАЯ РЕГУЛЯЦИЯ БИОСИНТЕЗА ЩЕЛОЧНЫХ ФОСФАТАЗ.

3.3.3. МОЛЕКУЛЯРНЫЕ И КАТАЛИТИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА ЩЕЛОЧНЫХ ФОСФАТАЗ.

3.3.4. СТРУКТУРНО-ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ОСОБЕННОСТИ ЩЕЛОЧНЫХ ФОСФАТАЗ.

II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

1. СКРИНИНГ О-ГЛИКОЗИДГИДРОЛАЗ И ЩЕЛОЧНЫХ ФОСФАТАЗ В МОРСКИХ БАКТЕРИЯХ И ХАРАКТЕРИСТИКА ШТАММОВ.

2. а-ГАЛАКТОЗИДАЗА ИЗ МОРСКОЙ БАКТЕРИИ РВЕиООАЬТЕЯОМОЫАВ БР.

2.1. ВЫДЕЛЕНИЕ И ОЧИСТКА а-ГАЛАКТОЗИДАЗЫ PSEUDOALTEROMONAS SP.

2.2. МОЛЕКУЛЯРНЫЕ И ФЕРМЕНТАТИВНЫЕ СВОЙСТВА а-ГАЛАКГОЗИДАЗЫ PSEUDOALTEROMONAS SP.

2.3. ПЕРВИЧНАЯ СТРУКТУРА а-ГАЛАКГОЗИДАЗЫ PSEUDOALTEROMONAS SP.

2.4. ВТОРИЧНАЯ СТРУКТУРА а-ГАЛАКТОЗИДАЗЫ PSEUDOALTEROMONAS SP.

2.5. СТРУКТУРНЫЕ ОСОБЕННОСТИа-ГАЛАКТОЗИДАЗ 27 И36 СЕМЕЙСТВ.

2. б. МОДЕЛИРОВАНИЕ ПРОСТРАНСТВЕННОЙ СТРУКТУРЫ а-ГАЛАКТОЗИДАЗЫ

PSEUDOALTEROMONAS SP.

2.7. ФИЛОГЕНЕТИЧЕСКИЙ АНАЛИЗ а-ГАЛАКТОЗИДАЗ.

3. ЩЕЛОЧНАЯ ФОСФАТАЗА ИЗ МОРСКОЙ БАКТЕРИИ COBETIA MARINA.

3.1. ВЫДЕЛЕНИЕ И ОЧИСТКА ЩЕЛОЧНОЙ ФОСФАТАЗЫ COBETIA MARINA.

3.2. МОЛЕКУЛЯРНЫЕ И ФЕРМЕНТАТИВНЫЕ СВОЙСТВА ЩЕЛОЧНОЙ ФОСФАТАЗЫ COBETIA MARINA.

3.3. ПЕРВИЧНАЯ СТРУКТУРА ЩЕЛОЧНОЙ ФОСФАТАЗЫ СОВЕТЫ MARINA.

3.4. ПРОСТРАНСТВЕННАЯ СТРУКТУРА ЩЕЛОЧНОЙ ФОСФАТАЗЫ СОВЕТЫ MARINA.

3.5. ЭКСПРЕССИЯ ЩЕЛОЧНОЙ ФОСФАТАЗЫ СОВЕТЫ MARINA.

3.6. ФИЛОГЕНЕТИЧЕСКИЙ АНАЛИЗ ЩЕЛОЧНЫХ ФОСФАТАЗ.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Гидролитические ферменты морских бактерий, модифицирующие биополимеры: молекулярное клонирование и свойства»

Морские микроорганизмы всегда были и будут объектом фундаментальных исследований в самых разных областях науки. Несмотря на то, что Океан еще мало изучен, очевидно, что именно морская микробиота играет ключевую роль в классической цепи круговорота энергии и вещества, превращая их в источники необходимых элементов на высших трофических уровнях [1]. Другими словами, микробиота обладает набором таких биологических инструментов, как экзо- и эндоферменты, которые участвуют во всех биохимических процессах, - от синтеза простейших органических соединений до деградации и утилизации высокомолекулярных органических остатков в морской воде (ДНК, РНК, белков, полисахаридов) (Рис.1). К тому же ферменты морских микроорганизмов в процессе эволюции были адаптированы к условиям крайних значений температур, давления, солнечной энергии, концентрации солей и дефицита источников питания [2-41. Эти факты являются краеугольным камнем в понимании структурно-функциональных особенностей макромолекул, производимых морскими микроорганизмами. В целом, изучение молекулярно-генетического состава любой морской бакгерии вносит определенный вклад в понимание процессов метаболизма, физиологии, механизмов адаптации всех участников биологического сообщества. Более того разнообразие генетического материала в морской среде, его эволюционная динамика и пластичность, участие в экологических процессах оказывает глобальный эффект на скорость круговорота энергии и материи в океане равно как и на биогеохимический круговорот, состав атмосферы и

МкгоЬй! 1оа6 тЪ климат Земли в целом [5-6[.

На сегодняшний день изучены свойства, клонированы гены и определены структуры большого количества ферментов наземных бактерий, грибов и растений, среди которых около 30% составляют гидролазы. Данные о структурах и функциях таких же ферментов из морских

Рис. 1. Роль морской микробиоты в круговороте веществ. объектов практически отсутствуют, а было бы полезно пополнить такого рода информацию и прояснить многие вопросы - например, насколько богато структурное разнообразие гидролитических ферментов в природе, как отражается на их свойствах и функциях и зависит ли от мест обитания их источников? Интересно отметить что, несмотря на многообразие первичных структур гидролаз в природе, существует весьма ограниченное число структур каталитических центров, которые являются трехмерным продуктом сворачивания полипептидной цепи белка. Вероятно, существует определенный алгоритм сборки таких структур, позволяющий в нужной точке пространства локализовать необходимую функциональную группу белка. Этот алгоритм определяется в свою очередь первичной последовательностью аминокислот и может быть назван условно вторичным кодом. Почему природа оказалась столь скудна на разнообразие каталитических структур? Можно высказать предположение, что возникновение эффективных каталитических структур - событие в высшей степени редкое. Возникшие эволюционным или случайным образом структуры природа «запомнила» и научилась использовать во всем многообразии обсуждаемых классов ферментов [7]. Возможно, ответ на вопрос о первопричине возникновения ограниченного числа типов эффективных каталитических структур кроется именно в море - колыбели всей жизни на Земле. С появлением первой информации о первичной структуре некоторых ферментов из морских микроорганизмов и сравнительном анализе их с наземными аналогами стало появляться представление о молекулярных механизмах, определяющих столь необычные физико-химические свойства ферментов морского происхождения как высокая удельная активность, устойчивость к неблагоприятным факторам - высокой солености, давлению, низким температурам. Это объясняется особым строением функционально значимых участков белковых молекул, которое легло в основу механизма адаптации микроорганизмов к суровым условиям обитания в морской среде. Одна из стратегий такой адаптации заключается в уменьшении количества межмолекулярных и внутримолекулярных связей в молекулах ферментов, что позволяет увеличивать эффективность каталитической реакции за счет увеличения числа оборотов их активных центров [2-3].

Традиционные схемы получения информации о биоразнообразии морских бактерий и продуктах экспрессии их генов включают в первую очередь скрининг, отбор и тестирование огромного количества материала. Но это трудоемкий и затратный процесс для достижения конечной антропогенной цели большинства этих исследований - создание жизненно и коммерчески важных биотехнологических продуктов для использования в медицине, пищевой промышленности и генной инженерии. Сейчас уже существует технология рекомбинантных ДНК, позволяющая получать в больших количествах как ценные низкомолекулярные вещества, так и макромолекулы, в том числе и различные гидролитические ферменты, используемые для модификации биополимеров, которые в естественных условиях синтезируются в минимальных количествах [8].

