Функциональное состояние гипоталамо-гипофизарной системы у крыс линии Крушинского-Молодкиной в процессе эпилептогенеза тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.01, кандидат наук Горбачева Евгения Леонидовна

• Горбачева Евгения Леонидовна
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Горбачева Евгения Леонидовна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Экспериментальные модели эпилепсии

1.2 Гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальная система и эпилепсия

1.2.1 Общая характеристика гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной системы

1.2.1.1 Паравентрикулярное ядро гипоталамуса

1.2.1.2 Передняя доля гипофиза

1.2.1.3 Надпочечники

1.2.2 Взаимосвязь гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной системы и эпилепсии

1.3 Вазопрессинергическая система и эпилепсия

1.3.1 Общая характеристика вазопрессинергической системы

1.3.1.1 Супраоптическое и паравентрикулярное ядра гипоталамуса

1.3.1.2 Задняя доля гипофиза

1.3.2 Взаимосвязь вазопрессинергической системы и эпилепсии

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Экспериментальные модели

2.2 Обработка материала

2.2.1 Иммуноферментный анализ

2.2.2 Иммуногистохимический метод

2.2.3 Двойное иммуномечение

2.2.4 Метод гибридизации in situ

2.2.5 Вестерн-блот анализ

2.3 Морфофункциональный анализ материала

2.4 Статистический анализ результатов

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1 Межлинейные различия в функциональной активности гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной системы в базальном и стимулированном состоянии у крыс линий Вистар и КМ

3.1.1 Морфофункциональная характеристика паравентрикулярного ядра гипоталамуса у крыс линий Вистар и КМ

3.1.2 Функциональное состояние передней доли гипофиза у крыс линий Вистар и КМ

3.1.3 Анализ содержания кортикостерона в крови у крыс линий Вистар и КМ

3.1.4 Влияние иммобилизационного стресса на функциональное состояние передней доли гипофиза и концентрацию кортикостерона в крови у крыс линий Вистар и КМ

3.2 Межлинейные различия в функциональной активности вазопрессинергической системы в базальном состоянии у крыс линий Вистар и КМ

3.2.1 Морфофункциональная характеристика супраоптического и паравентрикулярного ядер гипоталамуса у крыс линий Вистар и КМ

3.2.2 Морфофункциональная характеристика задней доли гипофиза и анализ содержания вазопрессина в сыворотке крови у крыс линий Вистар и КМ

3.3 Влияние однократной звуковой стимуляции на функциональное состояние гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной системы у крыс линии КМ

3.3.1 Влияние однократной звуковой стимуляции на функциональную активность паравентрикулярного ядра у крыс линии КМ

3.3.2 Влияние однократной звуковой стимуляции на функциональную активность передней доли гипофиза у крыс линии КМ

3.3.3 Влияние однократной звуковой стимуляции на концентрацию кортикостерона в крови у крыс линии КМ

3.3.4 Влияние однократной звуковой стимуляции на концентрацию АКТГ и кортикостерона в крови у крыс линии Вистар

3.4 Влияние однократной звуковой стимуляции на функциональное состояние вазопрессинергической системы у крыс линии КМ

3.4.1 Влияние однократной звуковой стимуляции на функциональную активность супраоптического ядра гипоталамуса у крыс линии КМ

3.4.2 Влияние однократной звуковой стимуляции на функциональную активность задней доли гипофиза у крыс линии КМ

3.5 Влияние многократных звуковых стимуляций на функциональное состояние гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной системы у крыс линии КМ

3.5.1 Влияние многократных звуковых стимуляций на функциональную активность паравентрикулярного ядра у крыс линии КМ

3.5.2 Влияние многократных звуковых стимуляций на функциональную активность передней доли гипофиза у крыс линии КМ

3.5.3 Влияние многократных звуковых стимуляций на концентрацию кортикостерона в крови у крыс линии КМ

3.6 Влияние многократных звуковых стимуляций на функциональное состояние вазопрессинергической системы у крыс линии КМ

3.6.1 Влияние многократных звуковых стимуляций на функциональную активность супраоптического и паравентрикулярного ядер гипоталамуса у крыс линии КМ

3.6.2 Влияние многократных звуковых стимуляций на функциональную активность задней доли гипофиза у крыс линии КМ

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

4.1 Межлинейные различия в функциональном состоянии и в механизмах регуляции гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной и вазопрессинергической систем у крыс линий Вистар и КМ в базальном и стимулированном состоянии

4.2 Влияние однократной звуковой стимуляции на функциональное состояние и механизмы регуляции гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной и вазопрессинергической систем у крыс линии КМ

4.3 Влияние многократных звуковых стимуляций на функциональное состояние и механизмы регуляции гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной и вазопрессинергической систем у крыс линии КМ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

АКТГ - адренокортикотропный гормон; АСП - аудиогенный судорожный припадок; ГАМК - гамма-аминомасляная кислота;

ГАМКа - ионотропный рецептор гамма-аминомасляной кислоты;

ГАМКБ - метаботропный рецептор гамма-аминомасляной кислоты;

ГГАКС - гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальная система;

ГР - глюкокортикоидные рецепторы;

КМ - крысы линии Крушинского-Молодкиной;

МР -минералокортикоидные рецепторы;

ПВЯ - паравентрикулярное ядро гипоталамуса;

ПОМК - проопиомеланокортин;

СОЯ - супраоптическое ядро гипоталамуса;

AMPA- ионотропные рецепторы глутамата;

CREB - цАМФ-зависимый элемент-связывающий протеин (cAMP response element binding protein);

ERK - экстраклеточно сигнал-регулируемая киназа (extracellular signal-regulated kinase);

GAD65 - глутаматдекарбоксилаза 65кДа (glutamate decarboxylase);

GAD67 - глутаматдекарбоксилаза 67кДа (glutamate decarboxylase);

GEPR -Genetically epilepsy-prone rat;

KCC2 - K+, Cl- транспортер;

mGLUR - метаботропные глутаматные рецепторы; NKCC1 - Na+, K+, 2а--котранспортер;

NMDA - ионотропные рецепторы глутамата (N-метил-Б-аспартат); SNAP25 - компонент белкового комплекса SNARE (synaptosomal-associated protein); Vglut2 - везикулярный транспортер глутамата 2 (vesicular glutamate transporter 2); WAR - Wistar audiogenic rat.

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Функциональное состояние гипоталамо-гипофизарной системы у крыс линии Крушинского-Молодкиной в процессе эпилептогенеза»

Актуальность проблемы

Эпилепсия представляет собой распространенное неврологическое расстройство, которое характеризуется стойкой склонностью к возникновению эпилептических припадков (Elger, 2002). В связи с гетерогенностью данного заболевания изучение молекулярных механизмов патогенеза различных типов эпилепсии, в том числе рефлекторной, в настоящее время является одной из актуальных задач медико-биологических исследований.

В настоящее время известно, что при эпилепсии происходит нарушение баланса возбуждающих и тормозящих нейромедиаторных механизмов в мозге, что, с одной стороны, является причиной развития эпилептиформных припадков (Bradford, Peterson, 1987; Holmes, 1995), а с другой, может способствовать развитию нейроэндокринных расстройств (Clynen et al., 2014). Вместе с тем отмечено, что эпилептиформные припадки, в свою очередь, также способны оказывать влияние на нейроэндокринную систему (Clynen et al., 2014). И хотя гормональные отклонения не являются первопричиной эпилепсии, изменения в уровне гормонов могут определять тяжесть заболевания, способствуя изменению функциональной активности отделов мозга, участвующих в развитии эпилептической активности (Clynen et al., 2014).

Известно, что стресс является фактором, способным спровоцировать развитие судорожных припадков у многих пациентов, страдающих эпилепсией (Galtrey et al., 2016). На экспериментальных моделях эпилепсии было продемонстрировано, что гормоны гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной системы (ГГАКС) могут оказывать разнонаправленное действие на судорожный припадок (Maguire, Salpekar, 2013). Так, известно, что интрацеребральное введение кортиколиберина вызывает развитие судорожного припадка у молодых крыс (Baram et al., 1992). Введение адренокортикотропного гормона (АКТГ) при инфантильных судорогах, напротив, приводит к отмене или снижению тяжести судорожного припадка (Jaseja et al., 2012). Избыток глюкокортикоидов способен повышать нейрональную возбудимость и восприимчивость к факторам, вызывающим судороги (Wulsin et al., 2016). Особенно уязвимыми являются структуры лимбической системы (Гоёк, 2009). В настоящее время существует относительно немного работ, в которых была отмечена взаимосвязь между интенсивностью секреции вазопрессина и предрасположенностью к эпилептиформной активности. Так, показано, что для крыс линии Brattleboro, с генетически обусловленным недостатком вазопрессина, характерен более высокий порог развития гипертермических судорог, а также более медленное развитие киндлинга вследствие подпороговых электрических стимуляций амигдалы по сравнению с крысами линии Long Evans с нормальной секрецией вазопрессина (Kasting et al., 1981; Gillis, Cain, 1983). У крыс линии SHR (spontaneous

hypertensive rats), для которых характерен повышенный уровень активности вазопрессинергической системы, напротив, развитие электрического киндлинга происходило быстрее, чем у материнской линии WKY (Greenwood et al., 1989). Большинство работ, посвященных исследованию эффектов вазопрессина на судорожные припадки, также указывают на то, что вазопрессин играет скорее активирующую роль в реализации судорожной активности (Abood et al., 1980; Kasting et al., 1980; Croiset, De Wied, 1997).

Данные относительно влияния эпилептиформной активности на состояние гипоталамо-гипофизарной системы в целом указывают на то, что судорожные припадки сопровождаются активацией ГГАКС и вазопрессинергической системы, однако все они получены в основном на фармакологических моделях эпилепсии и на модели электрического киндлинга (Szafarczyk et al., 1986; Greenwood et al., 1991; Sun et al., 1996; O'Toole et al., 2014). На генетических моделях эпилепсии подобных исследований практически не проводилось.

Наследственные модели эпилепсии обладают рядом преимуществ по сравнению с другими моделями для изучения эпилепсии. Они являются отличным инструментом не только для исследования влияния судорожных припадков на функциональное состояние ГГАКС и вазопрессинергической системы, но также могут быть использованы для оценки зависимости активности ГГАКС и вазопрессинергической системы от предрасположенности к аудиогенной эпилепсии.

Одной из генетических моделей аудиогенной рефлекторной эпилепсии являются крысы линии Крушинского-Молодкиной (КМ). Для данного типа эпилепсии характерно развитие эпилептиформного припадка в результате воздействия сенсорного (акустического) стимула (Семиохина и соавт., 2006). Особенности работы центральных и периферического звеньев ГГАКС и вазопрессинергической системы, а также механизмы их регуляции у крыс линии КМ практически не изучались.

Кроме того, показано, что повторная провокация судорожных припадков путем предъявления ежедневных звуковых стимуляций крысам линии КМ приводит к возникновению у них миоклонических судорог, в развитии которых принимают участие вовлеченные в эпилептическую сеть структуры лимбической системы мозга и новая кора (Семиохина и соавт., 2006; Vinogradova, 2017). Данное явление распространения эпилептической активности из стволовых структур в передний мозг получило название аудиогенного киндлинга. Модель аудиогенного киндлинга на крысах линии КМ дает возможность исследовать лимбический эпилептогенез и сопутствующие ему изменения в фунциональной активности мозга, в том числе нейроэндокринной системы (Vinogradova, 2017). В целом, крысы линии КМ являются прекрасной экспериментальной моделью для исследования функционального состояния ГГАКС

и вазопрессинергической системы в ходе эпилептогенеза, поскольку позволяют моделировать не только рефлекторную эпилепсию, но и могут служить моделью лимбической эпилепсии.

Цель

Оценить особенности состояния ГГАКС и вазопрессинергической системы на разных стадиях эпилептогенеза у крыс с наследственной предрасположенностью к аудиогенной эпилепсии.

Задачи

1. Оценить межлинейные различия в состоянии ГГАКС и вазопрессинергической системы и механизмы их регуляции у крыс линий Вистар и КМ.

2. Оценить характер влияния однократного аудиогенного судорожного припадка на функциональное состояние и механизмы регуляции ГГАКС и вазопрессинергической системы у крыс линии КМ.

