Физиологические процессы в периферическом вкусовом органе. Механизмы электрогенеза, возбудимости и афферентной нейропередачи тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, доктор биологических наук Романов, Роман Александрович

• Романов, Роман Александрович
• доктор биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации доктор биологических наук Романов, Роман Александрович

I. ВВЕДЕНИЕ.

II. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

II. 1. Организация периферического вкусового анализатора.

II. 1.1. Устройство периферического вкусового рецепторного органа.

II. 1.2. Морфологический и функциональный анализ клеток вкусовой почки.

II. 1.3. Электрофизиологический анализ клеток вкусовой почки. Поиск критериев для идентификации вкусовых клеток.

II.2. Рецепторы вкусовых клеток. Трансдукция вкусовых стимулов, опосредованная системой вторичных мессенджеров.

II.2.1. Трансдукция горьких и сладких стимулов. Вкусовые рецепторы T1R и T2R.

II. 2.2. Роль фосфоинозитидного каскада в трансдукции горького, сладкого и умами. Внутриклеточные каскады в микровиллярных и цилиарных хемосенсорных клетках. 18 П.2.3.Роль IP3-зависимого выхода кальция из внутриклеточных депо в трансдукции вкусовых стимулов.

II.2.4. Роль гастдуцина во вкусовой трансдукции.

II.3. Ионные каналы вкусовых клеток.

11.3.1. Ионные каналы как детекторы вкусовых стимулов.

11.3.2. Потенциал-зависимые ионные каналы вкусовых клеток.

НА. Первичные медиаторы. Методы и подходы для исследования секреции.

11.4.1. Иммуноцитохимические методы и биохимические методы анализа клеточного содержимого.

11.4.2. Жидкостная хроматография на микроколонках, капиллярный электрофорез.

II. 4.3. Микродиализ и медленно текущая двухтактная перфузия.

II.4.4. Микроэлектродная вольтамперометрия.

П.4.5.Энзиматические биосенсоры.

II.4.6. Клеточные биосенсоры.

II.5. Межклеточные коммуникации во вкусовой почке.

11.5.1. Первичные мессенджеры во вкусовой почке.

11.5.2. АТФ как афферентный вкусовой нейромедиатор.

11.5.3. Выброс АТФ.

III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

III. 1. Выделение вкусовых клеток.

111.2. Культура клеток и трансфекция.

111.3. Электрофизиологические эксперименты.

111.4. Мониторинг внутриклеточного кальция (Ca-imaging).

111.5. Клеточные биосенсоры для АТФ и серотонина. Поиск и получение.

III. 5.1. Клеточные сенсоры на основе эндогенных рецепторов.

III.5.2. Клеточный сенсор к АТФ на основе экзогенных рецепторов.

IV. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

IV.1. Идентификация вкусовых клеток.

IV. 1.1. Идентификация вкусовых клеток на основе электрофизиологических критериев.

IV. 1.2. Определение морфофункциональных клеточных типов, соответствующих электрофизиологически идентифицированным.

IV. 1.3. Неинвазивная идентификация вкусовых клеток.

IV.2. Функциональный анализ клеток типа 1.

IV.2.1. Ионные каналы клеток Iтипа.

IV.2.2. Чувствительность клеток I типа кАТФ, глутамату и ацетилхолипу.

Предполагаемая роль АТФ в паракринной регуляции.

IV. 2.3. Чувствительность клеток I типа к горькому.

IV.3. Функциональный анализ клеток типа II.

1V.3.1. Электрофизиологическая активность ионного канала TRPM5 в клетках II типа.

IV.3.2. Клетки типа II высвобождают АТФ при стимуляции.

IV.3.3. Клеточные механизмы афферентной нейропередачи. Роль потенциалов действия.

IV.3.4. Молекулярная природа АТФ-проницаемого канала клеток типа II.

Ингибиторы. Коннексины versus паннексин 1.

IV. 3.5. Роль митохондрий в афферентной нейропередаче.

IV.4. Функциональный анализ клеток типа III.

1V.4.1. Ионные каналы вкусовых клеток типа III.

IV.4.2. Роль потенциалов действия в кодировании информации. Афферентная нейропередача.

IV. 4.3. Чувствительность клеток типа III к аминокислотам и кальцию. Функциональная экспрессия кальций-чувствующего рецептора.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Романов, Роман Александрович

VI. ВЫВОДЫ.

1. Проведен функциональный анализ гетерогенной популяции вкусовых клеток в препаратах диссоциированных желобоватых, листовидных и грибовидных вкусовых сосочков с использованием электрофизиологических и фотометрических методов. Показано, что вне зависимости от типа исследуемого вкусового сосочка для популяции вкусовых клеток характерны три функциональных инварианта. Установлено, что каждый функциональный клеточный инвариант соответствует определенному морфологическому подтипу (тип I - тип III), идентифицируемому по профилю маркерных белков. Полученные корреляции позволили сформулировать функциональные критерии для идентификации индивидуальных вкусовых клеток при их исследовании физиологическими методами.

2. Изучены механизмы электрогенеза и электрической возбудимости в идентифицированных вкусовых клетках. В частности, показано, что по своим электрическим характеристикам вкусовые клетки типа III сходны с нейрональными клетками и способны генерировать пачки потенциалов действия в ответ на деполяризацию. Показано, что в клетках типа III функционируют Са2+ каналы Ь- типа, которые обеспечивают вход наружного Са2+ и выброс серотонина в ответ на деполяризацию.

3. Установлено, что клетки типа II имеют недостаточный набор ПЗ каналов и поэтому генерируют лишь одиночные потенциалы действия в ответ на электрическую стимуляцию. Между тем, вкусовые стимулы вызывают генерацию пачки потенциалов действия, за счет осциляторного характера генераторного тока.

4. Клетки типа I по своим электрорфизиологическим свойствам сходны с глиальными клетками. Показано, что в клетках типа I функционируют метаботропные рецепторы к таким нейроактивным веществам, как АТФ, АДФ, УТФ, ацетилхолин и карбахол, глутамат, которые сопряжены с фосфоинозитидным каскадом и мобилизацией I I внутриклеточного Са . Са -мобилизация сопровождается стимуляцией

4 . входящего тока через Са -активируемые СГ-каналы. Субпопуляция клеток типа I оказалась способной детектировать горькое вещество денатоний, которое вызывало мобилизацию цитозольного кальция при участии фосфоинозитидного каскада и активацию Са -активируемых СГ-каналов.

5. Отработана оригинальная методика мониторинга секреции нейроактивных веществ (АТФ," серотонина) из одиночных клеток с использованием клеточных биосенсоров на основе экзогенных/эндогенных рецепторов, сопряженных с Са2+ мобилизацией.

6. С использованием метода биосенсора впервые показано, что в желобоватых листовидных и грибовидных сосочках клетки вкусовой почки высвобождают афферентный нейромедиатор, АТФ, в ответ на вкусовую и электрическую стимуляцию. Исследованы клеточные источники и механизмы секреции АТФ вкусовыми клетками типа II. Установлено, что в секрецию вовлечен АТФ митохондриального, а не гликолизного происхождения, и что АТФ высвобождается через потенциал-зависимые АТФ-проницаемые ионные каналы без участия экзоцитоза. Впервые проанализирована роль потенциалов действия в афферентной нейропередаче во вкусовой почке и показано, что спайки обеспечивают квантовый характер высвобождении афферентного нейромедиатора АТФ из клеток типа II. Впервые разработана математическая модель потенциал-зависимой секреции АТФ при участии АТФ-проницаемых ионных каналов.

7. Проанализирована возможная роль в секреции АТФ вкусовыми клетками типа II канального белка Panxl, рассматривавшегося в качестве основного претендента на роль АТФ-проницаемого канала. С использованием совокупности методов, включая животных с нокаутированным геном Panxl, ингибиторный анализ, сравнительный биофизический анализ рекомбинантного Panxl и АТФ-проницаемых ионных каналов вкусовых клеток, впервые получены свидетельства, что канальный белок Panxl не вовлечен в секрецию АТФ во вкусовых клетках типа II. Это, в сочетании с другими данными, указывает на то, что АТФ-проницаемые каналы во вкусовых клетках типа II формируются не Panxl, а белками щелевых контактов - коннексинами.

8. Исследованы биофизические характеристики ионного канала TRPM5 in situ и в экспрессионной системе, являющегося ключевым элементом в каскаде вкусовой трансдукции в клетках типа II. Показано, что в условиях in situ повышение уровня цитозольного кальция ведет к активации TRPM5, блокируемого оксидом трифенилфосфина (ТФО), эффективно ингибирующего токи через рекомбинантный TRPM5, клонированный из вкусовых клеток. Подтверждена высокая термочувствительность TRPM5 in situ (QI0>6).

9. Впервые показано, что в клетках типа III функционально активен гептаспиральный рецептор внеклеточного кальция (CaSR), который сопряжен с фосфоинозитидным каскадом. Используя ингибиторнвый анализ, установлено, что полимодальный рецептор CaSR обеспечивает чувствительность клеток типа III к ряду аминокислот (глутамат, фенилаланин и аргинин), которые стимулируют мобилизацию депонированного Са2+ и вход наружного Са2+ через Са2+/Мп2+-проницаемые каналы. Высказано предположение, что остаточная чувствительность к аминокислотам, наблюдаемая у животных с генетически инактивированным умами рецептором T1R1/T1R3, может быть обусловлена присутствием рецептора CaSR в субпопуляци клеток типа III.

V. ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

Итак, данное исследование было посвящено анализу механизмов функционирования периферического вкусового анализатора на клеточном уровне. Одна из основных трудностей такого анализа состояла в том, что популяция клеток вкусовой почки гетерогенна и включает клетки нескольких морфологически различных типов: тип I - темные, тип II - светлые, тип III -промежуточные. Морфологические подтипы клеток отражают их функциональное различие. На сегодняшний день известно, что клетки типа II являются рецепторными для вкусовых категорий горького, сладкого и умами (вкус аминокислот); вкусовые клетки III типа ответственны за восприятие кислого, а клетки I типа, помимо глиальной функции, участвуют в рецепции соленого. Поэтому нам представлялось, что адекватное исследование молекулярных механизмов вкуса на клеточном уровне возможно только с использованием идентифицированных вкусовых клеток. Поскольку в физиологических и других экспериментах с одиночными клетками морфологические критерии обычно ненадежны и поэтому практически неприменимы, нами была поставлена задача разработать функциональные критерии для идентификации клеток различных типов. Мы

Л 1 проанализировали методами patch-clamp, Са -imaging и флуоресцентной микроскопии более 1000 одиночных вкусовых клеток, включая клетки из генетически модифицированных животных, что позволило разработать: а) простые электрофизиологические критерии; б) неинвазивные критерии для идентификации клеток типов I, II и III, включая популяцию горько-чувствующих клеток типа И. В идентифицированных вкусовых клетках были охарактеризованы ионные каналы, включая потенциал-зависимые ионные каналы и каналы, активность которых контролируется при участии внутриклеточных сигнальных каскадов. Проанализирована специфическая химическая чувствительность клеток с использованием широкого набора агонистов.

