Генетический контроль экспрессии теломерных повторов в герминальных тканях и раннем эмбриональном развитии Drosophila melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Моргунова Валерия Витальевна

• Моргунова Валерия Витальевна
• кандидат наук
• 2024

Оглавление диссертации кандидат наук Моргунова Валерия Витальевна

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования и степень ее разработанности

Цели и задачи исследования

Научная новизна и практическая значимость исследования

Методология и методы исследования

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности и апробация результатов

Публикации

Связь работы с научными программами

Личное участие автора в проведении исследований

Публикации в журналах

Структура и объем работы

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Теломеры - особые участки линейных хромосом

1.1.1. Структура теломер, организованных теломеразой

1.1.2. Способы организации теломер, не имеющих теломеразы

1.2. Принципы организации теломер Ого8орИНа

1.2.1. Теломерная ДНК

1.2.2. Теломерные белки дрозофилы

1.2.3. Теломерная РНК и транскрипция теломер Ого8орИНа

1.3. Роль РНК-интерференции в поддержании теломер

1.4. Регуляция транскрипции теломер в соматических тканях

1.5. Оогенез дрозофилы. Динамика центросом в процессе оогенеза

1.5.1 Оогенез дрозофилы

1.5.2. Центросомы. Образование МТОС и его динамика в оогенезе, полярность эмбриона и нарушение функции центросом в раннем развитии

1.6. Патологии, связанные с нарушением механизмов поддержания теломер

1.7. Теломерный сигналинг

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Объекты исследования

2.2. Методы

2.2.1. Сбор эмбрионов

2.2.2. Гибридизация in situ с РНК-зондом

2.2.3. Флуоресцентная гибридизация in situ с РНК-зондом (РНК-FISH)

2.2.4. Тирамидная амплификация

2.2.5. Получение зонда для РНК FISH

2.2.6. Флуоресцентная гибридизация in situ с ДНК-зондом

(ДНК-FISH)

2.2.7. Иммуноокрашивание яичников Drosophila

2.2.8. Вестерн-блот анализ

2.2.9. Анализ полиаденилирования

2.2.10. Выделение РНК

2.2.11. RTqPCR-анализ

2.2.12. Статистическая обработка данных

3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Отбор генов, влияющих на экспрессию теломерного ретротранспозона HeT-A в яичниках D. melanogaster

3.2. Деаденилазный комплекс Ccr4-Not участвует в процессинге транскриптов ретротранспозона HeT-A в клетках зародышевой линии

3.2.1. Разработка метода дифференциальной пермеабилизации тканей для проведения РНК FISH, совмещенного с иммуноокрашиванием, на яичниках Drosophila

3.2.2. Исследование деаденилазной роли Ccr4-Not комплекса в биогенезе транскриптов теломерных ретротранспозонов

3.2.3. Биогенез теломерных РНК идет в теломерных тельцах, содержащих деаденилазный комплекс Ccr4-Not, белок Piwi и компоненты экспорта РНК

3.3. Митотические нарушения в раннем развитии на фоне нокдаунов Ccr4, Not1, Woc и Trf2 в зародышевой линии

3.4. Ключевые киназы клеточного цикла Polo и Cdkl взаимодействуют с

рибонуклеопротеидами HeT-A в оогенезе и раннем развитии Drosophila

3.5. Формирование рибонуклеопротеиновых комплексов, состоящих из белка и РНК HeT-A, при гиперэкспрессии HeT-A, нарушает биогенез центриолей в ходе оогенеза дрозофилы

3.6. Биогенез киназы Polo в оогенезе нарушен при гиперэкспрессии теломерных повторов HeT-A

3.7. Формирование HeT-A РНП приводит к нарушению первых зиготических делений и ранней эмбриональной летальности

4. ОБСУЖДЕНИЕ

4.1. Множество генетических факторов осуществляют негативный контроль транскрипции теломерных повторов

4.2. Теломерная РНК взаимодействует с белками клеточного цикла, вызывая остановку развития

4.3. Теломерная РНК как участник механизмов теломерного сигналинга при дисфункции теломер

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

6. ВЫВОДЫ

7. БЛАГОДАРНОСТИ

Список литературы

Список использованных сокращений

HeT-A - Heterochromatic repeats A, теломерный ретротранспозон HeT-A LTR - long-terminal repeats - длинные ганцевые швторы поп-LTR -non-long terminal repeats - группа рeтрoтрaнспoзoнoв, не имеющих длинных ^н^вых пoвтoрoв

piPHK - Piwi-interacting РНК - короткие РНК, взаимодействующие с белком Piwi

PAT - Analysis of Poly(A) Tail Lengths by PCR - анализа с использованием

ПЦР, который позволяет оценивать длину поли-А хвоста

siPHK - small interfering РНК - малые интeрфeрирующиe РНК

TAHRE - telomere associated and HeT-A related, теломерный ретротранспозон

TAHRE

TART - telomere assoсiated retrotransposon, теломерный ретротранспозон TART TAS - Telomere Associated Sequence- ассоциированная c теломерами последовательность, субтеломерная область

TERRA - telomere repeat-сontaining RNA - РНК, содержащая теломерные повторы

UTP - uridintriphosphat - уридинтрифосфат

UTR - untranslated region - нетранслируемая область

БCA - бычий cывoрoтoчный aльбумин

кДНК - кoмплeмeнтaрнaя ДНК

мМ - миллимoль

МТОС - Microtubule-organizing centers, центр организации микротрубочек МЭ - мобильные элементы мРНК - мaтричнaя РНК нг - нaнoгрaмм нт - нуклеотид

НТО - нетранслируемые области ОРС - открытая рамка считывания

ОТ - обратная транскрипция ПЦР - полимеразная цепная реакция ПЦМ - перицентриолярный матрикс

PHK-FISH - флуоресцентная гибридизация in situ с РНК-зондом РНП - рибонуклеопротеин

СО (SD) - standard deviation, стандартное отклонение

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Генетический контроль экспрессии теломерных повторов в герминальных тканях и раннем эмбриональном развитии Drosophila melanogaster»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования и степень ее разработанности

Одной из наиболее значимых и актуальных областей современной науки о жизни является исследование теломер. Теломеры - это нуклеопротеиновые комплексы на концах линейных хромосом, защищающие их от деградации и слияния. Теломеры имеют структуру гетерохроматина, но несмотря на это теломеры всех изученных организмов транскрибируются. Теломеры большинства организмов состоят из коротких 6-нуклеотидных повторов и удлиняются с помощью фермента - теломеразы. У Drosophila melanogaster и некоторых других представителей отряда Díptera теломераза отсутствует, а теломеры удлиняются за счет перемещений ретротранспозонов типа LINE. У Drosophila melanogaster это ретротранспозоны HeT-A, TART и TAHRE (Abad, De Pablos et al., 2004a; Pardue, DeBaryshe, 2008; Shpiz, Olovnikov et al., 2011). Ретроэлемент HeT-A является основным структурным компонентом теломер и представлен в наибольшем количестве копий. Теломерные ретротранспозоны являются кодирующими и содержат открытые рамки считывания белков Pol (содержит ревертазный домен) и Gag (РНК-связывающий белок) (George, DeBaryshe et al., 2006). РНК HeT-A кодирует белок Gag и взаимодействует с ним с образованием сферических рибонуклеопротеиновых комплексов (РНП) (Kordyukova, Morgunova et al., 2018). HeT-A РНП являются интермедиатами теломерных транспозиций и способны взаимодействовать с теломерой. Обнаружение транскрипции в теломерах открыло новую страницу в понимании того, что теломерный комплекс является высокодинамичным и многоуровневым. Современные данные указывают на то, что уровень транскрипции теломер напрямую связан с состоянием теломерного хроматина, с процессами рекомбинации в теломерах, а теломерные РНК сами

по себе могут служить мощным регуляторным инструментом в клетке (Azzalin, Lingner, 2015; Rippe, Luke, 2015; Nassour, Aguiar et al., 2023).

Основная масса исследований теломер проводится на культивируемых опухолевых клетках, где их функционирование нарушено (Cubiles, Barroso et al., 2018; Bluhm, Viceconte et al., 2019; Amato, Valenzuela et al., 2020), однако такие модели недостаточны для понимания биогенеза теломер в гаметогенезе и развитии. Учитывая этот факт, особую актуальность имеет изучение принципов регуляции гомеостаза теломер на уровне целого организма. Функции и базовые принципы организации теломер аналогичны от дрожжей до человека, несмотря на межвидовые вариации в способе удлинения теломер и составе теломерных белков (Casacuberta, 2017; Kordyukova, Olovnikov et al., 2018). Связь теломерных РНК с различными патологиями, включая рак, вызывает повышенный интерес к роли теломерного транскриптома. Эта работа базируется на обширном материале и экспериментальных системах, накопленных в лаборатории в процессе изучения теломер Drosophila. Исследование механизмов поддержания теломер на организменном уровне может привести к созданию новых терапевтических подходов к лечению рака, который сопровождается нарушением гомеостаза теломер.

Особое внимание в биологии теломер уделяется механизмам теломерного сигналинга, т.е. передачи сигнала от нефункциональных теломер клеточным системам, определяющим судьбу клетки (Porro, Feuerhahn et al., 2014). Нарушение стабильности теломер может привести к онкогенной трансформации, нарушениям развития и ускоренному старению (Shay, Wright, 2011; Bernardes de Jesus, Blasco, 2013; Maciejowski, de Lange, 2017). Научная идея, лежащая в основе данной работы, состоит в том, что теломерные РНК, накапливающиеся при дисфункции теломер, могут выполнять «триггерную» роль и запускать механизмы, приводящие к остановке роста клеток, несущих теломерные и хромосомные аномалии (Kalmykova, 2023).

Для понимания системы теломерного сигналинга, связанной с активацией транскрипции теломер, необходимо исследовать, какие компоненты участвуют в процессинге и биогенезе теломерных РНК, а также связать повышенный уровень транскрипции теломерных повторов с фенотипическими признаками нарушения развития. Сигнальная роль теломерных РНК в развитии - это новый механизм, направленный на поддержание целостности генома в ряду поколений. Решение этих задач возможно только на организменной модели.

Цели и задачи исследования

Целью данной работы было выявление генетических факторов, регулирующих экспрессию теломерных повторов в терминальных тканях Drosophila melanogaster, и исследование роли этих факторов в процессах оогенеза и раннего развития.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Выявить гены, нарушения которых приводят к гиперэкспрессии теломерного ретротранспозона HeT-A в яичниках D. melanogaster, что является признаком дисфункции теломер.

2. Определить механизм влияния выявленных факторов на биогенез теломерных транскриптов в яичниках Drosophila.

