Функционально важные участки Rpn4 - активатора транскрипции протеасомных генов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Карпов, Дмитрий Сергеевич

• Карпов, Дмитрий Сергеевич
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Карпов, Дмитрий Сергеевич

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

I. Организация и функционирование убиквитин-протеасомной системы (УПС).

1.1. 26S протеасома.

1.1.1. Иммунопротеасома.

1.1.2. Разнообразие регуляторных комплексов протеасом.

1.1.3. Внутриклеточная локализация протеасом.

1.1.4. Сборка протеасом.

1.2. Система убиквитинирования белков.

1.2.1. Убиквитин и ферменты системы убиквитинирования.

1.2.2. Деубиквитииирование.

1.2.3. Механизмы распознавания белковых субстратов.

1.2.3.1. N-концевой аминокислотный остаток: N-концевое правило деградации.

1.2.3.2. Сигнальные последовательности.

1.2.3.3. Роль фосфорилирования в узнавании белков системой убиквитинирования.

1.2.3.4. Деградация белков с нарушенной третичной структурой.

1.2.3.5. Маскирование сигналов протеолиза.

1.2.3.6. Узнавание субстратов in trans.

1.3. Протеолитические функции УПС.

1.3.1. Полное расщепление белковых субстратов.

1.3.1.1. Регуляция активности белков.

1.3.1.2. Система деградации белков эндоплазматического ретикулума.

1.3.1.3. Деградация новосинтезированных полипептидных цепей.

1.3.1.4. Образование антигенных олигопептидов.

1.3.2. Процессинг полипептидов путем ограниченного протеолиза.

1.4. Не протеолитические функции компонентов убиквитин-протеасомной системы.

1.4.1. Везикулярный транспорт.

1.4.2. Гистоновый код.

1.4.3. Репарация ДНК.

1.4.4. Регуляция активности транскрипционных факторов путем моноубиквитинирования.

1.4.5. Привлечение протеасомных субъединиц к активно транскрибируемым генам.

II. Регуляция экспрессии протеасомных генов у эукариот

2.1. Система регуляции транскрипции протеасомных генов у Saccharomyces cerevisiae.

2.1.1. РАСЕ.

2.1.2 Выяснение роли Rpn4p и его характеристика.

2.1.3. Механизмы деградации Rpn4p.

2.1.4. Модель регуляции протеасомных генов по принципу отрицательной обратной связи.

2.2. РАСЕ и гомологи Rpn4p у дрожжей подкласса Hemiascomyctes.

2.3. Регуляция транскрипции протеасомных генов у высших эукариот.

III. Структура эукариотических трансактиваторов.

3.1. ДНК-связывающие домены.

3.1.1. ДНК-связывающие домены, содержащие мотив «спираль-петля-спираль».

3.1.2. ДНК-связывающие домены, содержащие цинк («цинковые пальцы»).

3.1.2.1. (3[3а-цинковые пальцы (С2Н2).

3.1.2.2. Семейство рецепторов гормонов.

3.1.2.3. ДНК-связывающие домены с мотивом «петля-слой-спираль».

3.1.2.4. Семейство Gal4.

3.1.3. ДНК-связывающие домены факторов, содержащих «лейциновую застежку».

3.1.3.1. Семейство факторов с «лейциновой застежкой».

3.1.3.2. Семейство факторов с мотивом «спираль-петля-спираль».

3.1.4. Белки с (3-слойным ДНК-связывающим доменом.

3.2. Трансактиваторные домены.

3.2.1. Кислые трансактиваторные домены.

3.2.2. Глутамин-богатые трансактиваторные домены.

3.2.3. Пролин-богатые трансактиваторные домены.

3.2.4. Серин/треониновые трансактиваторные домены

3.3. Сигналы ядерной локализации.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Функционально важные участки Rpn4 - активатора транскрипции протеасомных генов»

Содержание белков в клетке обусловлено динамическим равновесием между процессами их синтеза и деградации. У эукариот за деградацию основной массы белков отвечает высокоселективпая убиквитин-протеасомная система. Эта система состоит, во-первых, из комплекса ферментов, осуществляющих узнавание белковых субстратов и ковалептное присоединение к ним полиубиквитипа, и, во-вторых, крупного многосубъединичпого протеазного комплекса - протеасомы, который узнает полиубиквитинировапные белки и расщепляет их до олигопептидов. В протеасоме происходит деградация рсгуляторпых белков, контролирующих все основные клеточные процессы, а также белков с нарушенной структурой. Убиквитин-протеасомная система необходима для нормального функционирования клетки и ее выживания при стрессовых воздействиях. У человека нарушения в работе этой протеолитической системы связаны с возникновением различных онкогенных и пейродегеперативных болезней, а также с нарушением работы иммунной системы.

В настоящее время структура и функционирование протеасомы изучены довольно подробно, однако исследование регуляции экспрессии протеасомных генов остается очень актуальной проблемой. Система координированной регуляции протеасомных генов экспериментально описана пока только у дрожжей Saccharomyces cerevisiae. Эта система состоит из регуляторного элемента, называемого РАСЕ (Proteasome Associated Control Element) и транскрипционного фактора, Rpn4p, связывающегося с этой последовательностью. В то же время сам Rpn4p является субстратом протеасомы, поэтому содержание протеасом в клетке, по-видимому, регулируется по принципу отрицательной обратной связи. К настоящему времени подробно изучены механизмы деградации Rpn4p в протеасоме, но очень немного известно о механизме действия Rpn4p как транскрипционного фактора.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

I. ОРГАНИЗАЦИЯ И ФУНКЦИОНИРОВАНИЕ УБИКВИТИН-ПРОТЕАСОМНОЙ СИСТЕМЫ (УПС)

Убиквитин-протеасомная система (УПС) - это эукариотическая внутриклеточная система селективного АТФ-зависимого протеолиза. Она состоит из комплекса ферментов, осуществляющих узнавание белковых субстратов и ковалентное присоединение к ним полиубиквитина, и крупного протеазного комплекса - протеасомы, который узнает полиубиквитинированные белки и расщепляет их до олигопептидов.

1.1. 26S протеасома

26S протеасома представляет собой мультисубъединичный комплекс с молекулярной массой около 2500 кДа. Согласно данным рентгеноструктурного анализа, электронной микроскопии и ядерной томографии 26S протеасома имеет симметричную гаителеобразную форму и состоит из двух структурно и функционально различимых комплексов: 19S регуляторного и 20S протеолитического (рис.1.). Протеолитический комплекс массой около 750 кДа образует центральнаую часть 26S протеасомы и представляет собой полый цилиндр длиной 15-17 нм и диаметром 11-12 нм (Groll et al., 1997). Этот комплекс осуществляет расщепление белковых субстратов (Coux et al., 1996). К 20S протеасоме примыкают по бокам два 19S комплекса массой более 800 кДа, которые необходимы для активации 20S протеасомы, узнавания субстратов и подготовки их к расщеплению.

19S комплекс

19S комплекс

20S комплекс

Рнсунок 1. Модель структуры 26S протеасомы.

По данным рентгенос груюурного анализа 20S протеолитический комплекс образован из четырех колец, каждое из которых сложено из семи различных субъединиц массой от 20 до 35 кДа (Groll et al., 1997). Канал внутри цилиндра имеет три расширения - камеры: большую центральную, где осуществляется протеолиз полипептидов, и две боковые меньшего размера (Coux et al., 1996). Диаметр выходных отверстий канала составляет менее 1,5 А, что немного больше диаметра а-спирали полипептидной цепи (1,1 А). Случайное попадание белков в протеолитическую камеру исключено, поскольку субъединицы протеасомы довольно плотно прилегают друг к другу, тем самым, отграничивая внутреннюю полость протеасомы от окружающей цитоплазмы. Таким образом, осуществляемый протеасомой протеолиз является пространственно изолированным процессом (Groll et al., 1997; Groll etai, 1999).

В ранних исследованиях 20S протеасома была охарактеризована как комплекс с мультипептидазной активностью (Wilk and Orlowski, 1983). Далее при помощи ингибиторов и флуоресцирующих пептидных субстратов у нее были выявлены три энзиматические активности: химотрипсин-подобпая, три псин-подобная и постглутамилгидролазпая (каспаза-подобная) активность, - локализованные на трех различных субъединицах р-кольца (Orlowski, 1990; Kisselev, 1999). Протеолитические субъединицы протеасомы также способны к расщеплению полипептидной цепи после остатков разветвленных аминокислот и между небольшими нейтральными аминокислотами (Orlowski, 1993). В активном центре рсубъединиц находится N-копцевой остаток треонина (Arendt and Hochstrasser, 1997; Kisselev et al., 2000). Ферменты, N-концевые аминокислотные остатки которых участвуют в акте катализа, объединяют в группу, называемую гидролазами с N-концевыми нуклеофиламн (N-terminal nucleophile (Ntn) hydrolases) (Zwickl et al., 1992).

