Электрохимическое определение метаболической активности бактериальных и дрожжевых клеток и разработка микробных биосенсоров тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Хлупова, Мария Евгеньевна

• Хлупова, Мария Евгеньевна
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Хлупова, Мария Евгеньевна

Оглавление

Введение

Список сокращений

Глава 1. Литературный Обзор

1.1. Электрохимические реакции клеток

1.2. Электрохимические методы 9 1.2.1. Исторический обзор

1.2.1.1. Импедансометрия

1.2.1.2. Потенциометрия

1.2.1.3. Технология топливных ячеек

1.2.1.4. Циклическая вольтамперометрия (ЦВ)

1.2.1.5. Амперометрия 15 1.2.1 .Биосенсоры как перспектива использования электрохимических методов анализа 16 в микробиологических исследованиях и в аналитической химии

1.2.2.1. Биосенсоры для детекции микроорганизмов по продуктам метаболизма

1.2.2.2. Иммунобиосенсоры для детекции микроорганизмов

1.2.2.3. Геносенсоры для детекции микроорганизмов

1.2.2.4. Микробные биосенсоры для количественного определения различных 20 соединений. Биосенсоры для определения формальдегида (ФА)

1.2.2.5. Новые шаги в развитии технологии биосенсоров

1.3. Переход в покоящееся состояние — стратегия выживания. Мониторинг 23 физиологического состояния бактерий в стрессовых условиях

1.3.1. Перестройка метаболизма клеток в стрессовых условиях роста. Регуляция 23 изменений метаболизма системой «quorum sensing»

1.3.2. Покоящиеся формы микроорганизмов - формы неспорулирущих бактерий

1.3.3. Mycobacterium smegmatis - модель для исследования покоящихся форм рода 26 Mycobacterium

1.3.4. Методы определения покоящихся форм бактерий

1.3.4.1. Стандартные микробиологические методы подсчета микроорганизмов 28 (DVC)

1.3.4.2. Технология окрашивания с помощью флуоресцентных красителей 28 (также в сочетании с технологией "flowcytometry")

1.3.4.3. Методы молекулярной биологии (RT-PCR, RT-SDA, FISH, NASBA, DEP) 30 1.3.5. Определение латентных патогенных бактерий. Проблема лечения 30 антибиотиками латентной формы туберкулеза

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Реактивы

2.2. Объекты исследования

2.3. Выращивание бактериальных культур

2.4. Расчет концентрации бактерий и дрожжей

2.5. Контроль бактериального роста

2.6. Фильтрация микроорганизмов

2.7. Микроскопический анализ клеток

2.8. Электрохимический анализ клеток

2.8.1. Амперометрический метод определения количества клеток и уровня метаболической активности по величине тока, генерируемого клетками на электроде, прижатом к слою сконцентрированных на микробиологическом фильтре клеток, в присутствии редокс медиатора

2.8.2. Амперометрический метод с использованием платинового электрода, изготовленного техникой трафаретной печати

2.8.3. Определение скорости потребления кислорода клетками 42 Глава 3. Результаты и обсуждение

3.1. Электрохимический метод. Разработка метода

3.1.1. Быстрота исполнения метода

3.1.2. Сохранение интактности клеток при электрохимических измерениях. Подбор прикладываемых потенциалов

3.1.3. Подбор медиатора для электрохимического анализа уровня метаболической активности клеток

3.1.4. Оценка доли электронного потока, отводимого из биологической цепи,

для проведения электрохимического анализа

3.1.5. Роль экзогенных и эндогенных субстратов в поддержании уровня метаболической активности клеток. Влияние состава среды на величину тока

3.1.6. Зависимость величины генерируемого тока от количества бактерий, осажденных на фильтре

3.2. Схемы медиаторного переноса электронов с элементов ЭТЦ клеток на электрод

3.2.1. Схемы медиаторного переноса электронов для прокариотических клеток

3.2.2. Схема медиаторного переноса электронов для эукариотических клеток

3.3. Динамика роста и перехода бактерийМусоЬас1епит зтедтайз в стационарную фазу при культивировании в благоприятных условиях и в покоящееся состояние при культивировании в неблагоприятных условиях

3.3.1. Дифференциальное уравнение скорости роста популяции клеток и его решение. Применение методов математической статистики для описания экспериментальных данных

3.3.2. Динамика изменений метаболической активности бактерий, колониеобразующей способности, оптической плотности суспензии клеток и дыхательной активности. Анализ параметров кривых, сигмоидных и экспоненциальных кривых роста и спада, их физический и биологический смысл

3.3.3. Определение концентрации и удельной метаболической активности клеток

3.3.4. Анализ электрохимической и дыхательной активностей, отнесенных к единице оптической плотности (ОБбоо)

3.3.5. Микроскопический анализ покоящихся форм бактерий

3.3.6. Определение количества покоящихся форм бактерий комбинированным методом, сочетающим определение электрохимической активности и колониеобразующих единиц (КОЕ)

3.3.7. Преимущества электрохимических методов анализа покоящегося состояния бактерий перед другими современными методами

3.4. Анализ действия противотуберкулезного антибиотика рифампицина на метаболическую и пролиферативную активность бактерий М. хте^айз с помощью разработанного амперометрического метода

3.5. Биосенсоры для определения формальдегида с использованием

иммобилизованных дрожжевых клеток Натепи1а ро1утогрка

3.5.1. Макет кислородного биосенсора для определения концентраций ФА с использованием пермеабилизованных дрожжевых клеток

3.5.2. Биосенсор для определения формальдегида в присутствие редокс-медиатора 2,6-ДФИ с использованием интактных дрожжевых клеток Н. ро1утогрка КСА-33

3.5.3. Сохранение КАО(Ф)Н-дегидрогеназной активности в пермеабилизованных дрожжевых клетках

3.5.4. Зависимость метаболической активности интактных клеток дрожжей Н. ро1утогрка от культуральной среды

Заключение

Выводы

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Электрохимическое определение метаболической активности бактериальных и дрожжевых клеток и разработка микробных биосенсоров»

Введение

Быстрое детектирование микроорганизмов, растительных и животных клеток, а также определение их количества и уровня жизнедеятельности является важной задачей для медицинской практики и биотехнологии. Особого внимания заслуживает проблема быстрого детектирования патогенных микроорганизмов при распространении эпидемий, в том числе с появлением угрозы биологического терроризма. Опасность представляют некультивируемые, латентные формы патогенных микроорганизмов, которые способны восстанавливаться и переходить в активное состояние в организме хозяина. Например, покоящиеся клетки Mycobacterium tuberculosis, которые являются, как полагают многие авторы, причиной латентного туберкулеза, до сих пор не были изолированы из тканей хозяина, так как их количество в инфицированных органах или тканях, может быть крайне мало.

Немаловажной проблемой для медицинской практики является необходимость в первичном скрининге антибактериальных препаратов, действующих как на активные, так и на покоящиеся формы патогенных микроорганизмов. Для биотехнологии актуальной остается проблема быстрого селективного анализа малых концентраций агрессивных токсичных соединений.

Для решения этих проблем требуются простые и доступные экспресс методы. Таковыми являются электрохимические методы анализа, основанные на уникальном свойстве живых клеток, содержащих интактную электронтранспортную цепь (ЭТЦ), обмениваться электронами с электродом в присутствии или отсутствии редокс медиаторов. В связи с этим, была сформулирована следующая цель работы.

Цель исследования. Разработать новый вариант амперометрического метода для быстрого определения уровня метаболической активности клеток с целью оценки физиологического состояния клеток при переходе в покоящееся состояние и при воздействии антибиотиков, а также для количественного анализа химически агрессивных соединений с использованием микробных биосенсоров.

Были поставлены следующие задачи:

1. Найти оптимальные условия для наиболее эффективного проведения электрохимического анализа метаболической активности бактерий, позволяющие сохранить интактность клеток в течение всего эксперимента.