3. Оценить характер влияния аудиогенного киндлинга на функциональное состояние и механизмы регуляции ГГАКС и вазопрессинергической системы у крыс линии КМ.

4. Сравнить характер влияния аудиогенной стимуляции на состояние ГГАКС и вазопрессинергической системы у крыс линии КМ в зависимости от наличия или отсутствия судорожной активности.

Научная новизна работы

Впервые показано, что для крыс линии КМ, являющихся моделью рефлекторной (аудиогенной) эпилепсии, в базальном состоянии характерна пониженная секреторная активность кортикотропоцитов передней доли гипофиза и вазопрессинергических нейронов. Впервые показано, что на начальной стадии эпилептогенеза у крыс линии КМ под влиянием однократного судорожного припадка происходит активация секреторной активности ГГАКС и вазопрессинергической системы уже непосредственно на клонико-тонической стадии судорожного припадка, которая развивается в среднем спустя 6-10 секунд после предъявления звукового стимула. Активация вазопрессинергической системы в ответ на однократный эпилептиформный припадок носит кратковременный характер и завершается через 1 час после окончания судорожного припадка, причем восстановление уровня синтеза нейрогормона в гипоталамусе до контрольных значений происходит ERK1/2/CREB-зависимым путем. Для ГГАКС показана пролонгированная активация только периферического звена, которая не заканчивается в течение 24 часов после судорожного припадка. Впервые показано, что аудиогенный киндлинг приводил к длительной повышенной активности периферического звена

ГГАКС, при этом наблюдалось истощение центральных звеньев ГГАКС. Аудиогенный киндлинг также приводил к активации вазопрессинергической системы, что выражалось в повышении экспрессии вазопрессина в гипоталамусе. При этом многократные звуковые стимуляции не приводили к изменениям в работе ГГАКС и вазопрессинергической системы у крыс линии КМ с приобретенной устойчивостью к аудиогенным судорожным припадкам. Эти данные впервые показывают, что изменения в работе ГГАКС и вазопрессинергической системы у крыс линии КМ являются следствием эпилептогенеза, а не хронического стресса, вследствие многократных звуковых стимуляций.

Теоретическое и практическое значение работы

Результаты, полученные в ходе данного исследования, позволяют расширить представление о состоянии и механизмах регуляции гипоталамо-гипофизарной системы в ходе эпилептогенеза. Выполненная в работе оценка функционального состояния ГГАКС и вазопрессинергической системы у крыс линии КМ в норме, при воздействии однократного судорожного припадка, а также многократных судорожных припадков вносит значительный вклад в изучение зависимости активности ГГАКС и вазопрессинергической системы от предрасположенности к аудиогенной эпилепсии, а также изменения активности ГГАКС и вазопрессинергической системы на разных стадиях эпилептогенеза. Выявленные в ходе исследования механизмы могут учитываться при исследовании наследственной аудиогенной (рефлекторной) и лимбической эпилепсии у людей. Полученные в работе данные могут найти приложение в нейрологии и эпилептологии. Результаты исследований могут быть использованы при подготовке курсов лекций для студентов и аспирантов медицинских и биологических направлений.

Положения, выносимые на защиту

1. На модели генетической аудиогенной эпилепсии - крысах линии КМ - показана пониженная секреция гормонов центрального звена ГГАКС и вазопрессинергической нейросекреторной системы.

2. Активация ГГАКС и вазопрессинергической системы у крыс линии КМ происходит уже на ранней стадии однократного аудиогенного припадка вследствие распространения эпилептиформной активности в мозге, что указывает на участие ГГАКС и вазопрессинергической системы в реализации судорожной активности.

3. Активация вазопрессинергической системы у крыс линии КМ носит кратковременный характер. Компенсаторный ресинтез вазопрессина через 1 час после окончания судорожного

припадка происходит ЕКК1/2/СКЕВ-зависимым путем. Активация ГГАКС носит более длительный характер и сохраняется в течение 24 часов после окончания судорожного припадка.

4. Аудиогенный киндлинг, являющийся моделью лимбической эпилепсии, приводит к повышенной активности периферического звена ГГАКС на фоне пониженной активности центральных звеньев.

5. Аудиогенный киндлинг вызывает длительное повышение экспрессии вазопрессина, обусловленное снижением тормозной ГАМК-ергической иннервации.

6. Выявленные нарушения в функциональной активности ГГАКС и вазопрессинергической системы у крыс линии КМ являются следствием эпилептогенеза, а не хронического стресса вследствие многократных звуковых стимуляций.

Апробация работы

Результаты исследования представлены в виде устных и стендовых докладов на XVIII, XIX Международной медико-биологической конференции молодых исследователей «Фундаментальная наука и клиническая медицина - человек и его здоровье» (Санкт-Петербург, 2015, 2016); IX Всероссийской конференции "Нейроэндокринология-2015", посвященной 90-летию А. Л. Поленова (Санкт-Петербург, 2015); XXIII Международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов-2016» (Москва, 2016); 20-й, 22-й Международной Пущинской школе-конференции «Биология - наука XXI века» (Пущино, 2016,

2018); XV Всероссийском совещании с международным участием и VIII школе по эволюционной физиологии (Санкт-Петербург, 2016); Международной конференции «Рецепторы и внутриклеточная сигнализация» (Пущино, 2017); Всероссийском симпозиуме с международным участием «Стресс: физиологические эффекты, патологические последствия и способы их предотвращения» (Санкт-Петербург, 2017); XXII школе-конференции молодых ученых по физиологии высшей нервной деятельности и нейрофизиологии (Москва, 2018); XLVП научно-практической конференции с международным участием для студентов, аспирантов и молодых исследователей «Неделя науки СПбПУ» (Санкт-Петербург, 2018); 13-ом Всемирном конгрессе по нейрогипофизарным гормонам WCNH-2019 (Эйн-Геди, Израиль,

2019).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 21 работа, в том числе 3 статьи в рецензируемых научных журналах, рекомендованных ВАК РФ для размещения материалов кандидатских диссертаций, 1 статья в сборниках материалов конференций, 17 тезисов докладов всероссийских и международных конференций.

Личный вклад автора. Все экспериментальные результаты, приведенные в диссертационной работе, получены лично автором или при его непосредственном участии. Автор проводил статистическую обработку полученных данных, осуществлял их анализ и обобщение, принимал участие в подготовке публикаций по материалам работы.

Финансовая поддержка работы. Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (гранты №№ 14-04-00811; 18-34-00882).

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 144 страницах и состоит из списка сокращений, введения, обзора литературы - глава 1, описания методики - глава 2, описания результатов исследования - глава 3, обсуждения- глава 4, заключения, выводов и списка литературы, который включает 276 источников (из них 260 иностранных). Работа иллюстрирована 49 рисунками и 1 таблицей.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Экспериментальные модели эпилепсии

Эпилепсия является одним из наиболее распространенных хронических неврологических расстройств, основной чертой которого является возникновение повторных эпилептических приступов. В основе этих эпилептических припадков лежит аномальная гиперсинхронная избыточная электрическая активность в нейронах головного мозга, которая не наблюдается в нормальном состоянии (Б^г, 2002). В некоторых случаях эпилепсия имеет генетическую этиологию, в то время как в других, развитие эпилепсии вызывают такие события, как травма головы, воспаление, инсульт, опухолевые новообразования, инфекция, длительные лихорадочные припадки в детском возрасте и другие (Szaflarski et я1., 2014). Таким образом, в связи с гетерогенностью данного заболевания исследование патогенеза эпилепсии и сопровождающих ее нарушений в настоящее время является сложной задачей.

Для изучения эпилепсии используется целый ряд экспериментальных моделей. Это вызвано тем, что данное заболевание довольно разнообразно в своих проявлениях и ни одна модель не может полностью передать все его особенности (Kandratavicius et я1., 2014). В целом, по характеру эффекта все модели можно разделить на «острые» и «хронические». Для моделирования острых приступов интактным животным вводят различные химические судорожные агенты (пентилентетразол, пенициллин, стрихнин, бикукулин, кокаин и др.). По механизму действия хемоконвульсанты подразделяют на блокирующие тормозные механизмы, усиливающие процессы возбуждения, нарушающие энергетический метаболизм и тормозящие транспорт ионов (De Deyn et я1., 1992). Для инициации судорожного припадка также применяют однократную интенсивную электрическую стимуляцию или максимальный электрошок (Castel-Branco et я1., 2009; Rolston et я1., 2011). Острые модели эпилепсии в основном используют для изучения механизмов, лежащих в основе развития судорожного припадка, а также процессов, которые его сопровождают. Помимо этого, острые модели зачастую используют для тестирования новых антиэпилептических препаратов.

К хроническим моделям эпилепсии, в первую очередь, относят литий-пилокарпиновую и каинатную модель. Локальное или системное введение животным пилокарпина (агонист М холинорецепторов) и каината (агонист ионотропных рецепторов глутамата KAR) вызывает развитие паттерна лимбических судорог, а затем и эпилептического статуса, что сопровождается повреждениями мозга. После этого следует латентный период, а затем фаза хронических припадков, характеризующаяся возникновением спонтанных лимбических судорог (Сипа et а1., 2008; Lëvesque, АуоН, 2013). Еще одной хронической моделью эпилепсии принято считать модель электрического киндлинга. Классический вариант киндлинга

представляет собой многократные подпороговые электрические стимуляции различных структур головного мозга, зачастую структур лимбической системы, вследствие которых происходит развитие эпилептических приступов (McNamara et al., 1986). Помимо электрических стимуляций для развития киндлинга также используют подпороговые химические стимуляции (Kumar et al., 2016). Хронические модели эпилепсии позволяют исследовать нейрохимические, морфологические, физиологические, а также поведенческие нарушения, вызванные повреждениями головного мозга в ходе спонтанных судорог.

Генетические модели эпилепсии представляют отдельную группу экспериментальных моделей. Использование данных моделей позволяет изучать и работу «возбужденного» мозга, и механизмы, лежащие в основе формирования подобного состояния. К ним относят модели, в которых судорожные припадки либо происходят спонтанным образом, либо вызываются внешними стимулами. Большинство моделей, в которых эпилептиформная активность не зависит от определенных внешних воздействий, представлены инбредными линиями грызунов со спонтанной активностью типа абсанс, обусловленной генетически (Depaulis, van Luijtelaar, 2005). Наследственные модели рефлекторной эпилепсии включают различные линии животных с предрасположенностью к судорогам. В их числе светочувствительные бабуины (Papio papio), реагирующие на визуальные стимуляции (вспышки света) миоклонусом и тонико-клоническими судорогами, а также аудиогенные крысы и мыши, у которых в ответ на звуковой стимул определенной интенсивности и частоты происходит развитие генерализованных судорожных припадков (Naquet et al., 1995; Ross, Coleman, 2000).

Впервые аудиогенная судорожная активность была отмечена на крысах двух аутбредных линий (популяций) - Вистар и Спрэг-Доули. Впоследствии в разных странах мира с помощью селекции и близкородственного скрещивания были созданы линии животных, демонстрирующих устойчивые аудиогенные припадки (Ross, Coleman, 2000). На данный момент наиболее широко известными наследственными моделями аудиогенной эпилепсии являются крысы линий КМ, GEPR-9, GEPR-3 и WAR (Faingold, 1999; Doretto et al., 2003; Семиохина и соавт., 2006). В Аризонском университете на основе аутбредной линии крыс Спрэг-Доули была выведена линия крыс GEPR, генетически предрасположеная к аудиогенным припадкам, включающая в себя 2 подтипа, различающиеся между собой по реакции на звуковой стимул. Так, в ответ на звуковую стимуляцию у крыс линии GEPR-3 развиваются клонические судороги, в то время как у крыс линии GEPR-9 - тонические. На основе аутбредной линии крыс Вистар было выведено несколько самостоятельных линий, реагирующих на звуковую стимуляцию судорожным припадком. К таковым относится линия крыс Wistar audiogenic rats (WAR), которая была получена в Бразилии, а также линия крыс КМ,

которая была выведена в 60-х годах в России на базе МГУ Л.В. Крушинским, Л.Н. Молодкиной и Д.А. Флессом (Семиохина и соавт., 2006).

