Физико-химические свойства миорода и телокина, сократительных белков гладких мышц тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Матусовский, Олег Самойлович

• Матусовский, Олег Самойлович
• кандидат биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Матусовский, Олег Самойлович

Список сокращений и обозначений, принятый в данной работе.

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Структурно-функциональное разнообразие мышц.

Ш 1.2. Гладкие мышцы моллюсков.

1.2.1. Регуляция сократительного цикла гладких мышц моллюсков. 14 Запирательный тонус (catch) гладких мышц моллюсков.

1.2.2. Миород и твитчин - новые белки запирательных мышц моллюсков.

1.3. Гладкие мышцы мускульного желудка птиц.

1.3.1. Регуляция сократительного цикла гладких мышц мускульного желудка птиц.

Активация киназы и фосфатазы легких цепей миозина.

1.3.2. Телокин - новый регуляторный белок гладких мышц мускульного желудка птиц.

Строение и свойства телокина.

Глава 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Выделение белков из гладких мышц моллюсков.

2.2. Выделение белков из гладких мышц позвоночных.

2.2.1. Выделение миозина.

2.2.2. Выделение регуляторных легких цепей миозина.

2.2.3. Выделение киназы легких цепей миозина и телокина.

2.2.4. Выделение кальмодулина.

Ф 2.3. ДСН-электрофорез в полиакриламидном геле.

2.4. Соосаждение смесей миозина и телокина в глицериновом градиенте.

2.5. Полимеризация миорода.

2.6. Фосфорилирование белков.

Вспомогательные методы.

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. Исследование физико-химических свойств миорода.

3.1.1. Протеолитическое расщепление миорода папаином.

3.1.2. Особенности полимеризации миорода и свойства его полимеров.

3.1.3. Влияние N-этилмалеимида на полимеризацию миорода.

3.1.4. Фосфорилирование миорода киназой легких цепей миозина.

3.2. Локализация киназы и фосфатазы легких цепей миозина гладких мышц позвоночных.

3.3. Влияние телокина на скорость фосфорилирования и дефосфорилирования миозина.

3.4. Взаимодействие телокина с миозином.

3.5. Влияние телокина на ассоциацию киназы и фосфатазы с толстыми нитями.

Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

4.1. Строение молекулы миорода и его локализация.

4.2. Полимеризация миорода и свойства его полимеров.

4.3. Зависимость полимеризации миорода от состояния SH групп.

4.4. Фосфорилирование миорода.

4.4. Возможное участие миорода в запирательном тонусе.

4.5. Телокин — регуляторный белок толстых нитей гладких мышц позвоночных.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Физико-химические свойства миорода и телокина, сократительных белков гладких мышц»

Актуальность проблемы. В основе сокращения мышц лежит взаимодействие миозина и актина (Huxley and Hanson, 1957), которое стимулируется повышением концентрации кальция в саркоплазме. Последующее снижение концентрации кальция в фазных мышцах приводит к их быстрому расслаблению. В гладких тонических мышцах это расслабление замедлено, что позволяет мышцам некоторое время поддерживать напряжение при незначительном расходе энергии. В случае гладких мышц позвоночных такое состояние называется latch. В гладких мышцах беспозвоночных - двустворчатых моллюсков - это явление (catch) выражено очень ярко. Запирательные мышцы моллюсков могут часами находиться в сокращенном состоянии без признаков утомления. Молекулярные механизмы catch и latch неизвестны и вызывают большой интерес, поскольку их трудно объяснить в рамках бытующих в настоящее время представлений о механизмах биологической подвижности.

В гладких мышцах взаимодействие миозиновых (толстых) и актиновых (тонких) нитей инициируется активированием толстых нитей либо прямым связыванием кальция с легкими цепями миозина (беспозвоночные), либо посредством фосфорилирования легких цепей киназой легких цепей миозина в присутствии кальция (позвоночные). Представляется вероятным, что белки, связанные с толстой нитью, могут модулировать актин-миозиновое взаимодействие, замедляя или приостанавливая расслабление, и тем самым придавать сократительному процессу ту или иную степень тоничности. Такими белками в запирательных мышцах моллюсков могут быть твитчин (Vibert et al., 1993) и миород (Shelud'ko et al., 1998a). Известно, что белок толстых нитей гладких мышц позвоночных - телокин in vitro влияет на скорость фосфорилирования миозина (Shirinsky et al., 1993) и, следовательно, может быть потенциальным модулятором актин-миозинового взаимодействия.

