Факторы, влияющие на формирование биопленок у бацилл тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат наук Динь Тхи Лан

• Динь Тхи Лан
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Динь Тхи Лан

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТРАТУРЫ

Этапы формирование биопленки бацилл

Структура матрикса биопленки бацилл

Регуляторная сеть, контролируящая формирование биопленки

Сигнальные пути для инициации образования биопленок бацилл

Мультистабильный статус биопленки бацилл

Дисперсия биопленок у бацилл

Заключение

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1. Штаммы, использованные в работе

2. Среды и условия культивирования

3. Дополнительные компоненты среды

4. Анализ биопленок

5. Определение роста планктонной культуры

6. Подсчет свободных спор

7. Подготовка биопленок для сканирующей электронной 54 микроскопии (СЭМ)

8. Сканирующая электронная мкроскопия

9. Связывание красителя Конго Ред пленками Bacillus subtils

10. Статистическая обработка результатов 56 РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ 57 ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАОВ 86 ЗАКЛЮЧЕНИЕ 94 ВЫВОДЫ 96 СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

PGA Y-поли-DL-глутаминовая кислота

Kan анамицин

Tet тетрацинклин

Spec спектромицин

Erm эритромицин

Mops 3-морфолинпропансульфоновая кислота

ЭДТА этилендиаминтетраацетат

ДМСО диметилсульоксид

СЭМ сканирующая электронная микроскопия

ГА глутаровый альдегид

ВВЕДЕНИЕ

Биопленки являются преобладающим образом жизни бактерий в естественной среде, образование которых представляет сложный и строго регулируемый процесс. Способность формировать биопленки является частью жизненного цикла большинства микроорганизмов и успешной стратегией защиты бактерий от неблагоприятных факторов среды. Поэтому формирование биопленок является темой все более возрастающего интереса в микробиологии. Изучаются различные бактериальные модели для понимания молекулярных механизмов создания и развития биопленок. Среди них биопленки обитающей в почве бактерии Bacillus subtilis, которые демонстрируют уникальные архитектурные особенности вследствии сложных программ клеточной специализации и межклеточной коммуникации в микробном сообществе. Исследования направлены на изучение биологической роли морфологических особенностей биопленок, а также молекулярных механизмов, лежащих в основе клеточной дифференцировки во время формирования биопленки. Сообщества поверхностно-ассоциированных бактерий или биопленок оказывают серьезное социальное влияние на разных уровнях, включая засорение промышленных трубопроводов, колонизация корней растений или развитие трудно поддающихся лечению инфекций [Donlan, 2002; Morris et al., 2003; Hall-Stoodley et al., 2004; Donlan, 2008]. Бактерии в оболочке биопленки способны противостоять широкому спектру внешних факторов, включая лечение антибиотиками [Anderson et al., 2008; Bryers et al., 2008]. Эта защита обусловлена характером внеклеточного матрикса биопленки, который играет важную роль в удержании клеток вместе и одновременно защищает их от внешних воздействий [Sutherland, 2001a; Sutherland, 2001c, b; Whitchurch et al., 2002; Flemming and Wingender, 2010].

B. subtilis традиционно считается почвенным микроорганизмом, эти бактерии локализованы преимущественно в ризосфере [Fall et al., 2004; Walker et al., 2004; et al., 2007]. B. subtilis колонизирует корни и листья

растений, исследования показали, что способность образовывать надежную биопленку на корнях растений коррелирует с защитой от развития болезней растений [Chen et al., 2012; Chen et al., 2013; Garcia-Gutierrez et al., 2013; Zeriouh et al., 2013]. Более того, отношения B. subtilis - растения оказались еще более сложными, поскольку растения предпочитают колонизацию корней биопленкой с выделением специфических полезных для растений молекул [Beauregard et al., 2013; Chen et al., 2013]. Эти данные стимулировали инновационные исследования по изучению симбиотических взаимоотношений между биопленкой B. subtilis и корнями растений для создания новой биотехнологии защиты растений и улучшения агротехники сельскохозяйственных культур.

В совокупности, эти исследования сфокусированы на изучении характеристик биопленки бацилл в зависимости от факторов внешней среды, влияющих на формирование интегрированного ответа микробных субпопуляций в составе биопленки на изменение внешних условий.

Целью работы являлось изучение физических, химических и генетических факторов, влияющих на формирование биопленки B. subtilis

Задачи исследования:

1) Изучить влияние физико-химических и стрессовых факторов на образование биоленки B. subtilis

2) Выяснить особенности образования биопленки мутантами B. subtilis с нарушением синтеза внеклеточных протеиназ

3) Исследовать влияние мутаций в генах, кодирующих глобальные белки-регуляторы стационарной фазы на образование биопленок B. subtilis

4) Провести ультраструктурные исследования биопленок различных штаммов B. subtilis, включая регуляторные и протеазодефицитные мутанты

Научная новизна

Научная новизна работы заключается в том, что впервые установлено влияние на формирование биопленки B. subtilis мутаций с нарушением биосинтеза внеклеточных протеиназ разных классов и установлена стимуляция и повышение резистенции биопленок протеазодефицитных мутантов. Установлено, что рекомбинантный штамм с повышенной экспрессией метцинкиновой металлопротеиназы отличается более высоким уровнем образования биопленки в отличие от рекомбинантных штаммов, секретирующих сериновые протеиназы. Эксперименты с регуляторными мутантами (зроОА, degU, зтЯ и аЬгВ) позволили сделать заключение о множественной сложноустроенной сети регуляции биопленки B. subtilis. Ультраструктурные исследования позволили выявить разницу в строении биопленок мутантных штаммов.

Практическая значимость работы

Практическая значимость работы заключается в получении новых знаний о свойствах биопленки В. subtilis в ответ на различные факторы среды, среди которых особую значимость имеют данные о подавлении биопленки при внесении D-аминокислот ф-тирозин, D-триптофан и D-лейцин) и их смеси. Такие исследования, направленные на поиск и разработку соединений, разрушающих биопленки, нацелены на разработку способов ингибирования биопленок в поиске успешного уничтожения биопленок патогенов.

Положения, выносимые на защиту:

1. Внеклеточные протеиназы бацилл не участвуют на этапах прикрепления и созревания биопленки, но вносят вклад в развитие биопленки на стадии ее дисперсии

2. Цикл развития биопленки В. subtilis контролирует сложная регуляторная сеть, способная адекватно перестраиваться на множественные внешние сигналы, включая экстремальные, в которой участвуют факторы транскрипции Spo0A, DegU, AbrB, и SinR.

Степень достоверности результатов исследований подтверждается многократными экспериментами, использованием методик, имеющих мировые стандарты, для экспериментов использовали высокоточное оборудование, анализ результатов проводили методами статистической обработки данных, использовали современное высокотехнологичное оборудование кафедры микробиологии, лаборатории Микробные биотехнологии и Междисциплинарного центра КФУ «Аналитическая микроскопия». Результаты работы обсуждались на Итоговых конференциях КФУ, научных конференциях с ведущими специалистами в данной области.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Факторы, влияющие на формирование биопленок у бацилл»

Апробация работы

Основные положения диссертации представлены на III Международной школе-конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Материалы и технологии XXI века» (Казань, 2018), ХХ Международной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых: «Ломоносов-2018» (Москва, 2018), 18-я Международной школе «Пущинская школа-конференция молодых ученых» (Пущино, 2018), II Международной школе-конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Материалы и технологии XXI века» (Казань, 2016), Всероссийской школы-конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Материалы и технологии XXI века» (Казань, 2015).

Связь с научными с научными программами и собственный вклад автора в исследования. Работа выполнена в рамках государственной программы повышения конкурентоспособности Казанского (Приволжского) федерального университета среди ведущих мировых научно-образовательных центров на базе Open Lab «Микробные биотехнологии».

Личный вклад автора заключался в выполнении самостоятельно всего объема экспериментальной работы, организации и реализации экспериментального решения всех поставленных задач.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 12 научных работ, в том числе 2 публикации в рецензируемых журналах, рекомендуемых ВАК.

Структура и объем диссертации. Работа изложена на 112 страницах машинописного текста и содержит 33 рисунка. Библиография содержит 184 наименования статей российских и зарубежных авторов

Благодарности

Выражаю глубокую признательность научному руководителю проф. М.Р. Шариповой, с.н.с, к.б.н. Н.Л. Рудаковой и всем сотрудникам лаборатории Микробные Биотехнологии за обучение и помощь в работе, сотрудникам центра Аналитической микроскопии КФУ и лично главному инженеру, к.б.н. В.Г.Евтюгину и Директору Центра Ю.Н.Осину за терпение и полученные знания при получении микрофотографий, преподавателям кафедры микробиологии за полученные знания при обучении в аспирантуре.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Этапы формирование биопленки бацилл

Изучению феномена биопленок способствовало совершенствование техники микроскопирования, позволившего проводить исследование ультраструктуры биопленок, а также экспрессии генов, ответственных за формирование биопленок и переход от планктонного образа жизни микроорганизмов к биопленочному.

Биопленки микроорганизмов заключены в экзополимерный матрикс, содержат каналы, наполненные жидкостью, через которые происходит приток питательных веществ и кислорода и выведение продуктов метаболизма бактерий. Каналы создают проводящую систему, по которой перемещаются вещества по градиентам концентрации, по ним также могут мигрировать бактерии. Матрица обладает жесткостью и обеспечивает стабильность биопленки, защищает бактерии в биопленке от антибактериальных препаратов и от неблагоприятных воздействий среды (рН среды, осмотический шок, высыхание, УФ-облучение и т.п.). Биопленка обеспечивает возможность для метаболической кооперации клеток, создает условия, благоприятные для симбиотических взаимоотношений между бактериями и макроорганизмами.

Общие этапы формирования биопленок включают следующие события (рис. 1). Первая стадия - переход от планктонного способа существования бактерий к связанному с прикреплением к поверхности. Стадия первичной адгезии является обратимой. Вторая стадия характеризуется необратимым связыванием бактериальных клеток с поверхностью при помощи адгезинов. У бактерий в биопленках изменяется экспрессия более 40% генов, участвующих в процессах мембранного транспорта, секреции, синтеза фосфолипидов и липополисахарида, регуляции генов. На второй стадии образования биопленок формируются микроколонии, бактерии теряют подвижность, формируя внеклеточный полимерный матрикс, и образуют

многоклеточный слой. При достижении определенной толщины слоя клеток наступает следущая стадия - стадия созревания биопленки.