3. Изучить, как гиперэкспрессия теломерных повторов в ходе оогенеза влияет на расхождение хромосом в митозах в раннем развитии и выживаемость эмбрионов первого поколения.

4. Выявить взаимодействия материнских теломерных РНК с ключевыми регуляторами клеточного цикла при гиперэкспрессии теломерных повторов.

5. Исследовать, какое влияние оказывают теломерные РНП при гиперэкспрессии HeT-A на процесс оогенеза, биогенез материнских центриолей и динамику компонентов клеточного цикла при созревании ооцита и в раннем развитии.

Научная новизна и практическая значимость исследования

Научно-практическая значимость данной работы заключается в расширении фундаментальных знаний о роли стабильности теломер в процессах гаметогенеза и эмбрионального развития. Полученные результаты позволяют глубже понять механизмы регуляции экспрессии теломерных повторов. Благодаря высокой консервативности компонентов и механизмов теломерного гомеостаза, результаты могут послужить основой для изучения причин вызывающих бесплодие и нарушения раннего эмбрионального развития человека. Кроме того, выявленные в работе новые компоненты, регулирующие транскрипцию теломерных повторов, могут послужить диагностическими и терапевтическими мишенями при ранней диагностике нарушений развития и борьбе с онкологическими заболеваниями.

Методология и методы исследования

Работа выполнена с применением современных методов генетики, цитологии и молекулярной биологии с использованием современного оборудования. В работе были использованы методы генетических исследований с применением индуцированной тканеспецифичной экспрессии белков и подавления работы генов с помощью РНК-интерференции на классическом модельном объекте D. melanogaster.

В работе широко применялись методы иммуногистохимии на целых тканях, разработан метод дифференциальной пермеабилизации для одновременного выявления белков и РНК на морфологически сложных тканях, методы конфокальной и световой микроскопии. С помощью этих методов была исследована динамика теломерных РНК в развитии. Были применены такие молекулярные методы, как определение полиаденилирования транскриптов с помощью РАТ анализа, вестерн-блот

анализ белковых экстрактов, количественная оценка экспрессии генов с помощью обратной транскрипции и последующей ПЦР в реальном времени (RT-qPCR).

Положения, выносимые на защиту

1. Компоненты деаденилазного комплекса Ccr4 и Notl, транскрипционные факторы Trf2 и woc, а также РНК-связывающий белок Ars2 регулируют уровень теломерных РНК в яичниках Drosophila melanogaster.

2. Деаденилазный комплекс Ccr4-Not регулирует длину поли-(А) хвоста транскриптов теломерного ретротранспозона HeT-A. Комплекс Ccr4-Not взаимодействует с компонентами piPHK пути и участвует в котранскипционной регуляции теломерных транскриптов в яичнике Drosophila.

3. Сверхэкспрессия теломерного повтора HeT-A, вызванная дисфункцией различных генов, сопровождается нарушениями раннего развития сходной морфологии.

4. При гиперэкспрессии теломерных повторов происходит нарушение динамики митотических киназ Polo и Cdkl в раннем развитии дрозофилы. Транскрипты теломерного повтора HeT-A взаимодействуют с белками Polo и Cdkl.

5. Дисфункция теломер в процессе оогенеза сопровождается накоплением теломерных транскриптов в ооците, стабилизации киназы Polo и аномальному удержанию в зрелом ооците материнских центриолей. Это приводит к нарушению первых делений дробления и ранней эмбриональной летальности.

Степень достоверности и апробация результатов

Надежность полученных результатов обусловлена статистической значимостью обнаруженных эффектов, их воспроизводимостью в различных

экспериментах, а также в независимых модельных системах. Контрольные эксперименты не противоречат имеющимся литературным данным.

Основные результаты диссертационной работы были представлены на международных конференциях "Хромосома 2015", "Хромосома 2018" (Новосибирск, Россия, 2015; 2018); международной конференции "Superresolution in different dimensions" (Москва, Россия, 2015); на 26-м международном семинаре по клеточному ядру "26th Wilhelm Bernhard workshop on the Cell nucleus" (Dijon, France, 2019).

Публикации

По материалам диссертации опубликовано 9 печатных работ, из них статей в иностранных рецензируемых журналах, индексируемых в международных базах данных Scopus, Web of Science и соответствующих Перечню ВАК - 4, российских рецензируемых журналах, соответствующих Перечню ВАК - 1, тезисов докладов и материалов конференций - 4.

Связь работы с научными программами

Работа проводилась при поддержке Министерства высшего образования и науки РФ (соглашение № 075-15-2024-539 от 24 апреля 2024

г.).

Личное участие автора в проведении исследований

Представленные в работе данные получены либо лично автором, либо при непосредственном участии автора. Лично автором был разработан метод дифференциальной пермеабилизации для проведения РНК FISH гибридизации с последующим иммуноокрашиванием на целых тканях. С помощью этого метода проведены эксперименты РНК FISH и иммуноокрашивание на яичниках и эмбрионах дрозофилы. Все

гистохимические эксперименты, подбор условий и получение зондов для их проведения, конфокальная и световая микроскопия, статистический анализ проведены лично автором. Генетические скрещивания, Вестерн-блот анализ, PAT-анализ, ПЦР в реальном времени проведены при непосредственном участии автора и в сотрудничестве с сотрудниками лаборатории - Н.В. Акуленко, М.Ю. Кордюковой, и О.И. Секретевой.

Публикации в журналах

1. Morgunova V, Akulenko N, Radion E, Olovnikov I, Abramov Y, Olenina LV, Shpiz S, Kopytova DV, Georgieva SG, Kalmykova A. Telomeric repeat silencing in germ cells is essential for early development in Drosophila // Nucleic Acids Res. - 2015. - 43: 8762-8773. doi: 10.93/nar/gkv775.

2. Моргунова В.В., Калмыкова А.И. Роль теломерного белкового комплекса и теломерной РНК в раннем развитии Drosophila // Цитология -2016. - 58 (4) : 290-294.

V. V. Morgunova, A. I. Kalmykova. Role of telomeric protein complex and telomeric RNA in early development of Drosophila // Cytology - 2016. - 58 (4) : 290-294.

3. M. Kordyukova, O. Sokolova, V. Morgunova, S. Ryazansky, N. Akulenko, S. Glukhov, A. Kalmykova. Nuclear Ccr4-Not mediates the degradation of telomeric and transposon transcripts at chromatin in the Drosophila germline // Nucleic Acids Res. 2020. - 48(1):141-156. doi: 10.1093/nar/gkz1072.

4. V. Morgunova, M. Kordyukova, E.A. Mikhaleva, I. Butenko, O.V. Pobeguts, and A. Kalmykova. Loss of telomere silencing is accompanied by dysfunction of Polo kinase and centrosomes during Drosophila oogenesis and early development // PlosOne 2021. - 16(10): e0258156. doi: 10.1371/journal.pone.0258156

5. Morgunova V, Sukhova MM, Kalmykova A. Whole-Mount RNA FISH Combined with Immunofluorescence for the Analysis of the Telomeric

Ribonucleoproteins in the Drosophila Germline // Methods Mol Biol. 2022. 2509:157-169. doi: 10.1007/978-1-0716-2380-0_10.

Структура и объем работы

Работа состоит из следующих разделов: «введение», «обзор литературы», «материалы и методы исследования», «результаты», «обсуждение», «заключение», «выводы», «благодарности» и списка литературы. Диссертационная работа изложена на 152 страницах, содержит 42 рисунка и 7 таблиц. Список литературы включает 215 источников.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Теломеры - особые участки линейных хромосом

Теломеры - это концевые участки линейных хромосом, представляющие собой нуклеопротеиновые комплексы. Основной функцией теломер является поддержание стабильности генома. На сегодняшний день хорошо известно, что нарушение контроля длины теломер и сборки теломерного белкового комплекса связано со старением и канцерогенезом.

Самое ранее функциональное описание теломер было сделано в начале 1930-х годов немецким генетиком Германом Меллером. Меллер изучал фрагментацию хромосом дрозофилы при помощи рентгеновского излучения и пришел к выводу, что естественные концы хромосом отличаются от искусственных хромосомных разрывов. Естественные концы были стабильны и защищены от хромосомных перестроек и слипания концов между собой. Меллер предположил, что концевой участок необходим для «запечатывания конца хромосомы» и предложил термин «теломера» (telos — конец и meros - участок) (Muller, 1938).

Через два года после этого, в 1941 году Б. Мак-Клинток пришла к тем же выводам на основании полученных ею результатов по индукции хромосомных перестроек на кукурузе. Мак-Клинток также показала, что разорванные концы хромосом могут быть восстановлены благодаря приобретению новых теломер. Было выдвинуто предположение, что теломеры играют важную роль в поддержании целостности хромосом. Они предотвращают склеивание концов и образование хромосомных мостиков, которые губительны для клетки (McClintock, 1941).

Понимание молекулярных основ функционирования теломер пришло только после открытия структуры ДНК и механизмов ее репликации Уотсоном, спустя 30 лет. В 1960-х годах Леонард Хейфлик работая на культурах клеток предложил гипотезу, что нормальные клетки имеют

жизненный лимит по количеству делений (Hayflick, Moorhead, 1961), но механизм этого явления оставался долгое время непонятным.

В 1971 году российский ученый А.Оловников высказал гипотезу, что потеря ДНК на конце хромосомы является следствием того, что ДНК полимераза не может полностью реплицировать концевую последовательность, в результате чего линейная хромосома укорачивается при каждом цикле репликации (Olovnikov, 1971). Им была высказана гипотеза, что такое укорочение теломеры действует как внутренние часы и определяет число митотических делений, которые клетка претерпевает в процессе дифференцировки. Из этих предположений был сделан вывод о возможной связи «концевой недорепликации» с процессом старения (Olovnikov, 1971; Olovnikov, 1973). А.Оловников так же высказал предположение, что в раковых или герминальных клетках должна существовать ферментная система, поддерживающая длину теломер и делающая такие клетки бессмертными. Такой фермент, был обнаружен в 1985 году гуппой ученых с участием Элизабет Блэкберн у инфузории Tetrahymena thermophila. Этот фермент получил название -теломераза, довольно скоро он был найден у большинства эукариот. А недавние исследования показали, что работает она в полную силу как раз в герминальных и раковых клетках, надстраивая их теломеры и, таким образом, обеспечивая клеточное бессмертие в ряду поколений, что еще раз подтвердило предположения А. Оловникова.

