Фундаментальные аспекты образования комплексов аптамер-белок тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, доктор наук Завьялова Елена Геннадиевна

• Завьялова Елена Геннадиевна
• доктор наук
• 2022

Оглавление диссертации доктор наук Завьялова Елена Геннадиевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИИ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Концепции образования белок-белковых комплексов

1.1.1. Концепция «ключ-замок»

1.1.2. Концепция индуцированного соответствия

1.1.3. Концепция «горячих точек»

1.2. Примеры применения концепций комплексообразования к образованию НК-белковых комплексов

1.2.1. Концепция «ключ-замок» применительно к НК-белковым комплексам

1.2.2. Концепция индуцированного соответствия применительно к НК-белковым комплексам

1.3. Обзор известных аптамер-белковых комплексов, концепций аффинности и специфичности аптамеров

1.3.1. Современный уровень теоретического понимания образования аптамер-белковых комплексов

1.3.2. Аннотация известных структур аптамер-белок и аптамеров вне комплексов

1.3.3. Корреляции структура-аффинность для комплексов аптамер-белок

1.3.4. Корреляции между структурой аптамеров вне комплекса и их аффинностью на примере аптамеров к тромбину

1.3.5. Корреляция между стабильностью пространственной структуры и аффинностью аптамеров к тромбину

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Материалы

2.2. Описание структур НК-белковых комплексов

2.3. Описание структур ферментов

2.4. Изучение структуры и функциональной активности аптамеров к тромбину

2.4.1. Пробоподготовка аптамеров к тромбину

2.4.2. Энзиматический тест для определения функциональной активности аптамеров к тромбину

2.4.3. Спектроскопия кругового дихроизма и эксперименты по УФ-плавлению

2.4.4. Сравнение параметров известных пространственных структур Н01 с разными катионами

2.4.5. Эксклюзионная ВЭЖХ

2.4.6. Расчет термодинамических параметров структур аптамеров

2.4.7. Анализ окружения ТТ-петель аптамеров в комплексе с тромбином

2.4.8. Определение кинетических характеристик комплексообразования аптамеров с тромбином

2.4.9. Энзиматический тест для определения аффинности аптамеров к протромбину

2.4.10. Коагуляционные тесты

2.4.11. Тест генерации тромбина

2.5. Моделирование каскада коагуляции

2.6. Изучение структуры и функциональной активности аптамеров к БОБЯ

2.6.1. Пробоподготовка аптамеров к EGFR

2.6.2. УФ-спектроскопия и эксперименты по УФ-плавлению

2.6.3. Флуоресцентная спектроскопия

2.6.4 Определение кинетических характеристик комплексообразования аптамеров с EGFR

2.7. Изучение структуры и функциональной активности аптамеров к гемагглютинину вируса гриппа

2.7.1. Пробоподготовка аптамеров к гемагглютинину вируса гриппа

2.7.2. Спектроскопия кругового дихроизма

2.7.3. Определение кинетических характеристик комплексо-образования аптамеров с гемагглютинином вируса гриппа

2.7.4. Определение ингибирующей активности аптамеров в отношении вирусов гриппа в тесте гемагглютинации

2.7.5. Определение аффинности аптамеров к вирусам гриппа

2.7.6. Оценка способности аптамеров к нейтрализации вирусов гриппа в культуре эукариотических клеток

2.8. Разработка биосенсоров на основе аптамеров к гемагглютинину для определения вирусов гриппа А

2.8.1. Пробоподготовка модифицированных аптамеров к гемагглютинину вируса гриппа

2.8.2. Аптасенсоры на основе планарных подложек с наноструктурированной поверхностью

2.8.3. Аптасенсоры на основе наночастиц серебра

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Поиск корреляции между параметрами комплексов аптамер-белок и аффинностью аптамеров

3.2. Детальный анализ контактных поверхностей комплексов аптамер-белок и поиск корреляций с аффинностью аптамеров

3.3. З.ЗАнализ контактных поверхностей комплексов ДНК-дуплексов с НТН-белками

3.4. Количественная оценка эффективности использования контактной поверхности белка в НК-белковых комплексах

3.5. 3.5 Поиск корреляций между кинетическими константами комплексообразования и параметрами контактной поверхности комплексов аптамер-белок

3.6. Поиск корреляции между окружением аминокислот активных центров ферментов и каталитическими свойствами ферментов

3.7. 3.7Поиск корреляции между структурой и аффинностью G-квадруплекс-содержащих аптамеров к тромбину

3.7.1. Эффект однонуклеотидных замен в петлях аптамера HD1

3.7.2. Эффект координации G-квадруплекса HD1 катионами на аффинность к тромбину

3.7.3. Эффект добавления дополнительных нуклеотидов к HD1

3.7.4. Эффект добавления комплементарных последовательностей на 5'- и З'-концы HD1

3.7.5. Изучение кинетики взаимодействия аптамеров с тромбином

3.7.6. Углубленный анализ структур комплексов тромбина с G-квадруплекс-содержащими аптамерами

3.7.7. Модификация ТТ-петель аптамера HD1 как способ повышения его аффинности

3.8. Селективность G-квадруплекс-содержащих аптамеров к тромбину в сравнении с протромбином

3.9. Моделирование эффекта ингибирования аптамерами тромбина и / или протромбина на поведение каскада коагуляции

3.10. Введение дополнительных функциональных групп в аптамеры к рецептору эпидермального фактора роста (EGFR) как альтернативный

способ манипуляции селективностью аптамеров

3.11. 3.11 Аптамеры к гемагглютинину вируса гриппа и их специфичность к разным штаммам вирусов гриппа А

3.12. Разработка биосенсоров на основе аптамеров к гемагглютинину для определения вирусов гриппа А

3.12.1. Аптасенсоры на основе планарных подложек с наноструктурированной поверхностью

3.12.2. Аптасенсоры на основе коллоидных растворов наночастиц

ВЫВОДЫ

ПЕРЕЧЕНЬ ПУБЛИКАЦИЙ, отражающих основные результаты

диссертационной работы

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ПРИЛОЖЕНИЯ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Фундаментальные аспекты образования комплексов аптамер-белок»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Аптамеры на основе нуклеиновых кислот - структурированные олигонуклеотиды, способные к специфическому связыванию биоаналитов, включая белки и низкомолекулярные соединения. Теоретически можно разработать аптамер к любому биоаналиту, а сами аптамеры могут быть синтезированы автоматическим химическим синтезом, при этом есть возможность сайт-специфического введения разнообразных модификаций. Все эти обстоятельства делают аптамеры на основе нуклеиновых кислот привлекательными узнающими элементами, которые могут быть применены для создания биосенсоров, визуализации биоаналитов in vivo и, в частных случаях, для ингибирования образования белок-белковых комплексов. Вышеперечисленные возможности объясняют всплеск работ в этой области со стороны биохимиков, молекулярных биологов и физиков в последние годы. Однако, имеются пробелы в понимании некоторых фундаментальных аспектов функционирования аптамеров, а именно детерминант высокой аффинности и специфичности аптамеров. Данная работа направлена на поиск детерминант высокой аффинности аптамеров, а также возможности узнавания эпитопов родственных белков. Разработка фундаментальной концепции в данной области необходима для рационального дизайна новых аптамеров и понимания возможностей аптамеров как узнающих элементов в многокомпонентных биологических средах.

Степень разработанности темы

Более 40 комплексов аптамер-белок разрешены методами рентгеноструктурного анализа, известна аффинность более 100 аптамеров к белкам, однако, отсутствует общая концепция, объясняющая высокую аффинность аптамеров, а также позволяющая предсказывать модификации аптамеров, увеличивающие стабильность комплексов с белками. Известны

аптамеры, связывающие 2-3 родственных белка со сходным строением узнаваемого сайта, примеры аптамеров, связывающих большой набор белков с низкой степенью идентичности, а также причины широкой селективности не описаны.

Цели и задачи исследования

Основными целями данной работы являются установление закономерностей в аффинности аптамеров к белкам, а также выявление элементов структуры аптамеров, отвечающих за узнавание родственных белков.

Для достижения поставленных целей потребовалось решение следующих задач:

1) анализ структуры комплексов аптамер-белок и поиск корреляций структуры комплексов с аффинностью аптамеров;

2) анализ G-квадруплекс-содержащих аптамеров к тромбину, связывающихся с одним и тем же сайтом белка с 200-кратными различиями в аффинности;

3) экспериментальная проверка найденных корреляций в серии аптамеров с неприродными нуклеотидами;

4) манипулирование селективностью аптамеров в отношении родственных белков с помощью изменения элементов структуры и введения неприродных нуклеотидов;

5) моделирование ингибирующей активности аптамеров, узнающих несколько родственных белков-участников каскада коагуляции;

6) применение аптамеров с широкой специфичностью в биосенсорах для определения разных штаммов вируса гриппа А.

Объект исследования

Объектом исследования являются аптамеры на основе нуклеиновых кислот и их комплексы с белками.

Предмет исследования

К предмету исследования можно отнести состав контактных поверхностей аптамер-белковых комплексов, корреляции между контактной поверхностью и аффинностью аптамеров, направленное изменение аффинности и селективности аптамеров, а также возможности практического применения аптамеров с широкой специфичностью в отношении родственных белков.

Научная новизна и практическая значимость работы

В данной работе впервые высказана гипотеза о решающей роли эффективного перераспределения энергии, выделяющейся при комплексообразовании, в аффинности аптамеров к белкам. Продемонстрированы способы, повышающие эффективность перераспределения энергии, которые коррелируют с повышением аффинности аптамеров. Эти результаты ценны для дальнейшего направленного дизайна новых аптамеров. Кроме того, подробно рассмотрена селективность аптамеров в отношении родственных белков. Впервые показано, что связывание аптамеров с двумя белками каскада коагуляции -тромбином и его неактивной формой, протромбином, - значительно повышает ингибирующую активность аптамеров, замедляя работу каскада коагуляции. Аптамеры с широкой специфичностью к гемагглютининам вируса гриппа А могут быть использованы для создания биосенсоров для качественного и количественного штамм-неспецифического определения вируса гриппа А.

Методология диссертационного исследования

При проведении исследования использованы современные методы биохимии, энзимологии и химии высокомолекулярных соединений. Анализ контактных поверхностей комплексов аптамер-белок проводился с помощью современных программных пакетов для работы с трехмерными структурами

белков: PyMol и ArealMol. Структура аптамеров была исследована с помощью спектроскопии кругового дихроизма с использованием прибора Chirascan (Applied Photophysics, Великобритания). Эксклюзионная хроматография использована для оценки олигомерного состава олигонуклеотидов с использованием ВЭЖХ системы Agilent 1200 с автодозатором и диодным детектором (Agilent, США). Аффинность аптамеров к белкам и кинетические константы комплексообразования были оценены ультрасовременным интерферометрическим методом с помощью прибора Octet Red 96 (Forte-Bio, США). Работа каскада коагуляции была изучена с применением современного метода - теста генерации тромбина, где оценивается скорость гидролиза флуорогенного субстрата с помощью планшетного флуоресцентного спектрометра Infinite 200 Pro (Tecan GmbH, Швейцария). Моделирование каскада коагуляции осуществлено с помощью современного программного пакета - Spyder (Scientific Python Development Environment) с модулем Odeint. SERS-биосенсоры были созданы с получением SERS-спектров на современных портативных Раман-спектрометрах EnSpectr SERS R532 (Enhanced Spectrometry, США) и Химэксперт-Т (ЗАО «Южполиметалл-Холдинг»).