2. Установить различия механизмов реакции переноса электронов с компонентов ЭТЦ клеток на электрод в присутствии редокс медиатора для прокариотических и эукариотических клеток.

3. Исследовать динамику перехода МусоЪас1епит хте^ргаНя в стационарную фазу и покоящееся состояние, используя параллельно методы: электрохимический метод, подсчет колоний, измерение оптической плотности, измерение интенсивности дыхания клеток по поглощению кислорода.

4. Изучить действие противотуберкулезного антибиотика рифампицина на метаболическую активность и колониеобразующую способность М. зтецтайз при введении на разных стадиях роста.

5. Разработать макеты электрохимического биосенсора для определения малых концентраций химически агрессивного соединения формальдегида с использованием пермеабилизованных и интактных дрожжевых клеток Натепи1а ро1утогрка.

Список сокращений

АО - алкогольоксидаза

ЭТЦ - электронтранспортная цепь

ЦПМ - цитоплазматическая мембрана

ЦБ - циклическая вольтамперометрия

КОЕ - колониеобразующие единицы

ОБбоо - оптическая плотность при длине волны 600 нм

ФДГ - формальдегиддегидрогеназа

2,6- ДФИ - 2,6- дихлорофенолиндофенол

ФА - формальдегид

Ag/AgCl - хлорсеребрянный электрод

НВЭ - нормальный водородный электрод

НКЭ - насыщенный каломельный электрод

1гоо _ ток в конце 200ой секунды

СУ-электрод - стеклоуглеродный электрод

ТП-электрод - электрод, изготовленный техникой трафаретной печати 1 - удельная электрохимическая активность, отнесенная к единице ООвоо (нА/ед ООбоо) А - удельная дыхательная активность, отнесенная к единице ООбоо (мкМ с*1/ ед ООбоо)

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Хлупова, Мария Евгеньевна

Выводы

1. Разработан новый вариант универсального амперометрического метода для быстрого определения количества клеток и анализа уровня метаболической активности микроорганизмов по величине тока, генерируемого клетками на электроде при сохранении их интактности.

2. Установлены механизмы медиаторного переноса электронов с элементов электронтранспортной цепи клеток на электрод для прокариотических и эукариотических клеток.

3. С помощью разработанного метода исследована динамика роста и образования дормантных форм. Показано, что уровень метаболической активности дормантных бактерий М. нте^тайь в ранней стационарной фазе в 10-20 раз меньше уровня активности бактерий, выращенных на оптимальной по составу среде.

4. На примере антибиотика рифампицина показана возможность использования разработанного метода для первичного скрининга антибактериальных препаратов.

5. Сконструированы макеты биосенсоров для определения формальдегида с использованием иммобилизованных интактных клеток дрожжей Натепи1а ро1утогрЪа КСА-33 и пермеабилизованных клеток мутантного штамма Натепи1а ро1утогрИа С-105. Определены биоаналитические характеристики микробных биосенсоров.

Заключение

Разработанный вариант амперометрического метода является универсальным и пригодным для анализа метаболической активности всех живых клеток - аэробов, анаэробов; растительных, животных, бактериальных, грибных; клеток, находящихся в активной и покоящейся форме, спор, а также клеточных мембран, сохранивших цепь электронного переноса. Метод также позволяет исследовать метаболическую активность клеток в элементах тканей.

Преимущество метода заключается в том, что измеряемая величина предельного тока I200 пропорциональна суммарной скорости генерации отрицательных эквивалентов и, следовательно, суммарной энергии, которая расходуется на все энергозависимые процессы в клетке. Поэтому величина тока I200 может характеризовать уровень метаболической активности клеток.

Очевидно, что те методы, в которых для определения уровня метаболической активности производится измерение скорости продукции метаболитов, белков, РНК или скорости потребления субстратов, например, кислорода, не всегда могут быть надежными источниками информации. Поскольку, например, бактериальные клетки по мере роста могут изменять программы синтеза метаболитов и потребления субстратов. Система "quorum sensing" в стационарной стадии или при переходе в покоящееся состояние существенно изменяет направления синтеза белков, значительно уменьшает потребление субстратов питания, уменьшает поглощение кислорода. Масштаб изменений синтеза отдельных метаболитов и масштаб изменений потребления отдельных субстратов никак прямо не связан с общим уровнем метаболизма, общим уровнем энергопотребления клеток (в силу природы управления процессами жизнедеятельности клетки и в том числе системой "quorum sensing").

Особый интерес представляет использование разработанного амперометрического метода для исследования динамики действия антибиотиков на аппарат энергоснабжения клеток. Целью такого исследования может быть: 1) скрининг и отбор наиболее эффективных препаратов; 2) определение оптимальных доз и поиск оптимальной последовательности лекарственных препаратов для лечения болезни, возбудители которой способны легко вырабатывать устойчивость; 3) определение препаратов, к которым возбудитель болезни устойчив.

Кроме того, метод дает возможность проводить исследование действия препаратов in vitro не только на активно функционирующие клетки, но и на покоящиеся клетки, споры, латентные формы. Возможен также скрининг препаратов индуцирующих апоптоз раковых клеток и тканей раковых опухолей.

Динамика перехода популяции бактерий М. ше%тай$ в стационарную фазу и некультивируемое состояние изучалось параллельно несколькими методами. Обнаружено, что метаболическая активность клеток, измеряемая электрохимическим методом, в начале стационарной фазы резко изменяет экспоненциальный рост на экспоненциальный спад, что характерно для порогового механизма смены физиологических процессов в клетке. Динамика изменения дыхательной активности и динамика изменения количества, образующихся колоний показывает, что здесь также проявляются аналогичные эффекты порогового механизма. В то время как рост общего количества клеток подчиняется логистическому закону.

С помощью разработанного метода выявлено, что метаболическая активность покоящихся клеток М. яте^упайх в 10 - 20 раз меньше активности нормально функционирующих клеток. Однако при содержании 107 клеток/мл измеряемые токи достаточно высоки для выполнения исследования действия антибиотиков.

Обнаружен эффект действия противотуберкулезного антибиотика рифампицина на бактерии М. яте^аНя. Препарат в концентрации 10 мМ оказывает бактериостатическое действие на бактерии, при этом сохраняется достаточно высокий уровень метаболической активности.

В аналитической практике широко применяются биосенсоры, в которых иммобилизованные на электроде живые клетки исполняют роль селективных чувствительных элементов. Современные генетически выведенные штаммы не могут удовлетворять всем тем требованиям селективности, которые необходимо иметь для конструирования биосенсора. Селективность анализа формальдегида была улучшена с применением пермеабилизованных клеток дрожжей Натепи1а ро1утогрка. В пермеабилизованных клетках отключено функционирование большинства дегидрогеназ, для действия которых необходимы коферменты, которые удаляются при пермеабилизации. Остающийся в клетках после пермеабилизации фермент алкогольоксидаза намного ограничивал круг веществ, способных окисляться. Однако сродство фермента к кислороду намного превосходило сродство к медиаторам. Поэтому необходимо было сделать выбор - либо выполнять анализ формальдегида с медиатором в анаэробных условиях, либо использовать кислородный сенсор в аэробных. Существовала ещё возможность, не добиваясь улучшения селективности анализа, использовать в биосенсоре интактные клетки с медиатором.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Хлупова, Мария Евгеньевна, 2012 год

Список литературы

1. Анучин А. М. 2010. Роль гистоноподобного белка HLP в процессе образования и реактивации покоящихся форм Mycobacterium smegmatis. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук.

2. Волошин С. А. 2005. Значение межклеточных взаимодействий у бактерий Micrococcus luteus и Rhodococcus rhodochrous для инициации роста. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук.