На сегодняшний день известно несколько способов поддержания длинны теломер. У большинства живых организмов теломеры удлиняются при помощи фермента - теломеразы, которая удлиняет теломеры за счет синтеза небольших фрагментов ДНК на РНК матрице. Таким образом теломераза - это особая обратная транскриптаза, работающая на РНК-матрице (Kelleher, Teixeira et al., 2002). Другой механизм поддержания длины теломер у Drosophila и многих двукрылых. Фермент теломераза у них отсутствует, а теломеры состоят из специфиализированных теломерных

ретротранспозонов (рисунок 1), которые перемещаются при помощи ретротранспозиций на концы хромосом (Levis, Ganesan et al., 1993). Описан так же смешанный тип поддержания длины теломер у таких организмов как Bombix mori и Chlorella, теломеры которых состоят как из ретротранспозонов, так и из повторов, синтезированых теломеразой (Higashiyama, Noutoshi et al., 1997; Lukhtanov, Pazhenkova, 2023). Интересно, что в теломерах комаров были обнаружены сателлитные комплексные повторы, которые, скорее всего, сохраняются за счет рекомбинации (Biessmann, Donath et al., 1996; Compton, Liang et al., 2020; Kalmykova, 2023). Во всех описанных случаях (рисунок 1) удлинение теломер происходит путем обратной транскрипции, т.е синтеза ДНК на матрице РНК, что может быть аргументом в пользу предположений об общности эволюционного происхождения всех способов удлинения теломер (Shpiz, Kalmykova, 2007).

TAS (TTAGGG)n те"омераза

TAS ретроэлементы

"ГДЗ смешанный тип

сателлитные комплексные повторы

Рисунок 1. Различные типы строения теломер. Стрелки обозначают повторы, генерируемые теломеразой, стрелки разного цвета показывают теломерные ретротранспозоны, квадраты разного цвета представляют сателлитные повторы (Ка1шукоуа, 2023).

Т.к. концы теломер могут восприниматься системами репарации как двухцепочечные разрывы, должны существовать механизмы защиты

концевых участков хромосом от слипания. Белковый кэп - протеиновый комплекс на концах хромосом, защищает концы хромосом от слияний. Многие компоненты этого комплекса высоко консервативны для организмов с разным типом удлинения теломер.

Концевые участки хромосом играют важнейшую роль в архитектуре ядерного пространства интерфазного ядра, компартментализации и в правильной организации митотической и мейотической сегрегации хромосом (Taddei, Hediger et al., 2004). Паталогические изменения, такие как рак, вызывают глубокие изменения в ядерной архитектуре, компартментализации теломер.

1.1.1. Структура теломер, организованных теломеразой

Структура теломер, поддерживаемых теломеразой, у большинства живых организмов чрезвычайно консервативна. Наиболее детально изучены теломеры дрожжей и млекопитающих. У позвоночных последовательность теломерной ДНК состоит из тандемных повторов 5-TTAGGG-3, у других организмов встречаются повторы от 5 до 12 нуклеотидов, богатых гуанином (рисунок 1). Длина теломер может различаться в несколько раз у разных особей одного и того же вида, и даже на разных хромосомах в одной и той же клетке (Zijlmans, Martens et al., 1997). Размер их может быть - от нескольких сотен, как у дрожжей, до нескольких десятков тысяч пар оснований. Одна из двух цепей теломерной ДНК длиннее, таким образом, на концах теломер образуется 3Л концевой одноцепочечный G-богатый участок, длина которого может превышать 200 нуклеотидов (Kuimov, 2004).

Теломераза состоит из уникальной обратной транскриптазы (telomerase reverse transcriptase (TERT)), теломеразной РНК (TER, TR или TERC), которая является матрицей для синтеза теломерных повторов и нескольких видо-специфичных белков, необходимых для функционирования теломеразы в организме (Collins, 2008). Анализ белков семейства TERT у различных

организмов выявил общие особенности их структуры. Было выявлено четыре функциональных домена: 1. TERT N-концевой домен (TEN), который взаимодействует с теломерными повторами ДНК; 2. TERT РНК-связывающий домен (TRBD), обеспечивает сборку и функционирование этого холофермента; 3. обратнотранскриптазный домен (RT) отвечает за связывание нуклеотидов; 4. С-концевой добавочный домен, необходимый для добавления нуклеотида при синтезе и обеспечения процессивности фермента (Mason, Randall et al., 2016).

Теломеразные PHK (TER) долгое время относили к классу длинных некодирующих РНК (long non-coding RNAs (lncRNAs)). Среди множества длинных некодирующих РНК именно TER лучше всего изучены на сегодняшний день. TER являются компонентами нуклеопротеиновых комплексов включающих кроме длинной некодирующей РНК несколько белков, включая обратную транскриптазу TERT (Nelson, Shippen, 2015). У различных организмов TER крайне вариабельны по размеру и нуклеотидной последовательности, в пределах от ~ 150 н. у некоторых инфузорий до более чем 1,2 т.п^. в почкующихся дрожжах (Egan, Collins, 2012). Несмотря на вариабельность первичной структуры, вторичная и третичная структура участков, которые важны для взаимодействия с TERT и катализа теломеразы, достаточно консервативны. Эти участки содержат одноцепочечный участок теломерной матрицы. Взаимодействие с TERT опосредованно двумя высоко консервативными структурными доменами, расположенным рядом с матрицей, связывающими TERT независимо друг от друга; это так называемые - CR4/CR5 домен (нуклеотиды ~243 до ~326) и центральный домен (нуклеотиды 33-191) (Xie, Mosig et al., 2008). Оказалось, что теломеразная РНК человека кодирует белок - hTERP (Rubtsova, Naraykina et al., 2018), роль которого пока до конца неясна.

Активность теломеразы различна в разных клетках одного и того же организма и способна изменяться по мере роста, развития и старения организма. Активация теломеразы - основной пусковой механизм в развитии

примерно 85% раков у человека. Количество TERT, обратной транскриптазы теломеразы, лимитировано в нормальных соматических клетках с помощью транскрипционного, постранскрипционного и эпигенетического сайленсинга. В раковых клетках количество TERT значительно увеличивается, теломераза становится активной и теломера удлиняется (Akincilar, Unal et al., 2016). Теломераза так же активна в клетках с высокой пролиферативной активностью (Lee, Blasco et al., 199S), а так же у одноклеточных организмов (Blackburn, 1992). В нормальных соматических клетках человека активность теломеразы практически не обнаруживается и их теломеры укорачиваются на 50-200 пн после каждого цикла в результате концевой недорепликации. Таким образом соматические клетки обречены на старение, повреждение ДНК и апоптоз, в то время как клетки, у которых полимераза активна, обладают неограниченным пролиферативным потенциалом.

Два белковых комплекса поддерживают стабильность теломер. Это шелтерин (Shalterin) (Baumann, Podell et al., 2002; Palm, de Lange, 200S) и CTS комплекс (Ctcl, Stnl и Tenl) (Wellinger, 2009). Шелтерин - белковый комплекс, связанный с теломерными тандемными повторами TTAGGG. У человека он состоит из шести субъедениц. Это белки - TRF1, TRF2, TIN2, RAP1, POT1, TPP1, которые сворачивают теломерную ДНК в петлевую структуру (рисунок 2), а также обеспечивает стабильность структуры теломер. Шелтерин поддерживает целостность генома и защищает теломеры от систем репарации, которые воспринимают концы линейных хромосом как двунитевые разрывы (Denchi, de Lange, 2007). Шелтерин также является фактором процессивности теломеразы, привлекающим ее на теломеры (Wang, Lei, 2011). Принцип формирования шелтеринового комплекса достаточно консервативен и представляет собой сиквенс-специфическое связывание беков с ДНК. Два белка этого комплекса у позвоночных, TRF1 и TRF2 (telomere repeat binding factor), связываются с двухцепочечной теломерной ДНК и белком POT1 (protection to telomeres), который распознает выступающий одноцепочечный 3Л конец теломерной ДНК. Белок POT1

взаимодействует с TRF2 через белки TIN2 2 TPP1 и является негативным регулятором длины теломер (Loayza, De Lange, 2003). Взаимодействовать с теломерной ДНК напрямую могут только белки TRF1, TRF2 и POT1 (Palm, de Lange, 2008). TRF1 является паралогом TRF2 (Bilaud, Brun et al., 1997). Эти белки имеют сходную структуру. Они содержат N-концевой домен, обеспечивающий димеризацию двух одинаковых молекул белка и связывание других белков шелтеринового комплекса, и С-концевой ДНК-связывающий домен (DBD), сходный с MYB доменом, отвечающим за взаимодействие с ДНК (рисунок 2) (Karlseder, 2003; Arat, Griffith, 2012).

Белок TRF1 в основном взаимодействует с двухцепочечной ДНК и вовлечен в процессы репликации теломеры, защиты теломерных повторов и поддержании ее длины. Белок TRF2 играет центральную роль в создании структуры t-петли, в которой одноцепочечный 3Л конец внедряется в двухцепочечный регион, и теломерная область образует большую двухцепочечную петлю (рисунок 2 А). TRF2 способен связывать другой белок шелтеринового комплекса - RAP1, а также несколько факторов ДНК репарации и репликации. Это белки Ku 70, Apollo, MRN complex, WRN, Fen1, ORC1, PARP1, и PARP2.

Белок RAP1 (repressor activator protein) был впервые идентифицирован в дрожжах. RAP1 связан с белком TRF2 через RCT-домен и образует с ним стабильный комплекс (Li, Oestreich et al., 2000). RAP1 - наиболее консервативный компонент шетеринового комплекса между различными видами животных. Недавно было показано, что он также выполняет сходные функции у млекопитающих и является регулятором длины теломер (Li, de Lange, 2003). Было так же показано, что TIN2 (TRF1 Interacting Nuclear Factor 2) и Rapl связаны с TRF1 и TRF2, соответственно. TIN2 связан одновременно с TRF1 и TRF2, что способствует стабилизации TRF2 на теломерах. TPP1 (так же может иметь названия TIN1, PTOP или PIP1) был идентифицирован как белок, взаимодействующий с TIN2 (рисунок 2).