Рисунок 1. Жизненный цикл биопленки Bacillus subtilis - потеря подвижности, прикрепление к поверхности, развитие, созревание и дисперсия сообщества. Подвижные клетки со жгутиками дифференцируют в неподвижные клетки, продуцирующие матрикс, которые образуют цепи и в окружении внеклеточного матрикса (оранжевый).

На стадии созревания биопленок в результате деления клеток возникают компактные микроколонии, объединенные внеклеточным полимерным матриксом. Микроколонии увеличиваются в размерах и объединяются с образованием макроколоний. Одновременно с увеличением толщины биопленки формируются ее специфические структуры - полости, выросты, поры и каналы. Возможность роста любой биопленки ограничена доступностью питательных веществ и кислорода, проникновением их в различные слои биопленки, эффективностью удаления метаболических отходов, рН среды, осмолярностью и т.д.

Последней стадией является дисперсия биопленки: в определенный момент времени биопленка достигает критической массы, возникает динамическое равновесие, при этом от наружных слоев биопленки начинают открепляться клетки, способные покидать биопленку и колонизировать другие поверхности, чтобы повторить цикл. Этот процесс приводит к распространению бактерий для освоения новых мест обитания.

В разрушении биопленки участвуют поверхностно-активные вещества, выделяемые бактериями.

Естественная форма биопленки состоит из множества видов микроорганизмов [Watnick and Kolter, 2000; Stoodley et al., 2002]. В местах обитания бактерии растут в тесной близости, чтобы взаимодействовать или конкурировать за пространство и питательные вещества [Nadell et al., 2009]. Взаимодействия между различными видами бактерий требуют активации сложных механизмов межклеточной коммуникации, таких как определение кворума, секреция вторичных метаболитов, антимикробных соединений или сидерофоров [Davies et al., 1998; Dong et al., 2001; Dong and Zhang, 2005; Lopez et al., 2009d; Lopez et al., 2009c]. Поскольку биопленки в природе содержат сложную смесь видов, это делает молекулярно-генетические исследования чрезвычайно трудными, в связи с чем, исследования часто фокусируются на биопленках одного вида, чаще всего B. subtilis, растущих в лабораторных условиях, которые легко контролировать и воспроизводить. Наиболее распространенный способ создания биопленок в лабораториях - это формирование ассоциаций, связанных с поверхностью, на погруженных твердых поверхностях, которые можно визуализировать с помощью кристаллического фиолетового [Fletcher, 1977; O'Toole and Kolter, 1998]. Другая форма биопленки представлена образованием структурированной пленки на границе раздела воздух-жидкость в стоячих жидких культурах [Branda et al., 2001]. Кроме того, колонии, которые растут на поверхности чашек с агаром, в настоящее время широко признаны как форма биопленки, так как они устойчивы и представляют микробные сообщества во внеклеточном матриксе [Branda et al., 2001]. Эти методологии используются для анализа образования биопленки у B. subtilis [Branda et al., 2001, Vlamakis et al., 2013].

Бактерии B. subtilis являются подвижными грамположительными бактериями, способными образовывать устойчивые биопленки,

являющиеся основной формой существования в окружающей среде и важные для выживания этих бактерий в естественных условиях. Общим признаком биопленок B. subtilis является обилие архитектурных особенностей, сложность которых определяется высокой степенью клеточной специализации и межклеточной коммуникации, образуя в совокупности сообщество аналогичное по строению для сложных многоклеточных организмов [Vlamakis et al., 2008; Lopez et al., 2009d]. Для создания биопленки B. subtilis клетки переходят из планктонного в неподвижное состояние, при этом подавляется экспрессия жгутиковых генов и индуцируется экспрессия генов, необходимых для производства внеклеточного матрикса, что обусловлено индукцией внешних сигналов (например, истощение питательных веществ, низкий уровень кислорода или поверхностное сцепление) [Freese, 1972; Chung et al., 1994; Cairns et al., 2013; Kolodkin-Gal et al., 2013] (рис. 2). Первоначально клетки представляют короткие подвижные палочки, но по мере развития биопленки они образуют длинные цепочки неподвижных клеток, которые прилипают друг к другу и к поверхности, выделяя внеклеточный матрикс. Неподвижные клетки начинают формировать цепи посредством репрессии гидролаз клеточной стенки, и цепи становятся заключенными в самопродуцируемый внеклеточный матрикс, который обеспечивает жесткость и необходим для формирования устойчивых биопленок [Branda et al., 2006]. Расширение биопленки опосредовано действием подвижных клеток и высвобождением молекул сурфактанта [Angelini et al., 2009]. Поскольку биопленка B. subtilis расширяется и созревает, производство внеклеточного матрикса продолжается, и у биопленки бацилл появляются обширные складки (морщины). Это является следствием пространственно-ограниченной клеточной гибели с последующим механическим изгибом матрицы [Asally et al., 2012; Trejo et al., 2013]. У морщин есть преимущества: увеличивается отношение поверхности к объему, чтобы обеспечить лучший доступ клеток к кислороду [Dietrich et al., 2008;

Kolodkin-Gal et al., 2013]. Во-вторых, морщины способствуют формированию сложной сети каналов в биопленке, которая облегчает циркуляцию жидкости [Wilking et al., 2013]. Наконец, на поверхности биопленки появляются воздушные домены, которые служат участками для споруляции и распространения спор [Branda et al., 2001].

Agar H20 H20 Н20 Н20 Н20

с N

с СМ ш

Exoprotease V Spore Flagellated Dead Matrix or Protease У

Рис. 2. Формирование биопленки Bacillus subtilis. А. Зрелая биопленка обладает сетью переплетенных морщин и гребней и очень гидрофобна. Капля окрашенной помещена на биопленка. Б. Поперечное сечение зрелой бипленки. Дифференциация клеток внутри популяции, гибель клеток в основании морщин (складки на поверхности), внеклеточный матрикс покрыт BslA-оболочкой, каналы жидкости, поступающие в биопленку, показаны в основании структуры.

Внеклеточный матрикс обладает свойствами, которые способствовуют выживанию B. subtilis в биопленке, способствует распространению клеток, в биопленке и является источником механической жесткости [Epstein et al., 2011, Seminara et al., 2012, Asally et al., 2012; Wilking et al., 2013].

В результате структура зрелой биопленки B. subtilis позволяет формирование сети разветвленных каналов [Wilking et al., 2013] (рис. 2Б), что облегчает распределение питательных веществ в тех частях биопленки, которые были бы недоступны, используя процессы диффузии. Давление в каналах влияет на скорость испарения, прохождение жидкости через биопленку. Каналы взаимосвязаны и зависят от возраста биопленки, указывая на их физиологическое значение [Wilking et al., 2013]. Каналы выстланы гидрофобным белком BslA, чтобы жидкость проходила в более глубокие части зрелой биопленки. В целом, трехмерная архитектура, которая определяется матрицей биопленки B. subtilis имеет важное значение для выживания микробных клеток.

Трехмерная архитектура биопленки B. subtilis до сих пор не понятна: как и зачем образуются складки в зрелой биопленке. Возможно, складки являются результатом эластичности внеклеточного матрикса [Trejo et al., 2013]. Предлагалось, что механическая нестабильность была причиной формирования биопленки; т.е. когда клетки в биопленке передвигаются, то на поверхности появляются складки (морщины) [Trejo et al., 2013]. Другая версия, что в образовании морщин участвует локализованная гибель клеток [Asally et al., 2012]. Действительно, гибель клеток связана с прогибом в вертикальной плоскости и, таким образом, формированием морщины. Было показано, что морщины сформированы в структурах, которые отражали зоны гибели клеток, когда плотность клеток была искусственно увеличена в локализованной области пленки. Это может указывать на то, что морщины происходят из-за высокой плотности клеток и их последующей гибели [Asally et al., 2012]. Возможно обе эти версии

(механическое воздействие, вызванное не определенными пока специфическими взаимодействиями между внеклеточными молекулами матрицы, и локализованная гибель клеток) могут служить для объяснения происхождения морщин биопленки B. subtilis с течением времени.

Структура матрикса биопленки бацилл

Жесткий внеклеточный матрикс, который составляет биопленка B. subtilis, содержит экзополисахариды (EPS) и белки [Branda et al., 2006]. Гены, ответственные за синтез EPS входят в оперон epsA-O (eps) [Branda et al., 2001; Kearns et al., 2005; Branda et al., 2006]. Молекулярная структура экзополисахаридов матрицы B. subtilis не выяснена, однако известно, что дефектные по EPS мутанты бацилл образуют плоские колонии и чрезвычайно хрупкие пластинки [Branda et al., 2006]. Эти мутанты способны расти и формировать цепочки из клеток и все же содержат частично внеклеточный материал благодаря наличию дополнительных матричных компонентов [Branda et al., 2006]. Мутации в генах ферментов, участвующих в синтезе матрицы, pgcA (ген а-фосфоглюкомутазы) и gtaB (ген UTP-глюкозо-1-фосфат-уридилилтрансферазы), также приводят к нарушениям в образовании биопленки [Branda S.S. et al., 2004; Lazarevic V. et al., 2005]. Действительно, мутанты дефектные в синтезе уридин-дифосфат-галактозы (UDP-Gal), который является метаболитом-предшественником, необходимым для биосинтеза EPS [Chai Y. et al., 2012], не формируют биопленку. UDP-Gal является токсичным промежуточным продуктом в метаболизме галактозы, который обычно преобразуется в нетоксичную UDP-глюкозу с помощью UDP-глюкозо-4-эпимеразы (GalE). Когда нарушают ген galE, рост на галактозе токсичен, потому что накапливается UDP-Gal. Интересно, что мутанты galE, выращенные в условиях, индуцирующих биопленку, или мутанты galE, которые отличаются сверхэкспрессией гена eps могут выживать даже в присутствии галактозы, потому что UDP-Gal шунтируется по пути формирования EPS [Chai Y. et al., 2012]. Из 15 генов в опероне epsA-O

