Электронно-зондовой микроанализ концентрации элементов (Na,Cl,K) в мышечной клетке изолированного сердца при гипоксической деэнергизации тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Погорелова, Валентина Николаевна

• Погорелова, Валентина Николаевна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Погорелова, Валентина Николаевна

ВВЕДЕНИЕ 3

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 11

Ионные механизмы компенсации ¿токсического ацидоза и 11-19 лактоза

Деэнергизация, гликолиз и гликогенолиз в гипоксических 19-23 условиях

Молекулярно-генетические нарушения при гипоксии 23

ПРОТОКОЛЫ, МЕТОДЫ И ОБЪЕКТЫ ЭКСПЕРИМЕНТА 26

Протоколы перфузии изолированного сердца крысы \Vistar 26

• Проточная нормоксическая перфузия изолированного сердца.

• Проточная гипоксическая перфузия изолированного сердца. 26

• Введение вещества на фоне проточной перфузии. 29 Методы измерения интегративных характеристик 30

• Измерение амплитуды и частоты сокращения изолированного 30-31 сердца.

• Измерение концентрации лактата в пробах постперфузионной 31-32 жидкости.

Электронно-зондовый микроанализ 32

• Подготовка лиофилизированных криосрезов 32

• Параметры электронно-зондового микроанализа 33

• Расчет концентрации элементов 34-35 РЕЗУЛЬТАТЫ 36-42 ОБСУЖДЕНИЕ 43-75 Стандартизация условий экспериментальной гипоксии и 43-54 анализа

• Количественный электронно-зондовый микроанализ. 43

• Деэнергизация кардиомиоцита, моделируемая в условиях 46-54 гипоксической перфузии (без глюкозы) изолированного сердца.

Изменение концентрации элементов (Иа, С1, К) в мышечной 55-74 клетке изолированного сердца при гипоксии

• Анализ изменения Иа/К баланса в мышечной клетке 55-62 изолированного сердца при гипоксии.

• Анализ изменения концентрации хлора в мышечной клетке 62-67 изолированного сердца при гипоксии.

• Анализ изменения в мышечной клетке концентрации рубидия- 67-75 маркера потока внеклеточного калия в миоцит.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Электронно-зондовой микроанализ концентрации элементов (Na,Cl,K) в мышечной клетке изолированного сердца при гипоксической деэнергизации»

Актуальность темы

Возможность коррекции гипоксических изменений предполагает обратимый переход мышечной клетки в новое физиологическое состояние. В частности, предполагается, что наличие сдвигов в активности специфичных механизмов ионного транспорта позволяет миоциту переживать гипоксию. Для такого предположения есть основания, если исходить из того, что жизнь возникла и длительное время развивалась в среде с низким содержанием кислорода. В этот период эволюции возникли и закрепились механизмы адаптации клетки к гипоксическим условиям.

В какой степени эволюционно-обусловленные перестройки ионтранспортирующих систем способны проявить себя в современных условиях представляется одной из интригующих проблем миологии (Booth et al., 2002). При условии, что такие древние механизмы сохранились, они могут актвизироваться в экстремальных физиологических ситуациях и при патологических состояниях, для которых характерно понижение уровня кислорода в ткани. Известно, что быстрые и выраженные проявления гипоксии обусловлены деэнергизацией кардиомиоцита, которая сопровождается уменьшением концентрации АТФ в цитозоле и накоплением в нем протонов и анионов лактата (Allen, Orchard, 1987). К "спящим" механизмам, которые в гипоксических условиях непосредственно реагируют на снижение энергетического статуса миоцита можно отнести модификацию Na/K-АТФазы

Pogorelov et al., 1999; Rodríguez et al., 2002) и систему пассивного транспорта калия: АТФ-зависимый калиевый канал (Noma, 1983); Na -зависимый калиевый канал (Kameyama et al., 1984; Niu, Meech, 2000); кислород- зависимый калиевый канал: Ко2 (Conforti et al., 2000). Условия работы всего энергозависимого комплекса, ответственного за транспорт ионов калия при гипоксии, рассмотрены ранее (Silverman, Stern, 1994; Pierce, Czubryt, 1995; Погорелов и др., 2002; Погорелов и др., 2003).