Рисунок 2. А. Теломерные комплексы млекопитающих. Флюоресцентное изображение показывает местоположение теломеры на хромосоме. Компоненты шелтеринового белкового комплекса взаимодействуют с однонитевой и двунитевой теломерной ДНК. Теломеразный комплекс (который содержит РНК-матрицу и обратную транскриптазу TERT) взаимодействует с выступающим концом и регулируется шелтериновым комплексом и другими теломерными белками (Verdun and Karlseder, 2007). Б. Схема различных состояний теломер. Защищенное состояние: теломера находится в состоянии Т-петли, поддерживаемой за счет связывания с белками шелтерина; наличие триметилирования гистонов H3 и H4, типичных гетерохроматических маркеров, поддерживает компактное состояние, которое защищает ДНК от повреждений. Промежуточное состояние: укорочение теломер может разрушить закрытую структуру, что приведет к открытому состоянию, характеризующемуся уменьшением

гетерохроматиновых меток. Теломеры распознаются как повреждение ДНК, о чем сигнализирует фосфорилирование H2AX, но сохранено достаточно белков шелтерина (в основном TRF2), что предотвращает слияние теломер. Передача сигналов о повреждении ДНК приводит к репликативному старению. Состояние нарушения защитоного кэпа: если теломеры продолжают укорачиваться, это приводит к появлению открытой формы, что происходит из-за истощения белков шелтерина, таких как TRF2 или POT1. О дисфункции теломер сигнализируют фосфорилирование H2AX и убиквитилирование H2A и H2AX. Теломеры не защищены от систем воспринимающих концы хромосом как повреждение ДНК, что приводит к слиянию теломер, из (Micheli, Galati et al., 2017).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Моргунова Валерия Витальевна, 2024 год

Список литературы

1. Abad JP, de Pablos B, Agudo M, Molina I, Giovinazzo G, Martin-Gallardo A, Villasante A. Genomic and cytological analysis of the Y chromosome of Drosophila melanogaster: telomere-derived sequences at internal regions. // Chromosoma. - 2004a. - Vol. № 113. - P. 295-304.

2. Abad JP, De Pablos B, Osoegawa K, De Jong PJ, Martin-Gallardo A, Villasante A. TAHRE, a novel telomeric retrotransposon from Drosophila melanogaster, reveals the origin of Drosophila telomeres. // Mol Biol Evol. - 2004b. - Vol. № 21. - P. 1620-1624.

3. Akincilar SC, Unal B, Tergaonkar V. Reactivation of telomerase in cancer. // Cell Mol Life Sci. - 2016. - Vol. № 73. - P. 1659-1670.

4. Alder JK, Guo N, Kembou F, Parry EM, Anderson CJ, Gorgy AI, Walsh MF, Sussan T, Biswal S, Mitzner W, Tuder RM, Armanios M. Telomere length is a determinant of emphysema susceptibility. // Am J Respir Crit Care Med. - 2011. -Vol. № 184. - P. 904-912.

5. Amato R, Valenzuela M, Berardinelli F, Salvati E, Maresca C, Leone S, Antoccia A, Sgura A. G-quadruplex Stabilization Fuels the ALT Pathway in ALTpositive Osteosarcoma Cells. // Genes (Basel). - 2020. - Vol. № 11.

6. Arat NO, Griffith JD. Human Rap1 interacts directly with telomeric DNA and regulates TRF2 localization at the telomere. // J Biol Chem. - 2012. - Vol. № 287. - P. 41583-41594.

7. Andersen PR, Tirian L, Vunjak M, Brennecke J. A heterochromatin-dependent transcription machinery drives piRNA expression. // Nature. - 2017. -Vol. № 549-P. 54-59.

8. Arkhipova IR. Complex patterns of transcription of a Drosophila retrotransposon in vivo and in vitro by RNA polymerases II and III. // Nucleic Acids Res. - 1995. - Vol. № 23. - P. 4480-4487.

9. Armanios M. Telomerase and idiopathic pulmonary fibrosis. // Mutat Res. -2012. - Vol. № 730. - P. 52-58.

10. Arora R, Azzalin CMJRb. Telomere elongation chooses TERRA ALTernatives. - 2015. - Vol. № 12. - P. 938-941.

11. Aschacher T, Wolf B, Aschacher O, Enzmann F, Laszlo V, Messner B, Türkcan A, Weis S, Spiegl-Kreinecker S, Holzmann K, Laufer G, Ehrlich M, Bergmann M. Long interspersed element-1 ribonucleoprotein particles protect telomeric ends in alternative lengthening of telomeres dependent cells. // Neoplasia. - 2020. - Vol. № 22. - P. 61-75.

12. Azzalin CM, Lingner J. Molecular biology: damage control. // Nature. - 2007.

- Vol. № 448. - P. 1001-1002.

13. Azzalin CM, Lingner J. Telomere functions grounding on TERRA firma. // Trends Cell Biol. - 2015. - Vol. № 25. - P. 29-36.

14. Azzalin CM, Reichenbach P, Khoriauli L, Giulotto E, Lingner J. Telomeric repeat containing RNA and RNA surveillance factors at mammalian chromosome ends. // Science. - 2007. - Vol. № 318. - P. 798-801.

15. Azzouz N, Panasenko OO, Deluen C, Hsieh J, Theiler G, Collart MA. Specific roles for the Ccr4-Not complex subunits in expression of the genome. // RNA. -2009. - Vol. № 15. - P. 377-383.

16. Bah A, Wischnewski H, Shchepachev V, Azzalin CM. The telomeric transcriptome of Schizosaccharomyces pombe. // Nucleic Acids Res. - 2012. -Vol. № 40. - P. 2995-3005.

17. Barnard A, Moch A, Saab S. Relationship between Telomere Maintenance and Liver Disease. // Gut Liver. - 2019. - Vol. № 13. - P. 11-15.

18. Baumann P, Podell E, Cech TR. Human Pot1 (protection of telomeres) protein: cytolocalization, gene structure, and alternative splicing. // Mol Cell Biol. - 2002.

- Vol. № 22. - P. 8079-8087.

19. Bellon M, Nicot C. Regulation of telomerase and telomeres: human tumor viruses take control. // J Natl Cancer Inst. - 2008. - Vol. № 100. - P. 98-108.

20. Bernardes de Jesus B, Blasco MA. Telomerase at the intersection of cancer and aging. // Trends Genet. - 2013. - Vol. № 29. - P. 513-520.

21. Biessmann H, Donath J, Walter MJImb. Molecular characterization of the Anopheles gambiae 2L telomeric region via an integrated transgene. - 1996. -Vol. № 5. - P. 11-20.

22. Biessmann H, Valgeirsdottir K, Lofsky A, Chin C, Ginther B, Levis RW, Pardue ML. HeT-A, a transposable element specifically involved in "healing" broken chromosome ends in Drosophila melanogaster. // Mol Cell Biol. - 1992. -Vol. № 12. - P. 3910-3918.

23. Bilaud T, Brun C, Ancelin K, Koering CE, Laroche T, Gilson E. Telomeric localization of TRF2, a novel human telobox protein. // Nat Genet. - 1997. - Vol. № 17. - P. 236-239.

24. Blackburn EH. Telomerases. // Annu Rev Biochem. - 1992. - Vol. № 61. - P. 113-129.

25. Bluhm A, Viceconte N, Li F, Rane G, Ritz S, Wang S, Levin M, Shi Y, Kappei D, Butter F. ZBTB10 binds the telomeric variant repeat TTGGGG and interacts with TRF2. // Nucleic Acids Res. - 2019. - Vol. № 47. - P. 1896-1907.

26. Boveri T. Concerning the origin of malignant tumours by Theodor Boveri. Translated and annotated by Henry Harris. // J Cell Sci. - 2008. - Vol. № 121 Suppl 1. - P. 1-84.

27. Bryan TM. G-Quadruplexes at Telomeres: Friend or Foe? // Molecules. -2020. - Vol. № 25.

28. Cacchione S, Cenci G, Raffa GD. Silence at the End: How Drosophila Regulates Expression and Transposition of Telomeric Retroelements. // J Mol Biol. - 2020. - Vol. № 432. - P. 4305-4321.

29. Canudas S, Smith S. Differential regulation of telomere and centromere cohesion by the Scc3 homologues SA1 and SA2, respectively, in human cells. // J Cell Biol. - 2009. - Vol. № 187. - P. 165-173.

30. Cao Y, Bryan TM, Reddel RR. Increased copy number of the TERT and TERC telomerase subunit genes in cancer cells. // Cancer Sci. - 2008. - Vol. № 99. - P. 1092-1099.

31. Casacuberta E. Drosophila: Retrotransposons Making up Telomeres. // Viruses. - 2017. - Vol. № 9.

32. Casacuberta N, Christl M, Buesseler KO, Lau Y, Vockenhuber C, Castrillejo M, Synal HA, Masque P. Potential Releases of (129)I, (236)U, and Pu Isotopes from the Fukushima Dai-ichi Nuclear Power Plants to the Ocean from 2013 to 2015. // Environ Sci Technol. - 2017. - Vol. № 51. - P. 9826-9835.

33. Caslini C, Connelly JA, Serna A, Broccoli D, Hess JL. MLL associates with telomeres and regulates telomeric repeat-containing RNA transcription. // Mol Cell Biol. - 2009. - Vol. № 29. - P. 4519-4526.

34. Cayuela ML, Flores JM, Blasco MA. The telomerase RNA component Terc is required for the tumour-promoting effects of Tert overexpression. // EMBO Rep. -2005. - Vol. № 6. - P. 268-274.

35. Cenci G, Siriaco G, Raffa GD, Kellum R, Gatti M. The Drosophila HOAP protein is required for telomere capping. // Nat Cell Biol. - 2003. - Vol. № 5. - P. 82-84.

36. Cesare AJ, Reddel RR. Alternative lengthening of telomeres: models, mechanisms and implications. // Nat Rev Genet. - 2010. - Vol. № 11. - P. 319330.

37. Charlesworth A, Cox LL, MacNicol AM. Cytoplasmic polyadenylation element (CPE)- and CPE-binding protein (CPEB)-independent mechanisms regulate early class maternal mRNA translational activation in Xenopus oocytes. // J Biol Chem. - 2004. -Vol. № 279. - P. 17650-17659.

38. Chakalova L, Carter D, Fraser P. RNA fluorescence in situ hybridization tagging and recovery of associated proteins to analyze in vivo chromatin interactions. // Methods Enzymol. - 2004. - Vol. № 375. - P. 479-493.

39. Chen X, Kost J, Sulovari A, Wong N, Liang WS, Cao J, Li D. A virome-wide clonal integration analysis platform for discovering cancer viral etiology. // Genome Res. - 2019. - Vol. № 29. - P. 819-830.

40. Cheng L, Cui M, Rong YS. MTV sings jubilation for telomere biology in Drosophila. // Fly (Austin). - 2018. - Vol. № 12. - P. 41-45.

41. Chicoine J, Benoit P, Gamberi C, Paliouras M, Simonelig M, Lasko P. Bicaudal-C recruits CCR4-NOT deadenylase to target mRNAs and regulates oogenesis, cytoskeletal organization, and its own expression. // Dev Cell. - 2007. -Vol. № 13. - P. 691-704.

