Фенольные соединения клеточной стенки различных частей стебля льна (Linum usitatissimum) в pulse-chase экспериментах с интактными растениями тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.12, кандидат биологических наук Погодина, Наталья Михайловна

• Погодина, Наталья Михайловна
• кандидат биологических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Погодина, Наталья Михайловна

СОДЕРЖАНИЕ

ВВЕДЕНИЕ 4 Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Состав лигнина

1.2. Оксикоричные кислоты

1.3. Пути биосинтеза предшественников фенольных

соединений клеточной стенки

1.4. Основные ферменты, участвующие в образовании фенольных соединений клеточной стенки • • ч '

1.5. Транспорт монолигнолов в клеточную стенку

1.6. Полимеризация монолигнолов и образование лигнина

1.7. Ковалентные связи лигнина с другими компонентами

клеточной стенки

1.8. Локализация лигнина

1.9. Регуляция состава лигнина

1.10. Влияние стресса на метаболизм фенольных соединений 44 Глава 2. Материалы и методы исследования

2.1. Объект исследования

2.2. Методика pulse-chase экспериментов

2.3. Выделение клеточной стенки

2.4. Выделение лигнина Класона

2.5. Измерение содержания лигнина с применением

тиогликолевой кислоты

2.6. Окисление клеточных стенок сульфатом

меди в щелочной среде

2.7. Анализ фенольных соединений клеточной стенки

с применением ГЖХ и ТСХ

2.8. Идентификация фенольных соединений

2.9. Анализ радиоактивности

2.10. Изучение локализации фенольных

соединений в клеточной стенке стебля льна

Глава 3. Результаты исследования и их обсуждение.

3.1. Подходы к определению содержания и

состава фенольных соединений клеточной стенки

3.2. Особенности состава фенольных соединений

клеточной стенки различных частей стебля льна

3.3. Влияние засухи на синтез фенольных соединений

клеточной стенки стебля льна

Заключение

Выводы

Литература

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Фенольные соединения клеточной стенки различных частей стебля льна (Linum usitatissimum) в pulse-chase экспериментах с интактными растениями»

ВВЕДЕНИЕ

Постановка проблемы, ее актуальность. Клеточные стенки высших растений содержат, помимо сложных полисахаридов, фенольные соединения, которые обычно подразделяют на две группы: лигнин и оксикоричные кислоты (в основном феруловая, синаповая и я-кумаровая). Считается, что фенольные соединения формируют разветвленную сеть по всему матриксу, образуют разнообразные связи с различными полимерами и между собой и предохраняют клетки от химических, физических и биологических воздействий.

Фенольные соединения входят в состав клеточных стенок как древесных, так и травянистых растений. Химия лигнина древесных растений развита достаточно хорошо, поскольку эта проблема важна для целлюлозо-бумажной промышленности (Брауне, Брауне 1964), однако в физиологии лигнина древесных растений много неясных вопросов. У недревесных растений детально изучены полисахариды клеточных стенок, а лигнин и оксикоричные кислоты вызвали особый интерес недавно, после появления информации об участии этих веществ в регуляции роста и морфогенеза, в ответной реакции на поранение и воздействие патогенов (Vance et al., 1980;Tan et al.,1992; Lozovaya et al., 1996; Яблокова с сотр., 1996; Cvikrova et al., 1998). Между тем и состав клеточных стенок, и метаболизм их фенольных соединений у недревесных растений имеет свои особенности. Актуален и прикладной аспект исследований фенольных соединений клеточных стенок, поскольку состав лигнина и оксикоричных

кислот связывают с качеством волокна, бумаги, а также с качеством продуктов и кормов (Ордина, 1978; McDougall, 1993; Jung et al., 1995).

В настоящее время хорошо изучен путь синтеза предшественников лигнина и ферменты, участвующие в этом процессе (Запрометов 1993, 1996; Boudet et al. 1995). Более того, реализованы молекулярно-генетические подходы к трансформации некоторых цитоплазматических ферментов, синтезирующих предшественники фенольных соединений клеточной стенки (Baucher, 1998). Однако процессы, происходящие за пределами плазмалеммы, где осуществляются сборка лигнина свободно-радикальным способом, его взаимодействие с другими соединениями, встраивание в клеточную стенку, а также возможные постсинтетические модификации, изучены недостаточно и требуют иных подходов для исследования. Важным этапом в характеристике этих процессов являются работы не на модельных системах различного уровня организации, а на целом растении. Исследования фенольных соединений крайне затруднены сложностью их анализа, а также тем, что они синтезируются на протяжении всей жизни растения, и необходимы специальные приемы, позволяющие отделить только что синтезированное вещество от накопленного пула этого соединения. Существенную информацию по этим вопросам могут дать pulse-chase эксперименты с экзогенными мечеными субстратами.

Цель и задачи исследования. Целью представляемой работы являлась характеристика метаболизма фенольных соединений клеточных стенок разных частей стебля льна. Ее реализацию связывали с решением конкретных задач:

1. Охарактеризовать особенности состава фенольных соединений клеточной стенки в различных частях стебля льна.

2. Проанализировать включение метки в различные фенольные соединения клеточной стенки в pulse-chase экспериментах при фиксации 14С02 целым растением.

3. Исследовать изменения в метаболизме фенольных соединений клеточной стенки льна в условиях засухи.

Научная новизна работы. Проведено системное исследование фенольных соединений клеточной стенки в различных частях одного растения. На примере льна приведены количественные характеристики состава и соотношения лигнина и оксикоричных кислот в двудольных растениях. Впервые показано, что в структуре лигнина возможны модификации на постсинтетическом этапе - со временем происходит более прочное связывание и закрепление полимера внутри клеточной стенки. Охарактеризованы изменения, происходящие в метаболизме фенольных соединений клеточной стенки при засухе. Установлено, что связывание и закрепление субъединиц лигнина в клеточной стенке может меняться под воздействием стрессовых условий.