Твитчин, действительно, принимает участие в регуляции catch-состояния мышц моллюсков (Siegman et al., 1998). Его дефосфорилирование in vivo приводит мышцу в catch-состояние, а фосфорилирование вызывает расслабление мышцы. Согласно «мостиковой» гипотезе catch (Lowy et al., 1964), фосфорилированный твитчин взаимодействует с миозином, в результате чего миозин остается связанным с актином при понижении концентрации кальция, образуя catoh-сшивки (Butler et al., 2001). Согласно альтернативной «твитчиновой» гипотезе, твитчин является одновременно и регуляторным и исполнительным белком, образуя независимые catch-сшивки между толстыми и тонкими нитями (Shelud'ko et al., 2004b). Функция миорода остается неясной. Пока не получено доказательств его прямого участия в catch (Shelud'ko et al., 2001; Yamada et al., 2001),

Ввиду очевидного функционального сходства между явлениями catch в запирательных мышцах моллюсков и latch в гладких мышцах позвоночных, не исключено, что существует и сходство молекулярных механизмов этих явлений. Если это так, то один из возможных подходов к выяснению этих механизмов является сравнительное изучение белков гладких мышц позвоночных и беспозвоночных, предположительно принимающих участие в данных явлениях.

Цели и задачи работы. Целью работы было исследование миорода из запирательных мышц мидии Грея и телокина из гладких мышц желудков индейки с тем, чтобы расширить существующие представления о свойствах этих белков и их роли в данных мышцах и, возможно, обнаружить между ними сходство во влиянии на актин-миозиновое взаимодействие. Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать субструктуру и физико-химические свойства миорода.

2. Изучить механизм действия телокина на процессы фосфорилирования и дефосфорилирования миозина.

Положения, выносимые на защиту:

1. Установлена протеолитическая субструктура миорода, построенная по результатам ограниченного протеолиза миорода папаином.

2. Миород в зависимости от условий среды образует различные полимеры: короткие, длинные нитевидные и латеральные агрегаты нитевидных полимеров.

3. Полимеры миорода обладают высокой вязкостью и сильно выраженной тиксотропией.

4. Модификация аминокислоты Cys722 миорода N-этилмалеимидом полностью ингибирует его полимеризацию, но придает ему способность к агрегации в присутствии Mg2+.

5. Обнаружено фосфорилирование миорода киназой легких цепей миозина и локализовано место фосфорилирования.

6. Показано влияние телокина на скорость дефосфорилирования миозина гладких мышц позвоночных.

Научная новизна работы. Определена протеолитическая субструктура миорода - нового белка запирательных мышц моллюсков. Показано, что эта субструктура аналогична субструктуре миозина. Предполагается, что уникальный N-концевой домен миорода расположен в межфиламентном пространстве и способен модулировать взаимодействие между толстыми и тонкими нитями. Выявлена сильная зависимость полимеризации миорода от условий среды. Описаны три разновидности полимеров миорода, которые, однако, не включают веретенообразные полимеры, характерные для миозина. Предполагается, что уникальный домен миорода влияет на характер его полимеризации. Установлено, что модификация всего лишь одной аминокислоты (Cys722) в стержневой части миорода радикально меняет его свойства - он теряет способность к полимеризации и приобретает способность к агрегации. Предполагается, что эта аминокислота входит в состав регуляторного домена, воспринимающего конформационные изменения парамиозина, либо других поверхностных белков толстых нитей - миозина и твитчина. Выявлены высокая вязкость и ярко выраженная тиксотропия нитевидных полимеров миорода, в основе чего, как предполагается, лежит способность этих полимеров к латеральной агрегации. Обнаружено, что миород способен фосфорилироваться киназой легких цепей миозина позвоночных, которая отсутствует в мышцах моллюсков, но входит в качестве домена в состав гигантского белка твитчина, регулирующего catoh-состояние в мышцах моллюсков. Показано, что киназа в составе твитчина является активной. Предполагается, что миород может быть субстратом этого киназного домена и принимать участие наряду с твитчином в регуляции запирательного тонуса мышц моллюсков.

Обнаружено, что телокин - белок толстых нитей мышц позвоночных -не только уменьшает скорость фосфорилирования миозина из этих мышц, но и увеличивает скорость дефосфорилирования миозина. Предложен механизм влияния телокина на фосфатазно-киназную активность в данных мышцах.

