Фармакологическая защита эндотелия донорских роговиц гомологичными клеточными пептидами на этапе консервации тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.01.07, кандидат медицинских наук Ролик, Ольга Ивановна

• Ролик, Ольга Ивановна
• кандидат медицинских наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Ролик, Ольга Ивановна

Введение

Глава 1. Обзор литературы

Современные аспекты применения биологически активных веществ для защиты эндотелиальных клеток трансплантата роговицы

1.1. Актуальность сохранения жизнеспособности эндотелия 15 при различных видах кератопластики

1.2. Достоинства и ограничения традиционных методов 19 консервации роговицы

1.2.1. Гипотермическая консервация роговиц в культуральных 19 средах

1.2.2. Консервация роговиц методом органного 22 нормотермического культивирования

1.2.3. Криогенная консервация донорских роговиц

1.3. Пролонгирование сохранности витальных свойств 26 эндотелия с помощью биологически активных веществ в составах консервирующих сред

1.3.1. Пролонгирование витальных свойств эндотелия с 26 помощью антиапоптотических и ростовых факторов

1.3.2. Пролонгирование витальных свойств с помощью 31 регуляторных пептидов

Глава 2. Материалы и методы экспериментальных исследований

2.1. 2.2.

Общая характеристика материалов Общая характеристика методов

2.2.1. Метод органного культивирования донорской роговицы

2.2.2. Метод гипотермической консервации донорской роговицы

2.2.3. Инвазивные лабораторные методы исследования

2.2.4. Неинвазивные лабораторные методы исследования

2.2.5. Статистические методы исследования

Глава 3. Разработка сред с добавлением гомологичных 54 регуляторных пептидов

3.1. Разработка рецептуры среды для гипотермической 54 консервации трупных донорских роговиц

3.2. Разработка рецептуры органной среды для 57 нормотермического культивирования трупных донорских роговиц

Глава 4. Влияние гомологичных регуляторных пептидов в составе 60 консервирующих сред на морфофункциональные характеристики эндотелиальных клеток

4.1. Анализ морфометрических характеристик эндотелиальных 60 клеток в процессе гипотермической консервации

4.2. Анализ морфометрических характеристик эндотелиальных 65 клеток в процессе органного культивирования

4.3. Влияние гомологичных регуляторных пептидов в составе 71 консервирующих сред на результаты исследований ультраструктурных характеристик эндотелиальных клеток в процессе консервации

4.3.1. Изменения ультраструктуры эндотелиальных клеток в 73 процессе гипотермической консервации

4.3.2. Результаты исследования ультраструктурных изменений 82 эндотелиальных клеток в процессе органного культивирования

4.4. Изменения витальности (апоптотического индекса) эндотелиальных клеток в процессе гипотермической консервации

4.5. Изменения витальности (апоптотического индекса) 91 эндотелильных клеток в процессе нормотермического культивирования

4.6. Тактика выбора донорских консервированных роговиц для 94 проведения кератопластик

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Фармакологическая защита эндотелия донорских роговиц гомологичными клеточными пептидами на этапе консервации»

Проблема трупного тканевого донорства и трансплантации жизнеспособной роговицы является одним из наиболее сложных и актуальных разделов офтальмологии (Каспаров A.A. и др., 1990; Мороз З.И., 2004; Борзенок С.А., 2008; Melles G.R. et al., 1998; Krachmer J.H. et al., 2005).

Для прозрачного приживления сквозного трансплантата роговицы необходима максимальная сохранность морфофункционального состояния его эндотелиальных клеток (ЭК), или клеток заднего эпителия, обеспечивающих нормальную гидратацию и прозрачность посредством осуществления ими энергозависимой транспортной и насосной функций (Krachmer J.H. et al., 2005). ЭК роговицы являются высокодифференцированными клетками и имеют нейроглиальное происхождение (Федоров С.Н и др., 1993; Ронкина Т.И., 1994; Вит В.В., 2003; Hwang D.G., 2005). Так как биологически ЭК не способны к митотической регенерации, то при их значительной потере в посттрансплантационном периоде возникает сначала функциональная декомпенсация, а затем -необратимое помутнение трансплантата (Krachmer J.H. et al., 2005).

В трупных донорских роговицах уже на этапе консервации в нормотермическом и гипотермическом режимах происходит нарушение регуляции энергетического метаболизма, в результате чего в ЭК возникает ряд морфофункциональных перестроек, сопровождающихся ослаблением межклеточных взаимодействий, десквамацией ЭК и снижением их жизнеспособности (Hsu J.K.W, et al., 1999; Krachmer J.H., 2005).

Выкраивание и фиксация роговичного трансплантата при сквозной и задней послойной кератопластиках также сопровождаются потерей ЭК, в связи с чем исходная плотность эндотелиальных клеток является определяющей для сохранения функции роговицы после трансплантации и, по данным Melles G.R. (1998), должна быть не менее 2800-3000 кл/мм2.

В этой связи пролонгирование адекватного метаболизма и повышение жизнеспособности ЭК трупных донорских роговиц на этапе их консервации является крайне важной и актуальной задачей (Борзенок С.А., 2008).

Анализ публикаций по проблеме культивирования и консервации изолированных донорских роговиц позволяет прийти к заключению, что пролонгирование адекватного метаболизма в трансплантатах роговицы, повышающего морфофункциональную резистентность ее ЭК к воздействию ишемического и гипотермического стрессов, может быть достигнуто путем усовершенствования составов консервационных сред (Шумаков В.И. и др., 1983; Lass J. H. et al.,1994; Shin YJ. et al. 2009; Peh G.S. et al., 2011).

Наибольшие возможности в плане совершенствования противоишемической защиты и защиты от гипотермического повреждения создает включение в культуральные среды и консервирующие растворы различных биологически активных веществ, которые, пролонгируя энергетические и пластические процессы, повышают эффективность межклеточных взаимодействий и формируют плотность межклеточных контактов (Tripathi B.J. et al., 1992; Vincent P. T. et al., 1994; Xin G., EunDuck P. K., 1998).

В целях восстановления и поддержания структуры и функции ЭК трупных донорских роговиц в процессе их хранения значительный интерес представляют фармакологические препараты на основе регуляторных клеточных пептидов, полученных из тканей глаза. К таким препаратам нового поколения относятся цитамины отечественного производства (Максимов И.Б., 2005; Хавинсон В.Х., Трофимова C.B., 2003) и панель клеточных биорегуляторов NeyDIL импортного производства (Heine H., 1996). К сожалению, отечественная фармакологическая промышленность не производит препараты регуляторных пептидов с адресным действием к эндотелиальным клеткам роговицы. До настоящего времени единственным органотропным препаратом, полученным из регуляторных пептидов клеточной цитоплазмы эмбриональных роговых оболочек промышленных животных, является препарат NeyDIL Nr.37 «Cornea», который выпускается немецкой фирмой «VitOrgan», имеющий Государственную регистрацию в Российской Федерации (Р/У JIPC-008827/08-061108).