Практическая ценность работы. Практическое значение работы во многом связано с тем, что объектом исследований являлся лен-долгунец -источник натурального волокна, являющийся традиционной экспортной российской культурой. Качество волокна напрямую связывают с биохимическим составом клеточной стенки, и в частности, ее фенольных соединений. С

использованием комплекса аналитических подходов детально охарактеризован уровень и состав фенольных соединений клеточной стенки в льняном волокне и в тканях ксилемы, которые определяют устойчивость к полеганию.

Апробация работы. Материалы диссертации докладывались на итоговых конференциях и семинарах КИББ КНЦ РАН, на VII и VIII международных конференциях по клеточной стенке (Сант - Яго, Испания, 1995; Норидж, Великобритания, 1998). Диссертационная работа в завершенном виде докладывалась на семинарах в Казанском институте биохимии и биофизики КНЦ РАН. Работа поддержана грантом Российского Фонда Фундаментальных исследований № 98-04-50020.

Благодарности. Приношу свою благодарность коллегам, работавшим со мной в группе: Уланову A.B., Яблоковой Е.В., М.В. Агеевой. Глубокую признательность выражаю С.Б. Чемикосовой и В.В. Сальникову за совместные экспериментальные работы, плодотворное обсуждение полученных данных и неоценимую дружескую поддержку. Особую благодарность выражаю моим научным руководителям Т.А. Горшковой и В.В. Лозовой за всестороннюю поддержку, терпение и веру в успех нашей работы. Я благодарна своей семье за большую поддержку и понимание.

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Погодина, Наталья Михайловна

ВЫВОДЫ

1. Впервые для анализа метаболизма фенольных компонентов клеточной стенки (лигнина и оксикоричных кислот) реализован pulse-chase подход. Обнаруженное уменьшение степени окисляемости лигнина и изменение соотношения радиоактивности продуктов его окисления в ходе chase-периода свидетельствует о возможности постсинтетической модификации лигнина в клеточной стенке.

2. Проведено сопоставление различных методов анализа фенольных соединений клеточных стенок различных частей стебля льна при использовании нескольких способов выделения этих компонентов (гидролиз клеточной стенки смесью фосфорной и серной кислот, окисление сульфатом меди в щелочной среде, получение лигнотиогликолатного комплекса), гистохимического и электронномикроскопического анализа. Показано, что наиболее надежным и удобным методом определения содержания лигнина является использование тиогликолевой кислоты, при этом получение полной и объективной информации требует сочетания различных подходов.

3. С использованием комплекса аналитических подходов детально охарактеризован состав и содержание фенольных соединений клеточной стенки в тканях стебля льна. Установлено, что в льняном волокне содержание лигнина, являющегося критическим фактором в определении качества волокна, очень низко и составляет 0,4-0,8% от клеточной стенки. В тканях ксилемы содержание лигнина, определяющего устойчивость растения к полеганию, увеличивается в онтогенезе и составляет 10-15% от массы клеточной стенки. Сочетание ГЖХ и pulse-chase подхода позволило установить, что на разных этапах формирования ксилемы синтезируется лигнин с одинаковым соотношением гваяцильных и сирингильных субъединиц. Установлено, что различные части стебля льна отличаются как по соотношению монолигнолов, так и по типу их связывания внутри молекулы лигнина.

4. Обнаружено, что засуха приводит к значительным изменениям в метаболизме фенольных соединений клеточной стенки. В условиях засухи увеличивается доля метки, попадающей в феруловую кислоту. Особенно это проявляется в верхней части стебля, где доля ее радиоактивности в клеточной стенке увеличивается под воздействием засухи значительно больше, чем у синаповой кислоты. Показано, что лигнин, синтезируемый в условиях засухи, не отличается от лигнина контрольных растений по соотношению гваяцильных и сирингильных субъединиц, но изменяется характер его связывания в клеточной стенке, о чем свидетельствует уменьшение степени окисляемости и изменение соотношения продуктов окисления.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Данная работа представляет результаты впервые предпринятого многостороннего и многоступенчатого анализа фенольных соединений клеточной стенки тканей с различными морфологическими и функциональными характеристиками с использованием в качестве объекта отдельных участков стебля льна-долгунца: верхней части стебля, сосудов ксилемы и флоэмной части стебля, где основную массу составляют клеточные стенки лубяных волокон. При исследовании недревесных растений очень важно выбрать подходы и методы, которые позволяют максимально точно определять как количественные, так и качественные характеристики лигнина и оксикоричных кислот, поскольку большинство существующих методик разработано для анализа этих соединений в древесных растениях. В представленной работе продемонстрирована эффективность проведения pulse-chase экспериментов на интактных растениях в сочетании с традиционными методами анализа фенольных компонентов клеточной стенки. Такой подход позволил получить не только новую информацию о содержании и составе лигнина и оксикоричных кислот в различных тканях стебля льна, но и выявил исключительно важную роль метаболизма фенольных соединений в формировании специфических свойств клеточных стенок в различных тканях. Более того, судя по нашим результатам, фенольные соединения, в частности оксикоричные кислоты, могут участвовать в создании мозаичности клеточной стенки, что придает этим соединениям особо важную роль. Известно, что присоединение оксикоричных кислот к полисахаридам изменяет характер взаимодействия этих полимеров с ферментами (Iiyama et al. 1994). Обнаруженная нами мозаичная локализация маркированных таким образом компонентов клеточной стенки приводит к формированию участков с особыми свойствами, что может определять пространственную неоднородность клеточных стенок в ходе роста, адаптации к стрессовым условиям и в других процессах.

Впервые показаны изменения в метаболизме фенольных соединений клеточной стенки стебля льна под влиянием засухи. Стрессовые условия приводят к изменениям в содержании и композиции как лигнина, так и оксикоричных кислот, причем характер этих изменений отличался в исследуемых частях стебля льна. Особый интерес представляют результаты, свидетельствующие о том, что в верхней части стебля, по-видимому, реализуется механизм обратимого торможения роста посредством образования поперечных связей между полимерами клеточной стенки с участием феруловой кислоты. Полученные результаты указывают на активное участие фенольных компонентов клеточной стенки в сложном механизме ответной реакции растительного организма на неблагоприятные условия среды.

