Доменная организация GreA- и GreB-факторов элонгации транскрипции E. coli тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Кулиш, Дмитрий Михайлович

• Кулиш, Дмитрий Михайлович
• кандидат биологических наук
• 1998

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Кулиш, Дмитрий Михайлович

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Краткие сведения о транскрипционном цикле.

1.2. Современные представления о структуре элонгационного комплекса.

1.3. Реакция расщепления транскрипта.

1.4. Бактериальные транскриптрасщепляющие факторы.

1.5. Эукариотические транскриптрасщепляющие факторы.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Бактериальные штаммы и плазмиды.

2.2. Молекулярное клонирование.

2.3. Электрофоретическое разделение нуклеиновых кислот и белков.

2.4. Олигонуклеотиды и определение первичных последовательностей ДНК

2.5. Получение плазмид.

2.6. Выделение белков.

2.7. Транскрипция in vitro.

2.8. Тест на связывание гистидиновых Gre-факторов с РНК-полимеразой.

2.9. Фотохимическое сшивание РНК-транскрипта в 9А-ТЭК.

2.10. Картирование участков фотохимических сшивок.

2.11. Тест на активность GreA in vivo.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Методические основы транскрипционных анализов in vitro.

3.2. Определение транскриптрасщепляющей активности гибридов доменов GreA и GreB в тупиковых комплексах.

3.3. Сравнение связывания природных и гибридных

Gre-факторов с РНК-полимеразой.

3.4. Функции доменов вгеА.

3.5. Картирование района £Г-субьединицы, фотохимически сшивающегося с транскриптом одновременно с вге-факторами.

3.6. Функции положительно заряженного района [М-концевого домена Сге-факторов.

3.7. Изучение свойств гибридного белка, состоящего из РНК-полимераз-связывающего домена СгеА и транскриптсвя-зывающего домена БИ-фактора.

ВЫВОДЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Кулиш, Дмитрий Михайлович

выводы

1. Прокариотические транскриптрасщепляющие факторы GreA и GreB состоят из двух доменов. Домены GreA независимы структурно и функционально. С-концевой домен Gre-факторов определяет специфическое связывание полноразмерного фактора с РНК-полимеразой, в то время как N-концевой домен участвует во вспомогательных взаимодействиях. N-концевой домен Gre-факторов содержит район, ответственный за индукцию транскриптрасщепляющей активности РНК-полимеразы, однако, собственная транскриптрасщепляющая активность N-концевого домена крайне мала по сравнению с активностью полноразмерного белка. Видимо, в составе полноразмерного белка С-концевой домен кооперативно усиливает активность N-концевого домена.

2. Размер и заряд положительно заряженного района N-концевого домена Gre-факторов определяет взаимодействие N-концевого домена с транскриптом в элонгационном комплексе. Эффективность и пространственные характеристики этого взаимодействия определяют ряд активностей Gre-факторов in vitro и in vivo, а также тип реакции расщепления транскрипта, индуцируемой фактором.

3. Исследование фотохимической сшивки гибрида Sil-фактора и Gre-фактора с транскриптом в прокариотическом элонгационном комплексе указывает на то, что транскриптсвязывающие домены Sil-факторов и Gre-факторов занимают эквивалентные позиции и одинаково взаимодействуют с транскриптом в элонгационном комплексе.

4. Транскриптрасщепляющие факторы прокариот (Сге-факторы) и эукариот (БИ-факторы) имеют одинаковые структурно-функциональные характеристики: для полной активности факторов необходимы два домена, один из которых связывается с РНК-полимеразой, а другой взаимодействует с транскриптом. Моделирование структуры БИ-факторов и ее сравнение со структурой Оге-факторов позволяет предположить, что оба фактора представляют собой протяженные обьекты одинакового размера, несущие РНКП-связывающий участок на одном конце и транскриптсвязывающий участок на другом.

5. Мы предполагаем, что транскриптрасщепляющие факторы прокариот и эукариот индуцируют транскриптрасщепляющую активность соответствующих РНК-полимераз по одинаковому консервативному механизму. Для расщепления транскрипта в тупиковом комплексе фактор закрепляется одним концом на РНК-полимеразе, а другим удерживает транскрипт в конформации, способствующей расщеплению. Собственно индукция транскриптрасщепляющей активности РНК-полимеразы может выполнятся участком транскриптсвязывающего домена, взаимодействующим не с транскриптом, а с РНК-полимеразой.

