Эколого-биохимические адаптации с участием липидов у мезопелагических рыб Северной Атлантики тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Воронин Виктор Петрович

• Воронин Виктор Петрович
• кандидат наук
• 2024

Оглавление диссертации кандидат наук Воронин Виктор Петрович

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Обитатели глубоководных экосистем Северной Атлантики

1.1. Окунь-клювач (¡$еЪа$1е5 шеМеПа) - распространённый вид и ценный промысловый объект моря Ирмингера

1.2. Представители наиболее распространённых мезопелагических семейств моря Ирмингера

1.2.1. Семейство миктофовые (Myctophidae)

1.2.2. Семейство стомиевые ^от^ае)

1.2.3. Семейства Melamphaidae, Serтivomeridae и Bathylagidae

2. Липиды и их жирнокислотные компоненты - важные участники эколого-биохимических адаптаций рыб к экстремальным условиям обитания

2.1. Фосфолипиды - структурный каркас «минимальной единицы живого»

2.1.1. Влияние абиотических факторов среды (температура, давление) на изменение фосфолипидного состава глубоководных морских гидробионтов

2.1.2. Индивидуальные классы фосфолипидов и пути их биосинтеза

2.2. Холестерин - структура и функциональное значение

2.3. Запасные липиды (триацилглицерины, эфиры холестерина и воска) - их структура и использование во время вертикальных миграциях глубоководных рыб

2.4. Жирные кислоты - структура, особенности и функциональные свойства у глубоководных организмов

2.4.1. Синтез жирных кислот и его специфичность

2.4.2. Жирные кислоты - модуляторы жидкостных свойств биомембраны

2.4.3. Жирные кислоты как источники энергии

2.4.4. Значимость жирных кислот с позиции поддержания здоровья человека

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

1. Материал исследования

2. Методы исследования

2.1. Экстракция липидов

2.2. Высокоэффективная тонкослойная хроматография

2.3. Высокоэффективная жидкостная хроматография

2.4. Газовая хроматография

2.4.1. Жирнокислотный анализ общих липидов

2.4.2. Жирнокислотный состав индивидуальных липидных фракций - фосфолипидов, триацилглицеринов, эфиров холестерина + восков

2.5. Расчёт показателей качества липидов и пищевых (биотехнологических) индексов

2.6. Статистический анализ

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

1. Липидное профилирование мышечной ткани мезопелагических рыб

1.1. Неполярные классы липидов

1.2. Полярные классы липидов

1.3. Жирные кислоты от общих липидов

1.4. Жирные кислоты - трофические биомаркеры в составе общих липидов и запасных липидов - триацилглицеринов, эфиров холестерина и восков

2. Изменение спектра липидов и жирных кислот в зависимости от сроков хранения рыбного продукта (на примере окуня-клювача): сравнительный анализ пищевой и биотехнологической ценности мышц (филе) мезопелагических рыб

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

1. Роль запасных липидов в эколого-биохимических адаптациях мезопелагических рыб в условиях градиента глубин

2. Адаптации рыб к изменению давления с участием основных структурных липидов биомембран - фосфолипидов, а также холестерина

3. Трофические отношения мезопелагических рыб в условиях неоднородности среды глубоководных экосистем

4. Изменение спектра липидов и жирных кислот в зависимости от сроков хранения рыбного продукта (на примере окуня-клювача): сравнительный анализ пищевой и биотехнологической ценности мышц (филе) мезопелагических рыб

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ВВЕДЕНИЕ

АКТУАЛЬНОСТЬ ТЕМЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Изучение механизмов, обеспечивающих жизнедеятельность гидробионтов в системе «организм-среда», остается одним из актуальных направлений исследований в области экологии, ихтиологии, гидробиологии, экологической физиологии и биохимии. Мезопелагические рыбы -основные обитатели мезопелагической, или «сумеречной», зоны, условные границы которой составляют от 200 до 1000 метров (Hidalgo, Browman, 2019). Этот слой водной толщи при всей его слабой изученности (Christiansen et al., 2014; Hussey et al., 2017; Wang et al., 2019) рассматривается как перспективный для освоения морских биоресурсов. Мезопелагические рыбы являются активными участниками в процессах перераспределения вещества и энергии от высокопродуктивной эпипелагиали к бати- и абиссопелагиали, тем самым поддерживая т.н. «круговорот углерода» в Мировом океане (Aumont et al., 2018; Caccavo et al., 2021).

Жизнедеятельность глубоководных организмов реализуется в градиентных условиях воздействия комплекса факторов среды, к числу которых относятся прежде всего высокое гидростатическое давление (от 20 до 100 атм.), специфическое освещение - рассеяние 1% проникающего солнечного света и длинноволновая биолюминисценция гидробионтов (Raihan A et al., 2019; Sutton, 2005; Warrant, Locket, 2004), выраженная пространственная неоднородность и доступность пищевых ресурсов, а также температурные вариации в пределах 3,5-6,5°С. Большинство мезопелагических видов мигрируют в эпипелагическую зону ночью с последующим погружением на сотни метров на глубину днём, подвергаясь тем самым сильному компрессионному воздействию (Catul et al., 2011; Salvanes, Kristoffersen, 2001). Миграционное поведение рыб - сложное биологическое явление, направленное на обеспечение благоприятных условий существования вида, его воспроизводства, а также на освоение пространства и пищевых ресурсов занимаемого биотопа (Мантейфель, 1961). Способность глубоководных организмов океанических вод осуществлять вертикальные миграции определяется толерантностью вида к действию неоднородных и изменчивых факторов среды. В отдельных исследованиях обсуждаются компенсаторные механизмы и метаболические превращения у мезопелагических гидробионтов, в том числе реализуемых на биохимическом и молекулярном уровнях (Catul et al., 2011; Phleger et al., 1999; Shillito et al., 2020; Sutton, 2005). Липиды и их жирнокислотные компоненты - многофункциональные вещества, которые ввиду своей лабильности вносят значительный вклад в развитие адаптаций водных организмов, направленных на поддержание метаболического гомеостаза и внутренней среды организма (Arts, Kohler, 2009; Hochachka, Somero, 2002; Macdonald, 2021; Murzina et al., 2020; Крепс, 1981; Сидоров, 1983). Известно, что молекулярные формы липидов различаются «энергетической ёмкостью», вкладом в поддержание

свойств биомембран, биоэффекторными возможностями, участием в поддержании плавучести организма и др. (Arts, Kohler, 2009; Macdonald, 2021; Neighbors, 1988; Phleger et al., 1999; Tocher, 2003). Несмотря на то, что в литературе имеются отдельные исследования качественного и количественного состава липидов некоторых видов мезопелагических рыб (Joensen, Grahl-Nielsen, 2000, 2001, 2004; Petursdottir, Gislason, Falk-Petersen, 2008; Petursdottir, Gislason, Falk-Petersen, et al., 2008), в большинстве из них детальное липидное профилирование не проводилось. Однако подробное знание структуры и изменчивости липидного комплекса крайне необходимо для понимания процессов жизнедеятельности глубоководных рыб в изменчивых и неоднородных условиях среды. Исследование липидного состава мезопелагических рыб с разными стратегиями адаптации позволит изучить толерантность вида к глубоководным условиям обитания и их изменению при вертикальных перемещениях.

ЦЕЛЬ ИССЛЕДОВАНИЯ:

изучить эколого-биохимические адаптации с участием липидов и их жирнокислотных компонентов к глубоководным условиям обитания у мезопелагических видов рыб Северной Атлантики.

ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ:

1. Провести сравнительный анализ качественного и количественного содержания общих липидов, отдельных классов липидов и фосфолипидов, а также жирных кислот от общих липидов и отдельно от фосфолипидов, триацилглицеринов и эфиров холестерина + восков в мышцах для поиска различий на уровне липидного обмена у мезопелагических рыб с разными стратегиями адаптации;

2. Изучить адаптивную роль накопления и вариаций запасных триацилглицеринов, эфиров холестерина и восков в мышцах у вертикально-мигрирующих и немигрирующих рыб;

3. Выявить механизмы реорганизации биомембран мышц с участием структурных фосфолипидов и холестерина при изменении глубины у вертикально-мигрирующих и немигрирующих рыб;

4. Провести качественный и количественный анализ жирных кислот в мышцах мезопелагических рыб для выяснения объектов питания и определения места и роли этих рыб в трофических отношениях гидробионтов;

5. Определить технологическую значимость коммерчески ценного вида мезопелагиали - окуня-клювача (Sebastes mentella), а также рыб прилова моря Ирмингера на основании оценки липидного профиля и анализа интегральных метаболических индексов n-3/n-6 полиеновых

жирных кислот, атерогенности (IA), тромбогенности (IT), индекса укрепления здоровья (HPI), качества липидов мяса/рыбы (FLQ), гипо- и гиперхолестеринемии (HH).

НАУЧНАЯ НОВИЗНА

Впервые выявлены различия в накоплении резервных классов липидов, молекулярных форм структурных фосфолипидов, а также индивидуальных жирных кислот у 11 -ти видов 6-ти семейств массовых и распространённых рыб мезопелагической зоны в море Ирмингера (Северная Атлантика). Особенности накопления и изменения липидов в мышцах позволили подтвердить осуществление вертикальных перемещений у S. mentella, Lampanyctus macdonaldi, Symbolophorus veranyi, Notoscopelus kroyeri, Stomias boa, Chauliodus sloani, Borostomias antarcticus и Serrivomer beanii, а также отсутствие вертикальных миграций у Malacosteus niger и Scopelogadus beanii. У вертикальных мигрантов установлены различия в использовании доминирующих классов запасных (энергетических) липидов в адаптациях к глубине.

Впервые показаны выраженные вариации минорных классов липидов (промежуточных продуктов обмена) у вертикально-мигрирующих рыб. Данные изменения могут косвенно свидетельствовать о активных метаболических процессах и их амплитуде, имеющих компенсаторный характер и выражающихся в поддержании гомеостаза внутренней среды организма.

Впервые для самцов и самок окуня-клювача в градиенте глубин показано изменение биомаркерных жирных кислот (cis20:1(n-9) и cis22:1(n-11)) веслоногих рачков рода Calanus -значимых видов зоопланктона северных морей. Обнаружено доминирование C. glacialis в рационе питания самцов и самок окуня-клювача, а идентификация жирных кислот C. finmarcticus у самцов на глубине 650 метров демонстрирует трофическую связь пелагиали и глубоководья.

Для всех исследованных видов впервые идентифицирован широкий спектр минорных жирных кислот (содержание которых в мышцах менее 1%) растительного происхождения. В совокупности со значениями индекса плотоядности (cis18:1(n-9)/cis18:1(n-7)), эти кислоты указывают на положение видов рыб в трофической сети не ниже консументов 2-го порядка.

Впервые для исследуемых мезопелагических рыб проведен анализ содержания отдельных ненасыщенных «омега-3-6-9-7» липидов, уникальных композиций индивидуальных жирных кислот, а также метаболических интегральных индексов качества липидов мезопелагических рыб, которые демонстрируют возможность их целевого использования в пищевой, биотехнологической индустрии и аквакультуре.

ТЕОРЕТИЧЕСКОЕ И ПРАКТИЧЕСКОЕ ЗНАЧЕНИЕ РАБОТЫ

Полученные результаты имеют фундаментальное значение в развитии теории эколого-биохимических механизмов организменного гомеостаза гидробионтов, на примере мезопелагических рыб, получения новых сведений по основным биохимическим механизмам устойчивости глубоководных организмов в условиях Северной Атлантики, их роли в поддержании круговорота вещества и энергии. Установленный липидный и жирнокислотный состав исследованных мезопелагических видов позволяет также рассматривать их в качестве потенциально значимого сырья для биотехнологической, пищевой промышленности и аквакультуры, а также предложить определенный подбор подходов и протоколов по эффективному выделению отдельных классов липидов и их функциональных соединений. Результаты исследования экологической роли глубоководных видов рыб в функционировании мезопелагической экосистемы Мирового океана могут быть полезны при решении вопросов рационального природопользования и мониторинга состояния морских экосистем, особенно в условиях активного промысла и разработке долгосрочных ресурсных прогнозов.

МЕТОДОЛОГИЯ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Работа включала полевые и экспериментальные (лабораторные) методы исследований. В ходе полевого этапа осуществлён сбор образцов мышечной ткани мезопелагических рыб и их фиксация при -80°С до транспортировки в лабораторию. Лабораторный анализ был выполнен на базе лаборатории экологической биохимии и с использованием оборудования ЦКП ФИЦ «Карельский научный центр Российской академии наук». При проведении липидомного анализа были использованы классические методы экстракции (метод Фолча) и хроматографии (высокоэффективная тонкослойная хроматография, высокоэффективная жидкостная хроматография и газовая хроматография) с использованием современного высокочувствительного оборудования, в том числе масс-спектрометрии. Обработка результатов проводилась в специализированном ПО соответствующего оборудования, а также на языке программирования R с применением различных методов разведочного анализа данных, многомерного анализа и машинного обучения.

НА ЗАЩИТУ ВЫНОСЯТСЯ СЛЕДУЮЩИЕ ПОЛОЖЕНИЯ:

1. На уровне липидного метаболизма толерантность мезопелагических рыб к меняющимся в ходе вертикальных миграций условиям определяется накоплением в качестве энергетического источника мультифункциональных эфиров холестерина и восков с низкой плотностью, а также включением холестерина в мембрану клетки для реорганизации жидкостности клеточной мембраны. Не мигрирующие по вертикали виды рыб характеризуются накоплением исключительно запасных триацилглицеринов в мышцах и реорганизацией мембраны клетки

путём варьирования соотношения структурных фосфатидилхолина и фосфатидилэтаноламина. Ввиду выраженных различий доминирующих классов запасных липидов, которые отличаются значениями плотности молекул, у вертикально-мигрирующих и немигрируюших рыб, высказывается предположение об участии липидов в механизмах регуляции плавучести у рыб с различающейся двигательной активностью;

2. Механизмы эколого-биохимических адаптаций у мигрирующих и не мигрирующих по вертикали мезопелагических рыб к обитанию на глубине зависят от особенностей липидного обмена организма конкретного вида и его трофических взаимоотношений;

3. Диапазон миграции и изменение пищевого рациона мезопелагических рыб зависят от поступления в организм незаменимых полиненасыщенных жирных кислот, необходимых для поддержания гомеостаза внутренней среды и нормальной работы организма в условиях обитания на глубине.

СТЕПЕНЬ ДОСТОВЕРНОСТИ РЕЗУЛЬТАТОВ

Достоверность результатов подтверждается обеспечением минимально необходимой выборки фактического материала для каждой исследуемой группы веществ при использовании высокочувствительного современного хроматографического оборудования, а также применением сверхчистых референтных веществ и метода масс-спектрометрии при определении качественного состава липидных компонентов. Достоверность также подтверждается использованием общепринятых методов статистической обработки данных, адекватных методов многомерного анализа и машинного обучения, а также отсутствием противоречий между полученными результатами и немногочисленными ранее опубликованными данными.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Эколого-биохимические адаптации с участием липидов у мезопелагических рыб Северной Атлантики»

АПРОБАЦИЯ РАБОТЫ

Основные результаты диссертационной работы были представлены на 12 международных и российских научных мероприятиях в виде 8 устных и 4 стендовых докладов: на международной конференции «Arctic Frontiers 2020 - The power of knowledge» (г. Тромсо, Норвегия, 2020 г.); V Всероссийском научном форуме «Наука будущего - наука молодых» (г. Москва, Россия, 2020 г.); 6-й Всероссийской научной конференции молодых учёных «Комплексные исследования Мирового океана (КИМО-2021)» (г. Москва, Россия, 2021 г.); Международной научной конференции, посвящённой 150-летию Севастопольской биологической станции - Института биологии южных морей имени А.О. Ковалевского и 45-летию НИС «Профессор Водяницкий» «Изучение водных и наземных экосистем: история и современность» (г. Севастополь, Россия, 2021 г.); Международной конференции «Lipids in the Ocean» (Виртуальная конференция, 2021 г.); 14-ом Международном конгрессе «ISSFAL Virtual 2021» (Виртуальная конференция, 2021 г.);

Международной конференции «Новые технологии в медицине, биологии, фармакологии и экологии (№Т+МЕ'22). Весенняя сессия» (г. Гурзуф, Россия, 2022 г.); Всероссийской конференции учёных и специалистов, посвященной 160-летию Н.М. Книповича (г. Мурманск, Россия, 2022 г.); Международной конференции «Новые технологии в медицине, биологии, фармакологии и экологии (ЫТ+МЕ'23)» (г. Гурзуф, Россия, 2023 г.); Академическом форуме молодых учёных стран Большой Евразии «Континент науки 2023» (г. Москва, 2023 г.); Международной конференции «Современное состояние водных биоресурсов и аквакультуры» (г. Новосибирск, 2023 г.).

Исследование проводилось при поддержке Гранта Президента РФ для молодых докторов наук МД-5761.2021.1.4 «Эколого-биохимические адаптации с участием липидов и жирных кислот у мезопелагических рыб района Северо-Восточной Атлантики», а также, частично, в рамках государственного задания КарНЦ РАН № 0218-2019-0076 «Биохимические механизмы, определяющие сходство и различия в развитии адаптаций у гидробионтов морских и пресноводных экосистем» и FMEN-2022-0006 «Эколого-биохимические стратегии адаптации природных популяций гидробионтов и объектов аквакультуры в условиях современного изменения климата в норме и при изменении факторов среды с целью обеспечения устойчивого использования водных биологических ресурсов». Работа была поддержана грантами (стипендиями) для молодых ученых Программы Президента РФ и Правительства РФ.

ПУБЛИКАЦИИ

По теме исследования опубликовано 20 работ, из них 5 статей в высокорейтинговых научных журналах первого и второго квартиля, в том числе рекомендованных ВАК для публикации результатов научных исследований, 10 тезисов и материалов докладов, а также 5 зарегистрированных результатов интеллектуальной деятельности (базы данных).

СТРУКТУРА И ОБЪЁМ РАБОТЫ

Диссертационная работа состоит из введения, четырёх глав (обзора литературы, материалов и методов исследования, результатов исследования и обсуждения результатов), заключения, выводов и списка литературы. Работа изложена на 146 страницах, документирована 34 рисунками и 3 таблицами. Список литературы состоит из 414 источников, из них 345 иностранные.

ЛИЧНЫЙ ВКЛАД АВТОРА

Автор принимал участие лично во всех этапах подготовки диссертационной работы: при постановке и решении цели и задач исследования, проведении экспериментов, подготовке и

планировании сбора полевого материала, статистической обработке и анализе данных, в подготовке публикаций на основе полученных результатов.