Прикладные аспекты проведенной работы связаны, прежде всего, с тем, что объектом исследования служили растения льна. Многие исследователи проводят параллель между содержанием и составом лигнина и качеством льняного волокна (Ордина, 1978, McDougall, 1993; Jung et al., 1995), но степень доказанности этой взаимосвязи не очень высока, так как сведения о лигнине волокна противоречивы. На основании приведенных результатов, можно сказать, что содержание лигнина в волокне очень мало. Однако это не отрицает его роли как одного из факторов, составляющих качество волокна.

Другим, важным для практики результатом работы является обнаружение активной вовлеченности метаболизма фенолов клеточной стенки в адаптационной реакции растений льна. Низкие температуры и ограниченное водоснабжение являются типичными неблагоприятными факторами при возделывании льна. Модификация фенольного метаболизма растений льна путем классической селекции и биотехнологических подходов может быть полезна для получения растений, обладающих повышенной устойчивостью к стрессам и полеганию и формирующих высоко качественное волокно.

Использованные нами методические приемы исследования метаболизма фенольных компонентов клеточной стенки и полученная новая информация об участии фенолов в дифференциации клеточной стенки и адаптивных реакциях открывают перспективу для дальнейших исследований в области физиологии и биохимии фенольных компонентов клеточной стенки растений.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Погодина, Наталья Михайловна, 1999 год

ЛИТЕРАТУРА

Афонин М.И., Миронова Е.Д. Химический состав соломки, тресты, волокна и семян льна //Справочник льновода. Минск. 1973. Ураджай. С. 41-49.

Бардинская М.С., Прусакова Л.Д., Шуберт Т.А. О регуляторах роста полифенольной природы//ДАН СССР. 1962. Т. 142. N2. С. 222-225.

Бардинская М.С. Растительные клеточные и их образование. Москва. Наука. 1964. 160 с.

Бахнова К.В. Исследование хода формирования основных структурных элементов стебля льна-долгунца под влиянием условий азотного питания//Автореф. дисс. канд. биол. наук. Минск. 1974. 27 с.

Брауне Ф.А., Брауне Д.А. Химия лигнина. Москва. Лесная промышленность. 1964. 863 с.

Горшкова Т.А, Тюленева (Погодина) Н.М., Лозовая В.В. Клеточная стенка интактных проростков пшеницы в фотосинтетических pulse-chase-экспериментах //Физиология растений. 1995. Т. 42. № 1. С. 87-93.

Горшкова Т.А. Метаболизм полисахаридов клеточной стенки растений //Диссертация на соискание ученой степени доктора биологических наук. 1997. Казань. 248 с.

Заботин А.И., Барышева Т.С., Заботина O.A., Ларская И.А., Лозовая В.В. Клеточная стенка и формирование гипотермического синдрома //Доклады Академии Наук. 1995. Т. 343. № 4. С. 567-570.

Запрометов М.Н., Ермакова С. А. Мембраносвязанные ферменты биосинтеза фенольных соединений //Биохимия. 1985. Т. 50. С. 1175.

Запрометов M.H., Ермакова С.А. Ферменты начальных этапов биосинтеза фенилпропаноидов и их локализация в мембранах эндоплазматического ретикулума проростков ячменя //Физиология растений. 1986. Т. 33. С.754.

Запрометов М.Н. Фенольные соединения: Распространение, метаболизм и функции в растениях. Москва. Наука. 1993. 272 с.

Званский Б.В., Зильберглейт М.А., Резников В.М. Идентификация продуктов нитробензольного окисления лигнинов лубяной и древесной частей стебля льна методами тонкослойной и газожидкостной хроматографии //Химия древесины. 1981. № 3. С. 81-85.

Кошелева Л.Л. Физиология питания и продуктивности льна-долгунца. Минск. Наука и техника. 1980. 200 с.

Лозовая В.В. Субстратная и гормональная регуляция биосинтеза целлюлозы // Дисс. докт. биол. наук. 1985. Казань. 320 с.

.Лозовая В.В., Сальников В.В., Юмашев Н.В. Формирование клеточных стенок в тканях стебля растений льна-долгунца. Казань. 1990. 171с.

Маргна У.В. О взаимосвязи между первичным и вторичным метаболизмом растений на примере фенольных соединений //Тез.докл. биохимич.съезда. Киев. 1986. С. 285.

Марченков А.Н. Биологические особенности льна-долгунца //Справочник льновода. 1985. Ленинград. Агропромиздат. С. 12.

Ордина H.A. Структура лубоволокнистых растений и ее изменение в процессе переработки. Москва. Легкая индустрия. 1978. 127 с.

Стрекова В.Ю., Субботина Г.А., Загоскина Н.В., Запрометов М.Н. О возможных причинах нарушения процесса лигнификации в в культуре ткани чайного растения //Физиология растений. 1980. Т. 27 С. 1192.

Тарчевский И.А. Фотосинтез и засуха. Казань. 1964. 198 с.

Тарчевский И.А., Марченко Г.Н. Биосинтез и структура целлюлозы. Москва: Наука. 1985.

Шипилова С.В., Запрометов М.Н. Фенилаланинаммиак-лиаза в хлоропластах чайного растения //Физиология растений. 1980. Т. 27. С. 239.

Хефтман Э. Хроматография. Практическое приложение метода // Москва: Мир. 1986. Ч. 2. С. 255-259.

Яблокова Е.В., Киямова Р.Г., Тюленева (Погодина) Н.М., Колесниченко Е.В., Горшкова Т.А., Желтоножская JI.B. Состав клеточных стенок каллусных культур земляники с различной способностью к морфогенезу //Биополимеры и клетка. 1996. Т. 12. № 2. С. 56-61.

