Физиологические основы регуляции синтеза антимикробных пептидов у Diptera, Calliphoridae на клеточном и организменном уровне тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.05, кандидат наук Яковлев, Андрей Юрьевич

• Яковлев, Андрей Юрьевич
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Яковлев, Андрей Юрьевич

Оглавление

Введение

Глава I. Обзор литературы

1.1. Иммунная система насекомых

1.1.1. Распознавание «чужого»

1.1.2. Элиминация «чужого»

1.1.2.1. Фагоцитоз

1.1.2.2. Инкапсуляция и образование морул

1.1.2.3. Коагуляция гемолимфы

1.1.2.4. Цитотоксическая реакция

1.1.2.5. Меланизация

1.1.2.6. Антимикробные пептиды

1.2. Антимикробные пептиды насекомых

1.2.1. Структурное разнообразие антимикробных пептидов

1.2.1.1. Цекропины

1.2.1.2. Пептиды, содержащие дисульфидные связи

1.2.1.3. Пептиды с регулярно повторяющимися аминокислотами

1.2.2. Механизм действия антимикробных пептидов

1.2.3. Жировое тело и его роль в синтезе антимикробных пептидов

1.2.4. Другие источники антимикробных пептидов

1.2.5. Индукция синтеза антимикробных пептидов

1.2.6. Роль эпителия и гемоцитов в индукции синтеза антимикробных

пептидов клетками жирового тела

1.2.6.1. Роль эпителия в индукции синтеза пептидных антибиотиков

1.2.6.2. Роль гемоцитов в индукции синтеза пептидных антибиотиков

1.2.7. Синтез антимикробных пептидов у СаШркога У1ста

1.3. Взаимодействие иммунной и нейроэндокринной системы

1.3.1. Структурная организация нейроэндокринной системы

1.3.2. Основные гормоны насекомых

1.3.2.1. Экдистероиды

1.3.2.2. Ювенильный гормон

1.3.2.3. Адипокинетический гормон

1.3.2.4. Биогенные амины

1.3.3 Иммуно-нейроэндокринные взаимодействия

1.3.4. Влияние нейроэндокринной системы на иммунные процессы

у Calliphora vicina

1.3.5. Роль гормонов в регуляции иммунных процессов у насекомых

Глава II. Материал и методы

11.1. Биологический материал

11.2. Методы

11.2.1. Микрохирургические вмешательства

11.2.1.1. Инфицирование насекомых

11.2.1.2. Наложение лигатур и термическое воздействие

11.2.1.3. Сбор гемолимфы и отделение плазмы

11.2.1.4. Отделение покровов

11.2.1.5. Выделение жирового тела

11.2.1.6. Определение жизнеспособности культивируемых клеток

11.2.2. Методы концентрации и очистки веществ

11.2.2.1. Избирательная денатурация под действием температуры

11.2.2.2. Метод твердофазной экстракции

11.2.2.3. Метод ультрафильтрации

11.2.2.4. Хроматографическое фракционирование

11.2.2.5. Масс-спектрометрия

11.2.3. Анализ антимикробной активности материала

11.2.4. Статистическая обработка экспериментальных данных

Глава III. Индукция синтеза антимикробных пептидов in vivo

III. 1. Эффект инфицирования

111.2. Эффект стрессорного воздействия

Ш.2.1. Эффект лигатурного стресса

III.2.2. Эффект термического ожога

111.3. Состав антимикробных пептидов, синтезируемых in vivo

111.4. Заключение

Глава IV. Синтез антимикробных пептидов клетками жирового тела in vitro

IV. 1. Разработка органной культуры жирового тела

IV. 1.1. Выбор базового состава культуральной среды

IV. 1.2. Выживаемость культивируемых клеток

IV. 1.3. Индукция антимикробной активности in vitro

IV. 1.3.1. Роль «фактора плазмы» в активации жирового тела

IV. 1.3.2. Роль «фактора покровов» в активации жирового тела

IV. 1.3.3. Роль гормонов в активации жирового тела

IV. 1.4. Стерилизация культуры жирового тела

IV. 1.5. Температура культуральной среды

IV. 1.6. Перемешивание культуры

IV. 1.7. Газообмен в культуре жирового тела

IV. 1.8. Геометрические параметры культуральной ячейки

IV. 1.9. Продолжительность цикла культивирования

IV.2. Количественные характеристики метода получения антимикробных пептидов

in vitro

IV.3. Состав антимикробных пептидов, синтезируемых in vitro

IV.4. Заключение

Глава V. Поиск факторов активации жирового тела и изучение их свойств

V.l. Термостабильность факторов активации жирового тела

V.l.l. Термостабильность факторов активации, локализованных в плазме

V.1.2. Термостабильность факторов активации, локализованных в покровах

V.2. Молекулярная масса факторов активации жирового тела

V.3. Хроматографические характеристики факторов активации жирового тела

V.4. Видоспецифичность факторов активации жирового тела

V.5. Заключение

Глава VI. Обсуждение

VI. 1. Травмогенная индукция синтеза антимикробных пептидов

VI.2. Нейрогенная индукция синтеза антимикробных пептидов

VI.3. Органная культура жирового тела в иммунологии и биофармакологии

насекомых

VI.3.1. Органная культура жирового тела как инструмент для изучения механизмов

индукции антимикробной активности

VI.3.2. Органная культура жирового тела как перспективный источник белков

медицинского назначения

Выводы

Список употребляемых в работе сокращений

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Физиологические основы регуляции синтеза антимикробных пептидов у Diptera, Calliphoridae на клеточном и организменном уровне»

Введение

Мясные мухи семейства Calliphoridae распространены во всех зоогеографических регионах планеты. Из приблизительно 1000 видов, представленных в мировой фауне мух-каллифорид (Schumann, 1986), большинство является синантропными (Дербенева-Ухова, 1961). Научный и практический интерес к мясным мухам обусловлен той ролыо, которую многие представители данного семейства, в силу своей пищевой специализации, играют в жизни и хозяйственной деятельности человека.

Имаго мясных мух потребляют белковую и углеводную пищу. Углеводы служат мухе источником энергии при длительных физических нагрузках, главным образом - при полете. Питаясь нектаром и пыльцой, мясные мухи участвуют в опылении диких и сельскохозяйственных растений. Белковый субстрат необходим, главным образом, для размножения, а также для созревания яиц и их откладки. Пищей мухам служат разлагающиеся мясо, рыба, молочные продукты, трупы и экскременты различных животных. Благодаря развитой системе органов чувств, мухи способны определять местонахождение пищи на расстоянии нескольких километров и залетать в поисках пищи в глубокие шахты, пещеры, тоннели и колодцы (Виноградова, 1991).

Характер питания личинок крайне разнообразен (Гапонов, 2003). Большинство мух-каллифорид на личиночной стадии является сапрофагами, развиваясь на трупах животных, сыром и вареном мясе, рыбе, гниющих растительных остатках и в экскрементах животных. Вместе с тем, широкое распространение получили различные формы паразитизма. В роли хозяев личинок мясных мух выступают черви, моллюски, насекомые, амфибии, птицы и млекопитающие. Особой формой паразитизма у мух-каллифорид является питание мягкими тканями хозяина, сопровождаемое образованием миазов. В ряде случаев миазообразование принимает облигатный характер. Отдельные представители семейства перешли к гематофагии и хищничеству. Такой широкий спектр личиночного питания определяет санитарную роль мясных мух в природных и антропогенных биоценозах как утилизаторов животной и растительной органики. Мухи развиваются крайне быстро - масса тела питающейся личинки на протяжении суток может возрастать в сотни раз! Это связано с калорийностью и быстрым разложением пищевого субстрата. Как следствие, переработка мухами органических остатков происходит с высокой скоростью, что делает перспективным применение мясных мух в системах утилизации отходов мясной и рыбной промышленности (Колтыпин, 1977). Склонность личинок мух-каллифорид к некрофагии нашла отражение в судебной энтомологии. Известно, что мясные мухи колонизируют трупы еще на стадии раннего микробного разложения - это обстоятельство позволяет по собранным на трупе

личинкам, используя методику ретроспективного анализа, установить время наступления смерти человека (Марченко, 1980).

Питаясь трупами и экскрементами животных, мухи-каллифориды на разных стадиях жизненного цикла контактируют с множеством патогенных и условно-патогенных микроорганизмов: бактерий, вирусов, цист простейших и яиц гельминтов. Этим объясняется большое количество распространяемых мясными мухами трансмиссивных заболеваний: туберкулеза, паратуберкулеза, полиомиелита, бруцеллеза, туляремии, ботулизма, инфекционного конъюнктивита, гнойных и кишечных инфекций (Богоявленский, Прокопович, 1942; Сухова, 1950; Сухова, 1951; Дербенева-Ухова, 1952; Лярский и др., 1985). Санитарно-эпидемиологическое значение мясных мух сделало их классическим объектом медицинской энтомологии и способствовало детальному изучению биологии, экологии и фауны отдельных представителей семейства (Виноградова, 1984; 1991).

Становление мясных мух как эффективных механических переносчиков инфекционных заболеваний было бы невозможным без наличия развитой иммунной системы, защищающей насекомое от паразитов, главным образом, от бактерий, концентрация которых в окружающей среде крайне высока. Подавляющая часть бактериальной микрофлоры покровов мясных мух представлена энтеробактериями (Escherichia sp., Klebsiella sp., Providencia sp., Citrobacter sp., Proteus sp. и др.), а также условно-патогенными обитателями кожных покровов человека и животных, в основном, стафилококками разных видов (Daniel et al., 1990; Paraluppi et al., 1996; Sukontanson et al., 2000; Habeeb, Mahdi, 2012).

Существенный вклад в защиту личинок мясных мух от бактерий вносит экзосекрет, который насекомые выделяют в окружающую среду при питании. Экзосекрет содержит комплекс ферментов, растворяющих некротические ткани, а также бактерицидные компоненты, действие которых приводит к стерилизации субстрата (Крутикова, Черныш, 2013). Разжиженная пиша затем поглощается личинками. Такая стратегия мясных мух нашла отражение в медицине и привела к формированию целого направления - биохирургии -основанного на использовании личинок мух в качестве средства лечения инфицированных ран и язв (Sherman et al., 2000; Sherman, 2009). По сути, «личиночная терапия» представляет собой создание контролируемого миаза и сводится к устранению некротически измененных клеток и стерилизации раневой поверхности, что приводит к заживлению раны.