В гипоксических условиях активизируются также и процессы, чья активность направлена на компенсацию гипоксического ацидоза и лактоза. В их ряду: Na+-H+ обмен (Lazdunsky et al., 1985; Karmazyn et al., 1999); Na+-HC03 симпорт (Camilion de Hurtado et al., 1995; Korichneva et al., 1995; Camilion de Hurtado et al., 1996a); СГ-ОН" обмен и CI -H+симпорт (Hun, Vaughan-Jones,

1997); СГ-НСО3 обмен (Linn et al., 1995); 2Cl"/Na+/K+ симпорт (Ramasamy et al., - +

2001); К -С1 симпорт (Case, 1972); Lact -H симпорт (Leeks, Halestrap, 1978); Lact'-K+ симпорт (Kleber, 1983; Kleber, 1984; Lindinger et al., 1996); Lact'-СГ и Lact" -НС03" обмен (Halestrap, McGivan, 1979).

Перечисленные выше системы адаптации кардиомиоцита к гипоксической деэнергизации включают перенос протонов и ионов натрия, калия и хлора через цитоплазматическую мембрану, что приводит к изменению ионного гомеостаза клетки. Изменение баланса основных внутриклеточных элементов (К, Na, С1) не только описывает интегративную активность систем компенсации гипоксической деэнергизации, но и индуцирует молекулярно-генетические изменения в мышечной клетке сердца. Поэтому для понимания механизмов, лежащих в основе адаптации кардиомиоцита к условиям гипоксии, актуальным является анализ изменения во времени концентрации натрия, хлора и калия на фоне нарастающей деэнергизации.

В настоящее время хорошо отработана методика измерения внутриклеточного pH (Camilion de Hurtado et al., 1995; Camilion de Hurtado et al., 1996; Schafer et al., 2000). Однако не ясно, в какой степени гипоксический ацидоз и лактоз связаны с изменением баланса основных цитоплазматических ионов (Na, С1, К); не понятно соотношение активного и пассивного транспорта калия в системе адаптации миоцита к гипоксии. Прямого ответа на поставленные вопросы не было получено из-за отсутствия адекватного метода определения концентрации элементов (Na, С1, К) в отдельной морфологически идентифицированной клетке в ткани. Решение данной проблемы стало возможным после развития электронно-зондового микроанализа (Goldstein et al., 1992) и криогенных методов подготовки срезов ткани для электронной микроскопии (Echlin, 1992; Warley, 1997). Указанные подходы позволили разработать прямой метод измерения концентрации натрия, хлора и калия в цитоплазме мышечной клетки в ткани сердца ex vivo (Pogorelov et al., 1991).

Обзор литературы (Van Emous et al., 1998; Barmashenko et al., 1999; Kupriyanov et al., 1999; Clausen, Overgaard, 2000; Senatorov et al., 2000; Kometiani et al., 2001; Van Emous et al., 2001; Despa et al., 2002) и собственные данные

Погорелов, Мазай, 1990; Pogorelov et al., 1999; Погорелов и др., 2000; Pogorelov et al., 2001a; Pogorelov et al., 2001b; Погорелов и др., 2002; Погорелов и др.,

2003) указывают на то, что при гипоксии возникает два мощных » разнонаправленных потока калия. Выход катиона К из клетки обусловлен активацией специфичных для гипоксических условий калиевых каналов, а вход - Ыа/К-АТФазой. В результате активного и пассивного транспорта суммарная концентрация калия в клетке может меняться незначительно. Как разделить эти два потока и оценить активность Na/K-АТФазы? Один из способов решения данной проблемы состоит в том, чтобы добавить в перфузирующий раствор рубидий, который рассматривается как физиологический аналог калия (Allis et al., 1989; Van Winkly, Compione, 1991. Saubermann et al., 1992; Cross et al., 1995; Kupriyanov 1995; 1996; 1999; Pogorelov et al., 2001a; 2001b). При этом увеличение концентрации рубидия в клетке маркирует поток калия из внеклеточного пространства в миоцит через Na/K-АТФазу. Цель исследований

В связи с изложенным, цель работы заключалась в изучении изменения во времени концентрации натрия, калия и хлора в кардиомиоцитах с помощью электронно-зондового микроанализа при гипоксической деэнергизации изолированного сердца.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие основные задачи:

1. Разработать экспериментальную модель гипоксической деэнергизации кардиомиоцитов при перфузии изолированного сердца.