Данные о возможности повышения качества защиты изолированных трупных донорских роговиц от повреждения с помощью гомологичных регуляторных пептидов на этапе нормотермического культивирования и гипотермической консервации в литературе отсутствуют. Прямая зависимость результата трансплантации роговицы от исходной жизнеспособности и плотности сцепления ЭК между собой послужила основанием для изучения эффективности применения органотропных регуляторных пептидов роговиц - препарата NeyDIL Nr.37 - для улучшения морфофункциональной сохранности ЭК и повышения резистентности трупной донорской роговицы к действию неблагоприятных факторов нормотермического органного культивирования и гипотермической консервации.

Цель исследования

Повысить жизнеспособность и трансплантационные качества эндотелиальных клеток трупной донорской роговицы в процессе гипотермической консервации и нормотермического органного культивирования.

Задачи исследования

1. Разработать рецептуру органных сред для гипотермической консервации и органного культивирования трупных донорских роговиц с включением в их состав регуляторных клеточных пептидов.

2. Провести сравнительный анализ изменения морфометрических характеристик эндотелиальных клеток трупных роговиц человека в процессе гипотермической консервации и нормотермического культивирования в культуральных средах, содержащих регуляторные клеточные пептиды тканей роговицы.

3. Провести сравнительный анализ изменений ультраструктурных характеристик эндотелиальных клеток трупных роговиц человека в процессе гипотермической консервации и нормотермического культивирования в культуральных средах с добавлением в них регуляторных клеточных пептидов тканей роговицы.

4. Изучить антиапоптотический эффект регуляторных клеточных пептидов на эндотелий донорской роговицы в процессе гипотермической консервации и органного культивирования.

5. Разработать прогноз потери эндотелиальных клеток донорских роговиц в процессе консервации.

Научная новизна результатов исследования

1. Впервые установлено, что апоптотический индекс эндотелиальных клеток донорских роговиц в среде Борзенка-Мороз с добавлением регуляторных клеточных пептидов на сроке консервации 9 суток составляет 17,1% при потере плотности эндотелиальных клеток в этот срок - 4,8%, по сравнению с апоптотическим индексом эндотелиальных клеток донорских роговиц в условиях стандартной консервации - 18,8% и снижением плотности эндотелия на 7,45%.

2. Впервые установлено, что добавление регуляторных клеточных пептидов в среду Борзенка-Мороз в течение длительной консервации до 12-ти суток повышает жизнеспособность эндотелиальных клеток донорских роговиц, что проявляется в снижении потери эндотелиальных клеток с 10,5% до 8,5%, замедлении увеличения площади эндотелиальных клеток с 4% до 3%, уменьшении потери гексагональных клеток с 31,4% до 8,7%.

3. Впервые установлено, что апоптотический индекс эндотелиальных клеток донорских роговиц, консервированных в органной среде на основе среды 199 на солях Эрла с добавлением регуляторных клеточных пептидов на сроке культивирования 18 суток составляет 8,2% при потере плотности эндотелиальных клеток в этот срок - 4,8%, по сравнению с апоптотическим индексом эндотелиальных клеток донорских роговиц в условиях стандартной консервации - 12,3%, и снижением плотности эндотелиальных клеток на 6,3%.

4. Впервые установлено, что добавление регуляторных клеточных пептидов в стандартную среду для органного культивирования на основе среды 199 на солях Эрла в течение длительного культивирования до 31-их суток повышает жизнеспособность эндотелиальных клеток донорских роговиц, что проявляется в снижении потери эндотелиальных клеток с 11,3% до 8,5%, замедлении увеличения площади эндотелиальных клеток с 7,3% до 6%, снижении потери гексагональных клеток с 41% до 17%.

Практическая значимость результатов исследования

1. Доказано, что добавление клеточных пептидов в среду Борзенка-Мороз для гипотермической консервации в процессе ее приготовления на заключительном этапе смешивания компонентов в объеме 10 мл в виде препарата №уБ1Ь №.37 (Р/У ЛРС-008827/08-061108) пролонгирует сроки консервации донорской роговицы до 9-ти суток.

2. Доказано, что добавление клеточных пептидов в стандартную среду для органного культивирования в процессе ее приготовления на заключительном этапе смешивания компонентов в объеме 10 мл в виде препарата КеуБ1Ь №.37 (Р/У ЛРС-008827/08-061108) пролонгирует сроки консервации донорской роговицы до 24-х суток.

3. Созданные номограммы для определения потери эндотелиальных клеток донорских роговиц в процессе консервации в зависимости от вида, срока консервации, состава сред и исходной плотности эндотелия донорского материала, позволяют индивидуально подходить к выбору донорского материала в зависимости от исходной нозологической формы патологии роговицы реципиента.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Добавление регуляторных клеточных пептидов в среды для гипотермической консервации (среда Борзенка-Мороз) и органного культивирования (среда, рекомендованная европейской ассоциацией глазных банков) способствует снижению потери эндотелиальных клеток в процессе консервации, сохраняет их мономорфизм и гексагональность, ингибирует процессы клеточного апоптоза, что свидетельствует о повышении жизнеспособности эндотелиальных клеток и позволяет пролонгировать сроки гипотермической консервации до 9-ти суток и нормотермической консервации до 24-х суток.

2. Созданы номограммы, позволяющие рассчитать потерю эндотелиальных клеток донорских роговиц в процессе консервации в зависимости от вида, срока консервации, состава сред и исходной плотности эндотелия донорского материала, что позволяет индивидуально подходить к выбору донорского материала в зависимости от исходной нозологической формы патологии роговицы реципиента.

Апробация работы

Основные положения диссертации были доложены и обсуждены на IV Всероссийском съезде трансплантологов памяти академика В.И. Шумакова (Москва, 2008); VI Международном научно-практическом конгрессе «Человек в экстремальных условиях: человеческий фактор и профессиональное здоровье» (Москва, 2008); XIX Московской международной гомеопатической конференции «Развитие гомеопатического метода в современной медицине» (Москва, 2009); научно-практической конференции «Экологическая медицина и офтальмология» (Москва, 2009);

IV Всероссийской научной конференции молодых ученых «Актуальные проблемы офтальмологии» (Москва, 2009); IX Съезде офтальмологов России (Москва, 2010); V Всероссийском съезде трансплантологов (Москва, 2010); на клинической конференции МНТК «МГ» (Москва, 2010); 23-й ежегодной конференции Европейской Ассоциации Глазных Банков (Фрайбург, Германия, 2011); научно-практической конференции офтальмологов с международным участием «Филатовские чтения», посвященной 75-летию основания ГУ «Институт глазных болезней и тканевой терапии им.