Основные положения, выносимые на защиту

1) Высокоаффинное связывание определяется способностью контактной поверхности комплекса аптамер-белок перераспределять энергию, выделяемую при комплексообразовании.

2) Определяющей характеристикой высокоаффинных комплексов аптамер-белок является размер боковых радикалов аминокислот контактной поверхности комплекса. В случае аптамеров к одному и тому же сайту белка, определяющей характеристикой является количество атомов нуклеотидов контактной поверхности, находящихся в контакте с растворителем.

3) Увеличение количества атомов нуклеотидов контактной поверхности, находящихся в контакте с растворителем, приводит к снижению кинетической константы диссоциации комплекса.

4) Ингибирование нескольких белков в каскаде ферментов одним аптамером дает чрезвычайно сильное замедление передачи сигнала.

5) Селективность аптамеров в отношении родственных белков можно изменять как с помощью изменения последовательности аптамеров, так и с помощью введения «молекулярного якоря», повышающего аффинность к одной из форм белка.

6) Аптамеры способны узнавать белки с идентичной пространственной структурой, при отсутствии высокой гомологии последовательности аминокислот, что успешно использовано для создания биосенсоров для штамм-неспецифической идентификации вирусов гриппа А.

Степень достоверности результатов

В работе использованы современные методы измерения и современное оборудование, соответствующее международным стандартам. Реактивы и материалы получены от ведущих российских и международных производителей. Эксперименты проводили как минимум в трех повторах. Статистическую обработку данных производили с помощью программного обеспечения Origin 8.0 (Origin Lab, США). Результаты, представленные в диссертационной работе, опубликованы в международных рецензируемых журналах.

Апробация работы

Диссертация была апробирована на заседании кафедры химии

природных соединений Химического факультета МГУ имени М.В.

Ломоносова 26 октября 2021 года. Результаты работы были представлены в

виде устных и стендовых докладов на всероссийских и международных

конференциях, в том числе на «Biological Modeling, Directed Evolution and

Complexity from Design to Application (GRC)», Уотервилль Вэллей, США,

21

2019; «Immunological assays and correlates of protection for next generation influenza vaccines ISIRV», Сиена, Италия, 2019; «Molecular Med TriCon», Сан-Франциско, США, 2015; «Фундаментальные химические исследования XXI-го века», Москва, Россия, 2016.

Публикации

Основные результаты диссертационной работы представлены в 33 публикациях, в том числе: 29 в международных системах цитирования Web of Science и Scopus, а также в библиографической базе PubMed, 1 статья в журнале, входящем в РИНЦ.

Личный вклад автора

Следующие разделы диссертационной работы выполнены автором лично: обзор литературы, анализ контактных поверхностей комплексов аптамер-белок, поиск корреляций структуры аптамеров и их комплексов с аффинностью аптамеров (включая (2)), эксперименты по определению аффинности аптамеров к рекомбинантным белкам (включая (17)), коагуляционные тесты и тест генерации тромбина, характеристика структуры ДНК-аптамеров спектроскопическими методами (включая (2,17)), расчет термодинамических параметров, разработка математической модели каскада коагуляции, дизайн и разработка сенсоров на основе аптамеров (включая (26)). В работах (4,5,18,19) автор участвовал в постановке задачи, определял выбор олигонуклеотидов, анализировал и интерпретировал результаты исследований. Исследования затрагивали многие аспекты химии, биологии и физики и выполнены в соавторстве с большим коллективом: совместно с сотрудниками Химического факультета МГУ (Ташлицким В.Н., Яминским И.В., Айсиной Р.Б., Мухаметовой Л.И.), НИИ физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского (Арутюняном А.М.), Факультета биоинформатики и биоинженерии МГУ (Головиным А.В.), а также студентами, аспирантами и дипломниками кафедры химии природных соединений Химического

факультета МГУ: Антиповой О.М., Новосельцевой А.А., Алиевой Р.Ш., Устиновым Н.Б., Ивановым Н.М., Легатовой В.А., Исуповой Ю.И. Автор принимала непосредственное участие в совместных работах с сотрудниками ФНКЦ Физико-химической медицины ФМБА России: Клиновым Д.В., Протопоповой А.Д., Бариновым Н.А.; Института биологии гена РАН: Павловой Г.В. и Ревищиным А.В.; НМИЦ Гематологии: Дрозд Н.Н., Савчик Е.Ю., Калининой Т.Б.; ФНЦ Исследований и разработки иммунобиологических препаратов им. М.П. Чумакова РАН: Гамбарян А.С., Гордейчуком И.В.; ООО «АПТО-ФАРМ»: Турашевым А.Д., Самойленковой Н.С., Савчик Е.А., Решетниковым Р.В.; Института фармации им. А.П. Нелюбина Сеченовского университета: Раменской Г.В., Петуховым А.Е., Петрыкиной Е.А., Терешкиной О.И.; Института физики твердого тела РАН: Кукушкиным В.И., Грибаневым Д.А. Работы выполнены при поддержке грантов Российского Фонда Фундаментальных Исследований (РФФИ) №1603-00136, №15-33-70003, № 14-04-32006 и № 14-04-01757, Российского Научного Фонда (РНФ) № 15-13-00033, № 18-74-10019 и № 18-74-10019-П, Программы развития МГУ имени М.В. Ломоносова (ПНР 5.13), а также субсидии МОН РФ #RFMEFI57617X0095, а также Стипендии Президента РФ молодым ученым и аспирантам СП-1680.2018.4.

Структура и объем работы

Диссертация состоит из следующих глав: «Список сокращений», «Введение», «Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты и обсуждение», «Выводы», «Список литературы» (раздел содержит 317 ссылок) и «Приложения». Работу иллюстрируют 121 рисунков и 60 таблиц. Общий объем диссертации 395 страниц.

Заключение диссертации по теме «Другие cпециальности», Завьялова Елена Геннадиевна

ВЫВОДЫ

1) Впервые найдены и теоретически обоснованы детерминанты высокой аффинности аптамеров к белкам.

2) Аффинность комплексов аптамер-белок определяется способностью к перераспределению энергии, выделяющейся при

комплексообразовании, макромолекулами, в частности, их контактными поверхностями комплексов.

3) Введение крупных заместителей в нуклеотиды, образующие несколько водородных связей с белком, замедляет диссоциацию комплексов аптамер-белок в 10-100 раз.

4) Стэкинг-взаимодействия между аптамером и дополнительным структурным модулем определяют увеличение аффинности к белку.

5) Селективностью аптамеров можно манипулировать введением неприродных модификаций, изменением узнающих петель, встраиванием дополнительных структурных модулей.

6) Ингибирование нескольких белков в каскаде коагуляции одним аптамером дает чрезвычайно сильное замедление передачи сигнала, не имеющее аналогов среди известных ингибиторов каскада.

7) Узнавание аптамерами набора белков сходной пространственной структуры при отсутствии высокой гомологии последовательности аминокислот может быть использовано для штамм-неспецифичного определения вирусов гриппа А.

8) На основе аптамеров к гемагглютинину вируса разработаны SERS-биосенсоры, позволяющие штамм-неспецифически определять вирусы гриппа А в биологических жидкостях с пределом обнаружения 104 вирусов/мл.

Перечень публикаций, отражающих основные результаты диссертационной работы

Публикации, индексируемые базой данных Web of Science и/или Scopus:

1) Zavyalova, E., and Kopylov, A. Energy transfer as a driving force in nucleic acid-protein interactions. Molecules 2019, 24, 7, p.1443. (IF=3,267)

2) Zavyalova, E. G., Legatova, V. A., Alieva, R. S., Zalevsky, A. O., Tashlitsky, V. N., Arutyunyan, A. M., and Kopylov, A. M. Putative mechanisms underlying high inhibitory activities of bimodular DNA aptamers to thrombin. Biomolecules 2019, 9, 2, p.41. (IF=4,082)

3) Zavyalova, E., Tagiltsev, G., Reshetnikov, R., Arutyunyan, A., and Kopylov, A. Cation coordination alters the conformation of a thrombin-binding G-quadruplex DNA aptamer that affects inhibition of thrombin. Nucleic acid therapeutics 2016, 26, 5, pp.299-308. (IF=4,875)

4) Alieva, R., Novikov, R., Tashlitsky, V., Arutyunyan, A., Kopylov, A., and Zavyalova, E. Bimodular thrombin aptamers with two types of non-covalent locks. Nucleosides, Nucleotides and Nucleic Acids 2021, 40, 5, pp.559-577. (IF=1,556)

5) Alieva, R. Sh., Zavyalova, E. G., Tashlitsky, V. N., and Kopylov, A. M. Quantitative characterization of oligomeric state of G-quadruplex antithrombin aptamers by size exclusion HPLC. Mendeleev Communications 2019, 29, pp.424-425. (IF=1,694)

6) Zavyalova, E. G., Protopopova, A. D., Kopylov, A. M., and Yaminsky, I. V. Investigation of early stages of fibrin association. Langmuir 2011, 27, pp.4922-4927. (IF=3,557)

7) Zavyalova, E. G., Protopopova, A. D., Yaminsky, I. V., and Kopylov, A. M. Kinetic characterization of inhibition of human thrombin with DNA aptamers by turbidimetric assay. Analytical Biochemistry 2012, 412, pp.234-239. (IF=2,877)

8) Zavyalova, E. G., Ustinov, N. B., and Kopylov, A. M. Exploring the efficiency of thrombin inhibitors with a quantitative model of the coagulation cascade. FEBS Letters 2020, 594, 6, pp.995-1004. (IF=3,057)

9) Zavyalova, E., Samoylenkova, N., Revishchin, A., Turashev, A., Gordeychuk, I., Golovin, A., Kopylov, A., and Pavlova, G. The evaluation of pharmacodynamics and pharmacokinetics of anti-thrombin DNA aptamer RA-36. Frontiers in pharmacology 2017, 8, 922, pp.1-12. (IF=4,225)

10) Zavyalova, E., Golovin, A., Pavlova, G., and Kopylov, A. Development of antithrombotic aptamers: from recognizing elements to drugs. Current Pharmaceutical Design 2016, 22, 33, pp.5163-5176. (IF=2,208)

11) Ustinov, N. B., Zavyalova, E. G., and Kopylov, A. M. Effect of thrombin inhibitors on positive feedback in the coagulation cascade. Biochemistry (Moscow) 2016, 81, 3, pp.242-248. (IF=1,978)

12) Zavyalova, E., Ustinov, N., Golovin, A., Pavlova, G., and Kopylov, A. G-quadruplex aptamers to human thrombin versus other direct thrombin inhibitors: the focus on mechanism of action and drug efficiency as anticoagulants. Current Medicinal Chemistry 2016, 23, 21, pp.2230-2244. (IF=4,184)

13) Zavyalova, E., and Kopylov, A. Multiple inhibitory kinetics reveal an allosteric interplay among thrombin functional sites. Thrombosis Research 2015, 135, 1, pp.212216. (IF=2,869)

14) Protopopova, A., Barinov, N., Zavyalova, E., Kopylov, A., Sergienko, V., and Klinov, D. Visualization of fibrinogen aC regions and their arrangement during fibrin network formation by high-resolution AFM. Journal of Thrombosis and Haemostasis 2015, 13, 4, pp.570-579. (IF=4,157)

15) Zavyalova, E., Samoylenkova, N., Revishchin, A., Golovin, A., Pavlova, G., and Kopylov, A. Evaluation of antithrombotic activity of thrombin DNA aptamers by a murine thrombosis model. PLoS ONE 2014, 5, p.9. (IF=2,740)