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор выражает искреннюю благодарность и признательность за всестороннюю поддержку на всех этапах подготовки работы научному руководителю - д.б.н. Мурзиной Светлане Александровне, а также академику РАН, д.б.н. Немовой Нине Николаевне за научные рекомендации и комментарии при выполнении исследования, а также коллегам, сотрудникам лаборатории экологической биохимии ИБ КарНЦ РАН - к.б.н. Хуртиной С.Н., к.б.н. Руоколайнен Т.Р. за ценные советы, поддержку и помощь в ходе аналитической работы. Также автор выражает признательность д.б.н. Орлову А.М. (ИО РАН), к.б.н. Артеменкову Д.В. (ВНИРО) и судовой команде научно-исследовательского судна «Атлантида» за помощь в проведении полевых работ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Обитатели глубоководных экосистем Северной Атлантики

Одной из важнейших групп животных Мирового океана, обитающих в диапазоне глубин от 200 до 1000 метров и характеризующихся широким (глобальным) распространением, высоким биоразнообразием и биопродуктивнстью, являются мезопелагические рыбы (Gjes^ter, Kawaguchi, 1980; Irigoien et al., 2014; Priede, 2017; Sutton et al., 2017). Характерными отличиями для большинства этих видов являются медленный рост организма, высокая продолжительность жизни, поздняя зрелость, а также способность вертикально мигрировать к поверхностным слоям воды ночью для питания и возвращаться обратно на глубину в дневное время, совершая так называемые «суточные вертикальные миграции» (Hidalgo, Browman, 2019; Norse et al., 2012; Sutton, 2013). У некоторых видов отмечается также онтогенетическая вертикальная миграция, которая заключается в изменении глубины обитания особи с возрастом. Как следствие, такие перемещения формируют важную экологическую роль данных видов - перенос органического вещества и энергии из высокопродуктивного эпипелагического слоя в глубоководные батипелагический и абисопелагический слои (т.н. «круговорот углерода») (Aumont et al., 2018; Жирков, 2018). В некоторых работах (Dagorn et al., 2000; Naito et al., 2013) также обсуждается принципиальная роль мезопелагического микронектона в поддержании баланса круговорота вещества и энергии в условиях изменения климата. Более того, большое количество мезопелагических видов рыб являются важными объектами питания для промысловых рыб, таких как минтай или морской окунь (Токранов и др., 2005; Шунтов и др., 1997).

Несмотря на огромные площади мезопелагической зоны и разреженность её обитателей, многочисленные виды составляют высокое биоразнообразие мезопелагиали, что представляет большой интерес для освоения глубоководного промысла. Данный промысел ведётся повсеместно в Мировом океане, однако большинство из них являются мелкомасштабными, в основном, из-за недостатка знаний о биологии и экологии глубоководных рыбных ресурсов, а также их доступности существующими орудиями лова (Dalzell et al., 1996; Kramer et al., 1994; Newman, 2002). С позиции биологического разнообразия и коммерциализации море Ирмингера, а также сопредельные воды Северо-Восточного региона является одним из ценных морских промысловых районов.

Наиболее ценными для данного региона являются представители семейства Scorpaenidae, к которым относятся промысловые виды морских окуней, в частности окунь-клювач (S. mentella). Одними из самых распространённых и массовых являются виды семейств Myctophidae (или светящиеся анчоусы) и Stomiidae, обитающие в Северной Атлантике в диапазонах глубин от 0 до

4700 метров (Orlov, Tokranov, 2019; Porteiro et al., 2010). Известно, что представители семейства Myctophidae составляют не менее 20% от общей численности ихтиофауны Мирового океана, а виды семейства Stomiidae являются одними из главных глубоководных хищников (Eduardo et al., 2020; McGinnis, 1982). При этом виды, обитающие ниже фотической зоны, чрезвычайно разнообразны по жизненным циклам, пищевой специализации, механизмам адаптации к условиям обитания на больших глубинах. Нерациональное использование данного биологического ресурса может привести к нежелательным последствиям, в частности нарушению баланса круговорота углерода, и, как следствие, оказывать влияние на структуру и функционирование всей экосистемы.

1.1. Окунь-клювач (Sebastes mentella) - распространённый вид и ценный промысловый объект моря

Ирмингера

Район Северной Атлантики населяют четыре основных вида морских окуней, не считая гибридов - Sebastes marinus, S. mentella, S. fasciatus, S. viviparus. Наиболее массовым и распространённым из них является клюворылый окунь, также известный как «окунь-клювач» (S. mentella) (Мельников, 2006). Ареал данного представителя морских окуней простирается от Баренцева и Гренландского морей до побережья Канады через центральные районы Северной Атлантики - море Ирмингера, склоны Фарерских островов, Исландии и Гренландии (Бакай, 2011; Бакай, Мельников, 2008). При этом наиболее многочисленная популяция вида сосредоточена в районе моря Ирмингера, в котором осуществляется масштабный промысел морского окуня (Planque et al., 2013; Бакай, Мельников, 2008; Кровнин и др., 2017).

Окунь-клювач является представителем семейства Scorpaenidae, обитает в диапазоне глубин от нескольких десятков метров до 1441 метра и выделяется рядом уникальных и необычных биологических черт по сравнению с другими видами рыб (Hureau, Litvinenko, 1986; Барсуков и др., 1984; Мельников, Попов, 2009). Возраст данного вида может достигать 80 лет, а половозрелость наступает в период 6-17-летнего возраста (Бакай, Мельников, 2008; Мельников, 2006). Характерной чертой, выделяющий данный вид, является яйцеживорождение и внутреннее оплодотворение, а процессы спаривания и оплодотворения разделены во времени и пространстве (Мельников, 2006). Репродуктивный цикл окуня-клювача проходит в 5 этапов: (1) - созревание половых продуктов, (2) - спаривание (август-октябрь), при этом сперма сохраняется в яичниках самки в интактном состоянии, (3) - оплодотворение (январь-февраль), (4) - эмбриогенез (февраль-март), (5) - вымет личинок (апрель-май). Спаривание и оплодотворение происходят не одновременно, ввиду асинхронности созревания половых продуктов у самцов и самок. У самцов данный процесс протекает по типу летне-нерестующих рыб (август-ноябрь), тогда как у самок по типу зимне-нерестующих рыб (февраль-май) (Мельников, 2006; Рольский, 2016; Филина и др.,

12

2017). При этом, несмотря на живорождение данного вида, для клювача характерна высокая плодовитость, которая по численности мало отличается от икромечущих рыб (Барсуков, 1981).

Темпы роста клюворылого окуня линейно коррелируют с приростом от 1 до 2,1 см в год у неполовозрелых особей, однако мере созревания особей в возрасте 10-19 лет темп абсолютного прироста снижается до 1,2-1,7 см в год, а после 21 года до 0,5-1,0 см в год (Ме1шко^ Вакау, 2002; Saborido-Rey et а1., 2004; Мельников, 2006). При этом, с увеличением размеров особи (или возраста) отмечается горизонтальное распределение вида в сторону увеличения глубины обитания (Савватимский, 1992).

Согласно классификации Н.В. Парина (Парин, 1971) окунь-клювач относится к факультативным хищникам-ихтиофагам четвёртого экологического уровня. Основную часть в питании данного вида занимают представители зоопланктона (Amphipoda, Copepoda, Euphausiacea), креветки и молодь кальмара. При этом взрослые особи обладают более высокой вариацией и пластичностью в выборе объектов питания, где встречаются представители семейств Myctophidae, Para1epididae, Gonostomatidae, Chau1iodontidae, Stemoptychidae, Bathy1agidae, Nimichchthyidae, а также собственная молодь (Мельников, 2006). Стоит отметить, что состав пищи у клюворылого окуня изменяется не только с возрастом, но и по сезонам. Так в весенний период клювач питается, в основном, копеподами, эвфаузиидами, креветками и рыбными объектами, тогда как в летний период питание эвфаузиидами и креветками снижается в 4-6 раз. Также, в летний период отмечен массовый каннибализм (Мельников, 2006). Для окуня-клювача, ввиду увеличения глубины его обитания с возрастом, отмечена вертикальная зональность в распределении кормовых объектов (^ошшп et a1., 2021; Мельников, 2006).

Распространение окуня-клювача в водах моря Ирмингера является повсеместным, однако его численность в том или ином районе сильно зависит от сезонных миграций. В весенний нерестовый период (апрель-май) скопление самок вдоль западного склона хребта Рейкьянес (срединно-океанический хребет, участок акватории моря Ирмингера) существенно выше (Мельников, 2006). В нагульный период клювач мигрирует в открытую часть моря в юго-западном и северо-восточном направлениях. При этом скопления в акватории нагула неравномерны и определяются, главным образом, положением субарктических промежуточных вод (Педченко, 2001). В летний период основные скопления приурочены к восточному склону Гренландии (Мельников, 2006).

Отдельно следует отметить промысловое значение окуня-клювача. Морские окуни рода Sebastes являются крайне ценными пищевыми и коммерческими объектами СевероАтлантического региона (Гое^еп, Grah1-Nie1sen, 2004; Бакай, Мельников, 2008; Кровнин и др., 2017). Известно, что филе данных видов рыб богато полиненасыщенными жирными кислотами (ПНЖК) среди которых основную долю занимают незаменимые эссенциальные «омега-3»

13

кислоты - эйкозапентаеновая (cis20:5(n-3)) и докозагексаеновая (cis22:6(n-3)) (Murzina et al., 2022; Petursdottir, Gislason, Falk-Petersen, 2008; Petursdottir, Gislason, Falk-Petersen, et al., 2008).

1.2. Представители наиболее распространённых мезопелагических семейств моря Ирмингера

1.2.1. Семейство миктофовые (Myctophidae)

Рыбы семейства Myctophidae являются наиболее многочисленными и массовыми представителями группы мезопелагических рыб (33 рода и около 250 видов), составляют более 20% общей численности океанической ихтиофауны и могут достигать до 75% от биомассы мезопелагических рыб, выловленных траловым способом (Catul et al., 2011; Eduardo et al., 2020; Gjosaeter, 1984; Moser, Watson, 2006; Sassa et al., 2004). Виды данного семейства хорошо известны тем, что демонстрируют устойчивую и развитую адаптацию к зонам кислородного минимума, а также осуществляют суточные вертикальные миграции между мезо- и эпипелагическими слоями (Catul et al., 2011). Миктофовые рыбы играют важную роль в перераспределении энергии океана, образуя важное звено в пищевой сети между первичными потребителями, такими как зоо- и фитопланктон, и консументами более высокого порядка (хищные рыбы, китообразные, ластоногие, ныряющие морские птицы), в том числе предназначенными для коммерческого использования (Balu, Menon, 2006; Cherel et al., 2010; FAO fisheries, 1997; Karuppasamy et al., 2006, 2007; Kozlov, 1995). Согласно литературе (Watanabe et al., 1999), миктофовые демонстрируют четыре вида миграционных моделей: (1) мигранты, с чётким разделением среды обитания днем и ночью с погружением свыше 200 метров на глубину (Symbolophorus californiensis, Tarletonbeania taylori, Notoscopelus japonicus, Diaphus theta, Ceratoscopelus warmingi и Diaphus gigas); (2) полумигранты, у которых часть популяции ночью может оставаться в эпипелагической зоне, а глубины распространения мигрирующих и немигрирующих особей не перекрываются (Stenobrachius leucopsarus); (3) пассивные мигранты, у которых нет чёткого разделения на дневные и ночные места обитания, но верхняя и нижняя граница глубины дневного и ночного распространения смещается, поскольку рыбы следуют за мигрирующей добычей (Lampanyctus jordani); (4) немигрирующие виды (Stenobrachius nannochir, Lampanyctus regalis, Protomyctophum thompsoni). Для мигрирующих видов отмечено, что небольшие организмы могут преодолевать расстояние от 10 до 170 м за час, в то время как более крупные организмы - от 100 до 200 метров за час. При этом в зависимости от типа телосложения организма наблюдаются различия в поведении при миграциях. Так виды с крепким телосложением перемещаются короткими рывками, приводимыми в движение быстрым смыканием лучей хвостового плавника и взмахом хвоста, тогда как формы с «дряблым» телосложением, как правило, перемещаются с медленными извивами всего тела, подобными угрям (Catul et al., 2011).

Миктофовые имеют тонкое сжатое тело, покрытое лиственной, циклоидной или гребневидной чешуей, которая также покрывает люминесцентные железы у некоторых видов. Размер рыбы варьируется от 2 до 30 мм, большинство из них меньше 15 мм и весят от 2 до 6 г (FAO fisheries, 1997; Goode, Bean, 1984; Hulley, 1985; Moser, Watson, 2006; Nafpaktitis, 1982). Представители данного семейства характеризуются быстрым ростом, ранней половозрелостью, сравнительно небольшой продолжительностью жизни (1-5 лет) и высокими показателями смертности (Childress et al., 1980; Gjes^ter, Kawaguchi, 1980; Karuppasamy et al., 2006, 2007). Самки являются яйцекладущими организмами, а сам процесс нереста происходит в пелагиали -самцы и самки выпускают икру и семенную жидкость в воду, где происходит оплодотворение. Крошечные икринки (0,70-0,90 мм, с сегментированным желтком и умеренно перивителлиновым пространством) приобретают плавучесть благодаря липидным включениям. Оплодотворенные яйца (эмбрионы), а затем вылупившиеся личинки (~2,0 мм) дрейфуют по течению весь период развития. У некоторых видов нерест может продолжаться круглый год, но чаще в период с зимы до ранней весны (Balu, Menon, 2006; Moser, Watson, 2006). У всех миктофовых отмечается низкая плодовитость: самки производят примерно 100-2000 неоплодотворенных икринок на нерест, в зависимости от вида и возраста рыбы (Catul et al., 2011).

Рыбы семейства Myctophidae являются оппортунистическими хищниками, питающиеся преимущественно копеподами, остракодами, эвфаузиидами, гипериидами, амфиподми, щетинкочелюстными, птероподами, икрой и личинками рыб (Dalpadado, Gjosaeter, 1988, 1993; Hulley, 1985; Kinzer et al., 1993; Pakhomov et al., 1996). Сами же миктофовые, благодаря своей высокой калорийности с высоким содержанием липидов. формируют значимый источник энергии для хищников (Lea et al., 2002; Phleger et al., 1999). Так, например, проведённые исследования в Аравийском море (Butler et al., 2001) показали, что рыбы семейства Myctophidae составляют важную часть рациона хищных рыб, таких как Chauliodus. sloani, C. pammelas, Stomias affinis и S. nebulosus.

Коммерческий промысел миктофовых включает ограниченный вылов в Субантарктическом регионе, в Оманском заливе, а также у берегов Южной Африки (Gjosaeter, 1984; Gopakumar et al., 1983; Moser, Watson, 2006; Valinassab et al., 2007). Однако большинство представителей семейства не потребляются человеком в пищу из-за высокого содержания в них восков и их эфиров. Чаще, эти виды используются в биотехнологической промышленности в качестве корма для рыб, птиц, животных и удобрений для сельскохозяйственных культур растений (Balu, Menon, 2006; Lekshmy et al., 1983; Nair et al., 1983).

1.2.2. Семейство стомиевые (Stomiidae)

Глубоководные рыбы семейства Stomiidae, известные также как «рыбы-драконы», состоят из 28 родов и более 290 видов и являются одними из главных хищников мезо- и батипелагиали. Несмотря на то, что большинство видов стомиевых обитает в мезопелагической зоне, многие виды адаптировались к обитанию в более глубоких водах батипелагической зоны (глубина 10004000 м) (Childress et al., 1980; R. H. Gibbs, 1969). Данные представители ярко иллюстрируют фенотипическую адаптацию к жизни в глубоких слоях водной толщи за счёт специфического строения тела и челюстного аппарата, а также наличия специализированных пигментных клеток (фотофоров) для общения, приманивания добычи и маскировки в нисходящем свете (Choy et al., 2012; Kenaley et al., 2014).

Большинство стомиевых являются вертикальными мигрантами. С экологической точки зрения рыбы семейства Stomiidae играют важную роль в глубоководных экосистемах, поскольку являются трофическими посредниками, связывающими поверхностные воды с мезо- и батипелагическими слоями, регулируя тем самым глубоководный поток углерода и энергии (Sutton, Hopkins, 1996).

Основными объектами питания данного семейства являются миктофовые рыбы (Clarke, 1974; Hopkins, Gartner, 1992), однако существуют и исключения. Так, например, у вида Malacosteus niger присутствуют все морфологические признаки питания рыбными организмами - у него один из самых больших зазоров между челюстями, увеличенные клыки, большие изогнутые пищеводные (базибранхиальные и глоточно-жаберные) зубы, нет жаберных щелей, передние позвонки не окостеневшие (для облегчения запрокидывания головы, чтобы схватить крупную добычу). Таким образом, удержание мелких частиц для M. niger может быть проблематичным. Тем не менее, исследования показали (Sutton, 2005), что данный вид предпочитает в пищу зоопланктонные организмы, в частности каланоидных ракообразных. В работе Саттона Т.Т. и Хопкинса Т.Л. (Sutton, Hopkins, 1996) были представлены 4 модели питания рыб семейства Stomiidae: (1) хищничество миктофовых; (2) хищничество зоопланктоном / мелким микронектоном; (3) хищничество креветками; и (4) хищничество копеподами / микронектоном.

Несмотря на то, что объекты питания стомиевых рыб были определены достаточно подробно (Butler et al., 2001; Clarke, 1982; Kenaley, 2012; Sutton, Hopkins, 1996), репродуктивные процессы у представителей данного семейства изучены крайне слабо ввиду недостаточных размеров выборки взрослых особей при тралении. Более крупные половозрелые особи, вероятно, активнее избегают траловых сетей, чем молодые особи, а также большую роль играет сильная разреженность организмов в мезопелагической зоне (Clarke, 1974; Fisher, Pearcy, 1983; Sutton, Hopkins, 1996a). Известно, что виды семейства Stomiidae являются гонохористами, что позволяет им сохранять генетическое разнообразие в условиях обитания на больших глубинах (Marks et al.,

16

2020). При этом, для некоторых видов, в частности для Chauliodus sloani, отмечено отклонение от полового соотношения 1:1 в сторону доминирования самок, что, вероятно, связано с ранним достижением половозрелости у самцов (Marks et al., 2020).