В экспериментах И. Б. Федотовой и А. Ф. Семиохиной было показано, что стабильная эпилептиформная судорожная реакция на звук у крыс линии КМ устанавливается к 3-х месячному возрасту (Федотова, Семиохина, 2002). Для крыс линии КМ свойственен довольно короткий латентный период около 2-5 секунд, после чего происходит развитие судорожного припадка, характеризующегося стадией дикого бега, клонико-тоническими судорогами и постиктальной депрессией. После завершения аудиогенного припадка у крыс линии КМ наблюдается состояние каталепоти, которое характеризуется «восковой гибкостью» мышц тела и полной арефлексией (Семиохина и соавт., 2006).

В результате ряда исследований было показано, что основной структурой, ответственной за генерацию аудиогенной судорожной активности у крыс линии КМ, является продолговатый мозг. Так, Акуличевым и соавторами было обнаружено повышение экспрессии c-foc в продолговатом мозге уже через 15 минут после припадка, в то время как в других отделах мозга (в мозжечке, гиппокампе и новой коре) усиление экспрессии выявлялось в более поздние сроки (Акуличев и соавт., 1990). В пользу этого предположения свидетельствуют также электрофизиологические работы, в которых было показано, что на ранних стадиях припадка в области продолговатого мозга у крыс линии КМ регистрируются эпилептиформные разряды типа «пик-волна» (Гусельникова, 1959). На крысах линий GEPR и КМ было продемонстрировано, что еще одной критической структурой, участвующей в развитии аудиогенного судорожного припадка является нижнее двухолмие (Флесс и соавт., 1970; Faingold, Randall, 1999). Показано, что усиление нейронных разрядов в нижнем двухолмии сопровождается началом двигательного возбуждения. После этого эпилептиформная активность распространяется в ретикулярное ядро моста и околоводопроводное серое вещество, что соответствует началу клонико-тонической стадии судорожного припадка. Затем, после завершения судорожного припадка во всех структурах указанных выше, кроме ретикулярного ядра моста, происходит снижение электрической активности (N'Gouemo, Faingold, 1999). В отделах переднего мозга при однократном аудиогенном судорожном припадке эпилептиформной активности выявлено не было (Marescaux et al., 1987; Simler et al., 1999). Однако при многократных звуковых стимуляциях было отмечено расширение эпилептической сети за счет вовлечения в нее структур лимбической системы и новой коры. Подобное явление получило название аудиогенного киндлинга (Marescaux et al., 1987; Naritoku et al., 1992; Garcia-Cairasco et al., 1996; Vinogradova, 2017). Аудиогенный киндлинг является адекватной моделью для исследования эпилептогенеза (распространения эпилептиформной активности в мозге), а также сопряженных с этим процессов.

У крыс с наследственной предрасположенностью к аудиогенной эпилепсии довольно подробно исследовано состояние нейромедиаторных систем мозга. Показано, что у крыс линии КМ по сравнению с крысами линии Вистар вне судорожной активности уровни дофамина, 3,4-диоксифенилуксусной кислоты в гипоталамусе и стриатуме были достоверно выше. Однако при анализе соотношения дофамина и его метаболитов было выявлено, что у крыс линии КМ наблюдается дефект в метаболизме дофамина. Повышенные уровни дофамина, норадреналина и адреналина, а также снижение скорости метаболизма дофамина также были отмечены и в надпочечниках у крыс линии КМ (Долина и соавт., 1982). При этом у крыс линии КМ в отличие от крыс линии Вистар в базальном состоянии было продемонстрировано повышенное содержание серотонина и его метаболита, 5-оксииндолуксусной кислоты, а также повышенный уровень обмена серотонина в височной коре, гиппокампе и продолговатом мозге (но не в стриатуме) (Косачева и соавт., 1998). Изменения в соотношениях биогенных аминов в мозге были также продемонстрированы и в других моделях аудиогенной эпилепсии (Dailey, Jobe, 1984; Jobe et al., 1986).

Повышенный уровень аспартата, глутамата и глицина (на 35-45 %) и сниженный уровень ГАМК у крыс линии КМ по сравнению с крысами линии Вистар был показан в продолговатом мозге. В стриатуме и в височной коре, напротив, у крыс линии КМ было отмечено повышенное содержание ГАМК. Уровень глицина у крыс линии КМ по сравнению с крысами линии Вистар был повышен в височной коре, однако, снижен в гиппокампе (Раевский и соавт., 1995; Раевский и соавт., 1998). Таким образом, данные литературы свидетельстуют о том, что для крыс с повышенной чувствительностью к звуку в базальном состоянии характерны изменения в уровнях биогенных аминов мозга, нейромедиаторных аминокислот и их метаболитов. Показанные нейрохимические особенности этих крыс могут, с одной стороны, способствовать развитию аудиогенных припадков, а с другой, приводить к нарушениям в регуляции нейроэндокринной системы.

В настоящее время существует немного работ, направленных на исследование состояния нейроэндокринной системы у крыс, генетически предрасположенных к судорожным припадкам в базальном состоянии, а также в ходе эпилептогенеза. Показано, что у крыс линии КМ наблюдается повышенный уровень энергетического обмена по сравнению с крысами линии Вистар и присутствуют морфологические признаки гиперфункции щитовидной железы (Елкин, 1971). Кроме того, существуют работы, в которых показана повышенная стресс-реактивность надпочечников у крыс линий WAR и КМ по сравнению с крысами линии Вистар (Шаляпина и соавт., 1982; Umeoka et al., 2011). Таким образом, данные литературы указывают на существование нарушений в работе периферических эндокринных желез (щитовидная железа, надпочечники) у крыс с повышенной чувствительностью к звуку. При этом исследований

состояния и механизмов регуляции вышележащих звеньев (гипоталамус и гипофиз), осуществляющих регуляцию периферических желез, на генетических моделях эпилепсии практически не проводилось.

1.2 Гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальная система и эпилепсия

1.2.1 Общая характеристика гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной системы

Адаптация к различным условиям внешней среды и развитие защитной биологической реакции в ответ на воздействие стрессорных факторов являются важнейшими приспособлениями, с помощью которых обеспечивается выживаемость организмов. В ответ на потенциально вредные воздействия происходит активизация ряда регуляторных систем организма, таких как нервная, имунная и эндокринная система, после чего в результате их скоординированной работы достигается адекватная реакция организма на изменяющиеся условия внешней и внутренней среды (Del Rey et al., 2008). Активация ГГАКС представляет собой первичную реакцию эндокринной системы на воздействие агрессивных факторов (Smith, Vale, 2006). В составе ГГАКС выделяют два центральных звена - гипоталамус и гипофиз, работающие как одно функционально целое, и периферическое звено - надпочечники (Рис. 1) (Smith, Vale, 2006).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Горбачева Евгения Леонидовна, 2019 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Акуличев Л.В., Иванова Н.В., Семиохина А.Ф., Рысков А.П. Дифференциальная экспрессия гена с-fos в клетках мозга крыс с аудиогенной эпилепсией // Докл. АН. 1990. Т. 312 (1). С. 23.

2. Гусельникова К.Г. ЭЭГ-механизмы аудиогенного приступа // Научн. докл. высш. школы. Биол. науки. 1959. Т. 1. С. 69-73.

3. Долина С.А., Коган Б.М., Танапова Г.В. Содержание катехоламинов в стриатуме, гипоталамусе и надпочечниках крыс, предрасположенных к судорожным припадкам // Бюл. эксперим. биологии и медицины. 1982. Т. 93 (2). С. 12-14.

4. Елкин В. И. Генетика эпилепсии // Л.: Медицина,-1971. С.3-191.

5. Косачева Е.С., Кудрин В.С., Федотова И.Б., Семиохина А.Ф., Раевский К. С. Влияние карбамазепина на содержание моноаминов и их метаболитов в структурах мозга крыс с аудиогенной эпилепсией // Эксперим. и клинич. фармакология. 1998. Т. 61 (3). С. 25-27.

6. Меркулов В.М., Климова Н.В., Меркулова Т.И. Рецептор глюкокортикоидов: переход из цитоплазмы в клеточное ядро, хроматиновый и внутриядерный шапероновый циклы // Вавиловский журнал генетики и селекции. 2015. Т. 19 (3). С. 255-263.

7. Никитина М.М., Романова Л.Г. Содержание кортикостерона в крови крыс линии Крушинского-Молодкиной и Вистар после кратковременного звукового воздействия // Бюл. эксперим. биологии и медицины. 1981. Т. 92 (11). С. 555-557.

8. Поленов А.Л., Константинова М.С., Гарлов П.Е. Гипоталамо-гипофизарный нейроэндокринный комплекс // Нейроэндокринология. СПб.: Специальная литература. 1993. С. 139-187.

9. Раевский К.С., Башкатова В.Г., Косачева Е.С., Кудрин В.С., Семиохина А.Ф., Федотова И.Б.Влияние карбамазепина на содержание нейромедиаторных аминокислот и продуктов перекисного окисления липидов в структурах мозга крыс с аудиогенной эпилепсией // Нейрохимия. 1998. Т. 15 (3). С. 281-285.

10. Раевский К.С., Башкатова В.Г., Кудрин В.С., Маликова Л.А., Косачева Е.С., Вицкова Г.Ю., Семиохина А.Ф., Федотова И.Б. Содержание нейромедиаторных аминокислот и продуктов перекисного окисления липидов в мозге крыс, генетически предрасположенных к аудиогенным судорогам // Нейрохимия. 1995. Т. 12 (4). С. 4755.

11. Ракицкая В.В., Гарина И. А., Лопатина Н.Г., Пивина С.Г., Шаляпина В.Г.. Рецепторное связывание Н3 -кортикостерона и содержание дофамина в стриатуме

крыс с предрасположенностью к аудиогенным судорогам // Физиол. журн. СССР. 1990. Т. 76 (6). С. 802-806.

12. Семиохина А.Ф., Федотова И.Б., Полетаева И.И. Крысы линии Крушинского-Молодкиной: исследования аудиогенной эпилепсии, сосудистой патологии и поведения // Журнал высшей нервной деятельности им. ИП Павлова. 2006. Т. 56 (3). С. 298-316.

13. Федотова И.Б., Поликарпова А.В.,Перепелкина О.В., Николаев Г.М.,Смирнова О.В., Полетаева И.И. Уровень кортикостерона в крови у крыс с разным уровнем предрасположенности к аудиогенной эпилепсии // Патогенез. 2018. Т. 16 (3). С. 6466.

14. Федотова И.Б., Семиохина А.Ф. Аудиогенная эпилепсия и миоклонус в онтогенезе крыс линии КМ // Журн. высш. нервн. деят-сти им. ИП Павлова. 2002. Т. 52. С. 261265.

15. Флесс Д.А., Зорина З.А., Зинина С.А. О связи электровозбудимости гиппокампа с проявлением торможения при звуковой эпилепсии // Журн. высш. нервн. деят-сти им. ИП Павлова. 1970. Т. 20 (1). С. 139-143.

16. Шаляпина В.Г., Гарина И.А., Ракицкая В.В., Лопатина Н.Г. О линейных различиях в реактивности гипофизарно-адренкортикальной системы у крыс // Физиол. журн. СССР. 1982. Т. 76 (5). С. 616-620.

17. Abbott R., Browning M., Davidson D. Serum prolactin and Cortisol concentrations after grand mal seizures // Journal of Neurology, Neurosurgery & Psychiatry. 1980. Vol. 43 (2). P. 163-167.

18. Abood L., Knapp R., Mitchell T., Booth H., Schwab L. Chemical requirements of vasopressins for barrel rotation convulsions and reversal by oxytocin // Journal of Neuroscience Research. 1980. Vol. 5 (3). P. 191-199.

19. Acher R., Chauvet J. Structure, processing and evolution of the neurohypophysial hormone-neurophysin precursors // Biochimie. 1988. Vol. 70 (9). P. 1197-1207.

20. Aguado F., Gombau L., Majó G., Marsal J., Blanco J., Blasi J. Regulated secretion is impaired in AtT-20 endocrine cells stably transfected with botulinum neurotoxin type A light chain // Journal of Biological Chemistry. 1997. Vol. 272 (41). P. 26005-26008.

21. Aguilera G. Regulation of pituitary ACTH secretion during chronic stress // Frontiers in Neuroendocrinology. 1994. Vol. 15 (4). P. 321-350.

22. Aguilera G., Liu Y. The molecular physiology of CRH neurons // Frontiers in Neuroendocrinology. 2012. Vol. 33 (1). P. 67-84.