Ключевую роль в защите внутренней среды от патогенных микроорганизмов играют антимикробные пептиды - это касается всех многоклеточных животных (Кокряков, 1999), и мясные мухи не являются исключением (Dimarcq et al., 1988; Chernysh et al., 2000; Cerovsky et al., 2010). Основным местом синтеза антимикробных пептидов у насекомых служит жировое тело (Hoffmann, Reichhart, 2002), которое активно выделяет пептидные антибиотики в

гемолимфу при травмировании покровов или в ответ на микробную инвазию. Особенности жизненной стратегии синантропных мух привели к возникновению целых комплексов антимикробных пептидов, эффективных в отношении патогенов человека. Прежде всего, это касается постоянного компонента их среды обитания - кишечной палочки, а также других энтеробактерий (Черныш, Гордя, 2011).

Несмотря на то, что структура и свойства антимикробных пептидов некоторых мух-каллифорид известны, физиологические механизмы регуляции синтеза этих молекул и, соответственно, включения в систему антиинфекционного иммунитета, до сих пор остаются неясными. Между тем, этот вопрос является ключевым для понимания стратегий адаптации данной группы насекомых к обитанию в экстремальной с точки зрения контаминации потенциально опасными микроорганизмами среде. Его изучение, в свою очередь, невозможно без понимания физиологии жирового тела как основного продуцента антимикробных компонентов у мух-каллифорид.

Целью настоящего исследования являлось изучение механизмов регуляции синтеза антимикробных пептидов в процессе иммунного ответа личинок мух-каллифорид. Для достижения этой цели были поставлены следующие экспериментальные задачи:

• Оценка влияния различных факторов инфекционной и неинфекционной природы на титр антимикробных пептидов в гемолимфе личинок;

• Сравнение состава антимикробных пептидов, продуцируемых иммуноцитами при воздействии на личинку септических и асептических раздражителей;

• Изучение спектра бактерицидной активности антимикробных пептидов личинки;

• Разработка культуры жирового тела - модели для изучения механизмов регуляции синтеза антимикробных пептидов in vitro;

• Сравнение состава антимикробных пептидов, продуцируемых иммуноцитами in vivo и in vitro;

• Поиск в организме личинки соединений, влияющих на синтез антимикробных пептидов клетками жирового тела;

• Оценка возможностей использования культуры жирового тела в качестве продуцента биологически активных веществ.

Автор искренне благодарит своего научного руководителя - Черныша Сергея Ивановича -за чуткое руководство и полезные советы при написании диссертации, а также коллег по лаборатории биофармакологии и иммунологии насекомых СПбГУ: Гордя Н. А., Тулина Д. В., Симоненко II. П., Несина А. П., Кругликову А. А., Никитина О. М. - за помощь в организации исследовательской работы. Отдельную благодарность автор выражает

заведующему лабораторией общей патологии Института экспериментальной медицины РАМН Кокрякову Владимиру Николаевичу, а также сотрудникам лаборатории: Берлову М. Н. и Цветковой Е. В. (сейчас - с.н.с. кафедры биохимии СПбГУ), - за помощь в проведении аналитических исследований.

Работа осуществлена при финансовой поддержке Совета по грантам при Президенте РФ для государственной поддержки ведущих научных школ (грант НШ-3332.2010.4) и Фонда содействия развитию малых форм предприятий в научно-технической сфере.

Глава I. Обзор литературы 1.1. Иммунная система насекомых

Насекомые, достигшие наивысшего уровня эволюционного развития среди беспозвоночных животных, имеют сложную координированную систему защиты от патогенных микроорганизмов. Покровы стенки тела, кишки и трахей являются надежной механической преградой для проникновения паразитов из окружающей среды в полость тела насекомого. В случае повреждения барьерного эпителия чужеродные объекты попадают в гемоцель и становятся мишенью для клеточных и гуморальных факторов гемолимфы.

Основными структурными элементами, участвующими в формировании клеточного иммунного ответа у насекомых, являются фиксированные и свободноживущие клетки гемолимфы - гемоциты. Гуморальные механизмы иммунного ответа включают активацию протеолитических каскадов в плазме, ведущих к запуску местных защитных реакций, таких как меланизация и коагуляция, а также системных реакций, ведущее место среди которых занимает синтез антимикробных пептидов (Рис. 1).

Рис. 1. Схема иммунного ответа у насекомых (на основе обзора Тгои е1 а1., 2002).

1.1.1. Распознавание «чужого»

Иммунная система насекомых функционально сходна с системой врожденного иммунитета позвоночных. Системы приобретенного (адаптивного) иммунитета у насекомых нет. В их организме имеется ограниченный набор распознающих молекул, способных избирательно связываться с поверхностными структурами патогена. Последние служат своеобразными маркерами «чужого». К ним относятся липополисахариды, липотейхоевые кислоты, липопротеины, пептидогликаны, р-1,3-глюканы и другие молекулы, либо их фрагменты (Begum et al., 2000).

Распознавание иммунокомпетентной клеткой патогенных структур происходит либо напрямую, либо через систему гуморальных посредников, растворенных в плазме. В роли таких посредников выступают, главным образом, лектины и комплементо-подобные белки (Jomori, Natori, 1992; Levashina et al., 2001; Ramet et al., 2002). Распознающие же элементы, локализованные на поверхности иммуноцита, либо синтезируются самой клеткой, либо являются гуморальными сенсорами, «встроенными» в ее мембрану.

Результаты исследований, выполненных на дрозофиле, указывают на ведущую роль молекул семейства PGRP (пептидогликан-распознающих белков) в распознавании патогенных структур насекомыми. Общим признаком для белков данного семейства является их структурное сходство с амидазами бактериофагов. По этой причине некоторые из PGRP-молекул обладают ферментативной активностью и способны расщеплять молекулы пептидогликанов; другие представители семейства лишены подобной активности и функционируют исключительно как сигнальные молекулы (Ferrandon et al., 2007).

Различия в структуре пептидогликанов грамположительных и грамотрицательных бактерий обусловливают многообразие PGRP-молекул в организме насекомого. Аминокислотная последовательность белковой части молекулы пептидогликана грамотрицательных бактерий (и грамположительных бактерий родов Bacillus и Listeria) содержит диаминопимелиновую кислоту в 3-ем положении, в то время как у подавляющего большинства грамположительных бактерий в этом положении находится лизин.

Распознавание пептидогликанов грамотрицательных бактерий - прерогатива молекул PGRP типов LC и LE. PGRP-LC является клеточным рецептором, в то время как PGRP-LE выступает, главным образом, в роли гуморального сенсора.

Пептидогликаны грамположительных бактерий - мишень для молекул PGRP типов SA и SD, а также - для белка GNBP1 - представителя семейства GNBP (белков связывания с грамотрицательными бактериями). Белки семейства GNBP связывают преимущественно липополисахариды и р-1,3-глюканы (Lee et al., 1996; Kim et al., 2000; Werner et al., 2000),

однако некоторые представители участвуют в распознавании грамположительных бактерий. Распознавание мишени запускает каскад протеолитических реакций, ведущих к активации белка Spatzle - лиганда к То11-рецептору, локализованному на поверхности иммуноцита.

Активация белка Spatzle имеет место также вследствие распознавания грибковых паттернов. Поверхностные структуры грибков, преимущественно, |3-1,3-Е)-глюканы, связываются молекулами GNBP3. Гомологи GNBP3 обнаружены у представителей отрядов Lepidoptera и Hymenoptera. Распознавание грибковых ферментов, в частности протеаз, осуществляется иначе - через их взаимодействие с гуморальным фактором Persephone. Факторы GNBP3 и Persephone являются триггерами каскада протеолитических реакций, ведущих к активации иммунокомпетентной клетки.

Некоторые факторы плазмы функционируют как опсонины и способствуют связыванию патогенов фагоцитами. Однако данные по ним весьма фрагментарны и являются результатом изучения иммунитета насекомых самых разных отрядов. Так, например, тиоэфир-связывающие белки (ТЕР), играющие роль сигнальных молекул у москита Anopheles gambiae, повышают фагоцитарную активность гемоцитов (Levashina et al., 2001). Интересно, что местом их синтеза являются сами гемоциты, которые выделяют ТЕР в плазму в ответ на септическое заражение (Lagueux et al., 2000). Белок связывания с липополисахаридами (LBP), обнаруженный у тутового шелкопряда Bombyx mori, ускоряет реакцию инкапсуляции (Koizumi et al., 1999). Другой гуморальный фактор - гемолин - также обладает способностью связывать липополисахариды, однако как это влияет на клеточные механизмы - непонятно (Faye et Kanost, 1998). С другой стороны, для некоторых лектинов доказаны сигнальные фуккции, однако лиганды к этим лектинам пока не найдены (Yu, Kanost, 2000). В литературе также фигурирует мнение о том, что рецептор PGRP-LC, помимо инициации гуморального иммунного ответа, каким-то образом задействован в фагоцитозе, однако подтверждений того, что связывание с этим рецептором может приводить к поглощению частицы без каких-либо вспомогательных молекул, нет (Meister, Lagueux, 2003).

1.1.2. Элимииацип «чужого»

Ключевыми эффекторными компонентами иммунного ответа у насекомых являются активированные кислородные метаболиты, а также антибактериальные белки и гликопротеины с выраженной либо невыраженной ферментативной активностью (Глупов и др., 2009). Клетки жирового тела выделяют антимикробные вещества непосредственно в плазму. У гемоцитов синтез токсических молекул чаще всего опосредован клеточными реакциями - фагоцитозом и инкапсуляцией.

1.1.2.1. Фагоцитоз

Фагоцитоз является специализированной формой рецептор-опосредованного эндоцитоза. Это один из важнейших механизмов защиты от микробов и эффективный способ элиминации апоптозных телец. Помимо клеточных структур, фагоцитозу подвергаются разнообразные нерастворимые субстанции и инертные частицы, такие как тушь и латекс.

Фагоцитирование чужеродного объекта - это многоступенчатый процесс. Первым этапом иммунной реакции является агрегация гемоцитов в месте повреждения. На следующем этапе фагоциты контактируют с мишеныо. Это происходит либо напрямую, с помощью рецепторов, расположенных непосредственно на их поверхности, либо опосредованно - через систему опсонинов. Следствием распознавания является перестройка цитоскелета гемоцита, образование клеткой псевдоподий, поглощение чужеродной частицы и формирование фагосомы. Механизм, по которому гемоцит распознает и поглощает мишень, пока остается нераскрытым (Meister, Lagueux, 2003). Захваченная мишень впоследствии разрушается внутри фагосомы с помощью лизосомальных ферментов, активных кислородных радикалов и оксида азота (Jones et al., 1999).