19S комплекс можно охарактеризовать как аллостерический регулятор активиости протеолитического ядра, повышающий скорость гидролиза субстратов и обеспечивающий селективность прогеолиза (Eytan et al., 1989; Glickmann et al., 1998). Комплекс состоит, не менее чем, из 18 различных белков с массой от 25 до 110 кДа. Его компоненты образуют два структурно и функционально различимых субкомплекса - «основание» и «крышку» (рис. 2) (Ferrel et al., 2000). В состав субкомплекса «основания», примыкающего к 20S ядру, входят 3 субъедипицы, не обладающие АТФазпой активностью (Rpn 1, 2, 10,) и 6 АТФаз AAA семейства (Rpt 1-6). Если говорить о функциях не-АТФазпых субъедиииц субкомплекса, то известно, что Rpn 10 обеспечивает ассоциацию субкомплексов «крышки» и «основания» (Glickman et al., 1998). За эту функцию отвечает N-концевая область белка (Glickman et al., 1998; Fu el al., 1998). С-концевая область содержит домен, связывающий убиквитин (Baboshina and Haas, 1996), что позволяет белку быть рецептором полиубиквитипированных субстратов протеасомы. Наибольшим сродством Rpn 1 Op обладает к цепи из четырех звеньев убиквитина, которая является маркером деградации (Baboshina and Haas, 1996; Thrower el al., 2000). Нужно отметить, что RpnlO единственный протеасомный белок, который обнаруживается в больших количествах в свободном состоянии, не связанным с протеасомой (Haracska and Udvardy, 1997; van Nocker et al., 1996). Делеция гена RPN 10 у дрожжей пе летальпа. Протеасомы, выделенные из таких мутантов имеют слабую связь между субкомплексами «крышка» и «основание», но сохраняют, хотя и хуже способность связывать и расщеплять полиубиквитипированные белки. Это означает, что и другие субъединицы в составе протеасомы могут узнавать цепи полиубиквитина. Действительно, методом сшивок показано, что полиубиквитиновая цепь контактирует также с АТФазой Rpt5, причем взаимодействие сопряжено с гидролизом АТФ (Lam et al., 2002). В узнавании полиубиквитина участвует также Rpn2p, который кроме этого способен непосредственно связывать некоторые субстраты протеасомы и, таким образом, участвовать в убиквитин-независимом пути деградации. Rpnlp может взаимодействовать с адапторными белками, типа Rad23p, которые содержат домены, связывающие полиубиквитиновые цепи. Основной функцией АТФаз регуляторного комплекса является участие в энергозависимых процессах разворачивания пол и пептидной цепи и ее транслокации внутрь 20S ядра (Glickman et al, 1998).

Субкомплекс «крышки» образуют 8 субъединиц (Rpn 3, 5, 6, 7, 8, 9, И, 12, 13), которые не обладают АТФ-азной активностью. Полагают, что структурная целостность субкомплекса обеспечивается взаимодействиями между его субъединицами посредством доменов, называемых PCI и MPN. Подобные домены описаны у других эукариотических белков, обнаруженных, например, в факторе инициации трансляции eIF3 и комплексе СОР9 (Glickman et al., 1998; Aravind and Ponting. 1998; Ilofmann and Bucher 1998; Kim et al., 2001). Внесение мутаций в эти домены у протеасомных субъединиц нарушает целостность регуляторного комплекса (Fu et al., 2001). PCI домен обнаружен в С-концевой области Rpn 3, 5, 6, 7, 9 и 12, он имеет длину около 200 аминокислотных остатков и состоит в основном из а-спиралей. MPN домен локализован в N-концевой области Rpn 8 и 11, имеет длину 120 а.о. и стоит как из а-спиралей, так и Р-слоев.

Известно, что субкомплекс «крышки» участвует также в узнавании и подготовке к деградации убиквитинированных субстратов, однако эти активности пока не локализованы (Glickman et al., 1998). ф не АТФ-азные субъединицы основания АТФ-азные субъединицы основания дсубиквити ниру ющая активность

Рисунок 2. Схема структуры 19S регуляторного комплекса.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Карпов, Дмитрий Сергеевич

выводы

1. С-концевая область белка Rpn4p, содержащая ДНК-связывающие мотивы -цинковые пальцы, и N-концевая область, не имеющая гомологии с участками известных транскрипционных факторов, необходимы для активации транскрипции протеасомных генов.

2. N-концевая область Rpn4p обеспечивает устойчивость дрожжей к действию тяжелых металлов, алкилирующих агентов, циклогексимиду и пероксиду водорода, тогда как С-концевая область фактора не играет важной роли при реагировании клеток на стресс, вызванный циклогексимидом и пероксидом водорода.

3. Делеция предполагаемого сигнала ядерной локализации не влияет на активность Rpn4p.

4. С-концевой кислый домен вносит больший вклад в активацию транскрипции, чем N-концевой.

5. Кислые домены Rpn4p по отдельности играют незначительную роль в устойчивости клеток к стрессу алкилирующими агентами и циклогексимидом, тогда как делеция обоих выражается в гиперчувствительности дрожжей к действию тяжелых металлов и пероксиду водорода.

6. В N-концевой области Rpn4p обнаружен ранее не известный трансактиваторный домен.

7. Активность N-концевого трансактиваторного домена негативно регулируется модификацией лизинов, не связанной с деградацией Rpn4p.

Заключение

Организация и функционирование убиквитин-протеасомной системы изучены довольно подробно. Вместе с этим данных, касающихся регуляции экспрессии протеасомных генов, накоплено немного. На сегодняшний день только у S. cerevisiae экспериментально охарактеризована регуляция транскрипции протеасомных генов по принципу отрицательной обратной связи. В этой регуляции участвует транскрипционный фактор Rpn4p, связывающийся с последовательностью РАСЕ. Гомологи Rpn4p и РАСЕ обнаружены также и у других дрожжей подкласса Hemiascomycetes, что указывает на распространенность регуляторной системы Rpn4-PACE у этой группы организмов. Что же касается грибов других классов и высших эукариот, то у них протеасомные гены, по-видимому, также регулируются координировано, однако фактор, отвечающий за эту регуляцию, до сих пор пе обнаружен. Интересно отметить, что у высших эукариот охарактеризованы транскрипционные факторы, регулирующие отдельные группы протеасомных генов.

Таким образом, дрожжевой белок Rpn4 остается пока единственным известным фактором, осуществляющим координированную регуляцию протеасомных генов. Известны механизмы деградации Rpn4p в протеасоме, но очень мало данных о механизмах его функционирования. Раскрытие механизмов действия этого фактора может пролить свет на регуляцию экспрессии протеасомных генов у других организмов. Прежде всего, необходимо выявить его функцонально важные области. Согласно данным биоинформатического анализа большая часть Rpn4p не обнаруживает значимой гомологии с участками известных транскрипционных факторов, поэтому возникает необходимость провести картирование функционально значимых областей белка.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

МАТЕРИАЛЫ

В работе было использовано следующее оборудование: центрифуги Eppendorf 5415 С и 5804 R (Eppendorf AG, Germany), весы аналитические Sartorius (Sarlorius AG, Germany), ультразвуковые дизрапторы УЗДН-А (Россия) и Bandelin Sonopuls HD2070 (Bandelin Electronic, Germany), встряхиватель ВП, водный термостат Hot Shaker (Bellco, USA), сухой термостат Thermomixer 5436 (Bachofer, Germany), качалка Mini Rocker MR-1 (BioSan, Latvia), ПЦР-амплификатор Perkin Elmer GeneAmpPCR System 2400 (GenTech Scientific, USA), прибор для ПЦР в реальном времени ANK-32 (Синтол, Россия), источник питания LKB (Bromma, Sweden), камеры для горизонтального электрофореза SE-1 и SE-2 (Хеликоп, Россия), камера для вертикального электрофореза (Iloefer, USA), электроблотгер (Thermo scientific Owl, Germany), счетчик радиактивности Mini-Monitor G-M tube (Bachofer, Germany), рН-метр pH 525 (Bachofer, Germany), магнитная мешалка MM 2A, магнитная мешалка Stirrer/Hot Plate (Corning, USA), трансиллюминометр TFX-20.M (Bioblock Scientific, UK), фотокамера Kodak DC210, фосфоимиджер Cyclone (Packard, USA), спектрофотометры Genesis (Thermo Spectronic, USA) nNanoDrop (NanoDrop Technologies, USA), автоклав Tuttnauer 3870 MLV (Tuttnauer, Izrael), инкубатор для клеток Certomat (Sartorius Stedim Biotech, France).

В работе использовали следующие реактивы: бакто-агар (Difco), бактопептон (Difco), триптон (Difco), дрожжевой экстракт (Difco), 0-(+)-глюкоза (Sigma), Б-(+)-галактоза (Sigma), лейцин (Sigma), гистидин (Serva), триптофан (Sigma), Tris (Sigma), EDTA (Sigma), бромистый этидий (Sigma), глицин (Merck), бычий сывороточный альбумин (Sigma), Р-меркаптоэтанол (Sigma), агароза (Sigma), тритон Х-100 (Sigma) дезоксихолат (Fisher), NP-40 (Fluka), LiCl (Sigma), смесь гексануклеотидов (Синтол), дезоксирибонуклеотиды dCTP, dTTP, dGTP (СибЭнзим), ДНК спермы лосося (Sigma), коктейль ингибиторов протеаз для дрожжей (Sigma), ингибитор рибоиуклеаз Ribolock (Fermentas), гликоген

AppliChem GmbH), PMSF (Boehringer), NaOH (Sigma), SDS (Bio-Rad), акрил амид (Serva), 1Ч,М-метилеибисакриламид (Reanal), персульфат аммония (Sigma), TEMED (Reanal), глицерол (Sigma), бромфеноловый синий (Sigma), сефадекс G25 coarse (Pharmacia), отечественный a[32P]dATP (3000 mKi/моль). Реактивы отечественного производства: этанол, изопропанол, изоамиловый спирт, соляная кислота, хлорид магния, хлорид калия, хлорид кальция, хлорид марганца. Категория очистки реактивов была не ниже "хч" (химически чистое вещество).

