Динамика формирования и структурная организация эукариотических полирибосом тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Афонина, Жанна Аркадьевна

• Афонина, Жанна Аркадьевна
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Афонина, Жанна Аркадьевна

СОДЕРЖАНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. История открытия полирибосом

Глава 2. Распределение рибосом на мРНК в полирибосомах и загруженность

мРНК рибосомами

Глава 3. Полирибосомы in vivo и in vitro и другие формы организации рибосом.

Электронно-микроскопические исследования

3.1 Полирибосомы прокариот

3.2 Эукариотические полирибосомы

3.2.1 Мембранно-связанные полирибосомы

3.2.2 Свободные цитоплазматические полирибосомы

3.3 Полирибосомные структуры со спиральной организацией

3.4 Микрокристаллы рибосом в клетках

Глава 4. Гипотеза «циркулярной трансляции» в полирибосомах

4.1 Первые свидетельства в пользу гипотезы «циркулярной трансляции»

4.2 Роль фактора инициации eIF4F и поли(А)-связывающего белка в циркуляризации кэпированной полиаденилированной мРНК

4.3 Белки, предположительно участвующие в циркуляризации мРНК с неканоническими нетранслируемыми областями

4.4 Заключение

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

МАТЕРИАЛЫ

1.1 Реагенты

1.2 Оборудование

1.3 Плазмиды

МЕТОДЫ

1.1 Трансформация клеток Е. Coli

1.2 Выделение и очистка плазмидной ДНК

1.3 Обработка плазмид эндонуклеазами рестрикции

1.4 Электрофорез ДНК в агарозном геле

1.5 Обработка плазмиды pTZpG-SBP-CBP-GFP-AUTR, линеаризованной по сайту рестрикции Pvul, фрагментом Кленова

1.6 Котранскрипционное кэпирование (транскрипция in vitro)

1.7 Транскрипция in vitro

1.8 Полиаденилирование мРНК с помощью поли(А)-полимеразы

1.9 Химическая модификация З'-конца мРНК cap-5'UTRp-giobin-scGFP-3'UTR40(A)30 флуоресцеин-5-тиосемикарбазидом (FTSC)

1.10 Обработка мРНК РНКазой Н

1.11 Электрофорез РНК

1.12 Трансляция в бесклеточной системе на основе экстракта из зародышей пшеницы

1.13 Определение концентрации GFP

1.14 Измерение активности люциферазы

1.15 ТХУ-анализ проб трансляции, содержащих [14С]пептиды

1.16 Выделение 40S рибосомных субчастиц из пшеничного экстракта

1.17 Анализ полирибосом методом скоростного зонального ультрацентрифугирования в градиенте плотности сахарозы

1.18 ТХУ-анализ фракций сахарозного градиента, содержащих меченные изотопом углерода [14С]пептиды

1.19 Определение радиоактивности во фракциях сахарозного градиента по Черенкову

1.20 Выделение полисомной [32Р]мРНК из фракций сахарозного градиента

1.21 Выделение полирибосом методом гель-хроматографии на основе 8ер11асгу1 Б500 НЯ для анализа полирибосом методом электронной микроскопии

1.22 Электронно-микроскопический анализ фракций гель-хроматографии методом негативного контрастирования

1.23 Электронно-микроскопический анализ системы трансляции методом негативного контрастирования

1.24 Анализ полирибосом методом криоэлектронной томографии

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЯ

ЧАСТЬ 1. ФОРМИРОВАНИЕ ПОЛИРИБОСОМ В БЕСКЛЕТОЧНОЙ СИСТЕМЕ

Глава 1.1. Динамика формирования полирибосом на кэпированных мРНК

Глава 1.2. Динамика формирования полирибосом на некэпированных мРНК

Обсуждение результатов части 1

ЧАСТЬ 2. ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ СВОЙСТВА ПОЛИРИБОСОМ

Глава 2.1. Трансляционная активность «легкой» и «тяжелой» фракций полирибосом

66

Обсуждение результатов главы 2.1

Глава 2.2. Обмен полисомных рибосом со свободными рибосомами

Глава 2.3. Влияние избытка конкурентной мРНК на трансляцию полисомной мРНК

72

Глава 2.4. Влияние ингибитора сканирования 5'-НТО на трансляцию полисомной мРНК

Обсуждение результатов глав 2.2,2.3 и 2.4

ЧАСТЬ 3. СТРУКТУРНЫЙ АНАЛИЗ ПОЛИРИБОСОМ, ФОРМИРУЮЩИХСЯ

В БЕСКЛЕТОЧНОЙ СИСТЕМЕ ИЗ ЗАРОДЫШЕЙ ПШЕНИЦЫ

Глава 3.1. Локализация 5'- и З'-концов цепи мРНК в полирибосомах

3.1.1. Визуализация 5'-конца полирибосомной мРНК с помощью инициирующей

40Б субчастицы

3.1.2. Модификация З'-концамРНК сар-5'иТКр.?10ьт-А'с6,^Р-3'иТК4о(А)зо флуоресцеин-5-тиосемикарбазидом