23. Aldenhoff J., Gruol D., Rivier J., Vale W., Siggins G. Corticotropin releasing factor decreases postburst hyperpolarizations and excites hippocampal neurons // Science. 1983. Vol. 221 (4613). P. 875-877.

24. Al-Ghoul W., Meeker R., Greenwood R. Amygdala kindling alters N-methyl-D-aspartate receptor subunit messenger RNA expression in the rat supraoptic nucleus // Neuroscience. 1997. Vol. 77 (4). P. 985-992.

25. Al-Ghoul W., Meeker R., Greenwood R. Kindled seizures increase metabotropic glutamate receptor expression and function in the rat supraoptic nucleus // Journal of Neuroscience Research. 1998. Vol. 54 (3). P. 412-423.

26. Allendorfer J.B., Heyse H., Mendoza L., Nelson E.B., Eliassen J.C., Storrs J.M., Szaflarski J.P. Physiologic and cortical response to acute psychosocial stress in left temporal lobe epilepsy—a pilot cross-sectional fMRI study // Epilepsy & Behavior. 2014. Vol. 36. P. 115123.

27. Aminoff M.J., Simon R.P., Wiedemann E. The hormonal responses to generalized tonic-clonic seizures // Brain. 1984. Vol. 107 (2). P. 569-578.

28. Antoni F.A. Calcium Checks cyclic AMP—Corticosteroid Feedback in Adenohypophysial Corticotrophs // Journal of Neuroendocrinology. 1996. Vol. 8 (9). P. 659-672.

29. Arima H., House S.B., Gainer H., Aguilera G. Neuronal activity is required for the circadian rhythm of vasopressin gene transcription in the suprachiasmatic nucleus in vitro // Endocrinology. 2002. Vol. 143 (11). P. 4165-4171.

30. Armstrong W., Warach S., Hatton G., McNeill T. Subnuclei in the rat hypothalamic paraventricular nucleus: a cytoarchitectural, horseradish peroxidase and immunocytochemical analysis // Neuroscience. 1980. Vol. 5 (11). P. 1931-1958.

31. Avishai-Eliner S., Yi S.-J., Baram T.Z. Developmental profile of messenger RNA for the corticotropin-releasing hormone receptor in the rat limbic system // Brain Research. Developmental Brain Research. 1996. Vol. 91 (2). P. 159.

32. Bamberger C.M., Schulte H.M., Chrousos G.P. Molecular determinants of glucocorticoid receptor function and tissue sensitivity to glucocorticoids // Endocrine Reviews. 1996. Vol. 17 (3). P. 245-261.

33. Bankir L., Bichet D.G., Bouby N. Vasopressin V2 receptors, ENaC, and sodium reabsorption: a risk factor for hypertension? // American Journal of Physiology-Renal Physiology. 2010. Vol. 299 (5). P. F917-F928.

34. Baram T.Z., Chalmers D.T., Chen C., Koutsoukos Y., De Souza E.B. The CRF1 receptor mediates the excitatory actions of corticotropin releasing factor (CRF) in the developing rat

brain: in vivo evidence using a novel, selective, non-peptide CRF receptor antagonist // Brain Res. 1997. Vol. 770 (1-2). P. 89-95.

35. Baram T.Z., Hirsch E., Snead III O.C., Schultz L. Corticotropin-releasing hormone-induced seizures in infant rats originate in the amygdala // Annals of Neurology: Official Journal of the American Neurological Association and the Child Neurology Society. 1992. Vol. 31 (5). P. 488-494.

36. Baram T.Z., Schultz L. Corticotropin-releasing hormone is a rapid and potent convulsant in the infant rat // Brain Research. Developmental Brain Research. 1991. Vol. 61 (1). P. 97.

37. Ben-Barak Y., Russell J.T., Whitnall M.H., Ozato K., Gainer H. Neurophysin in the hypothalamo-neurohypophysial system. I. Production and characterization of monoclonal antibodies // Journal of Neuroscience. 1985. Vol. 5 (1). P. 81-97.

38. Berghorn K.A., Knapp L.T., Hoffman G.E., Sherman T.G. Induction of glucocorticoid receptor expression in hypothalamic magnocellular vasopressin neurons during chronic hypoosmolality // Endocrinology. 1995. Vol. 136 (2). P. 804-807.

39. Bethin K.E., Vogt S.K., Muglia L.J. Interleukin-6 is an essential, corticotropin-releasing hormone-independent stimulator of the adrenal axis during immune system activation // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2000. Vol. 97 (16). P. 9317-9322.

40. Bornstein S.R., Engeland W.C., Ehrhart-Bornstein M., Herman J.P. Dissociation of ACTH and glucocorticoids // Trends in Endocrinology & Metabolism. 2008. Vol. 19 (5). P. 175180.

41. Boumpas D.T., Chrousos G.P., Wilder R.L., Cupps T.R., Balow J.E. Glucocorticoid therapy for immune-mediated diseases: basic and clinical correlates // Annals of Internal Medicine. 1993. Vol. 119 (12). P. 1198-1208.

42. Boutillier A., Monnier D., Lorang D., Lundblad J., Roberts J., Loeffler J. Corticotropin-releasing hormone stimulates proopiomelanocortin transcription by cFos-dependent and-independent pathways: characterization of an AP1 site in exon 1 // Molecular Endocrinology. 1995. Vol. 9 (6). P. 745-755.

43. Boyle MP., Kolber B.J., Vogt S.K., Wozniak D.F., Muglia L.J. Forebrain glucocorticoid receptors modulate anxiety-associated locomotor activation and adrenal responsiveness // Journal of Neuroscience. 2006. Vol. 26 (7). P. 1971-1978.

44. Bradford H.F., Peterson D. Current views of the pathobiochemistry of epilepsy // Molecular Aspects of Medicine. 1987. Vol. 9 (2). P. 119-172.

45. Braida D., Donzelli A., Martucci R., Capurro V., Busnelli M., Chini B., Sala M. Neurohypophyseal hormones manipulation modulate social and anxiety-related behavior in zebrafish // Psychopharmacology. 2012. Vol. 220 (2). P. 319-330.

46. Burbach J.P.H., Luckman S.M., Murphy D., Gainer H. Gene regulation in the magnocellular hypothalamo-neurohypophysial system // Physiological Reviews. 2001. Vol. 81 (3). P. 1197-1267.

47. Burow A., Day H.E., Campeau S. A detailed characterization of loud noise stress: Intensity analysis of hypothalamo-pituitary-adrenocortical axis and brain activation // Brain Res. 2005. Vol. 1062 (1-2). P. 63-73.

48. Busnardo C., Crestani C.C., Resstel L.B., Tavares R.F., Antunes-Rodrigues J., Corre~a F.M. Ionotropic glutamate receptors in hypothalamic paraventricular and supraoptic nuclei mediate vasopressin and oxytocin release in unanesthetized rats // Endocrinology. 2012. Vol. 153 (5). P. 2323-2331.

49. Castel-Branco M., Alves G., Figueiredo I., Falcao A., Caramona M. The maximal electroshock seizure (MES) model in the preclinical assessment of potential new antiepileptic drugs // 2009.

50. Cawley N.X., Li Z., Loh Y.P. 60 YEARS OF POMC: Biosynthesis, trafficking and secretion of pro-opiomelanocortin-derived peptides // Journal of Molecular Endocrinology. 2016. Vol. 56 (4). P. 77-97.

51. Chappell P.B., Smith M.A., Kilts C.D., Bissette G., Ritchie J., Anderson C., Nemeroff C.B. Alterations in corticotropin-releasing factor-like immunoreactivity in discrete rat brain regions after acute and chronic stress // Journal of Neuroscience. 1986. Vol. 6 (10). P. 2908-2914.

52. Clynen E., Swijsen A., Raijmakers M., Hoogland G., Rigo J.-M. Neuropeptides as targets for the development of anticonvulsant drugs // Molecular Neurobiology. 2014. Vol. 50 (2). P. 626-646.

53. Cook D., Greer M., Kendall J. The half-life of endogenous immunoreactive ACTH in rat plasma // Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine. 1972. Vol. 139 (3). P. 972-974.

54. Croiset G., De Wied D. Proconvulsive effect of vasopressin; mediation by a putative V2 receptor subtype in the central nervous system // Brain Res. 1997. Vol. 759 (1). P. 18-23.

55. Cui L.N., Saeb-Parsy K., Dyball R. Neurones in the supraoptic nucleus of the rat are regulated by a projection from the suprachiasmatic nucleus // The Journal of Physiology. 1997. Vol. 502 (1). P. 149-159.

56. Culebras A., Miller M., Bertram L., Koch J. Differential response of growth hormone, cortisol, and prolactin to seizures and to stress // Epilepsia. 1987. Vol. 28 (5). P. 564-570.

57. Cunningham Jr E., Sawchenko P. Anatomical specificity of noradrenergic inputs to the paraventricular and supraoptic nuclei of the rat hypothalamus // Journal of Comparative Neurology. 1988. Vol. 274 (1). P. 60-76.

58. Curia G., Longo D., Biagini G., Jones R.S., Avoli M. The pilocarpine model of temporal lobe epilepsy // Journal of Neuroscience Methods. 2008. Vol. 172 (2). P. 143-157.

59. Dailey J., Jobe P. Neurotransmitter abnormalities in genetically epileptic rodents // Federation Proceedings. 1984. Vol. 43 (10). P. 2505-2509.

60. Dallman M.F., Akana S.F., Cascio C.S., Darlington D.N., Jacobson L., Levin N. Regulation of ACTH secretion: variations on a theme of B // Proceedings of the 1986 Laurentian Hormone Conference. 1987. P. 113-173.

61. De Deyn P.P., D'Hooge R., Marescau B., Pei Y.-Q. Chemical models of epilepsy with some reference to their applicability in the development of anticonvulsants // Epilepsy Research. 1992. Vol. 12 (2). P. 87-110.

62. De Kloet E.R., Joels M., Holsboer F. Stress and the brain: from adaptation to disease // Nature Reviews Neuroscience. 2005. Vol. 6 (6). P. 463.

63. De Kloet E.R., Vreugdenhil E., Oitzl M.S., Joels M. Brain corticosteroid receptor balance in health and disease // Endocrine Reviews. 1998. Vol. 19 (3). P. 269-301.

64. Del Rey A., Chrousos G., Besedovsky H. The hypothalamus-pituitary-adrenal axis. Elsevier. 2008. Vol. 7.

65. Den Ouden D., Meinders A. Vasopressin: physiology and clinical use in patients with vasodilatory shock: a review // Neth J Med. 2005. Vol. 63 (1). P. 4-13.

66. Depaulis A., van Luijtelaar E. Genetic models of absence epilepsy in the rat. 2005. P. 233248.

67. Devanand D., Lisanby S., Lo E.-S., Fitzsimons L., Cooper T.B., Halbreich U., Sackeim H.A. Effects of electroconvulsive therapy on plasma vasopressin and oxytocin // Biological Psychiatry. 1998. Vol. 44 (7). P. 610-616.

68. Di S., Malcher-Lopes R., Halmos K.C., Tasker J.G. Nongenomic glucocorticoid inhibition via endocannabinoid release in the hypothalamus: a fast feedback mechanism // Journal of Neuroscience. 2003. Vol. 23 (12). P. 4850-4857.

69. Dikeakos J.D., Reudelhuber T.L. Sending proteins to dense core secretory granules: still a lot to sort out // The Journal of Cell Biology. 2007. Vol. 177 (2). P. 191-196.

70. Diorio D., Viau V., Meaney M.J. The role of the medial prefrontal cortex (cingulate gyrus) in the regulation of hypothalamic-pituitary-adrenal responses to stress // Journal of Neuroscience. 1993. Vol. 13 (9). P. 3839-3847.

71. Doretto M., Fonseca C., Lobo R., Terra V., Oliveira J., Garcia-Cairasco N. Quantitative study of the response to genetic selection of the Wistar audiogenic rat strain (WAR) // Behavior Genetics. 2003. Vol. 33 (1). P. 33-42.

72. Drouin J. Transcriptional and epigenetic regulation of POMC gene expression // Journal of Molecular Endocrinology. 2016. Vol. 56 (4). P. 99-112.

73. Drouin J., Sun Y., Chamberland M., Gauthier Y., De Lean A., Nemer M., Schmidt T. Novel glucocorticoid receptor complex with DNA element of the hormone-repressed POMC gene // The EMBO Journal. 1993. Vol. 12 (1). P. 145-156.