Так, щелочные фосфатазы (ЩФ) бактерий являются широко распространенными в природе ферментами, катализирующими удаление 5'-фосфатных групп в полимерных молекулах нуклеиновых кислот и их мономерных предшественниках, а также расщепление макроэргических связей рибо- и дезоксирибонуклеозидтрифосфатов, что определяет их важную роль в метаболизме нуклеиновых кислот и круговороте фосфора в симбиотическом сообществе [9-10]. Практический интерес к ЩФ объясняется их широким использованием в генной инженерии для дефосфорилирования ДНК перед лигированием; в гибридизационной технике при хемилюминесцентном мечении генов для получения конъюгатов с олигонуклеотидами; для создания генетических конструкций на основе гена щелочной фосфатазы (векторов, плазмид-реперов); в медицине для получения иммуноконъюгатов; в диагностике для получения рекомбинантных диагностических антител к клеточным рецепторам с целью создания реперных белков и т.д. [11-13]. Существуют немало наземных источников ЩФ, но выделенные из них ферменты имеют ряд недостатков, таких как низкая активность, примеси диэстеразной активности, неустойчивость к химическим модификациям и длительному хранению [14].

Большой научно-практический интерес представляют и гликозидазы, широко используемые при исследовании антигенной структуры различных биологических объектов, в том числе клеток крови [15]. Частным случаем энзиматической модификации антигенов является направленное изменение групповой специфичности эритроцитов человека а-галактозидазой, что позволяет из эритроцитов с различной групповой специфичностью получать эритроциты 0(1)-группы крови ("универсальный донор") [16]. Литературные данные указывают на то, что в отличие от гликозидаз эукариотического происхождения, ферменты бактерий действуют в условиях нейтральных рН, физиологичных для эритроцитов [17]. Однако на сегодняшний день среди известных бактерий наземного происхождения пока не выявили подходящих продуцентов а-галактозидаз с требуемой специфичностью и оптимумом рН.

Несмотря на то, что данные о структурах и функциях гидролаз из морских бактерий практически отсутствуют, уже имеющиеся сведения указывают на их преимущества перед известными аналогами [14, 16, 19]. Так как они синтезируются в основном в глубоководных акваториях, являясь основными поставщиками фосфора, азота и углерода, можно предположить, что суровые условия обитания повлияли на их функциональные особенности и свойства, например способность к каталитическому расщеплению, приводящему к модификации сложных биополимеров, которые имеют в своем составе нуклеиновые кислоты, полисахариды и другие субстраты - составляющие важных биологических субстанций [9-10,18-20].

Таким образом, широкие возможности использования уникальных свойств ферментов морских микроорганизмов для целей биотехнологии и медицины определяют необходимость исследования их молекулярно-генетических характеристик и создания суперпродуцентов ценных рекомбинантных белков.

Цель настоящей работы заключалась в разработке общего подхода к установлению структурно-функциональной организации и свойств молекул гидролаз морских бактерий. Объектами исследования были выбраны гидролазы класса Огликозидгидролаз и фосфомоноэстераз, имеющие биотехнологическую ценность в способности модифицировать биополимеры. В соответствии с заявленной целью работы были поставлены следующие задачи:

1. Провести в морских бактериях скрининг гидролитических ферментов класса О-гликозидгидролаз и фосфомоноэстераз, модифицирующих соответственно полисахариды и нуклеиновые кислоты.

2. Выделить и изучить свойства а-галактозидазы из морской бактерии Pseudoalteromonas sp. КММ701, катализирующей удаление групповой специфичности В(Ш)-группы крови человека с трансформацией эритроцитов в 0(1)-группу крови.

3. Установить первичную структуру и построить теоретическую модель пространственной структуры а-галактозидазы из морской бактерии Pseudoalter omonas sp. КММ701.

4. Выделить и изучить свойства ЩФ из морской бактерии Cobetia marina.

5. Установить первичную структуру и построить теоретическую модель пространственной структуры ЩФ из морской бактерии Cobetia marina.

6. Провести экспрессию ЩФ из морской бактерии Cobetia marina в клетках Escherichia coli.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

I. РАСПРЕДЕЛЕНИЕ И РОЛЬ ГИДРОЛИТИЧЕСКИХ ФЕРМЕНТОВ МОРСКИХ

БАКТЕРИЙ

Ферменты из морских источников, благодаря своим необычным биохимическим свойствам, продолжают привлекать интерес многих исследователей [21]. Большая часть обитателей морского сообщества, в том числе морские бактерии, приспособлены к жизнедеятельности при низких температурных режимах, особенно в глубоководных и донных зонах акваторий. В процессе адаптации морские бактерии научились вырабатывать внеклеточные высокомолекулярные соединения, помогающие им формировать колонии (биопленки) и обеспечивать криопротекцию клеток. С другой стороны такие бактерии должны обладать способностью частично или полностью разрушать эти высокомолекулярные соединения для продолжения своего жизненного цикла. Учитывая все трудности выживания в такой среде, не удивительно, что морские бактерии синтезируют уникальные ферменты, в том числе и гидролазы, модифицирующие биополимеры. [20-27]. В морской среде можно встретить большой спектр гидролитических ферментов, включающих внеклеточные ферменты в растворимых фракциях и ферменты, ассоциированные с нерастворимыми в воде частицами [28-30]. И, если для водорослей и морских животных определяющим фактором, регулирующим экспрессию тех или иных ферментов, является соотношение внутренних концентраций С:№Р, то для морских бактерий существует еще и дополнительный механизм индукции ферментов, зависящий от внешних факторов: стехиометрического состава С:И:Р окружающей среды, доминирования тех или иных обитателей морского сообщества, глубины, солености, температуры, а также фактической потребности в первичных элементах высших организмов-хозяев [10-11,31].

Кроме того, большинство ферментов морских организмов, находясь в условиях высокого давления, вязкости, солености и низкой температуры, выработали ряд внутримолекулярных механизмов, увеличивающих эффективность каталитической реакции (к^/Км) за счет повышения числа оборотов активных центров (¿каО-Каталитические показатели гидролаз из психрофильных источников могут во много раз превышать показатели мезофильных аналогов [32-35].

Комплексные исследования биогеоценозов показали, что бактерии, имеющие симбиотрофные отношения с другими членами сообщества, способны продуцировать более высокоактивные ферменты, чем свободноживущие бактерии [10, 36-37]. Интересным оказался и тот факт, что гидролитические ферменты встречаются в большом количестве в очень глубоководных придонных и эвтрофных зонах акваторий, несмотря на относительно высокое содержание в этих местах органических остатков. Это объясняется несколькими причинами: во-первых, оседающие на дно частицы могут быть уже ассоциированы с ферментами и таким образом являться их поставщиками в глубоководные слои [10, 38]. Во-вторых, экспрессия ферментов морских бактерий, возможно, не лимитируется повышенным содержанием субстратов, так как бактериальная часть сообщества играет роль и генератора и основного потребителя эссенциальных элементов, высвобождающихся из деградирующих органических остатков [39-40]. Некоторые исследователи считают, что экспрессия неиндуцибельных ферментов в бактериях, независящая от концентрации субстратов в окружающей среде, является показателем того, что эти бактерии живут в условиях симбиоза [41]. И, наконец, уже известно, что адаптированные к низким температурам ферменты имеют такую структуру, которая обеспечивает пониженное сродство молекулы фермента к субстрату и его аналогам, благодаря чему увеличивается показатель Км, но отсюда вытекает и индифферентность молекул фермента к высокой концентрации продуктов реакции в инкубационной среде. Это один из механизмов холодовой адаптации, когда незначительные аминокислотные замены в первичной структуре фермента приводят к уменьшению количества межмолекулярных и/или внутримолекулярных ковалентных связей в четвертичной структуре, что увеличивает подвижность слабо связанных между собой субъединиц [42-43]. Недавно было установлено, что уменьшение количества межатомных связей в молекулах щелочных фосфатаз психрофильных морских бактерий привело к более глобальной реорганизации структуры вплоть до существования функционального белка в мономерной форме, тогда как все остальные ЩФ не могут проявлять активность без дополнительного этапа образования димера [3,44].