изучено только 13 [Ren D. et al., 2004; Nagorska K. et al., 2010; Nagorska K. et al., 2008; Blair K.M. et al., 2008].. Наиболее изученным генным продуктом этого оперона, является EpsE, бифункциональный белок, который координирует процесс биосинтеза EPS с прекращением подвижности [Blair K.M. et al., 2008]. В дополнение к активности гликозилтрансферазы, необходимой для биосинтеза EPS, белок EpsE ингибирует вращение жгутиков, взаимодействуя с белком ротора жгутиков, FliG [Blair K.M. et al., 2008; Guttenplan S.B. et al., 2010]. Ингибирование движения происходит независимо от гликозилтрансферазной активности EpsE. Этот механизм регуляции гарантирует, что клетки отключают подвижность, когда формируется матрица биопленки [Blair K.M. et al., 2008]. Интересно, что в биопленках экзополисахариды EPS, а не подвижность важны для распространения бактерий в колонии: считается, что EPS создают градиенты осмотического давления, что позволяет колониям распространяться и приобретать питательные вещества [Seminara A. et al., 2012]. Это может объяснить дефект роста, наблюдаемый в колониях мутантов, которые не способны продуцировать EPS [Aguilar C. et al., 2010]. Другой внеклеточный полимер, y-поли-DL-глутаминовая кислота (PGA), производится в биопленках в обильном количестве у некоторых штаммов B. subtilis, и может усилить образование матрицы биопленки [Morikawa M. et al., 2006; Stanley N.R. et al., 2005]. Тем не менее, PGA не требуется для морфологии морщинистой колонии [Branda S.S. et al., 2006; Kobayashi K. et al., 2007].

Химический состав синтезированного полисахарида по продуктам eps-оперона в настоящее время не ясен. Когда штамм B. subtilis NCIB3610 выращивают в среде, содержащей глутаминовую кислоту и глицерин, моносахариды, присутствующие в углеводной биомассе являются галактозой, глюкозой и N-ацетилгалактозой (GalNAc). Распространенность каждого сахара в значительной степени зависела от целостности eps-оперона [Chai et al., 2012]. В соответствии с этими данными, гены,

участвующие в метаболизме галактозы важны для формирования биопленки [Chai et al., 2012]. В отличие от этих данных, анализ полисахаридной биомассы штамма NCIB3610, выращенного в бульоне TY (среда LB с добавлением магния сульфат и сульфат марганца), выявил EPS зависимый от оперона манноза-доминирующий профиль моносахаридов [Jones et al., 2014]. Поэтому молекулярную природу полисахарида, продуцируемого компонентами eps-оперона еще предстоит установить, и он может зависеть от доступных субстратов. В дополнение к EPS, произведенному с использованием продуктов eps-оперона, штаммы B. subtilis, обычно используемые для анализа формирования биопленки синтезируют внеклеточный полисахарид левана. Леван - гомополимер фруктозы и его синтез зависит от левансахаразы, кодируемой геном sacB [Benigar et al., 2014]. Во время роста в присутствии сахарозы леван может быть включен в матрицу пленки [Dogsa et al., 2013] и может частично компенсировать отсутствие продуктов eps-генного кластера. Образование левана на основе того, что сахароза продуцируется растениями, и его присутствие в матрице может быть актуальным для формирования биопленки B. subtilis в естественной среде в ризосфере [Dogsa et al., 2013]. Поэтому логично сделать вывод, что спектр экзополисахаридов В. subtilis, которые входят в матрицу биопленки, может варьировать в зависимости от условий роста.

Структурную целостность матрицы обеспечивают два секретируемых белка, TasA и TapA, которые кодируются опероном из трёх генов tapA-sipW-tasA (оперон tapA) [Branda et al., 2006]. TasA впервые описан как споровый белок с антимикробной активностью (он также называется CotN) [Stover and Driks, 1999]. TasA является функциональным амилоидным белком, собирается в длинные волокна [Romero et al., 2010], который секретируется во внеклеточное пространство с помощью сигнальной пептидазы SipW, где он самособирается в волокна, которые

прикрепляются к клеточной стенке с помощью белка TapA [Romero et al., 2011].

Белок TasA может полимеризоваться in vitro и способен связываться с антителом, специфичным для амилоидных агрегатов, что привело к описанию TasA как амилоидоподобного белка [Romero et al., 2010]. Когда TasA очищается из планктонных клеток B. subtilis, он находится в олигомерном состоянии в растворе. Волокнообразование стимулируется гидрофобной поверхностью [Romero et al., 2010] или кислым раствором [Chai et al., 2013]. Вторичная структура белка TasA изменяется между его олигомерным и волокнистым состояниями; в олигомерном состоянии белок богат a-спиралью, а при формировании волокна наблюдается уменьшение a-спиралей наряду с одновременным ростом Р-структур [Chai et al., 2013]. Это явление, которое ранее описано для эукариотических амилоидоподобных белков [амилоидный пептид А-Р [Fraser et al., 1991] для болезни Альцгеймера, Киназа PI3 [Zurdo et al., 2001] и белок прион сирийского хомяка.

Мутанты, дефектные по гену tasA, не образует биопленки, но их дефект не такой существенный, как у мутантов с дефектом eps-оперона. tasA-Мутанты также продуцируют клеточные цепи, которые уже не удерживаются вместе, делеция гена tasA производит биопленку, фенотип который отличается от фенотипа сформированного EPS делеционным штаммом [Branda et al., 2006]. Анализ показал, что удаление гена tas A связано с отсутствием формирования морщинистой биопленки. Сделано заключение о вкладе ТаsА белка в формирование матрицы.

Оставшийся белок, кодируемый в опероне, является TapA-белком, который образует минорный компонент TasA-волокон и требуется для их сборки [Romero et al., 2011; 2014]. TapA обнаружен во фракции клеточной стенки клеток, выращенных в виде пелликул или колоний, и он участвует не только в прикреплении волокон TasA к клеточной стенке клетки, но и в сборке амилоидных волокон [Romero D. et al., 2011].. Помимо локализации

в клеточной стенке, TapA может быть очищен как минорный компонент амилоидного волокна [Romero D. et al., 2011].. В отсутствие гена tapA, не только TasA-волокна дикого типа не способны образовываться, но и уровень TasA белка также уменьшается [Romero et al., 2011]. Эти данные указывают, что TapA белок необходим для стабильности TasA, возможно из-за того, что амилоидоподобная форма волокна TasA более устойчива к протеолитическому расщеплению, чем в разобранном олигомере. Согласно этим выводам, TapA-белок необходим для образования биопленок [Romero et al., 2011].

Сигнальная пептидаза SipW наряду с TasA расщепляет также предшественник белка TapA [Stover et al., 1999; Tjalsma et al., 1998], распознавая N-концевую сигнальную последовательность, чтобы белки могли высвободиться из мембраны и сформировать амилоподобные волокна, связанные с клеточной стенкой. Мутации в гене sipW у B. subtilis штаммов приводят к дефекту прикрепления к стеклянным или поливинилхлоридным поверхностям в лабораторных условиях [Hamon et al., 2004]. Пептидаза SipW представляет собой бифункциональный белок, сигнальная пептидазная активность которой способна процессировать белки TasA и TapA, но С-концевой домен белка SipW функционирует, чтобы активировать экспрессию eps-оперона. Такая активация необходима для прикрепления клеток к поверхности.

Дополнительный внеклеточный компонент, необходимый для формирования биопленки - бактериальный гидрофобин BslA [Kobayashi and Iwano, 2012; Hobley et al., 2013]. В дополнение к белкам TasA и TapA секретируемый белок BslA (ранее YuaB) важен для поверхностной гидрофобности биопленки, формирования сложной морфология колоний и архитектуры биопленок бацилл [Kobayashi and Iwano, 2012; Kobayashi et al., 2007; Kovacs et al., 2011; Verhamme et al., 2009]. Биопленка с дефектным фенотипом bslA-мутанта обладает амфифильными свойствами и напоминает мутанты, дефектные по генам eps и tasA [Ostrowski et al.,

2011]. После очистки белок BslA образует полимеры в растворе [Kobayashi and Iwano, 2012]. Этот белок выстилает внутренние каналы в архитектуре биопленки бацилл.

Белок BslA секретируется на заключительных этапах созревания биопленки и самособирается в гидрофобный слой на поверхности биопленки, где он служит водоотталкивающим барьером для сообщества [Kobayashi and Iwano, 2012;; Hobley et al., 2013]. Эти типы водоотталкивающих белков обычно называют гидрофобинами. Например, грибные гидрофобины придают водоотталкивающие свойства спорам грибов способом, аналогичным водоотталкивающим свойствам белка BslA при защите бактериального сообщества B. subtilis в биопленке [Morris et al., 2011; Hobley et al., 2013].

BslA действует в синергетическом взаимодействии с компонентами матрицы TasA и EPS, для сборки биопленки. Удаление bslA не влияет на синтез высокомолекулярного полисахарида или образование волокон TasA матрицы, но ингибирует образование биопленки [Островский и др., 2011]. BslA белок важен для гидрофобности, проявляемой зрелой биопленкой [Kobayashi and Iwano, 2012; Hobley et al., 2013]. В то время как транскрипция bslA является унимодальной, экспрессия BslA может быть разделена среди членов в биопленке на клетки, которые производят и не производят этот белок [Hobley et al., 2013]. BslA является поверхностно-активным белком [Kobayashi and Iwano, 2012; Hobley et al., 2013]]. В соответствии с этими данными, in vitro BslA способен к образованию устойчивых упругих пленок. Структура BslA-белка определена, белок состоит из двух доменов - иммуноглобулин-подобный домен и уникальный высокогидрофобный домен [Hobley et al., 2013]. Гидрофобный домен важен in vivo для гидрофобности и стабильности биопленки, in vitro - для получения эластичных пленок, образованных рекомбинантным белком [Hobley et al., 2013]. BslA-белок - это бактериальный гидрофобин по аналогии с грибковыми гидрофобинами, которые образуют

гидрофобную белковую оболочку на поверхности грибов [Elliot and Talbot, 2004], Сходство между BslA и грибковыми гидрофобинами присутствуют на физико-химическом уровне, а не структурном уровене. Таким образоим, BslA образует третью макромолекулу, необходимую B. subtilis при формировании биопленки и дальнейшие исследования необходимы, чтобы выяснить механизмы, лежащие в основе сборки трехмерной пленки с помощью BslA-белка.

