Эпитопное картирование поверхностного гликопротеина Е2 вируса классической чумы свиней тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.06, кандидат биологических наук Костина, Людмила Владимировна

• Костина, Людмила Владимировна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Костина, Людмила Владимировна

ОГЛАВЛЕНИЕ.

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Классическая чума свиней.

1.1.1 Распространенность и экономический ущерб.

1.1.2 Эпизоотологические данные.

1.1.3 Патогенез и течение заболевания.

1.2 Вирус КЧС.

1.2.1 Современная классификация вируса.

1.2.2 Антигенные свойства.

1.2.3 Организация генома вируса КЧС и свойства кодируемых белков.

1.3 Методы картирования антигенных детерминант.

1.4 Гликопротеин Е2 вируса КЧС.

1.4.1 Антигенная структура.

1.4.2 Эпитопное картирование белка Е2 вируса КЧС.

1.5 Иммунный ответ при КЧС.

1.6 Лабораторная диагностика:.

1.6.1 Средства и методы дифференциальной лабораторной диагностики КЧС.

1.6.2 МКА в лабораторной диагностике КЧС.

1.7 Специфическая профилактика и методы борьбы с КЧС.

1.7.1 Стратегии контроля за заболеванием.

1.7.2 Маркированные вакцины.

2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1 Материалы.

2.1.1 Вирусы и клетки.

2.1.2 Синтетические пептиды.

2.1.3 Антигены.

2.1.4 Животные

2.2 Методы.

2.2.1 Иммуннизация.

2.2.2 Миеломная клеточная линия.

2.2.3 Культивирование клеток.

2.2.4 Слияние клеток и выращивание гибридом.

2.2.5 Криоконсервация гибридом.

2.2.6 Получение асцитных жидкостей, содержащих МКА.

2.2.7 Получение МКА из асцитных жидкостей.

2.2.8 Определение концентрации белка.

2.2.9 Синтез иммунопероксидазных конъюгатов.

2.2.10 Субтипирование МКА.

2.2.11 Получение препаративного количества очищенного вируса КЧС.

2.2.12 Приготовление осветленных лизатов культуральных антигенов.

2.2.13 Электрофорез в полиакриламидном геле с додецилсульфатом натрия (ПААГ-ДСН).

2.2.14 Иммуноблоттинг.

2.2.15 Методы твердофазного иммуноферментного анализа (ИФА).

2.2.15.1 Прямой метод ИФА.

2.2.15.2 Непрямой метод ИФА.

2.2.15.3 Непрямой метод ИФА с синтетическими пептидами.

2.2.15.4 Конкурентный ИФА.

2.2.15.5 «Сэндвич»-вариант ИФА.

2.2.16 Иммуногистохимический анализ (ИГХ).

2.2.17 Сравнительный анализ аминокислотных последовательностей белка Е2.

2.2.18 Статистическая обработка результатов.

3 РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

3.1 Получение МКА к гликопротеину Е2 вируса КЧС.

3.2 Иммунохимическая характеристика МКА.

3.3 Определение способности МКА выявлять нативные антигены вируса КЧС в «сэндвич»-варианте ИФА.

3.4 Топографическое картирование эпитопов на белке Е2 вируса КЧС с помощью конкурентного ИФА.

3.5 Определение способности полученных МКА конкурировать с политональными антителами к вирусу КЧС за связывание с эпитопами на белке Е2.

3.6 Картирование антигенных детерминант белка Е2 вируса КЧС с помощью синтетических пептидов.

4 ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Эпитопное картирование поверхностного гликопротеина Е2 вируса классической чумы свиней»

Актуальность проблемы.

В России и странах СНГ для профилактики и борьбы с КЧС осуществляется поголовная вакцинация с использованием живых аттенуированных вакцин [21, 68]. Эффективность и безопасность этих вакцин общепризнанны. Все они характеризуются безопасностью для свиней разных возрастных групп и физиологического состояния, выраженной иммуногенностью, которая проявляется в устойчивости вакцинированных животных к экспериментальному заражению вирулентным штаммом КЧС [20, 196]. Однако, современные серологические методы диагностики не в состоянии отличить вакцинированных свиней от переболевших, так как животные имеют одинаковый спектр вируснейтрализующих антител. В настоящее время ученые многих стран проводят исследования, направленные на разработку маркированных вакцин, создание которых может решить данную проблему [68].

Гликопротеин Е2 вируса КЧС имеет наиболее важное значение в диагностике данного заболевания, поскольку вызывает образование наибольшего количества вируснейтрализующих антител при вакцинации или заражении. Кроме того, белок Е2 содержит главные антигенные детерминанты, ответственные за протективную активность и нейтрализацию вируса, и, в качестве субъединичной вакцины, обеспечивает защиту против КЧС [113].

Антигенная структура белка Е2 изучена недостаточно [251, 252, 268]. Об отдельных детерминантах этого белка также известно относительно мало [150, 190, 282]. Для научных и практических целей представляет существенный интерес глубокое исследование тонкой антигенной структуры главного поверхностного гликопротеина вируса КЧС, так как данный белок может быть использован в качестве антигенного маркера при создании как субъединичных, так и живых рекомбинантных маркированных вакцин. Кроме того, детальный анализ эпитопов важен для понимания особенностей взаимодействия вируса

КЧС с иммунной системой хозяина, а также для разработки и усовершенствования диагностических тест-систем. Выявление более тонких антигенных различий и эпитопное картирование структурных белков возможно только с помощью моноклональных антител (МКА).

Цель и задачи исследования.

Целью данной работы явилось получение и иммунохимическая характеристика панели моноклональных антител, специфичных к белку Е2 вируса КЧС, и изучение тонкой антигенной структуры данного белка путем картирования антигенных детерминант с помощью полученных моноклональных антител.

Для достижения цели нами были поставлены следующие задачи:

1. Получить гибридомные клеточные линии, стабильно продуцирующие моноклональные антитела к гликопротеину Е2 вируса классической чумы свиней.

2. Определить иммунологическую активность, специфичность и иммунохимические свойства полученных моноклональных антител.

3. Оценить возможность использования полученных моноклональных антител для обнаружения антигенов вируса КЧС методом «сэндвич»-варианта ИФА. Определить оптимальные концентрации и условия взаимодействия моноклональных антител с антигеном Е2 вируса КЧС.

4. Провести топографическое картирование эпитопов белка Е2, распознаваемых полученными МКА, с помощью конкурентного ИФА.

5. Определить способность полученных моноклональных антител конкурировать с поликлональными антителами к вирусу КЧС за связывание с эпитопами на белке Е2. Оценить возможность использования полученных моноклональных антител для выявления антител к вирусу КЧС в сыворотках крови свиней методом конкурентного ИФА.

6. Картировать антигенные детерминанты белка Е2 вируса КЧС с помощью синтетических пептидов, используя в качестве антител-мишеней полученные к данному белку моноклональные антитела.

Научная новизна и практическая значимость.

1. Получена панель, состоящая из 28 моноклональных антител, специфичных к белку Е2 вируса КЧС.

2. На основе «сэндвич»-варианта ИФА разработан лабораторный метод для обнаружения вируса КЧС.

3. Установлено, что нативный белок Е2 вируса КЧС содержит не только конформационо-зависимые, но и линейные эпитопы, способные индуцировать иммунный ответ.

4. Установлена локализация и охарактеризовано 5 линейных В-клеточных эпитопов белка Е2 вируса КЧС, не описанных ранее.

5. Антигенная детерминанта 834-856 а.о. белка Е2, в пределах которой с помощью МКА было локализовано 2 В-клеточных эпитопа, высококонсервативна среди различных штаммов вируса классической чумы свиней, но отличается от аналогичных участков белка Е2 других пестивирусов и может представлять интерес для разработки маркированной или субъединичной вакцины против классической чумы свиней.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Моноклональные антитела, полученные в ходе работы, специфичны к белку Е2 вируса КЧС и активно взаимодействуют с данным белком в различных иммунохимических реакциях.