16) Zavyalova, E., and Kopylov, A. How does association process affect fibrinogen hydrolysis by thrombin? Biochimie 2014, 107, pp.216-222. (IF=3,413)

17) Zavyalova, E., Turashev, A., Novoseltseva, A., Legatova, V., Antipova, O., Savchenko, E., Balk, S., Golovin, A., Pavlova, G., and Kopylov, A. Pyrene-modified DNA aptamers with high affinity to wild-type EGFR and EGFRvIII. Nucleic acid therapeutics 2020, 30, 3, pp.175-187. (IF=4,875)

18) Bizyaeva, A. A., Bunin, D. A., Moiseenko, V. L., Gambaryan, A. S., Balk, S., Tashlitsky, V. N., Arutyunyan, A. M., Kopylov, A. M., and Zavyalova, E. G. The functional role of loops and flanking sequences of G-quadruplex aptamer to the hemagglutinin of influenza A virus. International Journal of Molecular Sciences 2021, 22, 5, p.2409. (IF=4,556)

19) Novoseltseva, A. A., Ivanov, N. M., Novikov, R. A., Tkachev, Y. V., Bunin, D. A., Gambaryan, A. S., Tashlitsky, V. N., Arutyunyan, A. M., Kopylov, A. M., and Zavyalova, E. G. Structural and functional aspects of G-quadruplex aptamers which bind a broad range of influenza A viruses. Biomolecules 2020, 10, 1, p. 119. (IF=4,082)

20) Barinov, N., Ivanov, N., Kopylov, A., Klinov, D., and Zavyalova, E. Direct visualization of the oligomeric state of hemagglutinins of influenza virus by highresolution atomic force microscopy. Biochimie 2018, 146 pp.148-155. (IF=3,413)

21) Ustinov, N. B., Zavyalova, E. G., Smirnova, I. G., and Kopylov, A. M. The power and limitations of influenza virus hemagglutinin assays. Biochemistry (Moscow) 2017, 82, 11, pp.1234-1248. (IF=1,978)

22) Zavyalova, E., and Kopylov, A. Aptamers to hemagglutinin: a novel tool for influenza virus recognition and neutralization. Current Pharmaceutical Design 2016, 22, 31, pp.4835-4853. (IF=2,208)

23) Gribanyov D., Zhdanov G., Olenin A., Lisichkin G., Gambaryan A., Kukushkin V., Zavyalova E. SERS-based colloidal aptasensors for quantitative determination of influenza virus. International Journal of Molecular Sciences 2021, 22, 4, p.1842. (IF=4,556)

24) Zavyalova, E., Ambartsumyan, O., Zhdanov, G., Gribanyov, D., Gushchin, V., Tkachuk, A., Rudakova, E., Nikiforova, M., Kuznetsova, N., Popova, L., Verdiev, B., Alatyrev, A., Burtseva, E., Ignatieva, A., Iliukhina, A., Dolzhikova, I., Arutyunyan, A., Gambaryan, A., and Kukushkin, V. SERS-based aptasensor for rapid quantitative detection of SARS-CoV-2. Nanomaterials 2021, 11, 6, p.1394. (IF=4,324)

25) Ambartsumyan, O., Gribanyov, D., Kukushkin, V., Kopylov, A., and Zavyalova, E. SERS-based biosensors for virus determination with oligonucleotides as recognition elements. International Journal of Molecular Sciences 2020, 21, 9, pp.3373-3373. (IF=4,556)

26) Kukushkin VI, Ivanov NM, Novoseltseva AA, Gambaryan AS, Yaminsky IV, Kopylov AM, and Zavyalova EG. Highly sensitive detection of influenza virus with SERS aptasensor. PLoS ONE 2019, 14(4), pp.e0216247-e0216247. (IF=2,740)

27) Zavyalova, E., and Kopylov, A. Exploring potential anticoagulant drug formulations using thrombin generation test. Biochemistry and Biophysics Reports 2016, 5, рр.111-119. (IF=2,613)

28) Savchik, E.Yu., Kalinina, T.B., Drozd, N.N., Makarov, V.A., Zavyalova, E.G., Lapsheva, E.N., Babii, A.V., Mudrik, N.N., Pavlova, G.V., Golovin, A.V., Kopylov, A.M. Comparative in vitro study of anticoagulant activity of RA36 DNA aptamer in human, rabbit, and rat blood plasma. Eksperimental'naya i Klinicheskaya Farmakologiya 75(11), 2012, 13-18. (IF=0,222)

29) Gribanev, D. A., Zavyalova, E. G., Gambaryan, A. S., Kukushkin, V. I., Rudakova, E. V., and Ambartsumyan, O. A. Investigating aptamer-functionalized silver nanoparticles as SERS substrates for selective protein detection. Bulletin of the Russian Academy of Sciences: Physics 85, 2 2021, 127-132. (IF=0,476)

Публикации, в непериодических изданиях, индексируемые базой данных Scopus:

30) Zavyalova, E., and Kopylov, A. G-quadruplexes and i-motifs as scaffolds for molecular engineering of DNA aptamers. In G-Quadruplex Structures, Formation and Roles in Biology (2016), Nova Publishers New York, pp. 53-80. (Глава в книге).

31) Zavyalova, E., and Kopylov, A. DNA-aptamer based molecular nanoconstructions and nanodevices for diagnostics and therapy. In Nanostructures for the Engineering of Cells, Tissues and Organs. From design to applications (2018), William Andrew, Elsevier Chennai, India, pp. 249-290.

32) Zavyalova E., Gribanyov D., Zhdanov G., Gambaryan A., Kukushkin VI. Optical nanostructured aptasensors for influenza virus detection. 2021 International Conference on Information Technology and Nanotechnology (ITNT), 2021, pp. 1-4.

Публикации, в журналах из списка ВАК:

33) Сушко, А., Завьялова, Е., Копылов, А., Яминский, И. Конформация фибриногена при адсорбции на различные подложки. Наноиндустрия, 6 2010, 2627. (Ш=0,305)

Список литературы диссертационного исследования доктор наук Завьялова Елена Геннадиевна, 2022 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

[1] Kastritis P., Bonvin A. On the binding affinity of macromolecular interactions: daring to ask why proteins interact // J. R. Soc. Interface. 2013. Vol. 10, №79. P. 20120835.

[2] Vincent J., Lazdunski M. Trypsin-pancreatic trypsin inhibitor association. Dynamics of the interaction and role of disulfide bridges // Biochemistry. 1972. Vol. 11. P. 2967-2977.

[3] Kufareva I., Abagyan R. Methods of protein structure comparison // Methods in Molecular Biology (Methods and Protocols). Humana Press, 2011. Vol. 857. P. 231257.

[4] Vaughan C., Buckle A., Fersht A. Structural response to mutation at a proteinprotein interface // J. Mol. Biol. 1999. Vol. 286, № 5. P. 1487-1506.

[5] Orlova A. et al. Tumor imaging using a picomolar affinity HER2 binding affibody molecule // Cancer Res. 2006. Vol. 66, № 8. P. 4339-4348.

[6] Wahlberg E. et al. An affibody in complex with a target protein: Structure and coupled folding // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. Vol. 100, № 6. P. 3185-3190.

[7] Lendel C., Dogan J., Hard T. Structural basis for molecular recognition in an affibody:affibody complex // J. Mol. Biol. 2006. Vol. 359, № 5. P. 1293-1304.

[8] Baerga-Ortiz A., Rezaie A., Komives E. Electrostatic dependence of the thrombin-thrombomodulin interaction // J. Mol. Biol. 2000. Vol. 296, № 2. P. 651658.

[9] Jubb H. et al. Structural biology and drug discovery for protein-protein interactions // Trends Pharmacol. Sci. 2012. Vol. 33, № 5. P. 241-248.

[10] Meenan N. et al. The structural and energetic basis for high selectivity in a high-affinity protein-protein interaction // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. Vol. 107, № 22. P. 10080-10085.

[11] Dalkas G. et al. Cation-n, amino-n, n-n, and H-bond interactions stabilize antigen-antibody interfaces // Proteins. 2014. Vol. 82, № 9. P. 1734-1746.

[12] Joshi A. et al. Structures of the ultra-high-affinity protein-protein complexes of pyocins S2 and AP41 and their cognate immunity proteins from Pseudomonas aeruginosa // J. Mol. Biol. 2015. Vol. 427, № 17. P. 2852-2866.

[13] Marincs F. et al. Transcript analysis reveals an extended regulon and the importance of protein-protein co-operativity for the Escherichia coli methionine repressor // Biochem. J. 2006. Vol. 396, № 2. P. 227-234.

[14] Tsai M. et al. Molecular mechanism of facilitated dissociation of Fis protein from DNA // J. Am. Chem. Soc. 2016. Vol. 138, № 41. P. 13497-13500.

[15] Stella S., Cascio D., Johnson R. The shape of the DNA minor groove directs binding by the DNA-bending protein Fis // Genes Dev. 2010. Vol. 24, № 8. P. 814826.

[16] Gelinas A., Davies D., Janjic N. Embracing proteins: structural themes in aptamer-protein complexes // Curr. Opin. Struct. Biol. 2016. Vol. 36. P. 122-132.

[17] Yatime L. et al. Structural basis for the targeting of complement anaphylatoxin C5a using a mixed L-RNA/L-DNA aptamer // Nat. Commun. 2015. Vol. 6, № 1. P. 6481.

[18] Huang R. et al. A structural explanation for the antithrombotic activity of ARC1172, a DNA aptamer that binds von Willebrand factor domain A1 // Structure. 2009. Vol. 17, № 11. P. 1476-1484.

[19] Kato K. et al. Structural basis for specific inhibition of Autotaxin by a DNA aptamer // Nat. Struct. Mol. Biol. 2016. Vol. 23, № 5. P. 395-401.

[20] Ren X. et al. Structural basis for IL-1a recognition by a modified DNA aptamer that specifically inhibits IL-1a signaling // Nat. Commun. 2017. Vol. 8, № 1. P. 810.

[21] Jarvis T. et al. Non-helical DNA triplex forms a unique aptamer scaffold for high affinity recognition of nerve growth factor // Structure. 2015. Vol. 23, № 7. P. 1293-1304.

[22] Bock L. et al. Selection of single-stranded DNA molecules that bind and inhibit human thrombin // Nature. 1992. Vol. 355, № 6360. P. 564-566.

[23] Macaya R. et al. Thrombin-binding DNA aptamer forms a unimolecular quadruplex structure in solution // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. Vol. 90, № 8. P. 3745-3749.

[24] Davlieva M. et al. Structure analysis of free and bound states of an RNA aptamer against ribosomal protein S8 from Bacillus anthracis // Nucleic Acids Res.

2014, Vol. 42, № 16. P. 10795-10808.

[25] Oberthur D. et al. Crystal structure of a mirror-image L-RNA aptamer (Spiegelmer) in complex with the natural L-protein target CCL2 // Nat. Commun.

2015. Vol. 6, № 1. P. 6923.

[26] Nomura Y. et al. Conformational plasticity of RNA for target recognition as revealed by the 2.15 Â crystal structure of a human IgG-aptamer complex // Nucleic Acids Res. 2010. Vol. 38, № 21. P. 7822-7829.

[27] Bullock T., Sherlin L., Perona J. Tertiary core rearrangements in a tight binding transfer RNA aptamer // Nat. Struct. Mol. Biol. 2000. Vol. 7. P. 497-504.