Основной упор в работе был сделан на функциональный анализ клеток II типа, которые считаются основными хемосенсорными клетками вкусовой почки, поскольку ответственны за восприятие горького, сладкого и умами. Поэтому исследование этих клеток представляло серьезный научный интерес.

В этих клетках нами впервые электрофизиологически зарегистрирован и исследован ионный канал ТЯРМ5, нокаут которого приводит к потере чувствительности к горькому, сладкому и умами. Подтверждена необычная термочувствительность канала, ранее продемонстрированная лишь на рекомбинантном Т11РМ5, которая вносит существенный вклад в зависимость вкусовых ощущений от температуры.

Долгое время оставалось неясным, каким образом клетки II типа осуществляют передачу информации о вкусе на нервные окончания, ведь в этих клетках отсутствуют классические синаптические структуры, пресинаптический белок 8ЫАР-25 и потенциал-зависимые кальциевые каналы. Данное исследование позволило ответить на этот вопрос. С использованием метода клеточного АТФ-биосенсора мы выяснили, что клетки типа II высвобождают афферентный нейромедиатор, АТФ, в ответ на деполяризацию. Выброс АТФ клетками типа II не зависел от кальция, что свидетельствовало против классического Са2+-зависимого везикулярного механизма. Исследования с применением методов флуоресцентных трейсеров и электрофизиологического анализа селективности каналов показали, что секреция АТФ обеспечивается АТФ-проницаемыми ионными каналами. Ингибиторный анализ, сравнение свойств нативных ПЗ АТФ-проницаемых каналов во вкусовых клетках с рекомбинантным паннексином1, эксперименты на мышах, нокаутных по паннексину1, а также математическое моделирование кинетических свойств этих каналов свидетельствовали о том, что во вкусовых клетках II типа АТФ-проницаемый канал формируется канальными белками из семейства коннексинов.

Важным свойством клеток II типа является их способность генерировать потенциалы действия (ПД). В то же время другие вторичные сенсорные клетки, не имеющих аксонов, например фоторецепторы позвоночных и волосковые клетки органа Корти не используют ПД для кодирования и передачи сенсорной информации и не способны их генерировать. Поэтому целесообразность генерации ПД для вкусовой трансдукции была не вполне ясна. При исследовании потенциал-зависимости выброса АТФ из вкусовых клеток типа II с применением метода клеточного АТФ-биосенсора мы обнаружили, что зависимость АТФ-секреции от мембранного потенциала характеризуется крутой S-образной кривой с порогом —10-0мВ. При такой крутой пороговой характеристике, градуальные рецепторные потенциалы не способны вызывать высвобождение афферентного нейромедиатора в широком диапазоне рецепторных потенциалов. Однако, если стимул-зависимая деполяризация сопровождается генерацией ПД, частота или количество которых пропорциональны величине рецепторного потенциала, то тогда количество высвободившегося АТФ будет пропорционально интенсивности вкусового стимула. Это обеспечивает адекватное кодирование сенсорной информации, а за счет высокой крутизны зависимости высвобождения АТФ от потенциала фактически происходит квантовый (т.е. унифицированный по кинетике и величине) выброс АТФ в ответ на каждый ПД через неселективные ионные каналы.

С использованием 2 типов АТФ-сенсоров (АТФ- и АТФ/АДФ-специфичного) мы показали, что при потенциал-зависимой нейротрансмиссии основной пул АТФ для высвобождения имеет митохондриальное а не гликолизное происхождение. С учетом литературных данных, полученных с помощью электронной микроскопии, о локализации в непосредственной близости к плазматической мембране специфической митохондрии во вкусовых клетках типа II, а также наших косвенных свидетельств о падении интенсивности выброса АТФ и индукции входа кальция при деполяризации клеток II типа с деградировавшей ультраструктурой, мы предполагаем, что в клетках типа II функционирует специальный компартмент, включающий коннексоны плазматической мембраны и локализованную рядом митохондрию, служащий для высвобождения АТФ в акте вкусовой нейропередачи.

Мы также показали, что приложенный ток при электростимуляции вкусовых клеток типа III перекодировался ими в частотные характеристики серии потенциалов действия пропорционально интенсивности стимула. Сопровождающая данное явление деполяризация клеток типа III приводила к резкому подъему уровня цитозольного кальция за счет активации ПЗ Са2+-каналов, что стимулировало высвобождение серотонина. Такие свойства клеток III типа позволяют хорошо объяснить то, как эти клетки кодируют и передают сенсорную информацию о кислом.

Удивительно было обнаружить, что клетки типа III также чувствительны к наружному кальцию и широкому спектру аминокислот: фенилаланин, аргинин и глутамат, а также высокий экстраклеточный кальций вызывали в клетках данного типа кальциевые ответы, опосредованные выходом в клетку депонированного кальция и входом через кальций-проницаемые ионные каналы. Анализ при помощи специфических агонистов (ЫРБ 11-568, неомицин) позволил нам утверждать, что данная чувствительность обеспечивается функциональной активностью в этих клетках кальций-чувствующего рецептора (СаБЯ). Возможно, данное свойство вкусовых клеток типа III связано напрямую с вкусовой чувствительностью, поскольку глутамат вызывает негативную реакцию у мышей с нокаутом ТШЗ-рецептора (УазиггШБи е1 а1, 2012), а повышение кальция характеризуется горьким ощущением. Хотя также остается вероятным, что данный рецептор опосредует модуляцию клеток типа III эфферентными нервными окончаниями, так как недавно были получены свидетельства в пользу участия глутамата в эфферентной нейромодуляции клеток вкусовой почки.

Исследование функциональных свойств популяции клеток типа I показало, что эти клетки обладают уникальными для вкусовой почки рецепторными свойствами - именно среди клеток данного типа оказались клетки, чувствительные к ряду агонистов: АТФ и УТФ, АДФ, ацетилхолин и глутамат в микромолярных концентрациях стимулировали мобилизацию кальция и активацию кальций-активируемого хлорного канала в клетках этого типа. Как известно, клетки I типа несут на плазматической мембране экто-АТФ-азу NTPDase2, гидролизующую экстраклеточный АТФ до АМФ, и глиа-специфичный глутамат/аспартат транспортер (GLAST), закачивающий экстраклеточный глутамат в клетки. Кроме того, эти клетки имеют крыловидные отростки, которые создают физический барьер между клетками вкусовой почки и, по-видимому, ограничивают межклеточное пространство с нервными окончаниями от растекания нейромедиатора. В апикальной части этих клеток имеются электроноплотные гранулы, которые, возможно, секретируются во вкусовую пору. Мы полагаем, что уникальная для вкусовой почки чувствительность клеток типа I к различным нейроактивным веществам позволяет им регулировать выполнение глиальных функций и запускать различные адаптационные механизмы при наличии нейромедиаторов в межклеточном пространстве, например, модулируя активность ШТ)азы2 и GLAST, а также индуцируя секрецию во вкусовую пору.

Интересно, что клетки типа I оказались хорошо отвечающими на денатоний повышением уровня цитозольного кальция. Роль данной сигнализации остается не ясной, однако сам факт говорит о том, что денатоний не следует использовать в качестве вкусового стимула для исследования трансдукционных механизмов на неидентифицированных I клетках, что пока является достаточно распространенной исследовательской практикой.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Романов, Роман Александрович, 2012 год

1. Abbaffy Т, Trubey KR, Chaudhari N. Adenylyl cyclase expression and modulation of cAMP in rat taste cells. II Am J Physiol Cell Physiol. 2003.284, 1420-1428.

2. Abraham EH, Prat AG, Gerweck L, Seneveratne T, Arceci RJ, Kramer R, Guidotti G, Cantiello HF. The multidrug resistance (mdrl) gene product functions as an ATP channel. // Proc Natl Acad Sci USA. 1993. 90, 312-316.

3. Adler E, Hoon MA, Mueller KL, Chandrashekar J, Ryba NJP, Zuker CS. Novel Family of Mammalian Taste Receptors. // Cell. 2000. 100, 693-702.

4. Akabas M, Dodd J, Awqati Q. Identification of electrophysiological^ distinct subpopulations of rat taste cells. // JMembr Biol. 1990. 114 (1), 71-8.

5. Avenet P, Lindemann B. Amiloride-blockable sodium currents in isolated taste receptor cells. IIJ Membrane Biol 1988. 105,245-255.

6. Avenet P, Lindemann B. Noninvasive recording of receptor cell action potentials and sustained currents from single taste buds maintained in the tongue: the response to mucosal NaCl and amiloride. IIJ Membr Biol. 1991. 124, 33-41.

7. Bao L, Locovei S, Dahl G. Pannexin membrane channels are mechanosensitive conduits for ATP. // FEBSLett. 2004. 572, 65-68.

8. Bartel DL, Sullivan SL, Lavoie EG, Sevigny J, Finger ТЕ. Nucleoside triphosphate diphosphohydrolase-2 is the Ecto-ATPase of type I cells in taste buds. // J Comp Neurol. 2006. 497: 1-12.

9. Baryshnikov SG, Rogachevskaja OA, Kolesnikov SS. Cacium signaling mediated by P2Y receptors in mouse taste cells. // JNeurophysiol. 2003. 90,3283-3294.

10. Behe P, DeSimone JA, Avenet P, Lindemann B. Membrane currents in taste cells of the rat fungiform papilla. Evidence for two types of Ca currents and inhibition of К currents by saccharin. IIJ Gen Physiol. 1990. 96,1061-1084.

11. Beidler LM, Smallman RL. Renewal of cells within taste buds. // J Cell Biol. 1965. 27(2), 263-72.

12. Beis I, Newsholme EA. The contents of adenine nucleotides, phosphagens and some glycolytic intermediates in resting muscles from vertebrates and invertebrates. // Biochem J. 1975.152,23-32.

13. Bell PD, Lapointe J-Y, Sabirov R, Hayashi S, Peti-Peterdi J, Manabe К, Ко vacs G, Okada Y. Macula densa cell signaling involves ATP release through a maxi anion channel. // Proc Natl Acad Sci USA. 2003.100,4322-4327.

14. Benos DJ, Stanton BA. Functional domain within the degenerin/epithelial sodium channel (Deg/ENaC) superfamily of ion channels. IIJ Physiol. 1999. 520,631-644.