42. Cicconi A, Micheli E, Verni F, Jackson A, Gradilla AC, Cipressa F, Raimondo D, Bosso G, Wakefield JG, Ciapponi L, Cenci G, Gatti M, Cacchione S, Raffa GD. The Drosophila telomere-capping protein Verrocchio binds single-stranded DNA and protects telomeres from DNA damage response. // Nucleic Acids Res. - 2017. - Vol. № 45. - P. 3068-3085.

43. Collart MA. The Ccr4-Not complex is a key regulator of eukaryotic gene expression. // Wiley Interdiscip Rev RNA. - 2016. - Vol. № 7. - P. 438-454.

44. Collart MA, Panasenko OO. The Ccr4--not complex. // Gene. - 2012. - Vol. № 492. - P. 42-53.

45. Collins K. Physiological assembly and activity of human telomerase complexes. // Mech Ageing Dev. - 2008. - Vol. № 129. - P. 91-98.

46. Compton A, Liang J, Chen C, Lukyanchikova V, Qi Y, Potters M, Settlage R, Miller D, Deschamps S, Mao CJGG, Genomes, Genetics. The beginning of the end: a chromosomal assembly of the New World malaria mosquito ends with a novel telomere. - 2020. - Vol. № 10. - P. 3811-3819.

47. Conduit PT, Feng Z, Richens JH, Baumbach J, Wainman A, Bakshi SD, Dobbelaere J, Johnson S, Lea SM, Raff JW. The centrosome-specific phosphorylation of Cnn by Polo/Plk1 drives Cnn scaffold assembly and centrosome maturation. // Dev Cell. - 2014. - Vol. № 28. - P. 659-669.

48. Conduit PT, Richens JH, Wainman A, Holder J, Vicente CC, Pratt MB, Dix CI, Novak ZA, Dobbie IM, Schermelleh L, Raff JW. A molecular mechanism of

mitotic centrosome assembly in Drosophila. // Elife. - 2014. - Vol. № 3. - P. e03399.

49. Conduit PT, Wainman A, Raff JW. Centrosome function and assembly in animal cells. // Nat Rev Mol Cell Biol. - 2015. - Vol. № 16. - P. 611-624.

50. Crabbe L, Jauch A, Naeger CM, Holtgreve-Grez H, Karlseder J. Telomere dysfunction as a cause of genomic instability in Werner syndrome. // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2007. - Vol. № 104. - P. 2205-2210.

51. Cubiles MD, Barroso S, Vaquero-Sedas MI, Enguix A, Aguilera A, Vega-Palas MA. Epigenetic features of human telomeres. // Nucleic Acids Res. - 2018. - Vol. № 46. - P. 2347-2355.

52. Czech B, Hannon GJ. One Loop to Rule Them All: The Ping-Pong Cycle and piRNA-Guided Silencing. // Trends Biochem Sci. - 2016. - Vol. № 41. - P. 324337.

53. Dana H, Chalbatani GM, Mahmoodzadeh H, Karimloo R, Rezaiean O, Moradzadeh A, Mehmandoost N, Moazzen F, Mazraeh A, Marmari V, Ebrahimi M, Rashno MM, Abadi SJ, Gharagouzlo E. Molecular Mechanisms and Biological Functions of siRNA. // Int J Biomed Sci. - 2017. - Vol. № 13. - P. 48-57.

54. Dang CV. MYC on the path to cancer. // Cell. - 2012. - Vol. № 149. - P. 2235.

55. Danilevskaya ON, Arkhipova IR, Traverse KL, Pardue ML. Promoting in tandem: the promoter for telomere transposon HeT-A and implications for the evolution of retroviral LTRs. // Cell. - 1997. - Vol. № 88. - P. 647-655.

56. de La Roche Saint-Andre C. Alternative ends: telomeres and meiosis. // Biochimie. - 2008. - Vol. № 90. - P. 181-189.

57. de Lange T. T-loops and the origin of telomeres. // Nat Rev Mol Cell Biol. -2004. - Vol. № 5. - P. 323-329.

58. Denchi EL, de Lange T. Protection of telomeres through independent control of ATM and ATR by TRF2 and POT1. // Nature. - 2007. - Vol. № 448. - P. 10681071.

59. Deng Z, Norseen J, Wiedmer A, Riethman H, Lieberman PM. TERRA RNA binding to TRF2 facilitates heterochromatin formation and ORC recruitment at telomeres. // Mol Cell. - 2009. - Vol. № 35. - P. 403-413.

60. Deng Z, Wang Z, Xiang C, Molczan A, Baubet V, Conejo-Garcia J, Xu X, Lieberman PM, Dahmane N. Formation of telomeric repeat-containing RNA (TERRA) foci in highly proliferating mouse cerebellar neuronal progenitors and medulloblastoma. // J Cell Sci. - 2012. - Vol. № 125. - P. 4383-4394.

61. Doheny JG, Mottus R, Grigliatti TA. Telomeric position effect--a third silencing mechanism in eukaryotes. // PLoS One. - 2008. - Vol. № 3. - P. e3864.

62. Egan ED, Collins K. Biogenesis of telomerase ribonucleoproteins. // RNA. -2012. - Vol. № 18. - P. 1747-1759.

63. Fanti L, Giovinazzo G, Berloco M, Pimpinelli S. The heterochromatin protein 1 prevents telomere fusions in Drosophila. // Mol Cell. - 1998 - Vol. №;2(5). P. 527-538.

64. Fanti L, Pimpinelli S. HP1: a functionally multifaceted protein. // Curr Opin Genet Dev. - 2008. - Vol. № 18. - P. 169-174.

65. Font-Burgada J, Rossell D, Auer H, Azorin F. Drosophila HP1c isoform interacts with the zinc-finger proteins WOC and Relative-of-WOC to regulate gene expression. // Genes Dev.- 2008 - Vol. № 22(21). P. 3007-3023.

66. Galati A, Micheli E, Cacchione S. Chromatin structure in telomere dynamics. // Front Oncol. - 2013 - Vol №3. P. 46.

67. Gao G, Bi X, Chen J, Srikanta D, Rong YS. Mre11-Rad50-Nbs complex is required to cap telomeres during Drosophila embryogenesis. // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2009. - Vol. № 106. - P. 10728-10733.

68. George JA, Pardue ML. The promoter of the heterochromatic Drosophila telomeric retrotransposon, HeT-A, is active when moved into euchromatic locations. // Genetics. - 2003. - Vol. № 163. - P. 625-635.

69. Glover DM. Polo kinase and progression through M phase in Drosophila: a perspective from the spindle poles. // Oncogene. - 2005. - Vol. № 24. - P. 230237.

70. Godt D, Laski FA. Mechanisms of cell rearrangement and cell recruitment in Drosophila ovary morphogenesis and the requirement of bric a brac. // Development. - 1995. - Vol. № 121. - P. 173-187.

71. Golovnin A, Volkov I, Georgiev P. SUMO conjugation is required for the assembly of Drosophila Su(Hw) and Mod(mdg4) into insulator bodies that facilitate insulator complex formation. // J Cell Sci. - 2012. - Vol. № 125. - P. 2064-2074.

72. Gopalakrishnan J, Mennella V, Blachon S, Zhai B, Smith AH, Megraw TL, Nicastro D, Gygi SP, Agard DA, Avidor-Reiss T. Sas-4 provides a scaffold for cytoplasmic complexes and tethers them in a centrosome. // Nat Commun. - 2011.

- Vol. № 2. - P. 359.

73. Gottardo M, Pollarolo G, Llamazares S, Reina J, Riparbelli MG, Callaini G, Gonzalez C. Loss of Centrobin Enables Daughter Centrioles to Form Sensory Cilia in Drosophila. // Curr Biol. - 2015. - Vol. № 25. - P. 2319-2324.

74. Greider CW, Blackburn EH. Identification of a specific telomere terminal transferase activity in Tetrahymena extracts. // Cell. - 1985. - Vol. № 43. - P. 405413.

75. Hayflick L, Moorhead PS. The serial cultivation of human diploid cell strains. // Exp Cell Res. - 1961. - Vol. № 25. - P. 585-621.

76. Higashiyama T, Noutoshi Y, Fujie M, Yamada T. Zepp, a LINE-like retrotransposon accumulated in the Chlorella telomeric region. // EMBO J. - 1997.

- Vol. № 16. - P. 3715-3723.

77. Hinnant TD, Merkle JA, Ables ET. Coordinating Proliferation, Polarity, and Cell Fate in the Drosophila Female Germline. // Front Cell Dev Biol. - 2020. -Vol. № 8. - P. 19.

78. Holohan B, Wright WE, Shay JW. Cell biology of disease: Telomeropathies: an emerging spectrum disorder. // J Cell Biol. - 2014. - Vol. № 205. - P. 289-299.

79. Huynh JR, St Johnston D. The origin of asymmetry: early polarisation of the Drosophila germline cyst and oocyte. // Curr Biol. - 2004. - Vol. № 14. - P. R438-449.

80. Jedlicka P, Tokan V, Kejnovska I, Hobza R, Kejnovsky E. Telomeric retrotransposons show propensity to form G-quadruplexes in various eukaryotic species. // Mob DNA. - 2023. - Vol. № 14. - P. 3.

81. Kalmykova A. Telomere Checkpoint in Development and Aging. // Int J Mol Sci. - 2023. - Vol. № 24.

82. Kalmykova A.I, Sokolova O.A. Retrotransposons and Telomeres. // Biochemistry (Mosc) - 2023. - Vol. № 88(11) - P. 1739-1753.

83. Kao LR, Megraw TL. Centrocortin cooperates with centrosomin to organize Drosophila embryonic cleavage furrows. // Curr Biol. - 2009. - Vol. № 19. - P. 937-942.

84. Kar A, Willcox S, Griffith JD. Transcription of telomeric DNA leads to high levels of homologous recombination and t-loops. // Nucleic Acids Res. - 2016. -Vol. № 44. - P. 9369-9380.

85. Karlseder J. Telomere repeat binding factors: keeping the ends in check. // Cancer Lett. - 2003. - Vol. № 194. - P. 189-197.

86. Kelleher C, Teixeira MT, Forstemann K, Lingner J. Telomerase: biochemical considerations for enzyme and substrate. // Trends Biochem Sci. - 2002. - Vol. № 27. - P. 572-579.

87. Keller C, Adaixo R, Stunnenberg R, Woolcock KJ, Hiller S, Buhler M. HP1(Swi6) mediates the recognition and destruction of heterochromatic RNA transcripts. // Mol Cell. - 2012. - Vol. № 47. - P. 215-227.