СПИСОК РАБОТ, опубликованных автором по теме диссертации

1. Koulich P., Orlova M., Malhotra A., Sali A., Darst S.A., Borukhov S. (1997) Domain Organization of Escherichia coli Transcript Cleavage Factors GreA and GreB. J. Biol. Chem272,7201-7210.

2. Koulich, P., Nikiforov, V. & Borukhov, S. (1998) Distinct Functions of N- and C-Terminal Pomains of GreA, Transcript Cleavage Factor of Escherichia coli. J. Mol. Biol., 276 (3).

3. Koulich, P., Nowicka, B., Pas, A., Parst, S. A., Nikiforov, V. & Borukhov, S. (1998) The Functional Role of Basic Patch, a Structural Element of Escherichia coli Transcript Cleavage Factors GreA and GreB. International conference "Transcription Termination", Virginia, USA.

4. Koulich P., Markov P., Nikiforov V. & Borukhov S. (1997) Similar Pomain Functions of Prokaryotic and Eucaryotic Transcript Cleavage Factors. FASEB summer conference "Transcription initiation in prokaryotes", Vermont, USA.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Кулиш, Дмитрий Михайлович, 1998 год

1. Орлова М.Н. (1995) Транскрипт-расщепляющая активность РНК-полимеразы Escherichia coli. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. Институт Молекулярной Генетики РАН.

2. Agarwal К., Baek К.Н., Jeon C.J., Miyamoto К., Ueno А. & Yoon H.S. (1991) Stimulation of transcript elongation requires both the zinc finger and RNA polymerase II binding domains of human TFIIS. Biochemistry, 30(31 ):7842-7851

3. Ahn B.Y., Gershon P.D., Jones E.V., Moss B. (1990) Identification of гроЗО, a vaccinia virus RNA polymerase gene with structural similarity to a eucaryotic transcription elongation factor. Mol. Cell. Biol. 10(10):5433-5441

4. Allison L.A., Moyle M., Shales M., Ingles C.J. (1985) Extensive homology among the largest subunits of eukaryotic and prokaryotic RNA polymerases. Cell 42(2):599-610

5. Altmann C.R., Solow-Cordero D.E., Chamberlin M.J. (1994) RNA cleavage and chain elongation by Escherichia coli DNA-dependent RNA polymerase in a binary enzyme:RNA complex. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 91 (9):3784-3788

6. Archambault J., Lacroute F., Ruet A., Friesen J.D. (1992) Genetic interaction between transcription elongation factor TFIIS and RNA polymerase II. Mol. Cell. Biol. 12(9):4142-4152

7. Arndt K.M., Chamberlin M.J. (1990) RNA chain elongation by Escherichia coli RNA polymerase. Factors affecting the stability of elongating ternary complexes. J. Mol. Biol. 213(1):79-108

8. Aso Т., Lane W.S., Conaway J.W., Conaway R.C. (1995) Elongin (Sill): a multisubunit regulator of elongation by RNA polymerase II. Science 269(5229): 1439-1443

9. Awrey D.E., Weilbaecher R.G., Hemming S.A., Orlicky S.M., Kane C.M., Edwards A.M. (1997) Transcription elongation through DNA arrest sites. A multistep process involving both RNA polymerase II subunit RPB9 and TFIIS. J. Biol. Chem. 272(23): 14747-14754

10. Awrey D.E., Edwards A.M. (1998) Site-specific mutagenesis of S. cerevisia transcription elongation factor Sil. (готовится к печати)

11. Bentley D.L. (1995) Regulation of transcriptional elongation by RNA polymerase II. Curr. Op/n. Genet. Dev. 5(2):210-216

12. Borukhov S. & Goldfarb A. (1996) Purification and assay of Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB. Methods Enzymol. 274, 315-326

13. Borukhov S., Goldfarb A. (1993) Recombinant Escherichia coli RNA polymerase: purification of individually overexpressed subunits and in vitro assembly. Protein Expr. Purif. 4(6):503-511

14. Borukhov S., Lee J., Goldfarb A. (1991) Mapping of a contact for the RNA 3' terminus in the largest subunit of RNA polymerase. J. Biol. Chem. 266(35):23932-23935

15. Borukhov S., Polyakov A., Nikiforov V. & Goldfarb A. (1992) GreA protein: a transcription elongation factor from Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 89, 19, 8899-8902

16. Borukhov S., Sagitov V. & Goldfarb A. (1993a) Transcript cleavage factors from E. coli. Cell 72, 3, 459-466

17. Borukhov S., Sagitov V., Josaitis C.A., Gourse R.L. & Goldfarb A. (19936) Two modes of transcription initiation in vitro at the rrnB P1 promoter of Escherichia coli. J. Biol. Chem. 268, 31, 23477-23482