15. Bernhardt SJ, Nairn M, Zehavi U, Lindemann B. Changes in IP3 and cytosolic Ca2+ in response to sugars and non-sugar sweeteners in transduction of sweet taste in the rat. // J Physiol. 1996. 490,25-36.

16. Bianchi L, Driscoll M. Protons at the gate: DEG/ENaC ion channels help us feel and remember. II Neuron. 2002. 34,337-340.

17. Bigiani A, Delay RJ, Chaudhari N, Kinnamon SC, Roper SD. Responses to glutamate in rat taste cells. IIJ Neurophysiol. 1997. 77, 3048-3059.

18. Bigiani A, Ghiaroni V, Fieni F. Channels as taste receptors in vertebrates. // Progress in Biophysics & Molecular Biology. 2003. 83,193-225.

19. Bigiani A. Mouse taste cells with glia-like membrane properties. // JNeurophysiol. 2001a. 85,1552-1560.

20. Bigiani A. Amiloride-sensitive sodium currents in identified taste cells of the frog. // NeuroReport. 2001b. 12,1315-1321.

21. Bigiani AR, Roper SD. Mediation of responses to calcium in taste cells by modulation of a potassium conductance. // Science. 1991.252,126-128.

22. Bo X, Alavi A, Xiang Z, Oglesby I, Ford A, Burnstock G. Localization of ATP-gated P2X2 and P2X3 receptor immunoreactive nerves in rat taste buds. // Neuroreport. 1999. 10, 1107-1111.

23. Bodin P, Burnstock G. Purinergic signalling: ATP Release. // Neurochem Res. 2001. 26, 959-969.

24. Boughter JD, Pumplin DW, Yu C, Christy RC, Smith DV. Differential expression of alpha-gustducin in taste bud populations of the rat and hamster. // J Neurosci. 1997. 17, 28522858.

25. Breitwieser GE, Miedlich SU, Zhang M. Calcium sensing receptors as integrators of multiple metabolic signals. // Cell Calcium. 2004. 35,209-216.

26. Bruzzone R, Barbe MT, Jakob NJ, Monyer H. Pharmacological properties of homomeric and heteromeric pannexin hemichannels expressed in Xenopus oocytes. // J Neurochem. 2005. 92,1033-1043.

27. Bruzzone R, Hormuzdi SG, Barbe MT, Herb A, Monyer H. Pannexins, a family of gap junction proteins expressed in brain. // Proc Natl Acad Sei USA. 2003. 100,13644-13649.

28. Bungay PM, Newton-Vinson P, Isele W, Garris PA, Justice JB. Microdialysis of dopamine interpreted with quantitative model incorporating probe implantation trauma. // J Neurochem. 2003. 86,932-946.

29. Burger PM, Mehl E, Cameron PL, Maycox PR, Baumert M, Lottspeich F, De Camilli P, Jahn R. Synaptic vesicles immunoisolated from rat cerebral cortex contain high levels of glutamate. II Neuron. 1989. 3, 715-720.

30. Burnstock G. The past, present and future of purine nucleotides as signalling molecules. // Neuropharmacology. 1997. 36,1127-1139.

31. Bystrova MF, Yatzenko YE, Fedorov IV, Rogachevskaja OA, Kolesnikov SS. P2Y isoforms operative in mouse taste cells. // Cell and Tissue Research. 2006. 323, 377-382.

32. Caicedo A, Jafri MS, Roper SD. In Situ Ca2+ Imaging Reveals Neurotransmitter Receptors for Glutamate in Taste Receptor Cells. II J Neurosci. 2000.20,7978-7985.

33. Caicedo A, Kim KN, Roper SD. Glutamate-induced cobalt uptake reveals non-NMDA receptors in rat taste cells. // J Comp Neurol. 2000b. 417, 315-24.

34. Caicedo A, Pereira E, Margolskee RF, Roper SD. Role of the G-protein subunit alpha-gustducin in taste cell responses to bitter stimuli. // JNeurosci. 2003.23, 9947-9952.

35. Chandrashekar J, Mueller KL, Hoon MA, Adler E, Feng L, Guo W, Zuker CS, Ryba N. T2Rs Function as Bitter Taste Receptors. // Cell. 2000.100,703-711.

36. Chang HT, Yeung ES. Determination of catecholamines in single adrenal medullary cells by capillary electrophoresis and laser-induced native fluorescence. // Anal. Chem. 1995. 67, 1079-1083.

37. Chan-Palay V, Jonsson G, Palay SL. Serotonin and substance P coexist in neurons of the rat's central nervous system. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1978. 75, 1582-1586.

38. Chaudhari N, Landin AM, Roper SD. A novel metabotropic glutamate receptor is a taste receptor for monosodium L-glutamate. // Nat Neurosci. 2000. 3, 113-119.

39. Chaudhari N, Pereira E, Roper SD. Taste receptors for umami: the case for multiple receptors. //Am J Clin Nutr. 2009. 90, 738S-742S.

40. Chaudhari N, Yang H, Lamp C, Delay E, Cartford C, Than T, Roper S. The taste of monosodium glutamate, Membrane receptors in taste buds. // JNeurosci. 1996. 16,3817-3826.

41. Chaytor AT, Evans WH, Griffith TM. Peptides homologous to extracellular loop motifs of connexin 43 reversibly abolish rhythmic contractile activity in rabbit arteries. IIJ Physiol. 1997. 503,99-110.

42. Chaytor AT, Martin PE, Edwards DH, Griffith TM. Gap junctional communication underpins EDHF-type relaxations evoked by ACh in the rat hepatic artery. II Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2001.280, H2441-H2450.

43. Chen G, Ewing AG. Chemical analysis of single cells and exocytosis. // Crit, Rev. Neurobiol. 1997. 11,59-90.

44. Chen G, Gavin PF, Luo G, Ewing AG. Observation and quantitation of exocytosis from the cell body of a fully developed neuron in planorbis corneus. II J Neurosci. 1995. 15, 77477755.

45. Chen KC, Budygin EA. Extracting the basal extracellular dopamine concentrations from the evoked responses: re-analysis of the dopamine kinetics. IIJ Neurosci Methods. 2007. 164, 27-42.

46. Chen Y, Herness MS. Electrophysiological actions of quinine on voltagedependent currents in dissociated rat taste cells. // PJlugers Arch. 1997. 434,215-26.

47. Chen YS, Sun XD, Herness MS. Characteristics of action potentials and their underlying outward currents in rat taste receptor cells. // JNeurophysiol. 1996. 75, 820-31.

48. Clapp TR, Medler KF, Damak S, Margolskee RF, Kinnamon SC. Mouse taste cells with G protein-coupled taste receptors lack voltage-gated calcium channels and SNAP-25. // BMC Biol. 2006. 4, 7.

49. Clapp TR, Stone LM, Margolskee RF, Kinnamon SC. Immunocytochemical evidence for co-expression of Type III receptor with signaling components of bitter taste transduction. // Neuroscience. 2001. 6,2-10.

50. Clapp TR, Trubey KR, Vandenbeuch A, Stone LM, Margolskee RF, Chaudhari N, Kinnamon SC. Tonic activity of Galpha-gustducin regulates taste cell responsivity. // FEBS Lett. 2008. 582,3783-3787.

51. Clapp TR, Yang R, Stoick CL, Kinnamon SC, Kinnamon JC. Morphologic characterization of rat taste receptor cells that express components of the phospholipase C signaling pathway. // J Comp Neurol. 2004. 468, 311-321.

52. Consolazione A, Milstein C, Wright B, Cuello AC. Immunocytochemical detection of serotonin with monoclonal antibodies. // JHistochem Cytochem. 1981. 29,1425-1430.

53. Cotrina ML, Lin JH, Alves-Rodrigues A, Liu S, Li J, Azmi-Ghadimi H, Kang J, Naus CC, Nedergaard M. Connexins regulate calcium signaling by controlling ATP release. // Proc Natl AcadSci USA. 1998. 95, 15735-15740.

54. Crank J. The Mathematics of Diffusion. 1st ed. Oxford University Press, Oxford, UK. 1985.432 pp.

55. Cruciani V, Mikalsen SO. The vertebrate connexin family. // Cell Mol Life Sci. 2006. 63, 1125-1140.

56. Cummings TA, Kinnamon SC. Apical K+-channels in Necturus taste cells. Modulation by intracellular factors and taste stimuli. // J Gen Physiol. 1992. 99, 591-613.

57. Dale N. Dynamic ATP signalling and neural development. IIJ Physiol. 2008. 586, 24292436.

58. Damak S, Rong M, Yasumatsu K, Kokrashvili Z, Pérez CA, Shigemura N, Yoshida R, Mosinger B Jr, Glendinning JI, Ninomiya Y, Margolskee RF. Trpm5 null mice respond to bitter, sweet, and umami compounds. // Chem Senses. 2006. 31,253-64.

59. De Fazio RA, Dvoryanchikov G, Maruyama Y, Kim JW, Pereira E, Roper SD, Chaudhari N. Separate populations of receptor cells and presynaptic cells in mouse taste buds. // JNeurosci. 2006.26, 3971-3980.

60. De Vuyst E, Decrock E, Cabooter L, Dubyak GR, Naus CC, Evans WH, Leybaert L. Intracellular calcium changes trigger connexin 32 hemichannel opening. // EMBO J. 2006. 25, 34-44.

61. Delay RJ, Kinnamon JC, Roper SD. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: 2. Cell types and cell lineage. // JComp Neurol. 1986. 253,242-252.

62. Delay RJ, Kinnamon SC, Roper SD. Serotonin modulates voltage dependent calcium current in Necturus taste cells. // JNeurophysiol. 1997. 77,2515-2524.

63. Delay RJ, Roper SD. Ultrastructure of taste cells and synapses in the mudpuppy Necturus maculosus. II JComp Neurol. 1988.277,268-280.

64. Delay RJ, Taylor R, Roper SD. Merkel-like basal cells in Necturus taste buds contain serotonin. 11J Comp Neurol. 1993. 335, 606-613.

65. DeSimone JA, Callaham EM, Heck GL. Chorda tympani taste response of rat to hydrochloric acid subject to voltage-clamped lingual receptive field. II Am J Physiol. 1995. 268, 1295-1300.

66. DeSimone JA, Heck GL, DeSimone SK. Active ion transport in dog tongue: a possible role in taste. // Science. 1981.214,1039-1041.

67. DeSimone JA, Heck GL, Mierson S, DeSimone SK. The active ion transport properties of canine lingual epithelia in vitro—implications for gustatory transduction. IIJ Gen Physiol. 1984. 83, 633-656.