3.1.3. Визуализация З'-конца полирибосомной мРНК при помощи 10 нм частиц коллоидного золота с антителами к Б1ТС

3.1.4 Выделение полирибосом методом гель-хроматографии 83 3.1.5. Локализация 5'- и З'-концов мРНК в полирибосомах, сформированных

на мРНК сар-5,иТКр.ё1оЫп-«сС/,Р-3'иТК40(А)30, меченной б-РТБС

Глава 3.2. Анализ динамики формирования полирибосом методом криоэлектронной

томографии

3.2.1. Получение препаратов полирибосом для исследования методом криоэлектронной микроскопии

3.2.2. Визуализация полирибосом методом криоэлектронной микроскопии

3.2.3. Трехмерная структурная организация полирибосом

3.2.4. Динамика формирования полирибосом 100 Обсуждение глав 3.1 и 3.2

Глава 3.3. Проверка сохранности З'-конца полисомной мРНК

Обсуждение результатов главы 3.3

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

126

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ ПРИЛОЖЕНИЯ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Динамика формирования и структурная организация эукариотических полирибосом»

ВВЕДЕНИЕ

Полирибосома представляет собой группу рибосом, нанизанных на нить молекулы мРНК и последовательно транслирующих ее в одном направлении, от 5-конца к З'-концу полирибонуклеотидной цепи. Полирибосомы являются основной формой существования транслирующих рибосом, универсальной как для прокариотических, так и эукариотических клеток.

В первых же электронно-микроскопических исследованиях полирибосом млекопитающих было замечено, что основными формами полирибосом являются кольца, плоские спирали, а также двойные ряды, затем интерпретированные в основном как «схлопнутые» кольцевые структуры. С другой стороны, функциональные исследования показали, что рибосомы полирибосом медленно обмениваются со свободными рибосомами и рибосомными субчастицами, и каждый новый раунд трансляции/инициации в полирибосомном пуле обеспечивается в основном за счет только что терминировавших рибосом. На основании этого была выдвинута гипотеза «циркулярной трансляции», согласно которой полирибосомы эукариот могут приобретать замкнутую кольцевую конфигурацию, благодаря чему рибосомы после терминации трансляции ре-инициируют на той же самой молекуле мРНК. Позднее был открыт возможный механизм циркуляризации мРНК в полирибосомах - взаимодействие кэп-связывающего белкового комплекса eIF4E-eIF4G (5'-конец мРНК) и поли(А)-связывающего белка (далее - РАВР) (З'-конец мРНК).

В настоящее время образование циркулярной структуры мРНК считается одним из ключевых этапов трансляции у эукариот, функциональным значением которого, возможно, является отбор лишь правильно процессированных молекул мРНК и обеспечение высокой интенсивности их трансляции. В то же время, до сих пор не было получено прямых доказательств существования взаимодействия 5'- и З'-концов мРНК в составе полирибосом. Не было предпринято попытки охарактеризовать одновременно и структурную организацию, и функциональные свойства полирибосом с точки зрения гипотезы «циркулярной трансляции».

Основной целью данной работы было выяснение динамики формирования структуры и сопутствующих изменений функциональных свойств эукариотических полирибосом. Изучение полирибосом, сформированных in vivo, затруднено: как в процессе разрушения клетки, так и в ходе выделения полирибосом, может происходить изменение их морфологии. В то же время, было показано, что в эукариотических

бесклеточных системах трансляции образуются полирибосомы, сходные по форме с таковыми in vivo.

Мы использовали разработанный в нашей лаборатории, длительно-работающий вариант бесклеточной системы трансляции на основе экстракта зародышей пшеницы для изучения формирования полирибосом на мРНК с различными нетранслируемыми областями (далее - НТО). Первой нашей задачей было сравнить динамику формирования полирибосом на кэпированных и некэпированных мРНК с природными и случайными НТО. Для решения данной задачи мы использовали метод седиментации в сахарозном градиенте в сочетании с методом классической электронной микроскопии (далее - ЭМ). В рамках выполнения второй задачи мы исследовали функциональные свойства полирибосом с точки зрения гипотезы «циркулярной трансляции», а именно, обмен полисомных рибосом со свободными рибосомами, а также влияние конкурентной мРНК на трансляцию полисомной мРНК. Третьей задачей было изучение структурной организации полирибосом в процессе их формирования и функционирования, для чего были использованы методы классической и криоэлектронной микроскопии. Работа по определению структуры полирибосом проводилась совместно с Отделом интегральной структурной биологии Института генетики и молекулярной и клеточной биологии (Страсбург, Франция).