Amreihn N. Inhibitors of fenilpropanoid metabolism //Hoppe-Seyler's Z. Physiol. Chem. 1981. V. 362. P. 3-4.

Amreihn N., Frank G., Lemm G., Luhmann H.B. Inhibition of lignin formation by L-a-aminoxy-p-phenilpropionic acid, an inhibitor of phenylalanine ammonia-lyase //Eur. J. Cell. Biol. 1983. V. 129. P. 139-144.

Asada Y., Matsumoto I. Induction of disease resistance in plants by a lignification- iducing factor // In Molecular determinants of plant diseases. Nishimura et al (ed.). Berlin. Springer-Verlag. 1987. P. 223-233.

Atanassova R., Favet N., Martz F. Altered lignin composition in transgenic tobacco expressing O-methyltransferase sequences in sense and antisense orientation //The Plant Journal. 1995. V. 8. P. 465-477.

Atalla R.H., Agrawal U.P. Raman microbe evidence for lignin orientation in the cell walls of native woody tissue //Science. 1985. V. 227. P. 636-638.

Barber M.S., Mitchellt H.J. Regulation of Phenylpropanoid Metabolism in Relation to Lignin Biosinthesis in Plants //Int. Review of Cytol. 1997. V. 172. P.243-293.

Baucher M., Monties B., Van Montagu M., Boerjan W. Biosynthesis and genetic engineering of lignin //Critical Reviews in Plant Sciences. 1998. V. 17. P. 125-97.

Beggs C.J., Stoltzer-Jehle A., Wellman E. Isoflavonoid formation as an indicator of UV stress in bean (Phaseolus vulgaris L.) leaves: The significance of foto-repair in assessing potential damage by increased solar UV-B radiation //Plant Physiol. 1985. V. 79. P. 630-634.

Beggs C.J., Kuhn K., Boker R. Phytochrom-induced flavonoid biosynthesis in mustard (Sinapis alba L.) cotyledons: Enzymic control and differential regulation of antocyanin and qercetin formation//Planta. 1987. V. 172. P. 121-126.

Benhamou N., Lanfontaine P.J. Ultrastructural and cytochemical characterization of elicitor-induced structural responses in tomato root tissues infected by Fuzarium oxysporum f.sp. radicis-lycopersici //Planta. 1995. V. 197. P. 89-102.

Bernards M.A., Lewis N.G. Alkyl ferulates in wound healing potato tubers //Phytochemistry. 1992. V. 31. P. 3409-3412.

Boudet A.M., Lapierre C., Grima-Pettenati J. Biochemistry and molecular biology of lignification //New Phytol. 1995. V. 129. P. 203-236.

Bruce R.J., West C.A. Elicitation of Lignin Biosynthesis and Isoperoxidase Activity by Pectic Fragment in Suspension Cultures of Castor Bean //Plant Physiol. 1989. V. 91. P. 889-897.

Chabbert B., Monties B., Liu Y.T., Lagrimini M. Lignin content and composition in transgenic tobacco plants with altered peroxidase activity //In KuwaharaM., Shimada M., eds. Proceedings 5th international conference on biotechnology in pulp and paper industry. Tokyo: Uni. Publishers Co. 1992. P. 481485.

Chappie C.C.S., Vogt T., Ellis B.E. An Arabidopsis mutant defective in the general phenylpropanoid pathway //The Plant Cell. 1992. V. 4. P. 1413-1424.

Christie P.J., Alfenito M.R., Walbot V. Impact of low-temperature stress on general phenilpropanoid and anthocyanin pathways: Enchancement of transcript abundance and anthocyanin pigmentation in maize seedlings //Planta. 1994. V. 194. P. 541-549.

Cvikrova M., Mala J., Eder J., Hrubcova M., Vagner M. Abscisic acid, polyamines and phenolic acids in sessile oak somatic embryos in relation to their conversion potential //Plant Physiology and Biochemistry. 1998. V. 36. P. 247-55.

Czaninski Y., Sachot R.M., Catesson A.M. Cytochemical localization of hydrogen peroxide in lignifying cell walls //Annals of Botany. 1990. V. 72. P. 547550.

Davin L.B., Lewis N.G. Phenilpropanoid metabolism: biosynthesis of monolignols, lignans and suberins //In Stafford H.A., Ibrahim R.K., eds. Phenolic metabolism in plants. New York: Plenum Press. 1992. P. 325-375.

Dean J.F.D., Eriksson K.E.L. Laacase and the deposition of lignin in vascular plants //Holzfoschung. 1994. V. 48. P. 21-33.

Downes G., Ward J.V., Turvey N.D. Lignin distribution across tracheid cell walls of poorly lignified wood from deformed copper deficient Pinus radiata //Wood Science Technology. 1991. V. 25. P. 7-14.

Driouich A., Laine A.C., Vian B., Faye L. Characterization and localization of laccase formes in stem and cell cultures of sycamore //The Plant Jornal. 1992. V. 2. P. 13-24.

Dixon R.A., Paiva N.L. Stress-Indused Phenylpropanoid Metabolism //The Plant Cell. 1995. V. 7. P. 1085-1097.

Doorsselaere J.V., Baucher M., Chognot E. A novel lignin in poplar trees with reduced caffeic acid/5-hydroxy ferulic acid O-methyltransferase activity //The Plant Journal. 1995. V. 8. P. 855-864.

Erdtman H. Outstanding problems in lignin chemistry // Ind. Eng. Chem. 1957. V.49.P. 1385-1386.

Freudenberg K., Harkin J.M., Reichert M., Fukuzumi T. Die an der Verholzung beteiligten Enzyme. Die Dehydrierung des Sinapinalkohols //Die Chemie Berlin. 1958. V. 65. P. 581-590.

Freudenberg K. Biosynthesis and constitution of lignin //Nature. 1959. V. 183. P. 1152-1155.