68. Díaz D, Bartolo R, Delgadillo DM, Higueldo F, Gomora JC. Contrasting effects of Cd2+ and Co2+ on the blocking/unblocking of human Cav3 channels. // J Membr Biol. 2005. 207, 91105.

69. Donaldson SH, Lazarowski ER, Picher M, Knowles MR, Stutts MJ, Boucher RC. Basal nucleotide levels, release and metabolism in normal and cystic fibrosis airways. // Mol Med. 2000. 6, 969-982.

70. Donaldson SH, Picher M, Boucher RC. Secreted and cell-associated adenylate kinase and nucleoside diphosphokinase contribute to extracellular nucleotide metabolism on human airway surfaces. II Am JRespir Cell Mol Biol. 2002. 26,209-215.

71. Doolin RE, Gilbertson TA. Distribution and characterization of functional amiloride-sensitive sodium channels in rat tongue. IIJ Gen Physiol. 1996. 107, 545-554.

72. Elliott EJ, Simon SA. The anion in salt taste: a possible role for paracellular pathways. // Brain Res. 1990. 535,9-17.

73. Eskandari S, Zampighi GA, Leung DW, Wright EM, Loo DD. Inhibition of gap junction hemichannels by chloride channel blockers. // J Membr Biol. 2002.185, 93-102.

74. Evans R.M., Zamponi G.W. 2006. Presynaptic Ca channels—integration centers for neuronal signaling pathways. Trends Neurosci. 29,617-624.

75. Evans RJ, Derkach V, Surprenant A. ATP mediates fast synaptic transmission in mammalian neurons. // Nature. 1992. 357,503-505.

76. Farbman AI. Renewal of taste bud cells in rat circumvallate papillae. // Cell Tissue Kinet. 1980.13, 349-357.

77. Fedorov IV, Rogachevskaja OA, Kolesnikov SS. Modeling P2Y receptor-Ca2+ response coupling in taste cells. // Biochim Biophys Acta. 2007. 1768,1727-1740.

78. Finger ET, Danilova V, Barrows J, Bartel DL, Vigers AJ, Stone L, Hellekant G, Kinnamon SC. ATP Signaling Is Crucial for Communication from Taste Buds to Gustatory Nerves. // Science. 2005. 310, 1495-1499.

79. FischerW, Franke H, Groger-Arndt H, liles P. Evidence for the existence of P2Y(1,2,4) receptor subtypes in HEK-293 cells: reactivation of P2Y(1) receptors after repetitive agonist application // Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 2005. 371,466-472.

80. Fossier P, Tauc L, Baux G. Calcium transients and neurotransmitter release at an identified synapse. // Trends Neurosci. 1999. 22,161-166.

81. Fujiyama R, Miyamoto T, Sato T. Differential distribution of two Ca+-dependent and -independent K+ channels throughout receptive and basolateral membranes of bullfrog taste cells. II Arch Eur J Physiol. 1994.429,285-290.

82. Fujiyama R, Miyamoto T, Sato T. Non-selective cation channel in bullfrog taste cell membrane. //NeuroReport. 1993. 5,11-13.

83. Furue H, Yoshii K. In-situ tight-seal recordings of taste substance- elicited action currents and voltage-gated Ba currents from single taste bud cells in the peeled epithelium of mouse tongue. II Brain Res. 1997. 776,133-139.

84. Ganchrow JR. Taste cell function, Structural and biochemical implications. // Physiol Behav. 2000. 69,29-40.

85. Garty H, Palmer LG. Epithelial sodium channels: function, structure, and regulation. // Physiol Rev. 1997. 77,359-396.

86. Gilbertson TA, Avenet P, Kinnamon SC, Roper SD. Proton currents through amiloride-sensitive Na channels in hamster taste cells role in acid transduction. // J Gen Physiol. 1992. 100, 803-824.

87. Gilbertson TA, Damak S, Margolskee RF. The molecular physiology of taste transduction. // Curr Opin Neurobiol. 2000. 10, 519-527.

88. Gilbertson TA, Roper SD. Kinnamon SC. Proton currents through amiloride-sensitive Na+ channels in isolated hamster taste cells: enhancement by vasopressin and cAMP. // Neuron. 1993.10,931-942.

89. Gilbertson TA, Zhang H. Characterization of sodium transport in gustatory epithelia from the hamster and rat. // Chem Senses. 1998a 23,283-293.

90. Gilbertson TA, Zhang H. Self-inhibition in amiloride-sensitive sodium channels in taste receptor cells. IIJ Gen Physiol. 1998b. Ill, 667-677.

91. González D, Gómez-Hernández JM, Barrio LC. Molecular basis of voltage dependence of connexin channels: an integrative appraisal. // Prog Biophys Mol Biol. 2007. 94,66-106.

92. Hacker K, Laskowski A, Feng L, Restrepo D, Medler K. Evidence for two populations of bitter responsive taste cells in mice. IIJNeurophysiol. 2008. 99,1503-1514.

93. Hacker K, Medler KF. Mitochondrial calcium buffering contributes to the maintenance of Basal calcium levels in mouse taste cells. IIJ Neurophysiol. 2008. 100,2177-2191.

94. Hapuarachchi S, Janaway GA, Aspinwall CA. Capillary electrophoresis with a UV light-emitting diode source for chemical monitoring of native and derivatized fluorescent compounds. II Electrophoresis. 2006.27,4052-4059.

95. Harris AL. Connexin channel permeability to cytoplasmic molecules. // Prog Biophys Mol Biol. 2007. 94,120-143.

96. Hayashi S, Hazama A, Dutta AK, Sabirov RZ, Okada Y. Detecting ATP release by a biosensor method. // Sci STKE. 2004. 258, pi 14.

97. Hayashi S, Hazama A, Dutta AK, Sabirov RZ, Okada Y. Detecting ATP release by a biosensor method. // Sci STKE. 2004.258, pll4.

98. Hazama A, Fan HT, Abdullaev I, Maeno E, Tanaka S, Ando-Akatsuka Y, Okada Y. Swelling-activated, cystic fibrosis transmembrane conductance regulator-augmented ATP release and CI" conductances in murine CI 27 cells. // J Physiol. 2000. 523,1-11.

99. Hazama A, Hayashi S, Okada Y. Cell surface measurements of ATP release from single pancreatic beta cells using a novel biosensor technique. // Pfliigers Arch. 1998. 437,31-35.

100. Heck GL, Mierson S, DeSimone JA. Salt taste transduction occurs through an amiloride-sensitive sodium transport pathway. // Science. 1984.223,403-405.

101. Herness MS, Gilbertson TA. Cellular mechanisms of taste transduction. I I Annu Rev Physiol. 1999. 61, 873-900.

102. Herness MS, Sun XD. Characterization of chloride currents and their noradrenergic modulation in rat taste receptor cells. // JNeurophysiol. 1999. 82,260-271.

103. Herness MS, Sun XD. Voltage-dependent sodium currents recorded from dissociated rat taste cells. // JMembr Biol. 1995. 146,73-84.

104. Herness S, Chen Y. Serotonergic agonists inhibit calcium-activated potassium and voltage-dependent sodium currents in rat taste receptor cells. IIJ Membr Biol. 2000.173(2), 127-38.

105. Herness S, Chen Y. Serotonin inhibits calcium-activated K+ current in rat taste receptor cells. II NeuroReport. 1997. 8, 3257-3261.

106. Herness S, Zhao F, Kaya N, Lu S, Shen T, Sun X. Adrenergic signalling between rat taste receptor cells. IIJ Physiol. 2002a. 543, 601-614.

107. Herness S, Zhao F, Lu S, Kaya N, Shen T. Expression and Physiological Actions of Cholecystokinin in Rat Taste Receptor Cells. IIJNeurosci. 2002b. 22,10018-10029.

108. Herness S. Coding in taste receptor cells: the early years of intracellular recordings. // Physiol Behav. 2000. 69,17-27.

109. Hisatsune C, Yasumatsu K, Takahashi-Iwanaga H, Ogawa N, Kuroda Y, Yoshida R, Ninomiya Y, Mikoshiba K. Abnormal taste perception in mice lacking the type 3 inositol 1,4,5-trisphosphate receptor. IIJ Biol Chem. 2007. 282,37225-37231.

110. Hofer AM, Brown EM. Extracellular calcium sensing and signaling. // Nat Rev Mol Cell Biol. 2003.4,530-538.

111. Hofstadler SA, Swanek FD, Gale DC, Ewing AG, Smith RD. Capillary electrophoresis electrospray-ionization fourier-transform ion-cyclotron resonance mass-spectrometry for direct analysis of cellular proteins. // Anal Chem. 1995. 67,1477-1480.

112. Holland VF, Zampighi GA, Simon SA. Tight junctions in taste buds: possible role in perception of intravascular gustatory stimuli. // Chem Senses. 1991. 16, 69-79.

113. Hoon MA, Adler E, Lindemeier J, Battey JF, Ryba N, Zuker CS. Putative Mammalian Taste Receptors: A Class of Taste-Specific GPCRs with Distinct Topographic Selectivity. // Cell. 1999. 96, 541-551.

114. Huang AL, Chen X, Hoon MA, Chandrashekar J, Guo W, Trankner D, Ryba NJ, Zuker CS. The cells and logic for mammalian sour taste detection. // Nature. 2006.442(7105), 934-8.

115. Huang L, Shanker YG, Dubauskaite J, Zheng JZ, Yan W, Rosenzweig S, Spielman AI, Max M, Margolskee RF. Ggammal3 colocalizes with gustducin in taste receptor cells and mediates IP3 responses to bitter denatonium. // Nat Neurosci. 1999. 2, 1055-1062.

116. Huang Y-J, Lu K-S. Immunohistochemical studies on protein gene product 9.5, serotonin and neuropeptides in vallate taste buds and related nerves of the guinea pig. // Arch Histol Cytol. 1996. 59,433-441.

117. Huang YJ, Maruyama Y, Dvoryanchikov G, Pereira E, Chaudhari N, Roper SD. The role of pannexin 1 hemichannels in ATP release and cell-cell communication in mouse taste buds. // Proc Natl Acad Sci USA. 2007.104,6436-6441.

118. Huang Y-J, Maruyama Y, Lu K-S, Pereira E, Plonsky I, Baur JE, Wu D, Roper SD. Mouse Taste Buds Use Serotonin as a Neurotransmitter. IIJ Neurosci. 2005. 25(4), 843-847.

119. Hume JR, Duan D, Collier ML, Yamazaki J, and Horowitz B. Anion transport in heart. // Physiol Rev. 2000. 80,31-81.

120. Hume RI, Role LW, Fischbach GD. Acetylcholine release from growth cones detected with patches of acetylcholine receptor-rich membranes. // Nature. 1983. 305,632-634.