Для приготовления растворов использовали дистиллированную воду или высокоочищенную воду «Milli Q» (H20-mQ).

В работе использовали следующие ферменты: лигаза Т4 (MBI Fermentas); эндонуклеазы рестрикции (MBI Fermentas): Hindlll, Ncol, BamHI, Xhol; РНКазаА (Serva); Taq ДНК-зависимая ДНК полимераза (MBI Fermentas); протеиназа К (Applied Biosystems); РНК-зависимая ДНК полимераза MMLV (Силекс).

В работе использовали следующие культуральные среды:

LB: 0,5% (м:о) дрожжевой экстракт, 1% (м:о) триптон, 250 мМ NaCI.

LB-arap: 0,5% (м:о) дрожжевой экстракт, 1% (м:о) триптон, 250 мМ NaCI, 1,5% бактоагар.

YPGal: 2% галактоза, 2% пептон, 1% дрожжевой экстракт.

YPGlc: 2% глюкоза, 2% пептон, 1% дрожжевой экстракт.

YPGlc-arap: 2% глюкоза, 2% пептон, 1% дрожжевой экстракт, 1,5% бактоагар.

Дрожжевая селективная среда без урацила для дрожжей (SM): 0,67% YNB (yeast nitrogen base without amino acids), 2% глюкоза, смесь аминокислот без гистидина, лейцина, триптофана (1,4 г/л) (Sigma), гистидин (0,1г/л), лейцин (0,4 г/л), триптофан (0,1 г/л), аденин.

SM- агар: SM, 1,7% бактоагар.

Буферы, использованные в работе:

Буферы для образцов: белка (2х): 100 мМ Tris-HCI (рН 6,8), 200 мМ [3-меркаптоэтанола, 4% SDS,

0,02% бромфенолового синего, 20% глицерол; белка (5х): 250 мМ Tris-HCI (рН 6,8), 500 мМ р-меркаптоэтанола, 10% SDS, 0,02% бромфенолового синего, 20% глицерол;

ДНК (6х): 0,25% бромфеноловый синий, 30% глицерол, Зх ТАЕ; РНК (1,4х): (1,4х FGRB, ЗМ формальдегид, 70% формамид, 1 мкг бромистого этидия). Буферы: лизиса Е. coli: 50 мМ HEPES рН 8,0, 150 мМ NaCl, 1% тритон Х-100, 5 мМ ЭДТА, 2 мМ PMSF, 1 х PIC; лизиса дрожжевых клеток: 2% тритон Х-100, 1% SDS, 100 мМ NaCI, 10 мМ Tris-HCI pll 8.0, 1 мМ ЭДТА, 1мМ PMSF, ГР1С;

А: 8М мочевина, ЮОмМ, NaH2P04, 10 мМ Tris-FICl, рН 8,0; Б: 8М мочевина, ЮОмМ, NaH2P04, 10 мМ Tris-IICl, рН 5,9; TE/LiOAc: 10 мМ Tris-IICl, рН 7,6, 1мМ ЭДТА, 0,1 М LiOAc; PBS (10х): 8% NaCI, 0,2% KCI, 0,115% Na2HP04»7H20, 0,2% KH2P04, рН 7,5; ПЦР (10х): 500 мМ KCI, 100 мМ Tris-HCI, рН 8.0, 20 мМ MgCI2; Реакционный буфер M-MuLV (4х): 250 мМ Tris-HCI, рН 8,3, 250 мМ КС1, 20 мМ MgCl2, 50 мМ DTT;

Sol I: 50 мМ глюкоза, Tris-HCI рН 8.0, 10 мМ ЭДТА;

Sol II: 1% SDS, 0.2 М NaOH;

ТАЕ (50х): 2 М Tris-ацетат, 100 мМ ЭДТА;

TGB (10х): 250 мМ Tris, 2,5 М глицин, 1% SDS;

TGE: 40 мМ глицин, 50 мМ Tris, рН 8,3, 20% этанол;

FGRB (50х): 1М MOPS рН 7,0, 0,5М Na-ацетат, 50мМ ЭДТА;

ТЕ: 10 мМ Tris-HCI рН 8.0, 1 мМ ЭДТА;

TSE-150: 20 мМ Tris-FICl, рН 8.0, 150 мМ NaCI, 5 мМ ЭДТА, 0,1% SDS, 1% тритон Х-100;

TSE-500: 20 мМ Tris-HCI, рН 8.0, 500 мМ NaCI, 5 мМ ЭДТА, 0,1% SDS, 1% тритон Х-100;

X-ChIP А: 50 мМ HEPES, 150 мМ NaCI, 1% Triton Х-100, 0,1% DOC, 5% глицерин, 5хР1С;

X-ChIP В: 50 мМ FIEPES, 250 мМ NaCl,l% Triton Х-100, 0,1% SDS, 5xPIC;

X-ChIP С: 50 мМ HEPES рН 8.0, 0,25 М LiCI, 1% NP-40, 1% Triton Х-100, 1 мМ ЭДТА.

Растворы:

АЕ: 50 мМ Na ацетат, рН 5,3, 10 мМ ЭДТА. смесь для РНК: 50% глицерин, 0,1% бромфеноловый синий, 0,1% ксиленцианол, 1мМЭДТА.

Антитела: мышиные моноклональные против 6His коньюгированные с пероксидазой хрена (1: 2000, Roche); первичные мышиные моноклональные против 6His (1: 3000, Всероссийский научный центр молекулярной диагностики и лечения); кроличьи поликлональные аффиино-очищенные против рекомбинантного Rpn4 (1:10000); вторичные антитела козы против поликлональных кроличьих, коньюгированные с пероксидазой хрена (1: 30000, Jackson Immuno Research laboratories, West Grove, USA); первичные мышиные моноклональные против а-тубулина (1: 3000, Sigma); вторичные анти-мышиные, коньюгированные с пероксидазой хрена (1: 10000, Jackson Immuno Research laboratories, West Grove, USA).

В работе использовали следующие штаммы микроорганизмов: для клонирования: E.coli DH5a (F"cp80dlacZAM15 A(lacZYA-argF)U169 deoR, recAl endAl hsdR17(rk" mk+ phoA supE44 X thi-1 gyrA96 relAl); экспрессионные: E. coli BL21(DE3)pLysS, S. cerevisiae 334t (MATa, pep4-3, prbl-1122, ura3-52, leu2-3,112, regl-501, gall) и изогенный ему штамм 334t rpn4-ls. с делецией хромосомной копии гена RPN4 (vpn4v.G418), полученный в нашей лаборатории.

В таблице 5 перечислены плазмидные конструкции, которые были получены в ходе работы.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Карпов, Дмитрий Сергеевич, 2009 год

1. Aguilar R-C. and Wendland B. (2003) Ubiquitin: not just for proteasomes anymore. Curr. Opin. Cell Biol., 15, 184-190.

2. Apcher G.S., Heink S., Zantopf D., Kloetzel P.M., Schmid H.P., Mayer R.J. and Kruger E. (2003) Human immunodeficiency virus-1 Tat protein interacts with distinct proteasomal alpha and beta subunits. FEBSLett., 553, 200-204.

3. Aravind L. and Ponting C.P. (1998) Homologues of 26S proteasome subunits are regulators of transcription and translation. Protein Sci., 7, 1250-1254.

4. Arendt C.S., Hochstrasser M. (1997) Identification of the yeast 20S proteasome catalytic centers and subunit interactions required for active site formation. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 94, 7156-7161.

5. Baarends W.M., Hoogerbrugge J.W., Roest H.P., Ooms M., Vreeburg J., Hoeijmakers J.H. and Grootegoed J.A. (1999) Histone ubiquitination and chromatin remodeling in mouse spermatogenesis. Dev. Biol., 207, 322-333.

6. Baboshina O.V. and Haas A.L. (1996) Novel multiubiquitin chain linkages catalyzed by the conjugating enzymes E2-EPF and RAD6 are recognized by the 26S proteasome subunit 5. J. Biol. Chem., 271, 2823-2831.

7. Baker D., Agard D.A. (1994) Kinetics versus thermodynamics in protein folding. Biochemistry, 33, 7505-7509.

8. Bays N.W., Gardner R.G., Seelig L.P., Joazeiro C.A. and Hampton R.Y. (2001) Hrdlp/Der3p is a membrane-anchored ubiquitin ligase required for ER-associated degradation. Nat. Cell. Biol., 3, 24-29.

9. Beckman II., Su L.-K., and ICadesch T. (1990) TFE3: A helix-loop-helix protein that activates transcription through the immunoglobulin enhancer I.tE3 motif. Genes Dev., 4, 167-179

10. Berdal K.G., Bjoras M., Bjelland S., Seeberg E. (1990) Cloning and expression in Escherichia coli of a gene for an alkylbase DNA glycosylase from Saccharomyces cerevisiae; a homologue to the bacterial alkA gene. EMBOJ., 9, 4563-4568.

11. Biederer Т., Volkwein C. and Sommer T. (1997) Role of Cuelp in ubiquitylation and degradation at the ER surface. Science, 278, 1806-1809.

12. Bochtler M., Ditzel M., Groll M., Hartmann C. and Huber R. (1999) The proteasome. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct., 28, 295-317.

13. Bonifacino J.S. and Weissman A.M. (1998) Ubiquitin and the control of protein fate in the secretory and endocytic pathways. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol, 14, 19-57.