Freudenberg K. Lignin: its constitution and formation from p-hydroxycinnamoyl alcohols //Science. 1965. V. 148. P. 595-600.

Freudenberg K., Neish A.C. Constitution and biosynthesis of lignin, molecular-biology biochemistry and biophysics. 1968. V.2. Berlin. Springer-Verlag. P. 129.

Fry S.C. The growing plant cell wall: Chemical and Metabolical Analysis //ed. M. Wilkins. John Wiley and Sons. New York. 1988. p.333.

Fry S.C., Miller J.C. Toward a working model of the growing plant cell wall. Phenolic cross-linking reactions in the primary cell walls of dicotiyledons //In Lewis N.G. and Paice M.G.(ed.) Plant cell wall polymers, biogenesis and biodégradation. 1989. ACS Symp. Ser. 399. Am. Chem. Soc., Washington. P. 33-46.

Fukuda H., Komamine A. Establishment of an experimental system for the study of tracheary element differentiation in single cells isolated from the mesophyll of Zinnia elegans //Plant Physiology. 1983. V. 65. P. 57-60.

Fukushima K., Terashima N. Heterogenity in formation of lignin. XV. Formation and structure of lignin in compression wood of Pinus thunbergii studied by microradioautography //Wood Science and Technology. 1991. V. 25. P. 371-81.

Geiger J.P., Rio B., Nandris D., Nicole M. Laccase of Rigidoporus lignosus and Phellinus noxius. I. Purification and some physicochemical properties //Applied Biochemistry and Biotechnology. 1986. V. 12. P. 121-33Hahlbrock K., Scheel D. Physiology and molecular biology of phenylpropanoid metabolism //Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. - 1989. V. 40. P. 425-456.

Goral I. Incorporation of radioactive products of fotosinthesis into lignin and cellulose of Scots pine {Pinus silvestris L.) seedlings //Acta Societatis Botanicorum Poloniae. 1973. V. XLII. P. 555-564.

Gorshkova T., Chemikosova S., Tjuleneva (Pogodina) N., Lozovaya V., Carpita N. Redistribution of label in cell-wall sugars of developing wheat and flax in pulse-chase experiments //Abstr. of 7-th Cell wall meeting. Santiago de Compostela. Spain. 1995. P. 37.

Gorshkova T.A., Chemikosova S.B., Salnikov V.V., Chen L.-M., McCan M.C.,

Lozovaya V.V., Carpita N.C. Flax: a genetic and biochemical model to study primary

th

and secondary wall biogenesis //Proc. Of 4 Workshop of the FAO Network on Flax (eds. P. Sultana et al.). Roun. France. 1996. P. 457-462.

Gorshkova T., Carpita N., Chemikosova S., Tjuleneva N., Lozovaya V. Effect of stress on cell wall metabolism in intact plant system //Abstr. of Int. Symp. on stress and inorganic nitrogen assimilation . 1996. P.29.

Gorshkova T.A., Wyatt S.E., Salnikov V.V., Gibeaut D.M., Ibragimov M.R., Lozovaya V.V., Carpita N.C. Cell-wall polysaccharides of developing flax plants //Plant Physiology. 1996. V. 110. P. 721-9.

Grand C.,Ranjeva R., Boudet A.M., Alibert G. Photoregulation of the incorporation of guaicyl units into lignins. // Planta. 1979. V. 146. N 3. P.281-290.

Halpin C., Knight M.E., Foxon G.A. Manipulation of lignin by downregulation of cinnamil alcohol degydrogenase //The Plant Journal. 1994. V. 6. P. 339-350.

Hammershmidt R. Determination of natural and wound-induced potato tuber suberin phenolics by thioglycolic acid derivatization and cupric oxide oxidation //Potato Res. 1985 V. 28. P. 123-127.

Harkin J.M., Obst T.R. Lignification in trees: indication of exclusive peroxidase participation//Science. 1973. V. 180. P. 296-297.

Hartley R.D. Improved methods for the estimation by gasliquid chromatography of lignin degradation products from plants. // J.Chromatogr. 1971. N 3. P. 335-344.

Hartley R.D., Ford C.W. Phenolic constituents in plant cell walls and wall biodegradability //In Lewis N.G. and Paice M.G.(ed.) Plant cell wall polymers, biogenesis and biodégradation. 1989. ACS Symp. Ser. 399. Am. Chem. Soc., Washington. P. 137-139.

Hartley R.D., Morrison W.H., Balza F., Towers G.H.N. Substituted truxillic and truxinic acids in cell walls of Cynodon dactylon II Phytochemistry. 1990a. V. 29. P. 3699-3703.

Hartley R.D., Morrison W.H., Himmelsbach D.S., Borneman W.S. Cross-linking of cell walls phenolic arabinoxylans in graminaceous plants //Phytochemistry. 1990b. V. 29. P. 3705-3709.

Hedges J.I., Mann D.C. The characterization of plant tissues by their lignin oxidation products //Geochem. Cosmochem. Acta. 1979. V. 43. P. 1803-1807.

Higuchi T., Ito Y., Shimada M., Kawamura I. Chemical properties of milled wood lignin of grasses //Phytochemistry. 1967. V. 11. N 6. P. 1551-1556.

Higuchi T., Ito Y., Kawamura I. p-Hydroxyphenylpropane component of grass lignin and role of tirosine ammonia lyase in its formation //Phytochemistry. 1967. V. 6. P. 875-881.

Iiyama K., Lam T.B.T., Stone B.A. Phenolic acid bridges between polysaccharides and lignin in wheat internodes //Phytochemistry. 1990. V. 29. P. 733737.

liyama K., Lam T.B.T., Stone B.A. Covalent Cross-Links in the Cell Wall //Plant Physiol. 1994. V. 104. P. 315-320.

Ishii T. Acetylation at O-2 of arabinofuranose residues in feruloylated arabinoxylan from bamboo shoot cell walls //Phytochemistry. 1991. V. 30. P. 23172320.