Научно-практическое значение работы. В работе детально описаны методы выделения и очистки миорода, твитчина и телокина, модификация метода ДСН-электрофореза и метод протеолитического расщепления миорода, которые могут быть использованы в других исследованиях в области биологической подвижности. Предложенные механизмы и интерпретации экспериментальных данных могут быть полезными при изучении механизма регуляции гладких мышц.

Апробация работы и публикации. Основные результаты диссертационной работы были представлены на международных симпозиумах «Биологическая подвижность» (Пущино, 2001, 2004), III

Биофизическом съезде (Воронеж, 2004), VIII и IX международных школах-конференциях молодых ученых (Пущино, 2004, 2005) и ежегодной научной конференции Института биологии моря ДВО РАН (Владивосток, 2005). По материалам диссертации опубликовано 10 работ.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Матусовский, Олег Самойлович

выводы

1. Показано, что протеолитическая субструктура миорода, построенная по результатам ограниченного протеолиза папаином, аналогична миозиновой. Миород имеет уникальный N-концевой головной домен (аналог S1 миозина) и С-концевую стержневую часть. Стержневая часть, в свою очередь, состоит из «шейного» домена (аналог S2 миозина) и «хвостового» (идентичен LMM миозина).

2. Миород полимеризуется в растворах с физиологической ионной силой. В зависимости от условий среды он способен образовывать различные полимеры: короткие, длинные нитевидные и латеральные агрегаты нитевидных полимеров. Миород не образует миозиноподобные полимеры, несмотря на идентичность участков, ответственных за полимеризацию в молекулах миозина и миорода. Очевидно, что особенности полимеризации миорода определяет его уникальный N-концевой домен.

3. Полимеры миорода обладают высокой вязкостью и тиксотропией, значения которых превышают таковые для фибриллярного актина. Вязкость и тиксотропия миорода в сильной степени зависят от условий образования полимеров. Реологические свойства миорода обусловлены структурной вязкостью его растворов. Модификация N-этилмалеимидом аминокислоты Cys722 миорода полностью ингибирует его полимеризацию, но придает ему способность к агрегации в присутствии Mg2+.

4. Миород фосфорилируется киназой легких цепей миозина из гладких мышц позвоночных. Участок фосфорилирования локализован в N-уникальном «головном» домене. Поскольку киназа легких цепей миозина входит в качестве домена в состав регуляторного белка твитчина, предполагается, что миород является субстратом твитчиновой киназы и наряду с твитчином принимает участие в регуляции запирательного тонуса мышц моллюсков. Телокин, белок гладких мышц позвоночных, влияет на киназно-фосфатазную активность, ассоциированных с миозином ферментов, регулируя актин-миозиновое взаимодействие. Он не только ингибирует скорость фосфорилирования миозина, но и активирует скорость дефосфорилирования регуляторных цепей фосфатазой легких цепей миозина. Предполагается, что влияние телокина на активность ферментов осуществляется посредством влияния на структуру толстых нитей, с которыми эти ферменты ассоциированы.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Матусовский, Олег Самойлович, 2005 год

1. Бегшоу, К. Мышечное сокращение // М.: Мир. 1985. С. 126.

2. Бушуева, Т.Л., Теплова, М.В., Бушуев, В.Н., Кудряшов, Д.С., Воротников, А.В., Ширинский, В.П. Стабильность структуры белка КНР (kinase related protein) // Молекулярная биология. 1999. Т. 33, № 2. С. 227-236.

3. Воротников А.В., Крымский, М.А., Ширинский, В.П. Внутриклеточная сигнализация и фосфорилирование белков при сокращении гладких мышц//Биохимия. 2002. Т. 67, № 12. С. 1587-1610.

4. Левицкий, Д.И. Актомиозиновые системы биологической подвижности // Биохимия. 2004. Т. 69, № 11. С. 1147-1462.

5. Орлова, А.А. Сравнительное изучение парамиозинов из запирательных мышц моллюсков в связи с особенностями структуры толстых нитей // Автореф. канд. дис., Пущино. 1990.

6. Пермякова, Т.В. Зависимость свойств синтетического актомиозина от условий его реконструкции // Автореф. канд. дис., Владивосток. 1997.