Таким образом, в данной работе одновременно охарактеризованы функциональные свойства и структурная организация эукариотических полирибосом; на основании полученных нами данных предложен сценарий процесса формирования свободных цитоплазматических полирибосом.

Список сокращений

БСА бычий сывороточный альбумин

ВТМ (TMV) вирус табачной мозаики SDS додецилсульфат натрия

ДТТ дитиотреит

крио-ЭТ криоэлектронная томография н.о. нуклеотидные остатки мРНК

НТО (UTR) нетранслируемая область мРНК ПААГ полиакриламидный гель

ЭМ электронная микроскопия

ЭР эндоплазматический ретикулум

CECF continuous exchange cell-free system,

бесклеточная система трансляции длительного действия СРМ counts per minute,

число распадов в минуту CPS counts per second,

число фотонов в секунду elF эукариотический фактор инициации

FITC fluorescein isothiocyanate,

флуоресцеин изотиоцианат FTSC fluorescein-5-thiosemicarbazide,

флуоресцеин-5-тиосемикарбазид РАВР poly(A)-binding protein,

поли(А)-связывающий белок

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Афонина, Жанна Аркадьевна

выводы

1. Методами ультрацентрифугирования, классической электронной и криоэлектронной микроскопии показано, что формирование эукариотических полирибосом в пшеничной бесклеточной системе трансляции длительного действия происходит в течение многих раундов трансляции, т.е. многократного прочтения цепи мРНК рибосомами.

2. Показано сосуществование в трансляционной смеси различных морфологических типов полирибосом, таких как кольцо, разомкнутое кольцо, одинарный ряд, двойной ряд и трехмерная спираль.

3. Показано, что на кэп-независимой мРНК с синергическими НТО формируются циркулярные полирибосомы, структурно и функционально аналогичные полирибосомам на кэпированной и полиаденилированной мРНК.

4. Электронно-микроскопическая визуализация маркеров на 5'- и 3'-концах полисомной мРНК (инициирующих 40Б рибосомных субъединиц и частиц коллоидного золота, соответственно) показала, что двурядные полирибосомы могут иметь как топологически циркулярный (маркеры на одном торце полирибосомы), так и топологически линейный ход цепи мРНК (маркеры на разных торцах).

5. Методом криоэлектронной томографии показано, что двурядные полирибосомы имеют циркулярную топологию («схлопнутое» кольцо) при низкой загруженности мРНК рибосомами, тогда как при средней загруженности преобладает линейная топология мРНК (зигзаг, или винтовая спираль с двумя рибосомами на виток). Высоко-загруженные полирибосомы (менее 60 н.о. на рибосому) имеют преимущественно левозакрученную трехмерную спиральную конфигурацию с 4-мя рибосомами на виток, линейной топологией мРНК и плотными межрибосомными контактами.

6. Обнаружено, что трансляционная активность рибосом в полирибосомах зависит от степени загруженности мРНК рибосомами. Наибольшую трансляционную активность проявляют рибосомы в полирибосомах с низкой загруженностью, когда на рибосому приходится более 100 нуклеотидных остатков мРНК. Дальнейшее заполнение мРНК рибосомами приводит к снижению активности рибосом в полирибосомах. Снижение активности системы трансляции коррелирует с накоплением в ней высоко-загруженных трехмерных спиральных полирибосом.

7. На основании полученных нами данных, с привлечением данных, имеющихся в литературе, предложен сценарий поэтапного формирования эукариотических полирибосом и их последовательных конформационных превращений: «цикл —> зигзаг —> плотная спираль».

БЛАГОДАРНОСТИ

От всей души хочу поблагодарить моих научных руководителей - Александра Сергеевича Спирина и Владимира Анатольевича Широкова, - за переданные мне знания, инициацию данной работы, ее постоянную идейную поддержку, помощь в выполнении и написании работы.

Огромную благодарность выражаю Б.П. Клахольцу за возможность осуществления проекта по определению структуры полирибосом, его финансовую и идейную поддержку, А.Г. Мясникову за непосредственное осуществление проекта и помощь в освоении азов криоэлектронной микроскопии, Ж.-Ф. Менетре за помощь в выполнении работы в рамках данного проекта.