2. Показана способность моноклональных антител выявлять природный белок Е2 в составе вириона вируса КЧС и конкурировать с антителами специфических сывороток крови за связывание с антигенными детерминантами белка Е2 вируса КЧС.

3. Разработан лабораторно-экспериментальный вариант диагностической тест-системы для обнаружения антигенов вируса КЧС на основе «сэндвич»-варианта ИФА, в котором в качестве специфических реагентов были использованы моноклональные антитела к нативному вирусу КЧС.

4. Установлено, что белок Е2 включает, по крайней мере, 8 иммуногенных эпитопов, из которых 5 являются линейными.

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Вирусология», Костина, Людмила Владимировна

109 ВЫВОДЫ

1. Получена коллекция из 28 гибридом, продуцирующих моноклональные антитела к белку Е2 вируса классической чумы свиней, активно взаимодействующих с рекомбинантным и нативным белком Е2 в им мунохим ических реакциях.

2. Показана возможность использования моноклональных антител, полученных к нативному вирусу классической чумы свиней, для обнаружения антигенов вируса методом «сэндвич»-варианта ИФА.

3. Установлено, что полученные моноклональные антитела направлены к 8 различным эпитопам белка Е2 вируса классической чумы свиней.

4. Установлено, что большинство полученных моноклональных антител конкурируют с поликлональными антителами к вирусу КЧС. Показано, что антигенная детерминанта 895-909 а.о. белка Е2, узнаваемая моноклональным антителом 4е12, обладает наибольшей иммуногенностью среди всех локализованных эпитопов.

5. С помощью панели МКА и синтетических пептидов картировано 5 линейных неперекрывающихся В-клеточных эпитопов, не описанных ранее. Из них два эпитопа локализованы в антигенном домене А белка Е2, а три эпитопа - в высокоскладчатой структуре данного гликопротеина.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Костина, Людмила Владимировна, 2008 год

1. Вишняков И. Ф. Диагностика классической чумы свиней // Ветеринария. 1986. - № 3. - С.27-30.

2. Вишняков И. Ф. Цыбанов С. Ж. Молекулярная диагностика пестивирусов // Вестник РАСХН. 1996. -№3. - С.70-73.

3. Вишняков И. Ф., Куриннов В. В., Яшин А. Т. и др. Иммунофлуоресцентное выявление разных штаммов вируса чумы свиней // Ветеринария. 1984. - №3. - С.34-36.

4. Вишняков И. Ф., Мищенко Н. К., Куринов В. В. и др. Классическая чума свиней // Ветеринария. — 1998. — №11. — С. 16-22.

5. Кривонос А. В., Забережный А. Д., Гребенникова Т. В. и др. Синтез и иммунохимические свойства рекомбинантного главного поверхностного гликопротеина Е2 вируса классической чумы свиней // Вопросы вирусологии. -2000.- №2 — С.29-36.

6. Крупальник В. Д., Нагасингхе С. Классическая чума свиней: лекция // М.: ФГОУ ВПО МГАВМИиБ им. К.И. Скрябина. 2006. - 32с.

7. Куриннов В. В., Вишняков И. Ф., Семенихин A. JL, Карпов Г. М. Эпизоотологические проблемы, клиническое проявление и диагностика классической чумы свиней // Актуал. вопросы вет. вирусологии. — Покров, 1995. — С.63-68.

8. Куриннов В. В., Вишняков И. Ф., Хухоров И. Ю. и др. Эпизоотологические, патогенетические и диагностические особенности классической чумы свиней // Ветеринария. — 1993. — №11-12. — С.6-12.

9. Куриннов В. В., Вишняков И. Ф., Яшин А. Т. и др. Некоторые вирусологические и флуоресцентно-серологические исследования органов и сывороток свиней, вакцинированных против КЧС // Материалы науч. конф. / ВНИИВВиМ.-Покров, 1983.-С. 111-113.

10. Малярец П. В. и др. Классическая чума свиней: Обзор литературы // Всерос. НИИ защиты животных. Отд. пат. исслед. и науч. информ. — Владимир, 1995.-58с.

11. Методические указания по лабораторной диагностике классической чумы свиней. Департамент ветеринарии, №13-4-2/809 от 30.12.96г.

12. Непоклонов Е. А. Классическая чума свиней: разработка методов лабораторной диагностики и средств специфической профилактики: Автореф. дис. д-ра биол. наук./ Ин-т вирусологии им. Д. И. Ивановского РАМН М., 2000. - 46с.

13. Непоклонов Е.А., Алипер Т.И., Ленева И. А. Применения моноклональных антител для изучения вируса классической чумы свиней // Вопросы вирусологии. 1999. - Т.44. - №2. - С.54-60.

14. Прудников С. И., Панова Н. Е., Глотова Т. И. Стационарно-неблагополучные очаги классической чумы свиней — угроза возникновения эпизоотий//Ветеринария.-2003.- №10.- С.17-22.

15. Сергеев В. А. Вирусные вакцины. Киев, 1993.

16. Сергеев В. А., Корицкая М. А., Непоклонов Е. А., Алипер Т. И. Сравнительная оценка антигенной и иммуногенной активности коммерческих живых вакцин против классической чумы свиней // С.-х. биология. Сер. Биология животных. — 2003. — №4. — С.96-98.

17. Сергеев В.А., Непоклонов Е.А., Алипер Т.И. Вакцины при классической чуме свиней // Ветеринария. 2005. - №4. - С.6-9.

18. Сергеев О. В. Пестивирусы // Вопросы вирусологии. — 1997. — Т.42.1. — С.5-10.

19. Соболев Б. Н., Поройков В. В., Оленина JI. В. и др. Компьютерное конструирование вакцин // Биомедицинская химия: научно-практический журнал. 2003. - Том 49. - №4. - С.309-332.

20. Хрипунов Е. М., Евсеева С. Д., Жестерев В. И. и др. Диагностика и профилактика классической чумы свиней у диких кабанов // Вестник охотоведения. 2004. - Т.1., №1. - С.65-69.

21. Agapov E.V., Frolov I., Lindenbach В. D. et. al. Noncytopathic Sindbis virus RNA vectors for heterologous gene expression // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.- 1998. Vol. 95. - P. 12989-12994.

22. Agapov E.V., Murray C. L., Frolov I. et. al. Uncleaved NS2-3 is required for production of infectious bovine viral diarrhea virus // J. Virol. — 2004. — Vol.78.-P.2414-2425.

23. Aoki H., Ishikawa K., Sakoda Y. et. al. Characterization of classical swine fever virus associated with defective interfering particles containing acytopathogenic subgenomic RNA isolated from wild boar // J. Vet. Med. Sci. — 2001. -Vol. 63. -P.751-758.

24. Armengol E., Wiesmuller К. H., Wienhold D. et. al. Identification of T-cell epitopes in the structural and non-structural proteins of classical swine fever vims // J. Gen. Virol. 2002. - Vol. 83. - P.551-560.

25. Avirutnan P., Malasit P., Seliger B. et. al. Dengue virus infection of human endothelial cells leads to chemokine production, complement activation and apoptosis // Journal of Immunology. 1998. - Vol.161. - P.6338-6346.

26. Barlic-Maganja D., Grom J. Highly sensitive one-tube RT-PCR and microplate hybridisation assay for the detection and for the discrimination of classical swine fever virus from other pestiviruses // J. Virol. Methods. — 2001. — Vol. 95. — P. 101-110.