Фагоцитарной активностью обладают различные типы гемоцитов, в большинстве случаев - плазматоциты и гранулоциты (Giulianini et al., 2003; Meister, Lagueux, 2003), иногда -эноцитоиды (Giulianini et al., 2003). Примечательно, что у некоторых насекомых наблюдается «распределение ролей» гемоцитов в фагоцитозе: плазматоциты ответственны за элиминацию патогенов, в то время, как гранулоциты поглощают собственные клетки, разрушенные в процессе апоптоза (Ling, Yu, 2006). У дрозофилы, напротив, функциональной дифференциации нет: фагоцитоз как микробных клеток, так и апоптозных телец осуществляется исключительно плазматоцитами (Meister, Lagueux, 2003).

Динамика фагоцитоза у мясных мух детально изучена на примере личинок синей мясной мухи Calliphora vicina (Кинд, 2003; 2005; 2007; 2010). Показано, что скорость реакции зависит, главным образом, от популяции вовлеченных в нее фагоцитов. Популяционный состав гемоцитов, обладающих фагоцитарной активностью, определяется, в свою очередь, стадией развития личинки (Кинд, 2007). У питающейся личинки фагоциты представлены ювенильными плазматоцитами (филоподоцитами - по Тулину и Чаге, 2003) - их активность проявляется уже в первые секунды после инокуляции. По завершении личинкой питания эта популяция клеток исчезает, передавая свои «полномочия» менее активным плазматоцитам I (гистолизоцитам - по Тулину и Чаге, 2003) и тромбоцитоидам (пластинкам - по Тулину и Чаге, 2003).

1.1.2.2. Инкапсуляция и образование морул

Более сложным механизмом изоляции патогена является образование капсул, или инкапсуляция. Формирование капсул может происходить также вокруг собственных поврежденных тканей насекомого - явление, лежащее в основе регенерации. Различают две формы инкапсуляции: 1) образование узелков - многоклеточных образований, способных изолировать сразу несколько мелких патогенов, например группу бактерий; 2) формирование капсул - многослойных скоплений гемоцитов разных типов, изолирующих объекты, размер которых превышает размер иммуноцита: простейших, многоклеточных паразитов, личинки и яйца паразитоидов (Lavine, Beckage, 1995; Salt, 1970). Принципиальных различий в механизмах этих процессов нет. Сигнальными молекулами, запускающими образование капсулы, являются молекулярные паттерны микроорганизмов (Lackie, 1988). Как при образовании узелков, так и при образовании капсул, гемоциты формируют псевдоткань, изолирующую проникший в гемоцель объект.

Процесс образования капсулы изучен достаточно подробно (Davies, Siva-Jothy, 1991; Götz, 1986). Распознавание чужеродной частицы инициирует переход гемоцита в активное состояние и делает возможным его прикрепление к мишени и другим гемоцитам. Иммуноцитами, непосредственно контактирующими с чужеродной поверхностью, являются гранулоциты. При контакте происходит лизис и дегрануляция клеток. Клеточное содержимое прилипает к поверхности частицы, а дегранулировавшие клетки образуют агрегаты. Хемоаттрактанты содержимого гранулоцитов воздействуют на свободноциркулирующие плазматоциты и инициируют появление адгезионных молекул на их поверхности (Clark et al., 1997; Strand, Clark, 1999). Плазматоциты взаимодействуют с окруженной разрушенными гранулоцитами мишеныо и формируют многослойный каркас капсулы. Образование капсулы заканчивается появлением на ее поверхности структуры, подобной базальной мембране (Liu et al., 1998). Она формируется монослоем нативных гранулоцитов, прикрепившихся к капсуле на конечном этапе ее образования. Сигнальные молекулы, синтезируемые плазматоцитами для привлечения гранулоцитов, неизвестны.

Следует отметить, что такой процесс формирования капсулы не является единственно возможным. Было показано, что плазматоциты, как и гранулоциты, могут инициировать процесс изоляции «чужого» - механизм инкапсуляции, имеющий место у дрозофилы (Russo et al., 1996; Gillespie et al., 1997). Сигнал, посылаемый плазматоцитами, воспринимается прогемоцитами, локализованными в гематопоэтических органах. Результатом активации прогемоцитов является их массовая дифференцировка в ламеллоциты и вовлечение последних в процесс образования капсулы (Lanot et al., 2001).

У мясных мух механизм инкапсуляции также отличен от «классического». На первом этапе реакции происходит образование агглютината. У личинок Calliphora vicina агглютинация инициируется тромбоцитоидами (пластинками - по классификации Тулина и Чаги, 2003), взаимодействующими с чужеродной частицей спустя 3-5 минут после инокуляции (Кинд, 2010; McKenzie, Preston, 1992). Вторым этапом образования капсулы является присоединение к агглютинату ювенильных плазматоцитов (у питающихся личинок) или плазматоцитов I (у диапаузирующих личинок).

Помимо капсул гемоциты личинки Calliphora vicina способны образовывать морулы (Кинд, 2005). Морулы представляют собой скопления плазматоцитов I с прилипшими к ним чужеродными частицами. В отличие от классических нодул, морулы не содержат центрального скопления частиц и не проявляют признаков меланизации.

Считается, что капсула выполняет функции механического барьера и ограничивает развитие патогена в организме насекомого. Как правило, изолированный паразит в конечном счете погибает от асфиксии или под действием активных кислородных радикалов, хинонов и семихинонов, образовавшихся в реакциях меланизации (Nappi et al., 1995; 2000). На связь инкапсуляции с фенолоксидазной системой указывает и тот факт, что толщина стенки капсулы пропорциональна количеству содержащегося в ней меланина. Введение ингибиторов реакций синтеза меланина ведет к уменьшению толщины капсульной стенки (Hoffmann, 1993). Наряду с компонентами фенолоксидазной системы, антимикробные пептиды, выделяемые гемоцитами внутрь капсулы, по-видимому, также способны оказывать токсическое действие на патоген (Lavine, Strand, 2002).

1.1.2.3. Коагуляция гемолимфы

Коагуляция гемолимфы является одной из самых ранних защитных реакций организма насекомого на повреждение. Процесс свертывания протекает при тесной кооперации гуморальных и клеточных компонентов иммунной системы. В связи с этим, ряд авторов правомерно относит коагуляцию к клеточным защитным реакциям, в то время как другие исследователи делают акцент на ее молекулярных механизмах. В результате свертывания происходит образование вторичного механического барьера, препятствующего распространению инфекции и сводящего потери гемолимфы к минимуму. Примечательно, что у имаго, имеющих жесткую кутикулу, коагуляция может отсутствовать вовсе, в то время как у «мягкотелых» личинок, в которых гемолимфа находится под давлением и формирует своего рода гидроскелет, реакции свертывания протекают чрезвычайно интенсивно (Bidla et al., 2004).

Наиболее полно механизм формирования сгустка изучен у чешуекрылых (Lavine, Strand, 2002). В реакциях свертывания принимают участие плазматоциты и гранулоциты. На первом этапе происходит дегрануляцня и разрушение гранулоцитов. Агрегаты содержимого клеток, клеточного дебриса и живых гемоцитов формируют слой, изолирующий рану (стадия мягкого сгустка). Согласно результатам анализа молекулярного состава таких агрегатов, основным компонентом сгустка у чешуекрылых и двукрылых является гемолектин. Молекула гемолектина содержит домены, сходные по структуре с доменами факторов свертывания млекопитающих. У ряда изученных видов, однако, гемолектин в сгустке не выявлен, в то время как другой компонент - липофорин - встречается регулярно.

На следующем этапе реакции происходит затвердевание сгустка. Затвердевание связано, главным образом, с фенолоксидазной, а в ряде случаев - дополнительно с трансглютаминазной и пероксидазной активностью. Продукты реакций, катализируемых фенолоксидазой, образуют сшивки между молекулами липофорина (стадия твердого сгустка). Позже в реакцию вовлекаются плазматоциты: распластываясь на поверхности сгустка, они окончательно ограничивают его содержимое от гемоцеля (стадия корки). На заключительном этапе реакции начинается регенерация покровов: новый эпителий постепенно вытесняет сгусток - происходит заживление раны.

У мясных мух коагуляция протекает иначе. Содержимое сгустка личинки Calliphora vicina представлено не клеточным дебрисом, а совокупностью цельных безъядерных структур - пластинок, представляющих собой фрагменты клеток-предшественников (Evans, Crossley, 1974). Способность пластинок к образованию агглютината определяется обратимой перестройкой их цитоскелета: образование ячеистой структуры агглютината может быть полностью подавлено колхицином, предотвращающим сборку субъединиц тубулина в микротрубочки.

Как видно из описания процесса, коагуляция имеет существенное сходство с процессом инкапсуляции, различия наблюдаются лишь на заключительном этапе реакции. Возможно, что исход определяется природой индуктора: образование сгустка происходит в ответ на любое повреждение покровов, в то время как образование капсул имеет место лишь при инфицировании раны (Theopold et al., 2004).

1.1.2.4. Цитотоксическая реакция

Для гемоцитов насекомых характерна цитотоксическая активность в отношении чужеродных эукариотических клеток. Цитотоксические гемоциты были обнаружены сравнительно недавно в гемолимфе личинок мухи Calliphora vicina (Chemysh et al., 2004).

Способность этих клеток распознавать и уничтожать раковые клетки лейкемии человека К-562 in vitro указывает на их сходство с цитотоксическими лимфоцитами млекопитающих.

На первом этапе реакции происходит связывание гемоцита с клеткой-мишеныо. Конъюгаты начинают формироваться уже через 5-10 минут после введения чужеродных клеток в культуру гемоцитов и сохраняются в течение нескольких часов. Следствием связывания является деструкция клетки-мишени, при которой наблюдается отшнуровка цитоплазматических фрагментов и разрушение ядра.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Яковлев, Андрей Юрьевич, 2014 год

Список литературы

Белжеларская С. Н. Бакуловирусные системы экспрессии рекомбинаитиых белков в клетках насекомых и млекопитающих // Молекулярная биология. — 2011. — Т. 45, № 1. —С. 142-159.

Блажевич О. В. Культивирование клеток: Курс лекций. — Минск: БГУ, 2004. — 78 с.

Богоявленский Н. А., Прокопович К. В. Синяя мясная муха Calliphora erythrocephala зимой в Баку // Мед. паразитология и паразитар. болезни. — 1942. — Т. 11, №3. — С. 133134.