1.2.3. Семейства Melamphaidae, Serrivomeridae и Bathylagidae

Представители семейств Melamphaidae, Serrivomeridae и Bathylagidae также повсеместно распространены в районе Северо-Восточной Атлантики и нередко встречаются в приловах при коммерческом тралении. Меламфаевые, которые насчитывают 5 родов и около 37 видов, являются типичным мезо- и батипелагическим семейством (Deng et al., 2013). Взрослые особи обитают ниже эвфотической зоны на постоянных глубинах от 200 до 2000 метров и редко встречаются на мелководье, за исключением личинок. Однако некоторые виды могут совершать вертикальные миграции в верхние слои воды в ночное время (Keene et al., 1987; Moore, Paxton, 1999). Тело меламфаевых рыб имеет компактную цилиндрическую морфологию до 187 мм без светящихся органов, довольно большим ртом, брюшными плавниками, которые расположены под основанием грудного плавника, а также сравнительно небольшим количеством позвонков (не более 31) (Moore, 2002; Moore, Paxton, 1999; Котляр, 1991). Характерной чертой для всех меламфаевых является наличие большой головы с высокоразвитыми органами канала боковой линии, а также относительно маленькие глазки (Marshall, 1996). Известно, что многие глубоководные рыбы в процессе эволюции развили высокоадаптивные и чувствительные сенсорные системы, позволяющие им выживать в экстремальных условиях больших глубин. В пределах этих систем представители семейства Melamphaidae представляют особый интерес, так как строение внутреннего уха у основных родов данного семейства имеет существенные межвидовые различия, что может отражать эволюционную историю этих видов (Deng et al., 2013). Рацион питания у меламфаевых также различается в зависимости от глубины обитания особи и сезона. Так у пелагических особей отмечено преобладание студенистого зоопланктона (в основном, сальпы) в пищевом рационе и связанных с ним облигатных и факультативных симбиотических гипериид рода Vibilia, Parathemisto и Phronima, а также каланоидные копеподы. Также встречаются остракоды, эвфаузииды и мелкая рыба. В то же время, бентосные особи предпочитают в пищу гаммаридных амфипод, полихет и пелеципод (Gartner, Zwerner, 1988). Стоит отметить, что в весенний период в питании меламфаевых преобладают амфиподы, тогда как в летне-осенний период - сальпы. При этом онтогенетических различий в питании данного семейства не наблюдается (Gartner, Zwerner, 1988).

Семейство Serrivomeridae (пилосошниковые) является крайне слабо исследованной группой рыб мезо- и батипелагиали. Данное семейство состоит из двух родов, которые насчитывают 9 видов. Известно, что пилосошниковые распространены повсеместно во всех

океанах и обитают в широком диапазоне глубин от 0 до 2900 метров (Cook et al., 2013; van Utrecht, van Utrecht-Cock, 1987). При этом, согласно исследованиям Кук с соавторами (Cook et al., 2013) распределение (200-2900 метров днём и 0-700 метров ночью) основного представителя пилосошниковых - Serrivomer beanii - указывает на широкий диапазон вертикальных миграций данного вида. Тело пилосошниковых имеет удлинённую нитеобразную форму без чешуи и может достигать 38-78 см в длину. Развитие пилосошниковых происходит с метаморфозами (van Utrecht, van Utrecht-Cock, 1987).

Многочисленный срединноводный представитель семейства Bathylagidae (Bathylagus euryops) также является типичным представителем мезо- и батипелагиали и распространён по всей Северной Атлантике от Гренландии до Бермудских островов (Sweetman et al., 2014). Диапазон глубины обитания данного вида составляет от 500 до 3237 метров, а длина тела до 13 см. В литературе нет однозначного мнения о наличии суточных вертикальных миграций у вида, однако в некоторых исследованиях описывается возможность онтогенетической вертикальной миграции с увеличением глубины обитания с возрастом (Sutton et al., 2008; Sweetman et al., 2013). Рацион питания, в основном, состоит из зоопланктона, однако доминирующий вид до сих пор не был установлен (Klimpel et al., 2006; Mauchline, Gordon, 1983; Wilhelm Busch et al., 2008). Согласно перечисленным выше исследованиям, вес неопознанных тканей из содержимого желудков превышал 60%, что сильно ограничивает и затрудняет достоверную идентификацию пищевого рациона и понимания трофической роли B. euryops. Однако известно, что данный вид является важным объектом питания для таких коммерчески важных видов как атлантический большеголов (Hoplostethus atlanticus), гренландский палтус (Reinhardtius hippoglossoides) и морской окунь (S. mentella), а также других хищников более высокого трофического уровня (Chambers, Dick, 2007; Mauchline, Gordon, 1984a; Мельников, 2006).

2. Липиды и их жирнокислотные компоненты - важные участники эколого-биохимических адаптаций рыб к экстремальным условиям обитания

Липиды - важнейшие молекулярные компоненты организма, обладающие широким спектром функциональной активности: энергетической, запасающей, структурной, транспортной, информационной, регуляторной и др. (Крепс, 1981). Данные макромолекулы рассматриваются как лабильные биохимические структуры, принимающие участие во многих процессах сложных компенсаторных реакций организма, которые направлены на поддержание гомеостаза взаимосвязанных метаболических процессов в ответ на воздействие внешних факторов среды (Arts, Kohler, 2009; Hazel, 1995; Hulbert, 2021; Macdonald, 2021; Гершанович и др., 1991; Лапин, Шатуновский, 1981; Сидоров, 1983). Такая полифункциональность липидов

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Воронин Виктор Петрович, 2024 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Анохина О.Н. Сохранение качества липидов мышечной ткани при холодильном хранении рыбы // Известия КГТУ - 2010. - Т. 18. - С. 61-67.

2. Арчаков А.И., Сельцовский А.П., Лисов В.И., Цыганов Д.И., Княжев В.А., Ипатова О.М., Торховская Т.И. Фосфоглив: механизм действия и эффективность применения в клинике // Вопросы Медицинской Химии. - 2002. - Т. 48, № 2. - С. 139-153.

3. Бакай Ю.И. Эколого-паразитологическая характеристика окуня-клювача Sebastes mentella (Scorpaeniformes: Sebastidea) Норвежского моря и смежных вод // Вопросы Ихтиологии. -2011.

- Т. 51, № 1. - С. 97-104.

4. Бакай Ю.И., Мельников С.П. Биолого-экологическая характеристика окуня-клювача Sebastes mentella (Scorpaenidae) на разных глубинах в пелагиали моря Ирмингера // Вопросы Ихтиологии. - 2008. - Т. 48, № 1. - С. 73-85.

5. Барсуков В.В. Морские окуни (Sebastinae) Мирового океана - их морфология, экология, распространение, расселение и эволюция: Автореф. дис. ... д-ра биолог. наук. Л., 1981. - 50 с.

6. Барсуков В.В., Литвиненко Н.И., Серебряков В.П. Методические указания по определению видов морских окуней северной части Атлантического океана и прилегающих морей. АтлантНИРО: Калининград, 1984. - 28 с.

7. Беккер В.Э. Миктофовые рыбы Мирового океана. М.: Наука, 1983. - 248 с.

8. Бердичевец И.Н., Тяжелова Т.В., Шимшилашвили Х.Р., Рогаев Е.И. Лизофосфатидная кислота

- липидный медиатор с множеством биологических функций. Пути биосинтеза и механизм действия // Биохимия. - 2010. - Т. 75, № 9. - С. 1213-1223.

9. Болдырев А.А., Кяйвяряйнен Е.И., Илюха В.А. Биомембранология: учебное пособие. Петрозаводск: Изд-во КарНЦ РАН, 2006. - 226 с.

10. Брокерхоф Х., Дженсен Р. Липолитические ферменты. - М.: 1978.

11. Брюс П., Брюс Э. Практическая статистика для специалистов data Science. СПб.: БХВ-Петербург, 2020. - 304 с.

12. Васьков А.А., Горчинский К.В., Долгов А.В., Сапожников А.В. Методические материалы по определению глубоководных рыб Северной Атлантики. Мурманск: Изд-во ПИНРО, 2006. - 201 с.

13. Веланский П.В., Костецкий Э.Я. Липиды морских холодноводных рыб // Биология моря. -2008. - Т. 34, № 1. - С. 53-57.

14. Гершанович А.Д., Лапин В.И., Шатуновский М.И. Особенности обмена липидов у рыб // Успехи соврем. биологии. - 1991. - Т. 111, № 2. - С. 207-219.

15. ГОСТ ISO/TS 17764-2-2015. Корма, комбикорма. Определение содержания жирных кислот. Часть 2. Метод газовой хроматографии. 2017. - 16 с.

16. Гринштейн С.В., Кост О.А. Структурно-функциональные особенности мембранных белков // Успехи современной биологии. - 2001. - Т. 41. - С. 77-104.

17. Долгов А.В. Атлас-определитель рыб Баренцева моря. Мурманск: Изд-во ПИНРО, 2011. - 187 с.

18. Дятловицкая Э.В., Кандыба А.Г. Биоэффекторные сфинголипиды как стимуляторы роста и выживаемости клеток // Биоорганическая химия. - 2004. - Т. 30, № 3. - С. 227-233.

19. Дятловицкая Э.В., Кандыба А.Г. Роль биологически активных сфинголипидов в опухолевом росте // Биохимия. - 2006. - Т. 71, Вып. 1. - С. 17-25.

20. Жирков И.А. Биогеография. Общая и частная: суши, моря и континентальных водоёмов. М.: Т-во научных изданий КМК, 2018. - 568 с.

21. Жукова Н.В. Жирные кислоты морских организмов: таксономические и трофические маркеры: Автореф. дис. ... д-ра биолог. наук. Владивосток, 2009. - 48 с.

22. Забелинский С.А., Чеботарёва М.А., Бровицына Н.Б., Кривченко А.И. Об адаптационной специализации состава и конформационных состояний жирных кислот в мембранных липидах жабр рыб // Журн. эволюц. биохим. физиол. - 1995. - Т. 31, № 1. - С. 28-37.

23. Захарченко А.В. Влияние гидростатического давления на поведение открыто- и закрытопузырных рыб в потоке воды: Автореф. дис. ... канд-а биолог. наук. Москва, 2004. - 28 с.

24. Ипатова О.М., Торховская Т.И., Захарова Т.С., Халилов Э.М. Сфинголипиды и клеточная сигнализация: участие в апоптозе и атерогенезе // Биохимия. - 2006. - Т. 71, Вып. 7. - С. 882893.

25. Кабаков Р.И. R в действии. Анализ и визуализация данных на языке R / пер. с англ. Волковой П.А. - ДМК Пресс, 2016. - 588 с.

26. Костецкий Э.Я., Веланский П.В., Санина Н.М. Фазовые переходы фосфолипидов как критерий оценки способности рыб к термоадаптации // Биология моря. - 2013. - Т. 39, № 2. - С. 136143.

27. Котляр А.Н. Остеология рыб подотряда Stephanoberycoidei. Сообщение 2. Melamphaidae // Вопросы Ихтиологии. - 1991. - Т. 1. - С. 24.

28. Крепс Е.М. Липиды клеточных мембран. Эволюция липидов мозга. Адаптационная функция липидов. Л.: Наука, 1981. - 339 с.

29. Кровнин А.С., Мельников С.П., Кивва К.К., Артеменков Д.В., Мурый Г.П. Влияние изменчивости океанологических условий на окуня-клювача в пелагиали Северной Атлантики // Труды ВНИРО. - 2017. - Т. 169. - С. 51-63.

30. Крутецкая З.И., Лебедев О.Е. Арахидоновая кислота и ее продукты: пути образования и метаболизма в клетках // Цитология. - 1993. - Т. 35, № 11/12. - С. 3-27.

31. Кукуев Е.И., Гущин А.В., Гомолицкий В.Д. Методические материалы по определению рыб открытых вод Северной Атлантики. Калининград: Изд-во АтлантНИРО, 1980. - 145 с.

32. Ланц Б. Машинное обучение на R: экспертные техники для прогностического анализа. СПб.: Питер, 2020. - 464 с.

33. Лапин В.И., Шатуновский М.И. Особенности состава, физиологическое и экологическое значение липидов рыб // Успехи современной биологии. - 1981. - Т. 92, № 6. - С. 380-394.

34. Ленинджер А. Основы биохимии. - М.: Мир, 1985. В 3-х т., Т 1. - 367 с.

35. Макарова И.И., Головко М.Ю. Асимметрия источника вторичных мессенджеров -фосфатидилинозита коры головного мозга крыс при усилении геомагнитной активности // Матер. науч. конф. «Актуальные вопросы функциональной межполушарной асимметрии». М.: Изд-во МГУ, 2001. - С. 103-104.

36. Мантейфель Б.П. Вертикальные миграции морских организмов. Об адаптивном значении вертикальных миграций рыб планктофагов // Тр. ИЖИ АН СССР. - 1961. - Т. 39. - С. 5-46.

37. Мантейфель Б.П. Экология поведения животных. М.: Наука, 1980. - 220 с.

38. Мельников С.П. Океанический окунь-клювач Северной Атлантики: биология и промысел. Мурманск: Издательство ПИНРО, 2006. - 111 с.

39. Мельников С.П., Попов В.И. Распределение и особенности биологии окуня-клювача Sebastes mentella (Scorpaenidae) в преиод спаривания в пелагиали Северной Атлантики // Вопросы ихтиологии. - 2009. - Т. 49, № 3. - С. 341-353.

40. Мурзина С.А. Роль липидов и их жирнокислотных компонентов в биохимических адаптациях люмпена пятнистого Leptoclinus maculatus F. северо-западного побережья о. Шпицберген: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. Петрозаводск, 2010. - 184 с.

41. Мурзина С.А. Роль липидов и их жирнокислотных компонентовв эколого-биохимических адаптациях рыб Северных морей: Автореф. дис. ... д-ра биолог. наук. М., 2019. - 46 с.

42. Назарова М.А., Васильева О.Б., Рипатти П.О., Немова Н.Н. Концентрация липидных компонентов в мышцах радужной форели Parasalmo mykiss (Walbaum, 1972) в зависимости от периода хранения биологического материала перед его фиксацией // Труды Карельского Научного Центра Российской Академии Наук. - 2014. - Т. 5. - С. 157-162.

43. Немова Н.Н., Нефедова З.А., Мурзина С.А. Оценка динамики липидов в раннем развитии атлантического лосося Salmo salar // Труды КарНЦ РАН. -2014. - № 5. - С. 44-52.

44. Никольский Г.В. Экология рыб. Высшая школа, 1974. - 336 с.

45. Осадчая Л.М., Галкина О.В., Ещенко Н.Д. Влияние кортизола на активность №+/К+-АТФазы и интенсивность ПОЛ в нейронах и нейроглии. Биохимические и молекулярно-биологические основы физиологических функций. СПб.: Изд-во СПбГУ, 2004. - С. 220-226.

46. Павлов Д.С., Немова Н.Н., Кириллова Е.А., Кириллов П.И., Нефедова З.А., Мурзина С.А. Содержание липидов у сеголетков нерки Oncorhynchus пе^а в период нагульной миграции (р. Озерная, Камчатка) // Доклады АН. - 2012. - Т. 445, № 1. - С. 114-117.

47. Панов В.П., Сафонова С.С., Орлов А.М., Рольский А.Ю., Артеменков Д.В. (2021). Развитие осевой локомоторной мускулатуры у половозрелого окуня-клювача Sebastes теШеПа (Sebastidae) // Российский Физиологический Журнал Им И.М. Сеченова. - 2021. - Т. 107, № 2. - С. 203-220. https://doi.org/10.31857/S0869813921020059

48. Парин Н.В. Основные трофические связи пелагических рыб в открытом океане // Основы биологической продуктивности океана и ее использование. - М.: Наука, 1971. - С. 102-114.

49. Педченко А.П. Океанографические условия моря Ирмингера и их влияние на распределение окуня-клювача: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. СПб., 2001. - 23 с.

50. Перевозчиков А.П. Стеролы и их транспорт в развитии животных // Онтогенез. - 2008. - Т. 39, № 3. - С. 165-189.

51. Рабинович А.Л. Цепные молекулы как компоненты мембранных систем: компьютерное моделирование // Методы компьютерного моделирования для исследования полимеров и биополимеров. - 2009. - С. 409-454.

52. Рабинович А.Л., Корнилов В.В., Балабаев Н.К., Леермакерс Ф.А.М., Филиппов А.В. Свойства бислоев ненасыщенных фосфолипидов: влияние холестерина // Биологические мембраны. -2007. - Т. 24, № 6. - С. 490-505.

53. Рабинович А.Л., Рипатти П.О. Полиненасыщенные углеводородные цепи липидов: структура, свойства, функции // Успехи современной биологии. - 1994. - Т. 114, № 10. - С. 581-593.

54. Рабинович А.Л., Рипатти П.О., Балабаев Н.К. Молекулярные параметры гидратированных бислоев ненасыщенных фосфатидилхолинов // Журнал физической химии. - 2004. - Т. 78, № 7. - С. 1160-1165.

55. Рольский А.Ю. Особенности дифференциации морских окуней рода Sebastes Атлантического и Северного Ледовитого Океанов: дис. ... канд. биол. наук. Москва, 2016. - 168 с.

56. Савватимский П.И. Северный макрурус (Масгоигш Ье^1ах L.) - потенциальный объект тралового и ярусного промысла в северной Атлантике // Сб. науч. тр. Поляр. НИИ рыб. хоз-ва и океанографии. Исследования биоресурсов Северной Атлантики. - 1992. - С. 45-67.

57. Сергеева М.Г., Варфоломеева А.Т. Каскад арахидоновой кислоты. - М.: Народное образование, 2006. - 256 с.

58. Сиделева В.Г., Козлова Т. А. Сравнительное изучение эндемичных коттоидных рыб (Cottidae, Comephoridae) в связи с их приспособлением к обитанию в пелагиали озера Байкал // Труды Зоологического Института РАН. - 2010. - Т. 314, № 4. - С. 433-447.

59. Сидоров В.С. Экологическая биохимия рыб. Липиды. Л.: Наука, 1983. - 240 с.

60. Сидоров В.С., Лизенко Е.И., Болгова О.М., Нефёдова З.А. Липиды рыб. 1. Методы анализа. Тканевая специфичность ряпушки Coregonus albula L. // Лососёвые (Salmonidae) Карелии. -Петрозаводск: Карельский филиал АН СССР. - 1972. - Вып. 1. - С. 152-163.

61. Токранов А.М., Орлов А.М., Шейко Б.А. Промысловые рыбы материкового склона прикамчатских вод. / Петропавловск-Камчатский: Камчат-пресс. - 2005. - 52 с.