27. Bauhofer O., Summerfield A., Sakoda Y. et. al. Npro of classical swine fever virus interacts with interferon regulatory factor 3 and induces its proteasomal degradation // J. Virol. 2007. - Vol. 81. - P.3087-3096.

28. Becher P., Konig M., Paton D. J., Thiel H. L. Further characterization of Border Disease Virus isolates: evidence for the more than three species within the genus pestivirus // Virology. 1995. - Vol. 209. - P.200-206.

29. Becher P., Orlich M., Shannon A. D. et. al. Phylogenetic analysis of pestiviruses from domestic and wild ruminants // J. Gen. Virol. — 1997. — Vol. 78. — P.1357-1366.

30. Behrens S. E., Grassmann C. W., Thiel H. J. et. al. Characterization of an autonomous subgenomic pestivirus RNA replicon // J. Virol. — 1998. — Vol. 72. — P.2364-2372.

31. Biagetti M., Greiser-Wilk I., Rutili D. Molecular epidemiology of classical swine fever in Italy // 2001. Vol.83. -P.205-215.

32. Borras-Cuesta F., Petit-Camurdan A., Fedon Y. Engineering of immunogenic peptides by co-linear synthesis of determinants recognized by В and T cells // European Journal of Immunology. — 1987. Vol.l 7. — P.1213-1215.

33. Brocchi E. Development of a panel of anti-pestivirus monoclonal useful for virus identification and antibody assessment // Proc. Sec. Symp. on Pestiviruses. — Lion, 1992.-P.215-218.

34. Bruschke C. J., Hulst M. M., Moormann R. J. et. al. Glycoprotein of pestiviruses induces apoptosis in lymphocytes of several species // J. Virol. — 1997. — Vol.71. -P.6692-6696.

35. Caji A., Muyldermans G., Smet A. et al. Production and characterization of monoclonal antibodies against hog cholera virus (Alfort — 187 Strain) // Arch. Virol.-1993.-Vol.131.-P.185-192.

36. Campos E., Revilla C., Chamorro S. et. al. In vitro effect of classical swine fever virus on a porcine aortic endothelial cell line // Veterinary Research. — 2004. Vol. 35. - P. 625-633.

37. Canal C. W., Hotzel I., de Almeida L. L. et. al. Differentiation of classical swine fever virus from ruminant pestiviruses by reverse transcription and polymerase chain reaction (RT-PCR) // Vet. Microbiol. 1996. - Vol. 48. - P.373-379.

38. Carbrey E. A. Diagnostic procedures // Classical Swine Fever and Related Viral Infactions, ed.by Liess B. Boston, 1988. - P.99-114.

39. Carrasco C. P., Rigden R. C., Vincent I. E. et. al. Interaction of classical swine fever virus with dendritic cells // Journal of General Virology. 2004. — Vol.85.-P.1633-1641.

40. Ceppi M., de Bruin M. G., Seuberlich T. et. al. Identification of classical swine fever virus protein E2 as a target for cytotoxic T cells by using mRNAtransfected antigen-presenting cells // Journal of General Virology. — 2005. — Vol.86.-P.2525-2534.

41. Cheville N. F., Mengeling W. L. The pathogenesis of chronic hog cholera (swine fever). Histologic, immunofluorescent, and electron microscopic studies // Laboratory Investigation. 1969. - Vol. 20. - P.261-274.

42. Chou P. Y., Fasman G. D. Prediction of the secondary strucrure of proteins from their amino acid sequence. // Adv. Enzymol. — 1978. — V. 47. — P.145-148.

43. Christmann A., Wentzel A., Meyer C. et. al. Epitope mapping and affinity purification of monospecific antibodies by Escherichia coli cell surface display of gene-derived random peptide libraries // J. Immunol. Methods. — 2001. — Vol. 257. -P.l63-173.

44. Collen Т., DiMarchi R., Doel T. R. A T cell epitope in VP1 of foot-and-mouth disease virus is immunodominant for vaccinated cattle // Journal of Immunology. 1991. - Vol.146. -P.749-755.

45. Collett M. S., Moennig V., Horzinek M. C. Recent Advances in Pestivirus Research // J. Jen. Virol. 1989. - Vol.70, part 2. - P.253-266.

46. Collett M. S., Wiskerchen M., Welniak E., Belzer S. K. Bovine viral diarrhea virus genomic organization // Arch. Virol. — 1991. Suppl. 3. — P.l9-27.

47. Cwirla S. E., Peters E. A., Barrett R. W., Dower W. J. Peptides on phage: a vast library for identifying ligands. // Proc. Natl. Acad. Sci. 1990. — Vol.87.-P.6378-6382.

48. Depner K. R., Muller A., Gruber A. et. al. Classical swine fever in wild boar (Sus scrofa) experimental infections and viral persistence // Dtsch. Tierarztl. Wochenschr. - 1995. - Vol.102. -P.381-384.

49. Devlin J. J., Panganiban L. C., Devlin P. E. Random peptide libraries: a source of specific protein binding molecules. // Science. — 1990. Vol.249. — P.404-406.

50. Dewulf J., Koenen F., Mintiens K. et. al. Analytical performance of several classical swine fever laboratory diagnostic techniques on live animals for detection of infection // J. Virol. Methods. 2004. - Vol.119. - P.137-143.

51. Diaz-de-Arce H., Nunez J. I., Ganges L. et. al. An RT-PCR assay for the specific detection of classical swine fever virus in clinical samples // Vet. Res. — 1998. Vol.29. -P.431-440.

52. Dong X. N., Chen Y., Wu Y., Chen Y. H. Candidate multi-peptide-vaccine against classical swine fever virus induced potent immunity with serological marker // Vaccine. 2005. - Vol.23. - P.3630-3633.

53. Dong X. N., Chen Y. H. Marker vaccine statagies and candidate CSFV marker vaccines // Vaccine. 2007. - Vol.25. - P.205-230.

54. Dong X. N., Chen Y. H. Strategies for mapping neutralizing epitopes: one way and two sides // Vaccine. 2006. - Vol.24. - P.4689-4691.

55. Dong X. N., Qi Y., Ying J. Candidate peptid-vaccine induced potent protection against CSFV and identified a principal sequential neutralizing determinant on E2 // Vaccine. 2006. - Vol.24. - P.426-434.

56. Dong X. N., Wei K., Liu Z. Q., Chen Y. H. Candidate peptide vaccine induced protection against classical swine fever virus // Vaccine. — 2002. — Vol.21. -P.167-173.

57. Edvards S., Moenning V., Wensvoort G. The development of an international referens panel of monoclonal antibodies for the differentiation of hog cholera virus from pestiviruses // Vet. Microbiol. — 1991. Vol.29. - P.101—108.

58. Edwards S. Survival and inactivation of classical swine fever virus // Veterinary Microbiology. 2000. - Vol.73. - P.175-181.

59. Edwards S., Fukusho A., Lefevre P.- C. et. al. Classical swine fever: the global situation // Veterinary Microbiology. 2000. - Vol.73. - P. 109-119.

60. Edwards S., Paton D. Antigenic differences among pestiviruses // Vet. Clin. North. Am. Food Anim. Pract. 1995. - Vol.11,№3. -P.563-577.

61. Edwards S., Sands J. J. Antigenic comparison of hog cholera virus isolates from Europe, America and Asia using monoclonal antibodies // Dtsch. Tieraerztl. Wochenschr. 1990. - Vol.97. - P.78-81.

62. Edwards S., Sands J. J. Harkness J. The application of monoclonal antibody panels to characterize pestivirus isolates from ruminants in Great // Arch. Virol. 1989. - Vol.102. - P. 197-206.

63. Elbers A. R. W., Bouma A., Stegeman J. A. Quantitative assessment of clinical signs for the detection of classical swine fever outbreaks during an epidemic // Vet. Microbiol. 2002. - Vol.85. - P.323-332.