2. Посредством контроля параметров сократительной функции сердца (частота и амплитуда сокращения) и анаэробного гликолиза (изменение концентрации лактата в постперфузионной жидкости) стандартизировать условия экспериментальной гипоксической деэнергизации.

3. Методом электронно-зондового микроанализа измерить концентрации натрия, хлора и калия в мышечной клетке сердца в разные периоды гипоксической деэнергизации.

4. Определить значение эмпирического коэффициента КА для рубидия в уравнении, которое применяется при расчете внутриклеточной концентрации элементов по интенсивности их характеристического рентгеновского излучения.

5. В разные периоды гипоксической деэнергизации сердца измерить внутриклеточную концентрацию рубидия, используемого в физиологических экспериментах в качестве аналога калия, для анализа соотношения активного и пассивного транспорта калия в кардиомиоцитах.

Научная новизна

Методом электронно-зондового микроанализа показано, что при гипоксической деэнергизации изменение баланса основных элементов (К, N3,

С1) в цитоплазме мышечной клетки протекает в три фазы. Во временной динамике эти изменения последовательно соответствуют начальной фазе нарастающей деэнергизации, которая затем переходит в электро-механическое разобщение функции сердца с последующей фазой глобальной деэнергизации.

В первой фазе гипоксической деэнергизации обнаружено явление разнонапраленного транспорта калия из миоцита и хлора в клетку, что, по-видимому, сопряжено с активацией систем выхода лактат-аниона в межклеточное пространство для компенсации гипоксического лактоза.

В отличие от сложившихся представлений о физиологической идентичности катионов К и Шэ+ экспериментально установлено, что рубидий не выходит из мышечной клетки сердца посредством пассивного транспорта.

Впервые выявлено, что наличие рубидия во внеклеточном пространстве ингибирует специфические калиевые каналы, которые активизируются в условиях гипоксии. Практическая значимость

Разработана экспериментальная модель, позволяющая создавать контролируемую глубокую гипоксическую деэнергизацию на изолированном сердце крысы в условиях проточной перфузии. На основе разработанной экспериментальной модели гипоксической деэнергизации предложен метод доклинического (на животных) изучения специфической активности кардиотропных препаратов.

Разработан метод количественного электронно-зондового микроанализа концентрации рубидия в миоцитах на лиофилизированных криосрезах папиллярной мышцы сердца.

Апробация работы

Основные результаты диссертационной работы были представлены на международных конференциях: 12 ICXOM (Cracow, 1989), "Low temperature microscopy and microanalysis" (Cambridge, 1990), 12th Pfefferkorn Conference "The Science of Biological Microanalysis" (Cambridge, 1993),"MICRO 96" (London, 1996), "CRYO 97" (York, 1997), "Scanning 97" (California, 1997), "Biological Motility: modern methods for studying" (Pushchino, 1998), "Heart disease - new trends in research, diagnosis and treatment" (Washington, 1999), "Electron probe microanalysis today-practical aspects" (Trest, 2000), "Modern developments and applications in microbeam analysis" (Tampere, 2001), "Biological motility: new trends in research" (Pushchino, 2001), а так же на Всероссийских конференциях :"Прикладные аспекты исследований скелетных, сердечных и гладких мышц" (Пущино, 1996), "Гипоксия: механизмы, адаптация и коррекция" (Москва, 1997; 2002), "Профилактическая кардиология" (Москва, 2000), "Митохондрии, клетки и активные формы кислорода" (Пущино, 2000), "От современной фундаментальной биологии к новым наукоемким технологиям" (Пущино, 2002), "Рентгеновская оптика-2003" (Н.-Новгород, 2003), "II Всероссийский съезд токсикологов" (Москва, 2003). Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания протоколов, методов и объекта эксперимента, изложения полученных результатов и их обсуждения, заключения, выводов и списка цитируемой