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Балабанова, Лариса Анатольевна

выводы

1. Выявлено, что бактерии родов Pseudoalteromonas, Vibrio, Corynebacterium и Bacillus являются перспективными продуцентами а-гал. Впервые в морской бактерии Pseudoalteromonas sp. (КММ701, ВКМ В-2135Д) была обнаружена внутриклеточная а-гал, способная с высокой эффективностью катализировать отщепление а-1,3-связанного остатка галактозы с невосстанавливающего конца детерминанты В(Ш)-группы крови человека, что приводит к модификации эритроцитов в 0(1)-группу. Получен препарат а-гал Pseudoalteromonas sp. КММ701 с удельной активностью 231ед./мг и молекулярной массой белка 170±ЗкДа (80.5кДа субъединица). Обработка таким препаратом в количестве 0,24ед/мл суспензии 15-20% эритроцитов в растворе 0,9% NaCl (рН 7,3) в течение Зч при 20°С приводит к полной инактивации серологической активности эритроцитов В(1П)-группы при отсутствии гемагглютинации и протеазной активности.

2. Впервые установлена структура а-гал Pseudoalteromonas sp. КММ701, принадлежащей к семейству GH36, на основании которой была построена теоретическая модель пространственной структуры и проведен анализ возможных каталитических участков фермента. Показано, что а.о. Glu338, Asp451, Asp519 образуют активный центр фермента и осуществляют те же функции в каталитических реакциях, что и Asp51, 130, 185 в а-гал риса, принадлежащей к семейству GH27. Впервые с помощью расчетных методов осуществлена суперпозиция третичных структур О-гликозидгидролаз GH27 и GH36, показавшая различия в пространственной организации их молекул наряду со сходством механизма каталитического действия. Проведен филогенетический анализ О-гликозидгидролаз GH27 и GH36, который показал многообразие структур и общность происхождения их представителей.

3. Выявлено, что бактерии родов Aeromonas, Acinetobacter, Cytophaga-Flexibacter, Flavobacterium, Micrococcus, Pseudomonas, Vibrio являются перспективными продуцентами ЩФ. Впервые в целомической жидкости мидии Crenomytilus grayanus был обнаружен штамм морской бактерии Cobetia marina (КММ296, ВКМ В-2021 Д) -продуцент периплазматической ЩФ с очень высокой исходной активностью. Получен препарат ЩФ Cobetia marina с удельной активностью 14000-15000 ДЭА ед/мг, молекулярной массой белка 55кДа, рН-оптимумом 10.3, температурным оптимумом 40-45°С, устойчивый к хранению и химическим модификациям. Фермент имеет большую эффективность при дефосфорилировании 5'-концов фрагментов ДНК по сравнению с ЩФ E.coli. Фермент выводится из реакции при нагревании 60°С в течение 10-15мин в присутствии ЮмМ ДЦТ.

4. Впервые установлена первичная структура мономерной ЩФ Cobetia marina, построена теоретическая модель пространственной структуры и проведен анализ возможных каталитических участков ЩФ. Впервые с помощью расчетных методов была определена ионоспецифичность условных металлосвязывающих сайтов ЩФ Cobetia marina. Проведен филогенетический анализ ЩФ, который показал, что ЩФ морских у-протеобактерий представляют самостоятельный клан ферментов, дивергированный от общего предка, и имеющий параллельное, автономное развитие по отношению к остальным бактериальным ЩФ.

5. Впервые на примере анализа структуры и свойств 0-гликозидгидролаз и фосфомоноэстераз показана одна из стратегий холодовой адаптации морских бактерий за счет уменьшения количества внутри- и межмолекулярных связей в молекулах гидролаз и, как следствие, уменьшения аффинности субстратов и увеличения эффективности каталитических реакций.

6. Впервые получен рекомбинантный белок ЩФ Cobetia marina, проявляющий ферментативную активность после конформационного созревания в результате инкубирования с 1мМ Zn2+.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Балабанова, Лариса Анатольевна, 2007 год

1. Arrigo K.R. Marine microorganisms and global nutrient cycles // Nature. 2005. Vol. 437. P. 349-355.

2. Rina M., Pozidis C., Mavromatis K., Tzanodaskalaki M., Kokkinidis M. and Bouriotis V. Alkaline phosphatase from the Antarctic strain TAB5. Properties and psychrophilic adaptations // Eur. J. Biochcm. 2000. Vol. 267. P. 1230-1238.

3. Asgcirsson В., Andresson O.S. Primary structure of cold-adapted alkaline phosphatase from a Vibrio sp. as a deduced from the nucleotide gene sequence // Biochim. Biophys. Act. 2001. Vol. 1549. P. 99-111.

4. Turkiewicz M., Kur J., Biakowska A., Cieliski H., Kalinowska H., Bielecki S. Antarctic marine bacterium Pseudomonas sp. 22b as a source of cold-adapted (1-galactosidase // Biomol. Eng. 2003. Vol. 20. N 4-6. P. 317-324.

5. DeLong E.F., Karl D.M. Genomic perspectives in microbial oceanography // Nature. 2005. Vol. 437. P. 336-342.

6. Suttlc C.A. Viruses in the sea // Nature. 2005. Vol. 437. P. 356-361.

7. Варфоломеев С.Д., Пожитков A.E. Активные центры гидролаз: основные типы структур и механизм катализа// Вести. Моск. Ун-та. Сер. 2. Химия. 2000. Т.41. № 3. С. 147-156.

8. Глик Б., Пастернак Дж. Молекулярная биотехнология. М.: Мир, 2002. -589 с.

9. Bjorkman К., Karl D. Bioavailability of inorganic and organic phosphorus compounds to natural assemblages of microorganisms in Hawaiian coastal waters // Marine Ecol. Prog. Ser. 1994. Vol. 111. P.265-273.

10. Hoppe H-G. Phosphatase activity in the sea // Hydrobiologia. 2003. Vol. 493. P. 187-200.

11. McComb R.B., Bowers G.N., Posen S. Alkaline Phosphatase. NY: Plenum Press, 1979. -986 p.

12. Boulain J.C, Ducancel F. Expression of Recombinant Alkaline Phosphatase Conjugates in Escherichia coli // Methods Mol. Biol. 2004. Vol. 267. P. 101-112.

13. Plisova E.Yu., Balabanova L.A., Ivanova E.P., Kozhemyako V.B., Mikhailov V.V., Agafonova E.V., Rasskazov V.A. A highly active alkaline phosphatase from the marine bacterium Cobetia marina // Mar. Biotechnol. 2005. Vol. 7. N 3. P. 173-178.

14. Scigelova M., Singh S., Crout D.H.G. Glycosidases a great synthetic tool // J. Mol. Catal. B. 1988. V. 6. P. 438-494.

15. Olsson M.L., Hill C.A., Vega H, Liu Q.P., Stroud M.R., Valdinocci J., Moon S., Clausen H., Kruskall M.S. Universal red blood cells enzymatic conversion of blood group A and В antigens // Trans, clin. biol. 2004. Vol. 11. P. 33-39.

16. Paul J.H., Jeffrey W.H. Cannon J.P. Production of dissolved DNA, RNA, and protein by microbial populations in a Florida reservoir // Appl. Environ. Microbiol. 1990. Vol. 56. P. 29572962.

17. Михайлов B.B., Терснтьев Л.Л., Терентьева H.A. Морские микроорганизмы и их ферменты. Владивосток: Дальнаука. 2004. - 227 с.

18. Marx J.C., Blaise V., Collins Т., D'Amico S., Delille D., Gratia E., Hoyoux A., Huston A.L., Sonan G., Feller G., Gerday C. A perspective on cold enzymes: current knowledge and frequently asked questions // Cell. Mol. Biol. 2004. Vol. 50. P. 643-655.

19. Tamburini C., Garcin J., Ragot M. and Bianchi A. Biopolymer hydrolysis and bacterial production under ambient hydrostatic pressure through a 2000m water column in the NW Mediterranean // Deep-Sea Res. 2002. Vol. 49 (II). P. 2109-2123.

20. Takami II., Takaki Y., Uchiyama I. Genome sequence of Oceanobacillus iheyensis isolated from the Ihcya Ridge and its unexpected adaptive capabilities to extreme environments // Nuc. Acid Res. 2002. Vol. 30. No. 18. P. 3927-3935.

21. Jeong H., Yim J.H., Lee Ch., Choi S-H., Park Y.K., Yoon S.H. et al. Genomic blueprint of Hahella chejuensis, a marine microbe producing an algicidal agent // Nuc. Acid Res. Vol. 33. No. 22. P. 7066-7073.