14. Borden K.L. (2000) RING domains: master builders of molecular scaffolds? J. Mol. Biol., 295, 1103-1112.

15. Bose S., Brooks P., Mason G.G.P., Rivett A.J. (2001) y-interferon decreases the level of 26S proteasomes and changes the pattern of phosphorylation. Biochem. J., 353, 291-297.

16. Brodsky J.L. and McCracken A.A. (1999) ER protein quality control and proteasome-mediated protein degradation. Semin. Cell Dev. Biol., 10, 507-513.

17. Brooks P., Fuertes G., Murray R.Z., Bose S., Knecht E., Rechsteiner M.C., Hendil K.B., Tanaka K., Dyson J. and Rivctt J. (2000) Subcellular localization of proteasomes and their regulatory complexes in mammalian cells. Biochem. J., 346, 155-161.

18. Burley S.K. (1996) The TATA box binding protein. Curr. Opin. Struct. Biol., 6, 6975.

19. Ciechanover A. (1998) The ubiquitin-proteasome pathway: on protein death and cell life. EMBO J., 17, 7151-7160.

20. Chan C.K., Hubner S., Hu W. and Jans D.A. (1998) Mutual exclusivity of DNA binding and nuclear localization signal recognition by the yeast transcription factor GAL4: implications for nonviral DNA delivery. Gene Ther., 5, 1204-1212.

21. Chang C., Gonzalez F., Rothermel В., Sun L., Johnston A. and Kodadek T. (2001) The Gal4 activation domain binds Sug2 protein, a proteasome component, in vivo and in vitro. J. Biol. Chem., 276, 30956-30963.

22. Chatterjee-Kishore M., Wright K.L., Ting J.P., Stark G.R. (2000) How Statl mediates constitutive gene expression: a complex of unphosphorylated STAT1 and IRF1 supports transcription of the LMP2 gene. EMBO J., 19, 4111-4122.

23. Chen H.Y., Sun J.M., Zhang Y, Davie J.R. and Meistrich M.L. (1998) Ubiquitination of histone FI3 in elongating spermatids of rat testes. J. Biol. Chem., 273, 13165-13169.

24. Chi Y., Huddleston M.J., Zhang X., Young R.A., Annan R.S., Carr S.A. and Deshaies R.J. (2001) Negative regulation of Gcn4 and Msn2 transcription factors by SrblO cyclin-dependent kinase. Genes Dev., 15, 1078-1092.

25. Cho Y., Gorina S., Jeffrey P.D., Pavletich N.P. (1994) Crystal structure of a p53 tumor supressor-DNA complex: understanding tumorgenic mutations. Science, 256, 346-355.

26. Choo Y, Clug A. (1994) Selection of DNA-binding sites for zinc fingers using rationally randomized DNA reveals coded interactions. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 91, 11168-11172.

27. Connell C., Ballinger C.A., Jiang J., Wu Y., Thompson L.J., Hohnfeld J. and Patterson C. (2001) The co-chaperone CHIP regulates protein triage decisions mediated by heat-shock proteins. Nature Cell Biol., 3, 93-96.

28. Corton J.C. and Johnston S.A. (1989) Altering DNA-binding specificity of GAL4 requires sequences adjacent to the zinc finger. Nature, 340, 724-727.

29. Corton J.C., Moreno E., and Johnston S.A. (1998) Alterations in the GAL4 DNA-binding domain can affect transcriptional activation independent of DNA-binding. J. Biol. Скет.,11Ъ, 13776-13780.

30. Courey A.J. and Tjian R. (1988) Analysis of Spl in vivo reveals multiple transcriptional domains including a novel glutamine-rich activation motif. Cell, 55, 887-898.

31. Coux О., Tanaka K., Goldberg A.L. (1996) Structure and functions of the 20S and 26S proteasomes. Annu. Rev. Biochem., 65, 801-847.

32. Craiu A., Aklopian Т., Goldberg A.L. and Rock K.L. (1997) Two distinct proteolytic processes in the generation of a major histocompatibility complex class I-presented peptide. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 10850-10850.

33. Daniel J.A., Torok M.S., Sun Z.W., Schieltz D., Allis C.D., Yates J.R. and Grant P.A. (2004) Deubiquitination of histone H2B by a yeast acetyltransferase complex regulates transcription. J. Biol. Chem., 279, 1867-1871.

34. Gonda D.K., Bachmair A., Wunning I., Tobias J.W., Lane W.S. and Varshavsky A. (1989) Universality and Structure of the N-end Rule. J. Biol. Chem., 264, 1670016712.

35. Demand J., Alberti S., Patterson C. and I-Iohfeld J. (2001) Cooperation of a ubiquitin domain protein and an E3 ubiquitin ligase during chaperone/proteasome coupling. Curr. Biol., 11, 1569-1577.

36. Dingwall C., Laskey R.A. (1991) Nuclear targeting sequences A consensus. Trends Biochem. Sci., 16, 478-481.

37. Ellengerger Т.Е., Brandl CJ., Struhl K., Harrison S.C. (1992) The GCN4 basic region leucine zipper binds DNA as a dimer of uninterupted a-helices: crystal structure of the protein-DNA complex. Cell, 71, 1223-1237.

38. Ellgaard L., Molinari M. and Helenius A. (1999) Setting the standards: quality control in the secretory pathway. Science, 286, 1882-1888.

39. Emili A., Greenblatt J., and Ingles C.J. (1994) Species-specific interaction of the glutamine-rich activation domains of Spl with the TATA box-binding protein. Mol. Cell. Biol., 14, 1582-1593.

40. Escher D., Bodmer-Glavas M., Barberis A., Schaffner W. (2000) Conservation of glutamine-rich transactivation function between yeast and humans. Mol. Cell. Biol., 20, 2774-2782.

41. Evdokimova V.M. and Ovchinnikov L.P. (1999) Translational regulation by Y-box transcription factor: involvement of the major mRNA-associated protein, p50. Int. J. Biochem. Cell. Biol., 31, 139-149.

42. Eytan E., Ganith D., Armon Т., Hershko A. (1989) ATP-dependent incorporation of 20S protease into the 26S complex that degrades proteins conjugated to ubiquitin. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 86, 7751-7755.

43. Ferre d'Amare A.R., Prendergast G.C., Ziff E.B., Burley S.K. (1993) Recognition by Max of its cognate DNA through a dimeric bATLH/Z domain. Nature, 363, 38-45.

44. Ferrel K., Wilkinson C.R., Dubiel W., Gordon C. (2000) Regulatory subunit interactions of the 26S proteasome, a complex problem. Trends Cell Biol., 25, 83-88.

45. Ferdous A, Gonzalez F, Sun L, ICodadek T and Johnston SA. (2001) The 19S regulatory particle of the proteasome is required for efficient transcription elongation by RNA polymerase II. Mol. Cell, 7, 981- 991.

46. Ferdous A., Kodadelc T. and Johnston S.A. (2002) A nonproteolytic function of the 19S regulatory subunit of the 26S proteasome is required for efficient activated transcription by human RNA polymerase II. Biochemistry, 41, 12798-12805.

47. Ferdous A., Sikder D., Gillette Т., Nalley K., ICodadek T. and Johnston S.A. (2007) The role of the proteasomal ATPases and activator monoubiquitylation in regulating Gal4 binding to promoters. Genes Dev., 21, 112-123.

48. Freedman L.P., Luisi BF. (1993) On the mechanism of DNA-binding by nuclear hormone receptors a structural and functional perspective. J. Cell. Biochem., 51, 140-150.

49. Friedlander R., Jarosch E., Urban J., Vollcwein C. and Sommer T. (2000) A regulatory link between ER-associated protein degradation and the unfolded-protein response. Nat. Cell. Biol., 2, 379-384.

50. Frydman, J. (2001) Folding of newly translated proteins in vivo: the role of molecular chaperones. Annu. Rev. Biochem., 70, 603-647.

51. Fu I-L, Sadis S., Rubin D.M., Glickman M.H., van Nocker S., Finley D. and Viestra R.D. (1998) Multiubiquitin chain binding and protein degradation are mediated by distinct domains within the 26S proteasome subunit Mcbl. J. Biol. Chem., 273, 1970-1989.

52. Fu H.Y., Reis N., Lee Y., Glickman М.И. and Vierstra R. (2001) Subunit interaction maps for the regulatory particle of the 26s proteasome and the cop9 signalosome reveal a conserved core structure. EMBO J., 20, 7096-7107.

53. Fujimuro M., Tanaka K., Yokosawa H., Toh-e A. (1998) Sonlp is a component of the 26S proteasome of the yeast Saccharomyces cerevisiae. FEBS Lett., 423, 149154.

54. Gaczynska M., Rock K.L. and Gogdberg A.L. (1993) Gamma-interferon and expression of MHC genes regulate peptide hydrolysis by proteasomes. Nature, 365, 264-267.

55. Gasch A.P., Moses A.M., Chiang D.Y., Fraser H.B., Berardini M., Eisen M.B. (2004) Conservation and evolution of cis-regulatory systems in ascomycete fungi. PLoSBiol., 2, e398.

56. Gerber H-P., Seipel K., Georgiev O., Hofferer M., Hug M., Rusconi S., Schaffner W. (1994) Transcriptional activation modulated by homopolymeric glutamine and proline residues. Science, 263, 808-811.