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Погорелова, Валентина Николаевна

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Анализ литературных данных и результатов собственных исследований показывает, что регистрируемые при гипоксической деэнергизации изменения внутриклеточного баланса элементов (ЪГа, С1, К) являются результом интегративной работы активного транспорта и системы анти- и симпортов ионов. В условиях гипоксической деэнергизации вход калия в клетку посредством Ыа/К-АТФазы маскируется более интенсивным выходом иона К через комплекс калиевых каналов.

По критерию внутриклеточного баланса ионов (Ыа , С1, К ) и интегративных характеристик работы сердца для гипоксической деэнергизации наблюдается три выраженных во времени фазы. Начальная фаза проходит на фоне нарастающей деэнергизации клетки и активизации механизмов транспорта ионов, направленных на компенсацию ацидоза и лактоза. Для второй фазы характерно состояние электро-механического разобщения функции сердца, которое сопровождается прекращением сокращения на фоне активной Ыа/К-АТФазы. На заключительной фазе глобальной деэнергизации наблюдается резкое и значительное уменьшение градиента (Ыа, С1, К) на мембране кардиомиоцита, что свидетельствует об ингибировании Ыа/К-АТФазы.

Рубидий, который в физиологических экспериментах традиционно используется как аналог калия, входит в мышечную клетку изолированного сердца посредством Ма/К-АТФазы. При этом в условиях гипоксической + деэнергизации катион Шэ , в отличие от К , не выходит из кардиомиоцита. Более того, присутствие рубидия во внеклеточном пространстве блокирует индуцированный гипоксической деэнергизацией выход калия из кардиомиоцита.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Погорелова, Валентина Николаевна, 2004 год

1. Allen TJ, Hardin CD., 2000. Influence of glycogen storage on vascular smooth muscle metabolism. Am J Physiol., 278 : HI993-2002.

2. Allis JL., Snaith CD., Seymour AML., Radda GK., 1989.87Rb NMR studies of the rerfised rat heart. FEBS Lett., 242: 215-217.

3. Alvarez BV, Fujinaga J, Casey JR., 2001. Molecular basis for angiotensin II-induced increase of chloride/bicarbonate exchange in the myocardium. Circ Res., 89: 1246-253.

4. Bahinski A, Nakao M, Gadsby DC., 1988. Potassium translocation by the Na/K pump is voltage insensitive. PNAS, 85: 3412-3416.

5. Bauza G, Le Moyec L, Eugene M., 1995. pH regulation during ischaemia-reperfusion of isolated rat hearts, and metabolic effects of 2,3-butanedione monoxime. J Mol Cell Cardiol., 27: 1703-1713.

6. Beauloye C, Bertrand L, Krause U, Marsin AS, Dresselaers T, Vanstapel F,

7. Vanoverschelde JL, Hue L., 2001. No-flow ischemia inhibits insulin signaling inheart by decreasing intracellular pH. Circ Res., 88: 513-519.

8. Behmanesh S, Kempski O., 2000. Mechanisms of endothelial cell swelling fromlactacidosis studied in vitro. Am J Physiol., 279: HI512-1517.

9. Bergmeyer G., 1974. Methods of enzymatic analysis. 3: 1475-1479.

10. Bernatova I, Pechanova O, Babal P, Kysela S, Stvrtina S, Andriantsitohaina R.,2002. Wine polyphenols improve cardiovascular remodeling and vascular functionin NO-deficient hypertension. Am J Physiol Heart., 282: H942-948.

11. Bielen FY, Bosteels S, Verdonck F., 1990. Consequences of CO2 acidosis fortransmembrane Na+ transport and membrane current in rabbit cardiac Purkinjefobres. J. Physiol., 427: 325-345.