121. Iglesias R, Dahl G, Qiu F, Spray DC, Scemes E. Pannexin 1: the molecular substrate of astrocyte "hemichannels". // JNeurosci. 2009.29,7092-7097.

122. Jankowski JA, Tracht S, Sweedler JV. Assaying single cells with capillary electrophoresis.// Trends Anal. Chem. 1995.14,170-176.

123. Jiang P, Cui M, Zhao B, Liu Z, Snyder LA, Benard LM, Osman R, Margolskee RF, Max M. Lactisole interacts with the transmembrane domains of human T1R3 to inhibit sweet taste. // J Biol Chem. 2005. 280,15238-46.

124. Jiang P, Ji Q, Liu Z, Snyder LA, Benard LM, Margolskee RF, Max M. The cysteine-rich region of T1R3 determines responses to intensely sweet proteins. // J Biol Chem. 2004. 279, 45068-45075.

125. Jones SR, Gainetdinov RR, Caron MG. Application of microdialysis and voltammetry to assess dopamine functions in genetically altered mice: correlation with locomotor activity. // Psychopharmacology. 1999.147,30-32.

126. Juusola M., French A.S., Uusitalo R.O., Weckstrom M. 1996. Information processing by graded-potential transmission through tonically active synapses. Trends Neurosci. 19,292-297.

127. Kanazawa H, Yoshie S. The taste bud and its innervation in the rat as studied by immunohistochemistry for PGP 9.5. II Arch Histol Cytol. 1996. 59,357-367.

128. Kang J, Kang N, Lovatt D, Torres A, Zhao Z, Lin J, Nedergaard M. Connexin 43 hemichannels are permeable to ATP. II J Neurosci. 2008. 28,4702-4711.

129. Karoly R, Mike A, Illes P, Gerevich Z. The unusual state-dependent affinity of P2X3 receptors can be explained by an allosteric two-open-state model. // Mol Pharmacol. 2008. 73, 224-234.

130. Kaske S, Krasteva G, König P, Kummer W, Hofmann T, Gudermann T, Chubanov V. TRPM5, a taste-signaling transient receptor potential ion-channel, is a ubiquitous signaling component in chemosensory cells. // BMC Neurosci. 2007. 8,49

131. Kataoka S, Yang R, Ishimaru Y, Matsunami H, Sevigny J, Kinnamon JC, Finger TE. The candidate sour taste receptor, PKD2L1, is expressed by type III taste cells in the mouse. // Chem Senses. 2008. 33,243-254.

132. Kataoka Y, Ohmori H. Activation of glutamate receptors in response to membrane depolarization of hair cells isolated from chick cochlea. //J. Physiol. 1994.477,403-414.

133. Kawagoe KT, Zimmerman JB, Wightman RM. Principles of voltammetry and microelectrode surface states. // J. Neurosci Meth. 1993.48,225-240.

134. Kawai K, Sugimoto K, Nakashima K, Miura H, Ninomiya Y. Leptin as a modulator of sweet taste sensitivities in mice. // Proc Natl Acad Sei USA. 2000. 97, 11044-11049.

135. Kaya N, Shen T, Lu SG, Zhao FL, Herness S. A paracrine signaling role for serotonin in rat taste buds: expression and localization of serotonin receptor subtypes. II Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2004.286(4), R649-58.

136. Kellenberger S, Schild L. Epithelial sodium channel/degenerin family of ion channels: a variety of functions for a shared structure. // Physiol Rev. 2002. 82, 735-767.

137. Kelliher KR, Spehr M, Li XH, Zufall F, Leinders-Zufall T. Pheromonal recognition memory induced by TRPC2-independent vomeronasal sensing. // Eur J Neurosci. 2006. 23, 3385-3390.

138. Kienitz MC, Bender K, Dermietzel R, Pott L, Zoidl G. Pannexin 1 constitutes the large conductance cation channel of cardiac myocytes. //J Biol Chem. 2011.286,290-298.

139. Kim DJ, Roper SD. Localization of serotonin in taste buds: a comparative study in four vertebrates. // J Comp Neurol. 1995. 353,364-70.

140. Kim M, Mistretta CM. 4-Aminopyridine reduces chorda tympani nerve taste responses to potassium and alkali salts in rat. // Brain Res. 1993. 612,96-103.

141. Kim MR, Kusakabe Y, Miura H, Shindo Y, Ninomiya Y, Hino A. Regional expression patterns of taste receptors and gustducin in the mouse tongue. // Biochem Biophys Res Commun. 2003.312(2), 500-6.

142. Kim YV, Bobkov YV, Kolesnikov SS. Adenosine triphosphate mobilizes cytosolic calcium and modulates ionic currents. // Neurosci Lett. 2000.290,165-168.

143. Kinnamon JC, Sherman TA, Roper SD Ultrastructure of mouse vallate taste buds: III. Patterns of synaptic connectivity. IIJ Comp Neurol. 1988. 270,1-10, 56-57.

144. Kinnamon JC, Taylor BG, Delay RJ, Roper SD. Ultrastructure of mouse taste buds. Taste cells and their associated synapses. // J Comp Neurol. 1985. 235,48-60.

145. Kinnamon SC, Dionne VE, Beam KG. Apical localization of K+ channels in taste cells provides the basis for sour taste transduction. // Proc Natl Acad Sci USA. 1988. 85, 7023-7027.

146. Kinnamon SC, Roper SD. Evidence for a role of voltage-sensitive apical K+ channels in sour and salt taste transduction. // Chem Senses. 1988.13,115-121.

147. Koch U, Magnusson AK. Unconventional GAB A release: mechanisms and function. // Curr. Opin. Neurobiol. 2009. 19,305-310.

148. Kolesnikov SS, Margolskee RF. A cyclic-nucleotide-suppressible conductance activated by transducin in taste cells. // Nature. 1995. 376, 85-88.

149. Kolesnikov SS, Margolskee RF. Extracellular K+ activates a K+ and FT1" - permeable conductance ion frog taste receptor cells. IIJ Physiol. 1998.507,415-432.

150. Kossel AH, McPheeters M, Lin W, Kinnamon SC. Development of membrane properties in taste cells of fungiform papillae: functional evidence for early presence of amiloride-sensitive sodium channels. // J Neurosci. 1997. 17, 9634-9641.

151. Kourennyi DE, Barnes S. Depolarization-induced calcium channel facilitation in rod photoreceptors is independent of G proteins and phosphorylation. // J Neurophysiol. 2000. 84, 133-138.

152. Kretz O, Barbry P, Bock R, Lindemann B. Differential expression of RNA and protein of the three pore-forming subunits of the amiloride-sensitive epithelial sodium channel intaste buds of the rat. IIJHistochem Cytochem. 1999.47, 51-64.

153. Kumazawa T, Brand JG, Teeter JH. Amino acid-activated channels in the catfish taste system. // Biophys J. 1998. 75,2757-2766.

154. Kusakabe Y, Yamaguchi E, Tanemura K, Kameyama K, Chiba N, Arai S, Emori Y, Abe K. Identification of two alpha-subunit species of GTP-binding proteins, Gal5 and Gaq, expressed in rat taste buds. // Biochim Biophys Acta. 1998. 1403,265-272.

155. Lawton DM, Furness DN, Lindemann B, Hackney CM. Localization of the glutamate-aspartate transporter, GLAST, in rat taste buds. // Eur J Neurosci. 2000.12, 3163-3671.

156. Lazarowski ER, Boucher RC, Harden TK. Constitutive release of ATP and evidence for major contribution of ecto-nucleotide pyrophosphatase and nucleoside diphosphokinase to extracellular nucleotide concentrations. // J Biol Chem. 2000. 275, 31061-31068.

157. Lazarowski ER, Boucher RC, Harden TK. Interplay of constitutively released nucleotides, nucleotide metabolism and activity of P2Y receptors. // Drug Dev Res. 2001. 53, 66-71.

158. Lazarowski ER, Boucher RC, Harden TK. Mechanisms of release of nucleotides and integration of their action as P2X- and P2Y-receptor activating molecules. // Mol Pharmacol. 2003. 64, 785-795.

159. Lee SB, Lee CH, Kim SN, Chung KM, Cho YK, Kim KN. Type II and III Taste Bud Cells Preferentially Expressed Kainate Glutamate Receptors in Rats. // Korean J Physiol Pharmacol. 2009.13,455-460.

160. Leybaert L, Braet K, Vandamme W, Cabooter L, Martin PE, Evans WH. Connexin channels, connexin mimetic peptides and ATP release. // Cell Commun Adhes. 2003. 10, 251257.

161. Li JH-Y, Lindemann B. Multi-photon imaging of extracellular tracers in taste disk and fungiform papilla of the frog. // Cell Tiss Res. 2003. 313,11-27.

162. Li X-J, Blackshaw S, Snyder SH. Expression and localization of amiloride-sensitive sodium channel indicate a role for non-taste cells in taste perception. // Proc Natl Acad Sci USA. 1994.91, 1814-1818.

163. Li X-J, Xu R-H, Guggino WB, Snyder SH. Alternatively spliced forms of the alpha subunit of theepithelial sodium channel: distinct sites for amiloride binding and channel pore. // Mol Pharmacol. 1995.47,1133-1140.

164. Lin W, Finger TE, Rossier BC, Kinnamon SC. Epithelial Na+ channel subunits in rat taste cells: localization and regulation by aldosterone. // J Comp Neurol. 1999. 405,406-420.

165. Lin W, Kinnamon SC. Physiological evidence for ionotropic and metabotropic glutamate receptors in rat taste cells. // JNeurophysiol. 1999. 82,2061-2069.

166. Lin W, Rao S, Kinnamon SC, Gilbertson T. Evidence for expression of task-like K+ channels in rat taste cells. // Chem Senses. 2002. 27, All.

167. Lindemann B, Barbry P, Kretz O, Bock R. Occurrence of ENaC subunit mRNA and immunocytochemistry of the channel subunits in taste buds of the rat vallate papilla. // Ann NY Acad Sci. 1998.855,116-127.

168. Lindemann B. Receptors and transduction in taste.// Nature. 2001. 413,219-225.

169. Lindemann B. Taste reception. //Physiol Rev. 1996. 76, 718-766.

170. Lisman JE, Raghavachari S, Tsien RW. The sequence of events that underlie quantal transmission at central glutamatergic synapses. II Nat Rev Neurosci. 2007. 8, 597-609.

171. Liu D, Liman ER. Intracellular Ca2+ and the phospholipids PIP2 regulate the taste transduction ion channel TRPM5.1 I Proc Natl Acad Sci USA. 2003. 100,15160-15165.