Виноградова Е. Б. Диапауза мух и ее регуляция. — СПб.: Наука, 1991. — 255 с.

Виноградова Е. Б. Мясная муха Calliphora vicina - модельный объект физиологических и экологических исследований. — JL: Наука, 1984. — 272 с.

Гапонов С. П. Биология размножения и стадия яйца Calliphoridae (Díptera) // Вестник ВГУ. — 2003,—№2. —С. 116-122.

Глупов В. В., Бахвалов С. А. Механизмы резистентности насекомых при патогенезе // Успехи современной биологии. — 1998. — Т. 118, вып. 4. — С. 466-482.

Глупов В. В., Слепнева И. А., Дубовский И. М. Генерация активированных кислородных метаболитов при формировании иммунного ответа у членистоногих // Труды Золл. ин-та РАН. — СПб., 2009. —Т. 313, № 3. —С. 297-307.

Дербенева-Ухова В. П. Мухи и их эпидемиологическое значение. — М., 1952. — 271 с.

Дербенева-Ухова В. П. К сравнительной экологии синантропных мух сем. Muscidae и Calliphoridae // Мед. паразитол. и паразит, болезни. — 1961. — Т. 30. — С. 27-37.

Зиновьева К. Б., Виноградова Е. Б. Контроль сезонного развития у паразитов мясных мух. II. Экологический контроль зимних адаптаций у Calliphora vicina R.-D. (Díptera, Calliphoridae) // Хозяино-паразитные отношения у насекомых. — JL, 1972. — С. 9099.

Кинд Т. В. Агглютинация и фагоцитоз чужеродных абиотических частиц гемоцитами синей мясной мухи Calliphora vicina in vivo. II. Влияние бактериальной иммунной индукции на гемоцитарную активность // Цитология. — 2010. — Т. 52, № 6. — С. 431-441.

Кинд Т. В. Агглютинация и фагоцитоз чужеродных абиотических частиц гемоцитами синей мясной мухи Calliphora vicina in vivo. I. Динамика фагоцитарной активности гемоцитов в онтогенезе личинок // Цитология. — 2005. — Т. 47, № 7. — С. 609-622.

Кинд Т. В. Гемоциты мясной мухи Calliphora vicina и их динамика при развитии личинок и индукции метаморфоза // Цитология. — 2003. — Т. 45, № 1. — С. 14-25.

Кинд Т. В. Гемоциты с различными типами защитной реакции в онтогенезе трех видов мясных мух рода Calliphora // Труды БиНИИ СПбГУ. — СПб., 2007. — Вып. 53. — С. 306-335.

Кокряков В. Н. Биология антибиотиков животного происхождения. — СПб.: Наука, 1999.

— 162 с.

Колтыпин 10. А. Массовое культивирование синей весенней мухи для кормления молоди карпа // Рыбоводство и рыболовство. — 1977. — №6. — С. 15-16.

Кругликова А. А., Черныш С. И. Хирургические личинки и история их медицинского применения // Энтомол. обозр. — 2013. — Т. 92, №1. — С. 12-23.

Лярский П. П., Дремова В. П., Брикман Л. И. Медицинская дезинсекция. — М., 1985. — 222 с.

Марченко М. И. Классификация энтомофауны трупа. Биология мух и их судебно-медицинское значение // Суд. - мед. экспертиза. — 1980. — №2. — С. 17-20.

Раушенбах И. Ю. Нейроэндокринная регуляция развития насекомых в условиях стресса.

— Новосибирск: Наука, 1990. — 158 с.

Скоупс Р. Методы очистки белков: Пер. с англ. — М.: Мир, 1985. — 358 с.

Спирин A.C. Биосинтез белка: регуляция на уровне трансляции // Соросовский образовательный журнал. — 2000. — Т. 6, №5. — С. 2-7.

Сухова M. Н. Материалы по экологии и эпидемиологическому значению основных синантропных мух семейств Calliphoridae, Muscidae, Sarcophagidae (Diptera) средней полосы европейской части СССР // Вопр. краевой, общей и эксперим. паразитологии и мед. зоологии. — 1951. — Т. 7. — С. 88-102.

Сухова M. Н. Новые данные по экологии и эпидемиологическому значению синих мясных мух Calliphora uralensis Vill. И С. erythrocephala Meig. (Diptera, Calliphoridae) // Энтомол. обозрение. — 1950. — T. 31, вып. 1-2. — С. 90-94.

Тулин Д. В., Чага 0.10. Гемоциты личинки Calliphora vicina. I. Гистологический анализ // Цитология. — 2003. — Т. 45, № 10. — С. 976-985.

Тулин Д. В., Яковлев А. Ю. Особенности организации фенолоксидазной системы личинок мясной мухи Calliphora vicina R.-D. (Diptera, Calliphoridae) // Проблемы и перспективы общей энтомологии / Тезисы докладов XIII съезда Русского энтомологического общества. — Краснодар, 2007. — С. 366.

Черныш, С. И., Гордя Н. А. Иммунная система личинок Calliphora vicina (Diptera, Calliphoridae) как источник лекарственных веществ // Журнал эволюционной биохимии и физиологии. — 2011. — Т. 47, № 6. — С. 444-452.

Черныш С. И., Гордя Н. А., Симоненко Н. П. и др. Нейроиммунология насекомых: опосредуемая мозгом индукция синтеза пептидных антибиотиков у двукрылого Calliphora vicina R.-D. (Diptera, Calliphoridae) // Проблемы энтомологии в России / Сборник научных трудов XI съезда РЭО. — СПб., 1998. - Т. 2. — С. 198.

Черныш С. И., Гордя Н. А., Яковлев А. Ю. Гормональная регуляция стресса и резистентности к повреждения у насекомых. // Стратегии адаптаций наземных членистоногих к неблагоприятным условиям среды. — СПб., 2007. — С. 336-382.

Adachi Т., Tomita М., Yoshizato К. Synthesis of prolyl 4-hydroxylase alpha subunit and type IV collagen in hemocytic granular cells of silkworm, Bombyx mori: involvement of type IV collagen in self-defense reaction and metamorphosis // Matrix Biol. — 2005. — Vol. 24. — P. 136-154.

Agathos S. N. Insect cell bioreactors // Cytotechnology. — 1996. — Vol. 20. — P. 173-189.

Agathos S. N., Jeong Y.-H., Venkat K. Growth kinetics of free and immobilized insect cell cultures // Ann. N. Y. Acad. Sei. — 1990. — Vol. 589. — P. 372-398.

Ahmad A., Broce A., Zurek L. Evaluation of significance of bacteria in larval development of Cochliomyia macellaria (Diptera: Calliphoridae) // Journal of Medical Entomology. — 2006. —Vol. 43, No. 6, —P. 1129-1133.

Altincicek В., Vilcinskas A. Metamorphosis and collagen-IV-fragments stimulate innate immune response in the greater wax moth, Galleria mellonella // Dev. and Comp. Immunol. — 2006. —Vol. 30, —P. 1108-1118.

Amdam G. V., Aase A. L., Seehuus S. C. et al. Social reversal of immunosenescence in honey bee workers // Exp. Gerontol. —2005. —Vol. 40. —P. 939-947.

An Ch., Jiang H., Kanost M. R. Proteolytic activation and function of the cytokine Spätzle in innate immune response of a lepidopteran insect, Manduca sexta II FEBS. — 2010. — Vol. 277, No. 1, —P. 148-162.

Ando K., Natori S. Molecular cloning, sequencing and characterisation of cDNA for sarcotoxin II, an inducible antibacterial protein of Sarcophaga peregrina II J. Biochem. — 1988. — Vol. 27, —P. 1715-1721.

Ashida M. Activation of prophenoloxidase. Release of a peptide from prephenoloxidase by the activating enzyme//J. Bioch. Bioph. Commun. — 1974.— Vol. 57. — P.l089-1095.

Ashida M., Brey P. T. Recent advances in research on the insect prophenoloxidase cascade // Molecular mechanisms of immune responses in insects (eds.: Brey P. Т., Hultmark D.). — London: Chapman and Hall, 1997. — P. 135-172.

Ashida M., Yoshida H. Limited proteolysis of prophenoloxidase during activation by microbial products in insect plasma and effect of phenoloxidase on electrophoretic mobilities of plasma proteins//Insect Biochem.— 1988. —Vol. 18. —P. 11-19.

Aspan A., Sturtevant J., Smith V. J. et al. Purification and characteriyation of a prophenoloxidase activating enzyme from crayfish blood cells // Insect Biochem. — 1990. — Vol. 20. — P. 709-718.

Aye T. T., Shim J.-K., Rhee I.-K. et al. Upregulation of the immune protein gene hemolin in the epidermis during the wandering larval stage of the Indian meal moth, Plodia interpunctella //J. Ins. Physiol. — 2008. — Vol. 54. — P. 1301-1305.

Baines D., Desantis T., Downer R. G. H. Octopamine and 5-hydroxytryptamine enhance the phagocytic and nodule formation activities of cockroach (Periplaneta americana) haemocytes // J. Ins. Physiol. — 1992. — Vol. 38. — P. 905-914.

Barrett. F. M. Phenoloxidases from larval cuticle of the sheep blowfly, Lucilia cnprina: characterization, developmental changes, and inhibition by antiphenoloxidase antibodies // Arch. Insect Biochem. Physiol. — 1987. — Vol. 5. — P. 99-1118.

Barrett F. M., Andersen S. O. Phenoloxidases in larval cuticle of the blowfly, Calliphora vicina //Insect Biochem. — 1981. —Vol. 11. —P. 17-23.

Bartholomay L. C., Clio W. L., Rocheleau T. A. et al. Description of the transcriptomes of immune response-activated hemocytes from the mosquito vectors Aedes aegypti and Armigeres subalbatus II Infect. Immun. — 2004. — Vol. 72. — P. 4114-4126.

Begum N., Matsumoto M., Tsuji S. et al. The primary host defense across humans flies and plants // Curr. Trends Immunol. — 2000. — Vol. 3. — P. 59-74.

Bettencourt R., Asha H., Dearolf Ch. et al. Hemolymph-dependent and -independent responses in Drosophila immune tissue II J. Cell. Bioch. — 2004. — Vol. 92. — P. 849-863.

Binnington K. C., Barrett F. M. Ultrastructural localization of phenoloxidases in cuticle and haemopoietic tissue of the blowfly Lucilia cnprina II Tissue Cell. — 1988. — Vol. 20, No. 3. —P. 405-419.