B.П.Филатова Национальной академии медицинских наук Украины» (Одесса, Украина, 2011); на 2-м международном ежегодном конгрессе EuCornea (Вена, Австрия, 2011); на 5-ом Российском общенациональном офтальмологическом форуме (Москва, 2012).

Доклад «Ревитализирующие эффекты в клетках трансплантата трупной донорской роговицы in vitro под влиянием гомологичных клеточных пептидов» занял первое место на IV Всероссийской научной конференции молодых ученых «Актуальные проблемы офтальмологии» (Москва, 2009).

Внедрение в практику

Результаты исследований внедрены в работу лаборатории трансплантологии и консервации с Глазным Тканевым банком Центра фундаментальных и прикладных медико-биологических проблем ФГБУ «МНТК «МГ» им. акад. С.Н.Федорова» и в работу лабораторий филиалов.

Результаты диссертационной работы используются в лекционных курсах для клинических ординаторов, аспирантов и курсантов Научно-педагогического центра ФГБУ «МНТК «Микрохирургия глаза» им. акад.

C.Н.Федорова», а также ординаторов и аспирантов кафедры глазных болезней Московского государственного медико-стоматологического университета имени А.И. Евдокимова.

13

Публикации

По материалам диссертации опубликована 21 печатная работа, из них 4 в журналах, рецензированных ВАК РФ и 4 в иностранной печати. По теме диссертационной работы получен 1 патент РФ на изобретение.

Структура и объем диссертации

Заключение диссертации по теме «Глазные болезни», Ролик, Ольга Ивановна

выводы

1. Введение гомологичных клеточных пептидов из роговиц животных в виде препарата Иеу01Ь №.37 (Р/У ЛРС-008827/08-061108) в концентрации 1 мкг/мл среды в базисную среду Борзенка-Мороз для гипотермической консервации донорских роговиц в процессе ее приготовления на заключительном этапе смешивания компонентов позволяет пролонгировать время консервации до 9-ти суток с сохранением жизнеспособности и цитоархитектоники эндотелиальных клеток донорских роговиц.

2. Введение гомологичных клеточных пептидов в виде препарата №уБ1Ь №.37 (Р/У ЛРС-008827/08-061108) в концентрации 1 мкг/мл среды в базисную среду для органного культивирования донорских роговиц, рекомендованную европейской ассоциацией глазных банков, в процессе ее приготовления на заключительном этапе смешивания компонентов, позволяет пролонгировать время консервации до 24-х суток с сохранением жизнеспособности и цитоархитектоники эндотелиальных клеток донорских роговиц.

3. Длительное нормотермическое культивирование донорских роговиц человека (до 24-х суток) в стандартной среде для органного культивирования донорской роговицы, рекомендованной европейской ассоциацией глазных банков, с применением клеточных регуляторных пептидов роговицы, позволяет снизить потерю эндотелиальных клеток с 9,7% до 6,1%. Использование гомологичных клеточных пептидов при консервации донорских роговиц человека в условиях гипотермии (до 12-ти суток) в среде Борзенка-Мороз снижает потерю эндотелиальных клеток с 10,2% до 8,5%.

4. Выявлено, что процент апоптотически поврежденных эндотелиальных клеток в роговицах, консервированных в среде Борзенка-Мороз и органной среде на основе 199 среды на солях Эрла, с добавлением гомологичных клеточных пептидов, в условиях гипотермии и нормотермии в сроки до 9-ти и 18-ти суток, снижается с 18,8% до 17,1% и с 12,3% до 8,2%, соответственно.

5. Предложенные номограммы снижения плотности эндотелия позволяют определять предположительную потерю эндотелиальных клеток донорских роговиц в процессе консервации в зависимости от вида, срока консервации, состава сред и исходной плотности эндотелия донорского материала, что дает возможность дифференцированно подходить к выбору донорского материала для выполнения разного вида кератопластик.

Практические рекомендации

Для продления сроков гипотермической консервации и сохранения морфофункциональных характеристик ЭК донорских роговиц до 9-ти суток и для повышения жизнеспособности и улучшения трансплантационных качеств ЭК на меньших сроках консервации в среде Борзенка-Мороз, рекомендуется добавлять в среду гомологичные клеточные пептиды в виде препарата NeyDIL Nr.37 (Р/У ЛРС-008827/08-061108) в объеме 10 мл в процессе ее приготовления на заключительном этапе смешивания компонентов, для достижения концентрации препарата 1 мкг/мл среды.

Для продления сроков нормотермической консервации и сохранения морфофункциональных характеристик ЭК донорских роговиц (до 24-х суток) и для повышения жизнеспособности и улучшения трансплантационных качеств ЭК в среде, рекомендованной европейской ассоциацией глазных банков, рекомендуется добавлять в среду гомологичные клеточные пептиды в виде препарата NeyDIL Nr.37 (Р/У JIPC-008827/08-061108) в объеме 10 мл в процессе ее приготовления на заключительном этапе смешивания компонентов для достижения концентрации препарата 1 мкг/мл среды.

Для определения предположительной потери ЭК донорских роговиц в процессе консервации в зависимости от вида, срока консервации, состава сред и исходной плотности эндотелия донорского материала, рекомендуется использовать предложенные номограммы для расчета ПЭК.

При выборе стратегии консервации трупной донорской роговицы рекомендуется ориентироваться на разработанные рекомендации к выбору донорского материала: для выполнения ЗАПК рекомендуется использовать донорский материал с ПЭК, равной 3000-2600 кл/мм2. При выполнении СК у пациентов с патологией роговицы, не сопровождающейся большой потерей ЭК в послеоперационном периоде (например, кератопластика по поводу кератоконуса) рекомендуется использовать донорский материал с ПЭК, равной 2500-2200 кл/мм2, и соответственно при кератопластиках по поводу осложненных бельм и кератитов в активной фазе, сопровождающихся большей потерей ЭК в послеоперационном периоде, рекомендуется использовать донорский материал с ПЭК, равной 3100-2800 кл/мм2.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Ролик, Ольга Ивановна, 2012 год

1. Андреев Ю.В. Фотохимическая деструкция новообразованных сосудов роговицы (в эксперименте): Автореф.дис. канд.мед.наук. М., 1993. - 23 с.