3. Голышевская В.И., Севастьянова Э.В., Шульгина М.В., Евгущенко Г.В., Егорова О.В. 2008. Выявление туберкулеза методом микроскопии. Учебное пособие для проведения базового курса обучения «Выявление туберкулеза методом микроскопии». -М.-Тверь: ООО «Издательство «Триада», с. 100.

4. Каравайко Г.И., Кузнецов С.И., Голомзик А.И., 1972. Роль микроорганизмов в выщелачивании металлов из руд. «Наука», Москва, с. 248.

5. Каравайко Г.И. 1989. Микроорганизмы и их роль в биогеотехнологии металлов. "Биогеотехнология металлов. Практическое руководство". Редакторы: Каравайко Г.И., Росси Дж., Агате А., Груд ев С., Авакян З.А. Центр международных проектов ГКНТ, Москва.

6. Ксенжек О.С., Петрова С.А. 1986. Электрохимические свойства обратимых биологических редокс систем. "Наука", Москва, с. 148

7. Кузнецов Б. А., Емнова Е. Е., Барабанова Н. М., Бирюзова В. И., Кострикина Н. А., Романова А. К. 1984. Биохимия. 44 (2), 230-239.

8. Мукамолова Г.В., Янг М, Келл Д.Б., Капрельянц А.С. 1999. Бактериальные феромоны и клеточное деление. Успехи биологической химиии. 39, 225 - 254.

9. Мулюкин A.JL, Сорокин В.В., Лойко Н.Г., Сузина Н.Е., Дуда В.И., Воробьева Е.А., Эль-Регистан Г.И. 1996. Образование покоящихся форм Bacillus cereus и Micrococcus luteus. Микробиология, 65 (6), 782-789.

10. Сибирный А. А., Кшеминская Г. П., Гончар М. В., Гладаревская Н. Н. 1992. Штамм метилотрофных дрожжей Hansenula polymorpha - продуцент алкогольоксидазы на среде с глюкозой. Авторское свидетельство СССР №1832128.

11. Хитченс Г. Д., Ходко Д., Миллер Д. Р., Мурфи О. Дж., Роджерс Т. Д. 1993. Измерения бактериальной активности методом медиаторной амперометрии в проточно-инжекционной системе. Электрохимия. 29 (12), 1534-1540.

12. Шлеева М. О. 2004. Покоящиеся формы рода Mycobacterium', получение, биохимические факторы реактивации. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук.

13. Шумакович Г.П., Шлеев С.В., Морозова О.В., Гончар М.В., Ярополов А.И. 2007. Возможность замены молекулярного кислорода искусственными акцепторами электронов

в реакциях, катализируемых алкогольоксидазой. Прикладная биохимия и микробиология. 43 (1), 19-25.

14. Allen М. J. 1966. Symposium on bioelectrochemistry of microorganism, П. Electrochemical aspects of metabolism. Bacteriol. Reviews. 30 (1), 80-93.

15. Almiron M., Link, A. J., Furlong D. & Kolter R 1992. A novel DNA-binding protein with regulatory and protective roles in starved Escherichia coli. Genes Dev. 6, 2646-54.

16. Alonso J. L., Mascellaro S., Moreno Y., Ferrus M. A., Hernandez J. 2002. Double-staining method for differentiation of morphological changes and membrane integrity of Campylobacter coli cells. Appl. Environ. Microbiol. 68 (10), 5151-5154.

17. Amor К. В., Breeuwer P., Verbaarschot P., Rombouts F. M., Akkermans A. D. L., De Vos W. M., Abee T. 2002. Multiparametric flow cytometry and cell sorting for the assessment of viable, injured, and dead bifidobacterium cells during bile salt stress. Appl. Environ. Microbiol. 68(11), 5209-5216.

18. Archuleta R. J., Hoppes P. Y., Primm T. P. 2005. Mycobacterium avium enters a state of metabolic dormancy in response to starvation. Tuberculosis. 85, 147-158.

19. Armada S. P., Farto R, Perez M. J., Nieto Т. P. 2003. Effect of temperature, salinity and nutrient content on the survival responses of Vibrio splendidus biotype I. Microbiology. 149, 369-375.

20. Armón R., Starosvetsky J., Dancygier M., Starosvetsky D. 2001. Adsorption of Flavobacterium breve and Pseudomonas fluorescens P17 on different metals: electrochemical polarization effect, Biofouling. 17, 289-301.

21. Armstrong E., Boyd K.G., Burgess J.G. 2000. Prevention of marine biofouling using natural compounds from marine organisms. Biotechnol. Annual Review. 6, 221-241.

22. Artzatbanov, Sheiko, Lukoyanova & Kaprelyants. 1991. The increase of KCN-sensitive electron flow in the branched respiratory chain of Micrococcus luteus grown slowly in carbon-limited culture. J. Gen. Microbiol. 137,1485-1490.

23. Baeumner A. J., Cohen R. N., Miksic V., Min J. 2003. RNA biosensor for the rapid detection of viable Escherichia coli in drinking water. Biosens. Bioelectron. 18,405-413.

24. Barer M. R. 1997. Viable but non-culturable and dormant bacteria: time to resolve an oxymoron and a misnomer? J. Med. Microbiol. 46, 629-631.

25. Beech I. B. & Gaylarde С. C., 1999. Recent advances in the study of biocorrosion: an overview. Rev. Microbiol. 30, 3-14.

26. Belanger A. E., Hatfull G. F. 1999. Exponential-phase glycogen recycling is essential for growth of Mycobacterium smegmatis. J. Bacteriol. 181(21), 6670-6678.

27. Besnard V., Federighi M., Cappelier J. M. 2000. Evidence of viable but bob-culturable state in Listeria monocytogenes by direct viable count and CTC-DAPI double staining. Food Microbiol. 17, 697-704.

28. Blokpoel M. C. J., Smeulders M. J., Hubbard J. A. M., Keer J., Williams H. D. 2005. Global analysis of proteins synthesized by Mycobacterium smegmatis provides direct evidence for physiological heterogeneity in stationary-phase cultures. J. Bacteriol. 187(19), 6691-6700.

29. Boyaval, P., Boyaval, E. & Desmezeaud 1985. Survival of Brevibocterium linens during nutrient. Arch. Microbiol. 141, 128-132.

30. Brewster J. D., Gehring A. G., Mazenko R S., Van Houten L. J., Crawford C. J. 1996. Immunoelectrochemical assays for bacteria: use of epifluorescence microscopy and rapid-scan electrochemical techniques in development of an assay for Salmonella. Anal. Chem. 68, 41534159.

31. Brewster J. D., Mazenko R. S. 1998. Filtration capture and immunoelectrochemical detection for rapid assay of Escherichia coli 0157:H7. J. Immunol. Methods. 211, 1-8.

32. Busalmen J. P., Sanchez S. R. 2001. Adhesion of Pseudomonas fluorescens (ATCC 17552) to nonpolirized and polarized thin films of gold. Appl. Environment. Microbiol. 67(7), 3188-3194.

33. Cabrai T., Ignatiadis I. 2001. Machanistic study of the pyrite-solution interface during the oxidative bacterial dissolution of pyrite (FeS2) by using electrochemical techniques. Int. J. miner. Process. 62, 41-64.

34. Carbonell X., Corchero J.L., Cubarsi R, Vila P., Villaverde A. 2002. Control of Escherichia coli growth rate through cell density. Microbiol. Research. 157 (4), 257-265.

35. Catala P., Parthuisot N., Bernard L., Baudart J., Lemarchand K, Lebaron P. 1999. Effectiveness of CSE to counterstain particles and dead bacterial cells with permeabilised membranes: application to viability assessment in waters. FEMS Microbiol. Lett. 178, 219-226.

36. Chan W. H., Xie T. Y. 1997. Adsorption voltammetric determination of mg L-l levels formaldehyde via in situ derivatization with Girard's reagent T. Anal. Chim. Acta, 339, 173-179.