Ishii T., Hiroi T. Linkage of phenolic acids to cell-wall polysaccarides of bamboo shoot //Carbohydr. Res. 1990a. V. 206. P. 297-310.

Ishii T., Hiroi T. Isolation and characterization of feruloylated arabinoxylan oligosaccarides from bamboo shoot cell walls //Carbohydr. Res. 1990b. V. 196. P. 175-183.

Jones J.D., Henstrand J.M., Handa A.K., Hermann K.M., Weller S.C. Impaired wound induction of 3-deoxy-D-arabino-heptulonate-7-phosphate (DAHP) synthase and altred stem developmrnt in transgenic potato plants expressing a DAHP synthase antisense construct//Plant Physiol. 1995. V. 108. P. 1413-1421.

Jung H.G., Ralph J. Phenolic-carbohydrate complex in plant cell walls and their effect on lignocellulose utilization //In D.E. Akin et al. (ed.) Microbial and plant opportunities to improve lignocellulose utilization by ruminants. Elsevier Sci. Publ. Co., New York. 1990. P. 173-182.

Kamisaka S., Takeda S., Takahashi K., Shibata K. Diferulic and ferulic acid in the cell wall of Avena coleoptiles - their relationships to mechanical properties of the cell wall //Physiol. Plant. 1990. V. 78. P. 1-7.

Kato A., Azuma J., Koshijima T. A new feruloylated trisaccaride from bagasse //Chem. Lett. 1983. P. 137-140.

Kato A., Azuma J., Koshijima T. Isolation and identification of a new feruloylated tetrasaccaride from bagasse lignin-carbohydrate complex containing phenolic acid //Agric. Biol. Chem. 1987. V. 51. P. 1691-1693.

Kratzle K., Eible J., Chemical and botanical evidence for lignification // Holzforschung. 1951. V. 3. P. 76-77.

Kato A., Nevins D.J. Isolation and identification of 0-(5-0-feruloyl-a-L-arabinofuranosyl)-(l-3)-0-(3-D-xylopyranosyl-(l-4)-D-xylose as a component of Zea shoot cell-walls //Carbohydr. Res. 1985. V.137. P. 139-150.

Lagrimini L.M. Wound-induced deposition of polyphenols in transgenic plants overexpressing peroxidase //Plant Physiology. 1991. V. 96. P. 577-583.

Lam T.B.T., Iiyama K., Stone B. Cinnamic acid bridges between cell wall polymers in whet and phalaris internodes //Phytochemistry. 1992. V.31. P. 1179-1183.

Lange M., Lapierre C., Sandermann H. Elicitor-Induced Spurce Stress Lignin //Plant physiol. 1995. V. 108. P. 1277-1287.

Lawton M.A., Lamb C.J. Transcriptional activation of plant defense genes by fungal elicitor, wounding, and infection //Mol. Cell. Biol. 1987. V. 7. P. 335-341.

Lewis N, Yamamoto E. Lignin: occurence, biogenesis and biodégradation // Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. 1990. V. 41. P. 455496.

Leinhos V., Savidge R.A. Isolation of protoplasts from developing xylem of Pinus banksiana and Pinus strobus //Canadian Journal of Forestry. 1993. V. 23. P. 343348.

Liu L., Dean J.F.D, Freidman W.E., Eriksson K.E.L. A laccase-like phenoloxidase is correlated with lignin biosynthesis in Zinnia elegans stem tissues //The Plant Journal. 1994. V. 6. P. 213-224.

Li J., Ou -Lee T.M., Raba R., Amundson R.G., Last R.L. Arabidopsis flavonoid mutants are hypersensitiv to UV-B irradiation //Plant Cell. 1993. V. 5. P. 171-179.

Lois R. Accumulation of UV-B radiation in Arabidopsis thaliana L. 1. Mehanisms of UV-resistance in Arabidopsis //Planta. 1994. V. 194. P. 498-503.

Love G.D., Snape C.E., Jarvis M.C. Determination of phenolic structures in flax fibre by solid-state 13C-NMR//Phytochemistry. 1994. V. 35. P. 489-491.

Lozovaya V, Gorshkova T, Yablokova E, Rumyantseva N, Ulanov A, Valieva A. Cold alkali can extract phenolic acids that are ether linked to cell wall components in Dicotyledonous plants (buckwheat, flax and soybean) //Phytochemistry. 1999. V. 50. P. 395-400.

Ludtke M. 1961. Uber die Lignine der Bastfasern // Holzforschung. 1964. V. 15. P. 141-50.

Massala R., Legrand M., Fritig B. Effect of a-aminooxyacetate, a competitive inhibitor of phenilalanin ammonia-lyase, on the hypersensitive resistance of tobacco to tobacco mosaic virus //Physiol. Plant Pathol. 1980. V. 16. P. 213-226.

Mavandad M., Edwards R., Liang X.O., Lamb C.J., Dixon R.A. Effects of trans-cinnamic acid on expression of bean phenylalanine ammonia-lyase gene family //Plant Physiol. 1990. V.94. P. 671-680.

Marcinowski S., Grisebach H. Enzymology of lignification: Cell-wall-bound (3-glucosidase for coniferin from spruce (Picea abies) seedlings //Eur. J. Biochem. 1978. V. 87. P. 37-44.

Marschner H. Root-induced changes in availability of micronutrients in the rhizosphere //Plant Roots. - Waisel Y., Eshel A., Kafkafi U. - New York. - P. 503528.

McCann M., Roberts K., Mosaics and murals //J. Cell Sci. 1990. V. 96. P. 323334.

McDoughall G.J. Accumulation of wall-associated peroxidases during wound-induced suberinization of flax //Journal of Plant Physiology. 1993. V. 142. P. 651-656.

McDoughall G.J, Morrison I.M, Stewart, Weyers J.D.B., Hillman J.R. 1993. Plant fibres: botany, chemistry and processing for industrial use // J.Sci Food Agric. 1993. V. 62. P. 1-20.