62. Филина Е.А., Рольский А.Ю., Бакай Ю.И., Попов В.И., Макеенко Г.А. Особенности репродуктивного цикла самок окуня-клювача Sebastes mentella (Sebastidea) // Вопросы Ихтиологии. - 2017. - Т. 57, № 1. - С. 89-95.

63. Финагин Л.К. Обмен холестерина и его регуляция. Киев,1980. - 168 с.

64. Цыганов Э.П. Метод прямого метилирования липидов после ТСХ без элюирования с силикагеля // Лабор. дело. - 1971. - № 8. - С. 490-493.

65. Шитиков В.К., Мастицкий С.Э. Классификация, регрессия и другие алгоритмы Data Mining с использованием R, 2017. - 351 с. Электронная книга (https://github.com/ranalytics/data-mining. Version 01/2023).

66. Шульман Г.Е., Юнева Т.В. Роль докозагексаеновой кислоты в адаптациях рыб (обзор) // Экологическая физиология и биохимия водных животных. - 1990. - Т. 26, № 4. - С. 43-51.

67. Шульман Г.Е., Яковлева К.К. Гексаеновая кислота и естественная подвижность рыб // Журнал общей биологии. - 1983. - Т. 44, №. 4. - С. 529-540.

68. Шунтов В.П., Радченко В.И., Дулепова Е.П., Темных О.С. Биологические ресурсы дальневосточной российской экономической зоны: структура пелагических и донных сообществ, современный статус, тенденции многолетней динамики // Изв. ТИНРО. - 1997. -Т. 122. - С. 3-15.

69. Щепкина А.М., Трусевич В.В., Павловская Т.Я. Особенности липидного состава у некоторых представителей массовых видов тропического зоопланктона из Атлантического и Индийского океанов // Экология моря. - 1991. - Т. 38. - С. 84-88.

70. Abel S., Muller C.J.C., Sasanti, B. Effect of alternating total mixed ration and pasture feeding on the fatty acid content and health indices of Jersey and Fleckvieh x Jersey milk // South African Journal of Animal Science. - 2019. - Vol. 49, N. 3. - Article ID. 432. https://doi .org/10.4314/sajas.v49i3.4

71.Agersted M.D., Khodabandeloo B., Klevjer T.A., Garcia-Seoane E., Strand E., Underwood M.J., Melle W. Mass estimates of individual gas-bearing mesopelagic fish from in situ wideband acoustic measurements ground-truthed by biological net sampling // ICES Journal of Marine Science. - 2021. - Vol. 78, N. 10. - P. 3658-3673. https://doi.org/10.1093/icesjms/fsab207

72. Alvarez Y., Steinbüchel A. Triacylglycerols in prokaryotic microorganisms // Applied Microbiology and Biotechnology. - 2002. - Vol. 60, N. 4. - P. 367-376. https://doi.org/10.1007/s00253-002-1135-0

73. Alvheim A.R., Kjellevold M., Strand E., Sanden M., Wiech M. Mesopelagic Species and Their Potential Contribution to Food and Feed Security—A Case Study from Norway // Foods. - 2020. -Vol. 9, N. 3. - Article ID. 344. https://doi .org/10.3390/foods9030344

74. Anderson T.R., Martin A.P., Lampitt R.S., Trueman C.N., Henson S.A., Mayor D.J. Quantifying carbon fluxes from primary production to mesopelagic fish using a simple food web model // ICES Journal of Marine Science. - 2019. - Vol. 76, N. 3. - P. 690-701. https://doi.org/10.1093/icesjms/fsx234

75. Arduini A., Peschechera A., Dottori S., Sciarroni A.F., Serafini F., Calvani M. (1996). High performance liquid chromatography of long-chain acylcarnitine and phospholipids in fatty acid turnover studies // Journal of Lipid Research. - 1996. - Vol. 37, N. 3. - P. 684-689. https://doi.org/10.1016/S0022-2275(20)37609-4

76. Arispe N., Doh M., Simakova O., Kurganov B., Maio A.De. Hsc70 and Hsp70 interact with phosphatidylserine on the surface of PC12 cells resulting in a decrease of viability // The FASEB Journal. - 2004. - Vol. 18, N. 14. - P. 1636-1645. https://doi.org/10.1096/fj.04-2088com

77. Armstrong V.T., Brzustowicz M.R., Wassall S.R., Jenski L.J., Stillwell W. (2003). Rapid flip-flop in polyunsaturated (docosahexaenoate) phospholipid membranes // Archives of Biochemistry and Biophysics. - 2003. - Vol. 414, N. 1. - P. 74-82. https://doi.org/10.1016/S0003-9861(03)00159-0

78. Arts M.T., Kohler C.C. Health and conditions in fish: The influence of lipids on membrane competency and immune response. In Lipids in Aquatic Ecosystems; Arts M.T., Brett M.T., Kainz M.J., Eds.; Springer: Heidelberg, Dordrecht; London, UK; New York, NY, USA. - 2009. - P. 237257.

79. Ashjian C.J., Campbell R.G., Welch H.E., Butler M., Van Keuren D. Annual cycle in abundance, distribution, and size in relation to hydrography of important copepod species in the western Arctic Ocean // Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. - 2003. - Vol. 50, N. 10-11. -P. 1235-1261. https://doi.org/10.1016/S0967-0637(03)00129-8

80. Auel H., Hagen W. Mesozooplankton community structure, abundance and biomass in the central Arctic Ocean // Marine Biology. - 2002. - Vol. 140, N. 5. - P. 1013-1021. https://doi.org/10.1007/s00227-001-0775-4

81. Auge N., Negre-Salvayre A., Salvayre R., Levade T. Sphingomyelin metabolites in vascular cell signaling and atherogenesis // Progress in Lipid Research. - 2000. - Vol. 39, N. 3. - P. 207-229. https://doi.org/10.1016/S0163 -7827(00)00007-2

82. Aumont O., Maury O., Lefort S., Bopp L. Evaluating the Potential Impacts of the Diurnal Vertical Migration by Marine Organisms on Marine Biogeochemistry // Global Biogeochemical Cycles. -2018. - Vol. 32, N. 11. - P. 1622-1643. https://doi.org/10.1029/2018GB005886

83. Bakovic M., Fullerton M.D., Michel V. Metabolic and molecular aspects of ethanolamine phospholipid biosynthesis: the role of CTP:phosphoethanolamine cytidylyltransferase (Pcyt2) // Biochemistry and Cell Biology. - 2007. - Vol. 85, N. 3. - P. 283-300. https://doi .org/10.1139/O07-006

84. Ballweg S., Sezgin E., Doktorova M., Covino R., Reinhard J., Wunnicke D., Hänelt I., Levental I., Hummer G., Ernst R. Regulation of lipid saturation without sensing membrane fluidity // Nature Communications. - 2020. - Vol. 11, N. 1. - Article ID. 756. https://doi .org/10.1038/s41467-020-14528-1

85. Balu S., Menon N.G. Lantern fish: a potential deep-sea resource // Marine Ecosystem, ENVIS. -2006. - Vol. 5, N. 1. - P. 3-5.

86. Barelli H., Antonny B. Lipid unsaturation and organelle dynamics // Current Opinion in Cell Biology.

- 2016. - Vol. 41. - P. 25-32. https://doi.org/10.1016/j.ceb.2016.03.012

87. Bell M.V., Tocher D.R. Biosynthesis of polyunsaturated fatty acids in aquatic ecosystems: General pathways and new directions. In Lipids in Aquatic Ecosystems; Kainz M., Brett M.T., Arts M.T., Eds.; Springer: Heidelberg, Dordrecht; London, UK; New York, NY, USA. - 2009. - P 211-236.

88. Berg J.M., Tymoczko J.L., Stryer L. Section 22.5-Acetyl Coenzyme A carboxylase plays a key role in controlling fatty acid metabolism. In Biochemistry; Berg J.M., Tymoczko J.L., Stryer L., Eds.; W.H. Freeman. - 2002.

89. Berge J., Renaud P.E., Darnis G., Cottier F., Last K., Gabrielsen T.M., Johnsen G., Seuthe L., Weslawski J.M., Leu E., Moline M., Nahrgang J., S0reide J.E., Varpe 0., L0nne O.J., Daase M., Falk-Petersen S. In the dark: A review of ecosystem processes during the Arctic polar night // Progress in Oceanography. - 2015. - Vol. 139. - P. 258-271. https://doi.org/10.1016/j.pocean.2015.08.005

90. Billah M.M., Anthes J.C. The regulation and cellular functions of phosphatidylcholine hydrolysis // Biochemical Journal. - 1990. - Vol. 269, N. 2. - P. 281-291. https://doi.org/10.1042/bj2690281

91. Birner R., Bürgermeister M., Schneiter R., Daum G. Roles of Phosphatidylethanolamine and of Its Several Biosynthetic Pathways in Saccharomyces cerevisiae // Molecular Biology of the Cell. - 2001.

- Vol. 12, N. 4. - P. 997-1007. https://doi.org/10.1091/mbc.12.4.997

92. Bloch K., Vance D. Control Mechanisms in the Synthesis of Saturated Fatty Acids // Annual Review of Biochemistry. - 1977. - Vol. 46, N. 1. - P. 263-298. https://doi.org/10.1146/annurev.bi.46.070177.001403

93. Bode M., Hagen W., Schukat A., Teuber L., Fonseca-Batista D., Dehairs F., Auel H. Feeding strategies of tropical and subtropical calanoid copepods throughout the eastern Atlantic Ocean - Latitudinal and bathymetric aspects // Progress in Oceanography. - 2015. - Vol. 138. - P. 268-282. https://doi.org/10.1016/j.pocean.2015.10.002

94. Bogdanov M., Xie J., Heacock P., Dowhan W. To flip or not to flip: lipid-protein charge interactions are a determinant of final membrane protein topology // The Journal of Cell Biology. - 2008. - Vol. 182, N. 5. - P. 925-935. https://doi.org/10.1083/jcb.200803097

95. Boissonnot L., Niehoff B., Hagen W., S0reide J.E., Graeve M. Lipid turnover reflects life-cycle strategies of small-sized Arctic copepods // Journal of Plankton Research. - 2016. - Vol. 38, N. 6. -P. 1420-1432. https://doi.org/10.1093/plankt/fbw076

96. Boittin F.-X., Shapovalov G., Hirn C., Ruegg U.T. Phospholipase A2-derived lysophosphatidylcholine triggers Ca2+ entry in dystrophic skeletal muscle fibers // Biochemical and Biophysical Research Communications. - 2010. - Vol. 391, N. 1. - P. 401-406. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2009.11.070

97. Bone Q. A Note on the Buoyancy of some Lantern-Fishes (Myctophoidei) // Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. - 1973. - Vol. 53, N. 3. - P. 619-633. https://doi.org/10.1017/S0025315400058823

98. Brankatschk M., Gutmann T., Knittelfelder O., Palladini A., Prince E., Grzybek M., Brankatschk B., Shevchenko A., Coskun Ü., Eaton S. A Temperature-Dependent Switch in Feeding Preference Improves Drosophila Development and Survival in the Cold // Developmental Cell. - 2018. - Vol. 46, N. 6. - P. 781-793. https://doi.org/10.1016/j.devcel.2018.05.028

99. Bremer J. Carnitine--metabolism and functions // Physiological Reviews. - 1983. - Vol. 63, N. 4. -P. 1420-1480. https://doi.org/10.1152/physrev.1983.63.4.1420

100. Buczynski M.W., Dumlao D.S., Dennis E.A. Thematic Review Series: Proteomics. An integrated omics analysis of eicosanoid biology // Journal of Lipid Research. - 2009. - Vol. 50, N. 6. - P. 10151038. https://doi.org/10.1194/jlr.R900004-JLR200

101. Buda C., Dey I., Balogh N., Horvath L.I., Maderspach K., Juhasz M., Yeo Y.K., Farkas T. Structural order of membranes and composition of phospholipids in fish brain cells during thermal acclimatization // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1994. - Vol. 91, N. 17. - P. 8234-8238. https://doi.org/10.1073/pnas.91.17.8234

102. Burd C.G., Emr S.D. Phosphatidylinositol (3)-phosphate signaling mediated by specific binding to RING FYVE domains // Molecular Cell. - 1998. - Vol. 2, N. 1. - P. 157-162.

103. Burr ML., Gilbert J.F., Holliday R.M., Elwood P.C., Fehily A.M., Rogers S., Sweetnam P.M., Deadman N.M. Effects of changes in fat, fish, and fibre intakes on death and myocardial reinfarction: Diet and reinfarction trial (dart) // The Lancet. - 1989. - Vol. 334, N. 8666. - P. 757-761. https://doi.org/10.1016/S0140-6736(89)90828-3

104. Butler M., Bollens S.M., Burkhalter B., Madin L.P., Horgan E. Mesopelagic fishes of the Arabian Sea: distribution, abundance and diet of Chauliodus pammelas, Chauliodus sloani, Stomias affinis,

and Stomias nebulosus // Deep Sea Research Part II: Topical Studies in Oceanography. - 2001. - Vol. 48, N. 6-7. - P. 1369-1383. https://doi .org/10.1016/S0967-0645(00)00143 -0

105. Caccavo J.A., Christiansen H., Constable A.J., Ghigliotti L., Trebilco R., Brooks C.M., Cotte C., Desvignes T., Dornan T., Jones C.D., Koubbi P., Saunders R.A., Strobel A., Vacchi M., van de Putte A.P., Walters A., Waluda C.M., Woods B.L., Xavier J.C. Productivity and Change in Fish and Squid in the Southern Ocean. // Frontiers in Ecology and Evolution. - 2021. - Vol. 9. - Article ID. 624918. https://doi.org/10.3389/fevo.2021.624918

106. Calder P.C. Polyunsaturated fatty acids, inflammation, and immunity // Lipids. 2001. - Vol. 36, N. 9. - P. 1007-1024. https://doi.org/10.1007/s11745-001-0812-7

107. Calder P.C. Immunomodulation by omega-3 fatty acids // Prostaglandins, Leukotrienes and Essential Fatty Acids. - 2007. - Vol. 77, N. 5-6. - P. 327-335. https://doi.org/10.1016/j.plefa.2007.10.015

108. Carneiro A.B., Iaciura B.M.F., Nohara L.L., Lopes C.D., Veas E.M.C., Mariano V.S., Bozza P.T., Lopes U.G., Atella G.C., Almeida I.C., Silva-Neto M A C. Lysophosphatidylcholine Triggers TLR2-and TLR4-Mediated Signaling Pathways but Counteracts LPS-Induced NO Synthesis in Peritoneal Macrophages by Inhibiting NF-kB Translocation and MAPK/ERK Phosphorylation // PLoS ONE. -2013. - Vol. 8, N. 9. - Article ID. e76233. https://doi .org/10.1371/journal.pone.0076233

109. Castro L.F.C., Tocher D.R., Monroig O. Long-chain polyunsaturated fatty acid biosynthesis in chordates: Insights into the evolution of Fads and Elovl gene repertoire // Progress in Lipid Research. - 2016. - Vol. 62. - P. 25-40. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2016.01.001

110. Catul V., Gauns M., Karuppasamy P.K. A review on mesopelagic fishes belonging to family Myctophidae // Reviews in Fish Biology and Fisheries. - 2011. - Vol. 21, N. 3. - P. 339-354. https://doi.org/10.1007/s11160-010-9176-4

111. Cavallaro M., Ammendolia G., Andaloro F., Battaglia P. First record of the mesopelagic fish Diaphus dumerilii (Bleeker, 1856) in the Mediterranean Sea // Marine Biodiversity. - 2017. - Vol. 47, N. 2. - P. 585-588. https://doi.org/10.1007/s12526-016-0492-3

112. Chambers C.A., Dick T.A. Using environmental variables to predict the structure of deep-sea Arctic fish communities: implications for food web construction // Arctic, Antarctic, and Alpine Research. - 2007. - Vol. 39, N. 1. - P. 2-8.

113. Chang T.-Y., Chang C.C.Y., Ohgami N., Yamauchi Y. Cholesterol Sensing, Trafficking, and Esterification // Annual Review of Cell and Developmental Biology. - 2006. - Vol. 22, N. 1. - P. 129157. https://doi.org/10.1146/annurev.cellbio.22.010305.104656

114. Chen J., Liu H. Nutritional Indices for Assessing Fatty Acids: A Mini-Review // International Journal of Molecular Sciences. - 2020. - Vol. 21, N. 16. - Article ID. 5695. https://doi.org/10.3390/ijms21165695

115. Cherel Y., Fontaine C., Richard P., Labatc J.-P. Isotopic niches and trophic levels of myctophid fishes and their predators in the Southern Ocean // Limnology and Oceanography. - 2010. - Vol. 55, N. 1. - P. 324-332. https://doi.org/10.4319/lo.2010.55.L0324

116. Childress J.J., Taylor S.M., Cailliet G.M., Price M.H. Patterns of growth, energy utilization and reproduction in some meso- and bathypelagic fishes off Southern California // Marine Biology. -1980. - Vol. 61, N. 1. - P. 27-40. https://doi.org/10.1007/BF00410339

117. Chong P.L.G., Cossins A.R., Weber G. A differential polarized phase fluorometric study of the effects of high hydrostatic pressure upon the fluidity of cellular membranes // Biochemistry. - 1983. - Vol. 22, N. 2. - P. 409-415. https://doi.org/10.1021/bi00271a026

118. Choy C.A., Davison P.C., Drazen J.C., Flynn A., Gier E.J., Hoffman J.C., McClain-Counts J.P., Miller T.W., Popp B.N., Ross S.W., Sutton T.T. Global Trophic Position Comparison of Two Dominant Mesopelagic Fish Families (Myctophidae, Stomiidae) Using Amino Acid Nitrogen Isotopic Analyses // PLoS ONE. - 2012. - Vol. 7, N. 11. - Article ID. e50133. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0050133

119. Choy C.A., Popp B.N., Hannides C.C.S., Drazen J.C. Trophic structure and food resources of epipelagic and mesopelagic fishes in the North Pacific Subtropical Gyre ecosystem inferred from nitrogen isotopic compositions // Limnology and Oceanography. - 2015. - Vol. 60, N. 4. - P. 11561171. https://doi.org/10.1002/lno.10085

120. Choy C., Portner E., Iwane M., Drazen J. Diets of five important predatory mesopelagic fishes of the central North Pacific // Marine Ecology Progress Series. - 2013. - Vol. 492. - P. 169-184. https://doi.org/10.3354/meps10518

121. Christiansen J.S., Mecklenburg C.W., Karamushko O.V. Arctic marine fishes and their fisheries in light of global change // Global Change Biology. - 2014. - Vol. 20, N. 2. - P. 352-359. https://doi.org/10.1111/gcb.12395

122. Clarke T.A. Some aspects of the ecology of stomiatoid fishes in the Pacific Ocean near Hawaii // Fish. Bull. - 1974. - Vol. 72. - P. 337-351.