37. Chaveerach P., Huurne A. A. H. M., Lipman L. J. A., Knapen F. 2003. Survival and resuscitation of ten strains of Campylobacter jejuni and Campylobacter coli under acid conditions. Appl. Environment. Microbiol. 69(1), 711-714.

38. Chunxiang X., Gang L., Haobin C. 1993. Microbial sensor for on-line determination of microbial population in a fermenter, Sensors and Actuators B. 12, 45-48.

39. Coates J.D., Cole K.A., Chakraborty R, O'Connor S.M. and Achenbach L.A., 2002. Diversity and ubiquity of bacteria capable of utilizing humic substances as electron donors for anaerobic respiration. Appl. Environ. Microbiol. 68 (5) 2445 - 2452.

40. Colwell, R, Brayton, P., Grimes, D., Roszak, D., Hug, S. & Palmer, L. 1985. Viable but nonculturable Vibrio cholerae and related pathogens in the environment: implications for release on genetically engineered microorganisms. Biotechnology 3, 817-820.

41. Compton R. G., Perkin S. J., Gamblin D. P., Davis J., Marken F., Padden A. N„ John P. 2000. Clostridium isatidis colonized carbon electrodes: voltammetric evidence for direct solid state redox processes. New J. Chem. 24(3), 179-181.

42. Curras M., Magarinos B., Toranzo A. E., Romalde J. L. 2002. Dormancy as a survival strategy of the fish pathogen Streptococcus parauberis in the marine environment. Diseases of Aquatic Organisms. 52(2), 129-136.

43. Dahl J. L., Arora K„ Boshoff H. I., Whiteford D. C., Pacheco S. A., Walsh O. J., Lau-Bonilla D., Davis W. B., Garza A. G. 2005. The relA homolog of Mycobacterium smegmatis affects cell appearance, viability and gene expression. J. Bacterid. 187(7), 2439-2447.

44. Diaper & Edwards 1994. Survival of Staphylococcus in lake water monitored by flow cytometry. Microbiology 140, 35-42.

45. Effendi, I. & Austin, B. 1991. Survival of fish pathogen Aeromonas salmonicida in sea. FEMS Microbiol.Lett. 84, 103-106.

46. Egli T., Van Dijken J. P., Veenhuis M., Harder W., Fiechter A. 1980. Methanol metabolism in yeasts: regulation of the synthesis of catabolic enzymes. Arch. Microbiol., 124 (2-3), 115-121.

47. Ertl R, Robello E., Battaglini F., Mikkelsen S. R 2000. Rapid antibiotic susceptibility testing via electrochemical measurement of ferricyanide reduction by Esherichia coli and Clostridium sporogenes. Anal. Chem. 72, 4957-4964.

48. Ertl P., Unterladstaetter B., Bayer K, Mikkelsen S. R. 2000. Ferricyanide reduction by Esherichia colt kinetics, mechanism and application to the optimization of recombinant fermentations. Anal. Chem. 72, 4949-4956.

49. Ertl P., Wagner M., Corton E., Mikkelsen S. R. 2003. Rapid identification of viable Esherichia coli subspecies with an electrochemical screen-printed biosensor array. Biosens. Bioelectron. 18, 907-916.

50. Feng J., Ci Y-X., Gao C-M., Li Y-Z. 1997. Voltammetric behavior of living cells T. shanghaiensis and its bioanalytical application. Bioelctrochem. Bioenerg. 44, 89-93.

51. Feng J., Gao T. Y., Lou J. L., Ci Y. X., Guo Z. Q. 1999. Electrochemical voltammetric features in living tissues of mice. Electro- and Magnetobiol. 18(3), 317-323.

52. Feng J., Zhu L., Ci Y-X., Wang X-Y., Guo Z-Q. 1997. A self-assembled antibody electrode for HT29 tumour cells. Biotechnol. Appl. Biochem. 26, 163-167.

53. Feron V. J., Til H. P., De Vrijer F., Woutersen R. A., Cassee F. R, Van Bladeren P. J. 1991. Aldehydes: occurrence, carcinogenic potential, mechanism of action and risk assessment. Mutat. Res. 259, 363-385.

54. Filippini P., Iona E., Piccaro G., Peyron P., Neyrolles O., Fattorini L. Activity of drug combinations against dormant Mycobacterium tuberculosis. Antimicrobial Agents and Chemoterapy. 54 (6), 2712-2715.

55. Finegold L. & Donnell J.T. 1979. Maximum density of random placing of membrane particles. Nature. 278 (5703), 443-445.

56. Frenkiel-Krispin, D., Levin-Zaidman, S., Shimoni, E., Wolf, S. G., Wachtel, E. J., Arad, T., Finkel, S. E., Kolter, R. & Minsky, A. 2001. Regulated phase transitions of bacterial chromatin: anon-enzymatic pathway for generic DNA protection. EMBO J. 20,1184-1191.

57. Gangadharam P. R J. 1995. Mycobacterial dormancy. Tubercule and Disease. 76, 477479.

58. Ghezzi, J. I. & Steck, T. R. 1999. Induction of the viable but non-culturable condition in Xanthomonas campestris pv. campestris in liquid microcosms and sterile soil. FEMS Microbiol Ecol 30, 203-208.

59. Gil G-C., Chang I-S., Kim B. H., Kim M., Jang J-K., Park H. S., Kim H. J. 2003. Operational parameters affecting the performance of a mediator-less microbial fuel cell. Biosens. Bioelectron. 18, 327-334.

60. Gonchar M., Maidan M., Korpan Y., Sibirny V., Kotylak Z., Sibirny A. 2002. Metabolically engineered methylotrophic yeast cells and enzymes as sensor biorecognition elements. FEMS Yeast Res. 2, 307-314.

61. Gonchar M. V., Maidan M. M., Moroz O. M., Woodward J. R, Sibirny A. A. 1998. Microbial 02- and H202-electrode sensors for alcohol assays based on the use of permeabilized mutant yeast cells as the sensitive bioelements. Biosens. Bioelectron. 13, 945-952.

62. Gray, T. 1976. Survival of vegetative microbes in soil. In Vegetative microbes 91, 327358.

63. Grey B. E., Steck T. R 2001. The viable but nonculturable state of Ralstonia solanacearum may be involved in long-term survival and plant infection. Appl. Environment. Microbiol. 67(9), 3866-3872.

64. Gupta, S., Pandit, S. B., Srinivasan, N. & Chatteiji, D. 2002. Proteomics analysis of carbon-starved Mycobacterium smegmatis: induction of Dps-like protein. Protein. Eng. 15, 503512.

65. Gupta S., Chatteiji D. 2005. Stress responses in Mycobacteria. IUBMB Life. 57 (3), 149159.

66. Gurkert, Hood & White 1986. Phospholipids esterlinked fatty acid profile changes during deprivation of Vibrio cholerae: increases in trans/cis ratio and proportions of cyclopropyl fatty acids. Appl. Environ. Microbiol. 52, 794-801.

67. Haghighi B., Gorton L., Ruzgas T., Jonsson L. J. 2003. Characterization of graphite electrodes modified with laccase from Trametes versicolor and their use for bioelectrochemical monitoring of phenolic compounds in flow injection analysis. Anal. Chim. Acta. 487, 3-14.

68. Hall E. A. H, Preuss M., Gooding J. J., Hammerle M. 1997. Exploring sensors to monitor some environmental discharges: Laboratory innovation versus design and manufacturability, NATO ASI Series, Series 2: Environment. 38, 227-237.

69. Han S., Li X., Guo G., Sun Y., Yuan Z. 2000. Voltammetric measurement of microorganism populations. Anal. Chimica Acta. 405, 115-121.

70. Hansford G. S., Vargas T. 2001. Chemical and electrochemical basis of bioleaching processes. Hydrometallurgy. 59,135-145.