7. Поглазов, Б.Ф., Левицкий Д.И. Миозин и биологическая подвижность // М.: Наука. 1982. С. 160.

8. Премингер, Н. К. Белковый состав сократительного аппарата мышечных тканей мидии // Биология моря. 1977, № 5. С. 82-84.

9. Хапчаев, А.Ю., Ширинский В.П., Воротников, А.В. Структура, свойства и регуляция белковых продуктов генетического локуса киназы легких цепей миозина // Успехи биологической химии. 2003. Т. 43. С. 365-420.

10. Шелудько, Н.С. Белковый состав миофибрилл кролика, определенный методом электрофореза в присутствии додецилсульфата натрия // Цитология. 1975. Т. 17. С. 1148-1152.

11. Шелудько, Н.С., Пермякова, Т.В., Тутурова, К.Ф., Неверкина, О.В. Миород -новый белок толстых нитей гладких мышц двустворчатых моллюсков:выделение и некоторые свойства // Тез. докл. Ш биофиз. съезда. Москва, 1999а. С. 152.

12. Achazi, R.K. Phosphorylation of molluscan paramyosin // Pflugers Arch. 1979. Vol. 379, №2. P. 197-201.

13. Adelstein, R.S., Klee, C.B. Purification and characterization of smooth muscle myosin light chain kinase // J. Biol. Chem. 1981. Vol. 256. P. 7501-7509.

14. Adelstein, R.S., Sellers, J.R. Myosin structure and function // Biochemistry of smooth muscle contraction. 1996. P. 3-19.

15. Babiychuk, E.B., Babiychuk, V.S., Sobieszek, A. Ca2+/calmodulin-dependent, oligomeric-type modifications // Biochemistry. 1995. Vol. 34, № 19. P. 6366-6372.

16. Bartelt, D.C., Moroney, S., Wolff, D.J. Purification, characterization and substrate specificity of calmodulin-dependent myosin light-chain kinase from bovine brain // Biochem. J. 1987. Vol. 247. P. 747-756.

17. Benian, G.M., Kiff, J.E., Neckelmann, N., Moerman, D.G., Waterston, R.H. Sequence of an unusually large protein implicated in regulation of myosin activity in C. elegans // Nature. 1989. Vol. 342. P. 45-50.

18. Bennett, P.M., Elliott, A. The structure of the paramyosin core in molluscan thick filaments // J. Muscle Res. Cell Motil. 1981. Vol. 2, № 1. P. 65-81.

19. Butler, T.M., Mooers, S.U., Li, C.Q., Narayan, S., Siegman, M.J. Regulation of catch muscle by twitchin phosphorylation: Effects on force, ATPase, and shortening // Biophys. J. 1998. Vol. 75, № 4. P. 1904-1914.

20. Butler, T.M., Narayan, S.R., Mooers, S.U., Hartshorne, D.J., Siegman, M.J. The myosin cross-bridge cycle and its control by twitchin phosphorylation in catch muscle //Biophys. J. 2001. Vol. 80. P. 415-426.

21. Castellani, L., Cohen, C. Myosin rod phosphorylation and the catch state of molluscan muscles // Science. 1987a. Vol. 235. P. 334-337.

22. Castellani, L., Cohen, C. Rod phosphorylation favors folding in a catch muscle myosin // Proc. Natl. Acad. Sci. 1987b. Vol. 84, № 12. P. 4058-4062.

23. Ther. 1992. Vol. 55, № 2. P. 95-148. Chi, R.J., Olenych, S.G., Kim, K., Keller, T.C.S. Smooth muscle a-actinin interaction with smitin // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2005. Vol. 37. P. 14701482.

24. Cohen, C., Castellani, L. New perspectives on catch // Сотр. Biochem. Physiol.

25. Csizmadia, A.M., Bonetkerrache, A., Nyitray, L., Mornet, D. Purification and properties of caldesmon-like protein from molluscan smooth muscle // Сотр. Biochem. Physiol. PartB. 1994. Vol. 108, № 1. P. 59-63.

26. Ebashi, E., Endo, M., Ohtsuki, I. Control of muscle contraction // on Quart. Rev.

27. Biophys. 1969. Vol. 2. P. 351-384. Edelman, A.M., Blumenthal, D.K., Krebs, E.G. Protein serine/threonine kinases //

28. Elliott, A. The arrangement of myosin on the surface of paramyosin filaments in the white adductor muscle of Crassostrea angulata II Рос. Roy. Soc. Lond. 1974. Vol. 186(B). P. 53-66.