123. Clarke T.A. Feeding habits of stomiatoid fishes from Hawaiian waters // Fish. Bull. - 1982. -Vol. 80. - P. 287-304.

124. Cole L.K., Vance J.E., Vance D.E. Phosphatidylcholine biosynthesis and lipoprotein metabolism // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular and Cell Biology of Lipids. - 2012. - Vol. 1821, N. 5. - P. 754-761. https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2011.09.009

125. Cook A.B., Sutton T.T., Galbraith J.K., Vecchione M. Deep-pelagic (0-3000m) fish assemblage structure over the Mid-Atlantic Ridge in the area of the Charlie-Gibbs Fracture Zone // Deep Sea Research Part II: Topical Studies in Oceanography. - 2013. - Vol. 98. - P. 279-291. https://doi.org/10.1016/j.dsr2.2012.09.003

126. Corsetto P. A., Montorfano G., Zava S., Jovenitti I.E., Cremona A., Berra B., Rizzo A.M. Effects of n-3 PUFAs on breast cancer cells through their incorporation in plasma membrane // Lipids in Health and Disease. - 2011. - Vol. 10, N. 1. - P. 73. https://doi.org/10.1186/1476-511X-10-73

127. Coutteau P., Geurden I., Camara M.R., Bergot P., Sorgeloos P. Review on the dietary effects of phospholipids in fish and crustacean larviculture // Aquaculture. - 1997. - Vol. 155, N. 1-4. - P. 149164. https://doi.org/10.1016/S0044-8486(97)00125-7

128. Cripps G., Watkins J., Hill H., Atkinson A. Fatty acid content of Antarctic krill Euphausia superba at South Georgia related to regional populations and variations in diet // Marine Ecology Progress Series. - 1999. - Vol. 181. - P. 177-188. https://doi.org/10.3354/meps181177

129. Crockett E.L., Hazel J.R. Cholesterol affects physical properties and (Na+/K+)-ATPase in basolateral membranes of renal and intestinal epithelia from thermally acclimated rainbow trout // Journal of Comparative Physiology B: Biochemical, Systemic, and Environmental Physiology. -1997. - Vol. 167, N. 5. - P. 344-351. https://doi.org/10.1007/s003600050083

130. Cui Z., Houweling M. Phosphatidylcholine and cell death // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular and Cell Biology of Lipids. - 2002. - Vol. 1585, N. 2-3. - P. 87-96. https://doi.org/10.1016/S1388-1981(02)00328-1

131. Cybulski L.E., Martín M., Mansilla M.C., Fernández A., de Mendoza D. Membrane Thickness Cue for Cold Sensing in a Bacterium // Current Biology. - 2010. - Vol. 20, N. 17. - P. 1539-1544. https://doi.org/10.1016/ixub.2010.06.074

132. Czeslik C., Reis O., Winter R., Rapp G. Effect of high pressure on the structure of dipalmitoylphosphatidylcholine bilayer membranes: a synchrotron-X-ray diffraction and FT-IR spectroscopy study using the diamond anvil technique // Chemistry and Physics of Lipids. - 1998. -Vol. 91, N. 2. - P. 135-144. https://doi.org/10.1016/S0009-3084(97)00104-7

133. Dagorn L., Bach P., Josse E. Movement patterns of large bigeye tuna (Thunnus obesus) in the open ocean, determined using ultrasonic telemetry // Marine Biology. - 2000. - Vol. 136, N. 2. - P. 361-371. https://doi.org/10.1007/s002270050694

134. Dahlhoff E., Somero G.N. Pressure and Temperature Adaptation of Cytosolic Malate Dehydrogenases of Shallowand Deep-Living Marine Invertebrates: Evidence for High Body Temperatures in Hydrothermal Vent Animals // Journal of Experimental Biology. - 1991. - Vol. 159, N. 1. - P. 473-487. https://doi.org/10.1242/ieb.159.L473

135. Daleke D.L. Regulation of transbilayer plasma membrane phospholipid asymmetry // Journal of Lipid Research. - 2003. - Vol. 44, N. 2. - P. 233-242. https://doi.org/10.1194/i lr.R200019-JLR200

136. Dalpadado P., Gjosaeter J. Feeding ecology of the lanternfish Benthosema pterotum from the Indian Ocean // Marine Biology. - 1988. - Vol. 99, N. 4. - P. 555-567. https://doi.org/10.1007/BF00392563

137. Dalpadado P., Gjosaeter J. Lanternfishes (Myctophidae) in Sri Lankan Waters // Asian Fish Sci.

- 1993. - Vol. 9. - P. 161-168.

138. Dalsgaard J., St. John M., Kattner G., Muller-Navarra D., Hagen W. Fatty acid trophic markers in the pelagic marine environment // Advances in Marine Biology. - 2003. - Vol. 46. - P. 225-340. https://doi.org/10.1016/S0065-2881(03)46005-7

139. Dalzell P., Adams T.J.H., Polunin N.V.C. Coastal fisheries in the Pacific Islands // Oceanogr. Mar. Biol. Annu. Rev. - 1996. - Vol. 34. - P. 395-531.

140. Dang H.T.T., Gudjonsdottir M., Karlsdottir M.G., Van Nguyen M., Romotowska P.E., Tomasson T., Arason S. Influence of Temperature Stress on Lipid Stability of Atlantic Herring (Clupea harengus) Muscle During Frozen Storage // Journal of the American Oil Chemists' Society. - 2017.

- Vol. 94, N. 12. - P. 1439-1449. https://doi.org/10.1007/s11746-017-3053-4

141. Dang H.T.T., Gudjonsdottir M., Karlsdottir M.G., Van Nguyen M., Tomasson T., Arason S. Stability of Golden redfish (Sebastes marinus) during frozen storage as affected by raw material freshness and season of capture // Food Science & Nutrition. - 2018. - Vol. 6, N. 4. - P. 1065-1076. https://doi.org/10.1002/fsn3.648

142. de Carvalho C., Caramujo M. The Various Roles of Fatty Acids // Molecules. - 2018. - Vol. 23, N. 10. - Article ID. 2583. https://doi.org/10.3390/molecules23102583

143. Deng X., Wagner H., Popper A.N. Interspecific Variations of Inner Ear Structure in the Deep-Sea Fish Family Melamphaidae // The Anatomical Record. - 2013. - Vol. 296, N. 7. - P. 1064-1082. https://doi.org/10.1002/ar.22703

144. Dowhan W., Bogdanov M. Lipid-Dependent Membrane Protein Topogenesis // Annual Review of Biochemistry. - 2009. - Vol. 78, N. 1. - P. 515-540. https://doi.org/10.1146/annurev.biochem.77.060806.091251

145. Dufourc E.J. Sterols and membrane dynamics // Journal of Chemical Biology. - 2008. - Vol. 1, N. 1-4. - P. 63-77. https://doi.org/10.1007/s12154-008-0010-6

146. Duvall M.G., Levy B.D. DHA- and EPA-derived resolvins, protectins, and maresins in airway inflammation // European Journal of Pharmacology. - 2016. - Vol. 785. - P. 144-155. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2015.11.001

147. Eastman J.T. Buoyancy and morphological studies of Antarctic fishes // Antarctic Journal of the United States. - 1979. - Vol. 14. - P. 164-166.

148. Eastman J.T. Lipid storage systems and the Biology of two neutrally buoyant Antarctic Notothenioid fishes // Comparative Biochemistry and Physiology. - 1988. - Vol. 90, N. 3. - P. 529537.

149. Eduardo L.N., Lucena-Fredou F., Mincarone M.M., Soares A., Le Loc'h F., Fredou T., Menard F., Bertrand A. Trophic ecology, habitat, and migratory behaviour of the viperfish Chauliodus sloani

122

reveal a key mesopelagic player // Scientific Reports. - 2020. - Vol. 10, N. 1. - Article ID. 20996. https://doi.org/10.1038/s41598-020-77222-8

150. El Balibi M., Brichon G., Zwingelstein G. Sphingomyelin metabolism is linked to salt transport in the gills of euryhaline fish // Lipids. - 1996. - Vol. 31, N. 4. - P. 385-392.

151. Erickson M.C. Lipid Oxidation: Flavor and Nutritional Quality Deterioration in Frozen Foods. In Quality in Frozen Foods; Springer: US. - 1997. - P. 141-173. https://doi.org/10.1007/978-1-4615-5975-7 9

152. Ernst R., Ejsing C.S., Antonny B. Homeoviscous Adaptation and the Regulation of Membrane Lipids // Journal of Molecular Biology. - 2016. - Vol. 428, N. 24. - P. 4776-4791. https://doi.org/10.1016/jjmb.2016.08.013

153. Exton J.H. Phosphatidylcholine breakdown and signal transduction // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Lipids and Lipid Metabolism. - 1994. - Vol. 1212, N. 1. - P. 26-42. https://doi.org/10.1016/0005-2760(94)90186-4

154. Falk-Petersen S., Hagen W., Kattner G., Clarke A., Sargent J. Lipids, trophic relationships, and biodiversity in Arctic and Antarctic krill // Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. -2000. - Vol. 57, N. S3. - P. 178-191. https://doi.org/10.1139/f00-194

155. Falk-Petersen S., Mayzaud P., Kattner G., Sargent J.R. Lipids and life strategy of Arctic Calanus // Marine Biology Research. - 2009. - Vol. 5, N. 1. - P. 18-39. https://doi.org/10.1080/17451000802512267

156. Falk-Petersen S., Sargent J.R., Henderson J., Hegseth E.N., Hop H., Okolodkov Y.B. Lipids and fatty acids in ice algae and phytoplankton from the Marginal Ice Zone in the Barents Sea // Polar Biology. - 1998. - Vol. 20, N. 1. - P. 41-47. https://doi.org/10.1007/s003000050274

157. FAO fisheries. Lanternfishes: a potential fishery in the northern Arabian Sea. - 1997.

158. Farese R.V., Walther T.C. Lipid Droplets Finally Get a Little R-E-S-P-E-C-T // Cell. - 2009. -Vol. 139, N. 5. - P. 855-860. https://doi.org/10.1016/j.cell.2009.11.005

159. Fisher J.P., Pearcy W.G. Reproduction, growth and feeding of the mesopelagic fish Tactostoma macropus (Melanostomiatidae) // Marine Biology. - 1983. - Vol. 74, N. 3. - P. 257-267. https://doi.org/10.1007/BF00403449

160. Folch J., Lees M., Sloane Stanley G.H. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues // J. Biol. Chem. - 1957. - Vol. 226, N. 5. - P. 497-509.

161. Furt F., Moreau P. Importance of lipid metabolism for intracellular and mitochondrial membrane fusion/fission processes // The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. - 2009. - Vol. 41, N. 10. - P. 1828-1836. https://doi.org/10.1016/j.biocel.2009.02.005

162. Garcia M.C., Ward G., Ma Y., Salem N., Kim H. Effect of Docosahexaenoic Acid on the Synthesis of Phosphatidylserine in Rat Brain Microsomes and C6 Glioma Cells // Journal of

123

Neurochemistry. - 1998. - Vol. 70, N. 1. - P. 24-30. https://doi.org/10.1046/j.1471-4159.1998.70010024.x

163. Gartner J.V.Jr., Musick J.A. Feeding habits of the deep-sea fish, Scopelogadus beanii (Pisces: Melamphaidae), in the western North Atlantic // Deep-Sea Res. - 1989. - Vol. 36, N. 10. - P. 14571469.

164. Gartner J.V., Zwerner D.E. An Ichthyophonus -typefungus in the deep-sea pelagic fish Scopelogadus beanii (Günther) (Pisces: Melamphaidae) pathology, geographic distribution and ecological implications // Journal of Fish Biology. - 1988. - Vol. 32, N. 3. - P. 459-470. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.1988.tb05381.x

165. Gaullier J.-M., Simonsen A., D'Arrigo A., Bremnes B., Stenmark H., Aasland R. FYVE fingers bind PtdIns(3)P // Nature. - 1998. - Vol. 394, N. 6692. - P. 432-433. https://doi.org/10.1038/28767

166. Gauthier S. Target Strength of encaged Atlantic redfish (Sebastes spp.) // ICES Journal of Marine Science. - 2001. - Vol. 58, N. 3. - P. 562-568. https://doi.org/10.1006/jmsc.2001.1066

167. Gerringer M.E., Drazen J.C., Yancey P.H. Metabolic enzyme activities of abyssal and hadal fishes: pressure effects and a re-evaluation of depth-related changes // Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. - 2017. - Vol. 125. - P. 135-146. https://doi.org/10.1016/j.dsr.2017.05.010

168. Giannini D., Parin M.A., Gadaleta L., Carrizo G., Zugarramurdi A. Influence of raw material quality on quality of iced and frozen white fish products // Journal of Food Quality. - 2001. - Vol. 24, N. 6. - P. 527-538. https://doi.org/10.1111/j .1745-4557.2001.tb00628.x

169. Gibbs R.H. Taxonomy, sexual dimorphism, vertical distribution, and evolutionary zoogeography of the bathypelagic fish genus Stomias (Stomiatidae) // Smithsonian Contributions to Zoology. -1969. - Vol. 31. - P. 1-25. https://doi.org/10.5479/si.00810282.31

170. Gibbs R.H.Jr. Astronesthidae. In Fishes of the north-eastern Atlantic and the Mediterranean; Whitehead P.J.P., Bauchot M.-L., Hureau J.-C., Nielsen J., Tortonese E., Eds.; UNESCO. - 1984a. -P. 325-335.

171. Gibellini F., Smith T.K. The Kennedy pathway— De novo synthesis of phosphatidylethanolamine and phosphatidylcholine // IUBMB Life. - 2010. - Vol. 62, N. 6. - P. 414428. https://doi.org/10.1002/iub.337

172. Gj0saeter J. Mesopelagic fish, a large potential resource in the Arabian Sea // Deep Sea Research Part A. Oceanographic Research Papers. - 1984. - Vol. 31, N. 6-8. - P. 1019-1035. https://doi.org/10.1016/0198-0149(84)90054-2

173. Gjes^ter J., Kawaguchi K. A review of the world's resources of mesopelagic fish // FAO Fish Tech Pap. - 1980. - Vol. 193. - P. 1-151.

174. Gladine C., Newman J.W., Durand T., Pedersen T.L., Galano J.-M., Demougeot C., Berdeaux O., Pujos-Guillot E., Mazur A., Comte B. Lipid Profiling following Intake of the Omega 3 Fatty Acid DHA Identifies the Peroxidized Metabolites F4-Neuroprostanes as the Best Predictors of Atherosclerosis Prevention // PLoS ONE. - 2014. - Vol. 9, N. 2. - Article ID. e89393. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0089393

175. Glomset J. A. Physiological role of lecithin—cholesterol acyltransferase // The American Journal of Clinical Nutrition. - 1970. - Vol. 23, N. 8. - P. 1129-1136.

176. Goode G.B., Bean T.H. Oceanic ichthyology: a treatise on the deep-sea and pelagic fishes of the world. Part 1: Text. Narendra Publishing House, New Delhi, 1984.

177. Gopakumar K., Nair R.K.G., Nair V.P.G., Nair L.A., Radhakrishnan A.G., Nair R.P. Studies on lantern fish (Benthosema pterotum) I. Biochemical and microbiological investigations // Fish Technol. - 1983. - Vol. 20, N. 1. - P. 17-19.

178. Graeve M., Kattner G., Wiencke C., Karsten U. Fatty acid composition of Arctic and Antarctic macroalgae: indicator of phylogenetic and trophic relationships // Marine Ecology Progress Series. -2002. - Vol. 231. - P. 67-74. https://doi.org/10.3354/meps231067

179. Gremo F., De Medio G.E., Trovarelli G., Dessi S., Porru S. Mature and immature synaptosomal membranes have a different lipid composition // Neurochemical Research. - 1985. - Vol. 10, N. 1. -P. 133-144. https://doi.org/10.1007/BF00964778

180. Gurr M.I., James A.T. Fatty acids. In Lipid Biochemistry: An Introduction; Gurr M.I., James A.T., Eds.; Springer. - 1980. - P. 129-154.

181. Hagen W., Auel H. Seasonal adaptations and the role of lipids in oceanic zooplankton // Zoology. - 2001. - Vol. 104, N. 3-4. - P. 313-326. https://doi.org/10.1078/0944-2006-00037

182. Hagen W., Kattner G., Graeve M. On the lipid biochemistry of polar copepods: compositional differences in the Antarctic calanoids Euchaeta antarctica and Euchirella rostromagna // Marine Biology. - 1995. - Vol. 123, N. 3. - P. 451-457. https://doi.org/10.1007/BF00349224

183. Hamilton J., Greiner R., Salem N., Kim H. n-3 Fatty acid deficiency decreases phosphatidylserine accumulation selectively in neuronal tissues // Lipids. - 2000. - Vol. 35, N. 8. -P. 863-869. https://doi.org/10.1007/S11745-000-0595-x

184. Harper C.R., Jacobson T.A. New Perspectives on the Management of Low Levels of High-Density Lipoprotein Cholesterol // Archives of Internal Medicine. 1999. - Vol. 159, N. 10. - P. 1049. https://doi .org/10.1001/ archinte .159.10.1049

185. Harris W.S. n-3 fatty acids and serum lipoproteins: human studies // The American Journal of Clinical Nutrition. - 1997. - Vol. 65, N. 5. - P. 1645S-1654S. https://doi.org/10.1093/ajcn/65.5.1645S

186. Harwood J.L. Fatty Acid Metabolism // Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. - 1988. - Vol. 39, N. 1. - P. 101-138. https://doi.org/10.1146/annurev.pp.39.060188.000533

125

187. Harwood J.L. Recent advances in the biosynthesis of plant fatty acids // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Lipids and Lipid Metabolism. - 1996. - Vol. 1301, N. 1-2. - P. 7-56. https://doi.org/10.1016/0005-2760(95)00242-1

188. Harwood J.L., Guschina I.A. The versatility of algae and their lipid metabolism // Biochimie. -2009. - Vol. 91, N. 6. - P. 679-684. https://doi.org/10.1016/j.biochi.2008.11.004

189. Hashidate-Yoshida T., Harayama T., Hishikawa D., Morimoto R., Hamano F., Tokuoka S.M., Eto M., Tamura-Nakano M., Yanobu-Takanashi R., Mukumoto Y., Kiyonari H., Okamura T., Kita Y., Shindou H., Shimizu T. Fatty acid remodeling by LPCAT3 enriches arachidonate in phospholipid membranes and regulates triglyceride transport // Elife. - 2015. - Vol. 4. - Article ID. e06328 https://doi.org/10.7554/eLife.06328

190. Hashimoto K., Yoshizawa A.C., Saito K., Yamada T., Kanehisa M. He repertoire of desaturases for unsaturated fatty acid synthesis in 397 genomes // Genome Inform., - 2006. - Vol. 17. - P. 173183.