Хочу поблагодарить В.Д. Васильева за переданные мне практические навыки по электронной микроскопии и непосредственный вклад в работу, Г.С. Копеину за вклад в изучение функциональных свойств полирибосом, Н.Ф. Хабибуллину за вклад в разработку методики маркировки 3'-конца мРНК в полирибосомах, С.Н. Прошкину, Е.Р. Арутюнян, Е.А. Черноусову, М.В. Донцову, М.А. Стойлова за экспериментальную и техническую поддержку работы, К.С. Василенко, В.А. Колба, О.М. Алехину, М.С. Светлова, Д.Н. Лябина, A.A. Гордеева, И.А. Елисееву за ценные советы и помощь. Я очень признательна всем сотрудникам Лаборатории механизмов биосинтеза белка и группы Б.П. Клахольца за помощь, ценные советы и дружественную обстановку. Отдельное спасибо всем сотрудникам Института белка и сотрудникам Института генетики и молекулярной и клеточной биологии (IGBMC, Страсбург) за оказанную помощь.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Модель динамики формирования эукариотических полирибосом

В пшеничной бесклеточной системе трансляции длительного действия образуются полирибосомы, сходные по форме с полирибосомами in vivo. Используя данную систему и метод седиментации в сахарозном градиенте, а также методы классической электронной микроскопии и криоэлектронной микроскопии, мы проанализировали динамику формирования полирибосом и их функциональную активность в течение многих раундов трансляции. На основании полученных нами данных, с привлечением данных, имеющихся в литературе, мы предлагаем следующий сценарий поэтапного формирования эукариотических полирибосом и их последовательных конформационных превращений.

1. Начальный этап формирования полирибосомы: а) Первые рибосомы инициируют трансляцию мРНК по классическому механизму, включающему стадию сканирования 5'-нетранслируемой области (5'-НТО) мРНК (de novo инициация). Сопряженно с первыми событиями инициации происходит сближение сайтов инициации и терминации мРНК (нековалентная циркуляризация мРНК) за счет взаимодействия белковых факторов инициации, в первую очередь, eIF4G, с белками, ассоциированными с З'-нетранслируемой областью (З'-НТО), прежде всего, с поли(А)-связывающим белком (РАВР), а также, возможно, с другими белками на З'-НТО. б) Рибосомы, заканчивающие свой первый раунд трансляции и терминирующие на границе с З'-НТО, осуществляют переход с сайта терминации непосредственно на инициирующий кодон той же самой мРНК и начинают новый раунд трансляции, минуя стадию сканирования 5'-НТО (ре-инициация).

2. Этап роста циркулярной полирибосомы и ускорения трансляции:

Полисомная мРНК продолжает заполняться рибосомами за счет de novo инициации, и при этом все больше рибосом вовлекается в трансляцию путем pe-инициации трансляции терминировавших рибосом на той же самой мРНК. Слияние этих двух потоков инициации приводит к ускорению синтеза белка на циркулярной полирибосоме (явление акселерации инициации, [149]).

3. Этап «зрелой» (сформированной) циркулярной полирибосомы: а) В сформированной циркулярной полирибосоме (с загруженностью 100-200 нуклеотидных остатков мРНК на рибосому) доля de novo инициации обычно меньше доли pe-инициации трансляции, и данное состояние загруженности может сохраняться в течение длительного времени за счет установления равновесия между de novo инициацией и потерей рибосом при спорадических несостоявшихся актах ре-инициации. На данном этапе полирибосома является наиболее эффективной в синтезе белка. б) При умеренной загрузке циркулярной полирибосомы, особенно в случае, когда она формируется на длинной мРНК, возможно взаимодействие («слипание») двух половинок кольца. В результате образуется двурядная полирибосома с локализацией обоих (5' и 3') концов мРНК на одном и том же торце полирибосомы и, следовательно, с антипараллельным ходом цепи мРНК в ее двух рядах. Такая полирибосома продолжает оставаться топологически циркулярной. (Следует отметить, что «схлопывание» кольца в двурядную структуру дополнительно провоцируется при адсорбции полирибосомы на поверхности подложки в ходе приготовления образца для классической электронной микроскопии).