22. Middelboe M., Sondergaard M., Letarte Y. and Borch N.H. 1995. Attached and free-living bacteria: production and polymer hydrolysis during a Diatom bloom. Microb Ecol 29,21-248.

23. Martinez J. and Azam F. Periplasmic aminopeptidase and alkaline phosphatase activities in a marine bacterium: implication for substrate processing in the sea // Mar. Ecol. Prog. Ser. 1993. Vol. 93. P. 89-97.

24. Naush M., Pollehne F. and Kerstan E. Extracellular enzyme activities in relation to hydrodinamics in the Pomeranian Bight (southern Baltic Sea) // Microb. Ecol. 1998. Vol. 36. P. 251-258.

25. Sala M.M., Kamer M., Ann L, and Marrase C. Measurement of ectocnzyme activities as an indication of inorganic nutrient imbalance in microbial communities // AquaL Microb. Ecol. 2001. Vol. 23. P. 301-311.

26. Asgcirsson B., Hauksson J.B. and Gunnarsson H. Dissociation and unfolding of cold-active alkaline phosphatase from Atlantic cod in the presence of guanidinium chloride // Eur. J. Biochem. 2000. Vol. 267. P. 6403-6412.

27. Mavromatis K., Tsigos I., Kokkinidis M., and Bouriotis V. Exploring the role of a glycine cluster in cold adaptation of an alkaline phosphatase // Eur. J. Biochem. 2002. Vol. 269. P. 23302335.

28. Georlette D., Blaise V., Collins Т., D'Amico S., Gratia E., Hoyoux A., Marx J.C., Sonan G., Feller G., Gerday C. Some like it cold: biocatalysis at low temperatures // FEMS Microbiol. Rev.2004. Vol. 28. P. 25-42.

29. Olufsen M., SmaJas A.O., Мое E., and Brandsdal B.O. Increased flexibility as a strategy for cold adaptation // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280. № 18. P. 18042-18048.

30. Smith D.C., Simon M., Alldredge A.L. and Azam F. Intense hydrolytic enzyme activity on marine aggregates and implications for rapid particle dissolution // Nature. 1992. Vol. 359. P. 139-142.

31. Paerl H.W., and Merkel, S.M. Differential phosphorus assimilation in attached vs. unattached microorganisms//Arch. Hydrobiol. 1982. Vol. 93. P. 125-134.

32. Azam F. and Cho B.C. Bacterial utilization of organic matter in the sea. In: Ecology of microbial communities. -UK: Cambridge University Press, 1987. P. 261-281.

33. Aono Т., Maldonado-Mcndoza I.E., Dewbre G.R., Harrison MJ. and Saito M. Expression of alkaline phosphatase genes in arbuscular mycorrhizas // New Phytol. 2004. Vol. 162. P. 525.

34. Asgeirsson В., Neilsen B.N., Hojrup P. Amino acid sequence of the cold-active alkaline phosphatase from Atlantic cod (Gadus morhua) // Сотр. Biochem. Physiol. B. 2003. Vol. 136. P. 45-60.

35. Davies G., Henrissat B. Structures and mechanisms of glycosyl hydrolases // Structure. 1995. Vol. 3. P. 853-859.

36. Davies G., Henrissat B. Structures and mechanisms of glycosyl hydrolases // Structure. 1995. Vol. 3. P. 853-859.

37. Koshland D. E. J. Stereochemistry and the mechanism of enzymatic reactions // Biol. Rev. 1953. Vol. 28. P. 416-436.

38. Vernon C.A. The mechanisms of hydrolysis of glycosides and their relevance to enzyme-catalyzed reactions//Proc. R. Soc. Ser. B. 1967. Vol. 167. P. 389-401.

39. Sinnott M. L. Catalytic mechanisms of enzymic glycosyl transferase // Chem. Rev. 1990. Vol. 90. P. 1171-1202.

40. Henrissat B. A. Classification of glycosyl hydrolases based on amino-acid sequence similarities // Biochem. J. 1991. Vol. 280. P. 309-316.

41. Henrissat B., Bairoch A. New families in the classification of glycosyl hydrolases based on amino-acid sequence similarities // Biochem. J. 1993. Vol. 293. P. 781-788.

42. Henrissat B., Bairoch A. Updating the sequence-based classification of glycosyl hydrolases // Biochem. J. 1996. Vol. 316. P. 695-696.

43. Coutinho P.M., Henrissat B. 1999. Carbohydrate-Active Enzymes server at URL:http://afmb.cnrs-mrs.fr/~ca7A/CA7T/index.html.

44. Rigden DJ. Iterative database searches demonstrate that glycoside hydrolase families 27, 31, 36 and 66 share a common evolutionary origin with family 13 // FEBS Lett. 2002. Vol. 523. P. 17-22.

45. Naumoff D.G. Phylogenetic Analysis of a-Galactosidases of the GH27 Family // J. Mol. Biol. 2003. Vol. 38. P. 388-399.

46. Rigden D J., Jedrzejas MJ, de Mello L.V. Identification and analysis of catalytic TIM barrel domains in seven further glycoside hydrolase families // FEBS Lett. 2003. Vol. 544. P. 103-111.

47. Dey P.M., Biochemistry of a-galactosidic linkages in the plant kingdom // Adv. Carbohydr. Chem. Biochem. 1980. Vol. 37. P. 283-371.

48. French D. The rafTinose family of oligo-saccharides. In: Adv. Carbohydr. Chem. 9. NY: Academic Press, - 1954. P. 149.

49. Haibach F., Hata J., Mitra M., Dhar M., Harmata M., Sun P., Smith D. Purification and characterization of a Coffea canephora a-D-galactosidase isozyme // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1991. Vol. 181. P. 1564-1571.

50. Zhu A, Goldstein J. Cloning and functional expression of a cDNA encoding coffee bean alpha-galactosidase // Gene. 1994. Vol. 140. № 2. P. 227-231.

51. Dhar M., Mitra M., Hata J., Butnariu O., Smith D. Purification and characterization of

52. Phaseolus vulgaris a-D-galactosidase isozymes // Biochem. Mol. Biol. Int. 1994. Vol. 34. P. 1055-1062.

53. Guimaraes V.M., de Rezende S.T., Moreira M.A., de Barros E.G., Felix C.R. Characterization of a-galactosidases from germinating soybean seed and their use for hydrolysis of oligosaccharides // Phytochemistry. 2001. Vol. 58. P. 67-73.

54. Marraccini P., Rogers W.J., Caillet V., Deshayes A., Granato D., Lausanne F., Lechat S., Pridmore D., Petiard V. Biochemical and molecular characterization of alpha-D-galactosidase from coffee beans // Plant Physiol. Biochem. 2005. Vol. 43. P. 909-920.

55. Lee R-H., Lin M-C., Chen S-C. A novel alkaline a-galactosidase gene is involved in rice leaf senescence // Plant Mol. Biol. 2004. Vol. 55. P. 281-295.

56. Chinen I., Nakamura T., Fukuda N. Purification and properties of a-galactosidase from immature stalks of Saccharum officinarum (sugar cane) // J. Biochem. 1981. Vol. 90. P. 14531461.

57. Kang PLC., Lee S.H. Chaxacteristics of an a-galactosidase associated with grape flesh // Phytochemistry. 2001. Vol. 58. P. 213.

58. Feurtado J. A., Banik M., Bewley J. D. The cloning and characterization of a-galactosidasepresent during and following germination of tomato ( Lycopersicon esculentum Mill.) seed // J. Exp. Bot. 2001. Vol. 52. P. 1239-49.

59. Kim, W.D, Kobayashi O., Kaneko S., Sakakibara Y., Park G. G., Kusakabe, I., Tanaka, H., Kobayashi H. a-Galactosidase from cultured rice ( Oryza sativa L. var. Nipponbare) cells. // Phytochemistry. 2002. Vol. 61. P. 621-630.

60. Keller F., Pharr M. Metabolism of carbohydrates in sinks and sources: galactosyl-sucrose oligosaccharides. In: Photoassimilate Distribution in Plants and Crops (Zamski, E. and SchafTer, A.A., eds). NY: Marcel Dekker, 1996. -P. 157-184.