64. Elbers K., Tautz N., Becher P. et. al. Processing in the pestivirus E2-NS2 region: identification of proteins p7 and E2p7 // J. Virol. — 1996. Vol.70. — P.4131-4135.

65. Engelman D. M., Steitz T. A., Goldman A. // Annu. Rev. Biophys. Chem. 1986. - Vol.15. - P.321-353.

66. Fenton A., Entrican G., Herring J. A., Nettleton P.F. An ELISA for detecting pestivirus antigen in the blood of sheep persistently infected with border desis virus. // J. Virol. Meth. 1990. - Vol.27. - P.253-260.

67. Fenton A., Nettleton P. F., Entrican G. et. al. Identification of cattle infected with bovine virus diarrhoea virus using a monoclonal antibody capture ELISA // Arch. Virol. Suppl. 1991. - Vol 3. - P.169-174.

68. Fletcher S. P., Jackson R. J. Pestivirus internal ribosome entry site (IRES) structure and function: elements in the 5" nontranslated region important for IRES function // J. Virol. 2002. - Vol.76. - P.5024-5033

69. Floegel-Niesmann G. Classical swine fever (CSF) marker vaccine. Trial III. Evaluation of discriminatory ELISAs // Vet. Microbiol. 2001. - Vol.83. -P.121-36.

70. Floegel-Niesmann G. Marker vaccines and companion diagnostic tests for classical swine fever//Dev. Biol. (Basel). -2003. Vol.114. -P.185-191.

71. Floegel-Niesmann G., Bunzenthal C., Fischer S., Moennig V. Virulence of recent and former classical swine fever virus isolates evaluated by their clinical and pathological signs // J. Vet. Med. 2003. - Vol.50. - P.214-220.

72. Francki R. I. В., Fauquet С. M., Knudson D. L., Brown F. Classification and nomenclature of viruses // Fifth Report of the Intenational Committee on Taxonomy of viruses: Wien & New York, 1991.

73. Fritzemeier J., Teuffert J., Greiser-Wilke I. et. al. Epidemiology of classical swine fever in Germany in the 1990s // Vet. Microbiol. 2000. — Vol.77. — P.29-41.

74. Gamier J., Osguthorpe D. J., Robson B. Analysis of the accuracy and implications of simple methods for predicting the secondary structure of globular proteins. // J. Mol. Biol. 1978. - Vol.120, №1. - P.97-120.

75. Gay В., Chappuis G. Coulibaly C. et. al. Comparative analysis of monoclonal antibodies against pestiviruses: report of an international workshop // Vrt. Microbiol. 1989. - Vol.20. - P.123-129.

76. Geysen H. M., Rodda S. J., Mason T. J. et.al. Strategies for epitope analysis using peptide synthesis. // J. Immunol. Methods. — 1987. — Vol.102. — P.259-274.

77. Gil L. H., Ansari I. H., Vassilev V. et. al. The amino-terminal domain of bovine viral diarrhea virus Npro protein is necessary for alpha/beta interferon antagonism // J. Virol. 2006. - Vol.80. - P.900-911.

78. Grassmann C. W., Isken O., Tautz N., Behrens S. E. Genetic analysis of the pestivirus nonstructural coding region: defects in the NS5A unit can be complemented in trans // J. Virol. 2001. - Vol.75. - P.7791-7802.

79. Greiser-Wilke I., Blome S., Moennig V. Diagnostic methods for detection of Classical swine fever virus-—Status quo and new developments // Vaccine. 2007. - Vol.25. - P.5524-5530.

80. Greiser-Wilke I., Depner K., Fritzemeier J. et. al. Application of a computer program for genetic typing of classical swine fever virus isolates from Germany // J. Virol. Meth. 1998. - Vol.75. - P.141-150.

81. Grummer В., Fischer S., Depner K. et. al. Replication of classical swine fever virus strains and isolates in different porcine cell lines // Dtsch. Tierarztl.Wochenschr. 2006. - Vol.113. -P.138-142.

82. Gu В., Liu C., Lin-Goerke J. et. al. The RNA helicase and nucleotide triphosphatase activities of the bovine viral diarrhea virus NS3 protein are essential for viral replication // J. Virol. 2001. - Vol.74. - P. 1794-1800.

83. Haegeman A., Dewulf J., Vrancken R. et. al. 2006. Characterisation of the discrepancy between PCR and virus isolation in relation to classical swine fever virus detection // J. Virol. Methods. 2006. - Vol.136. - P.44-50.

84. Harada Т., Tautz N., Thiel H. J. E2-p7 region of the bovine viral diarrhea virus polyprotein: processing and functional studies // J. Virol. — 2000. — Vol.74. — P.9498-9506.

85. Heimann M., Roman-Sosa G., Martoglio B. et. al. Core protein of pestiviruses is processed at the С terminus by signal peptide Peptidase // J. Virol. — 2006.-Vol.80.-P.1915-1921.

86. Hess R. G., Coulibaly G. O., Greiser-Wilke I. Identification of hog cholera viral isolates by use of monoclonal antibodies to pestiviruses // Ibid. — 1988. -Vol.16.-P.315-321.

87. Hilton L., Moganeradj K.5 Zhang G. et. al. The NPr0 product of bovine viral diarrhea virus inhibits DNA binding by interferon regulatory factor 3 and targets it for proteasomal degradation // J. Virol. 2006. - Vol.80. - P.l 1723-11732.

88. Hopp T. P. Protein antigen conformation: folding patterns and predictive algorithms; selection of antigenic and immunogenic peptides // Ann. Sclavo. Collana. Monogr. 1984. - Vol.1, №2 -P.47-60.

89. Hopp T. P., Woods K. R. Prediction of protein antigenic determinants from amino acid sequences. // Proc. Natl. Acad. Sci. — 1981. Vol.78, №6. — P.3824-3828

90. Hulst M. M., Himes G., Newbigin E., Moormann R. J. Glycoprotein E2 of classical swine fever virus: expression in insect cells and ^identification as a ribonuclease // Virology. 1994. - Vol.200. - P.558-565.

91. Hulst M. M., Moormann R. J. Inhibition of pestivirus infection in cell culture by envelope proteins E(rns) and E2 of classical swine fever virus: E(rns) and E2 interact with different receptors // J. Gen. Virol. 1997. - Vol.78. - P.2779-2787.

92. Hulst M. M., Panoto F. E., Hooekmann A. et. al. Inactivation of the RNase activity of glycoprotein Erns of classical swine fever virus results in a cytopathogenic virus // J. Virol. 1998. - Vol.72. - P.151-157.

93. Hulst M. M.,Westra D. F.,Wensvoort G., Moormann R. J. Glycoprotein El of hog cholera virus expressed in insect cells protects swine from hog cholera // J. Virol. 1993. - Vol.67. - P.5435-5442.

94. Isken О., Grassman С. W., Yu H., Behrens S.-E. Complex signals in the genomic 3' nontranslated region of bovine viral diarrhea virus coordinate translation and replication of the viral RNA // RNA. 2004. - Vol.10. - P.1637-1652.

95. Jemersic L., Greiser-Wilke I., Barlic-Maganja D. et. al. Genetic typing of recent classical swine fever virus isolates from Croatia // Vet. Microbiol. — 2003. — Vol.96. -P.25-33.

96. Konig M., Lengsfeld Т., Pauly T. et. al. Classical swine fever virus: Independent induction of protective immunity by two structural glycoproteins // J. Virol. 1995. - Vol.69. - P.6479-6486.