29. Elliott, A., Bennett, P.M. Structure of the thick filaments in molluscan adductor muscle // In: Basic Biology of muscle: a comparative approach, ed. by B. Twarog, R. Levine, M. Dewey, Raven Press, N.-Y. 1982. P. 11-27.

30. Fahrmann, M., Fonk, I., Beinbrech, G. The kinase activity of the giant projectin of the flight muscle of Locusta migratoria II Insect Biochem. Mol. Biol. 2002. Vol. 32, P. 1401-1407.

31. Filenlco, A.M., Danilova, V.M., Sobieszek, A. Smooth muscle myosin light chain kinase, supramolecular organization, modulation of activity, and related conformational changes // Biophys. J. 1997. Vol. 73. P. 1593-1606.

32. Funabara, D., Kinoshita, S., Watabe, S., Siegman, M.J., Butler, T.M. Phosphorylation of molluscan twitchin by the cAMP-dependent protein kinase // Biochemistry. 2001. Vol. 40, № 7. P. 2087-2095.

33. Gallagher, P.J., Herring, B.P. The carboxyl terminus of the smooth muscle myosin light chain kinase is expressed as an independent protein, telolcin // J. Biol. Chem. 1991. Vol. 266. P. 23945-23952.

34. Gallagher, P.J., Herring, B.P., Griffin, S.A., Stull, J.T. Molecular characterization of a mammalian smooth muscle myosin light chain kinase // J. Biol. Chem. 1991. Vol. 266. P. 23936-23944.

35. Gallagher, P.J., Herring, B.P., Stull, J.T. Myosin light chain kinases // J. Muscle Res. Cell Motil. 1997. Vol. 18. P. 1-16.

36. Galler, S., Kogler, H., Ivemeyer, M., Ruegg, J.C. Force responses of skinned molluscan catch muscle following photoliberation of ATP // Pflugers Arch. 1999. Vol. 438, № 4. P. 525-530.

37. Galler, S., Hopflinger, M.C., Andruchov, O., Andruchova, E., Grassberger, H. Effects of vanadate, phosphate and 2,3-butanedione monoxime (BDM) on skinned molluscan catch muscle // Pflugers Arch. 2005. Vol. 449, № 4, P. 372-383.

38. Heierhorst, J., Tang, X., Lei, J., Probst, W.C., Weiss, K.R., Kemp, B.E. Substrate specificity and inhibitor sensitivity of Ca2+/S 100-dependent twitchin kinases // Eur. J. Biochem. 1996b. Vol. 242, № 3. P. 454-459.

39. Heierhorst, J., Mann, R.J., Kemp, B.E. Interaction of the recombinant S100A1 protein with twitchin kinase, and comparison with other Ca2+-binding proteins // Eur. J. Biochem. 1997. Vol. 249, №1.P. 127-133.

40. Holden, H.M, Ito, M., Hartshorne, D.J., Rayment, I. X-ray structure determination of telokin, the C-terminal domain of myosin light chain kinase, at 2.8 A resolution // J. Mol. Biol. 1992. Vol. 227. P. 840-851.

41. Hoppe, P.E., Waterston, R.H. A region of the myosin rod important for interaction with paramyosin in Caenorhabditis elegans striated muscle // Genetics. 2000. Vol. 156, № 2. P. 631-643.

42. Hu, S.H., Lei, J.Y., Wilce, M.C., Valenzuela, M.R., Benian, G.M., Parker, M.W., Kemp, B.E. Crystallization and preliminary X-ray analysis of the auto-inhibited twitchin kinase // J. Mol. Biol. 1994a. Vol. 236, № 4. P. 12591261.

43. Hu, S.H., Parker, M.W., Lei, J.Y., Wilce, M.C., Benian, G.M., Kemp, B.E. Insights into autoregulation from the crystal structure of twitchin kinase // Nature. 1994b. Vol. 369, № 6481. P. 581-584.

44. Janes, D.P., Patel, H., Chantler, P.D. Primary structure of myosin from the striated adductor muscle of the Atlantic scallop, Pecten maximus, and expression of the regulatory domain // J. Muscle Res. Cell Motil. 2000. Vol. 21. P. 415422.