[28] Tesmer V. et al. Molecular mechanism for inhibition of G protein-coupled receptor kinase 2 by a selective RNA aptamer // Structure. 2012. Vol. 20, № 8. P. 1300-1309.

[29] Gelinas A. et al. Crystal structure of interleukin-6 in complex with a modified nucleic acid ligand // J. Biol. Chem. 2014. Vol. 289, № 12. P. 8720-8734.

[30] Cheung Y. et al. Structural basis for discriminatory recognition of Plasmodium lactate dehydrogenase by a DNA aptamer // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013. Vol. 110, № 40. P. 15967-15972.

[31] Choi S., Ban C. Crystal structure of a DNA aptamer bound to PvLDH elucidates novel single-stranded DNA structural elements for folding and recognition // Sci. Rep. 2016. Vol. 6, № 1. P. 34998.

[32] Padlan C. et al. An RNA aptamer possessing a novel monovalent cation-mediated fold inhibits lysozyme catalysis by inhibiting the binding of long natural substrates // RNA. 2014. Vol. 20, № 4. P. 447-461.

[33] Rowsell S. et al. Crystal structures of a series of RNA aptamers complexed to the same protein target // Nat. Struct. Biol. 1998. Vol. 5, № 11. P. 970-975.

[34] Horn W. The crystal structure of a high affinity RNA stem-loop complexed with the bacteriophage MS2 capsid: Further challenges in the modeling of ligand-RNA interactions // RNA. 2004. Vol. 10, № 11. P. 1776-1782.

[35] Convery M. et al. Crystal structure of an RNA aptamer-protein complex at 2.8 Â resolution // Nat. Struct. Biol. 1998. Vol. 5, № 2. P. 133-139.

[36] Huang D. et al. Crystal structure of NF- B (p50)2 complexed to a high-affinity RNA aptamer // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. Vol. 100, № 16. P. 9268-9273.

[37] Davies D. et al. Unique motifs and hydrophobic interactions shape the binding of modified DNA ligands to protein targets // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012. Vol. 109, № 49. P. 19971-19976.

[38] Kettenberger H. et al. Structure of an RNA polymerase II-RNA inhibitor complex elucidates transcription regulation by noncoding RNAs // Nat. Struct. Mol. Biol. 2005. Vol. 13, № 1. P. 44-48.

[39] Long S. et al. Crystal structure of an RNA aptamer bound to thrombin // RNA. 2008. Vol. 14, № 12. P. 2504-2512.

[40] Abeydeera N. et al. Evoking picomolar binding in RNA by a single phosphorodithioate linkage // Nucleic Acids Res. 2016. Vol. 44, № 17. P. 8052-8064.

[41] Russo Krauss I. et al. Duplex-quadruplex motifs in a peculiar structural organization cooperatively contribute to thrombin binding of a DNA aptamer // Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 2013. Vol. 69, № 12. P. 2403-2411.

[42] Pica A. et al. Through-bond effects in the ternary complexes of thrombin sandwiched by two DNA aptamers // Nucleic Acids Res. 2016. Vol. 45, № 1. P. 461469.

[43] Dolot R. et al. Crystal structures of thrombin in complex with chemically modified thrombin DNA aptamers reveal the origins of enhanced affinity // Nucleic Acids Res. 2018. Vol. 46, № 9. P. 4819-4830.

[44] Russo Krauss I. et al. Thrombin-aptamer recognition: a revealed ambiguity // Nucleic Acids Res. 2011. Vol. 39, № 17. P. 7858-7867.

[45] Russo Krauss I. et al. Different duplex/quadruplex junctions determine the properties of anti-thrombin aptamers with mixed folding // Nucleic Acids Res. 2015. Vol. 44, № 2. P. 983-991.

[46] Russo Krauss I. et al. High-resolution structures of two complexes between thrombin and thrombin-binding aptamer shed light on the role of cations in the aptamer inhibitory activity // Nucleic Acids Res. 2012. Vol. 40, № 16. P. 8119-8128.

[47] Pica A. et al. Dissecting the contribution of thrombin exosite I in the recognition of thrombin binding aptamer // FEBS J. 2013. Vol. 280, № 24. P. 65816588.

[48] Troisi R. et al. Several structural motifs cooperate in determining the highly effective anti-thrombin activity of NU172 aptamer // Nucleic Acids Res. 2018. Vol. 46, № 22. P. 12177-12185.

[49] Gunaratne R. et al. Combination of aptamer and drug for reversible anticoagulation in cardiopulmonary bypass // Nat. Biotechnol. 2018. Vol. 36, № 7. P. 606-613.

[50] Klingler C. et al. DNA aptamers against the DUX4 protein reveal novel therapeutic implications for FSHD // FASEB J. 2020. Vol. 34, № 3. P. 4573-4590.

[51 ] Yasutake Y. et al. HIV-1 with HBV-associated Q151M substitution in RT becomes highly susceptible to entecavir: structural insights into HBV-RT inhibition by entecavir // Sci. Rep. 2018. Vol. 8, № 1. P. 1624.

[52] Das K. et al. Conformational states of HIV-1 reverse transcriptase for nucleotide incorporation vs pyrophosphorolysis—binding of foscarnet // ACS Chem. Biol. 2016. Vol. 11, № 8. P. 2158-2164.

[53] Dearborn A. et al. Structure of an RNA aptamer that can inhibit HIV-1 by blocking Rev-cognate RNA (RRE) binding and Rev-Rev association // Structure. 2018. Vol. 26, № 9. P. 1187-1195.e4.

[54] Grau F. et al. The complex formed between a synthetic RNA aptamer and the transcription repressor TetR is a structural and functional twin of the operator DNA-TetR regulator complex // Nucleic Acids Res. 2020. Vol. 48, № 6. P. 3366-3378.

[55] Miyakawa S. et al. Structural and molecular basis for hyperspecificity of RNA aptamer to human immunoglobulin G // RNA. 2008. Vol. 14, № 6. P. 1154-1163.

[56] Lee S. et al. A highly sensitive aptasensor towards Plasmodium lactate dehydrogenase for the diagnosis of malaria // Biosens. Bioelectron. 2012. Vol. 35, № 1. P. 291-296.

[57] Parrott A. RNA aptamers for the MS2 bacteriophage coat protein and the wildtype RNA operator have similar solution behavior // Nucleic Acids Res. 2000. Vol. 28, № 2. P. 489-497.

[58] White R. et al. Generation of species cross-reactive aptamers using "Toggle" SELEX // Mol. Ther. 2001. Vol. 4, № 6. P. 567-573.

[59] Tasset D., Kubik M., Steiner W. Oligonucleotide inhibitors of human thrombin that bind distinct epitopes // J. Mol. Biol. 1997. Vol. 272, № 5. P. 688-698.

[60] Pagano B. et al. Stability and binding properties of a modified thrombin binding aptamer // Biophys. J. 2008. Vol. 94, № 2. P. 562-569.

[61] Spiridonova V. et al. A family of DNA aptamers with varied duplex region length that forms complexes with thrombin and prothrombin // FEBS Lett. 2015. Vol. 589, № 16. P. 2043-2049.

[62] Zavyalova E. et al. Cation coordination alters the conformation of a thrombin-binding G-quadruplex DNA aptamer that affects inhibition of thrombin // Nucleic Acid Ther. 2016. Vol. 26, № 5. P. 299-308.

[63] Nagatoishi S., Sugimoto N. Interaction of water with the G-quadruplex loop contributes to the binding energy of G-quadruplex to protein // Mol. BioSyst. 2012. Vol. 8, № 10. P. 2766-2770.

[64] Buddai S. et al. An anticoagulant RNA aptamer that inhibits proteinase-cofactor interactions within prothrombinase // J. Biol. Chem. 2009. Vol. 285, № 8. P. 52125223.

[65] Miller M. et al. Structure of HIV-1 reverse transcriptase bound to a novel 38-mer hairpin template-primer DNA aptamer // Protein Sci. 2015. Vol. 25, № 1. P. 4655.

[66] Schultze P., Macaya R., Feigon J. Three-dimensional solution structure of the thrombin-binding DNA aptamer d(GGTTGGTGTGGTTGG) // J. Mol. Biol. 1994. Vol. 235, № 5. P. 1532-1547.

[67] Marathias V., Bolton P. Structures of the potassium-saturated, 2:1, and intermediate, 1:1, forms of a quadruplex DNA // Nucleic Acids Res. 2000. Vol. 28, № 9. P. 1969-1977.

[68] Marathias V. et al. Determination of the number and location of the manganese binding sites of DNA quadruplexes in solution by EPR and NMR in the presence and absence of thrombin // J. Mol. Biol. 1996. Vol. 260, № 3. P. 378-394.

[69] Mao X., Marky L., Gmeiner W. NMR structure of the thrombin-binding DNA aptamer stabilized by Sr2+ // J. Biomol. Struct. Dyn. 2004. Vol. 22, № 1. P. 25-33.

[70] Lietard J. et al. Mapping the affinity landscape of thrombin-binding aptamers on 2'F-ANA/DNA chimeric G-quadruplex microarrays // Nucleic Acids Res. 2017. Vol. 45, № 4. P. 1619-1632.

[71] Martino L. et al. A new modified thrombin binding aptamer containing a 5'-5' inversion of polarity site // Nucleic Acids Res. 2006. Vol. 34, № 22. P. 6653-6662.

[72] Baouendi M. et al. Solution structure of a truncated anti-MUC1 DNA aptamer determined by mesoscale modeling and NMR // FEBS J. 2012. Vol. 279, № 3. P. 479490.

[73] Ferreira C., Matthews C., Missailidis S. DNA aptamers that bind to MUC1 tumour marker: design and characterization of MUCl-binding single-stranded DNA aptamers // Tumor Biol. 2006. Vol. 27, № 6. P. 289-301.

[74] Reiter N., Maher L., Butcher S. DNA mimicry by a high-affinity anti-NF-KB RNA aptamer // Nucleic Acids Res. 2007. Vol. 36, № 4. P. 1227-1236.

[75] Marusic M. et al. G-rich VEGF aptamer with locked and unlocked nucleic acid modifications exhibits a unique G-quadruplex fold // Nucleic Acids Res. 2013. Vol. 41, № 20. P. 9524-9536.

[76] Matsugami A. et al. Structural basis of the highly efficient trapping of the HIV Tat protein by an RNA aptamer // Structure. 2003. Vol. 11, № 5. P. 533-545.

[77] Phan A. et al. An interlocked dimeric parallel-stranded DNA quadruplex: A potent inhibitor of HIV-1 integrase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. Vol. 102, № 3. P. 634-639.

[78] Nomura Y. et al. Solution structure of a DNA mimicking motif of an RNA aptamer against transcription factor AML1 Runt domain // J. Biochemistry. 2013. Vol. 154, № 6. P. 513-519.

[79] Zavyalova E., Kopylov A. G-quadruplexes and i-motifs as scaffolds for molecular engineering of DNA aptamers // G-Quadruplex Structures, Formation and Roles in Biology. Nova Publishers, New York, 2016. P. 53-80.

[80] Nagatoishi S. et al. Loop residues of thrombin-binding DNA aptamer impact G-quadruplex stability and thrombin binding // Biochimie. 2011. Vol. 93, № 8. P. 12311238.

[81] Wang K. et al. The tertiary structure of a DNA aptamer which binds to and inhibits thrombin determines activity // Biochemistry. 1993. Vol. 32, № 42. P. 1128511292.