191. Hazel J. The role of alterations in membrane lipid composition in enabling physiological adaptation of organisms to their physical environment // Progress in Lipid Research. - 1990. - Vol. 29, N. 3. - P. 167-227. https://doi .org/10.1016/0163 -7827(90)90002-3

192. Hazel J.R. Thermal adaptation in biological membranes: Is homeoviscous adaptation the explanation? // Annual Review of Physiology. - 1995. - Vol. 57, N. 1. - P. 19-42.

193. Heilmeyer L.M.G., Han J.-W., Thieleczek R., Varsanyi M., Mayr G.W. Relation of phosphatidylinositol metabolism to glycolytic pathway in skeletal muscle membranes // Molecular and Cellular Biochemistry. - 1990. - Vol. 99, N. 2. - P. 111-116. https://doi.org/10.1007/BF00230340

194. Hellwig J. Definig parameters for a reproducible TLC-separation of phospholipids using ADC: Diploma thesis, Germany, 2005.

195. Henderson R.J. Fatty acid metabolism in freshwater fish with particular reference to polyunsaturated fatty acids // Archiv Für Tierernaehrung. - 1996. - Vol. 49, N. 1. - P. 5-22. https://doi.org/10.1080/17450399609381859

196. Hidalgo M., Browman H.I. Developing the knowledge base needed to sustainably manage mesopelagic resources // ICES Journal of Marine Science. - 2019. - Vol. 76, N. 3. - P. 609-615. https://doi.org/10.1093/icesjms/fsz067

197. Hla T., Dannenberg A.J. Sphingolipid Signaling in Metabolic Disorders // Cell Metabolism. -2012. - Vol. 16, N. 4. - P. 420-434. https://doi.org/10.1016/j.cmet.2012.06.017

198. Hochachka P.W., Somero G.N. Biochemical adaptation: mechanism and process in physiological evolution. N.Y.: Oxford Univ. Press, 2002. - 466 p.

199. Hollie N.I., Cash J.G., Matlib M.A., Wortman M., Basford J.E., Abplanalp W., Hui D.Y. Micromolar changes in lysophosphatidylcholine concentration cause minor effects on mitochondrial

126

permeability but major alterations in function // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular and Cell Biology of Lipids. - 2014. - Vol. 1841, N. 6. - P. 888-895. https://doi.org/10.1016/i.bbalip.2013.11.013

200. Hopkins T.L., Gartner J.V. Resource-partitioning and predation impact of a low-latitude myctophid community // Marine Biology. - 1992. - Vol. 114, N. 2. - P. 185-197. https://doi.org/10.1007/BF00349518

201. Hulbert A.J. The under-appreciated fats of life: the two types of polyunsaturated fats // Journal of Experimental Biology. - 2021. - Vol. 224, N. 8. - Article ID. jeb232538 https://doi.org/10.1242/ieb.232538

202. Hulley P.A. Myctophidae. In Fishes of the north-eastern Atlantic and the Mediterranean; Whitehead P.J.P., Bauchot M.-L., Hureau J.-C., Nielsen J., Tortonese E., Eds.; UNESCO. - 1984. -P. 429-483.

203. Hulley P.A. Lanternfishes-Myctophidae. In Fischer; Hureau W., Ed., FAO species identification sheets for fishery purposes. - 1985. - P. 316-322.

204. Hulley P.A. Myctophidae. In Check-list of the fishes of the eastern tropical Atlantic (CLOFETA); Quero J.C., Hureau J.C., Karrer C., Post A., Saldanha L., Eds; JNICT, SEI and UNESCO. - 1990. -P. 398-467.

205. Hureau J.-C., Litvinenko N.I. Scorpaenidae. In Fishes of the North-eastern Atlantic and the Mediterranean (FNAM); Whitehead P.J.P., Bauchot M.-L., Hureau J.-C., Nielsen J., Tortonese E., Eds.; UNESCO. - 1986. - Vol. 3. - P. 1211-1229.

206. Hussey N.E., Hedges K.J., Barkley A.N., Treble M.A., Peklova I., Webber D.M., Ferguson S.H., Yurkowski D.J., Kessel S.T., Bedard J.M., Fisk A.T. Movements of a deep-water fish: establishing marine fisheries management boundaries in coastal Arctic waters // Ecological Applications. - 2017. - Vol. 27, N. 3. - P. 687-704. https://doi.org/10.1002/eap.1485

207. Huster D., Jin A.J., Arnold K., Gawrisch K. Water permeability of polyunsaturated lipid membranes measured by 17O NMR // Biophys. J. - 1997. - Vol. 73. - P. 855-864.

208. Huwiler A., Kolter T., Pfeilschifter J., Sandhoff K. Physiology and pathophysiology of sphingolipid metabolism and signaling // BBA-Molecular and Cell Biology of Lipids. - 2000. - Vol. 2, N. 1485. - P. 63-99.

209. Ibarguren M., López D.J., Escribá P.V. The effect of natural and synthetic fatty acids on membrane structure, microdomain organization, cellular functions and human health // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2014. - Vol. 1838, N. 6. - P. 1518-1528. https://doi.org/10.1016/i.bbamem.2013.12.021

210. ICES. 2015. Manual for the International deep pelagic ecosystem survey in the Irminger Sea and adjacent waters // Series of ICES Survey Protocol SISP 11 - IDEEPS VI. 49 p. https://doi.org/10.17895/ices.pub.7584

211. Irigoien X., Klevjer T.A., Restad A., Martinez U., Boyra G., Acuña J.L., Bode A., Echevarría F., Gonzalez-Gordillo J.I., Hernandez-Leon S., Agusti S., Aksnes D.L., Duarte C.M., Kaartvedt S. Large mesopelagic fishes biomass and trophic efficiency in the open ocean // Nature Communications. -2014. - Vol. 5, N. 1. - P. 3271. https://doi.org/10.1038/ncomms4271

212. Iverson S.J. Tracing aquatic food webs using fatty acids: from qualitative indicators to quantitative determination. In Lipids in aquatic ecosystems; Arts M.T., Brett M.T., Kainz M., Eds.; Springer. - 2009. - Vol. 3. - P. 281-308.

213. Jaikishan S., Slotte J.P. Stabilization of sphingomyelin interactions by interfacial hydroxyls — A study of phytosphingomyelin properties // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2013. - Vol. 1828, N. 2. - P. 391-397. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2012.08.029

214. Joensen H., Grahl-Nielsen O. Discrimination of Sebastes viviparus, Sebastes marinus and Sebastes mentella from Faroe Islands by chemometry of the fatty acid profile in heart and gill tissues and in the skull oil // Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. - 2000. - Vol. 126, N. 1. - P. 69-79. https://doi .org/10.1016/S0305-0491(00)00172-3

215. Joensen H., Grahl-Nielsen O. The redfish species Sebastes viviparus, Sebastes marinus and Sebastes mentella have different composition of their tissue fatty acids // Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. - 2001. - Vol. 129, N. 1. - P. 73-85. https://doi.org/10.1016/S1096-4959(01)00305-0

216. Joensen H., Grahl-Nielsen O. Stock structure of Sebastes mentella in the North Atlantic revealed by chemometry of the fatty acid profile in heart tissue // ICES Journal of Marine Science. - 2004. -Vol. 61, N. 1. - P. 113-126. https://doi.org/10.1016/j.icesjms.2003.10.002

217. Jónasdóttir S. Fatty Acid Profiles and Production in Marine Phytoplankton // Marine Drugs. -2019. - Vol. 17, N. 3. - Article ID. 151. https://doi.org/10.3390/md17030151

218. Kabeya N., Fonseca M.M., Ferrier D.E.K., Navarro J.C., Bay L.K., Francis D.S., Tocher D.R., Castro L.F.C., Monroig Ó. Genes for de novo biosynthesis of omega-3 polyunsaturated fatty acids are widespread in animals // Science Advances. - 2018. - Vol. 4, N. 5. - Article ID. eaar6849. https://doi.org/10.1126/sciadv.aar6849

219. Kagan V.E., Tyurin V.A., Gorbunov N.V., Prilipko L.L., Chelomin V.P. Are changes in the microviscosity and an asymmetrical distribution of phospholipids in the membrane necessary conditions for signal transmission? A comparison of the mechanisms of signal transmission in plasma membranes of brain synaptosomes and photoreceptor membranes of the retina // J. Evol. Biochem. Physiol. - 1984. - Vol. 20. - P. 6-11.

220. Kanazawa A. Effects of docosahexaenoic acid and phospholipids on stress tolerance of fish // Aquaculture. - 1997. - Vol. 155, N. 1-4. - P. 129-134. https://doi.org/10.1016/S0044-8486(97)00123-3

221. Karl H., Numata J., Lahrssen-Wiederholt M. Variability of fat, water and protein content in the flesh of beaked redfish (Sebastes mentella) and Greenland halibut (Reinhardtius hippoglossoides) from artic fishing grounds // Journal of Consumer Protection and Food Safety. - 2018. - Vol. 13, N. 4. - P. 383-389. https://doi.org/10.1007/s00003-018-1160-2

222. Karuppasamy P.K., Balachandran K., George S., Balu S., Persis V., Menon N.G. A check list of fishes collected by IKMT from the DSL survey in the Indian EEZ of Arabian Sea // J. Ind. Hydro. -2007. - Vol. 9, N. 2. - P. 311-316.

223. Karuppasamy P.K., Menon N.G., Nair K.K.C., Achuthankutty C.T. Distribution and abundance of pelagic shrimps in the deep scattering layer (DSL) in the southeastern Arabian Sea // J. Shellfish. Res. - 2006. - Vol. 25, N. 3. - P. 1013-1019.

224. Keene M.J., Gibbs Jr. R.H., Krueger W.H. In Family Melamphaidae, Bigscales, in Biology of Midwater Fishes of the Bermuda Ocean; Gibbs Jr. R.H., Krueger W.H., Eds.; Smithsonian Inst. Press.

- 1987. - Vol. 452. - P. 169-185.

225. Kenaley C.P. Diel vertical migration of the loosejaw dragonfishes (Stomiiformes: Stomiidae: Malacosteinae): a new analysis for rare pelagic taxa // Journal of Fish Biology. - 2008. - Vol. 73, N. 4. - P. 888-901. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.2008.01983.x

226. Kenaley C.P. Exploring feeding behaviour in deep-sea dragonfishes (Teleostei: Stomiidae): jaw biomechanics and functional significance of a loosejaw // Biological Journal of the Linnean Society.

- 2012. - Vol. 106, N. 1. - P. 224-240. https://doi.org/10.1111/j.1095-8312.2012.01854.x

227. Kenaley C.P., DeVaney S.C., Fjeran T.T. The complex evolutionary history of seeing red: molecular phylogeny and the evolution of an adaptive visual system in deep-sea dragonfishes (Stomiiformes: Stomiidae) // Evolution. - 2014. - Vol. 68, N. 4. - P. 996-1013. https://doi.org/10.1111/evo.12322

228. Khotimchenko S.V. Fatty acid composition of green algae of the genus Caulerpa // Botanica Marina. - 1995. - Vol. 38, N. 1-6. - P. 509-512.

229. Khotimchenko S.V Fatty acids of brown algae from the Russian Far East // Phytochemistry. -1998. - Vol. 49, N. 8. - P. 2363-2369.

230. Kikuchi S., Rainwater D.L., Kolattukudy P.E. Purification and characterization of an unusually large fatty acid synthase from Mycobacterium tuberculosis var. bovis BC // Archives of Biochemistry and Biophysics. - 1992. - Vol 295, N. 2. - P. 318-326. https://doi .org/10.1016/0003 -9861(92)90524-Z

231. Kim H.-Y., Bigelow J., Kevala J.H. Substrate Preference in Phosphatidylserine Biosynthesis for Docosahexaenoic Acid Containing Species // Biochemistry. - 2004. - Vol. 43, N. 4. - P. 1030-1036. https://doi.org/10.1021/bi035197x

232. Kim Y.J., Hernandez M.-L.G., Balla T. Inositol lipid regulation of lipid transfer in specialized membrane domains // Trends in Cell Biology. - 2013. - Vol. 23, N. 6. - P. 270-278. https://doi.org/10.1016/j.tcb.2013.01.009

233. Kinzer J., Bottger-Schnack R., Schulz K. Aspects of horizontal distribution and diet of myctophid fish in the Arabian Sea with reference to the deep water oxygen deficiency // Deep Sea Research Part II: Topical Studies in Oceanography. - 1993. - Vol. 40, N. 3. - P. 783-800. https://doi.org/10.1016/0967-0645(93)90058-U

234. Klimpel S., Palm H.W., Busch M.W., Kellermanns E., Ruckert S. Fish parasites in the Arctic deep-sea: Poor diversity in pelagic fish species vs. heavy parasite load in a demersal fish // Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. - 2006. - Vol. 53, N. 7. - P. 1167-1181. https://doi.org/10.1016/j.dsr.2006.05.009

235. Knapp H.R. Dietary fatty acids in human thrombosis and hemostasis // The American Journal of Clinical Nutrition. - 1997. - Vol. 65, N. 5. - P. 1687S-1698S. https://doi.org/10.1093/ajcn/65.5.1687S

236. Koenig B.W., Strey H.H., Gawrisch K. Membrane lateral compressibility determined by NMR and X-ray diffraction: Effect of acyl chain polyunsaturation // Biophys. J. - 1997. - Vol. 73. - P. 1954-1966.

237. Kohlbach D., Graeve M.A. ,Lange B., David C., Peeken I., Flores H. The importance of ice algae-produced carbon in the central Arctic Ocean ecosystem: Food web relationships revealed by lipid and stable isotope analyses // Limnology and Oceanography. - 2016. - Vol. 61, N. 6. - P. 2027-2044. https://doi.org/10.1002/lno.10351

238. Kolattukudy P.E., Fernandes N.D., Azad A.K., Fitzmaurice A.M., Sirakova T.D. Biochemistry and molecular genetics of cell-wall lipid biosynthesis in mycobacteria // Molecular Microbiology. -1997. - Vol. 24, N. 2. - P. 263-270. https://doi.org/10.1046/j.1365-2958.1997.3361705.x

239. Kozlov A.N. A review of the trophic role of mesopelagic fish of the family Myctophidae in the Southern Ocean ecosystem // CCAMLR Sci. - 1995. - Vol. 2. - P. 71-77.

240. Kramer S.H., Kramer S.H., Newman S.J. New deepwater fish records from the Great Barrier Reef, Australia // Pac. Sci. - 1994. - Vol. 48. - P. 70-79.

241. Kritchevsky D. Fats and oils in human health. In Food Lipids: chemistry, nutrition, and biotechnology; CRC Press Boca Raton. - 2008. - P. 499-511.

242. Langley M.R., Triplet E.M., Scarisbrick I.A. Dietary influence on central nervous system myelin production, injury, and regeneration // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Basis of

Disease. - 2020. - Vol. 1866, N. 7. - Article ID. 165779. https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2020.165779

243. Lauder J.T., MacCallum W.A., Idler D.R. Keeping Time of Frozen Redfish (Sebastes marinus mentella) Fillets in Relation to Handling of the Raw Material and Storage Temperatures after Processing and Freezing // Journal of the Fisheries Research Board of Canada. - 1970. - Vol. 27, N. 9. - P. 1589-1605. https://doi.org/10.1139/f70-180

244. Lea M.-A., Nichols P.D., Wilson G. Fatty acid composition of lipid-rich myctophids and mackerel icefish (Champsocephalus gunnari) - Southern Ocean food-web implications // Polar Biology. - 2002. - Vol. 25, n. 11. - P. 843-854. https://doi.org/10.1007/s00300-002-0428-1

245. Leaf A., Kang J.X., Xiao Y.-F., Billman G.E. Clinical Prevention of Sudden Cardiac Death by n-3 Polyunsaturated Fatty Acids and Mechanism of Prevention of Arrhythmias by n-3 Fish Oils // Circulation. - 2003. - Vol. 107, N. 21. - P. 2646-2652. https://doi.org/10.1161/01.CIR.0000069566.78305.33

246. Leaver M.J., Villeneuve L.A., Obach A., Jensen L., Bron J.E., Tocher D.R., Taggart J.B. Functional genomics reveals increases in cholesterol biosynthetic genes and highly unsaturated fatty acid biosynthesis after dietary substitution of fish oil with vegetable oils in Atlantic salmon (Salmo salar) // BMC Genomics. - 2008. - Vol. 9, N. 1. - Article ID. 299. https://doi.org/10.1186/1471-2164-9-299

247. Leblond J.D., Khadka M., Duong L., Dahmen J.L. Squishy lipids: Temperature effects on the betaine and galactolipid profiles of a C18/C18 peridinin-containing dinoflagellate, Symbiodinium microadriaticum (Dinophyceae), isolated from the mangrove jellyfish, Cassiopea xamachana // Phycological Research. - 2015. - Vol. 63, N. 3. - P. 219-230. https://doi.org/10.1111/pre.12093

248. Lee R.F. Lipid composition of the copepod Calanus hyperboreas from the Arctic Ocean. Changes with depth and season // Marine Biology. - 1974. - Vol. 26, N. 4. - P. 313-318. https://doi.org/10.1007/BF00391515

249. Lee R.F., Nevenzel J.C., Paffenhofer G.-A. Importance of wax esters and other lipids in the marine food chain: Phytoplankton and copepods // Marine Biology. - 1971. - Vol. 9, N. 2. - P. 99108. https://doi.org/10.1007/BF00348249

250. Legezynska J., K^dra M., Walkusz W. When season does not matter: summer and winter trophic ecology of Arctic amphipods // Hydrobiologia. - 2012. - Vol. 684, N. 1. - P. 189-214. https://doi.org/10.1007/s10750-011-0982-z

251. Leibundgut M., Maier T., Jenni S., Ban N. The multienzyme architecture of eukaryotic fatty acid synthases // Current Opinion in Structural Biology. - 2008. - Vol. 18, N. 6. - P. 714-725. https://doi.org/10.1016/j.sbi.2008.09.008

252. Lekshmy N.A., Arul J.M., Mathew P.T., Gopakumar K. Studies on lantern fish (Benthosema pterotum) II. Nutritional evaluation // Fish Technol. - 1983. - Vol. 20, N. 1. - P. 17-19.