Mer(3ner B., Boll M. Elicitor-mediated induction of enzymes of lignin biosynthesis and formation of lignin-like material in a cell suspension culture of spruce (Picea abies) //Plant Cell Tissue Organ Cult. 1993. V. 34. P. 261-269.

Musel G., Schindler T. Bergfeld R., Ruel K., Jacquet G., Lapierre C., Speth V., Schopfer P. Structure and distribution of lignin in primary and secondary cell walls of maize coleoptiles analyzed by chemical and immunological probes // Planta. 1997. V. 201. P. 146-159.

Nakamura Y., Higuchi T. Ester linkage of /?-coumaric acid in bamboo lignin // Holzforschung. 1976. V. 30. P. 187-191.

Nakamura Y., Higuchi T. Ester linkage of p-coumaric acid in bamboo lignin. III. Dehydrogenative polymerization of coniferyl p-hydroxybenzoate and coniferyl p-coumarat //Cell. Chem. Technol. 1978a. V. 12. P. 199-208.

Nakamura W. Studies on the biosynthesis of lignins. I. Disproof against the catalitic activity of laccase in the oxydation of coniferyl alcohol //Jornal of Biochemistry. 1967. V. 62. P. 54-61.

Nakamura Y., Higuchi T. Ester linkage of /?-coumaric acid in bamboo lignin. II. Syntheses of coniferyl p-hydroxybenzoate and coniferyl p-coumarat "as possible precursors of aromatic acid esters in lignin //Cell. Chem. Technol. 1978b. V. 12. P. 199-208.

Neimann G.J., Baayen R.P., Boon J.J. //Netherlands J. Plant Pathol. 1990. V. 96. P.133-153.

Nose M., Bernards M.A., Furlan M., Zajicek J., Eberhardt T.L., Lewis N.G. Evidence for sequential biosynthetic steps during lignin polymerisation //Phytochemistry. 1995. V.

Obst J.R. Analysis of Plant Cell Walls - Session Synopsis //In Forage Cell Wall Structure andDigestability (Jung H.G., Buxton D.R., Hatfield R.D., Ralph J. eds.) 83104, ASA-CSSA-SSSA, Madison. USA. P. 167-181.

Ohashi H., Yamamoto E., Lewis N., Towers G.H.N. 5-Hydroxyferulic acid in Zea mays and Hordeum vulgare cell walls //Phytochemistry. 1987. V. 26. P. 19151916.

Pikket-Heaps J.D. Further ultrastructural observations on polysaccaride localization in plant cells //J. Cell. Sci. 1968. V. 3. P. 55-64.

Piquemal J., Lapierre C., Myton K., O'Connell A., Schuch W., Grima-Pettenati J., Boudet A.-M. Down-regulation of Cinnamoyl-CoA Reductase induces significant changes of lignin profiles in transgenic tobacco plants //The Plant Journal. 1998. V. 13. P. 71-83.

Ragg H., Kuhn D.H., Hahlbrock K. Coordinated regulation of coumarate:CoA ligase and phenylalanine ammonia-lyase mRNAsin cultured plant cells //J. Biol. Chem. 1981. V. 256. P. 10061-10065.

Ralet M.C, Thibault J.F, Faulds C.B., Williamson G. Isolation and purification of feruloylated oligosaccharides from cell walls of sugar-beet pulp //Carbohydrate Research. 1994. V. 263. P. 227-241.

Ralph J., Helm R.F., Quideau S., Hatfield R.D. Lignig-feruloyl ester cross-links in grasses. Part 1. Incorporation of feruloyl esters into coniferyl alcohol dehydrogenation polymers //J. Chem. Soc., Perkin Trans. 1992. V. 1. P. 2961-2969.

Ralph J., Helm R.F. Lignin/Hydroxycinnamic Acid/Polysaccharide Complexes: Synthetic Models for Regiochemical Characterization //In Biosynthesis and Biodégradation of Wood Components 51-62. Higuchi T., Ed., Academic Press, Orlando.

Ram C., Balasimha D., Tewari M.N. Effect of gibberellic acid and auxins on growth, sulfhydryl content and peroxidase activity in Phaseolus radiatus L. seedlings //PlantBiochem.J. 1976. V.3 P.128-133.

Ruel K., Faix O., Joseleau J.P. New immunogold probes for studying the

distribution of the different lignin types during plant cell wall biogenesis //J. Trace and Microprobe Techniques. 1994. V. 12. P. 247-265.

Saka S, Goring DAI. Localization of lignin in wood cell walls // In Biosynthesis and Biodégradation of Wood Components. Higuchi T., Ed., Academic Press, Orlando. 1985. P. 51-62.

Saka S., Goring D.A. The distribution of lignin in white birch wood as determined by bromination with TEM-EDXA //Holzforschung. 1988. V. 42. P. 149153.

Sasaki M., Yamamoto Y., Matsumoto H. Lignin deposition induced by aluminum in wheat {Triticum aestivum) roots //Physiologia Plantarum. 1996. V. 96. P. 193-198.

Savidge R., Udagama-Randeniya P. Cell-wall bound coniferyl alcohol oxidase assotiated with lignification in conifers //Phytochemistry. 1992. V. 32. P. 2959-2966.

Sherwood R.T., Vance C.P. Initial events in the epidermial layer during penetration //In Plant infection. The Physiology cal and biochemical basis. Y. Asada, W.R.Bushnell, S. Ouchi, C.P. Vance eds. Japan Scientific Societies Press. Tokyo. 1982. P. 27-42.

Shields S.E., Wingate V.P., Lamb C.J. Dual control of phenylalanine ammonia-liase production and removal by its product cinnamic acid //Eur.J.Biochem. 1982. V. 123. P. 389-395.

Scalbert A., Monties B., Lallemand J.Y., Guittet E., Rolando C. Ether linkage between phenolic acids and lignin fractions from wheat straw //Phytochemistry. 1985. V. 24.P.1359-1362.