[82] Zavyalova E. et al. Module-activity relationship of G-quadruplex based DNA aptamers for human thrombin // Curr. Med. Chem. 2013. Vol. 20, № 38. P. 48364843.

[83] Yuminova A. et al. The structure of G-quadruplex thrombine-binding DNA aptamer RA36 // Moscow Univ. Chem. Bull. 2015. Vol. 70, № 1. P. 43-46.

[84] Dolinnaya N. et al. Coexistence of G-quadruplex and duplex domains within the secondary structure of 31-mer DNA thrombin-binding aptamer // J. Biomol. Struct. Dyn. 2012. Vol. 30, № 5. P. 524-531.

[85] Riccardi C. et al. Design, synthesis and characterization of cyclic NU172 analogues: A biophysical and biological insight // Int. J. Mol. Sci. 2020. Vol. 21, № 11. P. 3860.

[86] Интернет-ресурс Research Collaboratory for Structural Bioinformatics Protein Data Bank (RCSB PDB), доступен по адресу https://www.rcsb.org/.

[87] Winn M.D. et al. Overview of the CCP4 suite 1 and current developments // Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 2011. Vol. 67. P. 235-242.

[88] Zavyalova E.G. et al. Kinetic characterization of inhibition of human thrombin with DNA aptamers by turbidimetric assay // Anal. Biochem. 2012. Vol. 412. P. 234239.

[89] Mergny J.L., Lacroix L. Analysis of thermal melting curves // Oligonucleotides. 2003. Vol. 13. P. 515-537.

[90] Erickson H.P. Size and shape of protein molecules at the nanometer level determined by sedimentation, gel filtration, and electron microscopy // Biol. Proced. Online. 2009. Vol. 11. P. 32-51.

[91] Shoup D., Lipari G., Szabo A. Diffusion controlled bimolecular reaction rates. The effect of rotational diffusion and orientation constraints // Biophys. J. 1981. Vol. 36. P. 697-714.

[92] Billy D. et al. Prothrombin activation by prothrombinase in a tubular flow reactor // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270, № 3. P. 1029-1034.

[93] Kung C., Hayes E., Mann K.G. A membrane-mediated catalytic event in prothrombin activation // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269, № 41. P. 25838-25848.

[94] Panteleev M.A. et al. Kinetics of factor X activation by the membrane-bound complex of Factor IXa and Factor Villa // Biochem. J. 2004. Vol. 381. P. 779-794.

[95] Haynes L.M. et al. Dilutional control of prothrombin activation at physiologically relevant shear rates // Biophys. J. 2011. Vol. 100, № 3. P. 765-773.

[96] Rana K., Neeves K.B. Blood flow and mass transfer regulation of coagulation // Blood Rev. 2016. Vol. 30, № 5. P. 357-368.

[97] Rohloff J.C. et al. Nucleic acid ligands with protein-like side chains: modified aptamers and their use as diagnostic and therapeutic agents // Mol. Ther. Nucleic Acids. 2014. Vol. 3, № 21. P. e201.

[98] Novoseltseva A. et al. An insight into aptamer-protein complexes // Aptamers. 2018. Vol. 2. P. 1-19.

[99] Hansen S. et al. Regulation of the Escherichia coli HipBA toxin-antitoxin system by proteolysis // PLoS ONE. 2012. Vol. 7. P. e39185.

[100] Schumacher M.A. et al. Structures of regulatory machinery reveal novel molecular mechanisms controlling B. subtilisnitrogen homeostasis // Genes Dev. 2015. Vol. 29. P. 451-464.

[101] Stoyanov J., Hobman J., Brown N. CueR (YbbI) of Escherichia coli is a MerR family regulator controlling expression of the copper exporter CopA // Mol. Microbiol. 2001. Vol. 39. P. 502-512.

[102] Hancock S. et al. DNA sequence determinants controlling affnity, stability and shape of DNA complexes bound by the nucleoid protein fis // PLoS ONE. 2016. Vol. 11. P. e0150189.

[103] Hancock S.P. et al. Control of DNA minor groove width and Fis protein binding by the purine 2-amino group // Nucleic Acids Res. 2013. Vol. 41. P. 67506760.

[104] Couñago R.M. et al. Structural basis of thiol-based regulation of formaldehyde detoxification in H. influenza by a MerR regulator with no sensor region // Nucleic Acids Res. 2016. Vol. 44. P. 6981-6993.

[105] Newman J., Rodrigues C., Lewis R. Molecular basis of the activity of SinR protein, the master regulator of biofilm formation in Bacillus subtilis // J. Biol. Chem. 2013. Vol. 288. P. 10766-10778.

[106] Brown B. et al. Structure of the Escherichia coli antitoxin MqsA (YgiT/b3021) bound to its gene promoter reveals extensive domain rearrangements and the specificity of transcriptional regulation // J. Biol. Chem. 2011. Vol. 286. P. 22852296.

[107] Martin R., Rosner J. Binding of purified multiple antibiotic-resistance repressor protein (MarR) to mar operator sequences // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. Vol. 92. P. 5456-5460.

[108] Fillenberg S. et al. Structural insight into operator dre-sites recognition and effector binding in the GntR/HutC transcription regulator NagR // Nucleic Acids Res. 2015. Vol. 43. P. 1283-1296.

[109] Fuhrmann J. et al. McsB is a protein arginine kinase that phosphorylates and inhibits the heat-shock regulator CtsR // Science. 2009. Vol. 324. P. 1323-1327.

[110] Rajagopalan S. et al. Studies of IscR reveal a unique mechanism for metal-dependent regulation of DNA binding specificity // Nat. Struct. Mol. Biol. 2013. Vol. 20. P. 740-747.

[111] Laage D., Elsaesser T., Hynes J. Water dynamics in the hydration shells of biomolecules // Chem. Rev. 2017. Vol. 117. P. 10694-10725.

[112] Kim E. et al. Fluorescence lifetime analyses reveal how the high light-responsive protein LHCSR3 transforms PSII light-harvesting complexes into an energy-dissipative state // J. Biol. Chem. 2017. Vol. 292. P. 18951-18960.

[113] Pinnola A. et al. Light-harvesting complex stress-related proteins catalyze excess energy dissipation in both photosystems of Physcomitrella patens // Plant. Cell. 2015. Vol. 27. P. 3213-3227.

[114] Pinnola A., Bassi R. Molecular mechanisms involved in plant photoprotection // Biochem. Soc. Transact. 2018. Vol. 46. P. 467-482.

[115] Lervik A. et al. Heat transfer in protein-water interfaces // Phys. Chem. Chem. Phys. 2010. Vol. 12. P. 1610-1617.

[116] Copperman J., Guenza M. Coarse-grained Langevin equation for protein dynamics: Global anisotropy and a mode approach to local complexity // J. Phys. Chem. B. 2014. Vol. 119. P. 9195-9211.

[117] Ma C., Xiu Z., Zeng A. A new concept to reveal protein dynamics based on energy dissipation // PLoS ONE. 2011. Vol. 6. P. e26453.

315

[118] Hertzog D.E. et al. Femtomole mixer for microsecond kinetic studies of protein folding // Anal. Chem. 2004. Vol. 76. P. 7169-7178.

[119] Schneider T. A brief review of molecular information theory // Nano Commun. Netw. 2010. Vol. 1. P. 173-180.

[120] Schneider T. 70% efficiency of bistate molecular machines explained by information theory, high dimensional geometry and evolutionary convergence // Nucleic Acids Res. 2010. Vol. 38. P. 5995-6006.

[121] Интернет-ресурс Bionumbers, доступен по адресу https: //bionumbers. hms. harvard.edu/search. aspx.

[122] Интернет-ресурс BRENDA, доступен по адресу http://www.Brenda-enzymes.org.

[123] Goldberg R. Thermodynamics of enzyme-catalyzed reactions: Part 6 - 1999 Update // J. Phys. Chem. Ref. Data. 1999. Vol. 28. P. 931-965.

[124] Carter C.W.Jr. High-dimensional mutant and modular thermodynamic cycles, molecular switching, and free energy transduction // Ann. Rev. Biophys. 2017. Vol. 46. P. 433-453.

[125] Selisko B. et al. Structural and functional basis of the fidelity of nucleotide selection by flavivirus RNA-dependent RNA polymerases // Viruses. 2018. Vol. 10. P. 59.

[126] Gallwitz M. et al. The extended cleavage specificity of human thrombin // PLoS ONE. 2012. Vol. 7. P. e31756.

[127] Micelli C., Rastelli G. Histone deacetylases: Structural determinants of inhibitor selectivity // Drug Discov. Today. 2015. Vol. 20. P. 718-735.

[128] Koster A.K. et al. A selective class of inhibitors for the CLC-Ka chloride ion channel // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2018. Vol. 115. P. E4900-E4909.

[129] Lake E.W. et al. Quantitative conformational profiling of kinase inhibitors reveals origins of selectivity for Aurora kinase activation states // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2018. Vol. 115. P. E11894-E11903.

[130] De Vivo M., Cavalli A. Recent advances in dynamic docking for drug discovery // WIREs Comput. Mol. Sci. 2017. Vol. 7. P. e1320.

[131] Интернет-ресурс BioCyc Database Collection, доступен по адресу www.biocyc.org.

[132] Dickson K., Burns C., Richardson J. Determination of the free-energy change for repair of a DNA phosphodiester bond // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, P. 1582815831.

[133] Yan H., Zareen N., Levinger L. Naturally occurring mutations in human mitochondrial pre-tRNASer(UCN) can affect the transfer ribonuclease Z cleavage site, processing kinetics, and substrate secondary structure // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281. P. 3926-3935.

[134] Goldberg R., Tewari Y. Thermodynamics of enzyme-catalyzed reactions. Part 3. Hydrolases // J. Phys. Chem. Ref. Data. 1994. Vol. 23. P. 1035-1103.

[135] Li M., Hou Y., Wang J. Kinetics comparisons of mammalian Atg4 homologues indicate selective preferences toward diverse Atg8 substrates // J. Biol. Chem. 2010. Vol. 286. P. 7327-7338.

[136] Li M. et al. A high-throughput FRET-based assay for determination of Atg4 activity // Autophagy. 2012. Vol. 8. P. 401-412.

[137] Shu C. et al. Synthetic substrates for measuring activity of autophagy proteases-autophagins (Atg4) // Autophagy. 2010. Vol. 6. P. 936-947.

317

[138] Wakai S. et al. Constant enthalpy change value during pyrophosphate hydrolysis within the physiological limits of NaCl // J. Biol. Chem. 2013. Vol. 288. P. 29247-29251.

[139] Springs B., Welsh K., Cooperman B. Thermodynamics, kinetics, and mechanism in yeast inorganic pyrophosphatase catalysis of inorganic pyrophosphate:inorganic phosphate equilibration // Biochemistry. 1981. Vol. 20. P. 6384-6391.

[140] Shen B. et al. The crystal structure and mutational analysis of human NUDT9 // J. Mol. Biol. 2003. Vol. 332. P. 385-398.

[141] Berg R., Vanderzee C. Thermodynamics of carbon dioxide and carbonic acid: (a) the standard enthalpies of solution of Na2CO3(s), NaHCO3(s), and CO2(g) in water at 298.15 K; (b) the standard enthalpies of formation, standard Gibbs energies of formation, and standard entropies of CO2(aq), HCO3-(aq), CO32-(aq), NaHCO3(s), Na2CO3(s), Na2CO3H2O(s), and Na2CO310H2O(s) // J. Chem. Thermodyn. 1978. Vol. 10. P. 1113-1136.