253. Lemaire B., Karchner S.I., Goldstone J.V., Lamb D.C., Drazen J.C., Rees J.F., Hahn M.E., Stegeman J.J. Molecular adaptation to high pressure in cytochrome P450 1A and aryl hydrocarbon receptor systems of the deep-sea fish Coryphaenoides armatus // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Proteins and Proteomics. - 2018. - Vol. 1866, N. 1. - P. 155-165. https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2017.06.026

254. Leonard A.E., Pereira S.L., Sprecher H., Huang Y.-S. Elongation of long-chain fatty acids // Progress in Lipid Research. - 2004. - Vol. 43, N. 1. - P. 36-54. https://doi.org/10.1016/S0163-7827(03)00040-7

255. Levy B.D., Clish C.B., Schmidt B., Gronert K., Serhan C.N. Lipid mediator class switching during acute inflammation: signals in resolution // Nature Immunology. - Vol. 2, N. 7. - P. 612-619. https://doi.org/10.1038/89759

256. Li X., Wang L., Fang P., Sun Y., Jiang X., Wang H., Yang X.-F. Lysophospholipids induce innate immune transdifferentiation of endothelial cells, resulting in prolonged endothelial activation // Journal of Biological Chemistry. - 2018. - Vol. 293, N. 28. - P. 11033-11045. https://doi.org/10.1074/jbc.RA118.002752

257. Liscum L., Munn N.J. Intracellular cholesterol transport // Biochimica et Biophysica Acta (BBA)

- Molecular and Cell Biology of Lipids. - 1999. - Vol. 1438, N. 1. - P. 19-37. https://doi.org/10.1016/S1388-1981(99)00043-8

258. Lykidis A. Comparative genomics and evolution of eukaryotic phospholipid biosynthesis // Progress in Lipid Research. - 2007. - Vol. 46, N. 3-4. - P. 171-199. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2007.03.003

259. Macdonald A. The effects of pressure on the molecular structure and physiological functions of cell membranes // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. B, Biological Sciences.

- 1984. - Vol. 304, N. 1118. - P. 47-68. https://doi.org/10.1098/rstb.1984.0008

260. Macdonald A. Life at high pressure. Cham: Springer, 2021. - 445 p.

261. Majumder R., Quinn-Allen M.A., Kane W.H., Lentz B.R. A phosphatidylserine binding site in factor Va C1 domain regulates both assembly and activity of the prothrombinase complex // Blood. -2008. - Vol. 112, N. 7. - P. 2795-2802. https://doi.org/10.1182/blood-2008-02-138941

262. Marks A.D., Kerstetter D.W., Wyanski D.M., Sutton T.T. Reproductive Ecology of Dragonfishes (Stomiiformes: Stomiidae) in the Gulf of Mexico // Frontiers in Marine Science. - 2020. - Vol. 7, Article ID. 101. https://doi.org/10.3389/fmars.2020.00101

263. Marshall N.J. Vision and sensory physiology. The lateral line systems of three deep-sea fish // Journal of Fish Biology. - 1996. - Vol. 49, N. sA. - P. 239-258. https://doi.org/10.1111/j .1095-8649.1996.tb06079.x

264. Mauchline J., Gordon J.D.M. Diets of clupeoid, stomiatoid and salmonoid fish of the Rockall Trough, northeastern Atlantic Ocean // Marine Biology. - 1983. - Vol. 77, N. 1. - P. 67-78. https://doi.org/10.1007/BF00393211

265. Mauchline J., Gordon J.D.M. Occurrence and feeding of berycomorphid and percomorphid teleost fish in the Rockall Trough // ICES Journal of Marine Science. - 1984. - Vol. 41, N. 3. - P. 239-247. https://doi.org/10.1093/icesjms/4L3.239

266. Mayzaud P., Chevallier J., Tavernier E., Moteki M., Koubbi P. Lipid composition of the Antarctic fish Pleuragramma antarcticum. Influence of age class // Polar Science. - 2011. - Vol. 5, N. 2. - P. 264-271. https://doi.org/10.1016/j.polar.2010.12.003

267. McGinnis R.F. Biogeography of Lanternfishes (Myctophidae) South of 30°S American Geophysical Union, 1982. https://doi.org/10.1029/AR035

268. McLennan P. Relative effects of dietary saturated, monounsaturated, and polyunsaturated fatty acids on cardiac arrhythmias in rats // The American Journal of Clinical Nutrition. - 1993. - Vol. 57, N. 2. - P. 207-212. https://doi.org/10.1093/ajcn/57.2.207

269. Melnikov S.P. Intraspecies structure of beaked redfish Sebastes mentella of the Atlantic and Arctic oceans // Journal of Ichthyology. - 2016. - Vol. 56, N. 1. - P. 52-71. https://doi.org/10.1134/S0032945216010082

270. Melnikov S.P., Bakay Yu.I. Spatial structure of pelagic concentrations of Sebastes mentella of the Irminger Sea and adjacent waters // NAFO, 2002. SCR Doc. 02/15. Serial No. №4616. - 2002.

271. Miyoshi N., Iuliano L., Tomono S., Ohshima H. Implications of cholesterol autoxidation products in the pathogenesis of inflammatory diseases // Biochemical and Biophysical Research Communications. - 2014. - Vol. 446, N. 3. - P. 702-708. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2013.12.107

272. Monroig O., Tocher D., Navarro J. Biosynthesis of Polyunsaturated Fatty Acids in Marine Invertebrates: Recent Advances in Molecular Mechanisms // Marine Drugs. - 2013. - Vol. 11, N. 10. - P. 3998-4018. https://doi.org/10.3390/md11103998

273. Moore J.A. Melamphaidae, in FAO Species Identification Guide for Fishery Purposes. The Living Marine Resources of the Western Central Atlantic, Vol. 2: Bony Fishes, Part 1: (Acipenseridae to Grammatidae). FAO, 2002.

274. Moore J.A., Paxton J.R. Melamphaidae. Bigscales (ridgeheads), in FAO Species Identification Guide for Fishery Purposes. The Living Marine Resources of the Western Central Pacific. Vol. 4. Bony fishes, part 2 (Mugilidae to Carangidae). FAO, 1999.

275. Morita T. Structure-based Analysis of High Pressure Adaptation of a-Actin // Journal of Biological Chemistry. - 2003. - Vol. 278, N. 30. - P. 28060-28066. https://doi.org/10.1074/jbc.M302328200

276. Morzycki J.W. Recent advances in cholesterol chemistry // Steroids. - 2014. - Vol. 83. - P. 6279. https://doi .org/10.1016/j.steroids.2014.02.001

277. Moser H.G., Watson W. Myctophiformes. In Early stages of Atlantic fishes—an identification guide for the Western Central North Atlantic; Richards W.J., Ed.; Inc. Net Library. - 2006. - Vol. 1.

- P. 461-580.

278. Mozzi R., Buratta S., Goracci G. Metabolism and Functions of Phosphatidylserine in Mammalian Brain // Neurochemical Research. - 2003. - Vol. 28, N. 2. - P. 195-214. https://doi.org/10.1023/A:1022412831330

279. Munschy C., Spitz J., Bely N., Heas-Moisan K., Olivier N., Pollono C., Chouvelon T. A large diversity of organohalogen contaminants reach the meso- and bathypelagic organisms in the Bay of Biscay (northeast Atlantic) // Marine Pollution Bulletin. - 2022. - Vol. 184. - Article ID. 114180. https://doi.org/10.1016/j.marpolbul .2022.114180

280. Murzina S.A., Nefedova Z.A., Veselov A.E., Ripatti P.O., Nemova N.N., Pavlov D.S. Changes in fatty acid composition during embryogenesis and in young age groups (0+) of Atlantic Salmon Salmo salar L.: The role of rheotactic behavior and lipid composition of fry in the formation of phenotypic groups of Salmon in large arctic rivers. In Salmon: Biology, Ecological Impacts and Economic Importance; Woo P.T.K., Noakes D.J., Eds.; Nova Science Publishers. - 2014. - P. 47-65.

281. Murzina S.A., Pekkoeva S.N., Kondakova E.A., Nefedova Z.A., Filippova K.A., Nemova N.N., Orlov A.M., Berge J., Falk-Petersen S. Tiny but Fatty: Lipids and Fatty Acids in the Daubed Shanny (Leptoclinus maculatus), a Small Fish in Svalbard Waters // Biomolecules. - 2020. - Vol 10, N. 3. -Article ID. 368. https://doi.org/10.3390/biom10030368

282. Murzina S.A., Voronin V.P., Ruokolainen T.R., Artemenkov D.V., Orlov A.M. (2022). Comparative Analysis of Lipids and Fatty Acids in Beaked Redfish Sebastes mentella Travin, 1951 Collected in Wild and in Commercial Products // Journal of Marine Science and Engineering. - 2022.

- Vol. 10, N. 1. - Article ID. 59. https://doi.org/10.3390/jmse10010059

283. Nafpaktitis B.G. Myctophidae. In Fischer; Bianchi G., Ed.; FAO species identification sheets for fishery purposes. - 1982. - Vol. 3. - P. 1-8.

284. Nair L.A., Arul J.M., Mathew P.T., Gopakumar K. Studies on lanternfish (Benthosema pterotum) II. Nutritional evaluation // Fish Technol. 1983. - Vol. 20, N. 1. - P. 20-23.

285. Naito Y., Costa D.P., Adachi T., Robinson P.W., Fowler M., Takahashi A. Unravelling the mysteries of a mesopelagic diet: a large apex predator specializes on small prey // Functional Ecology.

- 2013. - Vol. 27, N. 3. - P. 710-717. https://doi.org/10.1111/1365-2435.12083

286. Nazemroaya S., Sahari M.A., Rezaei M. Effect of frozen storage on fatty acid composition and changes in lipid content of Scomberomorus commersoni and Carcharhinus dussumieri // Journal of Applied Ichthyology. - 2009. - Vol. 25, N. 1. - P. 91-95. https://doi.org/10.1111/j.1439-0426.2008.01176.x

287. Neighbors M.A. Triacylglycerols and wax esters in the lipids of deep midwater teleost fishes of the Southern California Bight // Marine Biology. - 1988. - Vol. 98, N. 1. - P. 15-22. https://doi.org/10.1007/BF00392654

288. Nevenzel J.C. Occurrence, function and biosynthesis of wax esters in marine organisms // Lipids.

- 1970. - Vol. 5, N. 3. - P. 308-319. https://doi.org/10.1007/BF02531462

289. Neves A.A., Brindle K M. Imaging cell death // J. Nucl. Med. - 2014. - Vol. 55, N. 1. - P. 1-4.

290. Newman S.J. Growth, age estimation and preliminary estimates of longevity and mortality of the Moses perch, Lutjanus russelli (Indian Ocean form), from continental shelf waters off north-western Australia // Asian. Fish. Sci. - 2002. - Vol. 15, N. 3. - P. 283-293.

291. Nezu J., Tamai I., Oku A., Ohashi R., Yabuuchi H., Hashimoto N., Nikaido H., Sai Y., Koizumi A., Shoji Y., Takada G., Matsuishi T., Yoshino M., Kato H., Ohura T., Tsujimoto G., Hayakawa J., Shimane M., Tsuji A. Primary systemic carnitine deficiency is caused by mutations in a gene encoding sodium ion-dependent carnitine transporter // Nature Genetics. - 1999. - Vol. 21, N. 1. - P. 91-94. https://doi .org/10.1038/5030

292. Norse E.A., Brooke S., Cheung W.W.L., Clark M.R., Ekeland I., Froese R., Gjerde K.M., Haedrich R.L., Heppell S.S., Morato T., Morgan L.E., Pauly D., Sumaila R., Watson R. Sustainability of deep-sea fisheries // Marine Policy. - 2012. - Vol. 36, N. 2. - P. 307-320. https://doi.org/10.1016/j.marpol.2011.06.008

293. Obukhova E.S., Rozhina A.M., Voronin V.P., Dgebuadze P.Y., Murzina S.A. Antimicrobial Activity of Lipid Extracts of Echinoderms in the Nhatrang Bay (South China Sea) // Doklady Biochemistry and Biophysics. - 2022. - Vol. 503, N. 1. - P. 59-66. https://doi.org/10.1134/S1607672922020119

294. Oh D.Y., Talukdar S., Bae E.J., Imamura T., Morinaga H., Fan W., Li P., Lu W. J., Watkins S.M., Olefsky J.M. GPR120 Is an Omega-3 Fatty Acid Receptor Mediating Potent Anti-inflammatory and Insulin-Sensitizing Effects // Cell. - 2010. - Vol. 142, N. 5. - P. 687-698. https://doi.org/10.1016/j.cell.2010.07.041

295. Ohlsson L. Dairy products and plasma cholesterol levels // Food & Nutrition Research. - 2010.

- Vol. 54, N. 1. - Article ID. 5124. https://doi.org/10.3402/fnr.v54i0.5124

296. Okamoto Y., Morishita J., Tsuboi K., Tonai T., Ueda N. Molecular Characterization of a Phospholipase D Generating Anandamide and Its Congeners // Journal of Biological Chemistry. -2004. - Vol. 279, N. 7. - P. 5298-5305. https://doi.org/10.1074/jbc.M306642200

297. Olaso I., Velasco F., Sánchez F., Serrano A., Rodríguez-Cabello C., Cendrero O. Trophic relations of lesser-spotted catshark (Scyliorhinus canícula) and blackmouth catshark (Galeus melastomus) in the Cantabrian Sea // Journal of Northwest Atlantic Fishery Science. - 2005. - Vol. 35. - P. 481-494.

298. Olivar M.P., Bernal A., Molí B., Peña M., Balbín R., Castellón A., Miquel J., Massutí E. Vertical distribution, diversity and assemblages of mesopelagic fishes in the western Mediterranean // Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. - 2012. - Vol. 62. - P. 53-69. https://doi.org/10.1016/j.dsr.2011.12.014

299. Olsen R.E., Henderson R.J. The rapid analysis of neutral and polar marine lipids using doubledevelopment HPTLC and scanning densitometry // Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. - 1989. - Vol. 129, N. 2. - P. 189-197. https://doi .org/10.1016/0022-0981(89)90056-7

300. Olukoshi E.R., Packter N.M. Importance of stored triacylglycerols in Streptomyces: possible carbon source for antibiotics // Microbiology. - 1994. - Vol. 140, N. 4. - P. 931-943. https://doi.org/10.1099/00221287-140-4-931

301. Orlov A.M., Tokranov A.M. Checklist of deep-sea fishes of the Russian northwestern Pacific Ocean found at depths below 1000 m // Progress in Oceanography. - 2019. - Vol. 176. - Article ID. 102143. https://doi.org/10.1016/j.pocean.2019.102143

302. Oursel D., Loutelier-Bourhis C., Orange N., Chevalier S., Norris V., Lange C.M. Lipid composition of membranes of Escherichia coli by liquid chromatography/tandem mass spectrometry using negative electrospray ionization // Rapid Communications in Mass Spectrometry. - 2007. - Vol. 21, N. 11. - P. 1721-1728. https://doi.org/10.1002/rcm.3013

303. Pacheco-Aguilar R., Lugo-Sánchez M.E., Robles-Burgueño M.R. Postmortem Biochemical and Functional Characteristic of Monterey Sardine Muscle Stored at 0 °C // Journal of Food Science. -2000. - Vol. 65, N. 1. - P. 40-47. https://doi.org/10.1111/j .1365-2621.2000.tb15953.x

304. Packard C.J., O'Reilly D.S.J., Caslake M.J., McMahon A.D., Ford I., Cooney J., Macphee C.H., Suckling K.E., Krishna M., Wilkinson F.E., Rumley A., Docherty G., Burczak J.D., Lowe G.D.O. Lipoprotein-Associated Phospholipase A2 as an Independent Predictor of Coronary Heart Disease // New England Journal of Medicine. - 2000. - Vol. 343, N. 16. - P. 1148-1155. https://doi.org/10.1056/NEJM200010193431603

305. Pakhomov E., Perissinotto R., McQuaid C. Prey composition and daily rations of myctophid fishes in the Southern Ocean // Marine Ecology Progress Series. - 1996. - Vol. 134. - P. 1-14. https://doi.org/10.3354/meps134001

306. Patki V., Lawe D.C., Corvera S., Virbasius J.V., Chawla A. A functional PtdIns(3)P-binding motif // Nature. - 1998. - Vol. 394, N. 6692. - P. 433-434. https://doi.org/10.1038/28771

307. Pavlovic Z., Bakovic M. Regulation of Phosphatidylethanolamine Homeostasis — The Critical Role of CTP:Phosphoethanolamine Cytidylyltransferase (Pcyt2) // International Journal of Molecular Sciences. - 2013. - Vol. 14, N. 2. - P. 2529-2550. https://doi.org/10.3390/ijms14022529

308. Pelster B. Buoyancy Control in Aquatic Vertebrates. In Cardio-Respiratory Control in Vertebrates; Springer Berlin Heidelberg. - 2009. - P. 65-98. https://doi.org/10.1007/978-3-540-93985-6 4

309. Pereira S.L., Leonard A.E., Mukerji P. Recent advances in the study of fatty acid desaturases from animals and lower eukaryotes // Prostaglandins, Leukotrienes and Essential Fatty Acids. - 2003. - Vol. 68, N. 2. - P. 97-106. https://doi.org/10.1016/S0952-3278(02)00259-4

310. Perry G.J., Volkman J.K., Johns R.B., Bavor H.J. Fatty acids of bacterial origin in contemporary marine sediments // Geochimica et Cosmochimica Acta. - 1979. - Vol. 43, N. 11. - P. 1715-1725. https://doi.org/10.1016/0016-7037(79)90020-6

311. Peter C., Waibel M., Radu C.G., Yang L.V., Witte O.N., Schulze-Osthoff K., Wesselborg S., Lauber K. Migration to Apoptotic "Find-me" Signals Is Mediated via the Phagocyte Receptor G2A // Journal of Biological Chemistry. - 2008. - Vol. 283, N. 9. - P. 5296-5305. https://doi.org/10.1074/jbc.M706586200