Bobrowski M. M., Matthew M., Barth P. T. et al. Plasmid-determined beta-lactamase indistinguishable from the chromosomal beta-lactamase of Escherichia coli II J. Bacteriol. — 1976. —Vol. 125, No. 1.— P. 149-157.

Boman H. G. Cell-free immunity in Cecropia. A model system for antibacterial proteins // J. Biochem. — 1991. — Vol. 201. — P. 23-31.

Boman H. G. Peptide antibiotics and their role in innate immunity // Annu. Rev. Immunol. — 1995. —Vol. 13. —P. 61-92.

Bonmatin J.-M., Bonnat J. L., Gallet X. et al. Two-dimensional H-NMR study of recombinant insect defensin A in water. Resonance assignments, secondary structure and global folding // J. Biomolec. NMR. — 1992. — Vol. 2. — P. 235-256. Brennan C. A., Delaney J. R., Schneider D. S. et al. Psidin is required in Drosophila blood cells for both phagocytic degradation and immune activation of the fat body // Current Biology.

— 2007. —Vol. 17, No. 1. —P. 67-72.

Brey P. T. The contributions of the Pasteur school of insect immunity // Molecular mechanisms of immune responses in insects (eds.: Brey P. T., Hultmark D.). — N. Y.: Chapman and Hall, 1998.— P. 1-39.

Brey P. T., Lee W.-J., Yamakawa M. et al. Role of integument in insect immunity: Epicuticular abrasion and induction of cecropin synthesis in cuticular epithelial cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1993. — Vol. 90. — P. 6275-6279. Briggs J. D. Humoral immunity in lepidopterous larvae // J. Exp. Zool. — 1958. — Vol. 138. — P. 155-188.

Bulet P., Cociancich S., Reuland M. et al. A novel insect defensin mediates the inducible antibacterial activity in larvae of the dragon fly Aeshna cyanea (Paleortera, Odonata) // Eur. J. Biochem. — 1992. — Vol. 209. — P. 977-984. Bulet F., Hetru S. A novel inducible antibacterial peptide of Drosophila carries an O-glycosilated

substitution. // J. Biol. Chem. — 1993. — Vol. 268. — P. 14893-14897. Bulet P., Stocklin R. Insect antimicrobial peptides: Structures, properties and gene regulation //

ProteinPept. Lett. —2005.—Vol. 1. —P. 3-11. Burman L. G., Nordstrom K., Boman H. G. Resistance of Escherichia coli to Penicillins V. Physiological Comparison of Two Isogenic Strains, One with Chromosomally and One with Episomally Mediated Ampicillin Resistance // J. Bacteriol. — 1968. — Vol. 96, No.2. . — P. 438-446.

Burmester T., Scheller K. Identification of binding proteins involved in the stage-specific uptake of arylphorin by the fat body cells of Calliphora vicina II Insect Biochem. Mol. Biol. — 1992. — Vol. 22. — P. 211 -220. Bydla G., Lindgren M., Theopold U. et al. Hemolymph coagulation and phenoloxidase in Drosophila larvae // Developmental and Comparative Immunology. — 2005. — Vol. 29.

— P. 669-679.

Casteels P., Ampe C. Isolation and characterisation of abaecin, a major antibacterial response

peptide in the honeybee // J. Biochem. — 1990. — Vol. 187. — P.381-386. Casteels P., Ampe C., Jacobs F. et al. Apidaecins: antibacterial peptides from honey bees // EMBO J. — 1989. — No. 8. — P. 2387-2391.

Casteels P., Ampe C., Jacobs F. et al. Functional and chemical characterisation of hymenoptaecin, an antimicrobial polypeptide that is infection-inducible in the honeybee // J. Biol. chem. — 1993. — Vol.268. — P. 7044-7054.

Cerovsky V., Zdárek J., Fucík V. et al. Lucifensin, the long-sought antimicrobial factor of medicinal maggots of the blowfly Lucilia sericata II Cell Mol. Life Sei. — 2010. — Vol. 67, No. 3. — P. 455-66.

Chapman R. F. The insect: Structure and Function. — Cambridge: University Press, 1998. — 770 p.

Charalambidis N., Foukas L., Zervas C. et al. Hemocyte surface phenoloxidase (PO) and immune response to lipopolysaccharide (LPS) in Ceraiitis capitata II Insect Biochemistry and Molecular Biology. — 1996. — Vol. 26. — P. 867-874.

Chernysh S. I. Antimicrobial substances from insects // Proceedings of the first Korea/Russia joint symposium on Bioresources and Biotechnology. — 1996. — P. 281-296.

Chernysh S. I., Cociancich S., Briand J.-P. et al. The inducible antibacterial peptides of the hemipteran insect Palomería prasina: identification of a novel family of proline-rich peptides and of a novel insect defensin // J. Insect Physiol. — 1996. — Vol. 42, No. 1. — P. 81-89.

Chernysh S. I., Filatova N. A., Chernysh N. S. et al. Cytotoxic activity of blowfly Calliphora vicina hemocytes // J. Insect. Physiol. — 2004. — Vol. 50. — P. 777-781.

Chernysh S. I., Gordja N. A., Simonenko N. P. Diapause and immune response: induction of antimicrobial peptides synthesis in the blowfly, Calliphora vicina R.-D. (Diptera, Calliphoridae) // Entomol. Science. — 2000. — Vol. 3. — P. 139-144.

Chernysh S. I., Kim S. I., Bekker G. et al. Antiviral and antitumor peptides from insects // Proc. Natl. Acad. Sei. — 2002. — Vol. 99, No. 20. — P. 12628-12632.

Chernysh S. I., Simonenko N. P., Meister M. Developmental variability of the antibacterial response in larvae and pupae of Calliphora vicina (Diptera: Calliphoridae) and Drosophila melanogaster (Diptera: Drosophilidae) // Eur. J. Entomol. — 1995. — Vol. 92. — P. 203209.

Chicz R. M., Regnier F. E. High-performance liquid chromatography: effective protein purification by various chromatographic modes // J. Methods in enzymology. — 1990. — Vol. 182. —P. 392-421.

Christensen B., Fink J., Merrifield R. B. et al. Channel-forming properties of cecropins and related model compounds incorporated into planar lipid membranes // Proc. Nat. Acad. Sei. USA. — 1988. — Vol. 85. — P. 5072-5076.

Christophides G. K., Zdobnov E., Barillas-Mury C. et al. Immunity-related genes and gene families in Anopheles gambiae II Science. — 2002. — Vol. 298. — P. 159-165.

Clark K. D., Perch L. L., Strand M. R. Isolation and identification of a plasmatocyte-spreading peptide from the hemolymph of the lepidopteran insect Pseudoplusia includens II J. Biol. Chem. —1997. — Vol. 272. — P. 23440-23447.

Cociancich S., Bulet P., Iletry C. et al. The inducible antibacterial peptides of insects // J. Parasitology Today. — 1994b. — Vol.10, No. 4. — P. 132-139.

Cociancich S., Dupont A., Hegy G. Novel inducible antibacterial peptides from a hemipteran insect, the sap-sucking bug Pyrrhocoris apteras II J.Biochem. —1994a. — Vol. 300. — P. 567-575.

Crossley A. C. An experimental analysis of the origins and physiology of hemocytes in the blue bottle blowfly Calliphora erythrocephala (Meig.) // J. Exp. Zool. — 1964. — Vol. 157. — P. 375-397.

Crossley A. C. The fine-structure and mechanism of break down of larval intersegmental muscles in the blowfly Calliphora erythrocephala II J. Insect Physiol. — 1968. —Vol. 14. — P. 1389-1407.

Cruz P. E., Martins P. C., Alves P. M. et al. Proteolytic activity in infected and non-infected insect cells: degradation of HIV-1 Pr55gag particles // Biotechnol. Bioeng. — 1999. — Vol. 65. —P. 133-143.

Cruz-Landim C. O corpo gorduroso da larva de Melipona quadrifasciata anthidioides Lep. (Apidae, Meliponinae) // Naturalia, Sao Paulo. — 1983. — Vol. 8. — P. 7-23.

Cudic M., Condie B. A., Weiner D. J. et al. Development of novel antibacterial peptides that kill resistant clinical isolates // Peptides. — 2002. — Vol. 23. — P. 271-283.

Dahlhelm D. Untersuchungen zum Reservestoff-IIaushalt im Fettkorper des dritten Larvenstadiums von Calliphora erythrocephala II Biol. Zbl. — 1973. — Bd. 92. — S. 4165.

Daniel M., Kovacova D., Roslerova V. et al. Synanthropic flies and other insects in a hospital area and the microflora detected on their body surfaces // Ceskoslovenska Epidemiologie, Mikrobiologie, Imunologie. — 1990. — Vol. 39, No. 1. — P. 21 -31.

Davies D. H., Siva-Jothy M. T. Encapsulation in insects: polydnaviruses and encapsulation-promoting factors // Immunity of Insects and Other Artropods. — 1991. — P. 120-132.

De Gregorio E., Han S. J., Lee W. J. et al. An immune-responsive serpin regulates the melanization cascade in Drosophila // Dev. Cell. — 2002. — Vol. 3. — P. 581-592.

Dimarcq J. L., Hoffmann D., Meister M. et al. Characterization and transcriptional profiles of a Drosophila gene encoding an insect defensin. A study in insect immunity // Eur. J. Biochem. — 1994. — Vol. 221. — P. 201 -209.

Dimarcq J. L., Imler J. L., Lanot R. et al. Treatment of l(2)mbn Drosophila tumorous blood cells with the steroid hormone ecdysone amplifies the inducibility of antimicrobial peptide gene expression // Insect Biochemistry and Molecular Biology. — 1997. — Vol. 27. — P. 877886.

Dimarcq J. L., Keppi E., Dunbar B. et al. Purification and characterization of a family of novel inducible antibacterial proteins from immunized larvae of the dipteran Phormia terranovae and complete amino-acid sequence of the predominant member, diptericin A // Eur. J. Biochem. — 1988, —Vol. 171. —P. 17-22.

Dimarcq J. L., Zachary D., Hoffmann J. A. et al. Insect immunity, expression of the two major inducible antibacterial peptides, defensin and diptericin, in Phormia terranovae II EMBO. —1990. — Vol. 9, No. 8. — P. 2507-2515.

Downer R. G. H. Induction of hypertrehalosemia by excitation in Periplaneta americana II J. Insect Physiol. — 1979. — Vol. 25. — P. 59-63.

Dunn P. E. Biochemical aspects of insect immunology // J. An. Rev. Entomology. — 1986. — Vol.31. —P. 321-339.