88. Kim NW, Piatyszek MA, Prowse KR, Harley CB, West MD, Ho PL, Coviello GM, Wright WE, Weinrich SL, Shay JW. Specific association of human telomerase activity with immortal cells and cancer. // Science. - 1994. - Vol. № 266. - P. 2011-2015.

89. Kopytova DV, Krasnov AN, Kopantceva MR, Nabirochkina EN, Nikolenko JV, Maksimenko O, Kurshakova MM, Lebedeva LA, Yerokhin MM, Simonova OB, Korochkin LI, Tora L, Georgiev PG, Georgieva SG. Two isoforms of Drosophila TRF2 are involved in embryonic development, premeiotic chromatin

condensation, and proper differentiation of germ cells of both sexes. // Mol Cell Biol. - 2006. - Vol. № 26. - P. 7492-7505.

90. Kordyukova M, Morgunova V, Olovnikov I, Komarov PA, Mironova A, Olenkina OM, Kalmykova A. Subcellular localization and Egl-mediated transport of telomeric retrotransposon HeT-A ribonucleoprotein particles in the Drosophila germline and early embryogenesis. // PLoS One. - 2018. - Vol. № 13. - P. e0201787.

91. Kordyukova M, Olovnikov I, Kalmykova A. Transposon control mechanisms in telomere biology. // Curr Opin Genet Dev. - 2018. - Vol. № 49. - P. 56-62.

92. M. Kordyukova, O. Sokolova, V. Morgunova, S. Ryazansky, N. Akulenko, S. Glukhov, A. Kalmykova. Nuclear Ccr4-Not mediates the degradation of telomeric and transposon transcripts at chromatin in the Drosophila germline // Nucleic Acids Res. - 2020. - Vol. № 48(1). P. 141-156.

93. Kuimov AN. Polypeptide components of telomere nucleoprotein complex. // Biochemistry (Mosc). - 2004. - Vol. № 69. - P. 117-129.

94. Lavrov S, Dejardin J, Cavalli G. Combined immunostaining and FISH analysis of polytene chromosomes .// Methods Mol Biol. - 2004 - Vol. № 24 - P. 289-303.

95. Lan J, Zhu Y, Xu L, Yu H, Yu J, Liu X, Fu C, Wang X, Ke Y, Huang HJJoBC. The 68-kDa telomeric repeat binding factor 1 (TRF1)-associated protein (TAP68) interacts with and recruits TRF1 to the spindle pole during mitosis. - 2014. - Vol. № 289. - P. 14145-14156.

96. Lasko P. mRNA localization and translational control in Drosophila oogenesis. // Cold Spring Harb Perspect Biol. - 2012. - Vol. № 4. - P. a012294.

97. Lee DH, Ryu HW, Kim GW, Kwon SH. Comparison of three heterochromatin protein 1 homologs in Drosophila. // J Cell Sci. - 2019. - Vol. № 132.

98. Lee HW, Blasco MA, Gottlieb GJ, Horner JW, 2nd, Greider CW, DePinho RA. Essential role of mouse telomerase in highly proliferative organs. // Nature. -1998. - Vol. № 392. - P. 569-574.

99. Levis RW, Ganesan R, Houtchens K, Tolar LA, Sheen FM. Transposons in place of telomeric repeats at a Drosophila telomere. // Cell. - 1993. - Vol. № 75. -P. 1083-1093.

100. Li B, de Lange T. Rapl affects the length and heterogeneity of human telomeres. // Mol Biol Cell. - 2003. - Vol. № 14. - P. 5060-5068.

101. Li B, Oestreich S, de Lange T. Identification of human Rap1: implications for telomere evolution. // Cell. - 2000. - Vol. № 101. - P. 471-483.

102. Li S, Makovets S, Matsuguchi T, Blethrow JD, Shokat KM, Blackburn EH. Cdk1-dependent phosphorylation of Cdc13 coordinates telomere elongation during cell-cycle progression. // Cell. - 2009. - Vol. № 136. - P. 50-61.

103. Lin JJ, Zakian VA. The Saccharomyces CDC13 protein is a single-strand TG1-3 telomeric DNA-binding protein in vitro that affects telomere behavior in vivo. // Proc Natl Acad Sci U S A. - 1996. - Vol. № 93. - P. 13760-13765.

104. Llamazares S, Moreira A, Tavares A, Girdham C, Spruce BA, Gonzalez C, Karess RE, Glover DM, Sunkel CE. polo encodes a protein kinase homolog required for mitosis in Drosophila. // Genes Dev. - 1991. - Vol. № 5. - P. 21532165.

105. Loayza D, De Lange T. POT1 as a terminal transducer of TRF1 telomere length control. // Nature. - 2003. - Vol. № 423. - P. 1013-1018.

106. Logarinho E, Bousbaa H, Dias JM, Lopes C, Amorim I, Antunes-Martins A, Sunkel CE. Different spindle checkpoint proteins monitor microtubule attachment and tension at kinetochores in Drosophila cells. // J Cell Sci. - 2004. - Vol. № 117. - P. 1757-1771.

107. Loh M, Bernard F, Guichet A. Kinesin-1 promotes centrosome clustering and nuclear migration in the Drosophila oocyte. // Development. - 2023. - Vol. № 150.

108. Lopez-Panades E, Casacuberta E. NAP-1, Nucleosome assembly protein 1, a histone chaperone involved in Drosophila telomeres. // Insect Biochem Mol Biol. -2016. - Vol. № 70. - P. 111-115.

109. Lopez-Panades E, Gavis ER, Casacuberta E. Specific Localization of the Drosophila Telomere Transposon Proteins and RNAs, Give Insight in Their Behavior, Control and Telomere Biology in This Organism. // PLoS One. - 2015. - Vol. № 10. - P. e0128573.

110. Lukhtanov VA, Pazhenkova EA. Diversity and evolution of telomeric motifs and telomere DNA organization in insects. // Biological Journal of the Linnean Society. - 2023. - Vol. № 140. - P. 536-555.

111. Ma H, Zhou Z, Wei S, Liu Z, Pooley KA, Dunning AM, Svenson U, Roos G, Hosgood HD, 3rd, Shen M, Wei Q. Shortened telomere length is associated with increased risk of cancer: a meta-analysis. // PLoS One. - 2011. - Vol. № 6. - P. e20466.

112. Maciejowski J, de Lange T. Telomeres in cancer: tumour suppression and genome instability. // Nat Rev Mol Cell Biol. - 2017. - Vol. № 18. - P. 175-186.

113. Martinez P, Blasco MA. Telomeric and extra-telomeric roles for telomerase and the telomere-binding proteins. // Nat Rev Cancer. - 2011. - Vol. № 11. - P. 161-176.

114. Martinez P, Blasco MA. Telomeric and extra-telomeric roles for telomerase and the telomere-binding proteins. // Nat Rev Cancer. - 2011. - Vol. № 11. - P. 161-176.

115. Martinez P, Gomez-Lopez G, Garcia F, Mercken E, Mitchell S, Flores JM, de Cabo R, Blasco MA. RAP1 protects from obesity through its extratelomeric role regulating gene expression. // Cell Rep. - 2013. - Vol. № 3. - P. 2059-2074.

116. Mason JM, Randall TA, Capkova Frydrychova R. Telomerase lost? // Chromosoma. - 2016. - Vol. № 125. - P. 65-73.

117. Maxwell PH, Belote JM, Levis RW. Identification of multiple transcription initiation, polyadenylation, and splice sites in the Drosophila melanogaster TART family of telomeric retrotransposons. // Nucleic Acids Res. - 2006. - Vol. № 34. -P. 5498-5507.

118. McClintock B. The Stability of Broken Ends of Chromosomes in Zea Mays. // Genetics. - 1941. - Vol. № 26. - P. 234-282.

119. McElligott R, Wellinger RJ. The terminal DNA structure of mammalian chromosomes. // EMBO J. - 1997. - Vol. № 16. - P. 3705-3714.

120. McLaughlin JM, Bratu DP. Drosophila melanogaster Oogenesis: An Overview. // Methods Mol Biol. - 2015. - Vol. № 1328. - P. 1-20.

121. Megraw TL, Kilaru S, Turner FR, Kaufman TC. The centrosome is a dynamic structure that ejects PCM flares. // J Cell Sci. - 2002. - Vol. № 115. - P. 47074718.

122. Melnikova L, Biessmann H, Georgiev P. The Ku protein complex is involved in length regulation of Drosophila telomeres. // Genetics. - 2005. - Vol. № 170. -P. 221-235.

123. Mohn F, Sienski G, Handler D, Brennecke J. The rhino-deadlock-cutoff complex licenses noncanonical transcription of dual-strand piRNA clusters in Drosophila. // Cell. - 2014. - Vol. № 157. - P. 1364-1379.

124. Morgunova V, Akulenko N, Radion E, Olovnikov I, Abramov Y, Olenina LV, Shpiz S, Kopytova DV, Georgieva SG, Kalmykova A. Telomeric repeat silencing in germ cells is essential for early development in Drosophila // Nucleic Acids Res. - 2015. - Vol. № 43 - P. 8762-8773

125. V. V. Morgunova, A. I. Kalmykova. Role of telomeric protein complex and telomeric RNA in early development of Drosophila // Cytology - 2016. - Vol. №58 (4). - P. 290 - 294

126. V. Morgunova, M. Kordyukova, E.A. Mikhaleva, I. Butenko, O.V. Pobeguts, and A. Kalmykova. Loss of telomere silencing is accompanied by dysfunction of Polo kinase and centrosomes during Drosophila oogenesis and early development // PlosOne 2021. - Vol. № 16(10) - P. e0258156.

127. Morgunova V, Sukhova MM, Kalmykova A. Whole-Mount RNA FISH Combined with Immunofluorescence for the Analysis of the Telomeric Ribonucleoproteins in the Drosophila Germline // Methods Mol Biol. 2022. - Vol. № 2509 - P. 157-169.

128. Muller HJ. The remaking of chromosomes. // Net collect. - 1938. - Vol. № 13. - P. 181-198.

129. Musaro M, Ciapponi L, Fasulo B, Gatti M, Cenci G. Unprotected Drosophila melanogaster telomeres activate the spindle assembly checkpoint. // Nat Genet. -2008. - Vol. № 40. - P. 362-366.

130. Nassour J, Aguiar LG, Correia A, Schmidt TT, Mainz L, Przetocka S, Haggblom C, Tadepalle N, Williams A, Shokhirev MN, Akincilar SC, Tergaonkar V, Shadel GS, Karlseder J. Telomere-to-mitochondria signalling by ZBP1 mediates replicative crisis. // Nature. - 2023a. - Vol. № 614. - P. 767-773.