12. Booth FW, Chakravarthy MV, Spangenburg EE., 2002. Exercise and gene expression: physiological regulation of the human genome through physical activity. J Physiol., 543: 399-411.

13. Camilion de Hurtado MC, Perez NG, Cingolani HE., 1995. An electrogenic sodium-bicarbonate cotransport in the regulation of myocardial intracellular pH. J Mol Cell Cardiol., 27: 231-242.

14. Camilion de Hurtado MC, Alvarez BV, Perez NG, Cingolani HE., 1996. Role of an electrogenic Na(+)-HC03- cotransport in determining myocardial pHi after an increase in heart rate. Circ Res.,79: 698-704.

15. Case R.B., 1972. Ion alterations during myocardial ischemia. Cardiology, 56: 245262.

16. Clement S, Chaponnier C, Gabbiani G., 1999. A subpopulation of cardiomyocytes expressing alpha-skeletal actin is identified by a specific polyclonal antibody. Circ Res., 85:51-58.

17. Close L.A., Bowman P.S., Paul R.J., 1994. Reoxygenation-induced relaxation of coronary arteries: a novel endothelium-dependent mechanism. Circul. Res., 74: 870-881.

18. Cross HR, Clarke K, Opie LH, Radda GK., 1995b. Is lactate-induced myocardial ischaemic injury mediated by decreased pH or increased intracellular lactate?. J Mol Cell Cardiol., 27: 1369-1381

19. Cross HR, Opie LH, Radda GK, Clarke K., 1996. Is a high glycogen content beneficial or detrimental to the ischemic rat heart? A controversy resolved. Circ Res.,78: 482-491.

20. Doenst T., Taegtmeyer H., 1999. Ischemia-stimulated Glucose Uptake Does Not Require Catecholamines in Rat Heart. J Mol Cell Cardiol., 31: 435-443.

21. Dorge A, Rick R, Gehring K, Thurau K., 1978. Preparation of freeze-dried cryosections for quantitative X-ray microanalysis of electrolytes in biological soft tissues. Pflugers Arch., 373: 85-97.

22. Duan D, Fermini B, Nattel S., 1995. Alpha-adrenergic control of volume-regulated CI- currents in rabbit atrial myocytes. Characterization of a novel ionic regulatory mechanism. Circ Res., 77: 379-393.

23. Duan D, Ye L, Britton F, Horowitz B, Hume JR., 2000. A novel anionic inward rectifier in native cardiac myocytes. Circ Res., 86: 63-71.

24. Echlin P. Low-temperature microscopy and analysis. New York: Plenum Press, 1992. Egert S., Nguyen N., Schwaiger M., 1999. Myocardial Glucose Transporter GLUT1: Translocation Induced by Insulin and Ischemia. J Mol Cell Cardiol., 31: 1337-1344.

25. Eisner D.A., Lederer W.J., 1985. Na-Ca exchange: stoichimetry and electrogenicity. Am. J. Physiol., 248: C189-C202.

26. Emerson GG, Segal SS., 2000. Electrical coupling between endothelial cells and smooth muscle cells in hamster feed arteries: role in vasomotor control. Circ Res., 87: 474-479.

27. Endoh M., 2001. Acidic pH-induced Contractile Dysfunction via Downstream Mechanism: Identification of pH-sensitive Domain in Troponin I. J Mol Cell Cardiol., 33: 1297-1300.

28. Eng S., Maddaford T.G., Kardami E., Pierce G.N., 1998. Protection Against Myocardial Ischemic/Reperfiision Injury by Inhibitors of Two Separate Pathways of Na+Entry. J Mol Cell Cardiol., 30: 829-835.

29. Flatman PW, Creanor J., 1999. Stimulation of Na+-K+-2C1- cotransport by arsenite in ferret erythrocytes. J Physiol., 519: 143-152.

30. Foy RA, Shimizu S, Paul RJ., 1997. The effects of hypoxia on pHi in porcine coronary artery endothelium and smooth muscle. A novel method for measurements in endothelial cells in situ. Circ Res., 80: 21-27.