57. Gerster, Т., Balmaceda, C.-G. and Roeder, R.G. (1990). The cell type-specific octamer transcription factor OTF-2 has two domains required for the activation of transcription. EMBO J., 9, 1635-1643.

58. Gietz D., Jean A.S., Woods A.R., Schiestl R.H. (1992) Improved method for high efficiency transformation of intact yeast cells. Nucl. Acids Res., 20, 1425.

59. Gill G. and Ptashne M. (1987) Mutants of GAL4 protein altered in an activation function. Cell, 51, 121-126.

60. Gillette T.G., Gonzalez F., Delahodde A., Johnston S.A. and Kodadek T. (2004) Physical and functional association of RNA polymerase II and the proteasome. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 101, 5904-5909.

61. Glickman M.H., Rubin D.M., Fried V.A., Finley D. (1998) The regulatory particle of the Saccharomyces cerevisiae proteasome. Mol. Cell Biol., 18, 3149-3162.

62. Goldberg A.L. and Dice J.F. (1974) Intracellular protein degradation in mammalian and bacterial cells. Annu. Rev. Biochem., 43, 835-869.

63. Groll M., Ditzel L„ Lowe J., Stock D., Bochtler M„ Bartunik H.D., Fluber R. (1997) Structure of 20S proteasome from yeast at a 2,4A resolution. Nature, 386, 463-471.

64. Groll M., I-Ieinemeyer W., Jager S., Ullrich Т., Bochtler M„ Wolf D.H., Huber R. (1999) The catalytic sites of 20S proteasomes and their role in subunit maturation: a mutational and crystallographic study. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 96, 1097610983.

65. Haas A.L., Reback P.B. and Chau V. (1991) Ubiquitin conjugation by the yeast RAD6 and CDC34 gene products. Comparison to their putative rabbit homologs, E2(20K) AND E2(32K). J. Biol. Chem., 266, 5104-5112.

66. Hahn J.S., Neef D.W., Thiele D.J. (2006) A stress regulatory network for coordinated activation of proteasome expression mediated by yeast heat shock transcription factor. Mol. Microbiol., 60, 240-251.

67. Hahn S. (1993) Structure (?) and function of acidic transcription activators. Cell, 72, 481-483.

68. Flail M.N., Craik C. and Fliraoka Y. (1990) Homeodomain of yeast repressor alpha 2 contains a nuclear localization signal. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 87, 6954-6958.

69. Haracska L. and Udvardy A. (1997) Mapping the ubiquitin-binding domains in the p54 regulatory complex subunit of the Drosophila 26S protease. FEBS Lett., 412, 331-336.

70. Harbison C.T., Gordon D.B., Lee T.I., Rinaldi N.J., Macisaac K.D., Danford T.W., Hannett N.M., Tagne J.B., Reynolds D.B., Yoo J., Jennings E.G., Zeitlinger J., Pokholok D.K., Kellis M, Rolfe P.A., Takusagawa K.T., Lander E.S., Gifford D.K.,

71. Fraenkel E., Young R.A. (2004) Transcriptional regulatory code of a eukaryotic genome. Nature, 431, 99-104.

72. Harlow E. and Lane D. (1988) Antibodies: A laboratory manual. NY.: Cold Spring Harbour Laboratory Press.

73. Hartl F.U. and Mayer-Hartl M. (2002) Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein. Science, 295, 1852-1858.

74. Hatakeyama S., Yada M., Matsumoto M., Ishida N., Nakayama K. (2001) U box proteins as a new family of ubiquitin-protein ligases. J. Biol. Chem., 276, 3311133120.

75. Henthorn P., Kiledjian M. and Kadesch T. (1990) Two distinct transcription factors that bind the immunoglobulin enhancer IxE5/KE2 motif. Science, 247, 467-470.

76. Hershko A., Eytan E., Ciechanover A. and Haas A.L. (1982) Immunochemical analysis of the turnover of ubiquitin-protein conjugates in intact cells: relationship to the breakdown of abnormal proteins. J. Biol Chem., 257, 3964-13970.

77. Hicke L. (1997) Ubiquitin-dependent internalization and downregulation of plasma membrane proteins. FASEB J., 11, 1215-1226.

78. Hicke L. (1999) Gettin' down with ubiquitin: turning off cell-surface receptors, transporters and channels. Trends Cell Biol., 9, 107-112.

79. Hicke L. (2001) Protein regulation by monoubiquitin. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2, 195-201.

80. Hiller M.M., Finger A., Schweigcr M. and Wolf D.I-I. (1996) ER degradation of a misfolded luminal protein by the cytosolic ubiquitin-proteasome pathway. Science, 273, 1725-1728.

81. Hirst M., Kobor M.S., Kuriakose N., Greenblatt J. and Sadowski I. (1999) GAL4 is regulated by the RNA polymerase II holoenzyme-associated cyclin-dependent protein kinase SRB10/CDK8. Mol. Cell, 3, 673-678.

82. Hoege С., Pfander В., Moldovan G.L., Pyrowolakis G. and Jentsch S. (2002) RAD6-dependent DNA repair is linked to modification of PCNA by ubiquitin and SUMO. Nature, 419, 135-141.

83. Hofmann K. and Bucher P. (1998) The PCI domain: a common theme in three multi-protein complexes. Trends Biochem. Sci., 23, 204-205.

84. Hofmann R.M., Pickart C.M. (1999) Noncanonical MMS2-encoded ubiquitin-conjugating enzyme functions in assembly of novel polyubiquitin chains for DNA repair. Cell, 96, 645-653.

85. Hollenberg S.M. and Evans R.M. (1988) Multiple and cooperative trans-activation domains of the human glucocorticoid receptor. Cell, 55, 899-906.

86. Hook S.S, Orian A., Cowley S.M. and Eisenman R.N. (2002) Histone deacetylase 6 binds polyubiquitin through its zinc finger (PAZ domain) and copurifies with deubiquitinating enzymes. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 99, 13425-13430.

87. Hope I.A., Mahadevan S. and Struhl K. (1988) Structural and functional characterization of the short acidic transcriptional activation region of yeast GCN4 protein. Nature, 333, 635-640.

88. I-Ioppe Т., Matuschewski K., Rape M., Schlenker S., Ulrich I-I.D., Jentsch S. (2000) Activation of a membrane-bound transcription factor by regulated ubiquitin/proteasome-dependent processing. Cell, 102, 577-586.

89. Huang И., Kahana A., Gottschling D.E., Prakash L. and Liebman S.W. (1997) The ubiquitin-conjugating enzyme Rad6 (Ubc2) is required for silencing in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Cell. Biol., 17, 6693-6699.

90. Hwang W.W., Venkatasubrahmanyam S., Ianculescu A.G., Tong A., Boone C. and Madhani H.D. (2003) A conserved RING finger protein required for histone H2B monoubiquitination and cell size control. Mol. Cell, 11, 261-266.

91. Jackson P.K., Eldrige A.G., Freed E., Fursteinthal L., Hsu J.Y., Keiser B.K., Reimann J.D. (2000) The Role of the RINGs: substrate recognition and catalysis by ubiquitin ligases. Trends Cell Biol., 10, 429-439.

92. Jans D.A., Xiao C.Y. and Lam M.H. (2000) Nuclear targeting signal recognition: a key control point in nuclear transport? Bioessays, 22, 532-544.

93. Janse D.M., Crosas В., Finley D., Church G.M. (2004) Localization to the proteasome is sufficient for degradation. J. Biol. Chem., 279, 21415-21420.

94. Jelinsky S.A., Estep P., Church G.M., Samson L.D. (2000) Regulatory networks revealed by transcriptional profiling of damaged Saccharomyces cerevisiae cells: Rpn4 links base excision repair with proteasomes. Mol. Cell Biol., 20, 8157-8167.

95. Johnson A.E. and van Waes M.A. (1999) The translocon: a dynamic gateway at the ER membrane. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol., 15, 799-842.

96. Johnson E.S., Ma C., Ota M., Varshavsky A. (1995) A proteolytic pathway that recognizes ubiquitin as a degradation signal. J. Biol. Chem., 270, 17442-17456.

97. Johnson P.F. and McKnight S.L. 1989. Eukaryotic transcriptional regulatory proteins. Annu. Rev. Biochem., 58, 799-839.

98. Johnson P.R., Swanson R., Rakhilina L. and Iiochstrasser M. (1998) Degradation signal masking by heterodimerization of MATa2 and MATal blocks their mutual destruction by the ubiquitin-proteasome pathway. Cell, 94, 217-227.

99. Ju D., Wang L., Мао X., Xie Y. (2004) Homeostatic regulation of the proteasome via an Rpn4-dependent feedback circuit. Biochem. Biophys. Res. Commun., 321, 51-57.

100. Ju D., Wang, X., Xu H., Xie Y. (2008) Genome-wide analysis identifies MYND-Domain protein Mubl as an essential factor for Rpn4 ubiquitylation. Mol. Cell. Biol., 28, 1404-1412.

101. Ju D. and Xie Y. (2004) Proteasomal degradation of RPN4 via two distinct mechanisms: ubiquitin-dependent and -independent. J. Biol. Chem., 279, 2385123854.

102. Ju D. and Xie Y. (2006) Identification of the preferential ubiquitination site and ubiquitin-dependent degradation signal of Rpn4. J. Biol. Cell., 281, 10657-10662.

103. Ju D., Xu H., Wang, X., Xie Y. (2007) Ubiquitin-mediated degradation of Rpn4 is controlled by a phosphorylation-dependent ubiquitylation signal. Biochim. Biophys. Acta, 1773, 1672-1680.