61. SchafTer A.A., Pharr D.M. and Madore M. Cucurbits. In: Photoassimilate Distribution in Plants and Crops (Zamski, E. and SchafTer. A.A., eds). NY: Marcel Dekker, 1996. -P. 729-757.

62. Rackis J. Flatulence caused by soy and its control through processing // J. Am. Oil Chem. 1981. Vol. 58. P. 503-509.

63. Soh Ch-P., Ali Z.M., and Lazan H. Characterization of an a-galactosidase with potential relevance to ripening related texture changes // Phytochemistry. 2006. Vol. 67. P. 242-254.

64. Dey P. M. Transgalactosylation activity of sweet almond a-galactosidase: synthesis of saccharides // Phytochemistry. 1979. Vol. 18. P. 35.

65. Strobel G.A. Toxin binding protein of sugar cane, its role in the plant // Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 1974. Vol. 71. P. 4234.

66. Feldt-Rasmussen U., Rasmussen A.K., Mersebach H., Rosenberg K.M., Hasholt L., Sorensen S.A. Fabry disease a metabolic disorder with a challenge for endocrinologists? // Horm. Res. 2002. Vol. 58. P. 259-65.

67. Szmigielski S. An improved method for histochemical demonstration of P-glucuronidase and a-galactosidase activity in bone marrow and blood cells // J. Lab. Clin. Med. 1966. Vol. 67. P. 709.

68. Subba R.FL and Pieringer R.A. Metabolism of glyceride glycolipids-IV: Enzymatic hydrolysis of monogalactosyl and digalactosyl diglycerides in rat brain // J. Neurochem. 1970. Vol. 17. P. 483.

69. Russell R.R., Aduse-Opoku B.J., Sutcliffe I.C., Tao L. and. Ferretti J.J. A binding protein dependent transport system in Streptococcus mutans responsible for multiple sugar metabolisms //J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267 4631-4637.

70. Saier M. H., Chauvaux Jr., Cook S., Deutscher G. M., Paulsen J., Reizer I. T., Ye J.J. Catabolite repression and inducer control in Gram-positive bacteria // Microbiology. 1996. Vol. 142. P. 217.

71. Pardee A. An inducible mechanism for accumulation of melibiose in E. coli // J. Bacterid. 1957. Vol. 73. P. 376-385.

72. Orskov I., Orskov F. Plasmid determined H2S character in E. coli and its relation to plasmidcarried raffinose fermentation and tetracycline resistance characters // J. Gen. Microbiol. 1973. Vol. 77. P. 487-499.

73. Schmid K., Schmitt R. Raffinose metabolism in E. coli K12 // Eur. J. Biochem. 1976. Vol. 67. P. 95-104.

74. Muiznieks I., Rostoks N., Schmitt R. Efficient control of raf gene expression by CAP and two Raf repressors that bend DNA in opposite directions // Biol. Chem. 1999. Vol. 380. P. 19-29.

75. Rosenow C., Maniar M., Trias J. Regulation of the a-galactosidase activity in Streptococcus pneumoniae: characterization of the raffinose utilization system // Genome Res. 1999. Vol. 9. P. 1189-97.

76. Coombs J., Brenchley J. E. Characterization of two new glycosyl hydrolases from the lactic acid bacterium Carnobacterium piscícola strain BA // Appl. Environ. Microbiol. 2001. Vol. 67. P. 5094-5099.

77. Boucher I., Vadeboncoeur C., Moineau S. Characterization of genes involved in the metabolism of alpha-galactosides by Lactococcus rafifinolactis // Appl. Environ. Microbiol. 2003. Vol. 69. P. 4049-4056.

78. Silvestroni A., Connes C., Sesma F., De Giori G., S., Piard J., C. Characterization of the melA locus for a-galactosidase in Lactobacillus plantarum // Appl. Environ. Microbiol. 2002. Vol. 8. P. 5464-5471.

79. Post-Beittenmiller M.A., Hamilton R.W., Hopper J.E. Regulation of basal and induced levels of the MEL1 transcript in Saccharomyces cerevisiae // Mol. Cellular Biol. 1984. Vol. 4. P. 1238.

80. Talbot G., Sygusch J. Purification and characterization of thermostable ß-mannanase anda-galactosidase from Bacillus stearothermophilus // Appl. Environ. Microbiol. 1990. Vol. 56. P. 3505-3510.

81. Shibuya H., Kobayashi H., Sato T., Kim W.S., Yoshida S., Kaneko S., Kasamo K., Kusakabe I. Purification, characterization, and cDNA cloning of a novel a-galactosidase from Mortierellavinacea// Biosci. Biotechnol. Biochem. 1997. Vol. 61. P. 592-598.

82. King M.R., Yernool D.A., Eveleigh D.E., Chassy B.M. Thermostable a-galactosidase from Thermotoga neapolitana cloning, sequencing and expression // FEMS Microbiol. Lett 1998. Vol. 163. P. 37-42.

83. Nagao Y., Nakada T., Imoto M., Shimamoto T., Sakai S., Tsuda M., Tsuchiya T., Purification and analysis of the structure of a-galactosidase from Escherichia coli // Biochem. Biophys. Res. Commuru 1988. Vol. 151. P. 236-241.

84. Ademark P., Larsson M., Tjerneld F., and Stalbrand H. Multiple a-galactosidases from Aspergillus niger : Purification, Characterization and Substrate specificity // Enzyme. Microb. Technol. 2001. Vol. 29. P. 441-448.

85. Zeilinger S., Kristufek D., Arisan-Atac L, Hodits R., Kubicek C.P. Conditions of formation, purification, and characterization of an a-galactosidase of Trichoderma reesei RUT C-30 // Appl. Environ. Microbiol. 1993. Vol. 59. P. 1347-1353.

86. Варфоломеев С.Д., Гуревич К.Г. Биоетшетика. -М:ФАИР-ПРЕСС, 1999. -720 с.

87. Dey P.M. and Pridham J.B. Biochemistry of a-galactosidases // Adv. Enzymol. 1972. Vol. 36. P. 91.

88. Agnantiari G., Christakopoulos P., Kekos D., Macris B. J. A purified б-galactosidase from

89. Aspergillus niger with enhanced kinetic characteristics // Acta Biotechnol. 1991. Vol. 11. P. 479484.

90. Pederson D.M., Goodman R.E. Isozymes of a-galactosidase from Bacillus stearothermophilus // Can. J. Microbiol. 1980. Vol. 26. P. 978-984.

91. Dey P.M. Characteristic features of an a-galactosidase from mung beans (Vigna radiata) // Eur. J. Biochem. 1984. Vol. 140. P. 385-390.

92. Varbanets D.L., Malanchuk V.M., BuglovaT.T.,and Kuhlmann R.A., Penicilliumsp.23 a-galactosidase: purification and substrate specificity // Carbohydr. Poly. 2001. Vol. 44. P. 357363.

93. Fujimoto Z., Kaneko S., Momma M., Kobayashi H., Mizuno H. Crystal structure of rice alpha-galactosidase complexed with D-galactose // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278. P. 2031320318.

94. Garman S.C., Hannick L., Zhu A., Garboczi D.N. The 1.9 A structure of a-N-acetylgalactosaminidase: molecular basis of glycosidase deficiency diseases // Structure. 2002. Vol. 10. P. 425-434.

95. Wilson IA. Crystal structure of alpha-galactosidase (ec 3.2.1.22) (melibiase) (tml 192) from Thermotoga maritima at 2.34 A resolution, Joint Center for Structural Genomics (JCSG). 2005.http://\vAVAv.rcsb.org/pdb/cgi/explore.cei?pdbId:=lZY9).

96. Gote M.M., Khan M.I. and Khire J.M. Active site directed chemical modification of a-5146): Involvement of lysine, tryptophan and carboxylate residues in catalytic site // Enzyme Microb. Technol. 2007. Vol. 40. P. 1312-1320.

97. Бернхард С. Структура и функция ферментов. -М: Мир, 1971.-334 с.

98. Мецлер Д. Биохимия. -М: Мир, 1980. Т. 2. -606 с.

99. Wilcox D.E. Binuclear Metallohydrolases // Chem. Rev. 1996. Vol. 96. P. 2435-2458.

100. Ефременко E.H., Варфоломеев С.Д. Ферменты деструкции фосфороорганических нейротоксинов // Успехи биол. хим. 2004. Т. 44. С. 307-340.