45. Johnson, J.D., Snyder C.H. Calcium regulation of smooth muscle contractile protein // In: Advances in second mesenger and phosphoprotein research, ed. by Means, A.R, Raven Press, N.-Y. 1995. P. 153-174.

46. Kemp, B.E., Pearson, R.B., Guerriero, Jr.V., Bagchi, I.C., Means, A.R. The calmodulin binding domain of chicken smooth muscle myosin light chain kinase contains a pseudosubstrate sequence // J. Biol. Chem. 1987. Vol. 262. P. 2542-2548.

47. Kendrick-Jones, J., Lehman, W. Regulation in molluscan muscles // J. Mol. Biol. 1970. Vol. 54. P. 313-326.

48. Kim, K., Keller, T.C.S. Smitin, a novel smooth muscle titin-like protein, interacts with myosin filaments in vivo and in vitro // J. Cell Biol. 2002. Vol. 156. P. 101-111.

49. Klee, C.B., Krinlcs, M.H. Purification of cyclic 3',5'-nucleotide phosphodiesterase inhibitory protein by affinity chromatography on activator protein coupled to Sepharose//Biochemistry. 1978. Vol. 17. P. 120-126.

50. Knighton, D.R., Pearson, R.B., Sowadslci, J.M., Means, A.R., Ten Eyck, L.F., Taylor, S.S., Kemp, B.E. Structural basis of the intrasteric regulation of myosin light chain kinase // Science. 1992. Vol. 258. P. 130-135.

51. Kondo, S., Morita, F. Smooth muscle of scallop adductor contains at least two kinds of myosin // J. Biochem. (Tokyo). 1981. Vol. 90, № 3. P. 673-681.

52. Mayans, O., van der Wilm, M., Mues, A., Young, P., Furst, D.O., Wilmanns, M., Gautel, M. Structural basis for activation of the titin kinase domain during myofibrillogenesis //Nature. 1998. Vol. 395, № 6705. P. 863-869.

53. McLachlan, A.D., Karm, J. Periodic features in the amino acid sequence of nematode myosin rod // J. Mol. Biol. 1983. Vol. 164, № 5. P. 605-626.

54. Miller, G., Musa, H., Gautel, M., Peckham, M. A targeted deletion of the C-terminal end of titin, including the titin kinase domain, impairs myofibrillogenesis // J. Cell. Sci. 2003. Vol. 116, № 23. P. 4811-4819.

55. Moerman, D.G., Benian, G.M., Barstead, R.J., Schriefer, L.A., Waterston, R.H. Identification and intracellular localization of the unc-22 gene product of Caenorhabditis elegans II Genes Dev. 1988. Vol. 2, № 1. P. 93-105.

56. Nieznanski, K., Sobieszek, A. Telokin (kinase-related protein) modulates the oligomeric state of smooth-muscle myosin light-chain kinase and its interaction with myosin filaments // Biochem. J. Part 1. 1997. Vol. 322. P. 65-71.

57. Nunnally, M.H., Stull, J.N. Mammalian skeletal muscle myosin light chain kinases. A comparison by antiserum cross-reactivity // J. Biol. Chem. 1984. Vol. 259, №3. P. 1776-1780.

58. Oosawa, F. Physical chemistry of actin past, present and future // Biophys. Chem. 1993. Vol. 47, №2. P. 101-111.

59. Perry, S.V., Davies, V., Hayter, D. "Natural" tropomyosin and the factor sensitizing actomyosin adenosine-triphosphatase to ethylenedioxybis-(ethyleneamino)-tetraacetic acid // Biochem. J. 1966. Vol. 99. P. lc-2c.

60. Pinset-Harstron, I., Truffy, J. Effect of adenosin triphosphate, inorganic phosphate and divalent cations on the size and structure of synthetic myosin filaments //J. Mol. Biol. 1979. Vol. 134, № 1. P. 173-188.

61. Pires, E., Perry, S.V., Thomas, M.A. Myosin light-chain kinase, a new enzyme from striated muscle // FEBS Lett. 1974. Vol. 41. P. 292-296.

62. Pollard, T.D., Cooper, J.A. Methods to characterize actin filament networks //

63. Shelud'ko, N.S., Kropacheva, I.V. Turbidity of myofibril and actomyosin suspensions and its change by ATP // J. Colloid Interface Sci. 1996. Vol. 179. P. 194-200.