Суммируя эти данные, можно заключить, что все выше перечисленные составляющие клетки заключены во внеклеточный матрикс, состоящий из экзополисахаридов (EPS) и белковых полимеров (TasA, ТасА и BslA).

Регуляторная сеть, контролируящая формирование биопленки

Формирование биопленки - энергетически дорогой процесс и требует производства множества больших макромолекул. Поэтому решение о переходе бацилл в состояние биопленки является жестким, регулируется и включает строгий транскрипционный контроль генов, необходимых для прямого синтеза компонентов матрицы. Фосфорилирование и, следовательно, активация транскрипционного фактора SpoOA является центральным для инициации формирования биопленки [Branda et al., 2001; Hamon et al., 2001]. SpoOA активируется различными сигналами окружающей среды, которые позволяют клетке адаптировать поведение под соответствующие условия [Vlamakis et al., 2013] (рис. 3).

При пороговых уровнях фосфорилирования SpoOA (Spo0A~P) запускается два параллельных пути антирепрессии, чтобы активировать транскрипцию оперонов для синтеза матрицы биопленки. Первый путь заканчивается ингибированием регулятора переходного состояния AbrB, который связывается с ДНК для подавления транскрипции генов, участвующих во множестве клеточных процессов, в том числе необходимых для формирования биопленки [Hamon et al., 2004; Banse et

al., 2008; Chu et al., 2008; Kobayashi, 2008; Verhamme et al., 2009; Chumsalul et al., 2011]. AbrB контролируется посредством Spo0A двумя различными путями: (1) Spo0A~P напрямую репрессирует транскрипцию abrB (Strauch et al., 1990) и (2) Spo0A~P способствует экспрессии фактора abb A, который кодирует AbrB-антирепрессор [Banse et al., 2008]. Структурные исследования белка AbbA показали, что он функционирует для связывания AbrB, и, таким образом, изолирует репрессор от взаимодействия с целевой ДНК [Tucker et al., 2014] (рис. 3). Другой репрессор транскрипции генов биопленки SinR, который непосредственно ингибирует транскрипцию eps-оперона с 15 генами (требуется для биосинтеза внеклеточного полисахарида) и tapA-sipW-tasA (далее - tapA) оперона [Kearns et al., 2005; Chu et al., 2008]. Схема, которая лежит в основе этого пути, завершается бимодальной транскрипцией eps- и tapA- оперонов [Chai et al., 2008)]. Репрессивный эффект SinR облегчается антирепрессорным белком SinI. Как и в случае AbbA [Banse et al., 2008], транскрипция кодирующей области sinI запускает пороговые уровни фосфорилированного транскрипционного фактора Spo0A~P [Fujita et al., 2005].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Динь Тхи Лан, 2019 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

1. Балабан, Н.П. Первая адамализиноподобная микробная металлоэндопептидаза / Н.П. Балабан, Н.Л. Рудакова, А.Р. Сабирова, А.Р. Валеева, М.Р.Шарипова // Биоорганическая химия. - 2012. -Т.38. - № 4. - С. 439-448.

2. Тризина, Е.Ю. Растворимые ииммобилизованные папаин и трипсин-деструкторы бактериальных биопленок / Е.Ю. Тризина, Д.Р. Байдамшина, М.Г. Холявка, И. С. Шарафутдинов, А.Р. Хайрутдинова, Ф.А. Хафизова, Е.Ю. Закирова, Р.Г. Хафизов, М.И. Богачев, А.Р. Каюмов // Гены и клетки. - 2015. - Т.10. - №3. - С.106-112.

3. Aguilar, C. KinD is a checkpoint protein linking spore formation to extracellular-matrix production in Bacillus subtilis biofilms / C. Aguilar, H. Vlamakis, A. Guzman, R. Losick, R. Kolter // MBio. - 2010. - V.1. -P. 00035-10.

4. Anderson, G. G. Innate and induced resistance mechanisms of bacterial biofilms / G.G. Anderson, G.A. O'Toole // Curr. Top. Microbiol. Immunol. - 2008. - V.322. - P.85-105.

5. Angelini, T. E. Bacillus subtilis spreads by surfing on waves of surfactant / T.E. Angelini, M. Roper, R. Kolter, D.A. Weitz, M.P. Brenner // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2009. - V.106. - P.18109-18113.

6. Asally, M. Localized cell death focuses mechanical forces during 3D patterning in a biofilm / M. Asally, M. Kittisopikul, P. Rue, Y. Du, Z. Hu, T. Cagatay // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2012. - V.109. - P.18891-18896.

7. Bach, J.N. Flotillins functionally organize the bacterial membrane / J.N. Bach, M. Bramkamp // Mol. Microbiol. - 2013. - V.88. - P. 1205-1217.

8. Banse, A.V. Parallel pathways of repression and antirepression governing the transition to stationary phase in Bacillus subtilis / A.V. Banse, A. Chastanet, L. Rahn-Lee, E.C. Hobbs, R. Losick // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2008. - V.105. - P.15547-15552.

9. Baty, A.M. Differentiation of chitinase-active and non-chitinase-active subpopulations of a marine bacterium during chitin degradation / A.M. Baty, C.C. Eastburn, Z. Diwu, S. Techkarnjanaruk, A.E. Goodman, G.G. Geesey // Appl. Environ. Microbiol. - 2000b. - V.66. - P.3566-3573.

10. Baty, A.M. Spatial and temporal variations in chitinolytic gene expression and bacterial biomass production during chitin degradation / A.M. Baty, C.C. Eastburn, S. Techkarnjanaruk, A.E. Goodman, G.G. Geesey // Appl. Environ. Microbiol. - 2000a. - V.66. - P.3574-3585.

11. Beauregard, P.B. Bacillus subtilis biofilm induction by plant polysaccharides / P.B. Beauregard, Y. Chai, H. Vlamakis, R. Losick, R. Kolter // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2013. - V.110. - P.1621-1630.

12. Benigar, E. Structure and dynamics of a polysaccharide matrix: aqueous solutions of bacterial levan / E. Benigar, I. Dogsa, D. Stopar, A. Jamnik, I. Kralj Cigic, M. Tomsic // Langmuir. - 2014. - V.30. - P.4172-4182.

13. Blair, K.M. A molecular clutch disables flagella in the Bacillus subtilis biofilm / K.M. Blair, L. Turner, J.T. Winkelman, H.C. Berg, D.B. Kearns // Science. - 2008. - V.320. - P.1636-1638.

14. Branda, S.S. A major protein component of the Bacillus subtilis biofilm matrix / S.S. Branda, F. Chu, D.B. Kearns, R. Losick, R. Kolter // Mol Microbiol. - 2006. V.59. - P.1229-1238.

15. Branda, S.S. Fruiting body formation by Bacillus subtilis / S.S. Branda, J.E. Gonzalez-Pastor, S. Ben-Yehuda, R. Losick, R. Kolter // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2001. - V.98. - P.11621-11626.

16. Branda, S.S. Genes involved in formation of structured multicellular communities by Bacillus subtilis / S.S. Branda // J Bacteriol. - 2004. -V.186. - P.3970-3979.

17. Bryers, J.D. Medical biofilms / J.D. Bryers // Biotechnol. Bioeng. - 2008. - V.100. - P.1-18.

18. Burrell, M. Evolution and multiplicity of arginine decarboxylases in polyamine biosynthesis and essential role in Bacillus subtilis biofilm formation / M. Burrell, C.C. Hanfrey, E.J. Murray, N.R. Stanley-Wall, A.J. Michael // J. Biol. Chem. - 2010. - V.285. - P.39224-39238.

19. Cairns, L.S. A mechanical signal transmitted by the flagellum controls signalling in Bacillus subtilis / L.S. Cairns, V.L. Marlow, E. Bissett, A. Ostrowski, N.R. Stanley-Wall // Mol. Microbiol. - 2013. - V.90. - P.6-21.

20. Cava, F. Emerging knowledge of regulatory roles of D-amino acids in bacteria / F. Cava, H. Lam, M.A. de Pedro, M.K. Waldor // Cell Mol. Life Sci. - 2011. - V. 68. - P.817-831.

21. Cazorla, F.M. Isolation and characterization of antagonistic Bacillus subtilis strains from the avocado rhizoplane displaying biocontrol activity / F.M. Cazorla, D. Romero, A. Perez-Garcia, B.J. Lugtenberg, A. Vicente, G. Bloemberg // J. Appl. Microbiol. - 2007. - V.103. - P. 1950-1959.

22. Chai, L. Isolation, characterization, and aggregation of a structured bacterial matrix precursor / L. Chai, D. Romero, C. Kayatekin, B. Akabayov, H. Vlamakis, R. Losick, R. Kolter // J. Biol. Chem. - 2013. -V.288. - P. 17559-17568.

23. Chai, Y. An epigenetic switch governing daughter cell separation in Bacillus subtilis / Y. Chai, T. Norman, R. Kolter, R. Losick // Genes Dev.

- 2010. - V.24. - P.754-765.

24. Chai, Y. An epigenetic switch governing daughter cell separation in Bacillus subtilis / Y. Chai, T. Norman, R. Kolter, R. Losick // Genes Dev.

- 2010b. - V.24. - P.754-765.

25. Chai, Y. Bistability and biofilm formation in Bacillus subtilis / Y. Chai, F. Chu, R. Kolter, R. Losick // Mol. Microbiol. 2008. - V.67. - P.254-263.

26. Chai, Y. Evidence that metabolism and chromosome copy number control mutually exclusive cell fates in Bacillus subtilis / Y. Chai, T. Norman, R. Kolter, R. Losick // EMBO J. - 2011. - V.30. - P.1402-1413.