31. Frobert O, Mikkelsen EO, Bagger JP, Gravholt CH., 2002. Measurement of interstitial lactate during hypoxia-induced dilatation in isolated pressurised porcine coronary arteries. J Physiol., 539: 277-284.

32. Gadsmy DC, Craniefield PF., 1977. Two levels of resting potential in cardiac Purkinje fibers. J. Gen. Physiol., 70: 725-746.

33. Gadsmy DC, Craniefield PF., 1979. Electrogenic sodium extrusion in cardiac Purkinje fibers. J. Gen. Physiol., 73: 819-837.

34. Gaspardone A., Shine K.I., Seabrooke S.R., Poole-Wilson P.A., 1986. Potassium loss from rabbit myocardium during hypoxia: evidence for passive efflux, linked to anion extrusion. J. Mol. Cell. Cardiol., 18: 389-399.

35. Geukes Foppen RJ, van Mil HG, van Heukelom JS., 2002. Effects of chloride transport on bistable behaviour of the membrane potential in mouse skeletal muscle. J Physiol., 542: 181-191.

36. Gumina RJ, Auchampach J, Wang R, Buerger E, Eickmeier C, Moore J, Daemmgen J, Gross GJ., 2000. Na(+)/H(+) exchange inhibition-induced cardioprotection in dogs: effects on neutrophils versus cardiomyocytes. Am J Physiol., 279: HI 5631570.

37. Gumina RJ, Moore J, Schelling P, Beier N, Gross GJ., 2001. Na(+)/H(+) exchange inhibition prevents endothelial dysfunction after I/R injury. Am J Physiol., 281: H1260-1266.

38. Halestrap A.P., McGivan J.D., 1979. Measurement of membrane transport phenomena. In: Techniques in metabolic research (eds. Kornberg H.L., Metcalfe

39. J.C., Northcote D.H., Pogson C.I., Tipton K.F.), Amsterdam. Elsevier/North Holland, B206: 1-23.

40. Hardin CD, Roberts TM., 1997. Differential regulation of glucose and glycogen metabolism in vascular smooth muscle by exogenous substrates. J Mol Cell Cardiol., 29: 1207-1216.

41. Harrison S.N., Du X-J, Arthur J. F., Woodcock E. A., 2000. Activation of the Na+/H+ Exchanger is Required for Reperfusion-induced Ins(l,4,5)P3Generation. J Mol Cell Cardiol., 32: 1851-1858.

42. Heusch G., Schulz R., 1996a. Myocardial hibernation: adaptation to ischemia. Eur. Heart J., 17: 824-828.

43. Heusch G., Schulz R., 1996b. Hibernating myocardium: a review. J Mol Cell Cardiol, 28: 2359-2372.

44. Hu Q, Xia Y, Corda S, Zweier JL, Ziegelstein RC., 1998. Hydrogen peroxide decreases pHi in human aortic endothelial cells by inhibiting Na+/H+ exchange. Circ Res., 83: 644-651.

45. Hue L., Beauloye C., Marsin A.-S., Bertrand L., Horman S., Rider M. H., 2002. Insulin and Ischemia Stimulate Glycolysis by Acting on the Same Targets Through Different and Opposing Signaling Pathways. J of Mol Cell Cardiol., 34: 1091— 1097.

46. Jackson DC., 2002. Hibernating without oxygen: physiological adaptations of the painted turtle. J Physiol., 543: 731-737.

47. Jagger JE, Bateman RM, Ellsworth ML, Ellis CG., 2001. Role of erythrocyte in regulating local 02 delivery mediated by hemoglobin oxygenation. Am J Physiol., 280: H2833-2839.

48. Kameyama M., Kakei M., Sato R., Shibasaki T., Matsuda H., Irisawa H., 1984. Intracellular Na+ activates a K+ channel in mammalian cardiac cells. Nature, 309: 354-356.

49. Karmazyn M, Gan XT, Humphreys RA, Yoshida H, Kusumoto K., 1999. The myocardial Na(+)-H(+) exchange: structure, regulation, and its role in heart disease. Circ Res, 85: 777-786.