97. Kaden V., Hanel A., Renner C., Gossger K. Oral immunisation of wild boar against classical swine fever in Baden—W'urttemberg: development of the seroprevalences based on the hunting bag // Eur. J.Wildl. Res. — 2005. — Vol.51. — P.101-107.

98. Kaden V., Heyne H., Kiupel H., Letz W., Kern В., Lemmer U., et al. Oral immunisation of wild boar against classical swine fever: concluding analysis of the recent field trials in Germany // Berl. Munch. Tierarztl. Wschr. 2002. - Vol.115.1. P.179-185.

99. Kamolsiriprichaiporn S., Hooper P. Т., Morrissy C. J., Westbury H. A. A comparison of the pathogenicity of two strains of hog cholera virus. 1. Clinical and pathological studies // Aust. Vet. J. 1992. - Vol.69. - P.240-244.

100. Kamolsiriprichaiporn S., Morrissy C. J., Westbury H. A. A comparison of the pathogenicity of two strains of hog cholera virus. 2. Virological studies // Aust. Vet. J. 1992. - Vol.69. - P.245-248.

101. Karlus P. A., Schulze G. E. // Naturwissenshaften. 1985. - Vol.72. -P.212-223.

102. Katz J. В., Ridpath J. F., Bolin S. R. Presumptive diagnostic differentiation of hog cholera virus from bovine viral diarrhea and border disease viruses by using a cDNA nested-amplification approach // J. Clin. Microbiol. — 1993. -Vol.31.-P.565-568.

103. Kirkland P. D., Frost M. J., Finlaison D. S. et. al. Identification of a novel virus in pigs — Bungowannah virus: A possible new species of pestivirus // Virus Research. 2007. - Vol.129. - P.26-34.

104. Knoetig S. M., Summerfield A., Spagnuolo-Weaver M., Mccollough K. C. Immunopathogenesis of classical swine fever: role of monocytic cells // Immunology. 1999. - Vol.97. - P. 359-366.

105. Koenen F., Vanopdenbosch E., Wellemans G. et. al. Bovine viral diarrhea vaccination fails to protect pigs against classical swine fever challenge // Vol. Diergeneesk. Tijdschr. 1988. - Vol.57. -P.398-404.

106. Kohler G., Milstain C. Continuous cultures of fused cells secreting antibody of predefined specificity // Nature. 1976. - Vol.256. - P.495-497.

107. Kosmidou A., Ahl R., Thiel H. et. al. Differentiation of classical swine fever virus (CSFV) strains using monoclonal antibodies against structural glycoproteins // Vet. Microbiol. 1995. - Vol.47. - P.l 11-118.

108. Kosmidou A., Buttner M., Meyers G. Isolation and characterization of cytopathogenic classical swine fever virus (CSFV) // Arch. Virol. — 1998. — Vol.143. — P.1295-1309.

109. Kress J. Sensitivity of swine buffy coat culture to infection with hog cholera virus // Am. J. Vet. Res. 1976. - Vol.37, № 11. - P. 1315-1318.

110. Kummerer В. M., Tautz N., Becher P. et. al. The genetic basis for cytopathogenicity of pestiviruses // Vet. Microbiol. 2000. - Vol.77. - P.l 17-128.

111. Kyhse-Andersen J. Electroblotting of multiple gels: a simple apparatus without buffer tank for rapid transfer of proteins from polyacrylamide to nitrocellulose // J. Biochem. Biophys. Methods. 1984. - Vol.l0. -P.203-209.

112. Kyte I., Doolittle R. F. A simple method for displaying the hydropathic character of a protein. // J. Mol. Biol. 1982. - Vol.157. - P.105-132.

113. La Rocca S. A., Herbert R. J., Crooke H. et. al. Loss of interferon regulatory factor 3 in cells infected with classical swine fever virus involves the N-terminal protease, Npro // J. Virol. 2005. - Vol.79. - P.7239-7247.

114. Lackner Т., Muller A., Pankraz A. et. al. Temporal modulation of an autoprotease is crucial for replication and pathogenicity of an RNA virus // J. Virol. -2004.-Vol.78.-P.10765-10775.

115. Lackner Т., Thiel H. J., Tautz N. Dissection of a viral autoprotease elucidates a function of a cellular chaperone in proteolysis // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.-2006.-Vol.103.-P.1510-1515.

116. Laddomada A. Incidence and control of classical swine fever in European wild boar // J. Gen. Virol. 2000. - Vol.77. - P.1311-1321.

117. Laemmli U. K. Cleavage of structural proteins during the assambly of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970. - Vol.227. - P.680-685.

118. Laevens H., Koenen F., Deluyker H., de Kraif A. Experimental infection of slaughter pigs with classical swine fever virus: transmission of the virus, course of the disease and antibody response // Veterinary Record. — 1999. — Vol.145. — P.243-248.

119. Langedijk J. P. Translocation activity of C-terminal domain of Pestivirus Erns and ribotoxin L3 loop // J. Biol. Chem. 2002. - Vol.277. - P.5308-5314

120. Laude H., Gelfi J. Diagnostic serologique de la peste porcine classique utilisation d'une souche cytolytique pour la recherche des anticorps neutralisants en microplaque // Ann. Rech. Vet. 1980. - Vol.3. - P.313-319.

121. Launais M., Aynaud J. M., Corthier G. Hog cholera virus: active immunization of piglets with the Thiverval strain in the presence and absence of colostral passive immunity // Vet. Microbiol. 1978. — Vol.3. - P.31-43.

122. Lee В., Richards F.M. The interpretation of protein structures: estimation of static accessibility // J. Mol. Biol. 1971. - Vol.55. - P.379-400.

123. Liess B. Courses of hog cholera virus infection // Regional biotechnology workshop on diagnosis of classical swine fever: Pulawy. — 1994. — P.l-6.

124. Liess B. Persistent infections of hog cholera: a review // Preventive Vetrinary Medicine. 1984. - Vol.2. - P.l09-113.

125. Liess B. Virus persistence a key phenomenon of BVD virus infection // Deutsche Tiera Erztliche Wochenschrift. 1988. - Vol.95. - P.264-266.

126. Liess В., Roder В., Eife K. et. al. Studies on European hog cholera. 5. Discovery of latent infection in piglet producing farms in three villages of Northwest // Berl. Munch. Tierarztl. Wschr. 1975. - Vol.88. - P.397-409.

127. Lin M., Trottier E., Pasick J., Sabara M. Identification of antigenic regions of the Erns protein for pig antibodies elicited during classical swine fever virus infection // J. Biochem. 2004. - Vol.136. - P.795-804.

128. Lindenbach B. D., Rice C.M. Flaviviridae: the viruses and their replication. // In: Knipe D.M., Howley P.M., Griffin D.E. et. al. (Eds.), Fields Virology. Lippincott Williams and Wilkins, Philadelphia 2001. - P.991-1041.

129. Liu L., Widen F., Baule C., Belak S. A one-step, gel-based RT-PCR assay with comparable performance to real-time RT-PCR for detection of classical swine fever virus // J. Virol. Methods. 2007. - Vol.139. - P.203-207.

130. Liu S. Т., Li S. N., Wang D. C. et al. Rapid detection of hog cholera virus in tissues by the polymerase chain reaction // J. Virol. Meth. 1991. — Vol.35. -P.227-236.

131. LoeffenW. Evaluation of five commercially available CSF-ELISA kits. Report on the annual meeting of National Swine Fever Laboratories, Grange European Commission, Brussels; 2005, P. 143.

132. Lowings J. P., Paton D. J., Sands J. J. et. al. Classical swine fever: genetic detection and analysis of differences between vims isolates // J. Gen. Virol. — 1994. Vol.75. - P.3461-3468.

133. Lowings P., Ibata G., de Mia G. M. et. al. Classical swine fever in Sadinia: epidemiology of recent outbreaks // Epidemiology and Infection. — 1999. — Vol.122.-P.553-559.