172. Locovei S, Bao L, Dahl G. Pannexin 1 in erythrocytes: function without a gap. // Proc Natl Acad Sci USA. 2006a. 103,7655-7659.

173. Locovei S, Wang J, Dahl G. Activation of pannexin 1 channels by ATP through P2Y receptors and by cytoplasmic calcium. // FEBSLett. 2006b. 580,239-244.

174. LopezJimenez ND, Cavenagh MM, Sainz E, Cruz-Ithier MA, Battey JF, Sullivan SL. Two members of the TRPP family of ion channels, Pkdll3 and Pkd211, are co-expressed in a subset of taste receptor cells. // JNeurochem. 2006. 98,68-77.

175. Lucas P, Ukhanov K, Leinders-Zufall T, Zufall F. A diacylglycerol-gated cation channel in vomeronasal neuron dendrites is impaired in TRPC2 mutant mice: mechanism of pheromone transduction. //Neuron. 2003.40, 551-561.

176. Ma W, Compan V, Zheng W, Martin E, North RA, Verkhratsky A, Surprenant A. Pannexin 1 forms an anion-selective channel. // Pflugers Arch. 2012. Epub Feb 7.

177. Ma W, Hui H, Pelegrin P, Surprenant A. Pharmacological characterization of pannexin-1 currents expressed in mammalian cells. //JPharmacol Exp Ther. 2009. 328,409-418.

178. Margolskee RF. Molecular Mechanisms of Bitter and Sweet Taste Transduction. // J Biol Chem. 2002.277, 1-4.

179. Max M, Shanker Y.G, Huang L. TaslrS, encoding a new candidate taste receptor, is allelic to the sweet responsiveness locus Sac. II Nature Genet. 2001. 28, 58-63.

180. McLarnon SJ, Riccardi D. Physiological and pharmacological agonists of the extracellular Ca2+-sensing receptor. II Eur J Pharmacol. 2002. 447,271-278.

181. McLaughlin SK, McKinnon PJ, Margolskee RF. Gustducin is a taste-cell-specific G protein closely related to the transducins. I I Nature. 1992. 57, 563-569.

182. McLaughlin SK, McKinnon PJ, Spickofsky N, Danho W, Margolskee RF. Molecular cloning of G proteins and phosphodiesterases from rat taste cells. // Physiol Behav. 1994. 56(6), 1157-64.

183. Medler KF, Margolslee RF, Kinnamon SC. Electrophysiological characterization of voltage-gated currents in defined taste cell types in mice. // JNeurosci. 2003. 23,2608-2617.

184. Michael D.J., Wightman R.M. 1999. Electrochemical monitoring of biogenic amine neurotransmission in real time. JPharm BiomedAnal. 19, 33-46.

185. Mierson S, Olson MM, Tietz AE. 1996. Basolateral amiloride-sensitive Na+ transport pathway in rat tongue epithelium. // JNeurophysiol. 1996. 76,1297-1309.

186. Misaka T, Kusakabe Y, Emori Y, Gonoi T, Arai S, Abe K. Taste buds have a cyclic nucleotide-activated channel, CNGgust. IIJ Biol Chem. 1997. 272,22623-22629.

187. Miyamoto T, Fujiyama R, Okada Y, Sato T. Properties of Na+-dependent K+ conductance in the apical membrane of frog taste cells. // Brain Res. 1996b. 715, 79-85.

188. Miyamoto T, Miyazaki T, Fujiyama R, Okada Y, Sato T. Differential transduction mechanisms underlying NaCl- and KCl-induced responses in mouse taste cells. // Chem Senses. 2001.26,67-77.

189. Miyamoto T, Miyazaki T, Okada Y, Sato T. Whole-cell recording from non-dissociated taste cells in mouse taste bud. II JNeurosci Methods. 1996a. 64,245-252.

190. Montmayeur JP, Liberies SD, Matsunami H, Buck LB. A candidate taste receptor gene near a sweet taste locus. // Nat Neurosci. 2001 4,492-498.

191. Morimoto T, Popov S, Buckley KM, Poo MM. Calcium-dependent transmitter secretion from fibroblasts: modulation by synaptotagmin I. // Neuron. 1995. 15, 689-696.

192. Mueller KL, Hoon MA, Erlenbach I, Chandrashekar J, Zuker CS, Ryba NJ. The receptors and coding logic for bitter taste. // Nature. 2005.434,225-229.

193. Murata Y, Yasuo T, Yoshida R, Obata K, Yanagawa Y, Margolskee RF, Ninomiya Y. Action potential-enhanced ATP release from taste cells through hemichannels. IIJ Neurophysiol. 2010.104,896-901.

194. Murray RG, Murray A, Fujimoto A. Fine structure of gustatory cells in rabbit taste buds. // J Ultrastruct Res. 1969. 27,444-461.

195. Murray RG, Murray A. The anatomy and ultrastructure of taste endings. In Taste and Smell in Vertebrates, ed. GEW Wolstenholme, J Knight. 1970. pp. 3-30. London: Churchill.

196. Murray RG. The mammalian taste bud type III cell: a critical analysis. // J Ultrastruct Mol Struct Res. 1986. 95,175-188.

197. Nagai T, Kim DJ, Delay RJ, Roper SD. Neuromodulation of transduction and signal processing in the end organs of taste. // Chem Senses. 1996. 21, 353-365.

198. Nelson G, Chandrashekar J, Hoon MA, Feng L, Zhao G, Ryba NJ, Zuker CS. An amino-acid taste receptor. //Nature. 2002.416(6877), 199-202.

199. Nelson G, Hoon MA, Chandrashekar J, Zhang Y, Ryba NJ, Zuker CS. Mammalian sweet taste receptors. // Cell. 2001.106,381-390.

200. Nelson GM, Finger TE. Immunolocalization of different forms of neural cell adhesion molecule (NCAM) in rat taste buds. H JComp Neurol. 1993. 336, 507-516.

201. Nemeth EF, Steffey ME, Fox J. The parathyroid calcium receptor: a novel therapeutic target for treating hyperparathyroidism. // Pediatr Nephrol. 1996. 10,275-279.

202. Nirenberg MJ, Vaughan RA, Uhl GR, Kuhar MJ, Pickel VM. The dopamine transporter is localized to dendritic and axonal plasma membranes of nigrostriatal dopaminergic neurons. // JNeurosci. 1996. 16,436-447.

203. Noguchi T, Ikeda Y, Miyajima M, Yoshii K. Voltage-gated channels involved in taste responses and characterizing taste bud cells in mouse soft palates. // Brain Res. 2003. 982, 241— 259.

204. Obata H, Shimada K, Sakai N, Saito N. GABAergic neurotransmission in rat taste buds: immunocytochemical study for GAB A and GAB A transporter subtypes. // Mol Brain Res. 1991. 49,29-36.

205. Ogura T. Acetylcholine increases intracellular Ca2+ in taste cells via activation of muscarinic receptors. // JNeurophysiol. 2002. 87,2643-2649.

206. Okada Y, Fujiyama R, Miyamoto T, Sato T. Inositol 1,4,5-trisphosphate activates nonselective cation conductance via intracellular Ca2+ increase in isolated frog taste cells. // Eur J Neurosci. 1998. 10, 1376-1382.

207. Okutucu B, Telefoncu A. Optimization of serotonin imprinted polymers and recognition study from platelet rich plasma. // Talanta. 2008. 76, 1153-1158.

208. Oleson EB, Salek J, Bonin KD, Jones SR, Budygin EA. Real-time voltammetric detection of cocaine-induced dopamine changes in the striatum of freely moving mice. // Neurosci Lett. 2009.467,144-146.

209. Oleson EB, Talluri S, Childers SR, Smith JE, Roberts DC, Bonin KD., Budygin EA. Dopamine uptake changes associated with cocaine self-administration. // Neuropsychopharmacology. 2009. 34,1174-1184.

210. Ostrom RS, Gregorian C, Insel PA. Cellular release of and response to ATP as key determinants of the set-point of signal transduction pathways. // J Biol Chem. 2000. 275, 1173511739.

211. Palmer LG. Ion selectivity of epithelial Na channels. // J Membr Biol. 1987. 96, 97-106.

212. Panchin Y, Kelmanson I, Matz M, Lukyanov K, Usman N, Lukyanov S. A ubiquitous family of putative gap junction molecules. // Curr Biol. 2000. 10, R473-474.

213. Paton DM. Letter: Effect of substituted tryptamines on the efflux of noradrenaline from adrenergic nerves in rabbit atria. // Br J Pharmacol. 1973. 49, 614-627.

214. Pearson JD, Gordon JL. Vascular endothelial and smooth muscle cells in culture selectively release adenine nucleotides. II Nature. 1979.281,384-386.

215. Pelegrin P, Surprenant A. Pannexin-1 couples to maitotoxin- and nigericin-induced interleukin-lbeta release through a dye uptake-independent pathway. // J Biol Chem. 2007. 282, 2386-2394.

216. Pelegrin P, Surprenant A. Pannexin-1 mediates large pore formation and interleukin-lbeta release by the ATP-gated P2X7 receptor. II EMBO J. 2006. 25,5071-5082.

217. Perez CA, Huang L, Rong M, Kozak JA, Preuss AK, Zhang H, Max M, Margolskee RF. A transient receptor potential channel expressed in taste receptor cells. // Nat Neurosci. 2002. 5(11), 1169-76.

218. Perry M, Li Q, Kennedy RTReview of recent advances in analytical techniques for the determination of neurotransmitters. // Analytica Chimica Acta. 2009. 653,1-22.

219. Pi M, Faber P, Ekema G, Jackson PD, Ting A, Wang N, Fontilla-Poole M, Mays RW, Brunden KR, Harrington JJ, Quarles LD. Identification of a novel extracellular cation-sensing G-protein-coupled receptor. IIJ Biol Chem. 2005.280,40201-40209.

220. Picher M, Boucher RC. Human airway ecto-adenylate kinase. A mechanism to propagate ATP signaling on airway surfaces. II J Biol Chem. 2003. 278,11256-11264.

221. Pivato LS, Constantin RP, Ishii-Iwamoto EL, Kelmer-Bracht AM, Yamamoto NS, Constantin J, Bracht A. Metabolic effects of carbenoxolone in rat liver. // J Biochem Mol Toxicol. 2006.20,230-240.

222. Pratt EB, Brink TS, Bergson P, Voigt MM, Cook SP. Use-dependent inhibition of P2X3 receptors by nanomolar agonist. // JNeurosci. 2005.25, 7359-7365.

223. Prawitt D, Monteilh-Zoller MK, Brixel L, Spangenberg C, Zabel В, Fleig A, Penner R. TRPM5 is a transient Ca2+-activated cation channel responding to rapid changes in Ca2+.,. // Proc Natl Acad Sei USA. 2003.100,15166-15171.