2. Бордюгова Г.Г., Альсакини A.B. Оценка жизнеспособности консервированной ткани роговой оболочки методом авторадиографии // Травмы глаз: Сб.Науч.Трудов МНИИ им. Гельмгольца. М., 1978. - С. 25-26.

3. Бордюгова Г.Г., Лукашевич И.П. Математический анализ способов консервирования роговичного трансплантата в клинике // Трансплантация органов и тканей: Материалы. Тбилиси, 1979. - С. 305-306.

4. Борзенок С.А., Проблема прионов и прионных болезней в офтальмотрансплантологии // Офтальмохирургия. 2006. - №3. - С. 41-48.

5. Борзенок С.А. Медико-технологические и методологические основы эффективной деятельности глазных тканевых банков России в обеспечении операций по сквозной трансплантации роговицы: Дис. . д-ра мед. наук. М.- 2008. - 156 с.

6. Вандич Н.Е. Особенности кератопластики у пожилых пациентов с предварительной фармакологической коррекцией: Автореф. дис. . канд. мед. наук. М., 2001. - 26 с.

7. Вит В.В. Строение зрительной системы человека.- Одесса: АстроПринт, 2003. С. 179-655.

8. Гамм Э.Г. Кислотно-щелочное равновесие и динамика дыхательных газов водянистой влаги: Автореф. дис. канд. мед. наук. -М., 1982. 21 с.

9. Грищенко В.И., Белоус A.M. Итоги научно-организационной деятельности института (к 20-летию Института проблем криобиологии и криомедицины АН Украины) // Проблемы криобиологии.- 1992.- №1.-С. 3-13.

10. Гундорова P.A., Бордюгова Г.Г., Травкин А.Г. Сохранность структур роговой оболочки при различных способах консервирования // Межд. конф. по кератопластике и кератопротезированию: сб. тез.- Одесса, 1978. С. 70-71.

11. Дьяконов M.M. Отечественные биорегуляторы — цитамины входят в повседневную врачебную практику // Terra Medica. 2000. - № 3. - 18 с.

12. Ермаков Н.В. Диагностическое и прогностическое значение зеркальной микроскопии эндотелия при трансплантации роговицы: Автореф. дис. . канд. мед. наук. М., 1989. - 26 с.

13. Ермаков Н.В. Микроскопия заднего эпителия роговицы в реконструктивной хирургии переднего отдела глаза // Съезд офтальмологов России, 6-й: Тез. докл. М., 1994. - С. 297.

14. Илатовская JI.B., Маслова-Хорошилова И.П., Деревянко В.П. Ультраструктура роговицы глаза человека после криоконсервации // Межд. конф. по кератопластике и кератопротезированию: Тез. докл. Одесса, 1978. -С. 74-75.

15. Канюков В.Н., Стадников A.A. Экспериментально-гистологические обоснование новых технологий в офтальмохирургии М.: Медицина, 2005. -С.84-89.

16. Карлсон Б. Основы эмбриологии по Пэттену: Пер. с англ. М.: Мир, 1983.-Т. 2.-390 с.

17. Каспаров A.A., Ермаков Н.В., Раппопорт Ю.М. Эндотелий трансплантата донора после сквозной кератопластики // Вестн. офтальмол. -1990.-Т. 106, №5.-С. 12-16.

18. Каспаров A.A., Розинова В.Н., Ямскова В.П. Питательная среда с Адгелоном для консервации роговицы донора // Онтогенез. 2000. - Т.31, № 4. - с.273-274.

19. Комах Ю.А. Клинико-цитохимические аспекты прогнозирования и профилактики помутнения трансплантата после рекератопластики: Автореф. дис. . канд. мед. наук. -М., 1995. -20 с.

20. Копаева В.Г. Современные аспекты сквозной субтотальной кератопластики: Дис. д-ра мед. наук. М., 1982. - 435 с.

21. Копаева В.Г., Легких Л.С. Морфологические и математические аспекты эктазии роговицы при кератоконусе и кератоглобусе // Федоровские чтения 2004: сб. Тез. Москва, 2004. - С. 236-239.

22. Кротова Е.В. Клинико-иммунологические аспекты рекератопластики различными видами донорского материала: Автореф. дис. . канд. мед. наук. -М., 1994.-24 с.

23. Лушников Е.Ф., Абросимов А.Ю. Гибель клетки (апоптоз) М.: Медицина, 2001.- С. 87-95.

24. Максимов И.Б. Комплексная пептидная коррекция при микрохирургическом лечении травм глаз и их последствий // Автореф. дисс. .д-ра мед. наук. М., 1996.-42 с.

25. Максимов И.Б., Мошетова Л.К., Савостьянова С.А. Ретиналамин в комплексном лечении инволюционных центральных хориоретинальных дистрофий // СПб. 2006. - 96 с.

26. Малюгин Б.Э. Хирургическая коррекция астигматизма после сквозной кератопластики: Дис. . канд. мед. наук. -М., 1994. 166 с.

27. Милюдин Е.С. Динамика водородного показателя при хранении донорской роговицы // Съезд офтальмологов России, 7-й: Материалы. М., 2000.-Ч. 2.-С. 32-33.

28. Мороз З.И., Тахчиди Х.П., Калинников Ю.Ю. и др. Современные аспекты кератопластики // Федоровские чтения 2004: сб.тез. Москва, 2004. -С. 280-288.

29. Морозов В.Г., Рыжак Г.А., Малинин В.В. и др. Цитамины (Биорегуляторы клеточного метаболизма). СПб.: Фолиант, 1999. - 120 с.

30. Непомнящих В.А. Клеточные биорегуляторы в комплексной терапии глазных болезней. Монография-руководство. М.: РегБиоМед, 2010. - 140 с.

31. Пирятинский Б.Л. Экспериментально-клиническое обоснование применения сбалансированных по газовому составу влагозамещающих растворов: Дис. канд. мед. наук. Москва, 1987. - 120 с.

32. Попова З.С., Королев В.В. Ультраструктура роговой оболочки, консервированной криометодом // Вестн. офтальмологии. 1979. - № 2. - С. 32-36.

33. Ролик И.С. Пептидотерапия: клиническое применение // М.: РегБиоМед, 2010.-392 с.

34. Ролик И.С. Основы клинической фармакологии органопрепаратов // М.: РегБиоМед. 2004. 336 с.

35. Ронкина Т.И. Закономерности возрастных изменений эндотелия роговицы человека в норме и патологии, возможности активации пролиферации эндотелия и их назначение в офтальмологии: Дис. д-ра мед. наук в форме науч. доклада. М., 1994. - 48 с.

36. Ронкина Т.И., Мороз З.И., Багров С.Н. и др. Влияние физиологического раствора на задний эпителий роговицы трупных глаз // Хирургия роговой оболочки: Сб. научн. тр. -М., 1986. С. 87-89.