104. Kaiser P., Flick K., Wittenberg C., Reed S.I. (2000) Regulation of transcription by ubiquitination without proteolysis: Cdc34/SCF(Met30)-mediated inactivation of the transcription factor Met4. Cell, 102, 303-314.

105. Kalderon D., Roberts B.L., Richardson W.D., Smith A.E. (1984) A short amino acid sequence able to specify nuclear location. Cell, 39, 499-509.

106. Karin M., Ben-Neriah Y. (2000) Phosphorylation meets ubiquitination: the control of NF-кВ activity. Annu. Rev. Immunol., 18, 621-663.

107. Katzmann D.J., Odorizzi C.G., Emr S.D. (2002) Receptor downregulation and multivesicular body sorting. Nat. Rev. Mol. Cell Biol, 3, 893-905.

108. Kawaguchi Y., Kovacs J.J., McLaurin A., Vance J.M., Ito A. and Yao T.P. (2003) The deacetylase HDAC6 regulates aggresomc formation and cell viability in response to inisfolded protein stress. Cell, 115, 727-738.

109. Kawasaki H., Kretsinger R.H. (1995) Calcium-binding proteins 1: EF-hands. Protein Prof., 2, 305-490.

110. Keegan, L., Gill G. and Ptashne M. (1986) Separation of DNA binding from the transcription-activating function of a eukaryotic regulatory protein. Science, 231, 699-704.

111. Kim Т.Н., Hofmann K., von Armin A.G., and Chamovitz D.A. (2001) PCI complexes: pretty complex interactions in diverse signaling pathways. Trends Plant Sci., 6, 379-386.

112. Kim Т.К., Roeder R.G. (1993) Transcriptional activation in yeast by the proline-rich activation domain of human CTF1. J. Biol. Chem., 268, 20866-20869.

113. Kim Y., Geiger J.H., Hahn S., Sigler P.B. (1993) Crystal structure of yeast TBP/TATA-box complex. Nature, 365, 512-520.

114. Kisselev A.F., Akopian T.N., Castillo V., Goldberg A.L. (1999) Proteasome active sites allosterically regulate each other, suggesting a cyclical bite-chew mechanism for protein breakdown. Mol. Cell, 4, 395-402.

115. Kisselev A.F., Songyang Z., Goldberg A.L. (2000) Why does threonine, and not serine, function as the active site nucleophile in proteasomes? J. Biol. Chem., 275, 14831-14837.

116. Kloetzel P.M. (2001) Antigen processing by the proteasome. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol, 2, 179-187.

117. Kohno K., Izumi H., Uchiumi Т., Ashizuka M. and Kuwano M. (2003) The pleiotropic functions of the Y-box-binding protein, YB-1. Bioessays, 25, 691-698.

118. Koike К., Uchiumi Т., Ohga Т., Toh S., Wada M., Kohno K. and Kuwano M. (1997) Nuclear translocation of the Y-box binding protein by ultraviolet irradiation. FEBS Lett., 417, 390-394.

119. Kornitzer D. and Ciechanover A. (2000) Modes of regulation of ubiquitin mediated protein degradation. J. Cell. Physiol., 182, 1-11.

120. Kornitzer D., Raboy В., Kulka R.G. and Fink G.R. (1994) Regulated degradation of the transcription factor Gcn4. EMBOJ., 13, 6021-6030.

121. Kostova Z. and Wolf D.FI. (2003) For whom the bell tolls: protein quality control of the endoplasmic reticulum and the ubiquitin-proteasome connection. EMBO J., 22, 2309-2317.

122. Kouzarides T. (2007) Chromatin Modifications and Their Function. Cell, 128, 693705.

123. Kunzler M., Braus G.H., Georgiev 0., Seipel K. and Schaffner W. (1994) Functional differences between mammalian transcription activation domains at the yeast GAL1 promoter. EMBOJ., 13, 641-645.

124. Kurosu T. and Peterlin B.M. (2004) VP16 and ubiquitin: binding of P-TEFb via its activation domain and ubiquitin facilitates elongation of transcription of target genes. Curr. Biol., 14, 1112-1116.

125. Kussie P.H., Gorina S,, Marechal V., Elenbaas В., Moreau J., Levine A.J., and Pavletich N.P. (1996) Structure of the MDM2 oncoprotein bound to the p53 tumor suppressor transactivation domain comment. Science, 274, 948-953.

126. Kwak M.K., Wakabayashi N., Greenlaw J.L., Yamamoto M., Kensler T.W. (2003) Antioxidants enhance mammalian proteasome expression through the Keapl-Nrf2 signaling pathway. Mol. Cell. Biol., 23, 8786-8794.

127. Lam Y., Lowson T.G., Velayutham M., Zweier J.L., Pickart C.M. (2002) A proteasomal ATPase subunit recognizes the polyubiquitin degradation signal. Nature, 18, 763-767.

128. Laemmly U.K. (1970) Cleavege of structural proteins during assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227, 680-685.

129. Lanford R., Butel J.S. (1984). Construction and characterization of an SV40 mutant defective in nuclear transport of T antigen. Cell, 37, 801-813.

130. Laurent B.C., Treitel M.A. and Carlson M. (1990) The SNF5 protein of Saccharomyces cerevisiae is a glutamine- and proline-rich transcriptional activator that affects expression of a broad spectrum of genes. Mol. Cell. Biol., 10, 5616-5625.

131. Lehmann A., Janek K., Braun В., Kloetzel P.M. and Enenkel C. (2002) 20S proteasomes are imported as precursor complexes into the nucleus of yeast. J. Mol. Biol., 317, 401-413.

132. Leszczynski J.F. and Rose G.D. (1986) Loops in globular proteins: a novel category of secondary structure. Science, 234, 849-855.

133. Leuther K.K., Salmeron J.M. and Johnston S.A. (1993) Genetic evidence that an activation domain of GAL4 does not require acidity and may form a p sheet. Cell, 72, 575-585.

134. Levinger L. and Varshavsky A. (1982) Selective arrangement of ubiquitinated and D1 protein-containing nucleosomes within the Drosophila genome. Cell, 28, 375385.

135. Li J., Gao X., Ortega J., Nazif Т., Joss L., Bogyo M., Steven A.C., Rechsteiner M. (2001) Lysine 188 substitutions convert the pattern of proteasome activation by REGy to that of REGs a and p. EMBO J., 20, 3359-3369.

136. Li S.J. and Hochstrasser M. (2000). The yeast ULP2 (SMT4) gene encodes a novel protease specific for the ubiquitin-like Smt3 protein. Mol. Cell. Biol. 20, 2367-2377.

137. Lin L. and Ghosh S. (1996) A glycine-rich region in NF-kappaB pl05 functions as a processing signal for the generation of the p50 subunit. Mol. Cell Biol., 16, 22482254.

138. Liu C.W., Corboy M.J., DeMartino G.N. and Thomas P.J. (2003) Endoproteolytic activity of the proteasome. Science, 299, 408-411.

139. London M.K., Keck B.I., Ramos P.C., Dohmen R.J. (2004) Regulatory mechanisms controlling biogenesis of ubiquitin and the proteasome. FEBS Lett., 567, 259-264.

140. Lord J.M., Davey J., Frigerio L. and Roberts L.M. (2000) Endoplasmic reticulum-associated protein degradation. Semin. Cell. Dev. Biol., 11, 159-164.

141. Lundgren J., Masson P., Mirzaei Z., Young P. (2005) Identification and Characterization of a Drosophila Proteasome Regulatory Network. Mol. Cell. Biol., 25, 4662-4675.

142. Lundgren J., Masson P., Realini C.A., Young P. (2003) Use of RNA interference and complementation to study the function of the Drosophila and human 26S proteasome subunit S13. Mol. Cell. Biol., 23, 5320-5330.

143. Magasanik В., Kaiser C.A. (2002) Nitrogen regulation in Saccharomyces cerevisiae. Gene, 290, 1-18.

144. Mannhaupt G. and Feldmann H. (2007) Genomic evolution of the proteasome system among Hemiascomycetous yeasts. J. Mol. Evol., 65, 529-540.

145. Makkerh J.P., Dingwall C. and Laskey R.A. (1996) Comparative mutagenesis of nuclear localization signals reveals the importance of neutral and acidic amino acids. Curr. Biol., 6, 1025-1027.

146. Marmorstein R., Carey M., Ptashne M., Harrison S.C. (1992) DNA recognition by GAL4: structure of a protein-DNA complex. Nature, 356, 408-414.

147. Mason G.G.P., Plendil K.B., Rivett A.J. (1996) Phosphorylation of proteasomes in mammalian cells. Identification of two phosphorylated subunits and the effect of phosphorilation on activity. Eur. J. Biochem., 238, 453-462.

148. Mason G.G.P., Murray R.Z., Pappin D., Rivett A.J. (1998) Phosphorylation of ATPase subunits of the 26S proteasome. FEBS Lett., 430, 269-274.

149. Masson, P. Andersson O., Petersen U.M., Young P. (2001) Identification and characterization of a Drosophila nuclear proteasome regulator. A homolog of human 11 S REGy (PA28y). J. Biol. Chem., 276, 1383-1390.

150. Matsumoto K. and Wolffe A.P. (1998) Gene regulation by Y-box proteins: coupling control of transcription and translation. Trends Cell. Biol., 8, 318-323.