74. Drouin J., Trifiro M., Plante R., Nemer M., Eriksson P., Wrange O. Glucocorticoid receptor binding to a specific DNA sequence is required for hormone-dependent repression of pro-opiomelanocortin gene transcription // Molecular and Cellular Biology. 1989. Vol. 9 (12). P. 5305-5314.

75. Eisenhofer G., Huynh T.-T., Elkahloun A., Morris J.C., Bratslavsky G., Linehan W.M., Zhuang Z., Balgley B.M., Lee C.S., Mannelli M. Differential expression of the regulated catecholamine secretory pathway in different hereditary forms of pheochromocytoma // American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2008. Vol. 295 (5). P. E1223-E1233.

76. Elger C.E. Epilepsy: disease and model to study human brain function // Brain Pathology. 2002. Vol. 12 (2). P. 193-198.

77. Evans A.N., Liu Y., MacGregor R., Huang V., Aguilera G. Regulation of hypothalamic corticotropin-releasing hormone transcription by elevated glucocorticoids // Molecular Endocrinology. 2013. Vol. 27 (11). P. 1796-1807.

78. Evanson N.K., Tasker J.G., Hill M.N., Hillard C.J., Herman J.P. Fast feedback inhibition of the HPA axis by glucocorticoids is mediated by endocannabinoid signaling // Endocrinology. 2010. Vol. 151 (10). P. 4811-4819.

79. Faingold C. Neuronal networks in the genetically epilepsy-prone rat // Advances in Neurology. 1999. Vol. 79. P. 311-321.

80. Faingold C.L., Randall M.E. Neurons in the deep layers of superior colliculus play a critical role in the neuronal network for audiogenic seizures: mechanisms for production of wild running behavior // Brain Res. 1999. Vol. 815 (2). P. 250-258.

81. Flak J.N., Ostrander M.M., Tasker J.G., Herman J.P. Chronic stress-induced neurotransmitter plasticity in the PVN // Journal of Comparative Neurology. 2009. Vol. 517 (2). P. 156-165.

82. Fong A.Y., Stornetta R.L., Foley C.M., Potts J.T. Immunohistochemical localization of GAD67-expressing neurons and processes in the rat brainstem: subregional distribution in

the nucleus tractus solitarius // Journal of Comparative Neurology. 2005. Vol. 493 (2). P. 274-290.

83. Fonseca A., Santos R., Moraes M., Leite M., Doretto M. Vasopressinergic hypothalamic neurons are recruited during the audiogenic seizure of WARs // Brain Res. 2005. Vol. 1038 (1). P. 32-40.

84. Foradori C.D., Lund T.D., Nagahara A.H., Koenig J.I., Handa R.J. Corticotropin-releasing hormone heterogeneous nuclear RNA (hnRNA) and immunoreactivity are induced in extrahypothalamic brain sites by kainic-acid-induced seizures and are modulated by estrogen // Brain Res. 2007. Vol. 1164. P. 44-54.

85. Franco A.J., Chen C., Scullen T., Zsombok A., Salahudeen A.A., Di S., Herman J.P., Tasker J.G. Sensitization of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis in a male rat chronic stress model // Endocrinology. 2016. Vol. 157 (6). P. 2346-2355.

86. Furay A.R., Bruestle A.E., Herman J.P. The role of the forebrain glucocorticoid receptor in acute and chronic stress // Endocrinology. 2008. Vol. 149 (11). P. 5482-5490.

87. Gainer H., Chin H. Molecular diversity in neurosecretion: reflections on the hypothalamo-neurohypophysial system // Cellular and Molecular Neurobiology. 1998. Vol. 18 (2). P. 211-230.

88. Galimberti C.A., Magri F., Copello F., Arbasino C., Cravello L., Casu M., Patrone V., Murialdo G. Seizure frequency and cortisol and dehydroepiandrosterone sulfate (DHEAS) levels in women with epilepsy receiving antiepileptic drug treatment // Epilepsia. 2005. Vol. 46 (4). P. 517-523.

89. Gallagher B.B. Endocrine abnormalities in human temporal lobe epilepsy // The Yale Journal of Biology and Medicine. 1987. Vol. 60 (2). P. 93.

90. Gallagher B.B., Murvin A., Flanigin H.F., King D.W., Luney D. Pituitary and adrenal function in epileptic patients // Epilepsia. 1984. Vol. 25 (6). P. 683-689.

91. Gallo-Payet N., Martinez A., Lacroix A. aCtH action in the adrenal Cortex: From Molecular Biology to Pathophysiology // Frontiers in Endocrinology. 2017. Vol. 8. P. 101.

92. Galtrey C.M., Mula M., Cock H.R. Stress and epilepsy: fact or fiction, and what can we do about it? // Practical Neurology. 2016. Vol. 16 (4). P. 270-278.

93. Gambacciani M., Liu J., Swartz W., Tueros V., Rasmussen D., Yen S. Intrinsic pulsatility of ACTH release from the human pituitary in vitro // Clinical Endocrinology. 1987. Vol. 26 (5). P. 557-563.

94. Garcia-Cairasco N., Reis L., Terra V., Oliveira J., Antunes-Rodrigues J. Diuresis and natriuresis in non-seizing and in kindled rats from a genetically audiogenic susceptible strain // Neuroreport. 1994. Vol. 5 (15). P. 1873-1876.

95. Garcia-Cairasco N., Wakamatsu H., Oliveira J., Gomes E., Del Bel E.A., Mello L. Neuroethological and morphological (Neo-Timm staining) correlates of limbic recruitment during the development of audiogenic kindling in seizure susceptible Wistar rats // Epilepsy Research. 1996. Vol. 26 (1). P. 177-192.

96. Garren L.D., Gill G.N., Masui H., Walton G.M. On the mechanism of action of ACTH // Proceedings of the 1970 Laurentian Hormone Conference. 1971. P. 433-478.

97. Gibbison B., Spiga F., Walker J.J., Russell G.M., Stevenson K., Kershaw Y., Zhao Z., Henley D., Angelini G.D., Lightman S.L. Dynamic pituitary-adrenal interactions in response to cardiac surgery // Critical Care Medicine. 2015. Vol. 43 (4). P. 791.

98. Gillis B.J., Cain D.P. Amygdala and pyriform cortex kindling in vasopressin deficient rats (Brattleboro strain) // Brain Res. 1983. Vol. 271 (2). P. 375-378.

99. Grace C., Fink G., Quinn J. Characterization of potential regulatory elements within the rat arginine vasopressin proximal promoter // Neuropeptides. 1999. Vol. 33 (1). P. 81-90.

100. Greenwood R., Abdou A., Meeker R., Hayward J. Vasopressin mRNA changes during kindling: the effects of kindling site and stage // Molecular Brain Research. 1994. Vol. 26 (1-2). P. 286-292.

101. Greenwood R., Meeker R., Abdou A., Hayward J. Kindled seizures induce a long-term increase in vasopressin mRNA // Molecular Brain Research. 1994. Vol. 24 (1-4). P. 20-26.

102. Greenwood R.S., Fan Z., Meeker R. Persistent elevation of corticotrophin releasing factor and vasopressin but not oxytocin mRNA in the rat after kindled seizures // Neuroscience Letters. 1997. Vol. 224 (1). P. 66-70.

103. Greenwood R.S., Mecker R.B., Hayward J.N. Amygdala kindling elevates plasma vasopressin // Brain Res. 1991. Vol. 538 (1). P. 9-14.

104. Greenwood R.S., Meeker R., Sullivan H., Hayward J.N. Kindling in spontaneous hypertensive rats // Brain Res. 1989. Vol. 495 (1). P. 58-65.

105. Gribkoff V.K., Dudek F.E. Effects of excitatory amino acid antagonists on synaptic responses of supraoptic neurons in slices of rat hypothalamus // Journal of Neurophysiology. 1990. Vol. 63 (1). P. 60-71.

106. Griesbach G.S., Hovda D.A., Tio D.L., Taylor A.N. Heightening of the stress response during the first weeks after a mild traumatic brain injury // Neuroscience. 2011. Vol. 178. P. 147-158.

107. Gulec G., Isbil-Buyukcoskun N. Arginine vasopressin does not contribute to seizures induced by intracerebroventricularly-injected pilocarpine // Neuropeptides. 2005. Vol. 39 (6). P. 575-579.

108. Gulec G., Noyan B. Arginine vasopressin in the pathogenesis of febrile convulsion and temporal lobe epilepsy // Neuroreport. 2002. Vol. 13 (16). P. 2045-2048.

109. Guo J., Wang D., Zeng K., Xu G., Zhao Y. Generalized tonic-clonic seizures in adult patients following intravenous administration of desmopressin // Aging Clinical and Experimental Research. 2013. Vol. 25 (4). P. 479-481.

110. Haam J., Popescu I.R., Morton L.A., Halmos K.C., Teruyama R., Ueta Y., Tasker J.G. GABA is excitatory in adult vasopressinergic neuroendocrine cells // Journal of Neuroscience. 2012. Vol. 32 (2). P. 572-582.

111. Hanukoglu I. Steroidogenic enzymes: structure, function, and role in regulation of steroid hormone biosynthesis // The Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology. 1992. Vol. 43 (8). P. 779-804.

112. Hauger R.L., Irwin M.R., Lorang M., Aguilera G., Brown M.R. High intracerebral levels of CRH result in CRH receptor downregulation in the amygdala and neuroimmune desensitization // Brain Res. 1993. Vol. 616 (1-2). P. 283-292.

113. Henley D., Lightman S. New insights into corticosteroid-binding globulin and glucocorticoid delivery // Neuroscience. 2011. Vol. 180. P. 1-8.

114. Herman J., Figueiredo H., Mueller N., Ostrander M., Zhang R., Tauchi M., Choi D., Furay A., Evanson N., Nelson E. Neurochemical systems regulating the hypothalamo-pituitary-adrenocortical axis // Handbook of Neurochemistry and Molecular Neurobiology. Springer. 2007. P. 513-569.

115. Herman J., McKlveen J., Solomon M., Carvalho-Netto E., Myers B. Neural regulation of the stress response: glucocorticoid feedback mechanisms // Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 2012. Vol. 45 (4). P. 292-298.

116. Herman J.P., Adams D., Prewitt C. Regulatory changes in neuroendocrine stress-integrative circuitry produced by a variable stress paradigm // Neuroendocrinology. 1995. Vol. 61 (2). P. 180-190.

117. Herman J.P., Cullinan W.E., Ziegler D.R., Tasker J.G. Role of the paraventricular nucleus microenvironment in stress integration // European Journal of Neuroscience. 2002. Vol. 16 (3). P. 381-385.

118. Herman J.P., Figueiredo H., Mueller N.K., Ulrich-Lai Y., Ostrander M.M., Choi D.C., Cullinan W.E. Central mechanisms of stress integration: hierarchical circuitry controlling hypothalamo-pituitary-adrenocortical responsiveness // Frontiers in Neuroendocrinology. 2003. Vol. 24 (3). P. 151-180.

119. Herman J.P., McKlveen J.M., Ghosal S., Kopp B., Wulsin A., Makinson R., Scheimann J., Myers B. Regulation of the hypothalamic-pituitary-adrenocortical stress response // Comprehensive Physiology. 2016. Vol. 6 (2). P. 603.

120. Herman J.P., Ostrander M.M., Mueller N.K., Figueiredo H. Limbic system mechanisms of stress regulation: hypothalamo-pituitary-adrenocortical axis // Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 2005. Vol. 29 (8). P. 1201-1213.

121. Herman J.P., Schäfer M.K.-H., Sladek C.D., Day R., Young E.A., Akil H., Watson S.J. Chronic electroconvulsive shock treatment elicits up-regulation of CRF and AVP mRNA in select populations of neuroendocrine neurons // Brain Res. 1989. Vol. 501 (2). P. 235-246.

122. Hermes M., Ruijter J., Klop A., Buijs R., Renaud L. Vasopressin increases GABAergic inhibition of rat hypothalamic paraventricular nucleus neurons in vitro // Journal of Neurophysiology. 2000. Vol. 83 (2). P. 705-711.

123. Hewitt S.A., Wamsteeker J.I., Kurz E.U., Bains J.S. Altered chloride homeostasis removes synaptic inhibitory constraint of the stress axis // Nature Neuroscience. 2009. Vol. 12. P. 438.