4. Этап линеаризации циркулярной полирибосомы: а) При заполнении мРНК большим числом рибосом (при загруженности 90 и менее нуклеотидных остатков мРНК на рибосому) вследствие присущего рибосомам стохастического характера поступательного движении вдоль цепи мРНК они начинают мешать друг другу - возникает проблема «транспортных пробок», приводящих к локальным заторам. Общая скорость трансляции (элонгации) начинает падать. Во избежание дальнейшей перегрузки мРНК рибосомами срабатывает регуляционный механизм отключения ре-инициации путем «расцикливания» полирибосомы, т.е. перевода ее в линейную форму. б) Образующаяся линейная полирибосома с достаточно большой загруженностью рибосомами обнаруживают тенденцию к взаимодействию ее рибосомных частиц друг с другом, а гибкость цепи мРНК позволяет максимизировать эти взаимодействия путем укладки частиц в зигзаг, или плоскую спираль с двумя рибосомами на виток, видимую под электронным микроскопом как «двурядная» (псевдо-двурядная) полирибосома. (Возможно, что именно межрибосомные взаимодействия в загруженной полирибосоме приводят к ее «расцикливанию» и преобразованию в зигзаг в силу термодинамического -энтальпийного - выигрыша, и никакого другого, специального механизма линеаризации циркулярной полирибосомы не существует). в) Образующиеся на этом этапе топологически линейные зигзагообразные (они же плоские спиральные с двумя частицами на виток) полирибосомы могут работать в стационарном режиме с умеренной скоростью, пользуясь механизмом de novo инициации и нормальной терминации. (Можно предполагать, что межрибосомные контакты в таких полирибосомах находятся в динамическом флуктуирующем состоянии разрывавоссоединения, что позволяет рибосомам более или менее независимо двигаться вдоль цепи мРНК).

5. Этап компактизации и инактивации полирибосомы: а) Вследствие образования локальных сгущений движущихся по цепи мРНК рибосом («транспортных пробок»), закономерных при перегрузке полирибосомы, а также возможных нарушений процесса терминации (например, в результате З'-экзонукеазной деградации мРНК), может происходить дальнейшее, не компенсированное терминацией заполнение мРНК транслирующими рибосомами. В таком состоянии перегрузки рибосомами и снижения их скорости продвижения вдоль цепи мРНК в полирибосоме начинают возникать флуктуирующие участки более плотной, трехмерной спиральной организации. При достижении загруженности 60 и менее нуклеотидных остатков мРНК на рибосому уже большая часть полирибосомы или вся полирибосома представляет собой плотно упакованную спираль с 4 рибосомами на виток. б) Преобразование топологически линейных зигзагообразных полирибосом с достаточной свободой перемещения рибосом вдоль цепи мРНК в трехмерные, плотно упакованные спирали с 4 рибосомами на виток представляет собой явление конформационной перестройки - компактизации - типа кооперативного перехода, регистрируемого на седиментограммах как появление более или менее дискретной зоны быстро седиментирующих «тяжелых» полирибосом. в) Плотная упаковка рибосом в трехмерной спирали полирибосомы является причиной ее низкой трансляционной активности: рибосомы в такой спирали могут перемещаться вдоль цепи мРНК, используя только локальные флуктуации, приводящие к кратковременным расплетаниям участков спирали. г) Когда достигается максимально возможная плотность упаковки рибосом на полинуклеотидной цепи - около 30 нуклеотидных остатков мРНК на рибосому - в сформированной спиральной полирибосоме с 4 рибосомами на виток должна происходить полная остановка движения рибосом вдоль цепи мРНК и, таким образом, прекращаться процесс синтеза белка. В частности, такая судьба должна быть типична для полирибосом при утрате терминирующего кодона вследствие З'-экзонукеазной деградации мРНК.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Афонина, Жанна Аркадьевна, 2013 год

Список литературы

1. Palade G.E. (1955) A small particular component of the cytoplasm. J. Biophys. Biochem. CytoL, 1, 59-68.

2. Tissieres A., Watson J.D., Schlessinger D., Hollingworth B.R. (1959) Ribonucleoprotein particles from Escherichia coli. J. Mol. Biol., 1, 221-233.

3. Huxley H.E., Zubay G. (1960) Electron microscope observations on the structure of microsomal particles from Escherichia coli. J. Mol. Biol., 2, 10-18.

4. Tissieres A., Schlessinger D., Gros F. Amino acid incorporation into proteins by E. coli ribosomes. 1960. Biochemistry, 46, 1450-1463.

5. Barondes S.H., Nirenberg M.W. (1962) Fate of a synthetic polynucleotide directing cellfree protein synthesis. II. Association with ribosomes. Science, 138, 813-817.

6. Risebrough R.W., Tissieres A., Watson J.D. (1962) Messenger-RNA attachment to active ribosomes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 48, 430-436.

7. Warner J.R., Knopf P.M., Rich A. (1963) A multiple ribosomal structure in protein synthesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 49, 122-129.

8. Warner J.R., Rich A., Hall C.E. (1962) Electron microscope studies of ribosomal clusters synthesizing hemoglobine. Science, 138, 1399-1403.