71. Heller A. 1992. Electrical connection of enzyme redox centers to electrodes. J. Phys. Chem. 96(9), 3579-3587.

72. Hellyer T. J. 2001. Detection of viable Mycobacterium tuberculosis by reverse transcriptase-strand displacement amplification of mRNA. Methods Mol. Med. 48, 141-155.

73. Hengge-Aronis R. 1999. Interplay of global regulators and cell physiology in the general stress response of Escherichia coli. Curr. Opin. Microbiol. 2,148-152.

74. Hershfield E. 1999. Tuberculosis: 9. Treatment. Canadian Med. Assoc. 161(4), 405-411.

75. Hobson N. S., Tothill I., Turner A. P. F. 1996. Microbial detection. Biosens. Bioelectron. 11(5), 455-477.

76. Hoch J. A. 2000. Two-component and phosphorelay signal transduction. Curr. Opin. Microbiol. 3, 165-170.

77. Holmquist & Kjelleberg. 1993. Changes in viability, respiration activity and morphology of the marine Vibrio sp. strain S14 during starvation of individual nutrients and subsequent recovery. FEMS Microbiol. Ecol. 12, 215-224.

78. Honer zu Bentrup K., Russel D. G. 2001. Mycobacterial persistence: adaptation to a changing environment. Trends in Microbiol. 9(12), 597-605.

79. Hood M. A., Guckert J. B„ White D. C. & Deck F. 1986. Effect of nutrient deprivation on lipid, carbohydrate, DNA, RNA, and protein levels in Vibrio cholerae. Appl. Environ. Microbiol. 52, 788-793.

80. Hu Y. M., Butcher P. D., Sole K., Mitchison D. A., Coates A. R. M. 1998. Protein synthesis is shutdown in dormant Mycobacterium tuberculosis and reversed by oxygen or heat shock. FEMS Microbiol. Let. 158, 139-145.

81. Hu Y., Mangan J. A., Dhillon J., Sole K. M., Mitchison D. A., Butcher P. D., Coates A. R. M. 2000. Detection of mRNA transcripts and active transcription in persistent Mycobacterium tuberculosis induced by exposure to rifampin or pyrazinamide. J. Bacteriol. 182(22), 6358-6365.

82. Ishihama A. 1999. Modulation of the nucleoid, the transcription apparatus, and the translation machinery in bacteria for stationary phase survival. Genes to cells. 4(3), 135-143.

83. Ito Y., Yamazaki S-I., Kano K., Ikeda T. 2002. Esherichia coli and its application in a mediated amperometric glucose sensor. Biosens. Bioelectron. 17,993-998.

84. Ivnitski D., Abdel-Hamid I., Atanasov P., Wilkins E. 1999. Biosensors for detection of pathogenic bacteria. Biosens. Bioelectron. 14, 599-624.

85. Ivnitski D., Wilkins E., Tien H. T., Ottova A. 2000. Electrochemical biosensor based on supported planar lipid bilayers for fast detection of pathogenic bacteria. Electrochem. Commun. 2, 457-460.

86. Jassim S. A. A., Griffiths M. W. 2007. Evaluation of a rapid microbial detection method via phage lytic amplification assay coupled with Live/Dead fluorochromic stains. Lett. Appl. Microbiol. 44, 673-678.

87. Johansen S., Maus C., Plikaytis B., Douthwaite S. 2006. Capreomycin Binds Across the Ribosomal Subunit Interface Using tylA-Encoded 2'-0-methylations in 16S and 23 S rRNAs. Mol. Cell 23, 173-182.

88. Jouper-Jaan, Goodman & Kjelleberg 1992. Bacteria starved for prolonged periods develop increased protections against lethal temperatures. FEMS Microbiol. Ecol. 101, 229-236.

89. Joux F., Lebaron P. 2000. Use of fluorescent probes to assess physiological functions of bacteria at single-cell level. Microbes and Infection 2,1523-1535.

90. Kappler A., Benz M., Schink B., Brune A. 2004. Electron shuttling via humic acids in microbial iron (HI) reduction in freshwater sediment. FEMS Microbiol. Ecology. 47, 85-92.

91. Kaprelyants A. S., Gottschal J. C. & Kell D. B. 1993. Dormancy in non-sporulating bacteria. FEMS Microbiol. Rev. 104, 271-286.

92. Kara P., Meric B., Ozsoz M. 2008. Application of impedimetric and voltammetric genosensor for detection of a biological warefare: anthrax. Electroanal. 20(24), 2629-2634.

93. Karube I., Tamiya E., Matsuoka H. 1984. Electrochemical estimation of protoplast population. J. Biotechnol. 1, 197-204.

94. Katrlik J., Brandsteter R., Svorc J., Rosenberg M., Miertus S. 1997. Mediator type of glucose microbial biosensor based on Aspergillus niger. Anal. Chim. Acta. 356,217-224.

95. Keer J. T., Birch L. 2003. Molecular methods for the assessment of bacterial viability. J. Microbiol. Methods. 53, 175-183.

96. Kettrup A., Editor. 1999. Analyses of Hazardous Substances in Air. V. 4.

97. Khlupova M., Kuznetsov B., Demkiv O., Gonchar M., Csoregi E., Shleev S. 2006. Intact and permeabilized cells of the yeast Hansenula polymorphs as bioselective elements for amperometric assay of formaldehyde. Talanta. 71(2), 934-940.

98. Khlupova M., Kuznetsov B., Gonchar M., Ruzgas T., Shleev S. 2007. Amperometric monitoring of redox activity in intact, permeabilised and lyophilized cells of the yeast Hansenula polymorphs Electrochemistry Communications. 9, 1480-1485.

99. Kim B. H., Ikeda T., Park H. S., Kim H. J., Hyun M. S., Kano K, Takagi K., Tatsumi H. 1999. Electrochemical activity of an Fe(]H)-reducing bacterium, Shewanella putrefaciens IR-1, in the presence of alternative electron acceptors. Biotechnol. Techniq. 13,475-478.

100. Kim H. J., Park H. S., Hyun M. S., Chang I. S„ Kim M., Kim B. H. 2002. A mediator-less microbial fuel cell using a metal reducing bacterium, Shewanellaputrefacience. Enzyme and Microbial Technology. 30, 145 - 152.

101. Kinosita K. J., Tsong T. Y. 1977. Formation and resealing of pores of controlled sizes in human erythrocyte membrane. Nature. 268, 438-441.

102. Kjelleberg, S., Albertson, N., Flardh, K., Holmquist, L., Jouper-Jaan, A., Marouga, R, Ostling, J., Svenblad, B. & Weichart, D. 1993. How do non-differentiating bacteria adapt to starvation? Antonie Van Leeuwenhoek. 63, 333-341.

103. Kolter, R, Siegele, D. A. & Tormo, A. 1993. The stationary phase of the bacterial life cycle. Annual Review of Microbiology. 47, 855-874.

104. Kondo T., Ando T., Ikeda T. 2001. Evaluation of heat resistance of microorganisms by an amperometric measurement of the microbial substrate-oxidizing activity using a whole-cell modified electrode. Electroanalysis. 13(5), 392-396.

105. Korpan Y. I., Gonchar M. V., Sibirny A. A., Martelet C., El'skaya A. V., Gibson T. D., Soldatkin A. P. 2000. Development of highly selective and stable Potentiometrie sensors for formaldehyde determination. Biosens. Bioelectron. 15, 77-83.

106. Korpan Y. I., Gonchar M. V., Starodub N. F., Shul'ga A. A., Sibirny A. A., El'skaya A. V. 1993. A cell biosensor specific for formaldehyde based on pH-sensitive transistors coupled to methylotrophic yeast cells with genetically adjusted metabolism. Anal. Biochem. 215, 216-222.

107. Korpan Y.I., Soldatkin A.P., Gonchar M.V., Sibirny A.A., Gibson T.D., El'skaya A.V. 1997. A novel enzyme biosensor specific for formaldehyde based on pH-sensitive field effect transistors. J. Chem. Technol. Biotechnol. 68, 209-213.