124. Hierholzer K., Bühler H. Metabolism of cortical steroid hormones and their general mode of action // Comprehensive Human Physiology. Springer. 1996. P. 403-429.

125. Hollrigel G., Chen K., Baram T., Soltesz I. The pro-convulsant actions of corticotropin-releasing hormone in the hippocampus of infant rats // Neuroscience. 1998. Vol. 84 (1). P. 71-79.

126. Holmes G.L. Role of glutamate and GABA in the pathophysiology of epilepsy // Mental Retardation and Developmental Disabilities Research Reviews. 1995. Vol. 1 (3). P. 208219.

127. Hrabovszky E., Liposits Z. Novel aspects of glutamatergic signalling in the neuroendocrine system // Journal of Neuroendocrinology. 2008. Vol. 20 (6). P. 743-751.

128. Husain M.K., MANGER W.M., ROCK T.W., WEISS R.J., FRANTZ AG. Vasopressin release due to manual restraint in the rat: role of body compression and comparison with other stressful stimuli // Endocrinology. 1979. Vol. 104 (3). P. 641-644.

129. Imura H. ACTH and related peptides: molecular biology, biochemistry and regulation of secretion // Clinics in Endocrinology and Metabolism. 1985. Vol. 14 (4). P. 845-866.

130. Iwanaga M., Ohno M., Katoh A., Ohbuchi T., Ishikura T., Fujihara H., Nomura M., Hachisuka K., Ueta Y. Upregulation of arginine vasopressin synthesis in the rat hypothalamus after kainic acid-induced seizures // Brain Res. 2011. Vol. 1424. P. 1-8.

131. Iwasaki Y., Oiso Y., Saito H., Majzoub J.A. Positive and negative regulation of the rat vasopressin gene promoter // Endocrinology. 1997. Vol. 138 (12). P. 5266-5274.

132. Jacobson L., Sapolsky R. The role of the hippocampus in feedback regulation of the hypothalamic-pituitary-adrenocortical axis // Endocrine Reviews. 1991. Vol. 12 (2). P. 118134.

133. Jaseja H., Jaseja B., Badaya S., Tonpay P. Superior therapeutic efficacy of adrenocorticotrophic hormone (ACTH) in infantile spasms: emerging evidence // Epilepsy & Behavior. 2012. Vol. 25 (2). P. 250.

134. Javadian N., Rahimi N., Javadi-Paydar M., Doustimotlagh A.H., Dehpour A.R. The modulatory effect of nitric oxide in pro-and anti-convulsive effects of vasopressin in PTZ-induced seizures threshold in mice // Epilepsy Research. 2016. Vol. 126. P. 134-140.

135. Jenks B.G. Regulation of proopiomelanocortin gene expression // Annals of the New York Academy of Sciences. 2009. Vol. 1163 (1). P. 17-30.

136. Jhamandas J., Lind R., Renaud L. Angiotensin II may mediate excitatory neurotransmission from the subfornical organ to the hypothalamic supraoptic nucleus: an anatomical and electrophysiological study in the rat // Brain Res. 1989. Vol. 487 (1). P. 5261.

137. Jobe P.C., Dailey J.W., Reigel C.E. II. Noradrenergic and serotonergic determinants of seizure susceptibility and severity in genetically epilepsy-prone rats // Life Sciences. 1986. Vol. 39 (9). P. 775-782.

138. Joels M. Stress, the hippocampus, and epilepsy // Epilepsia. 2009. Vol. 50 (4). P. 586597.

139. Juruena M.F., Cleare A.J., Pariante C.M. The hypothalamic pituitary adrenal axis, glucocorticoid receptor function and relevance to depression // Revista Brasileira de Psiquiatria. 2004. Vol. 26 (3). P. 189-201.

140. Juul K.V., Bichet D.G., Nielsen S., N0rgaard J.P. The physiological and pathophysiological functions of renal and extrarenal vasopressin V2 receptors // American Journal of Physiology-Renal Physiology. 2014. Vol. 306 (9). P. F931-F940.

141. Kakizawa K., Watanabe M., Mutoh H., Okawa Y., Yamashita M., Yanagawa Y., Itoi K., Suda T., Oki Y., Fukuda A. A novel GABA-mediated corticotropin-releasing hormone secretory mechanism in the median eminence // Science Advances. 2016. Vol. 2 (8). P. 115.

142. Kalsbeek A., Van der Spek R., Lei J., Endert E., Buijs R., Fliers E. Circadian rhythms in the hypothalamo-pituitary-adrenal (HPA) axis // Molecular and Cellular Endocrinology. 2012. Vol. 349 (1). P. 20-29.

143. Kalsbeek A., Van Heerikhuize J.J., Wortel J., Buijs R.M. A Diurnal Rhythm of Stimulatory Input to the Hypothalamo-Pituitary-Adrenal System as Revealed by Timed

Intrahypothalamic Administration of the Vasopressin VlAntagonist // Journal of Neuroscience. 1996. Vol. 16 (17). P. 5555-5565.

144. Kamphuis W., Huisman E., Wadman W., Da Silva F.L. Decrease in GABA immunoreactivity and alteration of GABA metabolism after kindling in the rat hippocampus // Experimental Brain Research. 1989. Vol. 74 (2). P. 375-386.

145. Kandratavicius L., Balista P.A., Lopes-Aguiar C., Ruggiero R.N., Umeoka E.H., Garcia-Cairasco N., Bueno-Junior L.S., Leite J.P. Animal models of epilepsy: use and limitations // Neuropsychiatric Disease and Treatment. 2014. Vol. 10. P. 1693.

146. Kant G.J., Leu J.R., Anderson S.M., Mougey E.H. Effects of chronic stress on plasma corticosterone, ACTH and prolactin // Physiology & Behavior. 1987. Vol. 40 (6). P. 775779.

147. Kasting N., Veale W., Cooper K. Convulsive and hypothermic effects of vasopressin in the brain of the rat // Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 1980. Vol. 58 (3). P. 316-319.

148. Kasting N., Veale W., Cooper K., Lederis K. Vasopressin may mediate febrile convulsions // Brain Res. 1981. Vol. 213 (2). P. 327-333.

149. Khan A.M., Ponzio T.A., Sanchez-Watts G., Stanley B.G., Hatton G.I., Watts AG. Catecholaminergic control of mitogen-activated protein kinase signaling in paraventricular neuroendocrine neurons in vivo and in vitro: a proposed role during glycemic challenges // Journal of Neuroscience. 2007. Vol. 27 (27). P. 7344-7360.

150. Kim J.S., Kim W.B., Kim Y.-B., Lee Y., Kim Y.S., Shen F.-Y., Lee S.W., Park D., Choi H.-J., Hur J. Chronic hyperosmotic stress converts GABAergic inhibition into excitation in vasopressin and oxytocin neurons in the rat // Journal of Neuroscience. 2011. Vol. 31 (37). P. 13312-13322.

151. Kim T., Gondré-Lewis M.C., Arnaoutova I., Loh Y.P. Dense-core secretory granule biogenesis // Physiology. 2006. Vol. 21 (2). P. 124-133.

152. Kim Y.-B., Kim Y.S., Kim W.B., Shen F.-Y., Lee S.W., Chung H.J., Kim J.S., Han H.C., Colwell C.S., Kim Y.I. GABAergic excitation of vasopressin neurons: possible mechanism underlying sodium-dependent hypertension // Circulation Research. 2013. Vol. 113 (12). P. 1296-1307.

153. Kimura T., Yamamoto T., Ota K., Shoji M., Inoue M., Ohta M., Sato K., Funyu T., Abe K. The roles of GABA in the central regulation of AVP and ANP release and blood pressure in hypertonic saline infusion and hemorrhage // Journal of the Autonomic Nervous System. 1993. Vol. 43 (2). P. 171-178.

154. King L.R., McLaurin R.L., Lewis H.P., Knowles Jr H.C. Plasma Cortisol levels after head injury // Annals of Surgery. 1970. Vol. 172 (6). P. 975.

155. Koshimizu T.-a., Nakamura K., Egashira N., Hiroyama M., Nonoguchi H., Tanoue A. Vasopressin V1a and V1b receptors: from molecules to physiological systems // Physiological Reviews. 2012. Vol. 92 (4). P. 1813-1864.

156. Kovacs K., Kiss J.Z., Makara G.B. Glucocorticoid implants around the hypothalamic paraventricular nucleus prevent the increase of corticotropin-releasing factor and arginine vasopressin immunostaining induced by adrenalectomy // Neuroendocrinology. 1986. Vol. 44 (2). P. 229-234.

157. Kovacs K.J., Sawchenko P.E. Regulation of stress-induced transcriptional changes in the hypothalamic neurosecretory neurons // Journal of Molecular Neuroscience. 1996. Vol. 7 (2). P. 125-133.

158. Krugers H.J., Knollema S., Kemper R.H., Ter Horst G.J., Korf J. Down-regulation of the hypothalamo-pituitary-adrenal axis reduces brain damage and number of seizures following hypoxia/ischaemia in rats // Brain Res. 1995. Vol. 690 (1). P. 41-47.

159. Kumar A., Nidhi S., Manveen B., Sumitra S. A review on chemical induced kindling models of epilepsy // J Vet Med Res. 2016. Vol. 3. P. 1-6.

160. Le Minh N., Damiola F., Tronche F., Schütz G., Schibler U. Glucocorticoid hormones inhibit food-induced phase-shifting of peripheral circadian oscillators // The EMBO Journal. 2001. Vol. 20 (24). P. 7128-7136.

161. Leal A., Moreira A. Food and the circadian activity of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis // Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 1997. Vol. 30 (12). P. 1391-1405.

162. Lee R., Lomax P. Thermoregulatory, behavioral and seizure modulatory effects of AVP in the gerbil // Peptides. 1983. Vol. 4 (6). P. 801-805.

163. Leng G., Yamashita H., Dyball R., Bunting R. Electrophysiological evidence for a projection from the arcuate nucleus to the supraoptic nucleus // Neuroscience Letters. 1988. Vol. 89 (2). P. 146-151.

164. Levesque M., Avoli M. The kainic acid model of temporal lobe epilepsy // Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 2013. Vol. 37 (10). P. 2887-2899.

165. Lopez F.J., Negro-Vilar A. Estimation of endogenous adrenocorticotropin half-life using pulsatility patterns: a physiological approach to the evaluation of secretory episodes // Endocrinology. 1988. Vol. 123 (2). P. 740-746.

166. Loyens E., Vermoesen K., Schallier A., Michotte Y., Smolders I. Proconvulsive effects of oxytocin in the generalized pentylenetetrazol mouse model are mediated by vasopressin 1a receptors // Brain Res. 2012. Vol. 1436. P. 43-50.

167. Ma X.-M., Camacho C., Aguilera G. Regulation of corticotropin-releasing hormone (CRH) transcription and CRH mRNA stability by glucocorticoids // Cellular and Molecular Neurobiology. 2001. Vol. 21 (5). P. 465-475.

168. Ma X.-M., Lightman S.L., Aguilera G. Vasopressin and corticotropin-releasing hormone gene responses to novel stress in rats adapted to repeated restraint // Endocrinology. 1999. Vol. 140 (8). P. 3623-3632.

169. Magnusson A.M., Meyerson B.J. GABA-A agonist muscimol inhibits stimulated vasopressin release in the posterior pituitary of Sprague-Dawley, Wistar, Wistar-Kyoto and spontaneously hypertensive rats // Neuroendocrinology. 1993. Vol. 58 (5). P. 519-524.

170. Maguire J., Salpekar J.A. Stress, seizures, and hypothalamic-pituitary-adrenal axis targets for the treatment of epilepsy // Epilepsy & Behavior. 2013. Vol. 26 (3). P. 352-362.

171. Majzoub J.A. Corticotropin-releasing hormone physiology // European Journal of Endocrinology. 2006. Vol. 155 (suppl 1). P. S71-S76.

172. Makino S., Smith M.A., Gold P.W. Increased expression of corticotropin-releasing hormone and vasopressin messenger ribonucleic acid (mRNA) in the hypothalamic paraventricular nucleus during repeated stress: association with reduction in glucocorticoid receptor mRNA levels // Endocrinology. 1995. Vol. 136 (8). P. 3299-3309.