9. Gierer A. (1963) Function of aggregate reticulocyte ribosomes in protein synthesis. J. Mol. Biol., 6, 148-157.

10. Wettstein D.O., Staehelin T., Noll H. (1963) Ribosomal aggregate engaged in protein synthesis: characterization of ergosome. Nature, 197, 430-435.

11. Penman, S., Scherrer, K., Becker, Y., and Darnell, J. (1963) Polyribosomes in normal and poliovirus-infected HeLa cells and their relationship to messenger-RNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 49, 654-662.

12. Rich A., Penman S., Becher Y., Darnell J., Hall C. (1963) Polyribosomes: size in normal and polio-infected HeLa cells. Science, 142, 1658-1663.

13. Kiho Y., Rich A. (1964) Induced enzyme formed on bacterial polyribosomes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 51, 111-118.

14. Slayter H., Kiho Y., Hall C., Rich A. (1968) An electron microscopic study of large bacterial polyribosomes. J. Cell Biol., 37, 583-590.

15.Hayashi M., Spiegelman S., Franklin N.C., Luria S.E. (1963) Separation of the RNA message transcribed in response to a specific inducer. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 49, 729-736.

16. Wolin S.L., Walter P. (1988) Ribosome pausing and stacking during translation of a eukaryotic mRNA. EMBO J., 7, 3559-3569.

17. Arava Y., Boas F.E., Brown P.O., Herschlag D. (2005) Dissecting eukaryotic translation and its control by ribosome density mapping. Nucl. Acids Res., 33, 2421-2432.

18. Ingolia N.T., Ghaemmaghami S., Newman J.R., Weissman J.S. (2009) Genome-wide analysis in vivo of translation with nucleotide resolution using ribosome profiling. Science, 324, 218-223.

19. Ingolia N.T., Lareau L.F., Weissman J.S. (2011) Ribosome profiling of mouse embryonic stem cells reveals the complexity and dynamics of mammalian proteomes. Cell, 147, 789-802.

20. Arava Y., Wang Y., Storey J.D., Liu C.L., Brown P.O., Herschlag D. (2003) Genome-wide analysis of mRNA translation profiles in Saccharomyces cerevisiae. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 100, 3889-3894.

21. Christensen A.K., Kahn L.E., Bourne C.M. (1987) Circular polysomes predominate on the rough endoplasmic reticulum of somatotropes and mammotropes in the rat anterior pituitary. Am. J. Anat., 178, 1-10.

22. Hamkalo B.A. and Miller O.L. (1973) Electronmicroscopy of genetic activity. Annu. Rev. Biochem., 42, 379-396.

23. Brandt F., Etchells S.A., Ortiz J.O., Elcock A.H., Hartl F.U., Baumeister W. (2009) The native 3D organization of bacterial polysomes. Cell, 136, 261-271.

24. Lucic V., Förster F., Baumeister W. (2005) Structural studies by electron tomography: from cells to molecules. Annu. Rev. Biochem., 74, 833-865.

25. Böhm J., Frangakis A.S., Hegerl R., Nickell S., Турке D., Baumeister W. (2000) Toward detecting and identifying macromolecules in a cellular context: template matching applied to electron tomograms. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 97, 14245-14250.

26. Frangakis A.S., Böhm J., Förster F., Nickell S., Nicastro D., Турке D., Hegerl R., Baumeister W. (2002) Identification of macromolecular complexes in cryoelectron tomograms ofphantom cells. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 9, 14153-14158.

27. Schuwirth B.S., Borovinskaya M.A., Hau C.W., Zhang W., Vila-Sanjuijo A., Holton J.M., Cate J.H. (2005) Structures of the bacterial ribosome at 3,5 A resolution. Science, 310, 827-834.

28. Philipps G.R. (1965) Haemoglobin synthesis and polysomes in intact reticulocytes. Nature, 205, 567-570.

29. Baglioni C, Vesco C, Jacobs-Lorena M. (1969) The role of ribosomal subunits in mammalian cells. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 34, 555-565.

30. Kitani T., Yonezawa T., Imanaka T., Hiraoka A., Nasu T. (1982) Ultrastructural analysis of membrane-bound polysomes in human myeloma cells. Blut, 44, 51-63.

31. Shelton E. and Kuff E.L. (1966) Substructure and configuration of ribosomes isolated from mammalian cells. J. Mol. Biol., 22,23-31.

32. Yazaki K., Yoshida T., Wakiyama M., Miura K. (2000) Polysomes of eukaryotic cells observed by electron microscopy. J. Electron Microscopy (Japan), 49, 663-668.