27. Chai, Y. Galactose Metabolism Plays a Crucial Role in Biofilm Formation by Bacillus subtilis/ Y. Chai, P.B. Beauregard, H. Vlamakis, R. Losick, R. Kolter R // MBio. - 2012. - V.3,№4. - P. 00184-12.

28. Chai, Y. Paralogous Antirepressors Acting on the Master Regulator for Biofilm Formation in Bacillus subtilis / Y. Chai, R. Kolter, R. Losick // Mol. Microbiol. - 2009. - V.74. - P.876-887.

29. Chai, Y. Reversal of an epigenetic switch governing cell chaining in Bacillus subtilis by protein instability / Y. Chai, R. Kolter, R. Losick // Mol Microbiol. - 2010. - V.78. - P.218-229.

30. Chan, J.M. Defects in the flagellar motor increase synthesis of polygamma-glutamate in Bacillus subtilis / J.M. Chan, S.B. Guttenplan, D.B. Kearns // J. Bacteriol. - 2014. - V.196. - P.740-753.

31. Chen, Y. A Bacillus subtilis sensor kinase involved in triggering biofilm formation on the roots of tomato plants / Y. Chen, S. Cao, Y. Chai, J. Clardy, R. Kolter, J.H. Guo, R. Losick // Mol. Microbiol. - 2012. - V.85.

- P.418-430.

32. Chen, Y. Biocontrol of tomato wilt disease by Bacillus subtilis isolates from natural environments depends on conserved genes mediating biofilm formation / Y.Chen, F. Yan, Y. Chai, H. Liu, R. Kolter, R. Losick, K.H. Guo // Environ Microbiol. - 2013. - V.15. - P.848-864.

33. Choudhary, D.K. Interactions of Bacillus spp. and plants--with special reference to induced systemic resistance (ISR) / D.K. Choudhary, B.N. Johri // Microbiol Res. - 2009. - V. 164. - №5. - P.493-513.

34. Chu, F. A novel regulatory protein governing biofilm formation in Bacillus subtilis / F. Chu, D.B. Kearns, A. McLoon, Y. Chai, R. Kolter, R. Losick // Mol. Microbiol. - 2008. - V.68. - P.1117-1127.

35. Chumsakul, O. Genome-wide binding profiles of the Bacillus subtilis transition state regulator AbrB and its homolog Abh reveals their interactive role in transcriptional regulation / O. Chumsakul, H.

99

Takahashi, T. Oshima, T. Hishimoto, S. Kanaya, N. Ogasawara, S. Ishikawa // Nucleic. Acids. Res. - 2011. - V.39. - P.414-428.

36. Chung, J.D. Gene expression in single cells of Bacillus subtilis: evidence that a threshold mechanism controls the initiation of sporulation / J.D. Chung, G. Stephanopoulos, K. Ireton, A.D. Grossman // J. Bacteriol. -1994. - V.176. - P.1977-1984.

37. Cosby, W.M. Altered srf expression in Bacillus subtilis resulting from changes in culture pH is dependent on the SpoOK oligopeptide permease and the ComQX system of extracellular control [Текст] / W.M. Cosby, D. Vollenbroich, O.H. Lee, P. Zuber // J Bacteriol. - 1998. - V.180. -P.1438-1445.

38. Cutting, S. SpoVM, a small protein essential to development in Bacillus subtilis, interacts with the ATP-dependent protease FtsH / S. Cutting, M. Anderson, E. Lysenko, A. Page, T. Tomoyasu, K. Tatematsu // J. Bacteriol. - 1997. - V.179. - P.5534-5542.

39. Dahl, M.K. The phosphorylation state of the DegU response regulator acts as a molecular switch allowing either degradative enzyme synthesis or expression of genetic competence in Bacillus subtilis / M.K. Dahl, T. Msadek, F. Kunst, G. Rapoport // J. Biol. Chem. - 1992. - V.267. -P.14509-14514.

40. Danilova, Y.V. Bacterial enzymes effectively digest Alzheimer's ß-amyloid peptide / Y.V. Danilova, E.I. Shagimardanova, A.B. Margulis, A.A. Toymentseva, N.P. Balaban, N.L. Rudakova, A.A. Rizvanov, M.R. Sharipova, A. Palotas // Brain Res Bull. - 2014. - V.108. - P.113-117.

41. Davies, D.G. The involvement of cell-to-cell signals in the development of a bacterial biofilm / D.G. Davies, M.R. Parsek, J.P. Pearson, B.H. Iglewski, J.W. Costerton, E.P. Greenberg // Science. - 1998. - V.280. -P.295-298.

42. Diethmaier, C. A novel factor controlling bistability in Bacillus subtilis: the YmdB protein affects flagellin expression and biofilm formation / C. Diethmaiet // J. Bacteriol. - 2011. - V.193. - P.5997-6007.

43. Dietrich, L.E. Redox-active antibiotics control gene expression and community behavior in divergent bacteria / L.E. Dietrich, T.K. Teal, A. Price-Whelan, D.K. Newman // Science. - 2008. - V.321. - P.1203-1206.

44. Dogsa, I. Exopolymer diversity and the role of levan in Bacillus subtilis biofilms / I. Dogsa, M. Brloznik, D. Stopar, I. Mandic-Mulec // PLoS ONE. - 2013. - V.8. - P.62044.

45. Dong, Y.H. Quenching quorum-sensing-dependent bacterial infection by an N-acyl homoserine lactonase / Y.H. Dong, L.H. Wang, J.L. Xu, H.B. Zhang, X.F. Zhang, L.H. Zhang // Nature. - 2001. - V.411. - P.813-817.

100

46. Dong, Y.H. Quorum sensing and quorum-quenching enzymes / Y.H. Dong, L.H. Zhang // J. Microbiol. - 2005. - V.43. - P.101-109.

47. Donlan, R.M. Biofilms on central venous catheters: is eradication possible? / R.M. Donlan // Curr. Top. Microbiol. Immunol. - 2008. -V.322. - P.133-161.

48. Donlan, R.M. Biofilms: microbial life on surfaces / R.M. Donlan // Emerg. Infect. Dis. - 2002. - V.8. - P.881-890.

49. Ellermeier, C.D. A three-protein signaling pathway governing immunity to a bacterial cannibalism toxin / C.D. Ellermeier, E.C. Hobbs, J.E. Gonzalez-Pastor, R. Losick // Cell. - 2006. - V.124. - P.549-559.

50. Elliot, M.A. Building filaments in the air: aerial morphogenesis in bacteria and fungi / M.A. Elliot, N.J. Talbot // Curr. Opin. Microbiol. -2004. - V.7. - P.594-601.

51. Epstein, A.K. Bacterial biofilm shows persistent resistance to liquid wetting and gas penetration / A.K. Epstein, B. Pokroy, A. Seminara, J. Aizenberg // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2011. - V.108. - P.995-1000.

52. Fagerlund, A. SinR controls enterotoxin expression in Bacillus thuringiensis biofilms / A. Fagerlund, T. Dubois, O.A. Okstad, E. Verplaetse, N. Gilois, I. Bennaceur // PLoS ONE. - 2014. - V.9. -P.87532.

53. Fall, R. A simple method to isolate biofilm-forming Bacillus subtilis and related species from plant roots / R. Fall, R.F. Kinsinger, K.A. Wheeler // Syst. Appl. Microbiol. - 2004. - V.27. - P.372-379.

54. Flemming, H.C. The biofilm matrix / H.C. Flemming, J. Wingender // Nat. Rev. Microbiol. - 2010. - V.8. - P.623-633.

55. Fletcher, M. The effects of culture concentration and age, time, and temperature on bacterial attachment to polystyrene / M. Fletcher // Canadian Journal of Microbiology. - 1977. - V. 23. - P.6.

56. Fraser, P.E. pH-dependent structural transitions of Alzheimer amyloid peptides / P.E. Fraser, J.T. Nguyen, W.K. Surewicz, D.A. Kirschner // Biophys J. - 1991. - V.60. - P.1190-1201.

57. Freese, E. Sporulation of bacilli, a model of cellular differentiation / E. Freese // Curr. Top. Dev. Biol. - 1972. - V.7. - P.85-124.

58. Fujita, M. High- and low-threshold genes in the Spo0A regulon of Bacillus subtilis / M. Fujita, J.E. Gonzalez-Pastor, R. Losick // J Bacteriol. - 2005. - V.187. - P.1357-1368.

59. Garcia-Gutierrez, L. The antagonistic strain Bacillus subtilis UMAF6639 also confers protection to melon plants against cucurbit powdery mildew by activation of jasmonate- and salicylic acid-dependent defence responses / L. Garcia-Gutierrez, H. Zeriouh, D. Romero, J. Cubero, A. de

101

Vicente, A. Perez-Garcia // Microb. Biotechnol. - 2013. - V.6. - P.264-274.

60. Gonzalez-Pastor, J.E. Cannibalism by sporulating bacteria / J.E. Gonzalez-Pastor, E.C. Hobbs, R. Losick // Science. - 2003. - V.301. -P.510-513.

61. Gonzalez-Pastor, J.E. Cannibalism: a social behavior in sporulating Bacillus subtilis / J.E. Gonzalez-Pastor // FEMS Microbiol. Rev. - 2011.

- V.35. - P.415-424.

62. Gophna, U. Curli fibers mediate internalization of Escherichia coli by eukaryotic cells / U. Gophna, M. Barlev, R. Seijffers, T. A. Oelschlager, J. Hacker, E. Z. Ron // Infect Immun. - 2001. - 69. - P.2659-2665.

63. Guttenplan, S.B. The EpsE flagellar clutch is bifunctional and synergizes with EPS biosynthesis to promote Bacillus subtilis biofilm formation / S.B. Guttenplan, K.M. Blair, D.B. Kearns // PLoS Genet. - 2010. -V.6,№12. - P.1001243.

64. Hall-Stoodley, L. Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases / L. Hall-Stoodley, J.W. Costerton, P. Stoodley // Nat. Rev. Microbiol. - 2004. - V.2. - P.95-108.