101. Chung 1 S.J. and Verdine G.L. Structures of End Products Resulting from Lesion Processing by a DNA Glycoylase/lyase // Chem. Biol. 2004. Vol. 11. P. 1643-1649.

102. Комов В.П., Шведова B.H. Биохимия. M: Дрофа, 2004. -С. 454.

103. Lam E., Fukuda H. and Greenberg J. Endonucleases // Plant Mol. Biol. 2000. Vol. 44. P. 387-397.

104. Aoyagia S., Sugiyamaa M., Fukuda H. BEN1 and ZEN1 cDNAs encoding SI-type DNases that are associated with programmed cell death in plants // FEBS Lett. 1998. Vol. 429. P. 134138.

105. Zhang J. and Xu M. Apoptotic DNA fragmentation and tissue homeostasis // Trends Cell Biol. Vol.12.

106. Mai-Prochnow A., Evans F., Dalisay-Saludes D., Stelzer S., Egan S., James S., Webb J.S. and Kjelleberg S. Biofilm Development and Cell Death in the Marine Bacterium Pseudoalteromonas tunicata II Appl. Environ. Microbiol. 2004. Vol. 70. P. 3232-3238.

107. Федосов. Ю.В., Михайлов B.B., Жигалина И.И., Иванова Е.П., Кожемяко В.Б., Оноприенко Н.В., Рассказов В.А., Еляков Г.Б. A highly active alkaline phosphatase from marine bacteria // Док. Акад. Наук СССР, Т. 320. С. 485-487.

108. Иванова Е.П., Фролова Г.М., Михайлов В.В., Горшкова Н.М. Special screening of alkaline phosphatase of bacterial origins // Ж. Прикл. Биохим. Микробиол. Т. 28. С. 726-730.

109. Gonzales de Canales ML., Martin Rio M.P. Enzymes in marine invertebrates // Rev. Int. Oceanogr. Med. 1985. Vol. 59-60. P. 9-1.

110. Chen Q-X., Zheng W-Z., Lin J-Y., Shi Y., Xie W-Z., Zhou H-M. Effect of metal ions on the activity of green crab (Scylla serrata) alkaline phosphatase // Int. J. Biochem. Cell. Biol. 2000. Vol. 32. P. 879-885.

111. Xiao R., Xie L-P., Lin J-Y., Li C-H., Chenc Q-X., Zhoua X-M., Zhang R-Q. Purification and enzymatic characterization of alkaline phosphatase from Pinctada fucata ИJ .Mol. Cat. B. 2002. Vol. 17. P. 65-74.

112. Krivanek J.O. Alkaline phosphatase activity in the developing slime mold, Dictiostelium discoideum raper// J.Exp. Zool. 1956. Vol. 133. P. 459.

113. Lim C-H., Ozkanca, Flint K.P. The effect of osmotic stress on survival and alkaline phosphatase activity of Aeromonas hydrophila // FEMS Microbiol. Lett. 1996. Vol. 137. P. 1924.

114. Gauthier M.J., Flatau G.N., Clement R.L. Influence of phosphate ions and alkaline phosphatase activity of cells on the survival of Escherichia coli in sea water // Microb. Ecol. 1990. Vol. 20. P. 245-251.

115. Анисимова E.B. Зависимость экспрессии гена щелочной фосфатазы Escherichia coli от фосфолипидного состава цитоплазматической мембраны. Дис. . канд. биол. наук. Пущино. 2006. -108 с.

116. Manes Т., Hoylaerts, Muller R., Lottspeich, Holke W., Millan J.L. Genetic Complexity, Structure, and Characterization of Highly Active Bovine Intestinal Alkaline Phosphatases // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273. P. 23353-23360.

117. Harada Т., Koyama I., Matsunaga Т., Kikuno A., Kasahara Т., Hassimoto M., Alpers D.H., and Komoda T. Characterization of structural and catalytic difference in rat intestinal alkaline phosphatase isozymes // FEBS J. 2005. Vol. 272. P. 2477.

118. Гринштейн C.B., Кост O.A. Структурно-функциональные особености мембранных белков // Усп. биол. хим. 2001. Т. 41. С. 77—104.

119. Nesmeyanova М.А., Kalinin А.Е., Karamyshev A.L., Mikhaleva N.I. and Krupyanko V.I. Overproduction, secretion, isolation and properties of recombinant alkaline phosphatase encoded in Escherichia coli И Process Biochem. 1997. Vol. 32. P. 1-7.

120. Angelina S., Moreno R., Gouffi 1С, Santini C-LM Yamagishi A., Berenguer J., Wu L-F. Export of Thermus thermophilus alkaline phosphatase via the twin-arginin translocation pathway in Escherichia coli // FEBS Lett. 2001. Vol. 506. P. 103-107.

121. Moura R.S., Martin J.F., Martin A., Liras P. Substrate analysis and molecular cloning of the extracellular alkaline phosphatase of Streptomyces griseus II Microbiology. 2001. Vol. 147. P. 1525-1533.

122. Kriakov J., Lee S.h., Jacobs W.R. Identification of a regulated alkaline phosphatase, a cell surface-associated lipoprotein, in Mycobacterium smegmatis // J. Bacteriol. 2003. P. 4983-4991.

123. Berg PE. Cloning and characterization of the Escherichia coli gene coding for alkaline phosphatase // J. Bacteriol. 1981. Vol. 146. P. 660-667.

124. Antelmann H., Scharf C. and Hecker M. Phosphate starvation-inducible proteins of Bacillus subtilis: proteomics and transcriptional analysis // J. Bacteriol. 2000. Vol. 182. P. 4478-4490.

125. Wanner B.L. Gene regulation by phosphate in enteric bacteria // J. Cell. Biochem. 1993. Vol. 51. P. 47-54.

126. Aguena M., Yagil E. and Spira B. Transcriptional analysis of the pst operon of Escherichia coli II Mol. Gen. Genet. 2002. Vol. 268. P. 518-524.

127. Qi Y., Kobayashi Y. and Hulett F.M. The pst operon of Bacillus subtilis has a phosphate-regulated promoter and is involved in phosphate transport but not in regulation of the Pho regulon// J. Bacteriol. 1997. Vol. 179. P. 2534-2539.

128. Novak R., Cauwels A., Charpentier E. and Tuomanen E. Identification of a Streptococcus pneumoniae gene locus encoding proteins of an ABC phosphate transporter and a two-component regulatory system I I J. Bacterid. 1999. Vol. 181. P. 1126-1133.

129. Nikata T., Sakai Y., Shibat K., Kato J., Kuroda A. and Ohtake H. Molecular analysis of the phosphate-specific transport (pst) operon of Pseudomonas aeruginosa H Mol. Gen. Genet. 1996. Vol. 250. P. 692-698.

130. Fischer R-J., Oehmcke S., Meyer U., Mix M., Schwarz K., Fiedler T. and Bahl H. Transcription of the pst Operon of Clostridium acetobutylicum Is Dependent on Phosphate Concentration and pH // J. Bacterid. 2006. Vol. 188. P. 5469-5478.

131. Prägai Z., Allenby N.E.E., O'Connor N., Dubrac S., Rapoport G., Msadek T. and Harwood C.R. Transcriptional Regulation of the phoPR Operon in Bacillus subtilis II J. Bacteriol. 2004. Vol. 186. P. 1182-1190.

132. Karamyshev A.L., Karamysheva Z.N., Kajava A.V., Ksenzenko V.N. and Nesmeyanova M.A. Processing of Escherichia coli alkaline phosphatase: role of the primary structure of the signal peptide cleavage region // J.Mol.Biol. 1998. Vol. 277. P. 859-870.

133. Sargent F., Gohlke U., De Leeuw E., Stanley N.R., Palmer T., Saibil H.R. and and Berks B.C. Purified components of the Escherichia coli Tat protein transport system form a double-layered ring structure // Eur. J. Biochem. 2001. Vol. 268. P. 3361-3367.

134. Bhatti A.R., Alvi A., Chaudhry G.R. Evidence on the presence of two distinct alkaline phosphatases in Serratia marcescens II FEMS Microbiol. Lett. 2000. Vol. 182. P. 131-135.