[142] Jones H. et al. A complete thermodynamic analysis of enzyme turnover links the free energy landscape to enzyme catalysis // FEBS J. 2017. Vol. 284. P. 28292842.

[143] Kokkinidis M., Glykos N., Fadouloglou V. Protein flexibility and enzymatic catalysis // Adv. Protein Chem. Struct. Biol. 2012. Vol. 87. P. 181-218.

[144] Sevilya Z. et al. The ribonuclease H activity of the reverse transcriptases of human immunodeficiency viruses type 1 and type 2 is modulated by residue 294 of the small subunit // Nucleic Acids Res. 2003. Vol. 31. P. 1481-1487.

[145] Park C., Raines R. Catalysis by ribonuclease A is limited by the rate of substrate association // Biochemistry. 2003. Vol. 42. P. 3509-3518.

[146] Zavyalova E.G. et al. Putative mechanisms underlying high inhibitory activities of bimodular DNA aptamers to thrombin // Biomolecules. 2019. Vol. 9, № 2. P. 41.

[147] Smirnov I., Shafer R.H. Effect of loop sequence and size on DNA aptamer stability // Biochemistry. 2000. Vol. 39. P. 1462-1468.

[148] Kankia B.I., Marky L.A. Folding of the thrombin aptamer into a G-quadruplex with Sr2+: stability, heat, and hydration // J. Am. Chem. Soc. 2001. Vol. 123, № 44. P. 10799-10804.

[149] Smirnov I., Shafer R.H. Lead is unusually effective in sequence-specific folding of DNA // J. Mol. Biol. 2000. Vol. 296, № 1. P. 1-5.

[150] Smirnov I.V. et al. Pb EXAFS studies on DNA quadruplexes: identification of metal ion binding site // Biochemistry. 2002. Vol. 41, № 40. P. 12133-12139.

[151] Trajkovski M., Sket P., Plavec J. Cation localization and movement within DNA thrombin binding aptamer in solution // Org. Biomol. Chem. 2009. Vol. 7, № 22. P. 4677-4684.

[152] Liu W. et al. Kinetics and mechanism of conformational changes in a G-quadruplex of thrombin-binding aptamer induced by Pb2+ // J. Phys. Chem. B. 2011. Vol. 115, № 44. P. 13051-13056.

[153] Hardin C.C. et al. Monovalent cation induced structural transitions in telomeric DNAs: G-DNA folding intermediates // Biochemistry. 1991. Vol. 30, № 18. P. 44604472.

[154] Hardin C.C. et al. Cation-dependent transition between the quadruplex and Watson-Crick hairpin forms of d(CGCGsGCG) // Biochemistry. 1992. Vol. 31. № 3. P. 833-841.

[155] De Rache A. et al. Elongated thrombin binding aptamer: a G-quadruplex cation-sensitive conformational switch // Chem. Eur. J. 2012. Vol. 18. P. 4392-4400.

319

[156] Buff M.C.R. et al. Dependence of aptamer activity on opposed terminal extensions: improvement of light-regulation efficiency // Nucleic Acids Res. 2010. Vol. 38: P. 2111-2118.

[157] Zavyalova E. et al. Novel modular DNA aptamer for human thrombin with high anticoagulant activity // Curr. Med. Chem. 2011. Vol. 18, № 22. P. 3343-3350.

[158] Ikebukuro K. et al. A novel method of screening thrombin-inhibiting DNA aptamers using an evolution-mimicking algorithm // Nucleic Acids Res. 2005. Vol. 33, № 12. P. e108.

[159] Diener J.L., Wagner-Whyte J., Fontana D. Aptamers that bind thrombin with high affinity. Патент США № 60/711,768 от 26 августа 2005.

[160] Alieva R.R. et al. Quantitative characterization of oligomeric state of G-quadruplex antithrombin aptamers by size exclusion HPLC // Mend. Commun. 2019. Vol. 29. P. 424-425.

[161] Srinivasan A.R. et al. Properties of the nucleic-acid bases in free and watson-crick hydrogen-bonded states: computational insights into the sequence-dependent features of double-helical DNA // Biophys. Rev. 2009. Vol. 1, № 1. P. 13-20.

[162] Esposito V. et al. The "Janus face" of the thrombin binding aptamer: Investigating the anticoagulant and antiproliferative properties through straightforward chemical modifications // Bioorg. Chem. 2018. V. 76. P. 202-209.

[163] Virgilio A. et al. Site-specific replacement of the thymine methyl group by fluorine in thrombin binding aptamer significantly improves structural stability and anticoagulant activity // Nucleic Acids Res. 2015. Vol. 43, № 22. P. 10602-10611.

[164] Davie E.W. A brief historical review of the waterfall/cascade of blood coagulation // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278, № 51. P. 50819-50832.

[165] Monroe D.M., Hoffman M. What does it take to make the perfect clot? // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2006. Vol. 26, № 1. P. 41-48.

[166] Jenny L. et al. MASP-1 induced clotting. The first model of prothrombin activation by MASP-1 // PLoS One. 2015. Vol. 10, № 12. P. e0144633.

[167] Müller J. et al. Anticoagulant characteristics of HD1-22, a bivalent aptamer that specifically inhibits thrombin and prothrombinase // J. Thromb. Haemost. 2008. Vol. 6, № 12. P. 2105-2112.

[168] Kretz C.A. et al. HD1, a thrombin-directed aptamer, binds exosite 1 on prothrombin with high affinity and inhibits its activation by prothrombinase // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281, № 49. P. 37477-37485.

[169] Завьялова Е.Г. Изучение ингибирования тромбина аптамерными олигонуклеотидами // Диссертация на соискание учёной степени кандидата химических наук по специальности 02.00.10. Москва. 2013. 195 с.

[170] Ataullakhanov F., Panteleev M. Mathematical modeling and computer simulation in blood coagulation // Pathophys. Haemost. Thromb. 2005. Vol. 34. P. 6070.

[171] Hockin M. et al. A model for the stoichiometric regulation of blood coagulation // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277. P. 18322-18333.

[172] Zhu D. Mathematical modeling of blood coagulation cascade: kinetics of intrinsic and extrinsic pathways in normal and deficient conditions // Blood Coag. Fibrinolys. 2007. Vol. 18. P. 637-646.

[173] Kogan A., Kardakov D., Khanin M. Analysis of the activated partial thromboplastin time test using mathematical modeling // Thromb. Res. 2001. Vol. 101. P. 299-310.

[174] Butenas S. et al. The significance of circulating factor IXa in blood // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279. P. 22875-22882.

[175] Chattopadhyay R. et al. Functional and structural characterization of factor Xa dimer in solution // Biophys. J. 2009. Vol. 96, № 3. P. 974-986.

[176] Orfeo T. et al. The factor V activation paradox // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, № 19. P. 19580-19591.

[177] Barhoover M.A. et al. Cooperative regulation of the activity of factor Xa within prothrombinase by discrete amino acid regions from factor Va heavy chain // Biochemistry. 2008. Vol. 47, № 48. P. 12835-12843.

[178] Kim P.Y., Nesheim M.E. Further evidence for two functional forms of prothrombinase each specific for either of the two prothrombin activation cleavages // J. Biol. Chem. 2007. Vol. 282, № 45. P. 32568-32581.

[179] Picozzi M., De Cristofaro R. Effect of temperature on the association step in thrombin-fibrinogen interaction // Biochem. J. 1993. Vol. 294, № 2. P.563-567.

[180] Newell J.L., Fay P.J. Proteolysis at Arg740 facilitates subsequent bond cleavages during thrombin-catalyzed activation of factor VIII // J. Biol. Chem. 2007. Vol. 282, № 35. P. 25367-25375.

[181] Monkovic D.D., Tracy P.B. Activation of human factor V by factor Xa and thrombin // Biochemistry. 1990. Vol. 29, № 5. P. 1118-1128.

[182] Bjorquist P., Bostrom S. Determination of the kinetic constants of tissue factor/factor VII/factor VIIa and antithrombin/heparin using surface plasmon resonance // Thromb. Res. 1997. Vol. 85, №3. P. 225-236.

[183] Butenas S., Mann K.G. Kinetics of human factor VII activation // Biochemistry. 1996. Vol. 35, № 6. P. 1904-1910.

[184] Lu G., Broze G.J.Jr., Krishnaswamy S. Formation of factors IXa and Xa by the extrinsic pathway: differential regulation by tissue factor pathway inhibitor and antithrombin III // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, № 17. P. 17241-17249.

[185] Rawala-Sheikh R. et al. Kinetics of coagulation factor-X activation by platelet-bound factor IXa // Biochemistry. 1990. Vol. 29, № 10. P. 2606-2611.

[186] Gilbert G.E., Arena A.A. Activation of the factor VIIIa-factor IXa enzyme complex of blood coagulation by membranes containing phosphatidyl-L-serine // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271, № 19. P. 11120-11125.

[187] Sheehan J.P., Kobbervig C.E., Kirkpatrick H.M. Heparin inhibits the intrinsic tenase complex by interacting with an exosite on factor IXa // Biochemistry. 2003. Vol. 42. P. 11316-11325.

[188] Fay P.J. et al. Model for the factor VIIIa-dependent decay of the intrinsic factor Xase. Role of subunit dissociation and factor IXa-catalyzed proteolysis // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271, № 11. P. 6027-6032.

[189] Orfeo T. et al. Activation, activity and inactivation of factor VIII in factor VIII products // Haemophilia. 2016. Vol. 22, № 3. P. 462-473.

[190] Kolkman J.A., Mertens K. Insertion Loop 256-268 in coagulation factor IX restricts enzymatic activity in the absence but not in the presence of factor VIII // Biochemistry. 2000. Vol. 39, № 25. P. 7398-7405.

[191] Bjork I., Olson S.T. Antithrombin. A bloody important serpin // Adv. Exp. Med. Biol. 1997. Vol. 425. P. 17-33.

[192] De Cristofaro R. et al. A natural prothrombin mutant reveals an unexpected influence of A-chain structure on the activity of human a-thrombin // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, № 13. P. 13035-13043.

[193] Ellis V., Scully M.F., Kakkar V.V. Inhibition of prothrombinase complex by plasma proteinase inhibitors // Biochemistry. 1984. Vol. 23, № 24. P. 5882-5887.

[194] Feinman R.D. et al. Kinetics of the reaction of thrombin and alpha 2-macroglobulin // Biochemistry J. 1985. Vol. 231, № 2. P. 417-423.

[195] Sheehan J.P. et al. Mutagenesis of thrombin selectively modulates inhibition by serpins heparin cofactor II and antithrombin III. Interaction with the anion-binding exosite determines heparin cofactor II specificity // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268, № 5. P. 3639-3645.

[196] Yang L., Manithody C., Rezaie A.R. Activation of protein C by the thrombin-thrombomodulin complex: Cooperative roles of Arg-35 of thrombin and Arg-67 of protein C // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. Vol. 103, № 4. P. 879-884.

[197] De Cristofaro R., De Candia E., Landolfi R. Effect of high- and low-molecular-weight heparins on thrombin-thrombomodulin interaction and protein C activation // Circulation. 1998. Vol. 98, № 13. P. 1297-1301.

[198] Elisen M.G. et al. Protein C inhibitor acts as a procoagulant by inhibiting the thrombomodulin-induced activation of protein C in human plasma // Blood. 1998. Vol. 91, № 5. P. 1542-1547.

[199] Nicolaes G.A.F. et al. Peptide bond cleavages and loss of functional activity during inactivation of factor Va and factor Va R506Q by activated protein C // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270, № 36. P. 21158-21166.