18. Bradford M.M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72, 248-254

19. Burgess R.R., Jendrisak J.J. (1975) A procedure for the rapid, large-scall purification of Escherichia coli DNA-dependent RNA polymerase involving Polymin P precipitation and DNA-cellulose chromatography. Biochemistry 14(21):4634-4638

20. Busby S., Ebright R.H. (1997) Transcription activation at class II CAP-dependent promoters. Mol. Microbiol. 23(5):853-859

21. Chamberlin M.J. (1992) New models for the mechanism of transcription elongation and its regulation. Harvey Lect. 88:1-21

22. Christie K.R., Awrey D.E., Edwards A.M., Kane C.M. (1994) Purified yeast RNA polymerase II reads through intrinsic blocks to elongation in response to the yeast TFIIS analogue, P37. J. Biol. Chem. 269(2):936-943

23. Cipres-Palacin G. & Kane C.M. (1994) Cleavage of the nascent transcript induced by TFIIS is insufficient to promote read-through of intrinsic blocks to elongation by RNA polymerase II. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91, 25, 8087-8091

24. Cipres-Palacin G. & Kane C.M. (1995) Alanine-scanning mutagenesis of human transcript elongation factor TFIIS. Biochemistry, 34, 46, 15375-15380

25. Clark A.B., Dykstra C.C., Sugino A. (1991) Isolation, DNA sequence, and regulation of a Saccharomyces cerevisiae gene that encodes DNA strand transfer protein alpha. Mol. Cell. Biol. 11 (5)-.2576-2582

26. Das A. (1993) Control of transcription termination by RNA-binding proteins. Annu. Rev. Biochem. 62:893-930

27. Erie, D.A., Hajiseyedjavadi, O., Young, M.C. & von Hippel, P.H. (1993) Multiple RNA polymerase conformations and GreA: control of the fidelity of transcription. Science 262, 5135, 867-873

28. Gross C.A. (1992) Bacterial Sigma Factors. "Transcriptional regulation" ed. by McKnight S.L. and Yamamoto K.R. CSHL press, 188-209

29. Gu W. & Reines D. (1995). Variation in the size of nascent RNA cleavage products as a function of transcript length and elongation competence. J. Biol. Chem. 270, 51, 30441-30447

30. Hagler J. & Shuman S. (1993). Nascent RNA cleavage by purified ternary complexes of vaccinia RNA polymerase. J. Biol. Chem. 268, 3, 2166-2173

31. Herzog G., Winston F. (1998) The evidence that products of spt genes participate in transcription elongation. Genes. Dev. в печати

32. Hirashima S., Hirai H., Nakanishi Y., Natori S. (1988) Molecular cloning and characterization of cDNA for eukaryotic transcription factor S-ll. J Biol. Chem. 263(8):3858-3863

33. Jeon C., Yoon H. & Agarwal K. (1994). The transcription factor TFIIS zinc ribbon dipeptide Asp-Glu is critical for stimulation of elongation and RNA cleavage by RNA polymerase II. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91, 19, 9106-9110

34. Jeon C., Agarwal K. Fidelity of RNA polymerase II transcription controlled by elongation factor TFIIS. (1996) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93(24): 13677-13682

35. Johnson T.L., Chamberlin M.J. (1994) Complexes of yeast RNA polymerase II and RNA are substrates for TFIIS-induced RNA cleavage. Cell 77(2):217-224

36. Kaine B.P., Mehr I.J., Woese C.R. (1994) The sequence, and its evolutionary implications, of a Thermococcus celer protein associated with transcription. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91 (9):3854-3856

37. Kashlev M., Martin E., Polyakov A., Severinov K., Nikiforov V., Goldfarb A. (1993) Histidine-tagged RNA polymerase: dissection of the transcription cycle using immobilized enzyme. Gene 130(1):9-14

38. Kipling D., Kearsey S.E. (1991) TFIIS and strand-transfer proteins. Nature 353(6344):509

39. Kipling D., Kearsey S.E. (1993) Function of the S. cerevisiae DST1/PPR2 gene in transcription elongation. Cell 72(1): 12

40. Komissarova N. & Kashlev M. (1997). Transcriptional arrest: Escherichia coli RNA polymerase translocates backward, leaving the 3' end of the RNA intact and extruded. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 5, 1755-1760

41. Komissarova N., Kashlev M. (1997) RNA polymerase switches between inactivated and activated states by translocating back and forth along the DNA and the RNA. J. Biol. Chem. 272(24): 15329-15338

42. Koulich D., Orlova M., Malhotra A., Sali A., Darst S.A. & Borukhov S. (1997). Domain organization of Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB. J. Biol. Chem. 272, 11, 7201-7210

43. C.D., Kwon D.H., Abdelal A.T. (1997) Identification of greA encoding a transcriptional elongation factor as a member of the carA-orf-carB-greA operon in Pseudomonas aeruginosa PA01. J. Bacteriol. 179(9):3043-3046

44. Maniatis T., Fritsch E., Sambrook J. (1982) Molecular cloning. A laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory.