135. Wagner K.U., Masepohl B., Pistorius E.K. The cyanobacterium Synechococcus sp. strain PCC 7942 contains a second alkaline phosphatase encoded byphoVII Microbiology. 1995. Vol. 141. P. 3049-3058.

136. Mudrik ZJ. Decomposition of organic and solubilisation of inorganic phosphorus compounds by bacteria isolated from a marine sandy beach // Mar. Biol. 2004. Vol. 145. P. 1227-1234.

137. De Prada P. and Brenchley J.E. Purification and Characterization of Two Extracellular Alkaline Phosphatases by a Psychrophilic Arthrobacter Isolate // Appl. Environ. Microbiol. 1997. Vol. 63. P. 2928-2931.

138. Gomez P.F., Ingram L.O. Cloning, sequencing and characterization of the alkaline phosphatase gene (phoD) from Zymomonas mobilis IIFEMS Microbiol. Lett. 1995. Vol. 125. P. 237-246.

139. Wojciechowski C.L., Cardia J.P. and Kantrowitz E.R. Alkaline phosphatase from the hyperthermophilic bacterium T. maritima requires cobalt for activity // Protein Sci. 2002. Vol. 11. P. 903-911.

140. Boulanger R.R. and Kantrowitz E.R. Characterization of a Monomelic Escherichia coli Alkaline Phosphatase Formed upon a Single Amino Acid Substitution // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278. P. 23497-23501.

141. Zappa S., Rolland J-L., Flament D., Gueguen Y., Boudrant J., and Dietrich J. Characterization of a Highly Thermostable Alkaline Phosphatase from the Euryarchaeon Pyrococcus abyssi II Appl. Environ. Microbiol. 2001. Vol. 67. P. 10:4504-4511.

142. Coleman J.E. Structure and mechanism of alkaline phosphatase // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1992. Vol. 21. P. 441-83.

143. Рое R.W., Sangadala V.S., Brewer J.M. Effects of various salts on the steady-state enzymatic-activity of Esherichia coli alkaline-phosphatase // J. Inorg. Biochem. 1993. Vol. 50. P. 173-180.

144. Nilsen I.W. Thermolabile alkaline phosphatase from Northern shrimp (Padalus borealis): protein and cDNA sequence analyses // Сотр. Biochem. Physiol. B. 2001. Vol. 129. P. 853-861.

145. Hauksson B.J., Andresson O.S., Asgeirsson. Heat-labile bacterial alkaline phosphatase from a marine Vibrio sp. // Enzyme Microb. Technol. 2000. Vol. 27. P. 66-73.

146. Murphy J.E. and Kantrowitz E.R. Why are mammaline alkaline phosphatases much more active than bacterial alkaline phosphatases? // Mol. Microbiol. 1994. Vol. 12. P. 351-357.

147. Murakawa Т., Yamagata H., Tsuruta H. and Aizono Y. Cloning of Cold-active Alkaline Phosphatase Gene of a Psychrophile, Shewanella sp., and Expression of the Recombinant Enzyme // Biosc. Biotech. Biochem. 2002. Vol. 66. P. 754-761.

148. Зернов Ю.П., Дедков B.C., Антонова Ю.А., Михненкова H.A., Дегтярев. Термолабильная щелочная фосфатаза из психрофильного микроорганизма Alteromonas undina Р2 // Биотехнология, 2005. № 2. С. 38-43.

149. Kozlenkov A., Manes Т., Hoylaerts M.F. and Millan J.L. Function Assignment to Conserved Residues in Mammalian Alkaline Phosphatases // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277. P. 22992-22999.

150. Kobori H., Sullivan C.W., Shizya H. Heat-labile alkaline phosphatase from Antarctic bacteria: rapid 5'-end-labeling of nucleic acids // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. Vol. 81. P. 6691-6695.

151. Chattopadhyaya M.K., Devi K.U., Gopishankar Y., Shivaji S. Thermolabile alkaline phosphatase from Sphingobacterium antarcticus a psychrotrophic bacteria from Antarctica // Polar. Biol. 1995. Vol. 15. P. 215-219.

152. Yan Sh.L., Liu Y.L., Tian X.J., Zhang Y.X. and Zhou H.M. Effect of Extraneous Zinc on Calf Intestinal Alkaline Phosphatase//J. Prot. Chem. 2003. Vol. 22. P. 371-375.

153. KoboriH., TagaN. Extracellular alkaline phosphatase from marine bacteria: purification and properties of extracellular phosphatase from a marine Pseudomonas sp // Can. J. Microbiol. 1980. Vol. 26. P. 833-838.

154. Donella-Deana A., Ostojic S., Pinna L.A. and Barbaric S. Specific dephosphorylation of phosphopeptides by the yeast alkaline phosphatase encoded by PH08 gene // Biochim. Biophis. Act. 1993. Vol. 1177. P. 221-228.

155. Stec B., Holtz K.M., Kantrowitz E.R. A revised mechanism for the alkaline phosphatase reaction involving three metal ions // J. Mol. Biol. 2000. Vol. 299. P. 1303-1311.

156. Derman A.I. and Beckwith J. Escherichia coli alkaline phosphatase fails to acquire disulfide bonds when retained in the cytoplasm //J. Bacteriol. 1991. Vol. 173. P. 7719-7722.

157. Akiyama Y. and Ito K. Folding and assembly of bacterial alkaline phosphatase in vitro and in vivo //J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268. P. 8146-8150.

158. Vallee B.L., Auld D.S. Zinc metallochemistry in biochemistry. Zinc metallochemistry in biochemistry. EXS. Vol. 32. P. 6493-6500.

159. Cathala G., Brunei C., Chappelet-Tordo, Lazdunski M. Bovine kidney alkaline phosphatase. Catalytic properties, subunit interactions in the catalytic process, and mechanism of Mg2+ stimulation //J. Biol. Chem. 1975. Vol. 250. P. 6046-6053.

160. Holtz K.M., Stec B., Myers J.K., Antonelli S.M., Widlanski T.S., Kantrowitz E.R. Alternate modes of binding in two crystal structures of alkaline phosphatase-inhibitor complexes // Protein Sci. 2000. Vol. 9. P. 907-915.

161. Williams and Wilkins. Bergey's manual of systematic bacteriology. Baltimore, London, 1984.-P. 141-199.

162. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. Vol. 72. P. 248-254.

163. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of thehead of the bacteriophageT7//Nature. 1970. Vol.227. P.680-685.

164. ChenP.S., Toribar, Ir.T.Y., Warne, H. Microdetermination of phosphorus // Anal. Chem. 1956. Vol. 28. P. 1756-1758.

165. Егоров A.M., Осипов А.П., Дзантиев Б.Б., Гаврилова E.M. Теория и практика иммуноферментного анализа. -М: Высшая школа, 1991.

166. Sambrook J., Fritsch E.F. and Maniatis T. Molecular Cloning: a Laboratory Manual, 2nd edn. -NY:Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, 1989.

167. Guex N., Peitsch M. C. SWISS-MODEL and the Swiss-PdbViewer: an environment for comparative protein modeling // Electrophoresis. 1997. Vol. 18. P. 2714-2723.

168. Lindahl E., Hess В., van der Spoel D. GROMACS 3.0: a package for molecular simulation and trajectory analysis // J. Mol. Model. 2001. Vol. 7. P. 306-317.

169. Koradi R., Billeter M., Wuthrich K. MOLMOL: a program for display 713 and analysis of macromolecular structures //J. Mol. Graph. 1996. Vol. 14. P. 51-55.

170. Provencher S.W., Glockner J. Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism//Biochemistry. 1981. Vol. 20. P. 33.

171. Sayle R. A., Milner-Whit, E. J. RASMOL: biomolecular graphics for all // Trends Biochem. Sci. 1995. Vol. 20.374-376.

172. McHugh D.J. Production and utilization of products from commercial seaweeds // FAO Fish. Techn. Pap. 1987. Vol. 288. P. 189.

173. Hata D.J. and Smith D.S. Blood group В degrading activity of Ruminococcus gnavus alpha-galactosidase // Artif. Cells Blood Substit. Immobil. Biotechnol. 2004. Vol. 32. P. 263-274.