37. Рыжак Г.А., Малинин В.В., Платонова Т.Н. Применение кортексина при лечении заболеваний центральной нервной системы. СПб., 2003. - 63 с.

38. Слонимский Ю.Б., Слонимский А.Ю. Место сквозной субтотальной трансплантации роговицы в хирургии кератоконуса на современном этапе // Новые технологии в лечении заболеваний роговицы: Материалы всерос. научно-практ. конф. -М., 2004. С. 339-344.

39. Сургуладзе Н.Г. Роль эндотелия в приживлении роговичного трансплантата после сквозной кератопластики: Дис. . канд. мед. наук.- М., 1990.- 156 с.

40. Трофимова C.B., Максимов И.Б., Нероев В.В. Регуляторное действие пептидов сетчатки // СПб.: ИКФ «Фолиант». 2004. - 160 с.

41. Трофимова C.B., Фихман 0.3. Биорегулирующая терапия и качество жизни людей старшего поколения с нарушением функции зрения // СПб.: «Falcon Crest». 2008. - 105 с.

42. Федоров С.Н., Ронкина Т.И., Явишева Т.М. Эндотелий роговицы человека. M.: МНТК «Микрохирургия глаза», 1993. - 126 с.

43. Хавинсон В.Х., Хокканен В.М., Трофимова C.B. Пептидные биорегуляторы при диабетической ретинопатии. СПб.: Фолиант, 2000. 64 с.

44. Хавинсон В.Х., Трофимова C.B. Пептидные биорегуляторы в офтальмологии // СПб.: ИКБ «Фолиант». 2000. - 48 с.

45. Хавинсон В.Х., Анисимов В.Н. Пептидные биорегуляторы и старение // СПб.: Наука. 2003. -160 с.

46. Хватова A.B., Плескова A.B. Успешная кератопластика у детей: новая реальность или отдаленная перспектива // Федоровские чтения 2004: сб.тез.-Москва, 2004. С. 372-375.

47. Хорошилова-Маслова И.П., Платовская JI.B., Щипанова А.И. Изменения эндотелия при некоторых поражениях переднего отрезка глаза // Съезд офтальмологов Украинской ССР, 8-й: Тез. докл. Одесса, 1990. - С. 331-332.

48. Ченцова Е.В. Система патогенетически обоснованного лечения ожоговой травмы глаз: Дис. . д-ра мед. наук. М., 1996. - 304 с.

49. Шульгина Н.С., Никулина Н.Б. Биологические свойства роговой оболочки, консервированной разными методами // Проблемы пересадки роговой оболочки. Киев: Здоровье, 1966. - С. 268-271.

50. Шумаков В.И., Онищенко H.A., Кирпатовский В.И. Фармакологическая защита трансплантата. М.: Медицина, 1983. - 232 с.

51. Юрченко Т.Н. Гипотермическая и низкотемпературная консервация роговицы и течение восстановительного периода после трансплантации: Автореф. дис. д-ра мед. наук. Харьков, 1982. - 37 с.

52. Явишева Т.М. Морфо-функциональные особенности эндотелия роговицы человека в норме и патологии и отбор донорского материала для кератопластики: Дис. .канд. мед. наук. М., 1990. - 198 с.

53. Ямскова В.П., Краснов М.С., Ямсков И. А. Наноразмерные биорегуляторы тканей глаза млекопитающих как основа для фармакологических препаратов нового поколения.-М.: М.Пресс, 2009. 84 с.

54. Яхина Н.М., Затулина Н.И., Панормова Н.В. О трансплантабельности консервированной донорской роговицы // Междунар. конф. по кератопластике и кератопротезированию: Материалы. Одесса, 1978. - С. 87-88.

55. Albon J., Tullo А.В., Aktar S., Boulton M.E. Apoptosis in the Endothelium of Human Corneas for Transplantation // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2000. -Vol. 41, № 10.-P. 2887-2893.

56. Armitage W.J., Juss B.K. The influence of cooling rate on survival of frozen cells differs in monolayers and in suspensions // Cryoletters. 1996. - Vol.17. - P. 213-218.

57. Armitage W.J., Hall S.C., Routledge C. Recovery of endothelial function after vitrification of cornea at -110°C // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2002. - Vol. 43,№7.-P. 2160-2164.

58. Abramo F., Bohnke M., Draeger J. Morphology of the corneal endothelium following preservation in dextran or chondroitin sulfate containing culture media // Fortschr. Ophthalmol. 1990. - Vol. 87, № 3. - P. 234-236.

59. Bednarz J., Doubilei V., Wollnik P., Engelmann K. Effect of three different media on serum free culture of donor corneas and isolated human corneal endothelial cells // Br. J. Ophthalmol. 2001. - Vol. 85. - P. 1416-1420.

60. Bourne W.M. Endothelial cell survival on transplanted human corneas preserved at 4 C in 2,5% chondroitin sulfate for one to 13 days // Am. J. Ophthalmol. 1986. - Vol. 102, № 3. - P. 382-386.

61. Bourne W.M. The endothelial cell assay method for the evaluation of corneal preservation // The Cornea: Transactions of the World Congress on the Cornea III.-New York, 1988.-P. 111-114.

62. Bourne W.M., Dougman D.J., Lindstrom R.L. Decreased endothelial cell survival after transplantation of corneas preserved by three modifications of corneal organ culture technique // Ophhalmology. 1985. - Vol. 92, № 11. - P. 1538-1541.

63. Bourne W.M., Lindstrom R.L., Dougman D.J. Endothelial cell survival on transplanted human corneas preserved by organ culture with 1,35% chondroitin sulfate // Am. J. Ophthalmol.- 1985. Vol. 100. - P. 789-793.

64. Bredehorn-Mayr T., Duncker G.I.W., Armitage W.J. Eye Banking // Developments in Ophthalmology. 2009. -Vol. 43. - P. 63-69.

65. Brunette I., Le Francois M., Tremblay M.C., Guertin M.C. Corneal transplant tolerance of cryopreservation // Cornea. 2001. -Vol. 20.- P. 590-596.

66. Builles N., Kodjikian L., Burillon C., Damour O. Major endothelial loss from corneas in organ culture (Importance of second endothelial count) // Cornea. -2006.-Vol. 25, №7.-P. 815-820.

67. Capella J.A., Edelhauser H.F., Van Horn D.L. Corneal preservation. Clinical and laboratory evaluation of current methods.- Springfield, USA: C.C. Thomas publisher, 1973. 336 p.