108. Kuznetsov B.A., Davydova (Khlupova) M.E., Shleeva M.O., Shleev S.V., Kaprelyants A.S., Yaropolov A.I. 2004. Electrochemical investigation of the dynamics of Mycobacterium smegmatis cells' transformation to dormant, nonculturable form. Bioelectrochemistry. 64(1), 125-131.

109. Lahtinen S. J., Gueimonde M., Ouwehand A. C., Reinikainen J. P., Salminen S. J. 2005. Probiotic bacteria may become dormant during storage. Appl. Environment. Microbiol. 71(3), 1662-1663.

110. Lange R. & Hengge-Aronis R. 1991. Identification of a central regulator of stationary phase gene expression in Escherichia coli. Molecular Microbiology 5, 49-59.

111. Lee S. A., Choi Y., Jung S., Kim S. 2002. Effect of initial carbon sources on the electrochemical detection of glucose by Gluconobacter oxydans. Bioelectrochem. 57, 173-178.

112. Leistikow R.L., Morton RA., Bartek I.L., Frimpong I., Wagner K., Voskuil M.I. 2010. The Mycobacterium tuberculosis DosR regulon assist in metabolic homeostasis and enables rapid recovery from nonrespiring dormancy. J. Bacteriology. 192(6), 1662-1670.

113. Lesn, J., Berthet, S., Binard, S., Rouxel, A. & Humbert, F. 2000. Changes in culturability and virulence of Salmonella typhimurium during long-term starvation under desiccating conditions. Int. J. Food Microbiol. 60,195-203.

114. Li H. N., Ci Y. X. 2000. Electrochemical method for analyzing intracellular redox activity changes of the etoposide-induced apoptosis in HL-60 cells. Anal. Chim. Acta. 416, 221226.

115. Liebana S., Lermo A., Campoy S., Barbe Y., Alegret S., Pividori M.I. 2009. Magneto immunoseparation of pathogenic bacteria and electrochemical magneto genosensing of the double-tagged amplicon. Anal. Chem. 81, 5812-5820.

116. Lim A. & Dick T., 2006. Plate-based dormancy culture system for Mycobacterium smegmatis and isolation of metronidazole-resistant mutants. FEMS Microbiol. Lett. 200 (2), 215-219.

117. Lin Y-H, Chen S-H., Chuang Y-C., Lu Y-C., Shen T-Y., Chang C-A., Lin C-S. 2008. Disposal amperometric immunosensing strips fabricated by Au nanoparticles-modified screen-printed carbon electrodes for the detection of foodborne pathogen Escherichia coli 0157:H7. Biosens. & bioelectron. 23, 1832-1837.

118. Linder & Oliver 1989. Membrane fatty acid and virulence changes in the viable but nonculturable state of Vibrio vulnificus. Appl. Environ. Microbiol. 55, 2837-2842.

119. Lopes da Silva T., Reis A., Kent C. A., Kosseva M., Roeiro J. C., Hewitt C. O. 2005. Stress-induced physiological responses to starvation periods as well as glucose and lactose pulses in Bacillus licheniformis CCM 1034 continuous aerobic fermentation processes as measured by multi-parameter flow cytometry. Biochemical Engineering J. 24(1), 31-41.

120. Lovley D. R., Coates J. D„ Blunt-Harris E. L„ Phillips E. J. P., Woodward J. C. 1996. Humic substances as electron acceptors for microbial respiration. Nature. 382, 445-448.

121. Lucarelli F., Marrazza G., Turner A. P. F., Mascini M. 2004. Carbon and gold electrodes as electrochemical transducers for DNA hybridisation sensors. Biosens. Bioelectron. 19. 515530.

122. McDougald D., Rice S. A., Weichart D., Kjelleberg S. 1998. Nonculturability: adaptation or debilitation? FEMS Microbiol. Ecol. 25(1), 1-9.

123. Madsen C. T., Jakobsen L., Douthwaite S. 2005. Mycobacterium smegmatis (Erm 38) is a reluctant dimethyltransferase. Antimicrob. Agents. Chemother. 49(9), 3803-3809.

124. Magliulo M., Simoni P., Guardigli M., Michelini E., Luciani M, Lelli R., 2007. A rapid multiplexed chemiluminescent immunoassay for the detection of Escherichia coli 0157: H7, Yersinia enterocolitica, Salmonella typhimurium, and Listeria monocytogenes pathogen bacteria. J. Agric. Food Chem. 55, 4933-4939.

125. Mao C., Liu A., Cao B. 2009. Virus-based chemical and biological sensing. Analyt. Chem. 48, 6790-6810.

126. Maraha N., Backman A., Jansson J. K. 2004. Monitoring physiological status of GFP-tagged Pseudomonas fluorescens SBW25 under different conditions and in soil by flow cytometry. FEMS Microbiology Ecology. 151(1), 123-132.

127. Marshall 1988. Adhesion and growth of bacteria at surfaces in oligotrophic habitats. Can. J. Microbiol. 34, 503-506.

128. Mary P., Chihib N. E., Charafeddine O., Defives C., Hornez J. P. 2002. Starvation survival and viable but nonculturable states in Aeromonas hydrophila. Microbial Ecology. 43(2), 250-258.

129. Mason, Bryers & Hamer 1986. Activity, death and lysis during microbial growth in a chemostat. Chem. Eng. Commun. 45, 163-176.

130. Massa, Vinals & Farias 1988. Influence of unsaturated fatty acids membrane components on sensitivity of an Esherichia coli fatty acid auxotroph to conditions of nutrient depletion. Appl. Environ. Microbiol. 54, 674-684.

131. Matin 1992. Physiology, molecular biology and applications of the bacterial starvation response. J. Appl. Bacteriol. 73, 49-57.

132. Matsunaga T., Karube I., Suzuki S. 1979. Electrode system for the determination of microbial populations. J. Appl. Environment. Microbiol. 37(1), 117-121.

133. Matsunaga T., Karube I., Suzuki S. 1980. Electrochemical determination of cell populations. Eur. J. Appl. Microbiol. 10, 125-132.

134. Matsunaga T., Namba Y. 1984. Detection of microbial cells by cyclic voltammetry. Anal. Chem. 56,798-801.

135. McKay, A. 1993. The effect of temperature on culturability and detection Listeria innocua in water. Lett. Appl. Microbiol. 17, 185-187.

136. Morita, R. Y. 1990. The starvation-survival state of microorganisms in nature and its relationship to bioavailable energy. Experientia 46, 813-817.

137. Morris J. G. 1993. Bacterial shock responses. Endeavour 17, 2-6.

138. Mukamolova G. V., Yanopolskaya N. D., Kell D. B. & Kaprelyants A. S. 1998. On resuscitation from the dormant state of Micrococcus luteus. Antonie van Leeuwenhoek 73, 237243.

139. Mulyukin A.L., Demkina E.V., Kryazhevskikh N.A., Suzina N.E., Vorob'eva L.I., Duda V.I., Galchenko V.F. and El-Registan G.I. 2009. Dormant forms of Micrococcus luteus and Arthrobacter globiformis not platable on standard media. Microbiology, 78 (4), 407 - 418.

140. Muyzer G., Ramsing N. B. 1995. Molecular methods to study the organization of microbial communities. Wat. Sci. Tech. 32(8), 1-9.

141. Mwilu S. K, Aluoch A. O., Miller S„ Wong R, Sadik O. A., 2009. Identification and quantitation of Bacillus globigii using metal enhanced electrochemical detection and capillary biosensor. Anal. Chem. 81, 7561-7570.

142. Myers C. R, Myers J. M. 1992. Localization of cytochromes to the outer membrane of anaerobically grown Shewanellaputrefaciens MR - 1. J. Bacteriology. 174 (11), 3429-3438.