Dunphy G. B. Downer R. G. W. Octopamine, a modulator of the haemocytic nodulation response of non-immune Galleria mellonella larvae // J. Insect Physiol. — 1994. — Vol. 40. —P. 267-272.

Evans P. D., Crossley A. C. Free amino acids in the haemocytes and plasma of the larva of Calliphora vicina II J. Exp. Biol. — 1974. — Vol. 61. — P. 463-472.

Faye I., Kanost M. R. Function and regulation of hemolin // Molecular mechanisms of immune responses in insects (eds.: Brey P. T., Hultmark D.) — N. Y.: Chapman and Hall, 1998. — P. 173-188.

Faye I., Wyatt G. R. The synthesis of antibacterial proteins in isolated fat body from Cecropia silkmoth pupae // Cell. Mol. Life Sci. — 1980. — Vol. 36, No. 11. — P. 1325-1326.

Faye I., Wyatt G. R. The synthesis of antibacterial proteins in isolated fat body from Cecropia silkmoth pupae // Experientia. — 1980. — Vol.36. — P. 1325-1326.

Fehlbaum P., Bulet P., Chernysh S. et al. Structure-activity analysis of thanatin, a novel 21-residue inducible insect defense peptide with sequence homology to frog skin antimicrobial peptides // Proc.Natl. Acad.Sci.USA. — 1996. — P. 1221-1225.

Fehlbaum P., Bulet P., Michaut L. et al. Insect immunity. Septic injury of Drosophila induces the synthesis of a potent antifungal peptide with sequence homology to plant antifungal peptides // J. Biol. Chem. — 1994. — No. 269. — P. 31159-31163.

Feng C., Huang J., Song Q. et al. Parasitization by Macrocentrus cingulum (Hymenoptera: Braconidae) influences expression of prophenoloxidase in Asian corn borer Ostrinia furnacalis // Arch. Insect Biochem. Physiol. — 2011. — Vol. 77, No. 3. — P. 99-117.

Ferrandon D., Imler J.-L., Hetru Ch. et al. The Drosophila systemic immune response: sensing and signaling during bacterial and fungal infections // Nature Reviews. — 2007. — Vol. 7.

— P. 862-874.

Ferrer-Miralles N., Domingo-Espin J., Corchero J. L. et al. Microbial factories for recombinant pharmaceuticals // Microb. Cell. Fact. — 2009. — Vol. 8. — P. 17.

Finlayson L. H., Hamer D. Free amino acids in the haemolymph of Calliphora erythrocephala Meigen// Nature. — 1949. — Vol. 163. —P. 843-844.

Franssens V., Simonet G., Bronckaers A. et al. Eicosanoids mediate the laminarin-induced nodulation response in larvae of the flesh fly, Neobellieria bullata // Archives of insect biochemistry and physiology. — 2005. — Vol. 59, No. 1. — P. 32-41.

Franssens V., Smagghe G., Simonet G. et al. 20-Hydroxyecdysone and juvenile hormone regulate the laminarin-induced nodulation reaction in larvae of the flesh fly, Neobellieria bullata // Dev. Comp. Immunol. — 2006. — Vol. 30(9). — P. 735-740.

Gillespie J. P., Kanost M. R., Trenczec T. Biological mediators of insect immunity // Annu. Rev. Entomol. — 1997, — Vol. 42.— P. 611-643.

Giulianini P. G., Bertolo F., Battistella S. et al. Ultrastructure of the hemocytes of Cetonischema aeruginosa larvae (Coleoptera, Scarabaeidae): involvement of both granulocytes and oenocytoids in in vivo phagocytosis // Tissue Cell. — 2003. — Vol. 35. — P. 243-251.

Goldsworthy G., Chandrakant S., Opoku-Ware K. Adipokinetic hormone enhances nodule formation and phenoloxidase activation in adult locusts injected with bacterial lipopolysaccharide // J. Ins. Physiol. — 2003. — Vol. 49. — P. 795-803.

Goldsworthy G., Opoku-Ware K., Mullen L. Adipokinetic hormone enhances laminarin and bacterial lipopolysaccharide-induced activation of the prophenoloxidase cascade in the African migratory locust, Locusta migratoria II J. Ins. Physiol. — 2002. — Vol. 48. — P. 601-608.

Gotz P. Encapsulation in artropods // Immunity in Invertebrates: Cells, Molecules and Defense Reactions (ed.: Brehelin M.). — Berlin, 1986. — P. 153-170.

Grace T. D. C. Establishment of four straines off cells from insect tissue grown in vitro //Nature.

— 1962. — Vol. 195. — P. 788-789.

Habeeb M. A., Mahdi M. A. Mechanical transmission of bacteria via animal agents truefly

species // Advanced Studies in Biology. — 2012. — Vol. 4, No. 12.— P. 583-591. Hancock R. E. W., Chappie D. S. Peptide antibiotics // Antimicrob. Agents Chemother. — 1999.

— Vol.43. —P. 1317-1323.

Hao Zh., Kasumba I., Aksoy S. Proventriculus (cardia) plays a crucial role in immunity in tsetse fly (Diptera: Glossinidiae) // Ins. Bioch. And Mol. Boil. — 2003. — Vol. 33. — P. 11551164.

Hara T., Miyoshi T., Tsukamoto T. Comparative studies on larval and pupal phenoloxidase of the housefly, Musca domestica L. // Comp. Biochem. Physiol. — 1993. — Vol. 106, No. 2.

— P. 287-292.

Heinrich J. C., Li X., Henry R. A. et al.. Germ-line transformation of the Australian sheep

blowfly Lucilia cuprina II Insect Mol. Biol. — 2002. — Vol. 11. — P. 1-10. Hensler W., Singh V., Agathos S. Sf9 insect cell growth and p-galactosidase production in serum

and serum-free media II Ann. N. Y. Acad. Sci. — 1994. — Vol. 745. — P. 149-168. Herrera-Ortiz A., Martines-Barnetche J., Smit N. The effect of nitric oxide and hydrogen peroxide in the activation of the systemic immune response of Anopheles albimanus infected with Plasmodium berghei H Dev. and Comp. Immunol. — 2011. — Vol. 35. — P. 44-50.

Hoffmann A., Funkner A., Neumann P. et al. Biophysical characterization of refolded Drosophila Spatzle, a cystine knot protein, reveals distinct properties of three isoforms // J. Biol. Chem. — 2008. — Vol. 283, № 47. — P. 32598-32609. Hoffmann J. A., Hetru C. Insect defensins: inducible antibacterial peptides // J. Immunol.today.

— 1992. —Vol.13. —P. 411-415.

Hoffmann J. A., Hetru C., Reichhart J.-M. The humoral antibacterial response of Drosophila //

FEBS. — 1993. — Vol. 325, No. 1. — P. 63-66. Hoffmann J. A., Hoffmann, D. The inducible antibacterial peptides of dipteran insects // 34-th

forum in immunology. — 1990.— P. 910-918. Hoffmann J. A., Reicchart J.-M. Drosophila innate immunity: an evolutionary perspective //

Nature Immunology. — 2002. — Vol. 3,No. 2. —P 121-126. Hoffmann J. A., Reichhart L.-M. Drosophila immunity // Trends in Cell Biology. — 1997. — Vol. 7. —P. 309-316.

Holak T. A., Engstrom A., Kraulis P. J. et al. The solution conformation of the antibacterial peptide cecropin A: a nuclear magnetic resonance and dynamical simulated annealing study // Biochemistry. — 1988. — Vol. 27. — P. 7620-7629.

Hoskin D. W., Ramamoorthy A. Studies on anticancer activities of antimicrobial peptides // Biochim. Biophys. Acta (BBA) - Biomembranes. — 2008. — Vol. 1778. — P. 357-375.

Hultmark D. Immune reactions in Drosophila and other insects: a model for innate immunity // J. Tr. Genet. — 1993. —Vol. 9. —P. 178-183.

Irving P., Ubeda J. M., Doucet D. et al. New insights into Drosophila larval haemocyte functions through genome-wide analysis // Cell Microbiol. — 2005. — Vol. 7. — P. 335-350.

Ishikawa M., Kubo Т., Natori S. Purification and characterization of a diptericin homologue from Sarcopagaperegrina (flesh fly) // Biochem. J. — 1992. — No. 287, — P. 573-578.

Jain D. K, Ramasubramanyan K., Gould S. et al. Large-scale recombinant protein production using the insect cell-baculovirus expression vector system: antistasin and P-adrenergic receptor // Production of biologicals from animal cells in culture (eds.: Spier R. E., Griffiths J. В., Meignier В.). — Oxford Butterworth-Heinemann Press, 1991. — P. 345351.

Johansson К. C., Metzendorf C., Soderhall K. Microarray analysis of immune challenged Drosophila hemocytes // Exp. Cell Res. — 2005. — Vol. 305. — P. 145-155.

Jomori T. and Natori S. Function of the lipopolysaccharide binding protein of Periplaneta americana as an opsonin // FEBS Lett. — 1992. — Vol. 296. — P. 283-286.

Jones S. L., Lindberg F. P., Brown E. J. Phagocytosis // Fundamental Immunology (ed.: Paul W. E.). — Philadelphia: Lippincott-Raven Publishers, 1999. — P. 997-1020.

Jones J. C., Liu D. P. The effects of ligaturing Galleria mellonelh larvae on total haemocyte counts and on mitotic indices among haemocytes // J. Ins. Physiol. — 1969. — Vol. 15, No. 10. —P. 1703-1708.

Kanost M. R., Dai W., Dunn P. E. Peptidoglycan fragments elicit antibacterial protein synthesis in larvae of Manduca sexta // Arch. Insect Biochem. Physiol. — 1988. — Vol. 8. — P. 147-164.

Khafagi W., Hegazi E. M. Effects of juvenile hormones and precocenes on the immune response of Spodoptera littoralis larvae to supernumerary larvae of the solitary parasitoid, Microplitis rufiventris Kok. // Journal of Insect Physiology. — 2001. — Vol. 47. — P. 1249-1259.

Kim Y. S., Ryu J. H., Han S. J. et al. Gram-negative bacteria-binding protein, a pattern recognition receptor for lipopolysaccharide and beta-l,3-glucan that mediates the signalling for the induction of innate immune genes in Drosophila melanogaster cells // J. Biol. Chem. — 2000. — Vol. 275. — P. 32721-32727.

Kinnear J. F., Thomson J. A. Nature, origin and fate of major haemolymph proteins in Calliphora // Insect Biochem. — 1975. — Vol. 5. — P. 531 -552.