68. Chu Y.I., Wilhelmus K.R., Penland R.L., Richardson S.W. Limitations of detecting microbial contamination by current eye banking methods // Cornea. -2000.-Vol. 19, №2.-P. 257.

69. Corwin W.L., Baust J.M., Baust J.G., Van Buskirk R.G. The unfolded protein response in human corneal endothelial cells following hypothermic storage: implications of a novel stress pathway // Cryobiology. 2011. - Vol. 63, № 1. - P. 46-55.

70. Doughman D.J. Prolonged donor presrvation in organ culture: long term clinical evaluation // Trans. Am. Ophthalmol. Soc.- 1980. Vol. 78. - P. 567-628.

71. Edelhauser H.F. Functional survival of cryopreserved corneal tissue // Corneal preservation. Springfield, 1973. - P. 280-286.

72. European Eye Bank Assotistion (EEBA). Directory. 2009.- Freiburg. - p.21

73. Eye Bank Assotiation of America (EBAA). Medical Standard.- Washington: DC, 2002.

74. Farge E.J., Fort R.A., Wilhelmus K.R. et al. Morphologic changes of K-Sol preserved human corneas // Cornea. 1989. - Vol. 8. - P. 159-169.

75. Feldman S.T., Gately D.B. Seely L., et al. Stimulation of DNA Synthesis and c-Fos Expression in Corneal Endothelium by Insulin or Insulin-like Growth Factor-I // Invest. Ophthalmol. Vis. Sei. 1993. - Vol. 34, № 6. - P. 2105-2111.

76. Fuchsluger T.A., Jurkunas U., Kazlauskas A., Dana R. Anti-apoptotic gene therapy prolongs survival of corneal endothelial cells during storage // Gene Ther. -2011.-Vol. 18,№8.-P. 778-787.

77. Fuchsluger T.A., Jurkunas U., Kazlauskas A., Dana R. Viral vectors for gene delivery to corneal endothelial cells // Klin. Monbl. Augenheilkd. 2011. - Vol. 228, №6.-P. 498-503.

78. Grant M. B., Khaw P. T., Schultz G. S. et al. Effects of Epidermal Growth Factor, Fibroblast Growth Factor, and Transforming Growth Factor-B on Corneal Cell Chemotaxis // Invest. Ophthalmol. Vis. Sei. 1992. - Vol. 33. - P. 3292-3301.

79. Halberstadt M., Bohnke M., Athmann S., Hagenah M. Cryopreservation of human donor corneas with dextran // Invest. Ophthalmol. Vis. Sei. 2003. - Vol. 44.-P. 5110-5115.

80. Hashimeto T. Electron-microscopic study of the rabbit cornea stored in dialysed serum // Acta. Soc. Ophthalmol. Jap. 1966. - Vol. 70, № 6. - P. 13551366.

81. He Z., Campolmi N., Gain P., Minh H. B. et al. Revisited Microanatomy of the Corneal Endothelial Periphery: New Evidence for Continuous Centripetal Migration of Endothelial Cells in Humans // Stem Cells.-2012.- Vol.10. P. 1212.

82. Heine H. Wissenschftliche Grundlagen der Organtherapie // Tierarztliche Umschau.- 1996. № 51.- P. 71-73.

83. Hoppenreijs V.P., Pels E., Vrensen G. et al. Effects of human epidermal growth factor on endothelial wound healing of human corneas // Inves. Ophthalmol. Vis. Sei. -1992. Vol. 33, № 6. - P. 1946-1956.

84. Hoppenreijs V.P., Pels E., Vrensen G. et al. Basic fibroblast growth factor stimulates corneal endothelial cell growth and endothelial wound healing of human corneas // Invest Ophthalmol. Vis. Sei. 1994. - Vol. 35, № 3. - P. 931-944.

85. Hsu J.K.W., Cavanagh H.D., Jester J.V. et al. Changes in corneal endothelial apical junctional protein organization after corneal cold storage // Cornea. 1999. -Vol. 18, №6.- P. 712-720.

86. Hu J., Kovtun A., Tomaszewski A., Singer B.B. et al. A new tool for the transfection of corneal endothelial cells: calcium phosphate nanoparticles // Acta. Biomater. 2012. - Vol. 8, № 3. - P. 1156-1163.

87. Hull D.S., Green K., Bowman K. et al. Intracellurar pH and glutathione levels in rabbit corneal endothelium following storage in moist chamber and MK medium // Invest. Ophthalmol. Vis. Sei. 1983. - Vol. 24, № 2. - P. 214-217.

88. Hull D.S., Green K., Thomas L. Effect of HEPES buffer on corneal storage in MK medium // Acta. Opthalmol. 1984. - Vol. 62, № 6. - P. 900-910.

89. Hwang D.G, Nakamura T., Trousdale M.D., Smith T.M. Combination antibiotic supplementation of corneal storage medium // Am. J. Ophthalmol. -1993.-Vol. 115.-P. 299-308.

90. Hwang D.G. Proliferative Capacity of the Corneal Endothelium // V. World Cornea Congress.- Washington: DC, 2005. P. 16.

91. Ikebe H., Itoi M. Cytofluorometric nuclear DNA determination in human corneal endothelial cells //Nihon Ganka Gakkai Zasshi. 1983. - Vol. 87, № 10. -P. 983-988.

92. Johnsen-Soriano S., Haug K., Arnal E., Peris-Martinez C. et al. Oxidative stress gradient in a medium during human corneal organculture // Molecular Vision.-2012.-Vol. 18.-P. 1604-1608.

93. Joseph K.W.H., Dwight C., James V.J. et al. Changes in Corneal Endothelial Apical Junctional Protein Organization After Corneal Cold Storage // Cornea. -1999. Vol. 18, № 6. - P. 712-720.

94. Kampik D., Ali R.R., Larkin D.F.P. Experimental gene transfer to the corneal endothelium (Original Research Article) // Experimental Eye Research. -2012.-Vol. 95,№ l.-P. 54-59.

95. Kampmann M., Blobel G. Biochemistry. Nascent proteins caught in the act // Science. 2009. - Vol. 4. - P. 1352-1353.

96. Karelin A.A., Blishchenko E., Ivanov V.T. A novel system of peptidergic regulation // FEBS Lett. 1998. - № 428.- P. 7-12.

97. Kaufman H.E. Corneal cryopreservation and its clinical application // Transplant. Proc. 1976. - Vol. 8, № 2. - P. 149-152.

98. Kaufman H.E., Varnell E.D., Kaufman S. et al. K-Sol corneal preservation // Am. J. Ophthalmol. 1985. - Vol. 100, № 2. - P. 299-304.