50. Kemppainen J, Fujimoto T, Kalliokoski KK, Viljanen T, Nuutila P, Knuuti J., 2002. Myocardial and skeletal muscle glucose uptake during exercise in humans. J Physiol., 2002; 542: 403-412.

51. Kerkhof CJ, Van Der Linden PJ, Sipkema P., 2002. Role of myocardium and endothelium in coronary vascular smooth muscle responses to hypoxia. Am J Physiol., 282: H1296-1303.

52. King LM, Opie LH., 1996. Does preconditioning act by glycogen depletion in the isolated rat heart? J Mol Cell Cardiol., 28: 2305-2321.

53. Kleber A.G., 1983. Resting membrane potential, extracellular potassium activity, and intracellular sodium activity during acute global ischemia in perfused guinea pig hearts. Circ. Res., 52: 442-450.

54. Kleber A.G., 1984. Extracellular potassium accumulation in acute myocardial ischaemia. J. Mol.Cell.Cardiol., 16: 389-394.

55. Kolocassides KG, Galinanes M, Hearse DJ., 1996. Ischemic preconditioning, cardioplegia or both? Differing approaches to myocardial and vascular protection. J Mol Cell Cardiol., 28: 623-634.

56. Kometiani P, Askari A, Liu J, Xie Z, Askari FK., 2001. Downregulation of cardiac myocyte Na(+)-K(+)-ATPase by adenovirus-mediated expression of an alpha-subunit fragment. Am J Physiol., 280: H1415-1421.

57. Kupriyanov V. V., Yang L., Deslauriers R., 1996. Cytoplasmic phosphates in Na-K balance in KCN-poisined rat heart: a 87Rb, 23Naand 3IP NMR study. Am J Physiol., 39: H1303-1311.

58. Kupriyanov V. V., Xiang B., Kuzio B., Deslauriers R., 1999a. PH regulation of K+ efflux from myocytes in isolated rat hearts: 87Rb, 7Li and 31P NMR studies. Am J Physiol., 46: H279-289.

59. Kupriyanov V. V., Xiang B., Kuzio B., Deslauriers R., 1999b. The Effects of Low■4* • 87

60. Flow Ischemia on K Fluxes in Isolated Rat Hearts Assessed by Rb NMR. J Mol Cell Cardiol., 31: 817-826.

61. Kusumoto K, Haist JV, Karmazyn M., 2001. Na(+)/H(+) exchange inhibition reduces hypertrophy and heart failure after myocardial infarction in rats. Am J Physiol., 280: H738-745.

62. McFalls EO, Murad B, Liow JS, Gannon MC, Haspel HC, Lange A, Marx D,

63. Sikora J, Ward HB., 2002. Glucose uptake and glycogen levels are increased in pigheart after repetitive ischemia. Am J Physiol. 282: H205-210.

64. Mcnulty PH; Sinusas AJ; Shi CQX; Dione D; Young LH; Cline GC; Shulman GI.,1996. Glucose-metabolism distal to a critical coronary stenosis in a canine model oflow-flow myocardial-ischemia. J of clinical investigation, 98: 62-69.

65. Meyer JW, Flagella M, Sutliff RL, Lorenz JN, Nieman ML, Weber CS, Paul RJ,

66. Shull GE., 2002. Decreased blood pressure and vascular smooth muscle tone inmice lacking basolateral Na(+)-K(+)-2Cl(-) cotransporter. Am J Physiol., 2002;283: H1846-1855.

67. Michea L, Irribarra V, Goecke I A, Marusic ET., 2001. Reduced Na-K pump but increased Na-K-2C1 cotransporter in aorta of streptozotocin-induced diabetic rat. Am J Physiol., 280: H851-858.

68. Ning X-H, Childs K.F., Boiling S.F., 1996. Glucose level and myocardial recovery after warm arrest. Ann. Thorac. Surg., 62: 1825-1829.

69. Niu XW, Meech RW., 2000. Potassium inhibition of sodium-activated potassium (K(Na)) channels in guinea-pig ventricular myocytes. J Physiol., 526: 81-90.