151. Meiners S., Heyken D., Weller A., Ludwig A., Stangl K., ICloetzel P.M., Kruger E. (2003) Inhibition of proteasome activity induces concerted expression of proteasomegenes and denovo formation of mammalian proteasomes. J. Biol. Chem. 278, 2151721525.

152. Melcher K., Johnston S.A. (1995) GAL4 interacts with TATA-binding protein and coactivators. Mol. Cell. Biol., 15, 2839-2848.

153. Merika M., Williams A.J., Chen G., Collins Т., and Thanos D. (1998) Recruitment of CBP/p300 by the IFN p enhanceosome is required for synergistic activation of transcription. Mol. Cell, 1, 277-287.

154. Mermod N., O'Neil E.A., Kelley T.J. and Tjian R. (1989) The proline-rich transcriptional activator of CTF/NF-1 is distinct from the replication and DNA binding domain. Cell, 58, 741-753

155. Mendenhall M.D. and Hodge A.E. (1998) Regulation of Cdc28 cyclin-dependent protein kinase activity during the cell cycle of the yeast Saccharomyces cerevisiae. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 62, 1191-1243.

156. Minsky N. and Oren M. (2003) Mdm2 is a E3 ubiquitin-ligase for histone H2B. Second International Mdm2 Workshop, Meeting abstract 54.

157. Mitchell P.J. and Tjian R. (1989) Transcriptional regulation in mammalian cells by sequence specific DNA binding proteins. Science, 245, 371-378.

158. Mo X.Y., Cascio P., Lemerisc K., Goldberg A.L. and Rock K. (1999) Distinct proteolytic processes generate the С and N termini of MHC class I-binding peptides. J. Immunol., 163, 5851-5859.

159. Molinari M. and Milner J. (1995) p53 in complex with DNA is resistant to ubiquitin-dependent proteolysis in the presence of HPV-16 E6. Oncogene, 10, 1849-1854.

160. Muller S., Hoege C., Pyrowolakis G., Jentsch S. (2001) SUMO, ubiquitin's mysterious cousin. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2, 202-210.

161. Muratani M., Tansey W.P. (2003) How the ubiquitin-proteasome system controls transcription. Nature Rev. Mol. Cell. Biol., 4, 1-10.

162. Nelbock P., Dillon P.J., Perkins A. and Rosen C.A. (1990) A cDNA for a protein that interacts with the human immunodeficiency virus Tat transactivator. Science, 248, 1650-1653.

163. Nemani M., Linares-Cruz G., Bruzzoni-Giovanelli H., Roperch J.P., Tuynder M., Bougueleret L., Cherif D., Medhioub M., Pasturaud P., Alvaro V., der Sarkissan H., Cazes L., Le Paslier D., Le Gall I., Israeli D., Dausset J., Sigaux F., Chumakov I.,

164. Oren M., Calvo F., Amson R.B., Cohen D., Telerman A. (1996) Activation of the human homologue of the Drosophila sina gene in apoptosis and tumor suppression. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 93, 9039-9042.

165. Nelson M.K., Kurihara Т., Silver P.A. (1993) Extragenic suppressors of mutations in the cytoplasmic С terminus of Sec63 define five genes in Saccharomyces cerevisae. Genetics, 134, 159-173.

166. Nikolaev I., Cochet M.F. and Felenbok B. (2003) Nuclear import of zinc binuclear cluster proteins proceeds through multiple, overlapping transport pathways. Eukaryot. Cell,!, 209-221.

167. Orlowski M. (1990) The multicatalitic proteinase complex. A major extralysosomal proteolytic system. Biochemistry, 29, 10289-10297.

168. Owsianik G., Balzil L., Ghislain M. (2002) Control of 26S proteasome expression by transcription factors regulating multidrug resistance in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Microbiol., 43, 1295-1308.

169. Ozkaynak E., Finley D., Solomon M.J., Varshavky A. (1987) The yeast ubiquitin genes: a family of natural gene fusions. EMBOJ., 6, 1429-1439.

170. Pabo C.O., Peisach E. and Grant R.A. (2001) Desing and selestion of novel Cys2His2 zinc finger proteins Annu. Rev. Biochem., 70, 313-340.

171. Papa F.R., Amerilc A.Y. and Hochstrasser M. (1999) Interaction of the Doa4 deubiquitinating enzyme with the yeast 26S proteasome. Mol Biol Cell, 10, 741-756.

172. Pemberton L.F. and Paschal B.M. (2005) Mechanisms of receptor-mediated nuclear import and nuclear export. Traffic, 6, 187-198.

173. Pham A.D. and Sauer F. (2000) Ubiquitin-activating/conjugating activity of TAFII250, a mediator of activation of gene expression in Drosophila. Science, 289, 2357-2360.

174. Phillips S.E. (1994) Built by association structure and function of helix-loop-helix DNA-binding proteins. Structure, 2, 1-4.

175. Pickart C.M. (2001) Mechanisms underlying ubiquitination. Ann. Rev. Biochem., 70, 503-533.

176. Pines J. (1995) Cyclins and cyclin-dependent kinases: a biochemical view. Biochem. J., 308, 697-11.

177. Place R.F., Noonan E.J., Giardia C. (2005) HDACs and the senescent phenotype of WI-38 cells. BMC Cell Biol., 6, 37.

178. Ponticelli A.S., Pardee T.S. and Struhl K. (1995) The glutamine-rich activation domains of human Spl do not stimulate transcription in Saccharomyces cerevisiae Mol. Cell. Biol., 15, 983-988.

179. Price D.H. (2000). P-TEFb, a cyclin-dependent kinase controlling elongation by RNA polymerase II. Mol. Cell Biol., 20, 2629-2634.

180. Rammensee H.G. (1995) Chemistry of peptides associated with MIIC class I and class II molecules. Curr. Opin. Immunol., 7, 85-96.

181. Rechsteiner M., Realini C. and Ustrell V. (2000) The proteasome activator 1 IS REG (PA28) and class I antigen presentation. Biochem J., 345, 1-15.

182. Rechsteiner M. and Rogers S.W. (1996) PEST sequences and regulation by proteolysis. Trends Biochem. Sci., 21, 267-271.

183. Rechsteiner M. and Hill C.P. (2005) Mobilizing the proteolytic machine: cell biological roles of proteasome activators and inhibitors. Trends Cell. Biol., 15, 27-33.

184. Reits E.A., Benham A.M., Plougastel В., Nee^es J. and Trowsdale J. (1997) Dynamics of proteasome distribution in living cells. EMBO J, 16, 6087-6094.

185. Reits E., Neijssen J., Herberts C., Benckhuijsen W., Janssen L., Drijfhout J.W., Neeljes J. (2004) A major role for TPPII in trimming proteasomal degradation products for MFIC class I antigen presentation. Immunity, 20, 495-506.

186. Reiss Y., ICaim D. and Hershko A. (1988) Specificity of binding of NH2-terminal residue of proteins to ubiquitin-protein ligase: use of amino acid derivatives to characterize specific binding sites. J. Biol. Chem., 263, 2693-2698.

187. Rice J.C. and Allis C.D. (2001) Histone methylation versus histone acetylation: new insights into epigenetic regulation. Curr. Opin. Cell Biol., 13, 263-273.

188. Rivett A.J., Bose S.P. and Broadfoot K.I. (2001) Regulation of proteasome complexes by gamma-interferon and phosphorylation. Biochimie, 83, 363-366.

189. Rogers S., Wells R. and Rechsteiner M. (1986) Amino acid sequences common to rapidly degraded proteins: the PEST hypothesis. Science, 234, 364-368.

190. Roth A.F., Sullivan D.M., Davis N.G. (1998) A large PEST-like sequence directs the ubiquitination, endocytosis, and vacuolar degradation of the yeast a-factor receptor. J. Cell Biol., 142, 949-961.

191. Rotin D., Staub O., Haguenauer-Tsapis R. (2000) Ubiquitination and endocytosis of plasma membrane proteins: role of Nedd4/ Rsp5p family of ubiquitin-protein ligases. J. Membr. Biol., 176, 1-17.

192. Rouillon A., Barbey R., Patton E.E., Tyers M., Thomas D. (2000) Feedback-regulated degradation of the transcriptional activator Met4 is triggered by the SCF(Met30 )complex. EMBOJ., 19, 282-294.

193. Russell S.J., Steger K.A. and Johnston S.A. (1999) Subcellular localization, stoichiometry, and protein levels of 26 S proteasome subunits in yeast. J. Biol. Chem., 274, 21943-21952.

194. Salghetti S.E., Caudy A.A., Chenoweth J.G. and Tansey W.P. (2001). Regulation of transcriptional activation domain function by ubiquitin. Science, 293, 1651-1653.

195. Satoh K., Sasajima H., Nyomura K., Yokosawa PI., Sawada H. (2001) Assambly of the 26S proteasome is regulated by phosphorylation of the p45/Rpt6 ATPase subunit. Biochemistry, 40, 314-319.

196. Silver P.A., Keegan L.P., Ptashne M. (1984) Amino terminus of the yeast GAL4 gene product is sufficient for nuclear localization. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 81, 5951-5955.

197. Scheffner M., Fluibregste J., Vierstra R.D. and Howley P.M. (1993) The HPV-16 E6 and E6-AP complex functions as a ubiquitin-protein ligase in the ubiquitination of p53.Ce//, 75,495-505.