45. Markovtsov V., MustaevA., Goldfarb A. (1996) Protein-RNA interactions in the active center of transcription elongation complex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93(8) .3221-3226

46. Morin P.E., Awrey D.E., Edwards A.M., Arrowsmith C.H. (1996) Elongation factor TFIIS contains three structural domains: solution structure of domain II. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93(20): 10604-10608

47. Nakanishi T., Nakano A., Nomura K., Sekimizu K., Natori S. (1992) Purification, gene cloning, and gene disruption of the transcription elongation factor S-ll in Saccharomyces cerevisiae. J Biol. Chem. 267(19): 13200-13204

48. Nakanishi T., Nakano A., Nomura K., Sekimizu K. & Natori S. (1992). Purification, gene cloning, and gene disruption of the transcription elongation factor S-ll in Saccharomyces cerevisiae. J. Biol. Chem. 267, 19, 13200-13204

49. Nakanishi T., Shimoaraiso M., KuboT., Natori S. (1995) Structure-function relationship of yeast S-ll in terms of stimulation of RNA polymerase II, arrestrelief, and suppression of 6-azauracil sensitivity. J. Biol. Chem. 270(15):8991-8995

50. Nudler E., Goldfarb A., Kashlev M. (1994) Discontinuous mechanism of transcription elongation. Science 265(5173):793-796

51. Nudler E., Kashlev M., Nikiforov V., Goldfarb A. (1995) Coupling between transcription termination and RNA polymerase inchworming. Cell 1995 81(3) ".351-357

52. Nudler E., Avetissova E., Markovtsov V., Goldfarb A. (1996) Transcription processivity: protein-DNA interactions holding together the elongation complex. Science 273(5272):211-217

53. Nudler E., Mustaev A., Lukhtanov E. & Goldfarb A. (1997). The RNA-DNA hybrid maintains the register of transcription by preventing backtracking of RNA polymerase. Cell 89, 1, 33-41

54. Orlova M., Newlands J., Das A., Goldfarb A. & Borukhov S. (1995) Intrinsic transcript cleavage activity of RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92,10, 4596-4600

55. Polyakov A., Severinova E., Darst S.A. (1995) Three-dimensional structure of E. coli core RNA polymerase: promoter binding and elongation conformations of the enzyme. Cell 83(3):365-373

56. Powell W., Bartholomew B. & Reines D. (1996). Elongation factor Sll contacts the 3'-end of RNA in the RNA polymerase II elongation complex. J. Biol. Chem. 271, 37, 22301-22304

57. Ptashne M., Gann A. (1997) Transcriptional activation by recruitment. Nature 386(6625):569-577

58. Qian X., Jeon C., Yoon H., Agarwal K., Weiss M.A. (19936) Structure of a new nucleic-acid-binding motif in eukaryotic transcriptional elongation factor TFIIS. Nature 365(6443):277-279

59. Reeder T.C. & Hawley D.K. (1996) Promoter proximal sequences modulate RNA polymerase II elongation by a novel mechanism. Cell, 87, 767-777

60. Reines D., Chamberlin M.J., Kane C.M. (1989) Transcription elongation factor Sll (TFIIS) enables RNA polymerase II to elongate through a block to transcription in a human gene in vitro. J. Biol. Chem. 264(18): 10799-10809

61. Reines D., Conaway J.W., Conaway R.C. (1996) The RNA polymerase II general elongation factors. Trends Biochem. Sci. 21(9):351-355

62. Riva C. & Sentenac A. (1998) Cloning and sequencing of subunit 13 of yeast RNA polymerase III. (готовится к печати)

63. Rozovskaya T.A., Chenchik A.A., Beabealashvilli R. Sh. (1982) Processive pyrophosphorolysis of RNA by Escherichia coli RNA polymerase. FEBS Lett 137(1): 100-104