173. Mancall E.L., Brock D.G. Gray's Clinical Neuroanatomy E-Book. Elsevier Health Sciences. 2011.

174. Marescaux C., Vergnes M., Kiesmann M., Depaulis A., Micheletti G., Warter J. Kindling of audiogenic seizures in Wistar rats: an EEG study // Experimental Neurology. 1987. Vol. 97 (1). P. 160-168.

175. Martens C., Bilodeau S., Maira M., Gauthier Y., Drouin J. Protein-protein interactions and transcriptional antagonism between the subfamily of NGFI-B/Nur77 orphan nuclear receptors and glucocorticoid receptor // Molecular Endocrinology. 2005. Vol. 19 (4). P. 885-897.

176. Martin T.F. The molecular machinery for fast and slow neurosecretion // Current Opinion in Neurobiology. 1994. Vol. 4 (5). P. 626-632.

177. Maybauer M.O., Maybauer D.M., Enkhbaatar P., Traber D.L. Physiology of the vasopressin receptors // Best Practice & Research Clinical Anaesthesiology. 2008. Vol. 22 (2). P. 253-263.

178. Mazarati A.M., Shin D., Kwon Y.S., Bragin A., Pineda E., Tio D., Taylor A.N., Sankar R. Elevated plasma corticosterone level and depressive behavior in experimental temporal lobe epilepsy // Neurobiology of Disease. 2009. Vol. 34 (3). P. 457-461.

179. McCullers D.L., Sullivan P.G., Scheff S.W., Herman J.P. Traumatic brain injury regulates adrenocorticosteroid receptor mRNA levels in rat hippocampus // Brain Res. 2002. Vol. 947 (1). P. 41-49.

180. McEwen B.S., Stellar E. Stress and the individual: mechanisms leading to disease // Archives of Internal Medicine. 1993. Vol. 153 (18). P. 2093-2101.

181. McNamara J., Bonhaus D., Shin C. Kindling model of epilepsy // Adv Neurol. 1986. Vol. 44. P. 303-318.

182. Meierkord H., Shorvon S., Lightman S. Plasma concentrations of prolactin, noradrenaline, vasopressin and oxytocin during and after a prolonged epileptic seizure // Acta Neurologica Scandinavica. 1994. Vol. 90 (2). P. 73-77.

183. Melmed S. The pituitary. Academic Press. 2010.

184. Moghaddam B., Bolinao M.L., Stein-Behrens B., Sapolsky R. Glucocortcoids mediate the stress-induced extracellular accumulation of glutamate // Brain Res. 1994. Vol. 655 (12). P. 251-254.

185. Mohr E., Richter D. Sequence analysis of the promoter region of the rat vasopressin gene // FEBS Letters. 1990. Vol. 260 (2). P. 305-308.

186. Moldow R.L., Fischman A.J. Circadian rhythm of corticotropin releasing factor-like immunoreactivity in rat hypothalamus // Peptides. 1984. Vol. 5 (6). P. 1213-1215.

187. Monteiro O., Wiegand U.K., Ludwig M. Vesicle degradation in dendrites of magnocellular neurones of the rat supraoptic nucleus // Neuroscience Letters. 2011. Vol. 489 (1). P. 30-33.

188. Morsette D.J., Sidorowicz H., Sladek C.D. Role of metabotropic glutamate receptors in vasopressin and oxytocin release // American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 2001a. Vol. 281 (2). P. R452-R458.

189. Morsette D.J., Sidorowicz H., Sladek C.D. Role of non-NMDA receptors in vasopressin and oxytocin release from rat hypothalamo-neurohypophysial explants // American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 2001b. Vol. 280 (2). P. R313-R322.

190. Morton L.A., Popescu I.R., Haam J., Tasker J.G. Short-term potentiation of GABAergic synaptic inputs to vasopressin and oxytocin neurones // The Journal of Physiology. 2014. Vol. 592 (19). P. 4221-4233.

191. Myers B., McKlveen J.M., Herman J.P. Neural regulation of the stress response: the many faces of feedback // Cellular and Molecular Neurobiology. 2012. Vol. 32 (5). P. 683694.

192. N'Gouemo P., Faingold C.L. The periaqueductal grey is a critical site in the neuronal network for audiogenic seizures: modulation by GABAA, NMDA and opioid receptors // Epilepsy Research. 1999. Vol. 35 (1). P. 39-46.

193. Nagaki S., Nagaki S., Minatogawa Y., Sadamatsu M., Kato N., Osawa M., Fukuyama Y. The role of vasopressin, somatostatin and GABA in febrile convulsion in rat pups // Life Sciences. 1996. Vol. 58 (24). P. 2233-2242.

194. Nagamitsu S., Matsuishi T., Yamashita Y., Shimizu T., Iwanaga R., Murakami Y., Miyazaki M., Hashimoto T., Kato H. Decreased cerebrospinal fluid levels of P-endorphin and ACTH in children with infantile spasms // Journal of Neural Transmission. 2001. Vol. 108 (3). P. 363-371.

195. Naganuma H., Kawahara K., Tokumasu K., Satoh R., Okamoto M. Effects of arginine vasopressin on auditory brainstem response and cochlear morphology in rats // Auris Nasus Larynx. 2014. Vol. 41 (3). P. 249-254.

196. Naquet R., Silva-Barrat C., Menini C. Reflex epilepsy in the Papio-papio baboon, particularly photosensitive epilepsy // The Italian Journal of Neurological Sciences. 1995. Vol. 16 (1-2). P. 119-125.

197. Naritoku D.K., Mecozzi L.B., Aiello M.T., Faingold C.L. Repetition of audiogenic seizures in genetically epilepsy-prone rats induces cortical epileptiform activity and additional seizure behaviors // Experimental Neurology. 1992. Vol. 115 (3). P. 317-324.

198. Nelson R.J. An introduction to behavioral endocrinology. Sinauer Associates. 2011.

199. Nicholson R.C., King B.R., Smith R. Complex regulatory interactions control CRH gene expression // Front Biosci. 2004. Vol. 9. P. 32-39.

200. Nikitina L., Dorofeeva N., Kirillova O., Korotkov A., Glazova M., Chernigovskaya E. Role of the ERK signaling pathway in regulating vasopressin secretion in dehydrated rats // Biotechnic & Histochemistry. 2014. Vol. 89 (3). P. 199-208.

201. Nissen R., Renaud L.P. GABA receptor mediation of median preoptic nucleus-evoked inhibition of supraoptic neurosecretory neurones in rat // The Journal of Physiology. 1994. Vol. 479 (2). P. 207-216.

202. O'Toole K.K., Hooper A., Wakefield S., Maguire J. Seizure-induced disinhibition of the HPA axis increases seizure susceptibility // Epilepsy Research. 2014. Vol. 108 (1). P. 2943.

203. Oakley R.H., Cidlowski J.A. The biology of the glucocorticoid receptor: new signaling mechanisms in health and disease // Journal of Allergy and Clinical Immunology. 2013. Vol. 132 (5). P. 1033-1044.

204. Ohbuchi T., Haam J., Tasker J.G. Regulation of Neuronal Activity in Hypothalamic Vasopressin Neurons // Interdisciplinary Information Sciences. 2015. Vol. 21 (3). P. 225234.

205. Oldfield B., Hou-Yu A., Silverman A.J. A combined electron microscopic HRP and immunocytochemical study of the limbic projections to rat hypothalamic nuclei containing vasopressin and oxytocin neurons // Journal of Comparative Neurology. 1985. Vol. 231 (2). P. 221-231.

206. Owens M.J., Nemeroff C.B. Physiology and pharmacology of corticotropin-releasing factor // Pharmacological Reviews. 1991. Vol. 43 (4). P. 425-473.

207. Pack A.M., Reddy D.S., Duncan S., Herzog A. Neuroendocrinological aspects of epilepsy: important issues and trends in future research // Epilepsy & Behavior. 2011. Vol. 22 (1). P. 94-102.

208. Pan L., Gilbert F. Activation of 5-HT1A receptor subtype in the paraventricular nuclei of the hypothalamus induces CRH and ACTH release in the rat // Neuroendocrinology. 1992. Vol. 56 (6). P. 797-802.

209. Pentelenyi T., Kammerer L. Alterations of the serum Cortisol and blood glucose in brain-injured patients // Injury. 1984. Vol. 15 (6). P. 397-402.

210. Philips A., Maira M., Mullick A., Chamberland M., Lesage S., Hugo P., Drouin J. Antagonism between Nur77 and glucocorticoid receptor for control of transcription // Molecular and Cellular Biology. 1997. Vol. 17 (10). P. 5952-5959.

211. Pritchard III P.B., Wannamaker B.B., Sagel J., Daniel C.M. Serum prolactin and cortisol levels in evaluation of pseudoepileptic seizures // Annals of Neurology: Official Journal of the American Neurological Association and the Child Neurology Society. 1985. Vol. 18 (1). P. 87-89.

212. Ribak C.E., Manio A.L., Navetta M.S., Gall C.M. In situ hybridization for c-fos mRNA reveals the involvement of the superior colliculus in the propagation of seizure activity in genetically epilepsy-prone rats // Epilepsy Research. 1997. Vol. 26 (3). P. 397-406.

213. Richmond C.A. The role of arginine vasopressin in thermoregulation during fever // Journal of Neuroscience Nursing. 2003. Vol. 35 (5). P. 281-286.

214. Roberts A., Keith L. Sensitivity of the circadian rhythm of kainic acid-induced convulsion susceptibility to manipulations of corticosterone levels and mineralocorticoid receptor binding // Neuropharmacology. 1994. Vol. 33 (9). P. 1087-1093.

215. Roland B., Sawchenko P. Local origins of some GABAergic projections to the paraventricular and supraoptic nuclei of the hypothalamus in the rat // Journal of Comparative Neurology. 1993. Vol. 332 (1). P. 123-143.

216. Rolston J.D., Desai S.A., Laxpati N.G., Gross R.E. Electrical stimulation for epilepsy: experimental approaches // Neurosurgery Clinics. 2011. Vol. 22 (4). P. 425-442.

217. Ross K., Coleman J. Developmental and genetic audiogenic seizure models: behavior and biological substrates // Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 2000. Vol. 24 (6). P. 639-653.

218. Sainio E.-L., Lehtola T., Roininen P. Radioimmunoassay of total and free corticosterone in rat plasma: measurement of the effect of different doses of corticosterone // Steroids. 1988. Vol. 51 (5-6). P. 609-622.

219. Saphier D., Feldman S. Electrophysiology of supraoptico-paraventricular nucleus connections in the rat // Experimental Brain Research. 1987. Vol. 69 (1). P. 60-66.

220. Sapolsky R.M., Krey L.C., McEwen B.S. Prolonged glucocorticoid exposure reduces hippocampal neuron number: implications for aging // Journal of Neuroscience. 1985. Vol. 5 (5). P. 1222-1227.

221. Sapolsky R.M., Romero L.M., Munck A.U. How do glucocorticoids influence stress responses? Integrating permissive, suppressive, stimulatory, and preparative actions // Endocrine Reviews. 2000. Vol. 21 (1). P. 55-89.

222. Sawchenko P. Evidence for a local site of action for glucocorticoids in inhibiting CRF and vasopressin expression in the paraventricular nucleus // Brain Res. 1987. Vol. 403 (2). P. 213-224.

223. Sawchenko P., Swanson L., Steinbusch H., Verhofstad A. The distribution and cells of origin of serotonergic inputs to the paraventricular and supraoptic nuclei of the rat // Brain Res. 1983. Vol. 277 (2). P. 355-360.

224. Scorza F.A., Arida R.M., Naffah-Mazzacoratti M.d.G., Scerni D.A., Calderazzo L., Cavalheiro E.A. The pilocarpine model of epilepsy: what have we learned? // Anais da Academia Brasileira de Ciencias. 2009. Vol. 81 (3). P. 345-365.

225. Senda T., Yu W. Kinesin cross-bridges between neurosecretory granules and microtubules in the mouse neurohypophysis // Neuroscience Letters. 1999. Vol. 262 (1). P. 69-71.

226. Sesack S.R., Deutch A.Y., Roth R.H., Bunney B.S. Topographical organization of the efferent projections of the medial prefrontal cortex in the rat: an anterograde tract-tracing study with Phaseolus vulgaris leucoagglutinin // Journal of Comparative Neurology. 1989. Vol. 290 (2). P. 213-242.