33. Christensen A.K. and Bourne C.M. (1999) Shape of large bound polysomes in cultured fibroblasts and thyroid epithelial cells. Anat. Ree., 255, 116-129.

34. Ross R. and Benditt E.P. (1964) Wound healing and collagen formation. IV. Distortion of ribosomal patterns of fibroblasts in scurvy. J. Cell Biol., 22, 365-389.

35. Goldberg B. and Green H. (1964) An analysis of collagen secretion by established mouse fibroblast lines. J. Cell Biol., 22, 227-258.

36. Bonnett H.T. Jr. and Newcomb E.H. (1965) Polyribosomes and cisternal accumulations in root cells of radish. J. Cell Biol., 27, 423-432.

37. Falk H. (1969) Rough thylakoids: polysomes attached to chloroplast membranes. J. Cell. Biol., 42, 582-587.

38. Palmiter R.D., Christensen A.K., Schimke R.T. (1970) Organization of polysomes from pre-existing ribosomes in chick oviduct by a secondary administration of either estradiol or progesterone. J. Biol. Chem., 245, 833-845.

39. Pfeffer S., Brandt F., Hrabe T., Lang S., Eibauer M., Zimmermann R., Förster F. (2012) Structure and 3D arrangement of endoplasmic reticulum membrane-associated ribosomes. Structure, 20, 1508-1518.

40. Madin K., Sawasaki T., Kamura N., Takai K., Ogasawara T., Yazaki K., Toshiaki T., Takei T., Miura K., Endo Y. (2004) Formation of circular polyribosomes in weat germ cell-free protein synthesis system. FEBSLett., 562, 155-159.

41. Martin K.A., Miller O.L. (1983) Polysome structure in sea urchin eggs and embryos: an electron microscopic analysis. Dev. Biol, 98, 388-348.

42. Brandt F., Carlson L.A., Hartl F.U., Baumeister W., Grünewald K. (2010) The three-dimensional organization of polyribosomes in intact human cells. Mol. Cell, 39, 560-569.

43. Halic M., Becker T., Frank J., Spahn C.M., Beckmann R. (2005) Localization and dynamic behavior of ribosomal protein L30e. Nat. Struct. Mol. Biol., 12, 467-468.

44. Behnke O. (1963) Helical arrangement of ribosomes in the cytoplasm of differentiating cells of the small intestine of rat fetuses. Exp. Cell Res., 30, 597-598.

45. Waddington C.H., Perry M.M. (1963) Helical arrangement of ribosomes in differentiating muscle cells. Exp. Cell Res., 30, 599-600.

46. Echlin P. (1964) An apparent helical arrangement of ribosomes in developing pollen mother cells of Ipomoeapurpurea (L.) Roth. J. Cell Biol., 24, 150-153.

47. Srivastava L. M (1966) On the fine structure of the cambium of Fraxinus Americana L. J. Cell Biol., 31, 79-93.

48. Jensen W. A. (1968) Cotton embryogenesis. Polysome formation in the Zygote. J. Cell Biol., 36, 403-406.

49. Djaczenko W., Benedetto A., Pezzi R. (1970) Formation of helical polyribosomes in poliovirus-infected cells of the 37 RC line. J. Cell Biol., 45, 173-177.

50. Wooding F.B. (1968) Ribosome helices in mature cells. J. Ultrastruct. Res., 24, 157-164.

51.Pfiaderer P., Cammarano P., Holladay D.R., Novelli G.D. (1965) A helical polysome model. Biochim. Biophys. Acta, 109, 595-606.

52. Weiss P., Grover N.B. (1968) Helical array of polyribosomes. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A, 59, 763-768.

53. Barker D.C., Deutsch K. (1958) The chromatoid body of Entamoeba invadens. Exp. Cell Res., 15, 604-610.

54. Barker D.C. (1963) A ribonucleoprotein inclusion body in Entamoeba invadens. Z. Zellforsch. Mikrosk. Anat., 58, 641-659.

55. Barker D.C. (1963) Ribosome structures revealed by negative staining subcellular fractions from a crystalline ribonucleoprotein body. Exp. Cell Res., 32, 272-279.

56. Barker D.C., Swales L.S. (1972 b). Characteristics of ribosomes during differentiation of trophozoites to cysts in axenic Entamoeba sp. Cell Dijf., 1, 297-306.

57. Barker D.C., Swales L.S. (1972) Comparison of trophozoite helical polysomes with cyst ribosomogen microcrystals in axenic Entamoeba sp., Cell Differ., 1, 307-315.

58. Morgan R.S., Uzman B.G. (1966) Nature of the packing of ribosomes within chromatoid bodies. Science, 152, 214-216.

59. Rosenbaum R.M., Wittner M. (1970) Ultrastructure of bacterized and axenic trophozoites of Entamoeba histolytica with particular reference to helical bodies. J. Cell Biol., 45, 367-382.