99. Kaufman H.E., Beuerman R.W., Steinemann T.L. et al. Optisol corneal storage medium // Arch. Ophthalmol. 1991. - Vol. 109. - P. 864-868.

100. Kim E.C., Park S.H., Kim M.S. A comparison of pupil dilation and induction of corneal endothelial apoptosis by intracameral 1% lidocaine versus1:100,000 epinephrine in rabbits // J. Ocul. Pharmacol. Ther. 2010. - Vol. 26, № 6.-P. 563-570.

101. Kim P., Yeung S.N., Lichtinger A. et al. Descemet stripping automated endothelial keratoplasty using infant donor tissue // Cornea. 2012. -Vol. 31, № l.-P. 52-54.

102. Kment A., Hofecker G., Niedermuller H., Dreier H.K. Specific incorporation of labelled tissue homogenates into the homologous organs of the rat (author's transl) // Arzneimittelforschung. 1976. - Vol. 26, № 11. - P. 2043-2046.

103. Kment A., Niedermuller H., Hofecker G., Papadopoulos E. Deposition of radiolabeled tissue homogenates in rat organs // Strahlentherapie. Sonderb. -1975.-Vol. 74.-P. 98-106.

104. Krachmer J.H., Mannis M.J., Holland E.J. Cornea. Fundamentals, Diagnosis and Management: 2nd Edition. Elsevier-Mosby, 2005. - Vol. 1. - 1409 p.

105. Koh M.S.W. Corneal endothelial autocrine trophic factor VIP in a mechanism-based strategy to enhance human donor cornea preservation for transplantation // Exp. Eye Res. 2012. -Vol. 95, № 1. - P. 48-53.

106. Komuro A., David O., Gores J.G., Bourne W. M. Cell death during corneal storage at 4 degrees C // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1999. - Vol. 40, № 12. -P. 2827-2832.

107. Lambiase A. Use of nerve growth factor for the storage, culture or treatment of cornea// United States Patent: 6,537,808. Is.- March 25, 2003.

108. Lass J. H., Putman S.C., Bruner W. E. et al. The Effect of hEGF and Insulin on Corneal Metabolism During Optisol Storage // Cornea. 1994. - Vol. 13, № 3. -P. 243-249.

109. Li W., Sabater A. L., Chen Y. T. et al. A novel method of isolation, preservation, and expansion of human corneal endothelial cells // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2007. - Vol. 48, № 2. P. 614-620.

110. Lindstrom R.L., Doughman D.J., Skelnik D.L., Mindrup E.A. Minnesota system corneal preservation // Br. J. Ophthalmol. 1986. - Vol. 70, № 1. - P. 4754.

111. Lu X., Chen D., Liu Z., Li C. et al. Enhanced survival in vitro of human corneal endothelial cells using mouse embryonic stem cell conditioned medium // Mol Vis. 2010. -Vol. 8, №16. - P. 611-622.

112. Lundh B.L., Kallmark B. Endothelial cell density after penetrating keratoplasty using long-time banked donor material after long-distancetransportation (Denmark-Sweden) // Acta Ophthalmol. 1986. - Vol. 64. - P. 492498.

113. McCarey B.E, Kaufman H.E. Improved corneal storage // Invest. Ophthalmol. Vis. Sei. 1974. - Vol. 13. - P. 165-173.

114. Melles G.R., Eggink F., Lander F. A surgical technique for posterior lamellar keratoplasty // Cornea. 1998. - Vol. 17. - P. 618-626.

115. Melles G.R., Wijdh R.H., Nieuwendaal C.P. A technique to excise the Descemet membrane from a recipient cornea (descemetorhexis) // Cornea. 2004. -Vol. 23.-P. 286-288.

116. Mishima S. Clinical investigations on the corneal endothelium // Ophthalmology. 1982. - Vol. 89, № 6. - P. 525-530.

117. Okumura N., Ueno M., Koizumi N. et al. Enhancement on Primate Corneal Endothelial Cell Survival In Vitro by a ROCK Inhibitor // Invest. Ophthalmol. Vis. Sei. 2009. - Vol. 50, № 8. - P. 3680-3687.

118. O'Neil P., Mueller F.O., Trevor-Roper P.D. On the preservation of corneal at -196° С for full thickness homografts in man and dog // Brit. J. Ophthalmol. -1967.-Vol. 51, № l.-P. 13-30.

119. Pakarinen P. Preservation of the cornea for penetrating keratoplasty: an experimental study //Acta ophthalmol. 1969. - P. 375.

120. Petroll M.W., Ma L., Jester J.V. et al. Organization of Junctional Proteins in Proliferating Cat Corneal Endothelium During Wound Healing // Cornea.- 2001.-Vol. 20, № 1.- P. 73-80.

121. Pels E, Rijneveld WJ. Organ culture preservation for corneal tissue. Technical and quality aspects // Dev. Ophthalmol. 2009. - Vol. 43. - P. 31-46.

122. Peh G. S., Beuerman R. W., Colman A., Tan D. T. et al. Human corneal endothelial cell expansion for corneal endothelium transplantation: an overview // Transplantation. 2011. - Vol. 91, № 8. - P. 811-819.

123. Peh G.S., Toh K.P., Wu F.Y. et al. Cultivation of Human Corneal Endothelial Cells Isolated from Paired Donor Corneas Электронный ресурс.//

124. PLoS One.- 2011. Vol. 6, № 12. - P. :e28310. - Доступ: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3241625/

125. Pettersson RF, Angelin B, Daneholt B. Günter Blobel the 1999 Nobel Prizewinner in physiology and medicine. Proteins are directed in the cell through by built-in "zip-codes" // Lakartidningen. 1999. - Vol. 96, № 42. - P. 4507-4512.

126. Polack F.M. Cryopreservation of corneas for penetrating keratoplasty // Am. J. Ophthalmol. 1971. - Vol. 71, № 3. - P. 505-515.

127. Price M.O., Bidros M., Gorovoy M. et al. Effect of incision width on graft survival and endothelial cell loss after Descemet stripping automated endothelial keratoplasty // Cornea. 2010. - Vol. 29, № 5. - P .523-527.

128. Rieck P.W., Gigon M., Jaroszewski J. et al. Increased Endothelial Survival of Organ-Cultured Corneas Stored in FGF-2 Supplemented Serum-Free Medium // Invest. Ophthalmol. Vis. Sei. 2003. - Vol. 44, № 9. - P. 3826-3832.

129. Rieck P.W., Von Stockhausen R.M., Metzner S., et al. Fibroblast growth factor-2 protects endothelial cells from damage after corneal storage at 4 degrees С // Graefes. Arch. Clin. Exp .Ophthalmol. 2003.- Vol. 241, № 9. - P.757-764.