224. Revay R, Vaughaa R, Grant S, Kuhar MJ. Dopamine transporter immunohistochemistry in median eminence, amygdala, and other areas of the rat brain. II Synapse. 1996. 22,93-99.

225. Roberts CD, Dvoryanchikov G, Roper SD, Chaudhari N. Interaction between the second messengers cAMP and Ca2+ in mouse presynaptic taste cells. // J Physiol. 2009. 587(Pt 8), 1657-1668.

226. Robinson DL, Venton BJ, Heien ML, Wightman RM. Detecting subsecond dopamine release with fast-scan cyclic voltammetry in vivo. // Clin Chem. 49. 2003.1763-1773.

227. Romanov RA, Kolesnikov SS. Electrophysiological identified subpopulations of taste bud cells. II Neurosci Lett. 2006. 395,249-254.

228. Romanov RA, Rogachevskaja OA, Bystrova MF, Jiang P, Margolskee RF, Kolesnikov SS. Afferent neurotransmission mediated by hemichannels in mammalian taste cells. // EMBO J. 2007.26, 657-667.

229. Romanov RA, Rogachevskaja OA, Khokhlov AA, Kolesnikov SS. Voltage-dependence of ATP secretion in mammalian taste cells. II J Gen Physiol. 2008.132, 731-744.

230. Roper SD, McBride DWJ. Distribution of ion channels on taste cells and its relationship to chemosensory transduction. II JMembr Biol. 1989.109,29-39.

231. Roper SD. Cell communication in taste buds. // Cell Mol Life Sei. 2006. 63,1494-1500.

232. Roper SD. Signal transduction and information processing in mammalian taste buds. // Pflugers Arch. 2007.454,759-776.

233. Rossler P, Boekhoff I, Tareilus E, Beck S, Breer H, Freitag J. G protein betagamma complexes in circumvallate taste cells involved in bitter transduction. // Chem Senses. 2000. 25, 413-421.

234. Ruiz-Avila L, McLaughlin SK, Wildman D, McKinnon PJ, Robichon A, Spickofsky N, Margolskee RF. Coupling of bitter receptor to phosphodiesterase through transducin in taste receptor cells. II Nature. 1995. 376 (6535). 80-5.

235. Ruiz-Avila L, Wong GT, Damak S, Margolskee RF. Dominant loss of responsiveness to sweet and bitter compounds caused by a single mutation in a-gustducin. // Proc Natl Acad Sei USA. 2001. 98, 8868-8873.

236. Sabirov RZ, Dutta AK, Okada Y. Volume-dependent ATPconductive large-conductance anion channel as a pathway for swelling-induced ATP release. И J Gen Physiol. 2001. 118, 251— 266.

237. Salvi M, Fiore C, Battaglia V, Palermo M, Armanini D, Toninello A. Carbenoxolone induces oxidative stress in liver mitochondria, which is responsible for transition pore opening. // Endocrinology. 2005.146,2306-2312.

238. San Gabriel A, Nakamura E, Uneyama H, Torii K. The calcium-sensing receptor in taste tissue. // Biochem Biophys Res Commun. 2009. 378,414-418.

239. Sandilos JK, Chiu YH, Chekeni FB, Armstrong AJ, Walk SF, Ravichandran KS, Bayliss DA. Pannexin 1, an ATP release channel, is activated by caspase cleavage of its pore-associated С terminal autoinhibitory region. //JBiol Chem. 2012. Feb 6.

240. Schwartz EA. Depolarization without calcium can release gamma-aminobutyric acid from a retinal neuron. II Science. 1987. 238,350-355.

241. Schwiebert EM, Zsembery A. Extracellular ATP as a signaling molecule for epithelial cells. H Biochim Biophys Acta. 2003. 1615, 7-32.

242. Schwiebert LM, Rice WC, Kudlow BA, Taylor AL, Schwiebert EM. Extracellular ATP signaling and P2X nucleotide receptors in monolayers of primary human vascular endothelial cells. II Am J Physiol. 2002. 282, C289-C301.

243. Simon SA, Holland VF, Benos DJ, Zampighi GA. Transcellular and paracellular pathways in lingual epithelia and their influence in taste transduction. // Microsc Res Tech. 1993. 26, 196— 208.

244. Smith CUM. Biology of sensory systems // John Wiley & Songs, Ltd. Chichester, 2000, 445 p.

245. Smith DV, Klevitsky R, Akeson RA, Shipley MT. Taste bud expression of human blood group antigens. II J Comp Neurol. 1994. 343,130-142.

246. Sokolova E, Skorinkin A, Moiseev I, Agrachev A, Nistri A, Giniatullin R. Experimental and modeling studies of desensitization of P2X3 receptors. // Mol Pharmacol. 2006. 70, 373382.

247. Sombers LA, Hanchar HJ, Colliver TL, Wittenberg N, Cans A, Arbault S, Amatore C, Ewing AG. The effects of vesicular volume on secretion through the fusion pore in exocytotic release from PC12 cells. IIJNeurosci. 2004.24, 303-309.

248. Sorensen CE, Novak I. Visualization of ATP release in pancreatic acini in response to cholinergic stimulus. Use of fluorescent probes and confocal microscopy. // J Biol Chem. 2001. 276,32925-32932.

249. Srinivas M, Hopperstad MG, Spray DC. Quinine blocks specific gap junction channel subtypes. // Proc Natl Acad Sei USA. 2001. 98,10942-10947.

250. Starostik MR, Rebello MR, Cotter KA, Kulik A, Medler KF. Expression of GABAergic receptors in mouse taste receptor cells. // PLoS One. 2010. 5, el3639.

251. Sterling P, Matthews G. Structure and function of ribbon synapses. // Trends Neurosci. 2005. 28,20-29.

252. Stevens DR, Seifert R, Bufe B, Muller F, Kremmer E, Gauss R, Meyerhof W, Kaupp UB, Lindemann B. Hyperpolarization-activated channels HCN1 and HCN4 mediate responses to sour stimuli. II Nature. 2001.413, 631-635.

253. Stewart RE, Lyall V, Feldman GM, Heck GL, DeSimone JA. Acid-induced responses in hamster chorda tympani and intracellular pH tracking by taste receptor cells. // Am J Physiol. 1998.275, C227-C238.

254. Stone LM, Tan S-S, Tam PPL, Finger TE. Analysis of Cell Lineage Relationships in Taste Buds. IIJNeurosci. 2002. 22(11), 4522-4529.

255. Stout CE, Costantin JL, Naus CC, Charles AC. Intercellular calcium signaling in astrocytes via ATP release through connexin hemichannels. II J Biol Chem. 2002. 277,10482-10488.

256. Sudhof TC, Rothman JE. Membrane fusion: grappling with SNARE and SM proteins. // Science. 2009. 323,474-477.

257. Sudhof TC. The synaptic vesicle cycle. // Annu Rev Neurosci 2004.27,509-547.

258. Sun X-D, Herness MS. Characterization of inwardly rectifying potassium currents from dissociated rat taste receptor cells. II Am J Physiol. 1996.271, C1221-C1232.

259. Swamy BE, Venton BJ. Subsecond detection of physiological adenosine concentrations using fast-scan cyclic voltammetry. // Anal Chem. 2007. 79, 744-750.

260. Tachibana M, Okada T. Release of endogenous excitatory amino acids from ON-type bipolar cells isolated from the goldfish retina. IIJNeurosci. 1991. 11,2199-2208.

261. Takeda M, Suzuki Y, Obara N, Nagai Y. Apoptosis in mouse taste buds after denervation. // Cell Tissue Res. 1996. 286, 55-62.

262. Takeda M, Suzuki Y, Obara N, Nagai Y. Induction of apoptosis by colchicine in taste bud and epithelial cells of the mouse circumvallate papillae. // Cell Tissue Res. 2000. 302,391-395.

263. Talavera K, Yasumatsu K, Voets T, Droogmans G, Shigemura N, Ninomiya Y, Margolskee RF, Nilius B. Heat activation of TRPM5 underlies thermal sensitivity of sweet taste. IINature. 2005.438,1022-1025.

264. Taylor J, Gordon-Weeks PR. Calcium-independent gamma-aminobutyric acid release from growth cones: role of gamma-aminobutyric acid transport. // J Neurochem. 1991. 56, 273280.

265. Toyono T, Kataoka S, Seta Y, Shigemoto R, Toyoshima K. Expression of group II metabotropic glutamate receptors in rat gustatory papillae. // Cell Tissue Res. 2007.328, 57-63.

266. Toyono T, Seta Y, Kataoka S, Harada H, Morotomi T, Kawano S, Shigemoto R, Toyoshima K. Expression of the metabotropic glutamate receptor, mGluR4a, in the taste hairs of taste buds in rat gustatory papillae. I I Arch Histol Cytol. 2002. 65, 91-96.

267. Toyono T, Seta Y, Kataoka S, Kawano S, Shigemoto R, Toyoshima K. Expression of metabotropic glutamate receptor group I in rat gustatory papillae. // Cell Tissue Res. 2003. 313, 29-35.

268. Tracht SE, Toma V, Sweedler JV. Postcolumn radionuclide detection of low-energy betaemitters in capillary electrophoresis. // Anal Chem. 1994.66,2382-2389.

269. Tran Van Nhieu G, Clair C, Bruzzone R, Mesnil M, Sansonetti P, Combettes L. Connexin-dependent inter-cellular communication increases invasion and dissemination of Shigella in epithelial cells. // Nat Cell Biol. 2003. 5, 720-726.

270. Triggle DJ. 1,4-Dihydropyridines as calcium channel ligands and privileged structures. // Cell Mol Neurobiol. 2003. 23, 293-303.

271. Tsunenari T, Kurahashi T, Kaneko A. Activation by bitter substances of a cationic channel in membrane patches excised from the bull frog taste receptor cell. // J Physiol. 1999. 519, 397404.

272. Tsunoda S, Sierralta J, Sun Y, Bodner R, Suzuki E, Becker A, Socolich M, Zuker CS. A multivalent PDZ-domain protein assembles signalling complexes in a G-protein-coupled cascade. II Nature. 1997. 388, 243-249.

273. Ueda K, Ichimori Y, Maruyama H, Murakami Y, Fujii M, Honma S, Wakisaka S. Celltype specific occurrence of apoptosis in taste buds of the rat circumvallate papilla. // Arch Histol Cytol. 2008. 71, 59-67.

274. Ugawa S, Minami Y, Guo W, Saishin Y, Takatsuji K, Yamamoto T, Tohyama M, Shimada S. Receptor that leaves a sour taste in the mouth. // Nature. 1998. 395, 555-556.