227. Share L. Role of vasopressin in cardiovascular regulation // Physiological Reviews. 1988. Vol. 68 (4). P. 1248-1284.

228. Sheng M., Thompson M.A., Greenberg M.E. CREB: a Ca (2+)-regulated transcription factor phosphorylated by calmodulin-dependent kinases // Science. 1991. Vol. 252 (5011). P. 1427-1430.

229. Shumiloff N.A., Lam W.M., Manasco K.B. Adrenocorticotropic hormone for the treatment of West Syndrome in children // Annals of Pharmacotherapy. 2013. Vol. 47 (5). P. 744-754.

230. Simler S., Vergnes M., Marescaux C. Spatial and temporal relationships between c-fos expression and kindling of audiogenic seizures in Wistar rats // Experimental Neurology. 1999. Vol. 157 (1). P. 106-119.

231. Simpson E.R., Waterman M.R. Regulation of the synthesis of steroidogenic enzymes in adrenal cortical cells by ACTH // Annual Review of Physiology. 1988. Vol. 50 (1). P. 427440.

232. Smith M.A., Weiss S.R., Abedin T., Kim H., Post R.M., Gold P.W. Effects of amygdala kindling and electroconvulsive seizures on the expression of corticotropin-releasing hormone in the rat brain // Molecular and Cellular Neuroscience. 1991. Vol. 2 (2). P. 103116.

233. Smith S.M., Vale W.W. The role of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis in neuroendocrine responses to stress // Dialogues in Clinical Neuroscience. 2006. Vol. 8 (4). P. 383.

234. Spiga F., Walker J.J., Terry J.R., Lightman S.L. HPA axis-rhythms // Comprehensive Physiology. 2011. Vol. 4 (3). P. 1273-1298.

235. Stein-Behrens B., Mattson M., Chang I., Yeh M., Sapolsky R. Stress exacerbates neuron loss and cytoskeletal pathology in the hippocampus // Journal of Neuroscience. 1994. Vol. 14 (9). P. 5373-5380.

236. Stevens A., White A. ACTH: cellular peptide hormone synthesis and secretory pathways // Cellular Peptide Hormone Synthesis and Secretory Pathways. Springer. 2009. P. 121-135.

237. Sun Q., Pretel S., Applegate C., Piekut D. Oxytocin and vasopressin mRNA expression in rat hypothalamus following kainic acid-induced seizures // Neuroscience. 1996. Vol. 71 (2). P. 543-554.

238. Surcheva S., Marchev S., Tashev R., Belcheva S., Vlaskovska M. Action of adrenal and gonadal steroid hormones on kainic acid-evoked seizures in a rat model of epileptogenesis // Biotechnology & Biotechnological Equipment. 2017. Vol. 31 (6). P. 1226-1230.

239. Swanson L., Sawchenko P.E. Hypothalamic integration: organization of the paraventricular and supraoptic nuclei // Annual Review of Neuroscience. 1983. Vol. 6 (1). P. 269-324.

240. Swanson L., Simmons D. Differential steroid hormone and neural influences on peptide mRNA levels in CRH cells of the paraventricular nucleus: a hybridization histochemical study in the rat // Journal of Comparative Neurology. 1989. Vol. 285 (4). P. 413-435.

241. Szafarczyk A., Caracchini M., Rondouin G., Ixart G., Malaval F., Assenmacher I. Plasma ACTH and corticosterone responses to limbic kindling in the rat // Experimental Neurology. 1986. Vol. 92 (3). P. 583-590.

242. Szaflarski J.P., Nazzal Y., Dreer L.E. Post-traumatic epilepsy: current and emerging treatment options // Neuropsychiatric Disease and Treatment. 2014. Vol. 10. P. 1469.

243. Szyndler J., Maciejak P., Turzynska D., Sobolewska A., Walkowiak J., Plaznik A. The effects of electrical hippocampal kindling of seizures on amino acids and kynurenic acid concentrations in brain structures // Journal of Neural Transmission. 2012. Vol. 119 (2). P. 141-149.

244. Taher T.R., Salzberg M., Morris M.J., Rees S., O'Brien T.J. Chronic low-dose corticosterone supplementation enhances acquired epileptogenesis in the rat amygdala kindling model of TLE // Neuropsychopharmacology. 2005. Vol. 30 (9). P. 1610.

245. Thompson R.C., Seasholtz A.F., Herbert E. Rat corticotropin-releasing hormone gene: sequence and tissue-specific expression // Molecular Endocrinology. 1987. Vol. 1 (5). P. 363-370.

246. Tobin V.A., Leng G., Ludwig M. The involvement of actin, calcium channels and exocytosis proteins in somato-dendritic oxytocin and vasopressin release // Frontiers in Physiology. 2012. Vol. 3. P. 261.

247. Tolmacheva E.A., Oitzl M.S., van Luijtelaar G. Stress, glucocorticoids and absences in a genetic epilepsy model // Hormones and Behavior. 2012. Vol. 61 (5). P. 706-710.

248. Tse A., Lee A.K. Arginine vasopressin triggers intracellular calcium release, a calcium-activated potassium current and exocytosis in identified rat corticotropes // Endocrinology. 1998. Vol. 139 (5). P. 2246-2252.

249. Tse A., Lee A.K., Frederick W.T. Ca2+ signaling and exocytosis in pituitary corticotropes // Cell Calcium. 2012. Vol. 51 (3-4). P. 253-259.

250. Tse A., Tse F.W. a-Adrenergic stimulation of cytosolic Ca2+ oscillations and exocytosis in identified rat corticotrophs // The Journal of Physiology. 1998. Vol. 512 (2). P. 385-393.

251. Tsigos C., Chrousos G.P. Hypothalamic-pituitary-adrenal axis, neuroendocrine factors and stress // Journal of Psychosomatic Research. 2002. Vol. 53 (4). P. 865-871.

252. Ulrich-Lai Y.M., Figueiredo H.F., Ostrander M.M., Choi D.C., Engeland W.C., Herman J.P. Chronic stress induces adrenal hyperplasia and hypertrophy in a subregion-specific manner // American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2006. Vol. 291 (5). P. E965-E973.

253. Ulrich-Lai Y.M., Herman J.P. Neural regulation of endocrine and autonomic stress responses // Nature Reviews Neuroscience. 2009. Vol. 10 (6). P. 397.

254. Ulrich-Lai Y.M., Jones K.R., Ziegler D.R., Cullinan W.E., Herman J.P. Forebrain origins of glutamatergic innervation to the rat paraventricular nucleus of the hypothalamus: differential inputs to the anterior versus posterior subregions // Journal of Comparative Neurology. 2011. Vol. 519 (7). P. 1301-1319.

255. Umeoka E.H., Garcia S.B., Antunes-Rodrigues J., Elias L.L., Garcia-Cairasco N. Functional characterization of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis of the Wistar Audiogenic Rat (WAR) strain // Brain Res. 2011. Vol. 1381. P. 141-147.

256. Unger T., Bles F., Ganten D., Lang R.E., Rettig R., Schwab N.A. GABAergic stimulation inhibits central actions of angiotensin II: pressor responses, drinking and release of vasopressin // European Journal of Pharmacology. 1983. Vol. 90 (1). P. 1-9.

257. Van L.P., Spengler D.H., Holsboer F. Glucocorticoid repression of 3', 5'-cyclic-adenosine monophosphate-dependent human corticotropin-releasing-hormone gene promoter activity in a transfected mouse anterior pituitary cell line // Endocrinology. 1990. Vol. 127 (3). P. 1412-1418.

258. Verbalis J.G., Baldwin E.F., Ronnekleiv O.K., Robinson A.G. In vitro release of vasopressin and oxytocin from rat median eminence tissue // Neuroendocrinology. 1986. Vol. 42 (6). P. 481-488.

259. Vigneault E., Poirel O., Riad M., Prud'Homme J., Dumas S., Turecki G., Fasano C., Mechawar N., El Mestikawy S. Distribution of vesicular glutamate transporters in the human brain // Frontiers in Neuroanatomy. 2015. Vol. 9. P. 23.

260. Vinogradova L.V. Audiogenic kindling and secondary subcortico-cortical epileptogenesis: Behavioral correlates and electrographic features // Epilepsy & Behavior. 2017. Vol. 71. P. 142-153.

261. Wang W., Dow K.E., Fraser D.D. Elevated corticotropin releasing hormone/corticotropin releasing hormone-R1 expression in postmortem brain obtained from children with generalized epilepsy // Annals of Neurology: Official Journal of the

American Neurological Association and the Child Neurology Society. 2001. Vol. 50 (3). P. 404-409.

262. Weinberg M.S., Girotti M., Spencer R.L. Restraint-induced fra-2 and c-fos expression in the rat forebrain: relationship to stress duration // Neuroscience. 2007. Vol. 150 (2). P. 478-486.

263. Weiss S.R., Nierenberg J., Lewis R., Post R.M. Corticotropin-Releasing Hormone: Potentiation of Cocaine-Kindled Seizures and Lethality // Epilepsia. 1992. Vol. 33 (2). P. 248-254.

264. Weitzman R.E., Kleeman C.R. The clinical physiology of water metabolism: part I: the physiologic regulation of arginine vasopressin secretion and thirst // Western Journal of Medicine. 1979. Vol. 131 (5). P. 373.

265. White J.D., Krause J.E., McKELVY J.F. In vivo biosynthesis and transport of oxytocin, vasopressin, and neurophysins to posterior pituitary and nucleus of the solitary tract // Journal of Neuroscience. 1984. Vol. 4 (5). P. 1262-1270.

266. Windle R., Luckman S., Stoughton R., Forsling M. The effect of pinealectomy on osmotically stimulated vasopressin and oxytocin release and Fos protein production within the hypothalamus of the rat // Journal of Neuroendocrinology. 1996. Vol. 8 (10). P. 747753.

267. Wojcik S.M., Brose N. Regulation of membrane fusion in synaptic excitation-secretion coupling: speed and accuracy matter // Neuron. 2007. Vol. 55 (1). P. 11-24.

268. Wulsin A.C., Solomon M.B., Privitera M.D., Danzer S.C., Herman J.P. Hypothalamic-pituitary-adrenocortical axis dysfunction in epilepsy // Physiology & Behavior. 2016. Vol. 166. P. 22-31.

269. Yamaguchi K.i., Yamada T. Involvement of anteroventral third ventricular AMPA/kainate receptors in both hyperosmotic and hypovolemic AVP secretion in conscious rats // Brain Research Bulletin. 2006. Vol. 71 (1-3). P. 183-192.

270. Yamaguchi K.i., Yamada T. Roles of forebrain GABA receptors in controlling vasopressin secretion and related phenomena under basal and hyperosmotic circumstances in conscious rats // Brain Research Bulletin. 2008. Vol. 77 (1). P. 61-69.

271. Yang C.R., Senatorov V.V., Renaud L.P. Organum vasculosum lamina terminalis-evoked postsynaptic responses in rat supraoptic neurones in vitro // The Journal of Physiology. 1994. Vol. 477 (1). P. 59-74.

272. Yoshida M., Iwasaki Y., Asai M., Takayasu S., Taguchi T., Itoi K., Hashimoto K., Oiso Y. Identification of a functional AP1 element in the rat vasopressin gene promoter // Endocrinology. 2006. Vol. 147 (6). P. 2850-2863.

273. Yosten G.L., Samson W.K. Pressor doses of vasopressin result in only transient elevations in plasma peptide levels // Peptides. 2012. Vol. 33 (2). P. 342-345.

274. Young III W.S., Mezey E., Siegel R.E. Quantitative in situ hybridization histochemistry reveals increased levels of corticotropin-releasing factor mRNA after adrenalectomy in rats // Neuroscience Letters. 1986. Vol. 70 (2). P. 198-203.

275. Ziegler D.R., Edwards M.R., Ulrich-Lai Y.M., Herman J.P., Cullinan W.E. Brainstem origins of glutamatergic innervation of the rat hypothalamic paraventricular nucleus // Journal of Comparative Neurology. 2012. Vol. 520 (11). P. 2369-2394.

276. Zobel A., Wellmer J., Schulze-Rauschenbach S., Pfeiffer U., Schnell S., Elger C., Maier W. Impairment of inhibitory control of the hypothalamic pituitary adrenocortical system in epilepsy // European Archives of Psychiatry and Clinical Neuroscience. 2004. Vol. 254 (5). P. 303-311.