312. Petursdottir H., Gislason A., Falk-Petersen S. Lipid classes and fatty acid compositions of muscle, liver and skull oil in deep-sea redfish Sebastes mentella over the Reykjanes Ridge // Journal of Fish Biology. - 2008. - Vol. 73, N. 10. - P. 2485-2496. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.2008.02100.x

313. Petursdottir H., Gislason A., Falk-Petersen S., Hop H., Svavarsson J. Trophic interactions of the pelagic ecosystem over the Reykjanes Ridge as evaluated by fatty acid and stable isotope analyses // Deep Sea Research Part II: Topical Studies in Oceanography. - 2008. - Vol. 55, N. 1-2. - P. 83-93. https://doi.org/10.1016/j.dsr2.2007.09.003

314. Phillips M.C. Molecular Mechanisms of Cellular Cholesterol Efflux // Journal of Biological Chemistry. - 2014. - Vol. 289, N. 35. - P. 24020-24029. https://doi.org/10.1074/jbc.R114.583658

315. Phleger C.F. Biochemical aspects of buoyancy in fishes. Elsevier, 1991. - P. 209-247. https://doi.org/10.1016/B978-0-444-89124-2.50013-0

316. Phleger C.F. Buoyancy in Marine Fishes: Direct and Indirect Role of Lipids // American Zoologist. - 1998. - Vol. 38, N. 2. - P. 321-330. https://doi.org/10.1093/icb/38.2.321

317. Phleger C.F., Nelson M.M., Mooney B.D., Nichols P.D. Wax esters versus triacylglycerols in myctophid fishes from the Southern Ocean // Antarctic Science. - 1999. - Vol. 11, N. 4. - P. 436444. https://doi.org/10.1017/S0954102099000565

318. Phleger C.F., Nichols P.D., Virtue P. The lipid, fatty acid and fatty alcohol composition of the myctophid fish Electrona antarctica : high level of wax esters and food-chain implications // Antarctic Science. - 1997. - Vol. 9, N. 3. - P. 258-265. https://doi.org/10.1017/S0954102097000345

319. Planque B., Kristinsson K., Astakhov A., Bernreuther M., Bethke E., Drevetnyak K., Nedreaas K., Reinert J., Rolskiy A., Sigurösson T., Stransky C. Monitoring beaked redfish (Sebastes mentella) in the North Atlantic, current challenges and future prospects // Aquatic Living Resources. - 2013. -Vol. 26, N. 4. - P. 293-306. https://doi.org/10.1051/alr/2013062

320. Ponomarenko A.I., Tyrtyshnaia A.A., Pislyagin E.A., Dyuizen I.V., Sultanov R.M., Manzhulo I.V. N-docosahexaenoylethanolamine reduces neuroinflammation and cognitive impairment after mild traumatic brain injury in rats // Scientific Reports. - 2021. - Vol. 11, N. 1. - Article ID. 756. https://doi.org/10.1038/s41598-020-80818-9

321. Porteiro F.M., Sutton T.T., Byrkjedal I., Orlov A., Heino M.P., Menezes G.M.M., Bergstad O.A. Fishes of the Northern Mid-Atlantic Ridge collected during the MAR-ECO cruise in June-July 2004: an annotated checklist. - 2010. URL: https://Nsuworks.Nova.Edu/Occ facreports/102. Version 01/2023.

322. Powell K.A., Valova V.A., Malladi C.S., Jensen O.N., Larsen M.R., Robinson P.J. Phosphorylation of Dynamin I on Ser-795 by Protein Kinase C Blocks Its Association with Phospholipids // Journal of Biological Chemistry. - 2000. - Vol. 275, N. 16. - P. 11610-11617. https://doi.org/10.1074/jbc.275.16.11610

323. Priede I.G. Deep-sea fishes: Biology, diversity, ecology and fisheries. Cambridge University Press, 2017.

324. Pusineri C., Chancollon O., Ringelstein J., Ridoux V. Feeding niche segregation among the Northeast Atlantic community of oceanic top predators // Marine Ecology Progress Series. - 2008. -Vol. 361. - P. 21-34. https://doi.org/10.3354/meps07318

325. Raihan A.J., Abas P.E.C. De Silva L. Review of underwater image restoration algorithms // IET Image Processing. - 2019. - Vol. 13, N. 10. - P. 1587-1596. https://doi.org/10.1049/iet-ipr.2019.0117

326. Rawicz W., Olbrich K.C., McIntosh T., Needham D., Evans E. Effect of Chain Length and Unsaturation on Elasticity of Lipid Bilayers // Biophysical Journal. - 2000. - Vol. 79, N. 1. - P. 328339. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(00)76295-3

327. Reinhardt S.B., Van Vleet E.S. Lipid composition of twenty-two species of Antarctic midwater zooplankton and fish // Marine Biology. - 1986. - Vol. 91, N. 2. - P. 149-159. https://doi.org/10.1007/BF00569431

328. Riccardi G., Giacco R., Rivellese A.A. Dietary fat, insulin sensitivity and the metabolic syndrome // Clinical Nutrition. - 2004. - Vol. 23, N. 4. - P. 447-456. https://doi.org/10.1016/j.clnu.2004.02.006

329. Rinaldo P., Matern D., Bennett M.J. Fatty Acid Oxidation Disorders // Annual Review of Physiology. - 2002. - Vol. 64, N. 1. - P. 477-502. https://doi.org/10.1146/annurev.physiol.64.082201.154705

330. Roe H.S.J., Badcock J. The diel migrations and distributions within a mesopelagic community in the North East Atlantic. 5. Vertical migrations and feeding of fish // Progress in Oceanography. -1984. - Vol. 13, -N. 3-4. - P. 389-424. https://doi.org/10.1016/0079-6611(84)90014-4

331. Romotowska P.E., Karlsdottir M.G., Gudjonsdottir M., Kristinsson H.G., Arason S. Influence of feeding state and frozen storage temperature on the lipid stability of Atlantic mackerel (Scomber scombrus) // International Journal of Food Science & Technology. - 2016. - Vol. 51, N. 7. - P. 17111720. https://doi.org/10.1111/ijfs.13146

332. Saborido-Rey F., Garabana D., Stransky C., Melnikov S., Shibanov V. Review of the population structure and ecology of S. mentella in the Irminger sea and adjacent waters // Reviews in Fish Biology and Fisheries. - 2004. - Vol. 14, N. 4. - P. 455-479. https://doi.org/10.1007/s11160-005-3585-9

333. Saito H., Murata M. The high content of monoene fatty acids in the lipids of some midwater fishes: Family myctophidae // Lipids. - 1996. - Vol. 31, N. 7. - P. 757-763. https://doi.org/10.1007/BF02522892

334. Saito H., Murata M. Origin of the monoene fats in the lipid of midwater fishes: relationship between the lipids of myctophids and those of their prey // Marine Ecology Progress Series. - 1998. - Vol. 168. - P. 21-33. https://doi.org/10.3354/meps168021

335. Salamon R.S., Backer J.M. Phosphatidylinositol-3,4,5-trisphosphate: Tool of choice for class I PI 3-kinases // BioEssays. - 2013. - Vol. 35, N. 7. - P. 602-611. https://doi.org/10.1002/bies.201200176

336. Salvanes A.G.V., Kristoffersen J.B. Mesopelagic fishes. Academic Press, 2001 - P. 1711-1717.

337. Sandel E., Nixon O., Lutzky S., Ginsbourg B., Tandler A., Uni Z., Koven W. The effect of dietary phosphatidylcholine/phosphatidylinositol ratio on malformation in larvae and juvenile gilthead sea bream (Sparus aurata) // Aquaculture. - 2010. - Vol. 304, N. 1-4. - P. 42-48. https://doi .org/10.1016/j. aquaculture .2010.03.013

338. Sargent J.R., Falk-Petersen S. The lipid biochemistry of calanoid copepods. In Biology of Copepod; Springer Netherlands. - 1988. - P. 101-114. https://doi.org/10.1007/978-94-009-3103-9 9

339. Sargent J.R., Gatten R.R., McIntosh R. Wax esters in the marine environment — their occurrence, formation, transformation and ultimate fates // Marine Chemistry. - 1977. - Vol. 5, N. 4-6. - P. 573584. https://doi.org/10.1016/0304-4203(77)90043-3

340. Sargent J.R., Bell J.G., Bell M.V., Henderson R.J., Tocher D.R. Dietary origins and functions of long chain (n-3) polyunsaturated fatty acids in marine fish // Journal of Marine Biotechnology. -1995. - Vol. 3. - P. 26-28.

341. Sargent J.R., Tocher D.R., Bell J.G. The Lipids. In Fish Nutrition; Halver J.E., Hardy R.W., Eds.; Academic Press. - 2002. - P. 181-257.

342. Sassa C., Kawaguchi K., Hirota Y., Ishida M. Distribution patterns of larval myctophid fish assemblages in the subtropical-tropical waters of the western North Pacific // Fisheries Oceanography. - 2004. - Vol. 13, N. 4. - P. 267-282. https://doi.org/10.1m/U365-2419.2004.00289.x

343. Schink K.O., Raiborg C., Stenmark H. Phosphatidylinositol 3-phosphate, a lipid that regulates membrane dynamics, protein sorting and cell signalling // BioEssays. - 2013. - Vol. 35, N. 10. - P. 900-912. https://doi.org/10.1002/bies.201300064

344. Schweizer E., Hofmann J. Microbial Type I Fatty Acid Synthases (FAS): Major Players in a Network of Cellular FAS Systems // Microbiology and Molecular Biology Reviews. - 2004. - Vol. 68, N. 3. - P. 501-517. https://doi.org/10.1128/MMBR.68.3.501-517.2004

345. Scott C., Kwasniewski S., Falk-Petersen S., Sargent J. Species differences, origins and functions of fatty alcohols and fatty acids in the wax esters and phospholipids of Calanus hyperboreus, C. glacialis and C. finmarchicus from Arctic waters // Marine Ecology Progress Series. - 2002. - Vol. 235. - P. 127-134. https://doi .org/10.3354/meps235127

346. §en Özdemir N., Parrish C.C., Parzanini C., Mercier A. Neutral and polar lipid fatty acids in five families of demersal and pelagic fish from the deep Northwest Atlantic // ICES Journal of Marine Science. - 2019. - Vol. 76, N. 6. - P. 1807-1815. https://doi.org/10.1093/icesjms/fsz054

347. Seo H.-S., Endo Y., Fujimoto K., Watanabe H., Kawaguchi K. Characterization of Lopids in Myctophid Fish in the Subarctic and Tropical Pacific Ocean // Fisheries Science. - 1996. - Vol. 62, N. 3. - P. 447-453. https://doi.org/10.2331/fishsci.62.447

348. Serhan C.N. Pro-resolving lipid mediators are leads for resolution physiology // Nature. - 2014.

- Vol. 510, N. 7503. - P. 92-101. https://doi.org/10.1038/nature13479

349. Sezgin E., Levental I., Mayor S., Eggeling C. The mystery of membrane organization: composition, regulation and roles of lipid rafts // Nature Reviews Molecular Cell Biology. - 2017. -Vol. 18, N. 6. - P. 361-374. https://doi.org/10.1038/nrm.2017.16

350. Sheen S.-S. Dietary cholesterol requirement of juvenile mud crab Scylla serrata // Aquaculture.

- 2000. - Vol. 189, N. 3-4. - P. 277-285. https://doi.org/10.1016/S0044-8486(00)00379-3

351. Shillito B., Desurmont C., Barthélémy D., Farabos D., Després G., Ravaux J., Zbinden M., Lamazière A. Lipidome variations of deep-sea vent shrimps according to acclimation pressure: A

homeoviscous response? // Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. - 2020. - Vol. 161. - Article ID. 103285. https://doi.org/10.1016/j.dsr.2020.103285

352. Shoemaker S.D., Kyle Vanderlick T. Material Studies of Lipid Vesicles in the La and La-Gel Coexistence Regimes // Biophysical Journal. - 2003. - Vol. 84, N. 2. - P. 998-1009. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(03)74916-9

353. Sidell B.D., Crockett E.L., Driedzic W.R. Antarctic fish tissues preferentially catabolize monoenoic fatty acids // Journal of Experimental Zoology. - 1995. - Vol. 271, N. 2. - P. 73-81. https://doi.org/10.1002/jez.1402710202

354. Sigal C.T., Zhou W., Buser C.A., McLaughlin S., Resh M.D. Amino-terminal basic residues of Src mediate membrane binding through electrostatic interaction with acidic phospholipids // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1994. - Vol. 91, N. 25. - P. 12253-12257. https://doi.org/10.1073/pnas.91.25.12253

355. Silva Figueiredo P., Carla Inada A., Marcelino G., Maiara Lopes Cardozo C., de Cassia Freitas K., de Cassia Avellaneda Guimaraes R., Pereira de Castro A., Aragao do Nascimento V., Aiko Hiane P. Fatty Acids Consumption: The Role Metabolic Aspects Involved in Obesity and Its Associated Disorders // Nutrients. - 2017. - Vol. 9, N. 10. - Article ID. 1158. https://doi.org/10.3390/nu9101158

356. Smaby J.M., Momsen M.M., Brockman H.L., Brown R.E. Phosphatidylcholine acyl unsaturation modulates the decrease in interfacial elasticity induced by cholesterol // Biophys. J. - 1997. - Vol. 73. - P. 1492-1505.

357. Somero G.N. Adaptation to high hydrostatic pressure // Annu. Rev. Physiol. - 1992. - Vol. 54. -P. 557-577.

358. Stegeman J.J., Schlezinger J.J., Craddock J.E., Tillitt D.E. Cytochrome P450 1A Expression in Midwater Fishes: Potential Effects of Chemical Contaminants in Remote Oceanic Zones // Environmental Science & Technology. - 2001. - Vol. 35, N. 1. - P. 54-62. https://doi.org/10.1021/es0012265

359. Stillwell W., Wassall S.R. Docosahexaenoic acid: membrane properties of a unique fatty acid // Chemistry and Physics of Lipids. - 2003. - Vol. 126, N. 1. - P. 1-27. https://doi.org/10.1016/S0009-3084(03)00101-4

360. Stowasser G., McAllen R., Pierce G.J., Collins M.A., Moffat C.F., Priede I.G., Pond D.W. Trophic position of deep-sea fish—Assessment through fatty acid and stable isotope analyses // Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. - 2009. - Vol. 56, N. 5. - P. 812-826. https://doi.org/10.1016/j.dsr.2008.12.016

361. Stubing D., Hagen W. Fatty acid biomarker ratios - suitable trophic indicators in Antarctic euphausiids? // Polar Biology. - 2003. - Vol. 26, N. 12. - P. 774-782. https://doi.org/10.1007/s00300-003-0550-8

362. Sutton T.T. Trophic ecology of the deep-sea fish Malacosteus niger (Pisces: Stomiidae): An enigmatic feeding ecology to facilitate a unique visual system? // Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. - 2005. - Vol. 52, N. 11. - P. 2065-2076. https://doi.org/10.1016/j.dsr.2005.06.011

363. Sutton T.T. Vertical ecology of the pelagic ocean: classical patterns and new perspectives // J. Fish Biol. - 2013. - Vol. 83. - P. 1508-1527.

364. Sutton T.T., Clark M.R., Dunn D.C., Halpin P.N., Rogers A.D., Guinotte J., Bograd S.J., Angel M.V., Perez J.A.A., Wishner K., Haedrich R.L., Lindsay D.J., Drazen J.C., Vereshchaka A., Piatkowski U., Morato T., Blachowiak-Samolyk K., Robison B.H., Gjerde K.M., Pierrot-Bults A., Heino M. A global biogeographic classification of the mesopelagic zone // Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. - 2017. - Vol. 126. - P. 85-102. https://doi.org/10.1016/j.dsr.2017.05.006

365. Sutton T.T., Hopkins T.L. Species composition, abundance, and vertical distribution of the stomiid (Pisces: Stomiiformes) fish assemblage of the Gulf of Mexico // Bull. Mar. Sci. - 1996a. -Vol. 59. - P. 530-542.

366. Sutton T.T., Hopkins T.L. Trophic ecology of the stomiid (Pisces: Stomiidae) fish assemblage of the eastern Gulf of Mexico: Strategies, selectivity and impact of a top mesopelagic predator group // Marine Biology. - 1996b. - Vol. 127, N. 2. - P. 179-192. https://doi.org/10.1007/BF00942102

367. Sutton T.T., Porteiro F.M., Heino M., Byrkjedal I., Langhelle G., Anderson C.I.H., Horne J., S0iland H., Falkenhaug T., God0 O.R., Bergstad O.A. Vertical structure, biomass and topographic association of deep-pelagic fishes in relation to a mid-ocean ridge system // Deep Sea Research Part II: Topical Studies in Oceanography. - 2008. - Vol. 55, N. 1-2. - P. 161-184. https://doi.org/10.1016/j.dsr2.2007.09.013

368. Suutari M., Liukkonen K., Laakso S. Temperature adaptation in yeasts: the role of fatty acids // Journal of General Microbiology. - 1990. - Vol. 136, N. 8. - P. 1469-1474. https://doi.org/10.1099/00221287-136-8-1469

369. Swairjo M.A., Concha N.O., Kaetzel M.A., Dedman J.R., Seaton B.A. Ca2+-bridging mechanism and phospholipid head group recognition in the membrane-binding protein annexin V // Nature Structural & Molecular Biology. - 1995. - Vol. 2, N. 11. - P. 968-974. https://doi.org/10.1038/nsb1195-968

370. Sweetman C.J., Sutton T.T., Vecchione M., Latour R.J. Distribution of the biomass-dominant pelagic fish, Bathylagus euryops (Argentiniformes: Microstomatidae), along the northern Mid-Atlantic Ridge // Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. - 2013. - Vol. 78. - P. 16-23. https://doi.org/10.1016/j.dsr.2013.03.004

371. Sweetman C.J., Sutton T.T., Vecchione M., Latour R.J. Diet composition of Bathylagus euryops (Osmeriformes: Bathylagidae) along the northern Mid-Atlantic Ridge // Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. - 2014. - Vol. 92. - P. 107-114. https://doi.org/10.1016/j.dsr.2014.06.010

372. Tan M., Hao F., Xu X., Chisolm G.M., Cui M.-Z. Lysophosphatidylcholine Activates a Novel PKD2-Mediated Signaling Pathway That Controls Monocyte Migration // Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. - 2009. - Vol. 29, N. 9. - P. 1376-1382. https://doi.org/10.1161/ATVBAHA.109.191585