134. McGoldrick A., Lowings J. P., Ibata G. et. al. A novel approach to the detection of classical swine fever virus by RT-PCR with a fluorogenic probe (TaqMan) // J. Virol. Methods. 1998. - Vol.72. - P. 125-135.

135. McKinney M. M., Parkinson A. A simple, non-chromatographic procedure to purify immunoglobulins from serum and ascites fluid // J. Immunol. Methods. 1987. - Vol.96. -P.271-278.

136. Mengeling W. L., Packer R. A. Pathogenesis of chronic hog cholera: host response // American Journal of Veterinary Research. — 1966. — Vol.30. — P.409-417.

137. Merrifield R. B. The automatic synthesis of proteins // Sci. Am. — 1968. -Vol.218.-P.56-62.

138. Meyer D., Hofmann M. A., Tratschin J. D. Attenuation of classical swine fever virus by deletion of the viral N(pro) gene // Vaccine. — 2004. — Vol.22. — P.317-328.

139. Meyers G., Saalmuller A., Buttner M. Mutation abrogating the RNase activity in glycoprotein Erns of the pestivirus classical swine fever virus lead to virus attenuation // J. Virol. 1999. - Vol.73. - P.l0224-10234.

140. Meyers G., Thiel H.-J. Cytopatogenicity of Classical Swine Fever Virus Caused by Defective Interfering Paticles // Journal of Virology. — 1995. — Vol.69. — P.3683-3689.

141. Meyers G., Thiel H.-J. Molecular characterization of pestiviruses // Adv. Virus Res. 1996. - Vol.47. - P.53-118.

142. Mittelholzer C., Moser C., Tratschin J. D., Hofmann M. A. Analysis of classical swine fever virus replication kinetics allows differentiation of highly virulent from avirulent strains // Vet. Microbiol. 2000. - Vol.74. - P.293-308.

143. Moennig V. Introduction to classical swine fever: virus, disease and control policy // Vet. Microbiol. 2000. - Vol.73. - P.93-102.

144. Moennig V. The hog cholera virus // Сотр. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 1992. - Vol.15. - P. 189-201.

145. Moennig V., Floegel-Niesmann G., Greiser-Wilke I. Clinical signs and epidemiology of classical swine fever: a review of new knowledge // Vet. J. — 2003. — Vol.165.-P.l 1-20.

146. Moennig V., Plagemann P. G. W. The pestiviruses // Advances in Virus Research. 1992. - Vol.41. - P.53-98.

147. Monielli M., Cerino A., Beiiotri V. et al. Immunology and pathogenesis of HCV infection // Res. Virol. 1993. - Vol.144. - P.269-274.

148. Moormann R. J. M., Bouma A., Kramps J. A. et. al. Development of a classical swine fever subunit marker vaccine and companion diagnostic test // Vet. Microbiol. 2000. - Vol.73. - P.209-219.

149. Moser C., Ruggli N., Tratschin J. D., Hofmann M. A. Detection of antibodies against classical swine fever virus in swine sera by indirect ELISA using recombinant envelope glycoprotein E2 // Vet. Microbiol. — 1996. Vol.51. — P.41-53.

150. Moser С., Stettler P., Tratschin J. D., Hofmann M. A. Cytopathogenic and noncytopathogenlc RNA replicons of classical swine fever virus // J. Virol. — 1999. Vol.73. - P. 7787-7794.

151. Moulin Herve R., Seuberlich Т., Bauhofer O. et. al. Nonstructural proteins NS2-3 and NS4A of classical swine fever virus: Essential features for infectious particle formation // Virology. 2007. - Vol.365. - P.376-389.

152. Mullen L. M., Nair S. P., Ward J. M. et. al. Phage display in the study of infectious diseases // TRENDS in Microbiology. 2006. - Vol.14, №3. - P. 141-147.

153. Narita M., Kawashima K., Kimura K. et. al. Comparative immunohistopathology in pigs infected with highly virulent or less virulent strains of hog cholera virus // Veterinary Pathology. 2000. - Vol.37. - P.402 - 408.

154. Narita M., Kawashima K., Shimizu M. Viral antigen and В and T lymphocytes in lymphoid tissues of gnotobiotic piglets infected with hog cholera virus // Journal of Comparative Pathology. 1996. - Vol.114. - P.257-263.

155. Nishimori Т., Yamada S., Chimizu M. Production of monoclonal antibodies against classical swine fever virus and their use for antigenic characterization of Japanese isolates // J. Vet. Sci. 1996. - Vol.58. - P.707-710.

156. Pankraz A., Thiel H.-J., Becher P. Essential and nonessential elements in the 3' nontranslated region of bovine viral diarrhea virus // J. Virol. — 2005. — Vol.79. -P.9119-9127.

157. Paton D. J., Greiser-Wilke I. Classical swine fever — an update // Research in Veterinary Science. 2003. - Vol.75. - P.169-178.

158. Paton D. J., Lowings J. P., Barret A. D. T. Epitope mapping of the gp53 envelope protein of bovine viral diarrhea virus // Virology. — 1992. — Vol.190. — P.763-772.

159. Paton D. J., Mcgoldrick A., Greiser-Wilke L. et. al. Genetic typing of classical swine fever virus // Veterinary Microbiology. — 2000. — Vol.73. — P. 137157.

160. Paton D. J., Simpson V., Done S. H. Infection of pigs and cattle with bovine viral diarrhea virus on a farm in England // Vet. Rec. — 1994. — Vol.131. -P.185-188.

161. Paton D. Pesivirus diversity // J. Сотр. Pathol. 1995. - Vol.112. -P.215-236.

162. Pauly Т., Elbers K., Konig M. et. al. Classical swine fever virus-specific cytotoxic T lymphocytes and identification of a T cell epitope // Journal of General Virology. 1995. - Vol.76. - P.3039-3049.

163. Pauly Т., Konig M., Thiel H.-J., Saalmuller A. Infection with classical swine fever virus: effects on phenotype and immune responsiveness of porcine T lymphocytes // Journal of General Virology. 1998. - Vol. 79. - P.31-40.

164. Pejsak Z. L. A., Truszczynski M. Application of a blocking enzyme-linked immunosorbent assay for serological monitoring of hog cholera (classical swine fever) in Poland // Rev. Sci. Tech. 1993. - Vol.12. - P.879-885.

165. Pellequer J.-L., Westhof E., van Regenmortel M. H. V. Peptide antigens. A practical approach, IRL PRESS, Oxford University Press, Oxford, New York, Tokyo, 1994. -P.7-25.

166. Peng W. P., Xia Z. H., Hou Q. et. al. Differences in glycosylation of the E2 protein between virulent Shimen strain and avirulent C-strain of classical swine fever virus // Bing Du Xue Bao. 2007. - Vol.23. - P.389-393.

167. Piriou L., Chevallier,S., Hutet E. et. al. Humoral and cell-mediated immune responses of d/d histocompatible pigs against classical swine fever (CSF) virus // Veterinary Research. 2003. - Vol.34. - P.389-404.

168. Plant I. W. Immunological relationship between Border disease, mucosal disease and swine fever // Vet. Rec. 1973. - Vol.92. - P.80-87.

169. Pratelli A., Martella V., Cirone F. et. al. Genomic characterization of pestiviruses isolated from lambs and kids in Southern Italy // J. Virol. Meth. — 2001. — Vol.94.-P.81-85.

170. Precausta P., Kato F., Brun A. Swine fever. Immunisation of piglets // Сотр. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 1983. - Vol.6. -P.281-289.

171. Qiu H., Shen R., Tong G. The lapinized Chinese strain vaccine against classical swine fever virus: a retrospective review spanning half a century // Agricultural Science in China. 2006. - Vol.5. - P.l-14.