[200] Jesty J. The kinetics of inhibition of thrombin by antithrombin in the presence of components of the hemostatic system // Blood. 1985. Vol. 66, № 5. P. 1189-1195.

[201] Lu Y., Nelsestuen G.L. The prothrombinase reaction: "mechanism switching" between Michaelis-Menten and non-Michaelis-Menten behaviors // Biochemistry. 1996. Vol. 35, № 25. P. 8201-8209.

[202] Weinreb G.E. et al. Cooperative roles of factor Va and phosphatidylserine-containing membranes as cofactors in prothrombin activation // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278, № 8. P. 5679-5684.

[203] Duchemin J. et al. Influence of coagulation factors and tissue factor concentration on the thrombin generation test in plasma // Thromb. Haemost. 2008. Vol. 99, № 4. P. 767-773.

[204] Shim K. et al. A recombinant murine meizothrombin precursor, prothrombin R157A/R268A, inhibits thrombosis in a model of acute carotid artery injury // Blood. 2004. Vol. 104. P. 415-419.

[205] Meddahi S. et al. Standard measurement of clot-bound thrombin by using a chromogenic substrate for thrombin // Thromb. Res. 2004. Vol. 114. P. 51-56.

[206] Lu G., Chhum S., Krishnaswamy S. The affinity of protein C for the thrombin-thrombomodulin complex is determined in a primary way by active site dependent interactions // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280. P. 15471-15478.

[207] Jackman M.P. et al. Intrinsic fluorescence changes and rapid kinetics of the reaction of thrombin with hirudin // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267, № 22. P. 1537515383.

[208] Zavyalova E., Kopylov A. Multiple inhibitory kinetics reveal an allosteric interplay among thrombin functional sites // Thromb. Res. 2015. Vol. 135, № 1. P. 212-216.

[209] Parry M.A., Maraganore J.M., Stone S.R. Kinetic mechanism for the interaction of Hirulog with thrombin // Biochemistry. 1994. Vol. 33, № 49. P. 14807-14814.

[210] Trapaidze A. et al. Investigation of the selectivity of thrombin-binding aptamers for thrombin titration in murine plasma // Biosens. Bioelectron. 2016. Vol. 78. P. 5866.

[211] Holland C. et al. Effect of oligodeoxynucleotide thrombin aptamer on thrombin inhibition by heparin cofactor II and antithrombin // FEBS Lett. 2000. Vol. 484, № 2. P. 87-91.

[212] Liu X. et al. Epidermal growth factor receptor (EGFR): a rising star in the era of precision medicine of lung cancer // Oncotarget. 2017. Vol. 8. P. 50209-50220.

[213] Fang S., Wang Z. EGFR mutations as a prognostic and predictive marker in non-small-cell lung cancer // Drug Des. Develop. Ther. 2014. Vol. 8. P. 1595-1611.

[214] Gan H.K., Cvrljevic A.N., Johns T.G. The epidermal growth factor receptor variant III (EGFRvIII): where wild things are altered // FEBS J. 2013. Vol. 280. P. 5350-5370.

[215] Grandal M.V. et al. EGFRvIII escapes down-regulation due to impaired internalization and sorting to lysosomes // Carcinogenesis. 2007. Vol. 28. P. 14081417.

[216] An Z. et al. Epidermal growth factor receptor and EGFRvIII in glioblastoma: signaling pathways and targeted therapies // Oncogene. 2018. Vol. 37, № 12. P. 15611575.

[217] Wang D.L. et al. Selection of DNA aptamers against epidermal growth factor receptor with high affinity and specificity // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2014. Vol. 453. P. 681-685.

[218] Kim K. et al. Efficient isolation and elution of cellular proteins using aptamer-mediated protein precipitation assay // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2014. Vol. 448. P. 114-119.

[219] Damase T.R. et al. Application of the open qPCR instrument for the in vitro selection of DNA aptamers against epidermal growth factor receptor and drosophila C virus // ACS Comb. Sci. 2018. Vol. 20. P. 45-54.

[220] Damase T.R., Allen P.B. Idiosyncrasies of thermofluorimetric aptamer binding assays // Biotechniques. 2019. Vol. 66. P. 121-127.

[221] Tan Y. et al. DNA aptamers that target human glioblastoma multiforme cells overexpressing epidermal growth factor receptor variant III in vitro // Acta Pharmacol. Sinica. 2013. Vol. 34. P. 1491-1498.

[222] Wu X. et al. Cell-SELEX aptamer for highly specific radionuclide molecular imaging of glioblastoma in vivo. PLoS One 2014. Vol. 9. P. e90752.

[223] Liu Y. et al. Aptamers selected against the unglycosylated EGFRvIII ectodomain and delivered intracellularly reduce membrane-bound EGFRvIII and induce apoptosis // Biol. Chem. 2009. Vol. 390. P. 137-144.

[224] Li N. et al. Inhibition of cell proliferation by an anti-EGFR aptamer // PLoS One. 2011. Vol. 6. P. e20299.

[225] Esposito C.L. et al. A neutralizing RNA aptamer against EGFR causes selective apoptotic cell death // PLoS One. 2011. Vol. 6. P. e24071.

[226] Li N. et al. Directed evolution of gold nanoparticle delivery to cells // Chem. Commun. (Camb.) 2010. Vol. 46. P. 392-394.

[227] Cheng S. et al. PET imaging of EGFR expression using an 18F-labeled RNA aptamer // Eur. J. Nucl. Med. Mol. Imaging. 2019. Vol. 46. P. 948-956.

[228] Park N.J. et al. Measurement of cetuximab and panitumumab-unbound serum EGFR extracellular domain using an assay based on slow off-rate modified aptamer (SOMAmer) reagents // PLoS One. 2013. Vol. 8. P. e71703.

[229] Camorani S. et al. Aptamer targeting EGFRvIII mutant hampers its constitutive autophosphorylation and affects migration, invasion and proliferation of glioblastoma cells // Oncotarget. 2015. Vol. 6. P. 37570-37587.

[230] Zhang X. et al. Effects of aptamer to U87-EGFRvIII Cells on the proliferation, radiosensitivity, and radiotherapy of glioblastoma cells // Mol. Ther. Nucleic Acids. 2018. Vol. 10. P. 438-449.

[231] Ferguson K.M. Structure-based view of epidermal growth factor receptor regulation // Annu. Rev. Biophys. 2008. Vol. 37. P. 353-373.

[232] Интернет-ресурс Creative Diagnostics, доступен по адресу https://www.creative-diagnostics.com/egf-egfr-signaling-pathway.htm

[233] Simon N., FitzGerald D. Immunotoxin therapies for the treatment of epidermal growth factor receptor-dependent cancers // Toxins (Basel). 2016. Vol. 8, № 5. P. 137.

[234] Shu D. et al. Systemic delivery of anti-miRNA for suppression of triple negative breast cancer utilizing RNA nanotechnology // ACS Nano. 2015. Vol. 9. P. 9731-9740.

[235] Dong J. et al. EGFR aptamer-conjugated liposome-polycation-DNA complex for targeted delivery of SATB1 small interfering RNA to choriocarcinoma cells // Biomed. Pharmacother. 2018. Vol. 107. P. 849-859.

[236] Kim M.W. et al. Cancer-targeted nucleic acid delivery and quantum dot imaging using EGF receptor aptamer-conjugated lipid nanoparticles // Sci. Rep. 2017. Vol. 7, № 1. P. 9474.

[237] Kim M.W. et al. Anti-EGF receptor aptamer-guided co-delivery of anti-cancer siRNAs and quantum dots for theranostics of triple-negative breast cancer // Theranostics. 2019. Vol. 9. P. 837-852.

[238] Kratschmer C., Levy M. Targeted delivery of auristatin-modified toxins to pancreatic cancer using aptamers // Mol. Ther. Nucleic Acids. 2018. Vol. 10. P. 227236.

[239] Wan Y. et al. Capture, isolation and release of cancer cells with aptamer-functionalized glass bead array // Lab. Chip. 2012. Vol. 12. P. 4693-4701.

[240] Wang L. et al. Detection of single tumor cell resistance with aptamer biochip // Oncology Lett. 2012. Vol. 4. P. 935-940.

[241] Melancon M.P. et al. Selective uptake and imaging of aptamer- and antibody-conjugated hollow nanospheres targeted to epidermal growth factor receptors overexpressed in head and neck cancer // ACS Nano. 2014. Vol. 85. P. 4530-4538.

[242] Tang J. Aptamer-conjugated PEGylated quantum dots targeting epidermal growth factor receptor variant III for fluorescence imaging of glioma // Int. J. Nanomed. 2017. Vol. 12. P. 3899-3911.

[243] Okamoto A., Kanatani K., Saito I. Pyrene-labeled base-discriminating fluorescent DNA probes for homogeneous SNP typing // J. Am. Chem. Soc. 2004. Vol. 126. P. 4820-4827.

[244] Gruber A.R. et al. The Vienna RNA websuite // Nucleic Acids Res. 2008. Vol. 36. P. W70-W74.

[245] Krall J.A., Beyer E.M., MacBeath G. High- and low-affinity epidermal growth factor receptor-ligand interactions activate distinct signaling pathways // PLoS One. 2011. Vol. 6. P. e15945.

[246] Jones J.T., Akita R.W., Sliwkowski M.X. Binding specificities and affinities of EGF domains for ErbB receptors // FEBS Lett. 1999. Vol. 447. P. 227-231.

[247] Wang T. et al. Three decades of nucleic acid aptamer technologies: lessons learned, progress and opportunities on aptamer development // Biotechnol. Adv. 2019. Vol. 37. P. 28-50.

[248] Yamana K. et al. Bispyrene labeled DNA aptamer as an intelligent fluorescent biosensor // Bioorg. Med. Chem. Lett. 2003. Vol. 13. P. 3429-3431.

329

[249] Jablonski A. et al. Pyrene-nucleobase conjugates: synthesis, oligonucleotide binding and confocal bioimaging studies // Beilstein J. Org. Chem. 2017. Vol. 13. P. 2521-2534.

[250] 0stergaard M.E., Hrdlicka P.J. Pyrene-functionalized oligonucleotides and locked nucleic acids (LNAs): tools for fundamental research, diagnostics, and materials science // Chem. Soc. Rev. 2011. Vol. 40. P. 5771-5788.

[251] Smith A.M., McCullers J.A. Secondary bacterial infections in influenza virus infection pathogenesis // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2014. Vol. 385. P. 327-356.

[252] Интернет-ресурс World Health Organization, доступен по адресу http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs211/en/

[253] Steel J., Lowen A.C. Influenza A virus reassortment // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2014. Vol. 385. P. 377-401.

[254] Ayllon J., García-Sastre A. The NS1 protein: a multitasking virulence factor // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2015. Vol. 386. P. 73-107.

[255] Li C., Chen H. Enhancement of influenza virus transmission by gene reassortment // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2014. Vol. 385. P. 185-204.

[256] Neumann G., Kawaoka Y. Transmission of influenza A viruses // Virology. 2015. Vol. 479-480. P. 234-246.

[257] Shi Y. et al. Enabling the 'host jump': structural determinants of receptor-binding specificity in influenza A viruses // Nat. Rev. Microbiol. 2014. Vol. 12. P. 822-831.

[258] Shaw M.L., Palese P. Orthomyxoviridae. In: Knipe D.M., Howley P., Eds. Fields Virology. 6th ed. Philadelphia: Lippincott Williams & Wilkins, Wolters Kluwer business 2013; pp. 1151-1185.