130. Rijneveld J.W., Remeijer L., Rij G., Beekhuis H., Pels E. Prospective clinical evaluation of McCarey-Kaufman and organ culture cornea preservation media: 14-year follow-up // Cornea. 2008. - Vol. 27, № 9. - P. 996-1000.

131. Robbins J.E., Capella J.A., Kaufman H.E. A study of endothelium in keratoplasty and corneal preservation // Arch. Ophthalmol. 1965. - Vol. 73. - P. 242-247.

132. Routledge C., Armitage W.J. Cryopreservation of cornea: a low cooling rate improves functional survival of endothelium after freezing and thawing // Cryobiology. 2003.- Vol. 46.- P. 277-283.

133. Sato E.H. Current Status of Corneal Storage // V. World Cornea Congress: Program abstracts.- Washington: DC, 2005. P. 16.

134. Schöfmann M. The Nobel Prize in Medicine 1999. "Zip code" signals within proteins//Radiologe. 1999.-Vol. 39, № 11.-P. 1000-1001.

135. Schultz R.O., Matsuda M., Yee R.W. et al. Long-term survival of ciyopreserved corneal endothelium // Ophthalmology. 1985. - Vol. 92, № 12. -P. 1663-1667.

136. Schultz G., Cipolla L., Whitehouse A. et al. Growth factors and corneal endothelial cells: III stimulation of adult human corneal endothelial cell mitosis in vitro by defined mitogenic agents // Cornea. 1992. - Vol. 11. - P. 20-27.

137. Shin Y.J., Kim J.H., Seo J.M. et al. Protective effect of clusterin on oxidative stress-induced cell death of human corneal endothelial cells // Mol. Vis.-2009.-Vol. 16, № 15. P. 2789-2795.

138. Shin Y.J., Seo J.M., Chung T.Y., Hyon J.Y., Wee W.R. Effect of cysteamine on oxidative stress-induced cell death of human corneal endothelial cells // Curr. Eye Res. 2011. - Vol. 36, № 10. - P. 910-917.

139. Solmaz R.S., Chauhan R., Blobel G. et al. Molecular Architecture of the Transport Channel of the Nuclear Pore Complex // Cell. 2011. - Vol. 147, № 3. -P. 590-602.

140. Sornelli F., Lambiase A., Mantelli F., Aloe'L. NGF and NGF-receptor expression of cultured immortalized human corneal endothelial cells // Molecular Vision.-2010.-Vol. 16.-P. 1439-1447.

141. Sperling S. Cryopreservation of human cadaver corneas regenerated at 31 degr. C in a modified tissue culture medium // Acta opthalmol. 1981. - Vol. 59 -P. 142-148.

142. Sperling S., Olsen T., Ehlers N. Fresh and cultured corneal grafts compared by post-operative thickness and endothelial cell density // Acta ophthalmol. -1981. Vol. 59, №4. - P. 566-575.

143. Stocker F.W., Levenson D., Georgiade N.C. Medium term preservation of corneal tissue for grafting // Arch. Opthalmol.- 1963. Vol. 70, № 5. - P. 554-557.

144. Senoo T., Obara Y. Joyce N.C. EDTA: A Promoter of Proliferation in Human Corneal Endothelium // Invest. Ophthalmol. Vis. Sei. 2000. - Vol. 41, № 10.-P. 2930-2935.

145. Slettedal J.K., Lyberg T., Roger M., Beraki K., Ramstad H., Nicolaissen B.

146. Regeneration with proliferation of the endothelium of cultured human donor corneas with extended postmortem time // Cornea. 2008. - Vol. 27, № 2. - P. 212-219.

147. Terry M.A., Li J., Goshe J., Davis-Boozer D. Endothelial keratoplasty: the relationship between donor tissue size and donor endothelial survival // Ophthalmology.-2011.-Vol. 118, № 10.-P. 1944-1999.

148. Theurer K. Biological immunosuppression and molecular regneration using cytoplasmic therapy // Z. Allgemeinmed. 1972. - Vol. 48, № 5. - P. 234-237.

149. Theurer K.E. Innovative Biotherapie: Fortschritte d. Zell-, Molekular u. Immunobiologie. Stuttgart.: Hippokrates-Verlag. 1987.- P. 304.

150. Theurer K.E. Биологическая иммунотерапия: способы изготовления и применения препаратов vitOrgan, сывороток, вакцин из аутокрови и другого биоматериала. Перевод: Сорокина В.А., Стогова Т.В.- М., 2007, 256 с.

151. Tripathi В.J., Kwait P.S., Tripathi R.C. Corneal growth factors: a new generation of ophthalmic pharmaceuticals // Cornea. 1992. - Vol. 9. - P. 2-9.

152. Valtink M, Gruschwitz R, Funk RH, Engelmann К. Two clonal cell lines of immortalized human corneal endothelial cells show either differentiated or precursor cell characteristics // Cells Tissues Organs. 2008. - Vol. 187, № 4. -P. 286-294.

153. Van Horn D.L. Ultrastructural changes in cryopreserved and experimentally rehydrated corneal tissue // Corneal preservation. Springfield, 1973. - P. 237-247.

154. Volker-Dieben H.J., Kok-Van Alphen C.C., Lansbergen G. et al. Different influence in corneal graft survivaling 539 transplants // Acta ophthalmol. 1982. -Vol. 60,№2. -P. 190-202.

155. Waring G.O., Krochn M.A., Ford G.E. Four methods of measuring human ccorneal endothelial cells from specular photomicrographs // Arch. Ophthalmol. — 1980.-Vol. 98.-P. 848-855.

156. Xin G., EunDuck P. K. Distribution and Putative Roles of Fibroblast Growth Factor-2 Isoforms in Corneal Endothelial Modulation // Invest. Ophthalmol. Vis. Sei.- 1998. Vol. 39, № 12. - P. 2252-2258.

157. Yao Y.F., Zhang Y.M., ZhoifF. et al. Therapeutic penetrating keratoplasty in severe fungal keratitis using cryopreserved corneas // Cornea. 2003. - Vol.87. -P.543-547.

158. Yoeruek E., Tatar O., Spitzer M.S., Saygili O. et al. Effects of bevacizumab on apoptosis, Na+ -K+ -adenosine triphosphatase and zonula occludens 1 expression on cultured corneal endothelial cells // Ophthalmic Res. 2010. - Vol. 44, № l.-P. 43-49.

159. Yokogawa H., Kobayashi A., Sugiyama K. Clinical evaluation of a new donor graft inserter for Descemet's stripping automated endothelial keratoplasty // Ophthalmic Surg. Lasers Imaging.- 2012 Vol. 43, № 1. - P. 50-56.