172. Qu L., McMullan L. K., Rice С. M. Isolation and characterization of noncytopathic pestivirus mutants reveals a role for nonstructural protein NS4B in viral cytopathogenicity // J. Virol. 2001. - Vol.75. - P. 10651-10662.

173. Rau H., Revets H., Balmelli C. et. al. Immunological properties of recombinant classical swine fever vims NS3 protein in vitro and in vivo // Veterinary Research. 2006. - Vol.37. - P. 155-168.

174. Reed К. E., Gorbalenya A. E., Rice С. M. The NS5A/NS5 proteins of vimses from three genera of the family Flaviviridae are phosphorylated by associated serine/threonine kinases // J. Virol. 1998. - Vol.72. - P.6199-6206.

175. Reimann I., Depner K., Trapp S., Beer M. An avimlent chimeric Pestivims with altered cell tropism protects pigs against lethal infection with classical swine fever vims // Virology. 2004. - Vol.322. - P.143-157.

176. RIsatti G. R., Borca M. V., Kutish G. F. et. al. The E2 glycoprotein of classical swine fever virus is a vimlence determinant in swine // J. Virol. — 2005. — Vol.79.-P.3787-3796.

177. Risatti G. R., Holinka L. G., Carrillo C. et. al. Identification of a novel virulence determinant within the E2 structural glycoprotein of classical swine fever virus // Virology. 2006. - Vol.355. - P.94-101.

178. Risatti G. R., Holinka L. G., Lu Z. Mutation of El glycoprotein of classical swine fever virus affect viral virulence in swine // Virology. — 2005. — Vol.343.-P.l 16-127.

179. Risatti G. R., Holinka L. G., Sainz I. F. et. al. Mutations in the carboxyl terminal region of E2 glycoprotein of classical swine fever virus are responsible for viral attenuation in swine // Virology. 2007. - Vol.364. - P.371-382.

180. Rodriguez A., Saiz J. C., Novella I. S. et. al. Antigenic specificity of porcine T cell response against foot-and mouth disease virus structural proteins: identification of T helper epitopes in VP1 // Virology. 1994. - Vol.205. -P.24-33.

181. Roehe P. M., Woodward M. J. Polymerase chain reaction amplification of segments of pestivirus genomes // Arch. Virol. — 1991. — Suppl.3. — P.231—238.

182. Rumenapf Т., Stark R., Heimann M., Thiel H.-J. N-terminal protease of pestiviruses: identification of putative catalytic residues by site-directed mutagenesis // J. Virol. 1998. - Vol.72. - P.2544-2547.

183. Rumenapf Т., Unger G., Strauss J. H., Thiel H.-J. Processing of the envelope glycoproteins of pestiviruses // J. Virol. — 1993. — Vol.67. — P.3288-3294.

184. Ruggli N., Bird B.H., Liu L. et. al. Npro of classical swine fever virus is an antagonist of double-stranded RNA-mediated apoptosis and IFN-alpha/beta induction // Virology. 2005. - Vol.340. -P.265-276.

185. Ruggli N., Tratschin J. D., Schweizer M. et. al. Classical swine fever virus interferes with cellular antiviral defense: evidence for a novel function of Npro // J. Virol. 2003. - Vol.77. - P.7645-7654.

186. Rumenapf Т., Stark, R., Meyers G., Thiel H.-J. Structural proteins of hog cholera virus expressed by vaccinia virus: further characterization and induction of protective immunity // Journal of Virology. — 1991. — Vol.65. — P.589-597.

187. Sanchez-Cordon P. J., Romero-Trevejo J. L., Pedrera M. et. al. The Role of В Cells in the Immune Response to Pestivirus (Classical Swine Fever Virus) // J. Сотр. Path. 2006. - Vol.135. - P. 32-41.

188. Sandvik Т., Paton D. J., Lowings J. P. Detection and identification of ruminant and porcine pestiviruses by nested amplification of 5 untranslated cDNA regions // J. Virol. Methods. - 1997. - Vol.64. - P.43-46.

189. Saunders G. C. Development and Evaluated of an Enzyme-Labeled Antibody Test for the Rapid Detection og Hog Cholera Antibodies // Am. J. Vet. Res. 1976.-Vol.38, № 1. — P.21-25.

190. Schneider R., Unger G., Stark R. et. al. Identification of a structural glycoprotein of an RNA virus as a ribonuclease // Science. — 1993. — Vol.261. — P.l 169-1171.

191. Scott J. K., Smith G. P. Searching for peptide ligands with an epitope library // Science. 1990. - Vol.249. - P.386-390.

192. Shannon A. D., Richards S. G., Kirkland P. D., Moyle A. An antigen-capture ELISA detects pestivirus antigens in blood and tissues of immunotolerant carrier cattle // J. Virol. Meth. 1991. - Vol.34. - P.233-248.

193. Sidhu S. S., Koide S. Phage display for engineering and analyzing protein interaction interfaces // Curr. Opin. Struct. Biol. — 2007. — Vol.17, №4. — P.481-487.

194. Stadejek Т., Vilcek S., Lowings J. P. et. al. Genetic heterogeneity of classical swine fever virus in Central Europe // Virus Res. — 1997. — Vol.52. — P. 195204.

195. Stark R., Meyers G., Rumenapf Т., Thiel H.-J. Processing of Pestivirus polyprotein: cleavage site between autoprotease and nucleocapsid protein of classical swine fever virus // J. Virol. 1993. - Vol.67. - P.7088-7095.

196. Steffens S., Thiel H.-J., Behrens S. E. The RNA-dependent RNA polymerases of different members of the family Flaviviridae exhibit similar properties in vitro // J. Gen. Virol. 1999. - Vol.80. - P.2583-2590.

197. Stegeman A., Elbers A. R., Bouma A. et. al. Transmission of classical swine fever virus within herds during the 1997-1998 epidemic in The Netherlands // Preventative Veterinary Medicine. 1999. - Vol.42. - P.201-218.

198. Stegeman A., Elbers A. R., Smak J., de Jong M. C. Quantification of the transmission of classical swine fever virus between herds during the 1997-1998 epidemic in The Netherlands // Veterinary Microbiology. 1999. — Vol.42. — P.219 -234.

199. Summerfield A., Hofmann M. A., Mccullough К. C. Low density blood granulocytic cells induced during classical swine fever are targets for virus infection // Veterinary Immunology and Immunopathology. — 1998. — Vol.63. — P.289-301.

200. Summerfield A., Knoetig S. M., McCullough К. C. Lymphocyte apoptosis during classical swine fever: implication of activationinduced cell death // Journal of Virology. 1998. - Vol.72. -P.1853-1861.

201. Summerfield A., Knoetig S. M., Tschudin R., McCullough К. C. Pathogenesis of granulocytopenia and bone marrow atrophy during classical swine fever involves apoptosis and necrosis of uninfected cells // Virology. — 2000. -Vol.272.-P.50-60.

202. Summerfield A., Mcneilly F., Walker I. et. al. Depletion of CD4+ and CD8h,gh+ T-cells before the onset of viraemia during classical swine fever // Veterinary Immunology and Immunopathology. — 2001. — Vol.78. — P.3-19.

203. Summerfield A., Zingle K., Inumaru S., McCullough К. C. Induction of apoptosis in bone marrow neutrophil-lineage cells by classical swine fever virus // Journal of General Virology. -2001. Vol.82. -P.1309-1318.

204. Susa M., Konig M., Saalmuller A. et. al. Pathogenesis of classical swine fever: B-lymphocyte deficiency caused by hog cholera virus // Journal of Virology. -1992.-Vol.66.-P.l 171-1175.