131. Nassour J, Aguiar LG, Correia A, Schmidt TT, Mainz L, Przetocka S, Haggblom C, Tadepalle N, Williams A, Shokhirev MNJN. Telomere-to-mitochondria signalling by ZBP1 mediates replicative crisis. - 2023b. - Vol. № 614. - P. 767-773.

132. Nelson AD, Shippen DE. Evolution of TERT-interacting lncRNAs: expanding the regulatory landscape of telomerase. // Front Genet. - 2015. - Vol. № 6. - P. 277.

133. Novak ZA, Wainman A, Gartenmann L, Raff JW. Cdk1 Phosphorylates Drosophila Sas-4 to Recruit Polo to Daughter Centrioles and Convert Them to Centrosomes. // Dev Cell. - 2016. - Vol. № 37. - P. 545-557.

134. Novakova T, Kanovsky J, Miklik R, Bocek O, Poloczek M, Jerabek P, Privarova L, Ondrus T, Jarkovsky J, Benesova K, Spinar J, Kala P. Short sheath benefit in radial artery injury after PCI - optical coherence tomography serial study. // Biomed Pap Med Fac Univ Palacky Olomouc Czech Repub. - 2016. -Vol. № 160. - P. 393-398.

135. Ohishi T, Hirota T, Tsuruo T, Seimiya H. TRF1 mediates mitotic abnormalities induced by Aurora-A overexpression. // Cancer Res. - 2010. - Vol. № 70(5) -P. 2041-2052.

136. Olovnikov AM. [Principle of marginotomy in template synthesis of polynucleotides]. // Dokl Akad Nauk SSSR. - 1971. - Vol. № 201. - P. 14961499.

137. Olovnikov AM. A theory of marginotomy. The incomplete copying of template margin in enzymic synthesis of polynucleotides and biological

significance of the phenomenon. // J Theor Biol. - 1973. - Vol. № 41. - P. 181190.

138. Olovnikov IA, Morgunova VV, Mironova AA, Kordyukova MY, Radion EI, Olenkina OM, Akulenko NV, Kalmykova AI. Interaction of Telomeric Retroelement HeT-A Transcripts and Their Protein Product Gag in Early Embryogenesis of Drosophila. // Biochemistry (Mosc). - 2016. - Vol. № 81. - P. 1023-1030.

139. Palm W, de Lange T. How shelterin protects mammalian telomeres. // Annu Rev Genet. - 2008. - Vol. № 42. - P. 301-334.

140. Pardue ML, Danilevskaya ON, Lowenhaupt K, Slot F, Traverse KL. Drosophila telomeres: new views on chromosome evolution. // Trends Genet. -1996. - Vol. № 12. - P. 48-52.

141. Pardue ML, Debaryshe P. Adapting to life at the end of the line: How Drosophila telomeric retrotransposons cope with their job. // Mob Genet Elements. - 2011. - Vol. № 1. - P. 128-134.

142. Pardue ML, DeBaryshe PG. Retrotransposons provide an evolutionarily robust non-telomerase mechanism to maintain telomeres. // Annu Rev Genet. -

2003. - Vol. № 37. - P. 485-511.

143. Park JI, Venteicher AS, Hong JY, Choi J, Jun S, Shkreli M, Chang W, Meng Z, Cheung P, Ji H, McLaughlin M, Veenstra TD, Nusse R, McCrea PD, Artandi SE. Telomerase modulates Wnt signalling by association with target gene chromatin. // Nature. - 2009. - Vol. № 460. - P. 66-72.

144. Patel TN, Vasan R, Gupta D, Patel J, Trivedi M. Shelterin proteins and cancer. // Asian Pac J Cancer Prev. - 2015. - Vol. № 16. - P. 3085-3090.

145. Perrini B, Piacentini L, Fanti L, Altieri F, Chichiarelli S, Berloco M, Turano C, Ferraro A, Pimpinelli S. HP1 controls telomere capping, telomere elongation, and telomere silencing by two different mechanisms in Drosophila. // Mol Cell. -

2004. - Vol. № 15. - P. 467-476.

146. Phan AT. Human telomeric G-quadruplex: structures of DNA and RNA sequences. // FEBS J. - 2010. - Vol. № 277. - P. 1107-1117.

147. Pihan GA. Centrosome dysfunction contributes to chromosome instability, chromoanagenesis, and genome reprograming in cancer. // Front Oncol. - 2013. -Vol. № 3. - P. 277.

148. Pimenta-Marques A, Bento I, Lopes CA, Duarte P, Jana SC, Bettencourt-Dias M. A mechanism for the elimination of the female gamete centrosome in Drosophila melanogaster. // Science. - 2016. - Vol. № 353. - P. aaf4866.

149. Platt JM, Ryvkin P, Wanat JJ, Donahue G, Ricketts MD, Barrett SP, Waters HJ, Song S, Chavez A, Abdallah KO, Master SR, Wang LS, Johnson FB. Rap1 relocalization contributes to the chromatin-mediated gene expression profile and pace of cell senescence. // Genes Dev. - 2013. - Vol. № 27. - P. 1406-1420.

150. Porro A, Feuerhahn S, Reichenbach P, Lingner JJM, biology c. Molecular dissection of telomeric repeat-containing RNA biogenesis unveils the presence of distinct and multiple regulatory pathways. - 2010. - Vol. №.

151. Radion E, Morgunova V, Ryazansky S, Akulenko N, Lavrov S, Abramov Y, Komarov PA, Glukhov SI, Olovnikov I, Kalmykova A. Key role of piRNAs in telomeric chromatin maintenance and telomere nuclear positioning in Drosophila germline. // Epigenetics Chromatin. - 2018. - Vol. № 11. - P. 40.

152. Radion E, Ryazansky S, Akulenko N, Rozovsky Y, Kwon D, Morgunova V, Olovnikov I, Kalmykova A. Telomeric Retrotransposon HeT-A Contains a Bidirectional Promoter that Initiates Divergent Transcription of piRNA Precursors in Drosophila Germline. // J Mol Biol. - 2017. - Vol. № 429. - P. 3280-3289.

153. Raffa GD, Cenci G, Siriaco G, Goldberg ML, Gatti M. The putative Drosophila transcription factor woc is required to prevent telomeric fusions. // Mol Cell. - 2005. - Vol. № 20(6). P. 821-831

154. Raffa GD, Cenci G, Ciapponi L, Gatti M. Organization and Evolution of Drosophila Terminin: Similarities and Differences between Drosophila and Human Telomeres. // Front Oncol. - 2013. - Vol. № 3. - P. 112.

155. Raffa GD, Ciapponi L, Cenci G, Gatti M. Terminin: a protein complex that mediates epigenetic maintenance of Drosophila telomeres. // Nucleus. - 2011. -Vol. № 2. - P. 383-391.

156. Raffa GD, Raimondo D, Sorino C, Cugusi S, Cenci G, Cacchione S, Gatti M, Ciapponi L. Verrocchio, a Drosophila OB fold-containing protein, is a component of the terminin telomere-capping complex. // Genes Dev. - 2010. - Vol. № 24. - P. 1596-1601.

157. Raffa GD, Siriaco G, Cugusi S, Ciapponi L, Cenci G, Wojcik E, Gatti M. The Drosophila modigliani (moi) gene encodes a HOAP-interacting protein required for telomere protection. // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2009. - Vol. № 106. - P. 2271-2276.

158. Rashkova S, Athanasiadis A, Pardue ML. Intracellular targeting of Gag proteins of the Drosophila telomeric retrotransposons. // J Virol. - 2003. - Vol. № 77. - P. 6376-6384.

159. Rashkova S, Karam SE, Kellum R, Pardue ML. Gag proteins of the two Drosophila telomeric retrotransposons are targeted to chromosome ends. // J Cell Biol. - 2002a. - Vol. № 159. - P. 397-402.

160. Rashkova S, Karam SE, Pardue ML. Element-specific localization of Drosophila retrotransposon Gag proteins occurs in both nucleus and cytoplasm. // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2002b. - Vol. № 99. - P. 3621-3626.

161. Riparbelli MG, Persico V, Callaini G. Early Drosophila Oogenesis: A Tale of Centriolar Asymmetry. // Cells. - 2021. - Vol. № 10.

162. Rippe K, Luke B. TERRA and the state of the telomere. // Nat Struct Mol Biol. - 2015. - Vol. № 22. - P. 853-858.

163. Roper K, Brown NH. A spectraplakin is enriched on the fusome and organizes microtubules during oocyte specification in Drosophila. // Curr Biol. -2004. - Vol. № 14. - P. 99-110.

164. Rossi M, Gorospe M. Noncoding RNAs Controlling Telomere Homeostasis in Senescence and Aging. // Trends Mol Med. - 2020. - Vol. № 26. - P. 422-433.

165. Rubtsova M, Naraykina Y, Vasilkova D, Meerson M, Zvereva M, Prassolov V, Lazarev V, Manuvera V, Kovalchuk S, Anikanov N, Butenko I, Pobeguts O, Govorun V, Dontsova O. Protein encoded in human telomerase RNA is involved

in cell protective pathways. // Nucleic Acids Res. - 2018. - Vol. № 46. - P. 89668977.

166. Salles FJ, Strickland S. Analysis of poly(A) tail lengths by PCR: the PAT assay. // Methods Mol Biol. - 1999. - Vol. № 118. - P. 441-448.

167. Sanchez AD, Feldman JL. Microtubule-organizing centers: from the centrosome to non-centrosomal sites. // Curr Opin Cell Biol. - 2017. - Vol. № 44. - P. 93-101.

168. Savitsky M, Kwon D, Georgiev P, Kalmykova A, Gvozdev V. Telomere elongation is under the control of the RNAi-based mechanism in the Drosophila germline. // Genes Dev. - 2006. - Vol. № 20. - P. 345-354.

169. Scheibe M, Arnoult N, Kappei D, Buchholz F, Decottignies A, Butter F, Mann M. Quantitative interaction screen of telomeric repeat-containing RNA reveals novel TERRA regulators. // Genome Res. - 2013. - Vol. № 23. - P. 21492157.

170. Schoeftner S, Blasco MA. Developmentally regulated transcription of mammalian telomeres by DNA-dependent RNA polymerase II. // Nat Cell Biol. -2008. - Vol. № 10. - P. 228-236.

171. Shareef MM, King C, Damaj M, Badagu R, Huang DW, Kellum R. Drosophila heterochromatin protein 1 (HP1)/origin recognition complex (ORC) protein is associated with HP1 and ORC and functions in heterochromatin-induced silencing. // Mol Biol Cell. - 2001. - Vol. № 12. - P. 1671-1685.