174. Brumer III H., Sims P.F.G. and Sinnot M.L. Lignocellulose degradation by Phanerochaete chrysosporium: purification and characterization of the main a-galactosidase // Biochem. J. Vol. 339. P. 43-53.

175. Chien S-F., Lin-Chu M. The conversion of group В red blood cells into group О by an a-galactosidase from taro (Colocacia esculenta) II Carbohydr. Res. 1991. Vol. 217. P. 191-200.

176. Phillips R., Smith D. Characterization of coifea canephora alpha-D-galactosidase blood group В activity // Artif. Cells Blood Substit. Immobil. Biotechnol. 1996. Vol. 24. P. 489-502.

177. McGlynn P. and Lloyd R.G. RecG helicase activity at three- and four-strand DNA structures //Nuc. Acids Res. 1999. Vol. 27. P. 3049-3056.

178. Комов В.П., Шведова B.H. Биохимия, гл. «Репарация ДНК». -М:Дрофа, 2004. -С. 454.

179. Zavodszky P., Kardos J., Svingor A., Petsko G. A. Adjustment of conformational flexibility is a key event in the thermal adaptation of proteins // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. Vol. 95. P. 7406-7411.

180. Maranville E. and Zhu A. Assessment of amino-acid substitutions at tryptophan 16 in a-galactosidase // Eur. J. Biochem. 2000. Vol. 267. P. 1495-1501.

181. Kachurin A.M., Golubev A.M., Geisow M.M., Veselkina O.S., Isaeva-Ivanova L.S., Neustroev K.N. Role of methionine in the active site of alpha-galactosidase from Trichoderma reesei // Biochem. J. 1995. Vol. 308. P. 955-964.

182. Venyaminov S.Yu., Vassilenko K.S. Determination of protein tertiary structure class from circular dichroism spectra//Anal. Biochem. 1994. Vol. 222. P. 176-184.

183. Marti-Renom M.A., Madhusudhan M.S., Fiser A., Rost B. and Sali A. Reliability of assessment of protein structure prediction methods // Structure. 2002. Vol. 10. P. 435-440.

184. Olsen R.L., Overbo K., Myrnes B. Alkaline phosphatase from the hepatopancreas of shrimp (Pandalus borealis): a dimeric enzyme with catalitically active subunits // Сотр. Biochem. Physiol. B. 1991. Vol. 99. P. 755-761.

185. Торчинский Ю.М. (под ред. Браунштейна А. Е.). Сера в белках. М:Наука, 1977. - С. 150-158.

186. Ammerman J.W., Azam F. Bacterial 5'-nucleotidase in aquatic ecosystems: a novel mechanism of phosphorus regeneration // Science. 1985. Vol. 227. P. 1338-1340.

187. Cotner J.B., Wetzel R.G. 5'-Nucleotidase activity in a eutrophic lake and an oligotrophic lake // Appl. Environ. Microbiol. 1991. Vol. 57. P. 1306-1312.

188. Wojciechowski Ch.L. and Kantrowitz E.R. Altering of the Metal Specificity of Escherichia coli Alkaline Phosphatase // J. Biol. Chem 2002. Vol. 277. P. 50476-50481.

189. Wang J., Stieglitz FLA., Kantrowitz E.R. Metal specificity is correlated with two crucial active site residues in Escherichia coli alkaline phosphatase // Biochemistry. 2005. Vol. 44. P. 8378-86.

190. Dinner A.R., Sali A., Smith L.J., Dobson C.M., Karplus M: Understanding protein folding via free-energy surfaces from theory and experiment // Trends Biochem. Sci. 2000. Vol. 25. P. 331-339.

191. McGreevy R.L., Pusztai L. Reverse Monte Carlo simulation: a new technique for the determination of disordered structures // Molec. Simul. 1988. Vol. 1. P. 359- 367.

192. Kojima M., Ayabe K., Ueda H. Importance of Terminal Residues on Circularly Permutated Escherichia coli Alkaline Phosphatase with High Specific Activity // J. Biosci. Bioengin Vol 100. P. 197-202.

193. Bushmarina, N.A., Blanchet, C.E., Vernier, G., and Forge, V. (2006) Co factor effects on the protein folding reaction: Acceleration of a-lactalbumin refolding by metal ions. Prot Sci 15:659671.

194. Janeway C.M., Xu X., Murphy J.E., Chaidaroglou A., Kantrowitz E.R. Magnesium in the active site of Escherichia coli alkaline phosphatase is important for both structural stabilization and catalysis // Biochemistry. 1993. Vol. 32. P. 1601-1609.

195. Babor M., Greenblatt H.M., Edelman M., Sobolev V. Flexibility of Metal Binding Sites in Proteins on a Database Scale // Proteins. 2005. Vol. 59. P. 221-230.

196. Zalatan J.G, Herschlag D. Alkaline phosphatase mono- and diesterase reactions: comparative transition state analysis // J. Am. Chem. Soc. 2006. Vol.128. P. 1293-1303.

197. Hoylaerts M.F., Ding L., Narisawa S., Van Kerckhoven S., Millan J.L. Mammalian alkaline phosphatase catalysis requires active site structure stabilization via the N-terminal amino acid microenvironment // Biochemistry. 2006. Vol. 45. P. 9756-9766.

198. Orhanovic S., Bucevic-Popovic V., Pavela-Vrancic M., Vujaklija D., Gamulin V. Effect of a T81A mutation at the subunit interface on catalytic properties of alkaline phosphatase from Escherichia coli // Int. J. Biol. Macromol. 2006. Vol. 40. P. 54-58.

199. Galperin M.Y., Jedrzejas M.J. Conserved core structure and active site residues in alkaline phosphatase superfamily enzymes // Protein: Struct. Func. Gen. 2001. Vol. 45. P. 318 324.

200. Ma L. and Kantrowitz E.R. Mutations at histidine 412 alter zinc binding and eliminate transferase activity in Escherichia coli alkaline phosphatase // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269. P. 31614-31619.247.

201. Xu X, Kantrowitz ER. A water-mediated salt link in the catalytic site of Escherichia coli alkaline phosphatase may influence activity // Biochemistry. 1991. Vol. 30. P. 7789-7796.

202. Анисимова B.E., Ребриков Д.В., Жулидов П.А., Староверов Д.Б., С.А. Лукьянов, А.С. Щеглов. Ренатурация, активация и практическое использование рекомбинантной дуплекс-специфичной нуклеазы камчатского краба //Биохимия. 2006.Т. 71. С. 636 644.

203. Mustak A. Kaderbhai, Hazel М. Davey and Naheed N. Kaderbhai. A directed evolution strategy for optimized export of recombinant proteins reveals critical determinants for preprotein discharge //Protein Sci. 2004. Vol. 13. P. 2458-2469.

204. Martinez-Martinez I, Navarro-Fernandez J, Lozada-Ramirez JD, Garcia-Carmona F, Sanchez-Ferrer A. Maximization of production of his-tagged glycine oxidase and its M261 mutant proteins. Biotechnol Prog. 2006 May-Jun;22(3):647-52.

205. Rest J.S. and Mindell D.P. Retroids in Archaea: Phylogeny and Lateral Origins // Mol. Biol. Evol. 2003. Vol. 20. P. 1134-1142.

206. ScheefTE.D. and Bourne P.E. Application of protein structure alignments to iterated hidden Markov model protocols for structure prediction // BMC Bioinformatics. 2006. Vol. 7. P. 410 doi.TO.l 186/1471-2105-7-410.

207. Sheehan D., O'Sullivan S. Homology modeling of milk enzymes using on-line resources: Insights to structure-function and evolutionary relationships // Int. Dairy J. 2006. Vol. 16. P. 701706.

208. Tsai J, Bonneau R, Morozov AV, Kuhlman B, Rohl CA, Baker D: An improved protein decoy set for testing energy functions for protein structure prediction. Proteins 2003,53(1);76-87.

209. Berman H.M., Westbrook J., Feng Z., Gilliland G., Bhat T.N., Weissig H., Shindyalov I.N., Bourne P.E. The Protein Data Bank // Nuc. Acids Res. 2000. Vol. 28. P. 235-242.