70. Noma A., 1983. ATP-regulated K channels in cardiac muscle. Nature, 305: 147148.

71. Page E., Storm S.R., 1965. J. Gen. Physiol., 48: 957-163.

72. Pan HL, Longhurst JC, Eisenach JC, Chen SR., 1999. Role of protons in activation of cardiac sympathetic C-fibre afferents during ischaemia in cats. J Physiol., 518: 857-866.

73. Pogorelov A.G., Allachverdov B.L., 1984. Microprobe quantitation procedure that calculates concentrations of chemical elenments in soft biological tissue sections. Micron and Microsc. Acta, 15: 177-180.

74. Pogorelov AG., 1987. Quantitation procedure for calculating the sensitivity of X-ray microanalysis of biological thin sections. Micron Microsc. Acta, 18: 159-163.

75. Pogorelov A., Allachverdov B., Burovina I., Mazay G., Pogorelova V., 1991. Study of potassium deficiency in cardiac muscle: quantitative X-ray microanalysis and cryotechniques. J. of Microscopy/Oxford, 12: 24-38.

76. Pogorelov A., Demin I., Pogorelova V., Khrenova E., 2001b. Assay of potassiumactive transport in myocell of isolated heart during cardiac ischaemia. In:»"Biological motility: new trends in research" (Pushchino), 115-117.

77. Poole R.S., Halestrap A.P., 1993. Transport of lactate and other monocarboxylatesacross mammaliam plasma membrane. Am.J. of Physiol., 264: C761-C782.

78. Ramasamy R, Hwang YC, Whang J, Bergmann SR., 2001a. Protection of ischemichearts by high glucose is mediated, in part, by GLUT-4. Am J Physiol., 281: H290297.

79. Ramasamy R, Payne JA, Whang J, Bergmann SR, Schaefer S., 2001b. Protection of ischemic myocardium in diabetics by inhibition of electroneutral Na+-K+-2C1-cotransporter. Am J Physiol., 281: H515-522.

80. Reimer K., Steenbergen Ch., Jennings R., 1985. Isolated cardiac myocytes: is their response to injury relevant to understanding of ischemic injury, in vivo? Laboratory Investigation, 53: 369-372.

81. Richter EA, Derave W, Wojtaszewski JF., 2001. Glucose, exercise and insulin: emerging concepts. J Physiol., 535: 313-322.

82. Rodriguez B, Ferrero JM Jr, Trenor B., 2002. Mechanistic investigation of extracellular K+ accumulation during acute myocardial ischemia: a simulation study. Am J Physiol., 283: H490-500.

83. Roomans GM, Seveus LA., 1977. Preparation of thin cryosectioned standards for quantitative microprobe analysis. J.submicrosc. Cytol., 9: 31-35.

84. Saubermann AJ., Castiglia СМ., Foster MC., 1992. Prefential uptake of rubidium from extracellular space by glial cells compared to neurons in leech ganglia. Brain Research, 577: 64-72.

85. Schaefer S, Prussel E, Carr LJ., 1995. Requirement of glycolytic substrate for metabolic recovery during moderate low flow ischemia. J Mol Cell Cardiol., 27: 101-109.

86. Schafer C, Ladilov YV, Siegmund B, Piper HM., 2000. Importance of bicarbonate transport for protection of cardiomyocytes against reoxygenation injury. Am J Physiol., 278: H1457-1463.

87. Siczkowski M, Davies JE, Ng LL., 1995. Na(+)-H+ exchanger isoform 1 phosphorylation in normal Wistar-Kyoto and spontaneously hypertensive rats.Circ Res., 76: 825-831.

88. Silverman H.S., Stern M.D., 1994. Ionic basis of ischaemic cardiac injury: insights from cellular studies. Cardiovasc. Res., 28: 581-597.

89. Symons JD, Schaefer S., Na(+)/H(+) exchange subtype 1 inhibition reduces endothelial dysfunction in vessels from stunned myocardium. Am J Physiol., 2001; 281: H1575-1582.