Scalbert A., Monties B., Guittet E., Lallemand J.Y. Comparison of wheat straw lignin preparations. I. Chemical and spectroscoic characterizations //Holzforschung. 1985. V.40. P. 119-127.

Scalbert A., Monties B., Rolando C., Sierra-Escudero A. Formation of ether linkage between phenolic acids and Graminea lignin: A possible mechanism involving quinon methides //Holzforschung. 1986. V. 40. P. 191-195.

Sharma A., Brillouet A., Scalbert A., Monties B. Studies on a brittle stem mutant of rice, Oryza sativa L.; characterization of lignin fractions, associated phenolic acids and polysaccarides from rice stem //Agronomie. 1986. V. 6. P. 265-271.

Shimada M., Fukuzuka T., Higuchi T. Ester linkages of p-coumaric acids in bamboo and grass lignins //Tappi. 1971. V. 54. P. 72-78.

Simola L.K., Lemmetyinen J., Santanen A. Lignin release and photomixotrophism in suspension cultures of Picea abies //Physiologia Plantarum. 1992. V. 84. P. 374-379.

Smith C.G., Rodgers M.W., Zimmerlin A. Tissue and subcellular immunolocalisation of enzymes of lignin synthesis in differentiating and wounded hypocotyl tissue of French bean (Phaseolus vulgaris L.) //Planta. 1994. V. 192. P. 155164.

Smith D.A. Toxicity of phytoalexins // In Phytoalexins. Bailey J.A., Mansfield J.W. New York. P. 218-252.

Stasey N. J., Roberts K., Carpita N.C. Dynamic changes in cell surfase molecules are very early events in the differentiation of mesophyll cells from Zinnia elegans into traheary elements //The Plant Journal. 1995. V. 8. P. 891-906.

Sterjiades R., Dean J.F.D., Eriksson K.E.L. Laccase from sycamore maple (Acer pseudoplatanus) polymerizes monolignols //Plant Physiology. 1992. V. 99. P. 1162-1168.

Sterjiades R., Dean J.F.D., Gamble G., Himmelsbach D.S., Eriksson K.E.L. Extracellular laccases and peroxydases from sycamore maple (Acer pseudoplatanus) cell-suspension cultures. Reaction with monolignols and lignin model compounds //Planta. 1993. V. 190. P. 75-87.

Strivastava LM. Histochemical studies on lignin UTappi. 1966. V. 49. P. 17383.

Takabe K., Fukazawa K., Harada H. Deposition of cell wall components in conifer tracheids //In Plant cell wall polymers: biogenesis and biodégradation. ASC Symp. Ser. 1989. P. 47-66.

Tan K.S., Hoson T., Masuda Y. Involvement of Cell Wall-Bound Diferulic Acid in Light-Induced Decrease in Growth Rate and Cell Wall Extensibility of Oryza Coleoptiles //Plant Cell Physiol. 1992. V. 33. P. 103-108.

Tan K.S., Hoson T., Masuda Y. Effect of Ferulic and p-Coumaric Acid on Oryza Coleoptile Growth and Mechanical Properties of Cell Wall //J. Plant Physiol. 1992. V. 140. P. 460-465.

Terashima N., Fukushima K., He L-F. Comprehensive Model of the Lignified Plant Cell Wall // In ASA-CSSA-SSSA eds Forage cell wall structure and digestibility. Madison. USA. P. 247-269.

Terashima N., Fukushima K., Takabe K. Heterogeneity in formation of lignin. VIII. An radioautographic study on the formation of guiacyl and syringyl lignin in Magnolia kobus DC //Holzforschung. 1986. V. 40. P. 101-105.

Terashima N. An improved radiotracer method for studying formation and structure of lignin // In Plant cell wall polymers: biogenesis and biodégradation. ASC Symp. Ser. 1989. P. 148-159.

Theander O, Westerlund E. Quatitative analysis of cell wall components //In Forage Cell Wall Structure and Digestability (Jung H.G., Buxton D.R., Hatfield R.D., Ralph J. eds.) ASA-CSSA-SSSA, Madison. 1993. P. 83-104.

Vance C.P., Kirk T.K., Sherwood R.T. Lignification as a mechanism of disease resistance //Ann. Rev. Phytopathol. 1980. V.18. P. 259-288.

Vian B, Roland J.C. Affinodetection of the sites of formation and of the further distribution of polygalacturonans and native cellulose in growing plant cell // Bio. Cell. 1993. V. 71. P. 43-55.

Wallace G., Fry S.C. Phenolic Components of the Plant Cell Wall //Int. Review of Cytol. 1994. V. 151. P. 229-267.

Whetten R., Sederoff R. Lignin Biosynthesis //The Plant Cell. 1995. V. 7. P. 1001-1013.

Whitmore F.W. Lignin-carbohydrate complex formed in isolated cell walls of callus //Phytochemistry. 1978. V. 17. P. 421-425.

Whiting P., Favis B.D., St-Germain F.G.T., Goring D.A.I. Fractional separation of middle lamella and secondary wall tissue from spruce wood //J. Wood Chemistry and Technology. 1981. V. 1. P. 29-42.

Wilkinson E.M., Butt V.S. Enzyme changes during lignogenesis in pea shoots induced by illumination //J. Exp. Bot. 1992. V. 43. P. 1259-1265.

Yao K., De Luca V., Brisson N. Creation of metabolic sink for tryptophan alters the phenylpropanoid pathway and susceptibility of potato to Phytophtora infestance //Plant Cell. 1995. V. 7. P. 1787-1799.

Zeier J., Schreiber L. Chemical Composition of Hypodermal and Endodermal Cell Walls and Xylem Vessels Isolated from Clivia miniata II Plant Physiol. 1997. V. 113. P. 1223-1231.

Zimmerman A., Hahlbrock K. Light-induced changes of enzyme activities in parsley cell suspension culters. Purification and some properties of phenylalanine ammonia-lyase //Arch. Biochem. Biophys. 1975. V. 166. P. 54-62.