275. Ugawa S, Yamamoto T, Ueda T, Ishida Y, Inagaki A, Nishigaki M, Shimada S. Amiloride-insensitive currents of the acid-sensing ion channel-2a ASIC2a)/ASIC2b heteromeric sour-taste receptor channel. Il JNeurosci. 2003. 23(9), 3616-3622.

276. Ullrich ND, Voetsa T, Prenena J, Vennekensa R, Talavera K, Droogmansa G, Nilius B. Comparison of functional properties of the Ca2+-activated cation channels TRPM4 and TRPM5 from mice. // Cell Calcium. 2005. 37,267-278.

277. Vandenbeuch A, Clapp TR, Kinnamon SC. Amiloride-sensitive channels in type I fungiform taste cells in mouse. I I BMC Neurosci. 2008. 9, 1.

278. Vandenbeuch A, Tizzano M, Anderson CB, Stone LM, Goldberg D, Kinnamon SC. Evidence for a role of glutamate as an efferent transmitter in taste buds. // BMC Neurosci. 2010. 11,77.

279. Vigne P, Hechler B, Gachet C, Breittmayer JP, Frelin C. Benzoyl ATP is an antagonist of rat and human P2Y1 receptors and of platelet aggregation. // Biochem Biophys Res Commun. 1999. 256, 94-97.

280. Wakisaka S, Miyawaki Y, Youn SH, Kato J, Kurisu K. Protein gene product 9.5 in developing mouse circumvallate papilla: comparison with neuron-specific enolase and calcitonin gene-related peptide. II Anat Embryol. 1996. 194,365-372.

281. Wakisaka S, Miyawaki Y, Youn SH, Kato J, Kurisu K. Protein gene-product 9.5 in developing mouse circumvallate papilla: comparison with neuron-specific enolase and calcitonin gene-related peptide. II Anat Embryol (Berl). 1996. 194, 365-372.

282. Waldmann R, Lazdunski M. H+-gated cation channels: neuronal acid sensors in the NaC/DEG family of ion channels. // Curr Opin Neurobiol. 1998. 8,418-424.

283. Wang W, Zhang SH, Li LM, Wang ZL, Cheng JK, Huang WH. Monitoring of vesicular exocytosis from single cells using micrometer and nanometer-sized electrochemical sensors. // Anal Bioanal Chem. 2009. 394,17-32.

284. Warner A, Clements DK, Parikh S, Evans WH, DeHaan RL. Specific motifs in the external loops of connexin proteins can determine gap junction formation between chick heart myocytes. // J Physiol. 1995. 488, 721-728.

285. Warr O, Takahashi M, Attwell D. Modulation of extracellular glutamate concentration in rat brain slices by cystine-glutamate exchange. // J Physiol. 1999. 514, 783-793.

286. Wassum KM, Tolosa VM, Wang J, Walker E, Monbouquette HG, Maidment NT. Silicon wafer-based platinum microelectrode array biosensor for near real-time measurement of glutamate in vivo. // Sensors Basel Sensors. 2008. 8,5023-5036.

287. Wellendorph P, Brauner-Osborne H. Molecular pharmacology of promiscuous seven transmembrane receptors sensing organic nutrients. // Mol Pharmacol. 2009. 76,453-465.

288. Wellendorph P, Burhenne N, Christiansen B, Walter B, Schmale H, Brauner-Osborne H. The rat GPRC6A: cloning and characterization. // Gene. 2007. 396,257-267.

289. Welsh MJ, Proce MP, Xie J. Biochemical basis of touch perception: mechanosensory function of degenerin/epithelial Na+ channels. IIJ Biol Chem. 2002.277,2369-2372.

290. Wildman SS, Unwin RJ, King BF. Extended pharmacological profiles of rat P2Y2 and rat P2Y4 receptors and their sensitivity to extracellular H+ and Zn2+ ions. // Br J Pharmacol. 2003. 140, 1177-86.

291. Wilkinson WJ, Jiang LH, Surprenant A, North RA. Role of ectodomain lysines in the subunits of the heteromeric P2X2/3 receptor. U Mol Pharmacol. 2006. 70,1159-1163.

292. Wong GT, Gannon KS, Margolskee RF Transduction of bitter and sweet taste by gustducin. //Nature. 1996. 381, 796-800.

293. Woods LA, Powell PR, Paxon TL, Ewing AG. Analysis of mammalian cell cytoplasm with electrophoresis in nanometer inner diameter capillaries. // Electroanalysis. 2005. 17, 1192— 1197.

294. Yamamoto T, Nagei T, Shimura T, Yasoshimi Y. Roles of chemical mediators in the taste system. II Jpn J Pharmacol. 1998. 76, 325-348.

295. Yang R, Crowley HH, Rock ME, Kinnamon JC. Taste bud cells with synapses express SNAP-25-like immunoreactivity. // JComp Neurol 2000a. 424,205-215.

296. Yang R, Tabata S, Crowley HH, Margolskee RF, Kinnamon JC. Ultrastructural localization of gustducin immunoreactivity in microvilli of type II taste cells in the rat. // J Comp Neurol. 2000b. 425,139-151.

297. Yang S, Cheek DJ, Westfall DP, Buxton IL. Purinergic axis in cardiac blood vessels. Agonist-mediated release of ATP from cardiac endothelial cells. // Circ Res. 1994. 74,401-407.

298. Yasumatsu K, Horio N, Murata Y, Shirosaki S, Ohkuri T, Yoshida R, Ninomiya Y. Multiple receptors underlie glutamate taste responses in mice. // Am J Clin Nutr. 2009. 90, 747S-752S.

299. Yasumatsu K, Ogiwara Y, Takai S, Yoshida R, Iwatsuki K, Torii K, Margolskee RF, Ninomiya Y. Umami taste in mice uses multiple receptors and transduction pathways. // J Physiol. 2012. 590(Pt 5), 1155-1170.

300. Ye Q, Heck GL, DeSimone JA. Effects of voltage perturbation of the lingual receptive field on chorda tympani responses to Na+ and K+ salts in the rat: implications for gustatory transduction. // J Gen Physiol. 1994. 104,885-907.

301. Ye Q, Heck GL, DeSimone JA. The anion paradox in sodium taste reception: resolution by voltage-clamp studies. II Science. 1991. 254, 724-726.

302. Ye Q, Heck GL, DeSimone JA. Voltage dependence of the rat chorda tympani response to Na+ salts: implications for the functional organization of taste receptor cells. // J Neurophysiol. 1993. 70,167-178.

303. Yee CL, Yang R, Bottger B, Finger TE, Kinnamon JC. "Type III" cells of rat taste buds: immunohistochemical and ultrastructural studies of neuron-specific enolase, protein gene product 9.5, and serotonin. II J. Comp. Neurol. 2001.440, 97-108.

304. Yegutkin GG, Henttinen T, Jalkanen S. Extracellular ATP formation on vascular endothelial cells is mediated by ecto-nucleotide kinase activities via phosphotransfer reactions. // FASEB. 2001. 15,251-260.

305. Yegutkin GG, Henttinen T, Samburski SS, Spychala J, Jalkanen S. The evidence for two opposite, ATP-generating and ATP-consuming, extracellular pathways on endothelial and lymphoid cells. // Biochem J. 2002. 367, 121-128.

306. Yellen G. The voltage-gated potassium channels and their relatives. // Nature. 2002. 419, 35-42.

307. Yeung ES. Study of single cells by using capillary electrophoresis and native fluorescence detection. IIJ Chromatogr A. 1999. 830,243-262.

308. Yoshida R, Shigemura N, Sanematsu K, Yasumatsu K, Ishizuka S, Ninomiya Y. Taste responsiveness of fungiform taste cells with action potentials. // JNeurophysiol. 2006. 96, 30883095.

309. Yoshii K. Gap Junctions among Taste Bud Cells in Mouse Fungiform Papillae. // Chem Senses. 2005. Suppl 1, i35-i36.

310. Young SH, Poo M. Spontaneous release of transmitter from growth cones of embryonic neurones. И Nature. 1983. 305,634-637.

311. Zeng Q, Kwan A, Oakley B. Gustatory innervation and bax-dependent caspase-2: participants in the life and death pathways of mouse taste receptor cells. // J Comp Neurol. 2000. 424,640-650.

312. Zeng Q, Oakley B. p53 and Bax: putative death factors in taste cell turnover. // J Comp Neurol 1999.413, 168-180.

313. Zhang Y, Hoon MA, Chandrashekar J, Mueller KL, Cook B, Wu D, Zuker CS, Ryba NJP. Coding of sweet, bitter, and umami tastes, Different receptor cells sharing similar signaling pathways. // Cell. 2003. 112,293-301.

314. Zhang Z, Jiang Y, Quinn SJ, Krapcho K, Nemeth EF, Bai M. L-phenylalanine and NPS R-467 synergistically potentiate the function of the extracellular calcium-sensing receptor through distinct sites. IIJ Biol Chem. 2002. 277,33736-33741.

315. Zhao GQ, Zhang Y, Hoon MA, Chandrashekar J, Erlenbach I, Ryba NJ, Zuker CS. The receptors for mammalian sweet and umami taste. // Cell. 2003. 115,255-266.

316. Zimmermann H. Extracellular metabolism of ATP and other nucleotides. // Naunyn Schmiedeberg's Arch Pharmacol. 2000. 362,299-309.

317. Гистология (введение в патологию) // Под ред. Э.Г. Улумбекова, Ю.А. Челышева. -М.: ГЭОТАР, 1997. 960 с.

318. Николе ДГ, Мартин АР, Валлас БГ, Фукс ПА 2003. От нейрона к мозгу. М.: Едиториал УРСС. 672 с.

319. Романов Р.А. Физиологический анализ популяции клеток вкусовой почки. Идентификация хемосенсорных клеток млекопитающих. // Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. Пущино, 2007.

320. Романов Р.А., Быстрова М.Ф., Рогачевская О.А., Колесников С.С. Канальная активность рекомбинантного паннексина 1. // Биологические мембраны. 2011.28,374-381.

321. Романов РА, Хохлов АА, Быстрова МФ, Рогачевская OA, Яценко ЮЕ, Колесников СС. Мониторинг выброса АТР из одиночных клеток методом биосенсора. // Биологические мембраны. 2007.24 (4), 309-315.

322. Романов РА, Хохлов АА, Колесников СС. Входящий ток, активируемый АТР во вкусовых клетках мыши. // Биологические мембраны. 2005. 22 (5), 390-395.

323. Хохлов АА, Романов РА, Зубов БВ, Пашинин АД, Колесников СС. Осветитель на излучающих диодах для микрофотометрических исследований клеток. // Приборы и техника эксперимента. 2007. №3, 128-131.