205. Tamura J. К., Warrener P., Collett M. S. RNA-stimulated NTPase activity associated with the p80 protein of the pestivirus bovine viral diarrhea virus // Virology. 1993. -Vol.193. -P.l-10.

206. Tautz N., Elbers K., Stoll D. et. al. Serine protease of pestiviruses: determination of cleavage sites // J. Virol. 1997. - Vol.71. - P.5415-5422.

207. Tautz N., Kaiser A., Thiel H. NS3 serine protease of bovine viral diarrhea virus: characterization of active site residues, NS4A cofactor domain, and protease-cofactor interactions // Virology. 2000. - Vol. 273. - P. 351-363.

208. Terpstra C. Epizootiology of hog cholera. // In: Liess B. (Ed.), Classical Swine Fever and Related Infections. Martinus Nijhoff, Boston, Dordrecht, Lancaster, 1988. — P.201-216.

209. Terpstra C.,Woortmeyer R., Barteling S. J. Development and properties of a cell culture produced vaccine for hog cholera based on the Chinese strain // Dtsch. Tierarztl. Wochenschr. 1990. - Vol.97. -P.77-79.

210. Thiel H.-J., Plagemann P. G. W., Moennig V. Pestiviruses / In: Fields B.N., Knipe D.M., Howley P.M., et al. (Eds.) // Fields Virology, third ed. Lippincott-Raven Publishers, Philadelphia, New York. 1996. - Chapter 33. - P. 1059-1073.

211. Thiel H.-J., Stark R., Weiland E. et. al. Hog cholera virus: molecular composition of virions from a Pestivirus // J. Virol. — 1991. Vol.65. — P.4705-4712.

212. Tjissen P. Practical and theory of enzyme immunoassay // Laboratory Techniques in biochemistry and molecular biology. — 1985. — P.280-294.

213. Tratschin J. D., Moser C., Ruggli N., Hofmann M. A. Classical swine fever virus leader proteinase Npro is not required for viral replication in cell culture // J. Virol. 1998. - Vol.72. -P.7681-7684.

214. Vandeputte J, Chappuis G. Classical swine fever: the European experience and a guide for infected areas // Rev. Sci. Tech. — 1999. — Vol.18, №3. — P.638-647.

215. Vannier P., Plateau E., Tillon J. P. Congenital tremor in pigs farrowed from sows given hog cholera virus during pregnancy // American Journal of Veterinary Research. 1981. - Vol.42. - P. 135-13 7.

216. Vengust G., Grom J., Bidovec A., Kramer M. Monitoring of classical swine fever in wild boar (Sus scrofa) in Slovenia // J. Vet. Med. B. 2006. — Vol.53. — P.247-249.

217. Vilcek S., Nettlaton P. F. Pestiviruses in wild animal // J. Vet. Microbiol. -2006.-Vol.116.-P.l-12.

218. Wang Z., Nie Y., Wang P. et. al. Characterization of classical swine fever virus entry by using pseudotyped viruses: El and E2 are sufficient to mediate viral entry // Virology. 2004. - Vol.330. - P.332-341.

219. Warrener P., Collett M. S. Pestivirus NS3 (p80) protein possesses RNA helicase activity // J. Virol. 1995. - Vol.69. - P. 1720-1726.

220. Weiland E. A., Ahl R., Stark R., Weiland F. A second envelope glycoprotein mediates neutralization of a pestivirus, hog cholera virus // J. Virol. — 1992. Vol.66. -P.3677-3682.

221. Weiland E., Stark R., Haas B. et. al. Pestivirus glycoprotein which induces neutralizing antibodies forms part of a disulfide-linked heterodimer // J. Virol. 1990. - Vol.64. - P.3563-3569.

222. Weiland F., Weiland E., Unger G. et. al. Localization of pestiviral envelope proteins Erns and E2 at the cell surface and on isolated particles 11 J. Gen. Virol. 1999. - Vol.80. - P.l 157-1165.

223. Welling G. W., Weijer W. J., van der Zee R., Welling-Wester S. Prediction of sequential antigenic regions in proteins. // FEBS Lett. — 1985. — Vol.188, №2. -P.215-218.

224. Wensvoort G. et al. Production of monoclonal antibodies against swine fever virus and their use in laboratory diagnosis // Vet. Microbiol. — 1986. — Vol.12. — P.101-108.

225. Wensvoort G. Topographical and functional mapping of epitopes on hog cholera virus with monoclonal antibodies // J. Gen. Virol. 1989. - Vol.70. — P.2865-2876.

226. Wensvoort G., Bloemraad M., Terpstra C. An enzyme immunoassay employing monoclonal antibodies and detecting specifically antibodies to classical swine fever virus // Vet. Microbiol. 1988. - Vol.17. - P.129-40.

227. Wensvoort G., Boonstra J., Bodzinga B. G. Immunoaffinity purification and characterization of the envelope El of hog cholera virus // J. Gen. Virol. — 1990. -Vol.71.-P.531-540.

228. Wensvoort G., Terpstra C., De Kluyver E. P. et. al. Antigenic differentiation of pestivirus strains with monoclonal antibodies against hog cholera virus 11 Vet. Microbiol. 1989. - Vol.21. - P.9-20.

229. Westwood О. M. R., Hay F. C. Epitope mapping: A practical approach, Oxford University Press, Oxford, 2001. P.302.

230. Windisch J. M., Schneider R., Stark R. et. al. RNase of classical swine fever virus: biochemical characterization and inhibition by virus neutralizing monoclonal antibodies // J. Virol. 1996. - Vol.70. - P.352-358.

231. Wirz В., Tratschin J. D., Mueller H. K., Mitchell D. B. Detection of hog cholera virus and differentiation from other pestiviruses by polymerase chain reaction // J. Clin. Microbiol. 1993. - Vol.31. - P.l 148-1154.

232. Wiskerchen M., Belzer S. K., Collett M. S. Pestivirus gene expression: the first protein product of the bovine viral diarrhea virus large open reading frame, p20, possesses proteolytic activity // J. Virol. 1991. - Vol.65. - P.4508-4514.

233. Xia Y., Chen L., Pan Z., Zhang C. A Novel Role of Classical Swine Fever Virus Erns Glycoprotein in Counteracting the Newcastle Disease Virus (NDV)-mediated IFN-p Induction // Journal of Biochemistry and Molecular Biology.- 2007. Vol.40. - P.611 -616.

234. Xiao M., Chen J., Li B. RNA-dependent RNA polymerase activity of classical swine fever virus NS5B protein expressed in natural host cells // Acta Virol.- 2003. Vol.47. - P.79-85.

235. Xiao M., Gao J., Wang W. et. al. Specific interaction between the classical swine fever virus NS5B protein and viral genome // Eur. J. Biochem. — 2004. Vol.271. - P.3888-3896.

236. Yang Z., Delgado R., Xu L. et. al. Distinct cellular interactions of secreted and transmembrane Ebola virus glycoproteins // Science. — 1998. — Vol.279.- P.983-984.

237. Yu H., Grassman C. W., Behrens S.-E. Sequence and structural elements at the 3" terminus of bovine viral diarrhea virus genomic RNA: functional roleduring RNA replication // J. Virol. 1999. - Vol.73. - P.3638-3648.

238. Yu M., Wang L. F., Shiell B. J. et. al. Fine mapping of a C-terminal linear epitope highly conserved among the major envelope glycoprotein E2 (gp51 to gp54) of different pestiviruses // Virology. 1996. - Vol.222. - P.289-292.

239. Zhang F., Yu M., Weiland E. et. al. Characterization of epitopes for neutralizing monoclonal antibodies to classical swine fever virus E2 Mid Erns using phage-displayed random peptide library // Arch. Virol. 2006. - Vol.151. — P.37-54.