172. Shay JW, Wright WE. Role of telomeres and telomerase in cancer. // Semin Cancer Biol. - 2011. - Vol. № 21. - P. 349-353.

173. Shpiz S, Kwon D, Rozovsky Y, Kalmykova A. rasiRNA pathway controls antisense expression of Drosophila telomeric retrotransposons in the nucleus. // Nucleic Acids Res. - 2009. - Vol. № 37. - P. 268-278.

174. Shpiz S, Kwon D, Uneva A, Kim M, Klenov M, Rozovsky Y, Georgiev P, Savitsky M, Kalmykova A. Characterization of Drosophila telomeric retroelement TAHRE: transcription, transpositions, and RNAi-based regulation of expression. // Mol Biol Evol. - 2007. - Vol. № 24. - P. 2535-2545.

175. Shpiz S, Lavrov S, Kalmykova A. Combined RNA/DNA fluorescence in situ hybridization on whole-mount Drosophila ovaries. // Methods Mol Biol. - 2014. -Vol. № 1093. - P. 161-169.

176. Shpiz S, Olovnikov I, Sergeeva A, Lavrov S, Abramov Y, Savitsky M, Kalmykova A. Mechanism of the piRNA-mediated silencing of Drosophila telomeric retrotransposons. // Nucleic Acids Res. - 2011. - Vol. № 39. - P. 87038711.

177. Shpiz SG, Kalmykova AI. Structure of telomeric chromatin in Drosophila. // Biochemistry (Mosc). - 2007. - Vol. № 72. - P. 618-630.

178. Silva-Sousa R, Lopez-Panades E, Pineyro D, Casacuberta E. The chromosomal proteins JIL-1 and Z4/Putzig regulate the telomeric chromatin in Drosophila melanogaster. // PLoS Genet. - 2012. - Vol. № 8. - P. e1003153.

179. Silva-Sousa R, Lopez-Panads E, Casacuberta E. Drosophila telomeres: an example of co-evolution with transposable elements. // Genome Dyn. - 2012. -Vol. № 7. - P. 46-67.

180. Silva-Sousa R, Varela MD, Casacuberta E. The Putzig partners DREF, TRF2 and KEN are involved in the regulation of the Drosophila telomere retrotransposons, HeT-A and TART. // Mob DNA. - 2013. - Vol. № 4. - P. 18.

181. Simonova OB, Petruk SF, Dzhagaeva IV, Korochkin LI. [Role of the lawc(p1) mutation in the regulation of the white locus expression in Drosophila]. // Genetika. - 1998. - Vol. № 34. - P. 349-354.

182. Singh AK, Lakhotia SC. The hnRNP A1 homolog Hrb87F/Hrp36 is important for telomere maintenance in Drosophila melanogaster. // Chromosoma. - 2016. -Vol. № 125. - P. 373-388.

183. Taddei A, Hediger F, Neumann FR, Bauer C, Gasser SM. Separation of silencing from perinuclear anchoring functions in yeast Ku80, Sir4 and Esc1 proteins. // EMBO J. - 2004. - Vol. № 23. - P. 1301-1312.

184. Tautz D, Pfeifle C. A non-radioactive in situ hybridization method for the localization of specific RNAs in Drosophila embryos reveals translational control

of the segmentation gene hunchback. // Chromosoma. - 1989. - Vol. № 98. - P. 81-85.

185. Temme C, Zhang L, Kremmer E, Ihling C, Chartier A, Sinz A, Simonelig M, Wahle E. Subunits of the Drosophila CCR4-NOT complex and their roles in mRNA deadenylation. // RNA. - 2010. - Vol. № 16. - P. 1356-1370.

186. Tillery MML, Blake-Hedges C, Zheng Y, Buchwalter RA, Megraw TL. Centrosomal and Non-Centrosomal Microtubule-Organizing Centers (MTOCs) in Drosophila melanogaster. // Cells. - 2018. - Vol. № 7.

187. Townsley DM, Dumitriu B, Young NS. Bone marrow failure and the telomeropathies. // Blood. - 2014. - Vol. № 124. - P. 2775-2783.

188. Trybek T, Kowalik A, Gozdz S, Kowalska A. Telomeres and telomerase in oncogenesis. // Oncol Lett. - 2020. - Vol. № 20. - P. 1015-1027.

189. Valentijn LJ, Koster J, Zwijnenburg DA, Hasselt NE, van Sluis P, Volckmann R, van Noesel MM, George RE, Tytgat GA, Molenaar JJ, Versteeg R. TERT rearrangements are frequent in neuroblastoma and identify aggressive tumors. // Nat Genet. - 2015. - Vol. № 47. - P. 1411-1414.

190. Van Ly D, Low RRJ, Frolich S, Bartolec TK, Kafer GR, Pickett HA, Gaus K, Cesare AJ. Telomere Loop Dynamics in Chromosome End Protection. // Mol Cell. - 2018. - Vol. № 71. - P. 510-525 e516.

191. van Steensel B, de Lange T. Control of telomere length by the human telomeric protein TRF1. // Nature. - 1997. - Vol. № 385. - P. 740-743.

192. Vermaak D, Malik HS. Multiple roles for heterochromatin protein 1 genes in Drosophila. // Annu Rev Genet. - 2009. - Vol. № 43. - P. 467-492.

193. Vinagre J, Almeida A, Populo H, Batista R, Lyra J, Pinto V, Coelho R, Celestino R, Prazeres H, Lima L, Melo M, da Rocha AG, Preto A, Castro P, Castro L, Pardal F, Lopes JM, Santos LL, Reis RM, Cameselle-Teijeiro J, Sobrinho-Simoes M, Lima J, Maximo V, Soares P. Frequency of TERT promoter mutations in human cancers. // Nat Commun. - 2013. - Vol. № 4. - P. 2185.

194. Wagner E, Clement SL, Lykke-Andersen J. An unconventional human Ccr4-Cafl deadenylase complex in nuclear cajal bodies. Mol Cell Biol. // 2007. Vol. № 27(5) - P. 1686-1695.

195. Wang Z, Deng Z, Dahmane N, et al. Telomeric repeat-containing RNA (TERRA) constitutes a nucleoprotein component of extracellular inflammatory exosomes. // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2015- Vol. № 112(46). - P. E6293-E6300.

196. Wang SH, Elgin SC. Drosophila Piwi functions downstream of piRNA production mediating a chromatin-based transposon silencing mechanism in female germ line. // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2011. - Vol. № 108(52) - P. 21164-21169.

197. Wang F, Lei M. Human telomere POT1-TPP1 complex and its role in telomerase activity regulation. // Methods Mol Biol. - 2011. - Vol. № 735. - P. 173-187.

198. Wang Z, Lieberman PM. The crosstalk of telomere dysfunction and inflammation through cell-free TERRA containing exosomes. // RNA Biol. -2016. - Vol. № 13. - P. 690-695.

199. Weaver BA, Cleveland DW. Does aneuploidy cause cancer? // Curr Opin Cell Biol. - 2006. - Vol. № 18. - P. 658-667.

200. Wei W, Gilbert N, Ooi SL, Lawler JF, Ostertag EM, Kazazian HH, Boeke JD, Moran JV. Human L1 retrotransposition: cis preference versus trans complementation. // Mol Cell Biol. - 2001. - Vol. № 21. - P. 1429-1439.

201. Wellinger RJ. The CST complex and telomere maintenance: the exception becomes the rule. // Mol Cell. - 2009. - Vol. № 36. - P. 168-169.

202. Wilson RC, Doudna JA. Molecular mechanisms of RNA interference. // Annu Rev Biophys. - 2013. - Vol. № 42. - P. 217-239.

203. Wong LC, Schedl P. Dissection of Drosophila ovaries. // J Vis Exp. - 2006. -Vol. №. - P. 52.

204. Wagner E, Clement SL, Lykke-Andersen J. An unconventional human Ccr4-Caf1 deadenylase complex in nuclear cajal bodies. // Mol Cell Biol. 2007. Vol. №.

- 27(5) P. 1686-1695.

205. Xie M, Mosig A, Qi X, Li Y, Stadler PF, Chen JJ. Structure and function of the smallest vertebrate telomerase RNA from teleost fish. // J Biol Chem. - 2008.

- Vol. № 283. - P. 2049-2059.

206. Yamamoto S, Bayat V, Bellen HJ, Tan C. Protein phosphatase 1ss limits ring canal constriction during Drosophila germline cyst formation. // PLoS One. -2013. - Vol. № 8. - P. e70502.

207. Yan AT, Yan RT, Tan M, Chow CM, Fitchett DH, Georgescu AA, Hassan Q, Luchansky J, Langer A, Goodman SG, Canadian ACSRI. ST-segment depression in non-ST elevation acute coronary syndromes: quantitative analysis may not provide incremental prognostic value beyond comprehensive risk stratification. // Am Heart J. - 2006. - Vol. № 152. - P. 270-276.

208. Ye J, Renault VM, Jamet K, Gilson E. Transcriptional outcome of telomere signalling. // Nat Rev Genet. - 2014. - Vol. № 15. - P. 491-503.

209. Zaessinger S, Busseau I, Simonelig M. Oskar allows nanos mRNA translation in Drosophila embryos by preventing its deadenylation by Smaug/CCR4. // Development. - 2006. - Vol. № 133. - P. 4573-4583.

210. Zhang L, Beaucher M, Cheng Y, Rong YS. Coordination of transposon expression with DNA replication in the targeting of telomeric retrotransposons in Drosophila. // EMBO J. - 2014. - Vol. № 33. - P. 1148-1158.

211. Zhang Y, Zhang L, Tang X, Bhardwaj SR, Ji J, Rong YS. MTV, an ssDNA Protecting Complex Essential for Transposon-Based Telomere Maintenance in Drosophila. // PLoS Genet. - 2016. - Vol. № 12. - P. e1006435.

212. Zijlmans JM, Martens UM, Poon SS, Raap AK, Tanke HJ, Ward RK, Lansdorp PM. Telomeres in the mouse have large inter-chromosomal variations in the number of T2AG3 repeats. // Proc Natl Acad Sci U S A. - 1997. - Vol. № 94.

- P. 7423-7428.

213. Кордюкова М, Калмыкова А. Природа и функции теломерных транскриптов // Биохимия. - 2019. - Том 84 №2, стр 212-222.

214. Моргунова В.В., Калмыкова А.И. Роль теломерного белкового комплекса и теломерной РНК в раннем развитии Drosophila // Цитология -2016. - Vol. № 58 (4), стр 290-294.

215. Узбеков Р.Э, Алиева И.Б. Центросома история изучения и новые открытия. От цитоплазматической гранулы до центрального комплекса внутриклеточной регуляции. // ИМУ - 2013. - P 320.