198. Schmidt M., Haas W., Crosas В., Santamaria P.G., Gygi S.P., Walz T. and Finley D. (2005) The HEAT repeat protein BlmlO regulates the yeast proteasome by capping the core particle. Nat. Struct. Mol. Biol., 12, 294-303.

199. Schmidtke G., Schmidt M., Kloetzel P.M. (1997) Maturation of mammalian 20S proteasome: purification and characterization of 13S and 16S proteasome precursor complexes. J. Mol. Biol, 268, 95-106.

200. Schmitt M.E., Brown T.A., Trumpower B.L. (1990) A rapid and simple method for preparation of RNA from Saccharomyces cerevisiae. Nucl. Acids Res., 18, 30913092.

201. Schroder K., I-Iertzog P.J., Ravasi Т., Hume D.A. (2004) Interferon-y: an overview of signals, mechanisms and functions. J. Leukoc. Biol., 75, 163-189.

202. Schwartz A.L., Ciechanover A. (1999) The ubiquitin proteasome pathway and pathogenesis of human diseases. Ann. Rev. Med., 50, 57-74.

203. Schubert U., Anton L.C., Gibbs J., Norbury C.C., Yewdell J.W., and Bennink J.R. (2000) Rapid degradation of a large fraction of newly synthesized proteins by proteasomes. Nature, 404, 770-774.

204. Sobko A., Ma IT., Firtel R.A. (2002) Regulated SUMOylation and ubiquitination of DdMEKl is required for proper chemotaxis. Dev. Cell, 2, 745-756.

205. Sommer T. and Jentsch S. (1993) A protein translocation defect linked to ubiquitin conjugation at the endoplasmic reticulum. Nature, 365, 176-179.

206. Spence, J., Sadis, S., Haas, A. L. and Finley, D. (1995) A ubiquitin mutant with specific defects in DNA repair and multiubiquitination. Mol. Cell. Biol., 15, 12651273.

207. Stelter P. and Ulrich H.D. (2003) Control of spontaneous and damage-induced mutagenesis by SUMO and ubiquitin conjugation. Nature, 425, 188-191.

208. Stenina O.I., Shaneyfelt K.M. and DiCorleto P.E. (2001) Thrombin induces the release of the Y-box protein dbpB from mRNA: a mechanism of transcriptional activation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 98, 7277-7282.

209. Sun L., Johnston S.A. and Kodadek T. (2002) Physical association of the APIS complex and general transcription factors. Biochem. Biophys. Res. Commun., 296, 991-999.

210. Sun Z.W. and Allis C.D. (2002) Ubiquitination of histone H2B regulates H3 methylation and gene silencing in yeast. Nature, 418, 104-108.

211. Suzuki Т., Park H., Hollingsworth N.M., Sternglanz R. and Lennarz W.J. (2000) PNG1, a yeast gene encoding a highly conserved peptide: N-glycanase. J. Cell Biol., 149, 1039-1052.

212. Suzuki Т., Park H., Kwofie M.A. and Lennarz W.J. (2001) Rad23 provides a link between the Pngl deglycosylating enzyme and the 26S proteasome in yeast. J. Biol. Chem., 276, 21601-21607.

213. Swaffield J. C., Melcher K., and Johnston S. A. (1995) A highly conserved ATPase protein as a mediator between acidic activation domains and the TATA-binding protein. Nature, 88-91.

214. Swanson R., Locher M. and Hochstrasser M. (2001) A conserved ubiquitin ligase of the nuclear envelope/endoplasmic reticulum that functions in both ER-associated and Mata2 repressor degradation. Genes Dev., 15, 2660-2674.

215. Sweder K., Madura K. (2002) Regulation of repair by the 26S proteasome. JBiomed Biotechnol., 2, 94-105.

216. Takemoto Y., Tashiro S., Handa H.and Ishii S. (1994) Multiple nuclear localization signals of the B-myb gene product. FEBS Lett., 350, 55-60.

217. Tanaka M. and Herr W. (1990) Differential transcriptional activation by Oct-1 and Oct-2: Interdependent activation domains induct Oct-2 phosphorylation. Cell, 60, 375-386.

218. Tansey W.P. (2001) Transcriptional activation: risky business. Genes Dev., 15, 10451050.

219. Taylor D.M., Kabashi E., Agar J.N., Minotti S., Durham H.D. (2005) Proteasome activity or expression is not altered by activation of the heat shock transcriptionfactor Hsfl in cultured fibroblasts or myoblasts. Cell Stress Chaperones, 10, 230241.

220. Thome A.W., Sautiere P., Briand G. and Crane-Robinson C. (1987) The structure of ubiquitinated histone H2B. EMBOJ., 6 1005-1010.

221. Thrower J.S., Hoffman L., Rechsteiner M. and Pickart C. (2000) Recognition of the polyubiquitin proteolytic signal. EMBOJ., 19, 94-102.

222. Travers K.J., Patil C.K., Wodicka L., Lockhart D.J., Weissman J.S. and Walter P. (2000) Functional and genomic analyses reveal an essential coordination between the unfolded protein response and ER associated degradation. Cell, 101, 249-258.

223. Triezenberg SJ. (1995) Structure and function of transcriptional activation domains. Curr. Opin.Genet. Dev., 5, 190-196.

224. Turner S.D., Ricci A.R., Petropoulos H., Genereaux J., Skerjanc I.S., Brandl C.J.2002) The E2 ubiquitin conjugase Rad6 is required for the ArgR/Mcml repression of ARG1 transcription. Mol. Cell. Biol, 22, 4011-4019.

225. Udvardy A. (1996) The role of controlled proteolysis in cell-cycle regulation. Eur. J. Biochem., 240, 307-313.

226. Uesugi M., Nyanguile O., Lu H., Levine A.J., and Verdine G.L. (1997) Induced a helix in the VP 16 activation domain upon binding to a human TAF. Science, 277, 1310-1313.

227. Verdel A., Seigneurin-Berny D., Faure A.K., Eddahbi M., Khochbin S., Nonchev S.2003) HDAC6-induced premature chromatin compaction in mouse oocytes and fertilised eggs. Zygote, 11, 323-328.

228. Van Hoy M., Leuther K.K., Kodadek Т., Johnston S.A. (1993) The acidic activation domains of the GCN4 and GAL4 proteins are not a helical but form P sheets. Cell, 72, 587-594.

229. Verma R., Aravind L., Oania R., McDonald W.H., Yates J.R., Koonin E.V. and Deshaies R.J. (2002) Role of Rpnll metalloprotease in deubiquitination and degradation by the 26S proteasome. Science, 298, 611-615.

230. Wang H., Zhai L., Xu J., Joo H.Y., Jackson S., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Xiong Y., and Zhang Y. (2006) I-Iistone ИЗ and H4 ubiquitylation by the CUL4-DDB-ROC1 ubiquitin ligase facilitates cellular response to DNA damage. Mol. Cell, 22, 383-394.

231. Wang L., Мао X., Ju D., Xie Y. (2004) Rpn4 is a physiological substrate of the Ubr2 ubiquitin ligase. J. Biol. Chem., 279, 55218-55223.

232. Whitby F.G., Masters E.I., Kramer L., Knowlton J.R., Yao Y., Wang C.C. and Hill C.P. (2000) Structural basis for the activation of 20S proteasomes by 1 IS regulators. Nature, 408, 115-120.

233. Wileman Т., Kane L.P., Young J., Carson G.R., Terhorst C. (1993) Associations between subunit ectodomains promote T cell antigen receptor assembly and protect against degradation in the ER. J. Cell Biol., 122, 67-78.

234. Wilk S., Orlowski M. (1983) Evidence that pituitary cation-sensitive neutral endopeptidase is a multicatalitic protease complex. J. Neurochem., 40, 842-849.

235. Xie Y. and Varshavsky A. (1999) The E2-E3 interaction in the N-end rule pathway: the RING-H2 finger of E3 is required for the synthesis of multiubiquitin chain. EMBO J., 18, 6832-6844.

236. Xie Y., Varshavsky A. (2001) RPN4 is a ligand, substrate, and transcriptional regulator of the 26S proteasome: A negative feedback circuit. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 98, 3056-3061.

237. Yamano H., Gannon J. and Hunt T. (1996) The role of proteolysis in cell cycle progression in Schizosaccharomycespombe. EMBO J., 15, 5268-5279.

238. Ye Y., Meyer H.H. and Rapoport T.A. (2001) The AAA ATPase Cdc48/p97 and its partners transport proteins from the ER into the cytosol. Nature, 414, 652-656.

239. Yewdell J.W. and Bennink J.R. (2001) Cut and trim: generating MHC class I peptide ligands. Curr. Opin. Immunol., 13, 13-18.

240. York I.A., Chang S.C., Saric Т., Keys J.A., Favreau J.M., Goldberg A.L., Rock K.L. (2002) The ER aminopeptidase ERAP1 enhances or limits antigen presentation by trimming epitopes to 8-9 residues. Nat. Immonol., 3, 1177-1184.

241. You J. and Pickart C.M. (2001) A HECT domain E3 enzyme assembles novel polyubiquitin chains. J. Biol. Chem., 276, 19871-19878.

242. Zhu Y., Xiao W. (2004) Pdr3 is required for DNA damage induction of MAGI and DDI1 via a bi-directional promoter element. Nucl. Acids Res., 32, 5066-5075.

243. Zwickl P., Kleinz J. and Baumeister W. (1994) Critical elements in proteasome assambly. Nat. Struct. Biol., 1, 765-770.1. БЛАГОДАРНОСТИ