64. Silver, D.L., Vorotnikov, A.V., Watterson, D.M., Shirinsky, V.P., Sellers, J.R. Sites of interaction between lcinase-related protein and smooth muscle myosin // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272, № 40. P. 25353-25359.

65. Silverman, R., Eisenberg, E., Kielley, W.W. Interaction of SHI-blocked HMM with actin and ATP // Nature New Biol. 1972. Vol. 240. P. 207-208.

66. Sobieszek, A., Bremel, R.D. Preparation and properties of vertebrate smooth-muscle myofibrils and actomyosin // Eur. J. Biochem. 1975. Vol. 55. P. 4960.

67. Sobieszek, A., Small, J.V. Regulation of the actin-myosin interaction in vertebrate smooth muscle: activation via a myosin light-chain kinase and the effect of tropomyosin // J. Mol. Biol. 1977. Vol. 112. P. 559-576.

68. Sobieszek, A. Phosporylation reaction of vertebrate smooth muscle myosin: an enzyme kinetic analysis //Biochemistry. 1985. Vol. 24, № 5. P. 1266-1274.

69. Sobieszek, A. Bulk isolation of the 20,000-Da light chain of smooth muscle myosin: separation of the unphosphorylated and phosphorylated species // Analyt. Biochem. 1988. Vol. 172. P. 43-50.

70. Sobieszek, A. Smooth muscle myosin as a calmodulin binding protein. Affinity increase on filament assembly // J. Muscle Res. Cell Motil. 1990. Vol. 11. P. 114-124.

71. Sobieszek, A. Regulation of smooth muscle myosin light chain kinase allosteric effects and co-operative activation by calmodulin // J. Mol. Biol. 1991. Vol. 220, № 4. P. 947-957.

72. Sobieszek, A. Regulation of myosin light chain kinase: kinetic mechanism autophosphorylation, and cooperative activation by Ca2+ and calmodulin // Canadian J. Physiol. Pharmacol. 1994. Vol. 72, № 11. P. 1368-1376.

73. Sobieszek, A., Andruchov, O.Y., Nieznanski, K. Kinase-related protein (telokin) is phosphorylated by smooth-muscle myosin light-chain kinase and modulates the kinase activity // Biochem. J. Part 2. 1997a. Vol. 328. P. 425-430.

74. Sobieszek, A., Borkowski, J., Babiychuk, V.S. Purification and characterization of a smooth muscle myosin light chain kinase-phosphatase complex // J. Biol. Chem. 1997b. Vol. 272, № 11. P. 7034-7041.

75. Sohma, H., Inoue, K., Morita, F. A cAMP-dependent regulatory protein for RLC-a myosin kinase catalyzing the phosphorylation of scallop smooth muscle myosin light chain // J. Biochem. (Tokyo). 1988a. Vol. 103, № 3. P. 431435.

76. Sohma, H., Sasada, H., Inoue, K., Morita, F. Regulatory light chain-a myosin kinase (aMK) catalyzes phosphorylation of smooth muscle myosin heavy chains of scallop Patinopecten yessoensis II J. Biochem. 1988b. Vol. 104, № 6. P. 889-893.

77. Sohn, R.L., Vikstrom, K.L., Strauss, M., Cohen, C., Szent-Gyorgyi, A.G., Leinwand, L.A. A 29 residue region of the sarcomeric myosin rod is necessary for filament formation // J. Mol. Biol. 1997. Vol. 266, № 2. P. 317-330.

78. Somlyo, A.P., Somlyo, A.V. Ca sensitivity of smooth muscle and nonmuscle myosin II: Modulated by G proteins, kinases, and myosin phosphatase // Physiol. Rev. 2003. Vol. 83, № 4. P. 1325-1358.

79. Spudich, J.A., Watt, S. The regulation of rabbit skeletal muscle contraction // J. Biol. Chem. 1971. Vol. 246. P. 4866-4871.

80. Standiford, D.M., Davis, M.B., Miedema, K., Franzini-Armstrong, C., Emerson, C.P. Myosin rod protein: A novel thick filament component of Drosophila muscle // J. Mol. Biol. 1997. Vol. 265. P. 40-55.

81. Sugi, H., Iwamoto, H., Shimo, M., Shirakawa, I. Evidence for load-bearing structures specialized for the catch state in Mytilus smooth muscle // Сотр. Biochem. Physiol. Part A. 1999. Vol. 122, № 3. P. 347-353.