143. Myers J. M., Myers C. R. 2001. Role for outer membrane cytochromes OmcA and OmcB of Shewanella putrefaciens MR - 1 in reduction of manganese dioxide. Appl. Environ. Microbiol. 67 (1), 260-269.

144. Nadler E., Mironov A.S. 2004. The riboswitch control of bacterial metabolism. Trends in Biochemical Sciences, 29 (1) 11 - 17.

145. Nagamine K., Kaya T., Yasukawa T., Shiku H., Matsue T. 2005. Application of microbial chip for amperometric detection of metabolic alteration in bacteria. Sensors and Actuators B. 108, 676-682.

146. Nakamura N, Shigematsu A., Matsunaga T. 1991. Electrochemical detection of viable bacteria in urine and antibiotic selection. Biosens. Bioelectron. 6, 575-580.

147. Newsome R. 2003. Dormant microbes: research needs. Food Tech.. V. 57. № 6. P. 3842.

148. Nystrom, Albertson, Flard & Kjelleberg 1990. Physiological and molecular adaptation to starvation and recovary from starvation by marine Vibrio sp. 14. FEMS Microbiol. Ecol. 74, 129140.

149. Nystrom T. 2003. Nonculturable bacteria: programmed survival forms or cells at death's door? Bioessays 25, 204-211.

150. Oliver, J. D. 1995. The viable but non-culturable state in the human pathogen Vibrio vulnificus. FEMS Microbiol Lett 133, 203-8.

151. Okochi M., Matsunaga T. 1997. Electrochemical sterilization of bacteria using a graphite electrode modified with absorbed ferrocene. Electrochimica acta 42(20-22), 3247-3250.

152. O'Toole R, Smeulders M. J., Blokpoel M. C„ Kay E. J., Lougheed K., Williams H. D. 2003. A two-component regulator of universal stress protein expression and adaptation to oxygen starvation in Mycobacterium smegmatis. J. Bacterid. 185(5), 1543-1554.

153. Palchetti I., Mascini M. 2008. Electroanalytical biosensors and their potential for food pathogen and toxin detection. Anal. Bioanal. Chem. 391(2), 455-471.

154. Parrish, N. M., Dick, J. D. & Bishai, W. R. 1998. Mechanisms of latency in Mycobacterium tuberculosis. Trends Microbiol 6, 107-112.

155. Paszko-Kolva, C., Shahamat, M. & Colwell, R. 1992. Long-term survival of Legionella pneumophila serogroup 1 under low-nutrient conditions and associated morphological changes. FEMS Microbiol.Ecology 102, 45-55.

156. Patchett R. A., Kelly A. F., Kroll R. G. 1989. Investigation of a simple amperometric electrode system to rapidly quantify and detect bacteria in foods. J. Appl. Bacteriol. 66, 49-55.

157. Perez F. G., Mascini M., Tothill I. E., Turner A. P. F. 1998. Immunomagnetic separation with mediated flow injection analysis amperometric detection of viable Escherichia coli 0157. Anal. Chem. 70, 2380-2386.

158. Popovtzer R, Neufeld T., Biran D., Ron E. Z., Rishpon J., Shacham-Diamand Y. 2005. Novel integrated electrochemical nano-biochip for toxicity detection in water. Nano Lett. 5(6), 1023-1027.

159. Postgate, J. R. 1976. Death in macrobes and microbes. Symp. Soc. Gen. Microbiol. 26, 118.

160. Primm T. P., Andersen S. J., Mizrahi V., Avarbock D., Rubin H., Bany C. E. 2000. The stringent response of M. tuberculosis is required for long-term survival. J. Bacteriol. 182(17), 4889-4898.

161. Prasad K. S., Arun A. B., Rekha P. D., Young C-C., Chang J-L., Zen J-M. 2009. A microbial sensor based on direct electron transfer at Schewanella sp. drop-coated screen-printed carbon electrodes. Electroanalysis. 21(14), 1646-1650.

162. Pumera M., Sanchez S., Ichinose I., Tang J. 2007. Electrochemical nanobiosensors. Sens. Actuators B. 123(2), 1195-1205.

163. Reeve, Amy & Matin 1984. Role of protein synthesis in the survival of carbon starved Esherichia coli K-12. J. Bacteriol. 160, 1041 -1046.

164. Reis A., Lopes da Silva T„ Kent C. A., Kosseva M., Roseiro J. C., Hewitt C. J. 2005. Monitoring population dynamics of the thermophilic Bacillus licheniformis CCMI 1034 in batch and continuous cultures using multi-parameter flow cytometry. J. of Biotechnology. 115(2), 199210.

165. Reguera G., McCarthy K. D., Mehta T., Nicoll J. S., Tuominen M. T., Lovley D. R 2005. Extracellular electron transfer via microbial nanowires. Nature. 435 (23), 1098-1101.

166. Richardson N. J., Gardner S., Rawson D. M. 1991. A chemically mediated amperometric biosensor for monitoring eubacterial respiration. J. Appl. Bacteriol. 70, 422-426.

167. Rindt K. P., Scholtissek S. 1989. Quantitative detection of gaseous substances at low ppm and sub-ppm levels by means of enzyme diffusion badges, GBF Monographs. 13, 405-415.

168. Rollins, D. M. & Colwell, R. R 1986. Viable but nonculturable stage of Campylobacter jejuni and its role in survival in the natural aquatic environment. Appl. Environ. Microbiol. 52, 531-538.

169. Roszak D. B. & Colwell R R. 1987. Metabolic activity of bacterial cells enumerated by direct viable count. Appl. Environ. Microbiol. 53, 2889-93.

170. Roszak D. B. & Colwell R R. 1987. Survival strategies of bacteria in the natural environment. Microbiol. Rev. 51, 365-379.

171. Roszak D. B., Grimes D. J., Colwell R. R. 1984. Viable, but nonrecoverable stage of Salmonella enteritidis in aquatic system. Can. J. Microbiol. 30, 334-338.

172. Sand W., Gehrke T., Jozsa P-G., Schippers A. 2001. (Bio)chemistry of bacterial leaching -direct vs. indirectbioleaching. Hydrometallurgy. 59, 159-175.

173. Sanders S. Q., Boothe D. H., Frank J. F„ Arnold J. W. 2007. Culture and detection of Campylobacter jejuni within mixed microbial populations of biofilms on stainless steel. J. Food Prot. 70,1379-1385.

174. Sanvicens N, Pastells C., Pascual N., Marco M.-P. 2009. Nanoparticle-based biosensors for detection of pathogenic bacteria. Tr. Anal. Chem. 28(11), 1243-1252.

175. Schuette H., Flossdorf J., Sahm H., Kula M. R. 1976. Purification and properties of formaldehyde dehydrogenase and formate dehydrogenase from Candida boidinii. Eur. J. Biochem. 62, 151-160.

176. Schultz, Latter & Matin 1988. Differential regulation of cyclic AMP of starvation protein synthesis in Esherichia coli. J. Bacteriol. 170, 3903-3909.

177. Shah J., Wilkins E. 2003. Electrochemical biosensors for detection of biological warfare agents, Electroanalysis. 15(3), 157-167.

178. Shahamat, M., Mai, U., Paszko-Kolva, C., Kessel, M. & Colwell, R. R. 1993. Use of autoradiography to assess viability of Helicobacter pylori in water. Appl. Environ. Microbiol. 59,1231-1235.

179. Shires K., Steyn L. 2001. The cold-shock stress response in Mycobacterium smegmatis induces the expression of histone-like protein. Mol. Microbiol. 39, 994-1009.

180. Shleev S. V., Shumakovich G. P., Nikitina O. V., Morozova O. V., Pavlishko H. M„ Gay da G. Z., Gonchar M. V. 2006. Purification and characterization of alcohol oxidase from a genetically constructed over-producing strain of the methylotrophic yeast Hansenula polymorpha. Biochemistry. 71, 245-250.