Koizumi N., Imai Y., Moroxumi A. et al. Lipopolyssacharide-binding protein of Bombyx mori participates in a hemocyte-mediated defense reaction against Gram-negative bacteria // J. Insect Physiol. — 1999. — Vol. 45. — P. 853-859.

Lackie A. M. Hemocyte behaviour//Adv. Insect Physiol. — 1988. — Vol. 21. —P. 35-178.

Lagueux M., Perrodou E., Levashina E. A. et al. Constitutive expression of a complement-like protein in toll and JAK gain-of-function mutants of Drosophila // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 2000. — Vol. 97. — P. 11427-11432.

Lai-Fook J. The repair of wounds in the integument of insects // J. Insect Physiol. — 1966. — Vol. 12. —P. 195-226.

Lambert J., Keppi E., Dimarcq J.-L. Insect immunity: isolation from immune blood of the dipteran Phormia terranovae of two insect antibacterial peptides with sequence homology to rabbit lung macrophage bactericidal peptides 11 Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 1989. — Vol. 86. —P. 262-266.

Lanot R., Zachary D., Holder F. et al. Postembryonic hematopoiesis in Drosophila // Developmental Biology. — 2001. — Vol. 230. — P. 243-257.

Lavine M. D., Beckage N. E. Polydnaviruses: potent mediators of host insect immune disfunction // Parasitol. Today. — 1995. — Vol. 11. — P. 368-378.

Lavine M. D., Chen G., Strand M. R. Immune challenge differentially affects transcript abundance of three antimicrobial peptides in hemocytes from the moth Pseudoplusia includens //Ins. Biochem. and Mol. Biol. —2005. —Vol. 35,No. 12, —P. 1335-1346.

Lavine M. D., Strand M. R. Insect hemocytes and their role in immunity // Insect Biochem. and Molec. Biol. — 2002. — Vol. 32. — P. 1295-1309.

Lee S. Y., Moon H. J., Kurata S. et al. Purification and molecular cloning of cDNA for an inducible antibacterial protein of larvae of a colepteran insect, Holotrichia diomphalia H J.Biochem.— 1994. — Vol. 115, — P.82-86.

Lee W., Lee J., Kravchenko V. K. et al. Purification and molecular cloning of an inducible Gram-negative bacteria-binding protein from the silkworm, Bombyx mori II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1996. — Vol. 93. — P. 7888-7893.

Lehane M. J., Wu D., Lehane S. M. Midgut-specific immune molecules are produced by the blood-sucking insect Stomoxys calcitrans II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1997. — Vol. 94. —P. 11502-11507.

Lehrer R. I., Lichtenstein A. K., Ganz T. Defensins: antimicrobial and cytotoxic peptides of mammalian cells// J.Ann.Rev.Immunol. — 1993.— Vol. 11.— P. 105-128.

Lemaitre B., Nicolas E., Michaut L. et al. The dorsoventral regulatory gene cassette spatzle/Toll/cactus controls the potent antifungal response in Drosophila adults // Cell. — 1996,—Vol. 86. — P. 973-983.

Lemaitre B., Reichhart J.-M., Hoffmann J. A. Drosophila host defense: Differential induction of antimicrobial peptide genes after infection by various classes of microorganisms // Proc. Natl. Acad. Sci. — 1997. — Vol. 94. — P. 14614-14619.

Lerch K. Protein and active-site structure of tyrosinase // Advances in pigment cell research (ed.: Bangara J. T.). — New York: Alan R Liss, 1988. — P. 85-98.

Levashina E. A., Moita L. F., Blandin S. et al. Conserved role of a complement-like protein in phagocytosis revealed by dsRNA knockout in cultured cells of the mosquito, Anopheles gambiae II Cell. —2001. — Vol. 104. — P. 709-718.

Levashina E. A., Ohresser S., Bulet P. Metchnikowin, a novel immune inducible proline-rich pepide from Drosophila with antibacterial and antifunfal properties // Eur.J.Biochem. — 1995. — Vol.233. — P.694-700.

Levenbook L. Storage proteins // See Ref. — 1985. — Vol. 34a, No. 10. — P. 307-346.

Li J. T., Lee P. P., Chen O. C. et al. Dopamine depresses the immune ability and increases susceptibility to Lactococcus garvieae in the freshwater giant prawn, Macrobrachium rosenbergii II Fish and Shellfish Immunology. — 2005. — Vol. 19, No. 3. — P. 269-280.

Ligoxygakis P., Pelte N., Ji C. et al. A serpin mutant links toll activation to melanization in the host defence of Drosophila // EMBO J. — 2002. — Vol. 21. — P. 6330-6337.

Ling E., Yu X. Q. Hemocytes from the tobacco hornworm Mandnca sexta have distinct functions in phagocytosis of foreign particles and self dead cells // Developmental and Comparative Immunology. — 2006. — Vol. 30. — P. 301-309.

Liu C. T., Hou R. F., Chen C. C. Formation of basement membrane-like structure terminates the cellular encapsulation of microfilariae in haemocoel of Anopheles quadrimaculatus II Parasitology. — 1998. — Vol.116. — P. 511-518.

Locke M. The structure and development of the vacuolar system in the fat body of insects // Insect ultrastructure (eds.: King R. C., Akai H.). — N. Y.: Plenum, 1984. — Vol. 2. — P. 151-197.

Manetti A. G. O., Rosetto M., De Filippis T. et al. Juvenile hormone regulates the expression of the gene encoding ceratotoxin A, an antibacterial peptide from the female reproductive accessory glands of the medfly Ceratitis capitata II J. of Insect Physiol. — 1997. — Vol.43. —P. 121161-121167.

Marinotti O., De Bianchi A. G. Uptake of storage protein by Musca domestica fat body // J. Insect Physiol. — 1986, — Vol. 32. —P. 819-825.

McKenzie A. N., Preston T. M. Functional stadies on Calliphora vomitoria haemocyte subpopulations defined by lectin staining and density centrifugation // Dev. Comp. Immunol. — 1992. — Vol. 16. — P. 19-30.

Meister M., Lagueux M. Drosophila blood cells // Cell. Microbiol. — 2003. — Vol. 5. — P. 573-580.

Milde J. J., Ziegler R., Wallstein M. Adipokinetic hormone stimulates neurones in the insect central nervous system // J. Exp. Biol. — 1995. — Vol. 198, —P. 1307-1311.

Mitchell H. K., Weber U. M. Drosophila phenol oxidases // Science. — 1965. — Vol. 148. — P. 964-965.

Moon H. J., Lee S. J., Kurata S. et al. Purification and molecular cloning of cDNA for an inducible antibacterial protein from larvae of the Coleopteran, Tenebrio molitor // J. Biochem. — 1994. —Vol. 116, No. 1. — P. 53-58.

Morishima I., Yamada K., Ueno T. Bacterial peptidoglycan as elicitor of antibacterial protein synthesis in larvae of the silkworm, Bombyx mori // Ins. Biochem. Mol. Biol. — 1992. — Vol.22,No. 4. —P. 363-367.

Mowlds P., Barron A., Kavanagh K. Physical stress primes the immune response of Galleria mellonella larvae to infection by Candida albicans II Microbes and Infection. — 2008. — Vol. 10, —P. 628-634.

Nappi A. J. Effects of ligation on the cellular immune reactions of Drosophila algonquin against the hymenopterous parasite Psendeucoila bochei II J. Parasitol. — 1975. — Vol.61. — P. 373-376.

Nappi A. J., Vass E., Frey F. et al. Nitric oxide involvement in Drosophila immunity // Nitric Oxide. — 2000. — Vol. 4. — P. 423-430.

Nappi A. J., Vass E., Frey F. et al. Superoxide anion generation in Drosophila during melanotic encapsulation of parasites // European Journal of Cell Biology. — 1995. — Vol. 68. — P. 450-456.

Nesin A. P., Simonenko N. P., Numata H. et al. Effects of photoperiod and parental age on the maternal induction of larval diapause in the blowfly, Calliphora vicina // Applied Entomology and Zoology. — 1995. — Vol. 30. — P. 351-356.

Ohnishi E. Tyrosinase activation in the pupae of the housefly Mnsca vicina IIM. Jap. J. Zool. — 1958. —Vol. 13, —P. 179-188.

Ohnishi E. Tyrosinase in Drosophila virilis II Annot. Zool. Jap. — 1954. — Vol. 37. — P. 3339.

Ohnishi E., Dohke K., Ashida M. Activation of prephenoloxidase. II. Activation by alpha-chymotrypsin // Arch. Biochem. Biophys. — 1970. — Vol. 139, No. 1. — P. 143-148.

Orchard I., Loughton B. G., Webb R. A. Octopamine and short-term hyperlipaemia in the locust //Gen. Comp. Endocrinol. — 1981.— Vol. 45, —P. 175-180.

Oren Z., Shai Y. Mode of action of linear amphipatic a helical antimicrobial peptides // Biopolymers. — 1998. — Vol. 47. — P. 451-463.

Otvos Jr. L. The short proline-rich antibacterial peptide family // Cell. Mol. Life Sci. — 2002. — Vol. 59. —P. 1138-1150.

Palli S. R., Locke M. The synthesis of hemolymph proteins by the larval fat body of an insect Calpodes ethlius (Lepidoptera: Hesperiidae) // Insect Biochem. — 1988. — Vol. 18. — P. 405-413.

Paraluppi N. D., De Vasconcelos J. C., De Aquino J. S. et al. Calliphoridae (Diptera) in Manaus: IV. Bacteria isolated from blowflies collected in street markets // Acta Amazonica. — 1996. — Vol. 26 (1/2). — P. 93-96.

Passier P. C., Vullings H. G., Diederen J. H. et al. Modulatory effects of biogenic amines on adipokinetic hormone secretion from locust corpora cardiaca in vitro // Gen. Comp. Endocrinol. — 1995. — Vol. 97. — P. 231-238.

Pathak, J. P. N. Cell mediated defense reactions in Insects // Insect Immunity (ed.: Pathak J. P. N.). — Oxford and IBH Publishing Co. Pvt. Ltd., 1993. — P. 47-58.

Pau R. N., Kelly C. The hydroxylation of tyrosine by an enzyme from third-instar larvae of the blowfly Calliphora erythrocephala II Biochem J. — 1975. — Vol. 147, No. 3. — P. 565573.

Pence R. J., Viray M., Ebeling W. Honeybee abdomen assays of hemolymph from stressed and externally poisoned american cockroaches // Pesticide Biochem. Physiol. — 1975. — Vol. 5, No. 1. —P. 90-100.