82. Suzuki, H., Onishi, H., Takahashi, K., Watanabe, S. Structure and function of chicken gizzard myosin//J. Biochem. 1978. Vol. 84. P. 1529-1542.

83. Szent-Gyorgyi, A.G., Cohen, C., Kendrick-Jones, J. Paramyosin and the filaments of molluscan 'catch' muscles 2. Native filaments: Isolation and characterization//J. Mol. Biol. 1971. Vol. 56. P. 239-258.

84. Szent-Gyorgyi, A.G., Szentkiralyi, E.M., Kendrick-Jones, J. The light chains of scallop myosin as regulatory subunits // J. Mol. Biol. 1973. Vol. 74, № 2. P. 179-203.

85. Szent-Gyorgyi, A.G., Chantler, P.D. Control of contraction by calcium binding to myosin // In: A. Engel, C. Franzini-Annstrong, C. (eds). Myology, McGraw-Hill, N.-Y. 1994. P. 506-528.

86. Szent-Gyorgyi, A.G., Kalabokis, V.N., Perreault-Micale, C.L. Regulation by molluscan myosins //Mol. Cell. Biochem. 1999. Vol. 190. P. 55-62.

87. Szymanski, P.T. Calponin (CaP) as a latch-bridge protein a new concept in regulation of contractility in smooth muscles // J. Muscle Res. Cell Motil. 2004. Vol. 25. P. 7-19.

88. Tang, D.C., Stull, J.S., Kubota, Y., Kamm, K.E. Regulation of the Ca dependence of the smooth muscle contraction // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267, № 12. P. 11839-11845.

89. Trybus, K.M., Huiatt, T.W., Lowey, S. A bent monomeric conformation of myosin from smooth muscle // Proc. Natl. Acad. Sci. 1982. Vol. 79. P. 6151-6155.

90. Tskhovrebova, L., Triniclc, J. Titin: Properties and family relationships // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2003. Vol. 4, № 9. P. 679-689.

91. Twarog, B.M., Muneolca, J. Calcium and the control of contraction and relaxation in a molluscan catch muscle // Cold Spring Harbor Symp. on Quantitative Biology. 1973. Vol. 37. P. 489-504.

92. Twarog, B.M. Aspects of smooth muscle function in molluscan catch muscle // Physiol. Rev. 1976. Vol. 56, № 4. P. 829-838.

93. Vanberlcum, M.F.A., Means, A.R. Three amino acid substitutions in domain-I of calmodulin prevent the activation of chicken smooth muscle myosin light chain kinase//J. Biol. Chem. 1991. Vol. 266, № 32. P. 21488-21495.

94. Vibert, P., Edelstein, S.M., Castellani, L., Elliott, B.W. Mini-titins in striated and smooth molluscan muscles: structure, location and immunological crossreactivity // J. Muscle Res. Cell Motil. 1993. Vol. 14, № 6. P. 598-607.

95. Watabe, S., Tsuchiya, Т., Hartshorne, D. Phosphorylation of paramyosin // Сотр. Biochem. Physiol. 1989. Vol. 94B. P. 813-821.

96. Weitkamp, В., Jurlc, K., Beinbrech, G. Projectin-thin filament interactions and modulation of the sensitivity of the actomyosin ATPase to calcium by projectin kinase // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273, №31. P. 19802-19808.

97. Yamada, A., Yoshio, M., Nalcayama, H. Bi-directional movement of actin filaments along long bipolar tracks of oriented rabbit skeletal muscle myosin molecules // FEBS Lett. 1997. Vol. 409, № 3. P. 380-384.

98. Yamada, A., Yoshio, M., Oiwa, K., Nyitray, L. Catchin, a novel protein in molluscan catch muscles, is produced by alternative splicing from the myosin heavy chain gene // J. Mol. Biol. 2000. Vol. 295, №> 2. P. 169-178.

99. Yamada, A., Yoshio, M., Kojima, H., Oiwa, K. An in vitro assay reveals essential protein components for the "catch" state of invertebrate smooth muscle // Proc. Natl. Acad. Sci. 2001. Vol. 98, № 12. P. 6635-6640.

100. Yamada, A., Yoshio, M., Nalcamura, A., Kohama, K., Oiwa, K. Protein phosphatase 2B dephosphorylates twitchin, initiating the catch state of invertebrate smooth muscle // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, № 39. P. 40762-40768.