65. Hamon, M.A. Identification of AbrB-regulated genes involved in biofilm formation by Bacillus subtilis / M.A. Hamon, N.R. Stanley, R.A. Britton, A.D. Grossman, B.A. Lazazzera // Mol. Microbiol. - 2004. - V.52. -P.847-860.

66. Hamon, M.A. The sporulation transcription factor Spo0A is required for biofilm development in Bacillus subtilis / M.A. Hamon, B.A. Lazazzera // Mol. Microbiol. - 2001. - V.42. - P.1199-1209.

67. He ,X Mg(2+)/Ca(2+) promotes the adhesion of marine bacteria and algae and enhances following biofilm formation in artificial seawater / X. He, J. Wang, L. Abdoli, H. Li // Colloids Surf B Biointerfaces. - 2016. - V.146.

- P.289-295.

68. Hobley, L. BslA is a self-assembling bacterial hydrophobin that coats the Bacillus subtilis biofilm / L. Hobley, A. Ostrowski, F.V. Rao, K.M. Bromley, M. Porter, A.R. Prescott // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2013.

- V.110. - P.13600-13605.

69. Hobley, L. Norspermidine is not a self-produced trigger for biofilm disassembly / L. Hobley, S.H. Kim, Y. Maezato, S. Wyllie, A.H. Fairlamb, N.R. Stanley-Wall, A.J. Michael // Cell. - 2014. - V.156. -P.844-854.

70. Hochbaum, A.I. Inhibitory effects of D-amino acids on Staphylococcus aureus biofilm development / A.I. Hochbaum, I. Kolodkin-Gal, L.

Foulston, R. Kolter, J. Aizenberg, R. Losick // J. Bacteriol. - 2011. -V.193. - P.5616-5622.

71. Hofer, U. Biofilms: Biofilm disassembly revisited / U. Hofer // Nat. Rev. Microbiol. - 2014. - V.12. - P.234.

72. Hsu, R.L. Amyloid-degrading ability of nattokinase from Bacillus subtilis natto / R.L. Hsu, K.T. Lee, J.H. Wang, L.Y. Lee, R.P. Chen // J. Agric. Food Chem. - 2009. - V.57. - P. 503-508.

73. Irnov, I. A regulatory RNA required for antitermination of biofilm and capsular polysaccharide operons in Bacillales / I. Irnov, W.C. Winkler // Mol. Microbiol. - 2010. - V.76. - P.559-575.

74. Jiang, M. Multiple histidine kinases regulate entry into stationary phase and sporulation in Bacillus subtilis / M. Jiang, W. Shao, M. Perego, J.A. Hoch // Mol. Microbiol. - 2000. - V.38. - P.535-542.

75. Jones, S.E. Protection from intestinal inflammation by bacterial exopolysaccharides / S.E. Jones, M.L. Paynich, D.B. Kearns, K.L. Knight // J. Immunol. - 2014. - V.192. - P. 4813-4820.

76. Kearns, D.B. A field guide to bacterial swarming motility / D.B. Kearns // Nat Rev Microbiol. - 2010. - V.8. - P.634-644.

77. Kearns, D.B. A master regulator for biofilm formation by Bacillus subtilis / D.B. Kearns, F. Chu, S.S. Branda, R. Kolter, R. Losick R // Mol. Microbiol. - 2005. - V.55. - P.739-749.

78. Kobayashi, K. Bacillus subtilis pellicle formation proceeds through genetically defined morphological changes / K. Kobayashi // J Bacteriol. 2007; 189:4920-4931.

79. Kobayashi, K. BslA (YuaB) forms a hydrophobic layer on the surface of Bacillus subtilis biofilms / K. Kobayashi, M. Iwano // Mol Microbiol. -2012. - V.85. - P.51-66.

80. Kobayashi, K. Gradual activation of the response regulator DegU controls serial expression of genes for flagellum formation and biofilm formation in Bacillus subtilis / K. Kobayashi // Mol Microbiol. - 2007. - V.66. -P.395-409.

81. Kobayashi, K. SlrR/SlrA control the initiation of biofilm formation in Bacillus subtilis / K. Kobayashi // Mol Microbiol. - 2008. - V.69. -P.1399-1410.

82. Kolodkin-Gal, I. A self-produced trigger for biofilm disassembly that targets exopolysaccharide / I. Kolodkin-Gal, S. Cao, L. Chai, T. Bottcher, R. Kolter, J. Clardy, R. Losick // Cell. - 2012. - V.149. P.684-692.

83. Kolodkin-Gal, I. D-amino acids trigger biofilm disassembly / I. Kolodkin-Gal, D. Romero, S. Cao, J. Clardy, R. Kolter, R. Losick // Science. -2010. - V.328. - P.627-629.

84. Kolodkin-Gal, I. D-amino acids trigger biofilm disassembly / I. Kolodkin-Gal, D. Romero, S. Cao, J. Clardy, R. Kolter, R. Losick // Science. -2010. - V.328. - №5978. - P.627-629.

85. Kolodkin-Gal, I. Respiration control of multicellularity in Bacillus subtilis by a complex of the cytochrome chain with a membrane-embedded histidine kinase / I. Kolodkin-Gal, A.K. Elsholz, C. Muth, P.R. Girguis, R. Kolter, R. Losick // Genes Dev. - 2013. - V.27. - P.887-899.

86. Kovacs, A.T. Rok regulates yuaB expression during architecturally complex colony development of Bacillus subtilis 168 / A.T. Kovacs, O.P. Kuipers // J Bacteriol. - 2011. - V. 193. - P.998-1002.

87. Kunst, F. The DegS/DegU and ComP/ComA two-component systems are part of a network controlling degradative enzyme synthesis and competence in Bacillus subtilis / F. Kunst, F. Msadek, J. Bignon, G. Rapoport // Res Microbiol. - 1994. - V.145. - P.393-402.

88. Laub, M.T. Specificity in two-component signal transduction pathways / Laub MT, Goulian M. // Annu Rev Genet. - 2007. - V.41. - P.121-145.

89. Lazarevic, V. Bacillus subtilis alpha-phosphoglucomutase is required for normal cell morphology and biofilm formation / V. Lazarevic // Appl Environ Microbiol. - 2005. - V.71. - P.39-45.

90. Leiman, S.A. D-amino acids indirectly inhibit biofilm formation in Bacillus subtilis by interfering with protein synthesis / S.A. Leiman, J.M. May, M.D. Lebar, D. Kahne, R. Kolter, R. Losick // J Bacteriol. - 2013. -V.195. - P.5391-5395.

91. Little, J.W. Autodigestion of lexA and phage lambda repressors / J.W. Little // Proc Natl Acad Sci USA. - 1984. - V.81. - P.1375-1379.

92. Liu, W.T. Imaging mass spectrometry of intraspecies metabolic exchange revealed the cannibalistic factors of Bacillus subtilis / W.T. Liu // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2010. - V.107. - P.16286-16290.

93. Loewen, P.C. Multiple catalases in Bacillus subtilis / P.C. Loewen, J. Switala // Journal of Bacteriology. - 1987. - V.169. - №8. - P.3601-3607.

94. Lopez, D. Cannibalism enhances biofilm development in Bacillus subtilis / D. Lopez, H. Vlamakis, R. Losick, R. Kolter // Mol Microbiol. - 2009b. - V.74. - P.609-618.

95. Lopez, D. Extracellular signals that define distinct and coexisting cell fates in Bacillus subtilis / D. Lopez, R. Kolter // FEMS Microbiol Rev. -2010a. - V.34. - P.134-149.

96. Lopez, D. Functional microdomains in bacterial membranes / D. Lopez, R. Kolter // Genes Dev. - 2010b. - V.24. - P.1893-1902.

97. Lopez, D. Generation of multiple cell types in Bacillus subtilis / D. Lopez, H. Vlamakis, R. Kolter // FEMS Microbiol Rev. - 2009a. - V.33. -P.152-163.

98. Lopez, D. Paracrine signaling in a bacterium / D. Lopez, H. Vlamakis, R. Losick, R. Kolter // Genes Dev. - 2009c. - V.23. - P. 1631-1638.

99. Lopez, D. Structurally diverse natural products that cause potassium leakage trigger multicellularity in Bacillus subtilis / D. Lopez, M.A. Fischbach, F. Chu, R. Losick, R. Kolter // Proc Natl Acad Sci U S A. -2009. - V.106. - P.280-285.

100. Magnuson, R. Biochemical and genetic characterization of a competence pheromone from B. subtilis / R. Magnuson, J. Solomon, A.D. Grossman // Cell. - 1994. - V.77. - P.207-216.

101. Marlow, V.L. Phosphorylated DegU manipulates cell fate differentiation in the Bacillus subtilis biofilm / V.L. Marlow, M. Porter, L. Hobley, T.B. Kiley, J.R. Swedlow, F.A. Davidson, N.R. Stanley-Wall // J Bacteriol. -2014b. - V.196. - P.16-27.

102. Marlow, V.L. The prevalence and origin of exoprotease-producing cells in the Bacillus subtilis biofilm / V.L. Marlow, F.R. Cianfanelli, M. Porter, L.S. Cairns, J.K. Dale, N.R. Stanley-Wall // Microbiology. - 2014a. -V.160. - P.56-66.

103. McLoon, A.L. Spatial regulation of histidine kinases governing biofilm formation in Bacillus subtilis / A.L. McLoon, I. Kolodkin-Gal, S.M. Rubinstein, R. Kolter, R. Losick // J Bacteriol. - 2011. - V.193. - P.679-685.

104. Merritt, J.H. Growing and analyzing static biofilms / J.H. Merritt, D.E. Kadouri, G.A. O'Toole // Curr.Protoc.MicrobioL - 2005. - Chap.1: Unit1B.1

105. Mielich-Suss B, Schneider J, Lopez D. Overproduction of flotillin influences cell differentiation and shape in Bacillus subtilis. MBio. 2013; 4:e00719-00713. [PubMed: 24222488]

106. Mirani, Z.A. Biofilm formation and dispersal of Staphylococcus aureus under the influence of oxacillin / Z.A. Mirani, M. Aziz, M.N. Khan, I. Lal, N.U. Hassan, S.I. Khan // Microb Pathog. - 2013. - V.61. - №62. -P.66-72.