Price P. W. Parasitoid strategies and community organization // Environmental Entomology. — 1973. — Vol. 2. — P. 623-626.

Pryor, M. G. M. Tanning of blowfly puparia // Nature. — 1955. — Vol. 175. — P. 600.

Pye A. E., Boman H. G. Insect immunity. III. Purification and partial characterization of immune protein P5 from hemolymph of Hyalophora cecropia pupae // Infect. Immun. — 1977. — Vol. 17. —P. 408-414.

Ramet M., Manfruelli P., Pearson A. et al. Functional genomic analysis of phagocytosis and identification of a Drosophila receptor for E. coli I I Nature. — 2002. — Vol. 416. — P. 644-648.

Rantala M. J., Vainikka A., Kortet R. The role of juvenile hormone in immune function and pheromone production trade-offs: a test of the immunocompetence handicap principle // Proc Biol Sci. — 2003. — Vol. 7. — P. 2257-2261.

Ratcliffe N. A., Mello C. B., Garcia E. S. et al. Insect natural products and processes: New treatments for human disease // Ins. Bioch. and Mol. Biol. — 2011. — Vol. 41. — P. 747769.

Reddy K. V. R., Yedery R. D., Aranha C. Antimicrobial peptides: premises and promises // Internal. J. Antimicr. Agents. — 2004. — Vol. 24. — P. 536-547.

Rees J. A., Moniatte M., Bulet P. Novel antibacterial peptides isolated from a European bumblebee, Bombus pascuorum (Hymenoptera, Apoidea) // Insect Biochem. Molec. Biol. — 1997. — Vol. 27, No. 5. — P. 413-422.

Reuveny S., Kim Y. J., Kemp C. W. et al. Effect of temperature and oxygen on cell growth and recombinant protein production in insect cell cultures // Appl. Microbiol. Biotechnol. — 1993. — Vol. 38, No. 5. — P. 619-623.

Ring R. A. Maternal induction of diapause in the larva of Lucilia caesar L. (Diptera, Calliphoridae) // J. Exp. Biol. — 1967.— Vol. 46, No. 1. —P. 123-136.

Rizki T. M. Fat Body // Genetics and Biology of Drosophila (eds.: Ashburner M., Wright T. R. F.). — New York: Academic Press, 1978. — Vol. 2b. — P. 561-601.

Roxstrom-Lindquist K., Assefaw-Redda Y., Rosinska K. et al. 20-Hydroxyecdysone indirectly regulates Hemolin gene expression in Hyalophora cecropia II Insect Molecular Biology. — 2005. — Vol. 14, No. 6. — P. 645-652.

Royet J. Infectious non-self recognition in invertebrates: lessons from Drosophila and other insect models//Mol. Immunol. —2004. —Vol. 41, No. 11. —P. 1063-1075.

Russo J., Dupas S., Frey F. et al. Insect immunity: early events in the encapsulation process of parasitoid (.Leptopilina boulardi) eggs in resistant and susceptible strains of Drosophila // Parasitology. — 1996, —Vol. 112. —P. 135-142.

Salt G. The cellular defense reactions of insects. — London Cambridge Univ. Press, 1970. — 118 p.

Samakovlis C., Kimbrell D. A., Kylsten P. et al. The immune response in Drosophila: pattern of cecropin expression and biological activity // EMBO J. — 1990. — Vol. 9. — P. 29692976.

Saul S. J., Bin L., Sugumaran M. The majority of prophenoloxidase in the hemolimph of Manduca sexta is present in the plasma and not in the hemocytes // Develop, and Comp. Immunol. — 1987. — Vol. 11. — P. 479-485.

Schumann H. Family Calliphoridae // Catalog Palaearctic Diptera. Budapest. — 1986. — Vol. 12. —P. 11-57.

Schweiger A., Karlson P. Zum Tyrosinstoffvvechsel der Insekten. Die aktivierung der Prophenoloxidase und Aktivatorenzym I I Z. Physiol. Chem. — 1962. — Bd. 329. — S. 210-221.

Sherman R. A., Hall M. J. R., Thomas S. Medicinal maggots: an ancient remedy for some

contemporary afflictions // Annu. Rev. Entomol. — 2000. — Vol. 45. — P. 55-81. Sherman R. A. Maggot therapy takes us back to the future of wound care: new and improved maggot therapy for the 21st century II J. Diabetes Sci. Technol. — 2009. — Vol. 3. — P. 336-344.

Singh G. J. P. Hormone release in Locnsta migratoria in relation to insecticide poisoning syndrome // Insect Neurochemistry and Neurophysiology / Proc. Int. Conf., College Park, Aug. 1-3, 1983, New. York, — N. Y., 1984. — P. 475-477. Slocinska M., Marciniak P., Rosinski G. Insects antiviral and anticancer peptides: new leads for

the future? // Protein Pept. Lett. — 2008. — Vol. 15, No. 6. — P. 578-585. Soderhiill K., Aspan A., Duvic D. The proPO-system and associated proteins: role in cellular communication in arthropods // J. Research in immunology. — 1990. — Vol. 141, No. 9.

— P. 896-946.

Soderhiill, K., Cerenius, L. Role of the prophenoloxidase-activating system in invertebrate

immunity // Curr. Opin. Immunol. — 1998. — Vol. 10. — P. 23-28. Spence K. D., Karlinsey J. E. et al. Regulation and synthesis of selected bacteria-induced proteins in Manduca sexta II Insect Biochem. Molec.Biol. — 1992. — Vol. 22, No. 4. — P. 321-331.

Steel J. E. Control of metabolic processes // Comprehensive Insect Physiology, Biochemistry and

Pharmacology (eds.: Kerkut G. A., Gilbert L. I.). — Pergamon Press, 1985. — Vol. 8. Stockdale H., Priston R. A. J. Production of insect viruses in cell culture // Microbial control of pests and plant diseases 1970-1980 (ed.: Burges H. D.). — London: Academic Press, 1981.

— P. 314-328.

Stoven S., Ando I., Kadalayil L. et al. Activation of the Drosophila NF-kB factor Relish by rapid

endoproteolytic cleavage // EMBO Rep. — 2000. — Vol. 1. — P. 347-352. Strand M. R., Clark K. D. Plasmatocyte-spreading peptide induces spreading of plasmatocytes but represses spreading of granulocytes // Arch. Insect Biochem. Physiol. — 1999. — Vol. 42. —P. 213-223.

Sukontason K., Bunchoo M., Kliantawa B. et al. Mechanical carrier of bacterial enteric pathogens by Chrysomya megacephala (Diptera: Calliphoridae) in Chiang Mai, Thailand // The Southeast Asian journal of tropical medicine and public health. — 2000. — Vol. 31, suppl. 1. —P. 157-161.

Takehana A., Yano T., Mita S. et al. Peptidoglyean recognition protein PGRP-LE and PGRP-LC act synergistically in Drosophila immunity // EMBO J. — 2004. — Vol. 23. — P. 46904700.

Tanaka H., Ishibashi J., Fujita K. et al. A genome-wide analysis of genes and gene families involved in innate immunity of Bombyx mori // Insect Biochem. Mol. Biol. — 2008. — Vol.38. —P. 1087-1110.

Tanji T., Hu X., Weber A. N. R. et al. Toll and IMD pathways synergistically activate an innate immune response in Drosophila melanogaster II Moll. And Cell. Biol. — 2007. — Vol. 27, No. 12. —P. 4578-4588.

Theopold U. Proteomic analysis of the Drosophila larval hemolymph clot // J. Biol. Chem. — 2004. — Vol. 279. — P. 52033-52041.

Toth E. M., Hell E., Kovacs G. et al. Bacteria isolated from the different developmental stages and larval organs of the obligate parasitic fly, Wohlfahrtia magnifica (Diptera: Sarcophagidae)// Microbial Ecology. — 2006. — Vol. 51, No. 1. —P. 13-21.

Trenszec T., Faye I. Synthesis of immune proteins in primary cultures of fat body from Hyalophora cecropialli. Ins. Biochem. — 1988. — Vol. 18. — P. 299-312.

Tysell B., Butterworth F. M. Different rate of protein granule formation in the larval fat body of Drosophila melanogaster II J. Insect Physiol. — 1978. — Vol. 24. — P. 201-206.

Tzou P., De Gregorio E., Lemaitre B. How Drosophila combats microbial infection: a model to study innate immunity and host-pathogen interactions // Current Opinion in Microbiology. — 2002, —Vol. 5. —P. 102-110.

Tzou P., Ohresser S., Ferrandon D. et al. Tissue-specific inducible expression of antimicrobial peptide genes in Drosophila surface epithelia // Immunity. — 2000. — Vol. 13. — P. 737748.

Vaughn J. L. Insect cell culture: techniques and developments // Techniques in life sciences: cell biology (ed.: KurstakE.). — Ireland: Elsevier, 1984. — Vol. CI. — P. 1-35.

Werner T., Liu G., Kang D. et al. A family of peptidoglyean recognition proteins in the fruit fly Drosophila melanogaster II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 2000. — Vol. 97. — P. 1377213777.

Wicker C., Reichhart J.-M., Hoffmann D. et al. Insect immunity. Characterization of a Drosophila cDNA encoding a novel member of the diptericin family of immune peptides // J. Biol. Chem. — 1990. — Vol. 265, No. 36. — P. 22493-22498.

Wigglesworth V. B. Haemocytes and basement membrane formation in Rhodnius // J. Insect Physiol. — 1973. — Vol. 19. — P. 831-844.

Wigglesworth V. B. The storage of protein, fat, glycogen and uric acid in the fat body and other tissues of mosquito larva // Journal of Experimental Biology. — 1942. — Vol. 19. — P. 56-77.

Yu X. Q., Kanost M. R. Immulectin-2, a lipopolyssacharide-specific lectin from an insect, Manduca sexta, is induced in response to gramnegative bacteria // J. Biol. Chem. — 2000. — Vol. 275. — P. 37373-37381. Zhang J., Kalogerakis N., Behie L. A. et al. Optimum infection conditions for recombinant protein production in insect cell (Bm5) suspension culture // Biotechnol. Prog. — 1994. — Vol. 10. —P. 636-643.

Zou Zh., Wang Y., Jiang H. Manduca sexta prophenoloxidase activating proteinase-1 (PAP-1) gene: Organization, expression, and regulation by immune and hormonal signals // Ins. Biochem. Mol. Biol. — 2005. — Vol. 35. — P. 627-636.