64. Rhodes G., Chamberlin M.J. (1974) Ribonucleic acid chain elongation by Escherichia coli ribonucleic acid polymerase. I. Isolation of ternary complexes and the kinetics of elongation. J. Biol. Chem. 249(20):6675-6683

65. Rudd M.D., Izban M.G. & Luse D.S. (1994). The active site of RNA polymerase II participates in transcript cleavage within arrested ternary complexes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91,17, 8057-8061

66. Samkurashvili I. & Luse D.S. (1996) Translocation and transcriptional arrest during transcript elongation by RNA polymerase II. J. Biol. Chem. 271 (38) .23495-23505

67. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. (1977) DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 74(12):5463-5467

68. Sastry S.S. & Ross B.M. (1997). Nuclease Activity of T7 RNA Polymerase and the Heterogeneity of Transcription Elongation Complexes. J. Biol. Chem. 272, 13, 8644-8652

69. Schagger H., Link T.A., Engel W.D. & von Jagow G. (1986) Isolation of the eleven protein subunits of the bc1 complex from beef heart. Methods Enzymol. 126, 224-237

70. Sentenac A. (1992). Yeast RNA polymerase Subunits and Genes. "Transcriptional regulation" ed. by McKnight S.L. and Yamamoto K.R. CSHL press, 5-35

71. Shimoaraiso M., Nakanishi T., Kubo T., Natori S. (1997) Identification of the region in yeast S-ll that defines species specificity in its interaction with RNA polymerase II. J. Biol. Chem. 272(42):26550-26554

72. Sluder A.E., Greenleaf A.L., Price D.H. (1989) Properties of a Drosophila RNA polymerase II elongation factor. J. Biol. Chem. 264(15):8963-8969

73. Sparkowski J., Das A. (1990) The nucleotide sequence of greA, a suppressor gene that restores growth of an Escherichia coli RNA polymerase mutant at high temperature. Nucleic Acids Res. 18(21):6443

74. Sparkowski J., Das A. (1991) Location of a new gene, greA, on the Escherichia coli chromosome. J. Bacteriol. 173(17):5256-5257

75. Stebbins C.E., Borukhov S., Orlova M., Polyakov A., Goldfarb A. & Darst S.A. (1995). Crystal structure of the GreA transcript cleavage factor from Escherichia coli. Nature 373, 6515, 636-640

76. Struhl K. (1995) Yeast transcriptional regulatory mechanisms. Annu. Rev. Genet. 29:651-674

77. Surratt C.K., Milan S.C., Chamberlin M.J. (1991) Spontaneous cleavage of RNA in ternary complexes of Escherichia coli RNA polymerase and its significance for the mechanism of transcription. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 88(18):7983-7987

78. Sweetser D., Nonet M., Young R.A. (1987) Prokaryotic and eukaryotic RNA polymerases have homologous core subunits. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84(5): 1192-1196

79. Tschochner H. (1996) A novel RNA polymerase l-dependent RNase activity that shortens nascent transcripts from the 3' end. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 23, 12914-12919

80. Umehara T., Kida S., Yamamoto T., Horikoshi M. (1995) Isolation and characterization of a cDNA encoding a new type of human transcription elongation factor S-ll. Gene 167(1-2):297-302

81. Whitehall S.K., Bardeleben C. & Kassavetis G.A. (1994) Hydrolytic cleavage of nascent RNA in RNA polymerase III ternary transcription complexes. J. Biol. Chem. 269, 3, 2299-2306

82. Wilson K.S. & von Hippel P.H. (1995) Transcription termination at intrinsic terminators: the role of the RNA hairpin. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 92(19):8793-8797

83. Wu J., Awrey D.E., Edwards A.M., Archambault J., Friesen J.D. (1996) In vitro characterization of mutant yeast RNA polymerase II with reduced binding for elongation factor TFIIS. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 93(21): 11552-11557

84. Xu Q., Nakanishi T., Sekimizu K., Natori S. (1994) Cloning and identification of testis-specific transcription elongation factor S-ll. J. Biol. Chem. 269(4):3100-3103

85. Yager T.D. & von Hippel P.H. (1991) A thermodynamic analysis of RNA transcript elongation and termination in Escherichia coli. Biochemistry 30(4):1097-1118

86. Yeh C.H., Zong W.X., Shatkin A.J. (1995) The Ser36-Ser37 pair in HeLa nuclear protein p21/SIIR mediates Ser/Thr phosphorylation and is essential for Rous sarcoma virus long terminal repeat repression. J. Biol. Chem. 270(43):25313-25315