107. Mishra, S. Why do bacteria use so many enzymes to scavenge hydrogen peroxide? / S. Mishra, J. Imlay // Archives of Biochemistry and Biophysics. - 2012. - V.525. - №2. - P.145-160.

108. Molle, V. The Spo0A regulon of Bacillus subtilis / V. Molle // Mol Microbiol. - 2003. - V.50. - P.1683-1701.

109. Morikawa M, et al. Biofilm formation by a Bacillus subtilis strain that produces gamma-polyglutamate. Microbiology. 2006; 152:2801-2807. [PubMed: 16946274];

110. Morris, C.E. The ecological significance of biofilm formation by plant-associated bacteria / C.E. Morris, C.E. Monier // Annu Rev Phytopathol. -2003. - V.41. - P.429-453.

111. Morris, V.K. Recruitment of class I hydrophobins to the air:water interface initiates a multi-step process of functional amyloid formation / V.K. Morris, Q. Ren, I. Macindoe, A.H. Kwan, N. Byrne, M. Sunde // J Biol Chem. - 2011. - V.286. - P.15955-15963.

112. Mukai, K. Isolation and phosphorylation of the Bacillus subtilis degS and degU gene products / K. Mukai, M. Kawata, T. Tanaka // J Biol Chem. -1990. - V.265. - P.20000-20006.

113. Murray, E.J. A pivotal role for the response regulator DegU in controlling multicellular behavior / E.J. Murray, T.B. Kiley, N.R. Stanley-Wall // Microbiology. - 2009a. - V.155. - P. 1-8.

114. Murray, E.J. SigmaX is involved in controlling Bacillus subtilis biofilm architecture through the AbrB homologue Abh / E.J. Murray, M.A. Strauch, N.R. Stanley-Wall // J Bacteriol. - 2009b. - V.191. - P.6822-6832.

115. Nadell, C.D. The sociobiology of biofilms / C.D. Nadell, J.B. Xavier, K.R. Foster // FEMS Microbiol Rev. - 2009. - V.33. - P.206-224.

116. Nagorska, K. Importance of eps genes from Bacillus subtilis in biofilm formation and swarming / K. Nagorska, A. Ostrowski, K. Hinc, I.B. Holland, M.Obuchowski // Journal of applied genetics. - 2010. - V.51. -P.369-381.

117. Nagorska, K. Influence of the sigmaB stress factor and yxaB, the gene for a putative exopolysaccharide synthase under sigmaB Control, on biofilm formation / K. Nagorska, K. Hinc, M.A. Strauch, M. Obuchowski // J Bacteriol. - 2008. - V. 190. - P.3546-3556.

118. Nandy, S.K. Sporulating bacteria prefers predation to cannibalism in mixed cultures / S.K. Nandy, P.M. Bapat, K.V. Venkatesh // FEBS Lett. -2007. - V.581. - P.151-156.

119. Newman, J.A. Exploring the role of SlrR and SlrA in the SinR epigenetic switch / J.A. Newman, R.J. Lewis // Commun Integr Biol. - 2013. - V.6: e25658.

120. Newman, J.A. Molecular basis of the activity of SinR protein, the master regulator of biofilm formation in Bacillus subtilis / J.A. Newman, C. Rodrigues, R.J. Lewis // J Biol Chem. - 2013. - V.288. - P. 1076610778.

121. Norman, T.M. Memory and modularity in cell-fate decision making / T.M. Norman, N.D. Lord, J. Paulsson, R. Losick // Nature. - 2013. -V.503. - P.481-486.

122. O'Toole, G.A. Flagellar and twitching motility are necessary for Pseudomonas aeruginosa biofilm development / G.A. O'Toole, R. Kolter // Mol Microbiol. - 1998. - V.30. - P.295-304.

123. Ogura, M. Autoregulation of the Bacillus subtilis response regulator gene degU is coupled with the proteolysis of DegU-P by ClpCP / M. Ogura, K. Tsukahara // Mol Microbiol. - 2010. - V.75. - P. 1244-1259.

124. Oomes, S.J. The effect of calcium on the transcriptome of sporulating B. subtilis cells / S.J. Oomes, M.J. Jonker, F.R. Wittink, J.O. Hehenkamp, T.M. Breit, T.M. Brul // Int J Food Microbiol. - 2009. - V.133. - №3. -P.234-242.

125. Ostrowski, A. YuaB functions synergistically with the exopolysaccharide and TasA amyloid fibers to allow biofilm formation by Bacillus subtilis / A. Ostrowski, A. Mehert, A. Prescott, T.B. Kiley, N.R. Stanley-Wall // J Bacteriol. - 2011. - V.193. - P.4821-4831.

126. Park, S. Substantial DNA damage from submicromolar intracellular hydrogen peroxide detected in Hpx- mutants of Escherichia coli / S. Park, X. You, J.A. Imlay // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2005. - V.102. - №26. - P.9317-9322.

127. Perego, M. Cell-cell communication regulates the effects of protein aspartate phosphatases on the phosphorelay controlling development in Bacillus subtilis / M. Perego, J.A. Hoch // Proc Natl Acad Sci U S A. -1996. - V.93. - P.1549-1553.

128. Pereira, P.M. Fluorescence ratio imaging microscopy shows decreased access of vancomycin to cell wall synthetic sites in vancomycin-resistant Staphylococcus aureus / P.M. Pereira, S.R. Filipe, A. Tomasz, M.G. Pinho // Antimicrob Agents Chemother. - 2007. - V.51. - P.3627-3633.

129. Piggot, P.J. Sporulation of Bacillus subtilis / P.J. Piggot, D.W. Hilbert // Curr Opin Microbiol. 2004; 7:579-586.

130. Pottathil, M. CSF, a species-specific extracellular signaling peptide for communication among strains of Bacillus subtilis and Bacillus mojavensis / M. Pottathil, A. Jung, B.A. Lazazzera // J Bacteriol. - 2008. - V.190. -P.4095-4099.

131. Pottathil, M. The extracellular Phr peptide-Rap phosphatase signaling circuit of Bacillus subtilis / M. Pottathil, B.A. Lazazzera // Front Biosci. -2003. - V.8. - P.32-45.

132. Ramamurthi, K.S. Peptide anchoring spore coat assembly to the outer forespore membrane in Bacillus subtilis / K.S. Ramamurthi, K.R. Clapham, R. Losick // Mol Microbiol. - 2006. - V.62. - P.1547-1557.

133. Reichhardt, C. Congo Red interactions with curli-producing E. coli and native curli amyloid fibers / C. Reichhardt, A.N. Jacobson // PLoS One. -2015. - V.10. e0140388. doi: 10.1371/journal.pone.0140388.

134. Ren D, et al. Gene expression in Bacillus subtilis surface biofilms with and without sporulation and the importance of yveR for biofilm maintenance. Biotechnol Bioeng. 2004; 86:344-364. [PubMed: 15083514];

135. Rey, M.W. Complete genome sequence of the industrial bacterium Bacillus licheniformis and comparisons with closely related Bacillus species / M.W. Rey, P. Ramaiya, B.A. Nelson, B.A. Brody-Karpin, E.J. Zaretsky, M. Tang, A.L. de Leon, H. Xiang, V. Gusti, I.G. Clausen, P.B. Olsen, M.D. Rasmussen, M.D. Andersen, P.L. J0rgensen, T.S. Larsen, A. Sorokin, A. Bolotin, A. Lapidus, N. Galleron, S.D. Ehrlich, R.M. Berka // Genome Biology. - 2004. - V. 5:doi:10.1186/gb-2004-5-10-r77.

136. Romero, D. Amyloid fibers provide structural integrity to Bacillus subtilis biofilms / D. Romero, C. Aguilar, R. Losick, R. Kolter // Proc Natl Acad Sci USA. - 2010. - V. 107. - P.2230-2234.

137. Romero, D. An accessory protein required for anchoring and assembly of amyloid fibres in B. subtilis biofilms / D. Romero, H. Vlamakis, R. Losick, R. Kolter // Mol Microbiol. - 2011. - V.80. - P. 1155-1168.

138. Romero, D. Functional analysis of the accessory protein TapA in Bacillus subtilis amyloid fiber assembly / D. Romero, H. Vlamakis, R. Losick, R. Kolter // J Bacteriol. - 2014. - V.196. - P.1505-1513.

139. Sambrook, J. Molecular Cloning - a laboratory manual / J. Sambrook, D.W. Russell // Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold. - 2001.

140. Sarkar, S. D-amino acids do not inhibit biofilm formation in Staphylococcus aureus / S. Sarkar, M.M. Pires // PLoSONE. - 2015. -V.10(2):e0117613.

141. Seminara, A. Osmotic spreading of Bacillus subtilis biofilms driven by an extracellular matrix / A. Seminara, T.E. Angelini, J.N. Wilking, H. Vlamakis, S. Ebrahim, R. Kolter // Proc Natl Acad Sci USA. - 2012. -V.109. - P.1116-1121.

142. Shank, E.A. Extracellular signaling and multicellularity in Bacillus subtilis / E.A. Shank, R. Kolter // Curr Opin Microbiol. - 2011. - V.14. -P.741-747.

143. Shank, E.A. Interspecies interactions that result in Bacillus subtilis forming biofilms are mediated mainly by members of its own genus / E.A. Shank // Proc Natl Acad Sci USA. - 2011. - V.108. - P.1236- 1243.

144. Shemesh, M. A Combination of Glycerol and Manganese Promotes Biofilm Formation in Bacillus subtilis via Histidine Kinase KinD Signaling / M. Shemesh, Y. Chai // J Bacteriol. - 2013. - V.195. -P.2747-2754.

145. Shemesh, M. A combination of glycerol and manganese promotes biofilm formation in Bacillus subtilis via histidine kinase KinD signaling / M. Shemesh, Y. Chai // J Bacteriol. - 2013. - V.195. - №12. - P.2747-2754.

146. Shemesh, M. The biocide chlorine dioxide stimulates biofilm formation in Bacillus subtilis by activation of the histidine kinase KinC / M. Shemesh, R. Kolter, R. Losick // J Bacteriol. - 2010. - V. 192. - P.6352-6356.