181. Shleeva M., Mukamolova G. V., Young M., Williams H. D., Kaprelyants A. S. 2004. Formation of 'non-culturable' cells of Mycobacterial smegmatis in stationary phase in response to growth under suboptimal conditions and their Rpf-mediated resuscitation. Microbiol. 150(6), 1687-1697.

182. Signoretto C., del Mar Lleo M. & Canepari P. 2002. Modification of the peptidoglycan of Escherichia coli in the viable but nonculturable state. Curr Microbiol 44,125-31.

183. Skerlos S. J., Skerlos L. A., Aguilar C. A., Zhao F. 2003. Expeditious identification and quantification of Mycobacteria species in metalworking fluids using peptide nucleic acid probes. J. Manufact. Syst. 22(2), 136-147.

184. Smeulders M. J., Keer J., Speight R. A., Willams H. D. 1999. Adaptation of Mycobacterium smegmatis to stationary phase. J. Bacteriology. 181(1), 270 -283.

185. Smith J. J., McFeters G. A. 1997. Mechanisms of INT (2-(4-iodophenyl)-3-(4-nitrophenyl)-5-phenyl tetrazolium chloride), and CTC (5-cyano-2,3-ditolyl tetrazolium chloride) reduction in Escherichia coli K-12. J. Microbiol. Methods. 29, 161-175.

186. Steinert M., Emody L., Amann R, Hacker J. 1997. Resuscitation of viable but nonculturable Legionella pneumophila Philadelphia JR32 by Acanthamoeba castellani. Appl. Environment. Microbiol. 63(5), 2047-2053.

187. Stock, A. M., Robinson, V. L. & Goudreau, P. N. 2000. Two-component signal transduction. Annu Rev Biochem. 69, 183-215.

188. Stott K., Saito K, Thiele D. J., Massey V. 1993. Old Yellow Enzyme. The discovery of multiple isozymes and a family of related proteins. J. Biol. Chem. 268(9), 6097-6106.

189. Susmel S., Guilbault G. G., O'Sullivan C. K. 2003. Demonstration of labeless detection of food pathogens using electrochemical redox probe and screen printed gold electrodes. Biosens. Bioelectron. 18, 881-889.

190. Sussman & Halvorson 1966. Spores, their dormancy and germination. Harper and Row, New York, NY.

191. Tauriainen S., Dadu E., Oikarinen M., Oikarinen S., Hyotu H. 2006. Amplifying control RNA for RT-PCR applications by nucleic acid sequence based amplification (NASBA). J. Virol. Methods. 132(1-2), 222-226.

192. Thompson C. E., Jungnickel H., Lockyer N. P., Stephens G. M, Vickerman J. C. 2004. ToF-SIMS studies as a tool to discriminate between spores and vegetative cells of bacteria. Appl. Surface Science. 231-232,420-423.

193. Tkac J., Gemeiner P., Svitel J., Benikovsky T., Sturdik E., Vala V., Petrus L., Hrabarova E., 2000. Determination of total sugars in lignocellulose hydrolysate by a mediated Gluconobacter oxydans biosensor. Anal. Chim. Acta. 420,1-7.

194. Trump J. I. V., Sun Y., Coates J. D. 2006. Microbial interactions with humic substances. Advances in applied microbiology. 60, 56-96.

195. Tsai, Aladegbami & Vela 1979. Phosphate-limited culture of Azotobacter vinelandii. J. Bacteriology 139, 639-645.

196. Tufariello J. M., Chan J., Flynn J. L. 2003. Latent tuberculosis: mechanisms of host and bacillus that contribute to persistent infection. The Lancet Infectious Diseases. 3(9), 578-590.

197. Turner A. P. F., Ramsay G., Higgins I. J. 1983. Industrial and medical applications of bioelectrochemistry. Biochem. Soc. Trans. 11(4), 445-448.

198. Tyihak E., Trezl L., Szende B. 1998. Formaldehyde cycle and the phases of stress syndrome. Annals of the New York Academy of Sciences. 851, 259-270.

199. Velazquez I., Pardo J. P. 2001. Kinetic characterization of the rotenone-insensitive internal NADH: ubiquinone oxidoreductase of mitochondria from Saccharomyces cerevisiae. Arch. Biochem. Biophys. 389(1), 7-14.

200. Velusamy V.K., Arshak O., Korostynska K, Oliwa, Adey C. 2010. An overview of foodborne pathogen detection. In the perspective of biosensors. Biotechnology Advances 28(2), 232-254.

201. Videla H. A. 2000. An overview of mechanisms by which sulphate-reducing bacteria influence corrosion of steel in marine environments. Biofouling. 15(1-3), 37-47.

202. Vives-Rego J., Lebaron P., Nebe-von Caron G., 2000. Current and future applications of flow cytometry in aquatic microbiology. FEMS Microbiology Reviews. 24(4), 429-448,

203. Voordeckers J. W„ Kim B.-C., Izallalen M. and Lovley D. R 2010. Role of Geobacter suljurreducens outer surface c-type cytochromes in reduction of soil humic acid and anthraquinone-2,6-disulfonate. Appl. Environ. Microbiol. 76 (7), 2371-2375.

204. Weaver, J. C., Chizmadzhev Y. 1996. Theory of electroporation: A review. Bioelectrochem. Bioenerg. 41,135-160.

205. Wagner V. E., Freiinger J. G., Barth R. K„ Iglewski B. H., 2006. Quorum sensing: dynamic response of Pseudomonas aeruginosa to external signals. Trends in Microbiol. 14(2), 55-58.

206. Wang S., Levin R.E. 2006. Descrimination of viable Vibrio vulnificus cells from dead cells in real-time PCR J. Microbiol. Methods. 64, 1-8.

207. Wilson, M. & Lindow, S. E. 1992. Relationship of total viable and culturable cells in epiphytic populations of Pseudomonas syringae. Appl Environ Microbiol 58, 3908-13.

208. Winter B., Cammann K. 1992. Formaldehyde analysis by an enzymic FIA-system, GBF Monographs, 17, 75-78.

209. Yang S., Rothman R. 2004. PCR-based diagnostics for infectious diseases: uses, limitations, and future applications in acute-care settings. The Lancet Infectious Diseases. 4, 337-348.

210. Yasukawa T., Uchida I., Matsue T. 1998. Permeation of redox species through a cell membrane of a single, living algal protoplast studied by microamperometry. Biochim. Biophys. Acta. 1369, 152-158.

211. Yemini M., Levi Y., Yagil E., Rishpon Y. 2007. Specific electrochemical phage sensing for Bacillus cereus and Mycobacterium smegmatis. Bioelectrochem. 70, 180-184.

212. Zahl A., van Eldik R., Swaddle T.W. 2002. Cation-independent electron transfer between ferricyanid and ferrocyanide ions in aqueous solution. Inorg. Chem. 41(4), 757-764.

213. Zhu K, Kaprelyants AS, Salina EG, Markx GH. 2010. Separation by dielectrophoresis of dormant and nondormant bacterial cells of Mycobacterium smegmatis. Biomicrofluidics. 29, 4(2).

214. Zimmermann U., Pilwat G., Riemann F. 1974. Dielectric breakdown of cell membranes. Biophys. J. 14, 881-899.

Автор выражает глубокую признательность научному руководителю - доктору химических наук Б.А. Кузнецову за чуткое руководство и огромную помощь в работе. Хочу выразить благодарность коллективу лаборатории биохимии стрессов микроорганизмов, в особенности Капрельянцу A.C., Шлеевой М.О., Вострокнутовой Г.Н., Островскому Д.Н., коллективу лаборатории химической энзимологии, а также Шлееву C.B., Звягильской P.A., Гончару М.В. за помощь при проведении совместных исследований.

Благодарю всех друзей и коллег за поддержку и внимание к моей работе.