[259] Bottcher-Friebertshauser E. et al. The hemagglutinin: a determinant of pathogenicity // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2014. Vol. 385. P. 3-34.

[260] Velkov T. et al. The antigenic architecture of the hemagglutinin of influenza H5N1 viruses // Mol. Immunol. 2013. Vol. 56. P. 705-719.

[261] Waterfield M.D. et al. Structure of the haemagglutinin of influenza virus // Br. Med. Bull. 1979. Vol. 35. P. 57-63.

[262] Bullough P.A. et al. Structure of influenza haemagglutinin at the pH of membrane fusion // Nature. 1994. Vol. 371. P. 37-43.

[263] Weis W.I. et al. Refinement of the influenza virus hemagglutinin by simulated annealing // J. Mol. Biol. 1990. Vol. 212. P. 737-761.

[264] Chen J. et al. Structure of the hemagglutinin precursor cleavage site, a determinant of influenza pathogenicity and the origin of the labile conformation // Cell. 1998. Vol. 95. P. 409-417.

[265] Wiley D.C., Wilson I.A., Skehel J.J. Structural identification of the antibody-binding sites of Hong Kong influenza haemagglutinin and their involvement in antigenic variation // Nature. 1981. Vol. 289. P. 373-378. 10.1038/289373a0

[266] Weis W. et al. Structure of the influenza virus haemagglutinin complexed with its receptor, sialic acid // Nature. 1988. Vol. 333. P. 426-431.

[267] Kornfeld R., Kornfeld S. Assembly of asparagine-linked oligosaccharides // Annu. Rev. Biochem. 1985. Vol. 54. P. 631-664.

[268] Nobusawa E. et al. Comparison of complete amino acid sequences and receptor-binding properties among 13 serotypes of hemagglutinins of influenza viruses // Virology. 1991, Vol. 182. P. 475-485.

[269] Gerhard W. et al. Antigenic structure of influenza virus haemagglutinin defined by hybridoma antibodies // Nature. 1981. Vol. 290. P. 713-716.

[270] Caton A.J., Brownlee G.G. The antigenic structure of the influenza virus A/PR/8/34 hemagglutinin (H1 subtype) // Cell. 1982. Vol. 31. P. 417-427.

[271] Wilson I.A., Skehel J.J., Wiley D.C. Structure of the haemagglutinin membrane glycoprotein of influenza virus at 3 A resolution // Nature. 1981. Vol. 89. P. 366-373.

[272] Varki A. et al. Essentials of Glycobiology, 2nd Ed., Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY. 2009.

[273] Keil W. et al. Carbohydrates of influenza virus. Structural elucidation of the individual glycans of the FPV hemagglutinin by two-dimensional 1H NMR and methylation analysis // EMBO J. 1985. Vol. 4. P. 2711-2720.

[274] Skehel J.J. et al. A carbohydrate side chain on hemagglutinins of Hong Kong influenza viruses inhibits recognition by a monoclonal antibody // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. Vol. 81. P. 1779-1783.

[275] Choi S.K. et al. DNA aptamers against the receptor binding region of hemagglutinin prevent avian influenza viral infection // Mol. Cells. 2011. Vol. 32. P. 527-533.

[276] Wang R. et al. Selection and characterization of DNA aptamers for use in detection of avian influenza virus H5N1 // J. Virol. Methods. 2013. Vol. 189, № 2. P. 362-369.

[277] Wongphatcharachai M. et al. Neutralizing DNA aptamers against swine influenza H3N2 viruses // J. Clin. Microbiol. 2013. Vol. 51, № 1. P. 46-54.

[278] Jeon S.H. et al. A DNA aptamer prevents influenza infection by blocking the receptor binding region of the viral hemagglutinin // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, № 46. P. 48410-48419.

[279] Musafia B., Oren-Banaroya R., Noiman S. Designing anti-influenza aptamers: novel quantitative structure activity relationship approach gives insights into aptamer - virus interaction // PLoS One. 2014. Vol. 9, № 5. P. e97696.

[280] Shiratori I. et al. Selection of DNA aptamers that bind to influenza A viruses with high affinity and broad subtype specificity // Biochem. Biophys. Res. Comm. 2014. Vol. 443. P. 37-41.

[281] Cheng C. et al. Potent inhibition of human influenza H5N1 virus by oligonucleotides derived by SELEX // Biochem. Biophys. Res. Comm. 2008. Vol. 366. P. 670-674.

[282] Zhang Y. et al. Two DNA aptamers against avian influenza H9N2 virus prevent viral infection in cells // PLoS One. 2015. Vol. 10, № 3. P. e0123060.

[283] Kukushkin V.I. et al. Highly sensitive detection of influenza virus with SERS aptasensor // PLoS One. 2019. Vol. 14, № 4. P. e0216247.

[284] Бунин Д.А. Дипломная работа «Олигомерные ДНК-аптамеры к гемагглютинину вируса гриппа» под рук. Завьяловой Е.Г., Копылова А.М. Москва. 2020.

[285] Иванов Н.М. Дипломная работа «Разработка тест-системы для детекции вируса гриппа на основе ДНК-аптамеров» под рук. Завьяловой Е.Г., Копылова А.М. Москва. 2019.

[286] Driscoll A.J., Harpster M.H., Johnson P.A. The development of surface-enhanced Raman scattering as a detection modality for portable in vitro diagnostics: progress and challenges // Phys. Chem. Chem. Phys. 2013. Vol. 47. P. 20415-20433.

[287] Moore T.J. et al. In vitro and in vivo SERS biosensing for disease diagnosis // Biosensors (Basel). 2018. Vol. 8. № 2. P. 46.

[288] Novotny L. From near-field optics to optical antennas // Physics Today. 2011. Vol. 64, № 7. P. 47-52.

[289] Henry A.I. et al. Surface-enhanced Raman spectroscopy biosensing: in vivo diagnostics and multimodal imaging // Anal. Chem. 2016. Vol. 88. P. 6638-6647.

[290] Charles D.E. et al. Versatile solution phase triangular silver nanoplates for highly sensitive plasmon resonance sensing // ACS Nano. 2010. Vol. 4, № 1. P. 5564.

[291] Kukushkin V.I. et al. Combined dielectric and plasmon resonance for giant enhancement of Raman scattering // JETP Lett. 2016. Vol. 103, № 8. P. 508-512.

[292] Lee K.E., Hesketh A.V., Kelly T.L. Chemical stability and degradation mechanisms of triangular Ag, Ag-Au, and Au nanoprisms // Phys. Chem. Chem. Phys. 2014. Vol. 16, № 24. P. 12407-12414.

[293] Luo S.C. et al. Nanofabricated SERS-active substrates for single-molecule to virus detection in vitro: a review // Biosens. Bioelectron. 2014. Vol. 61. P. 232-240.

[294] Netzer N.L. et al. Gold-silver bimetallic porous nanowires for surface-enhanced Raman scattering // Chem. Commun. (Camb.). 2011. Vol. 47, № 34. P. 9606-9608.

[295] Lal S., Link S., Halas N.J. Nano-optics from sensing to wave guiding // Nature Photon. 2007. Vol. 1. 641-648.

[296] Wang Y. et al. Highly sensitive and automated surface enhanced Raman scattering-based immunoassay for H5N1 detection with digital microfluidics // Anal. Chem. 2018. Vol. 90, № 8. P. 5224-5231.

[297] Szlag V.M. et al. Molecular affinity agents for intrinsic surface-enhanced Raman scattering (SERS) sensors // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2018. Vol. 10, № 38. P. 31825-31844.

[298] Kaminska A. et al. Detection of Hepatitis B virus antigen from human blood: SERS immunoassay in a microfluidic system // Biosens. Bioelectron. 2015. Vol. 66. P. 461-467.

[299] Lopez A. et al. SERS immunoassay based on the capture and concentration of antigen-assembled gold nanoparticles // Talanta. 2016. Vol. 146. P. 388-393.

[300] Neng J. et al. Surface-enhanced Raman scattering (SERS) detection of multiple viral antigens using magnetic capture of SERS-active nanoparticles // Biosens. Bioelectron. 2013. Vol. 41. P. 316-321.

[301] Penn M.A., Drake D.M., Driskell J.D. Accelerated surface-enhanced Raman spectroscopy (SERS)-based immunoassay on a gold-plated membrane // Anal. Chem. 2013. Vol. 85, № 18. P. 8609-8617.

[302] Wigginton R.K., Vikesland P.J. Gold-coated polycarbonate membrane filter for pathogen concentration and SERS-based detection // Analyst. 2010. Vol. 135, № 6. P. 1320-1326.

[303] Yang Y. et al. Preparation of Au-Ag, Ag-Au core-shell bimetallic nanoparticles for surface-enhanced Raman scattering // Scripta Materialia. 2008. Vol. 58, № 10. P. 862-865.

[304] Kukushkin V.I., Van'kov B., Kukushkin V. Long-range manifestation of surface-enhanced Raman scattering // JETP Lett. 2013. Vol. 98, № 2. P. 64-69.

[305] Meshik X. et al. Biomedical applications of quantum dots, nucleic acid-based aptamers, and nanostructures in biosensors // Crit. Rev. Biomed. Eng. 2015. Vol. 43, № 4. P. 277-296.

[306] Sassolas A., Blum L.J., Leca-Bouvier B.D. Optical detection systems using immobilized aptamers // Biosens. Bioelectron. 2011. Vol. 26, № 9. P. 3725-3736.

[307] Sun H., Zu Y. Aptamers and their applications in nanomedicine // Small. 2015. Vol. 11, № 20. P. 2352-2364.

[308] Wang G. et al. Nanomaterial-assisted aptamers for optical sensing // Biosens. Bioelectron. 2010. Vol. 25, № 8. P. 1859-1868.

[309] Kramberger P. et al. Evaluation of nanoparticle tracking analysis for total virus particle determination // Virol. J. 2012. Vol. 9. P. 265.

[310] Bai H. et al. A SPR aptasensor for detection of avian influenza virus H5N1 // Sensors (Basel). 2012. Vol. 12, № 9. P. 12506-12518.

[311] Wang R., Li Y. Hydrogel based QCM aptasensor for detection of avian influenza virus // Biosens. Bioelectron. 2013. Vol. 42. P. 148-155.

[312] Wang R., Xu L., Li Y. Bio-nanogate controlled enzymatic reaction for virus sensing // Biosens. Bioelectron. 2015. Vol. 67. P. 400-407.

[313] Zavyalova E., Kopylov A. Aptamers to hemagglutinin: a novel tool for influenza virus recognition and neutralization // Curr. Pharm. Des. 2016. Vol. 22, № 31. P. 4835-4853.

[314] Kiilerich-Pedersen K. et al. High sensitivity point-of-care device for direct virus diagnostics // Biosens. Bioelectron. 2013. Vol. 49. P. 374-379.

[315] Pang Y. et al. SERS molecular sentinel for the RNA genetic marker of PB1-F2 protein in highly pathogenic avian influenza (HPAI) virus // Biosens. Bioelectron. 2014. Vol. 61. P. 460-465.

[316] Moon J. et al. Facile and sensitive detection of influenza viruses using SERS antibody probes // RSC Adv. 2016. Vol. 6. P. 84415-84419.

[317] Zengin A., Tamer U., Caykara T. SERS detection of hepatitis B virus DNA in a temperature-responsive sandwich-hybridization assay: SERS detection of HBV DNA // J. Raman Spectrosc. 2017. Vol. 48. P. 668-672.