147. Sokolowski, F. Formation of critical oligomers is a key event during conformational transition of recombinant Syrian hamster prion protein / F. Sokolowski, A.J. Modler, R. Masuch, D. Zirwer, M. Baier, G. Lutsch // J Biol Chem. - 2003. - V.278. - P.40481-40492.

148. Soutourina, O. Formation of D-tyrosyl-tRNATyr accounts for the toxicity of D-tyrosine toward Escherichia coli / O. Soutourina, J. Soutourina, S. Blanquet, P. Plateau // J Biol Chem. - 2004.- V.279. - P.42560-42565.

149. Stanley, N.R. Defining the genetic differences between wild and domestic strains of Bacillus subtilis that affect poly-gamma-dl-glutamic acid production and biofilm formation / N.R. Stanley, B.A. Lazazzera // Mol Microbiol. - 2005. - V.57. - P. 1143-1158.

150. Stoodley, P. Biofilms as complex differentiated communities / P. Stoodley, K. Sauer, D.G. Davies, J.W.Costerton // Annu Rev Microbiol. -2002. - V.56. - P.187-209.

151. Stover, A.G. Control of synthesis and secretion of the Bacillus subtilis protein YqxM / A.G. Stover, A. Driks // J Bacteriol. - 1999. - V.181. -P.7065-7069.

152. Stover, A.G. Regulation of synthesis of the Bacillus subtilis transitionphase, spore-associated antibacterial protein TasA / A.G. Stover, A. Driks // J Bacteriol. - 1999. - V.181. - P.5476-5481.

153. Stover, A.G. Secretion, localization and antibacterial activity of tasA, a Bacillus subtilis spore-associated protein / A.G. Stover, A. Driks // J Bacteriol. - 1999. - V.181. - P.1664-1672.

154. Stragier, P. Molecular genetics of sporulation in Bacillus subtilis / P. Stragier, R. Losick // Annu Rev Genet. - 1996. - V.30. - P.297-241.

155. Strauch, M. The SpoOA protein of Bacillus subtilis is a repressor of the abrB gene / M. Strauch, V. Webb, G. Spiegelman, J.A. Hoch // Proc Natl Acad Sci USA. - 1990. - V.87. - P.1801-1805.

156. Strauch, M.A. Abh and AbrB control of Bacillus subtilis antimicrobial gene expression / M.A. Strauch // J Bacteriol. - 2007. - V.189. - P.7720-7732.

157. Subramaniam, A.R. A serine sensor for multicellularity in a bacterium / A.R. Subramaniam, A. Deloughery, N. Bradshaw, Y. Chen, E. O'Shea, R. Losick, Y. Chai // eLife 2. - 2013. - e01501.

158. Sutherland, I. Biofilm exopolysaccharides: a strong and sticky framework / I. Sutherland // Microbiology. - 2001a. - V.147. - P.3-9.

159. Sutherland, I.W. Exopolysaccharides in biofilms, flocs and related structures / I.W. Sutherland // Water Sci Technol. - 2001c. - V.43. -P.77-86.

160. Sutherland, I.W. The biofilm matrix--an immobilized but dynamic microbial environment / I.W. Sutherland // Trends Microbiol. - 2001b. -V.9. - P.222-227.

161. Tian, L. Effect of calcium ions on the evolution of biofouling by Bacillus subtilis in plate heat exchangers simulating the heat pump system used with treated sewage in the 2008 Olympic Village / L. Tian, X.D. Chen, Q.P. Yang, J.C. Chen, L. Shi, Q. Li // Colloids Surf B Biointerfaces. -2012. - V.94. - P.309-316.

162. Tjalsma, H. Functional analysis of the secretory precursor processing machinery of Bacillus subtilis: identification of a eubacterial homolog of archaeal and eukaryotic signal peptidases / H. Tjalsma // Genes Dev. -1998. - V.12. - P.2318-2331.

163. Tortosa, P. Specificity and genetic polymorphism of the Bacillus competence quorum-sensing system / P. Tortosa, L. Logsdon, B. Kraigher, Y. Itoh, I. Mandic-Mulec, D. Dubnau // J Bacteriol. - 2001. -V.183. - P.451-460.

164. Toymentseva, A.A. Regulatory characteristics of Bacillus subtilis protease promoters / A.A. Toymentseva, T. Mascher, Sharipova M.R. // Curr. Microbiol. - 2017. DOI 10.1007/s00284-017-1212-3

165. Tran, L.S. Divergent structure of the ComQXPA quorum-sensing components: molecular basis of strain-specific communication mechanism in Bacillus subtilis / L.S. Tran, T. Nagai, Y. Itoh // Mol Microbiol. - 2000. - V.37. - P.1159-1171.

166. Trejo, M. Elasticity and wrinkled morphology of Bacillus subtilis pellicles / M. Trejo, C. Douarche, V. Bailleux, C. Poulard, S. Mariot, C. Regeard, E. Raspaud // Proc Natl Acad Sci USA. - 2013. - V. 110. - P.2011-2016.

110

167. Tucker, A.T. A DNA mimic: the structure and mechanism of action for the antirepressor protein AbbA / A.T. Tucker, B.G. Bobay, A.V. Banse, A.L. Olson, E.J. Soderblom, M.A. Moseley // J Mol Biol. - 2014. -V.426. P.1911-1924.

168. Veening, J.W Effects of phosphorelay perturbations on architecture, sporulation, and spore resistance in biofilms of Bacillus subtilis / J.W. Veening, O.P. Kuipers, S. Brul, K.J. Hellingwerf, R. Kort // J Bacteriol. -2006. - V.188. - P.3099-3109.

169. Veening, J.W. Phosphatases modulate the bistable sporulation gene expression pattern in Bacillus subtilis / J.W. Veening, L.W. Hamoen, O.P. Kuipers // Mol Microbiol. - 2005. - V.56. - P. 1481-1494.

170. Veening, J.W. Transient heterogeneity in extracellular protease production by Bacillus subtilis / J.W. Veening, O.A. Igoshin, R.T. Eijlander, R. Nijland, L.W. Hamoen, O.P.Kuipers // Mol Syst Biol. -2008. - V.4. - P.184.

171. Verhamme, D.T. DegU and Spo0A jointly control transcription of two loci required for complex colony development by Bacillus subtilis / D.T. Verhamme, E.J. Murray, N.R. Stanley-Wall // J Bacteriol. - 2009. -V.191. - P. 100-108.

172. Verhamme, D.T. DegU co-ordinates multicellular behaviour exhibited by Bacillus subtilis / D.T. Verhamme, T.B. Kiley, N.R. Stanley-Wall // Mol Microbiol. - 2007. - V.65. - P.554-568.

173. Vlamakis, H. Control of cell fate by the formation of an architecturally complex bacterial community / H. Vlamakis, C. Aguilar, R. Losick, R. Kolter // Genes Dev. - 2008. - V.22. - P. 945-953.

174. Vlamakis, H. Sticking together: building a biofilm the Bacillus subtilis way / H. Vlamakis, Y. Chai, P. Beauregard, R. Losick, R. Kolter // Nat Rev Microbiol. - 2013. - V.11. - P.157-168.

175. Walker, T.S. Pseudomonas aeruginosa-plant root interactions. Pathogenicity, biofilm formation, and root exudation / T.S. Walker, H.P. Bais, E. Deziel, H.P. Schweizer, L.G. Rahme, R. Fall, J.M.Vivanco // Plant Physiol. - 2004. - V.134. - P.320-331.

176. Watnick, P. Biofilm, city of microbes / P. Watnick, R. Kolter // J Bacteriol. - 2000. - V.182. - P.2675-2679.

177. Whitchurch, C.B. Extracellular DNA required for bacterial biofilm formation / C.B. Whitchurch, T. Tolker-Nielsen, P.C. Ragas, J.S. Mattick // Science. - 2002. - V.295. - P. 1487.

178. Wilking, J.N. Liquid transport facilitated by channels in Bacillus subtilis biofilms / J.N. Wilking, V. Zaburdaev, M. De Volder, R. Losick, M.P.

Brenner, D.A.Weitz // Proc Natl Acad Sci USA. - 2013. - V.110. -P.848-852.

179. Winkelman, J.T. RemA (YlzA) and RemB (YaaB) regulate extracellular matrix operon expression and biofilm formation in Bacillus subtilis / J.T. Winkelman, K.M. Blair, D.B. Kearns // J Bacteriol. - 2009. - V.191. -P.3981- 3991.

180. Winkelman, J.T. RemA is a DNA-binding protein that activates biofilm matrix gene expression in Bacillus subtilis / J.T. Winkelman, A.C. Bree, A.R. Bate, P. Eichenberger, R.L. Gourse, D.B. Kearns // Mol Microbiol. -2013. - V.88. - P.984-997.

181. Yang, W. Inhibition of biofilm formation by Cd on Bacillus subtilis 1JN2 depressed its biocontrol efficiency against Ralstonia wilt on tomato / W. Yang, H. Yan, J. Zhang, Y. Gao, W. Xu, J. Shang, Y. Luo // Microbiol Res. - 2018. - V.215. - P.1-6.

182. Yepes, A. The biofilm formation defect of a Bacillus subtilis flotillin-defective mutant involves the protease FtsH / A. Yepes, J. Schneider, B. Mielich, G. Koch, J.C. Garcia-Betancur, K.S. Ramamurthi // Mol Microbiol. - 2012. - V.86. - P.457-471.

183. Zeriouh, H. Surfactin triggers biofilm formation of Bacillus subtilis in melon phylloplane and contributes to the biocontrol activity / H. Zeriouh, A. de Vicente, A. Perez-Garcia, D. Romero // Environ Microbiol. - 2013. - DOI: 10.1111/1462-2920.12271

184. Zurdo, J Dependence on solution conditions of aggregation and amyloid formation by an SH3 domain / J. Zurdo, J.I. Guijarro, J.L. Jimenez, H.R. Saibil, C.M. Dobson // J Mol Biol. - 2001. - V.311. - P.325-340.