60. Lake JA, Slayter HS. (1972) Three-dimensional structure of the chromatoid body helix of Entamoeba invadens. J. Mol. Biol., 66, 271-282.

61. Morgan RS. (1968) Structure of ribosomes of chromatoid bodies: three-dimensional Fourier synthesis at low resolution. Science, 162, 670-671.

62. Czeto A.R., Morgan R.S., Strother G.K. (1973) The ultraviolet absorption spectra of chromatoid bodies of Entamoeba invadens in situ. An optical titration. Exp. Cell Res., 78, 349-350.

63. Keller P.M., Morgan N.H., Morgan R.S., Czeto A.R. (1973). Tubulin in cysts of Entamoeba invadens. J. Cell Biol., 59, 165 a.

64. Kusamrarn T., Sobhon P., Bailey G.B. (1975) The mechanism of formation of inhibitor-induced ribosome helices in Entamoeba invadens. J. Cell Biol., 65, 529-539.

65. Bellairs T. (1961). Cell death in chick embryos as studied by electron microscopy. J. Anat., 95, 54-60.

66. Porte A., Zahnd J.P. (1961). Structure fine du follicule ovarien de Lacerta stirpium. C. r. Sianc. Soc. Biol., 155, 1058-1061.

67. Mottet N.K., Hammar S.P. (1972) Ribosome crystals in necrotizing cells from the posterior necrotic zone of the developing chick limb. J. Cell Sci., 11, 403-414.

68. Burkholder G.D., Comings D.E., Okada T.A. (1971) A storage form of ribosomes in mouse oocytes. Exp. Cell Res., 69, 361-371.

69. Byers B. (1966) Ribosome crystallization induced in chick embryo tissues by hypothermia. J. Cell Biol., 30, C1-C6.

70. Byers B. (1967) Structure and formation of ribosome crystals in hypothermic chick embryo cells. J. Mol. Biol., 26, 155-167.

71. Goodman H.M., Rich A. (1963) Mechanism of polyribosome action during protein synthesis. Nature, 199, 318-322.

72. Hardesty B., Hutton J.J, Arlinghaus R., Schweet R. (1963) Polyribosome formation and hemoglobin synthesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 50, 1078-1085.

73. Slayter H.S., Warner J.R., Rich A., Hall C.E. (1963) The visualization of polyribosomal structure. J. Mol. Biol., 7, 652-657.

74. Adamson S.D., Howard G.A., Herbert E. (1969) The ribosome cycle in a reconstituted cell-free system from reticulocytes. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 34, 547-554.

75. Nelson E.M., Winkler M.M. (1987) Regulation of mRNA entry into polysomes. J. Biol. Chem., 262, 11501-11506.

76. Hsu M.T., Coca-Prados M. (1979) Electron microscopic evidence for the circular form of RNA in the cytoplasm of eukaryotic cells. Nature, 280, 339-340.

77. Ladhoff A.M., Uerlings I., Rosenthal S. (1981) Electron microscopic evidence of circular molecules in 9-S globin mRNA from rabbit reticulocytes. Mol. Biol. Rep., 7, 101-106.

78. Both G.W., Baneijee, Shatkin A.J. (1975). Methylation-dependent translation of viral messenger RNAs in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 72, 1189-1193.

79. Both G.W., Furuichi Y., Muthukrishnan S., Shatkin A.J. (1975) Ribosome binding toreovirus mRNA in protein synthesis requires 5'-terminal 7-methylguanosine. Cell, 6, 185-195.

80. Furuichi Y., LaFiandra A., Shatkin A.J. (1977) 5'-Terminal structure and mRNA stability. Nature, 266, 235-239.

81.Lockard R.E., Lane C. (1978) Requirement for 7-methylguanosine in translation of globin mRNA in vivo. Nucl. Acids Res., 5, 3237-3247.

82. Спирин А.С. (2011) Молекулярная биология. Рибосомы и биосинтез белка. Москва, Академия.

83. Filipowicz W., Furuichi Y., Sierra J.M., Muthukrishnan S., Shatkin A.J., and Ochoa S. (1976). A protein binding the methylated 5'-terminal sequence, 7mGpppN, of eukaryoticmessenger RNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 73, 1559-1563.

84. Sonenberg N., Rupprecht K.M., Hecht S.M., Shatkin AJ. (1979) Eukaryotic mRNA cap binding protein: purification by affinity chromatography on sepharose-coupled m7GDP. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 76, 4345-4349.

85. Tahara S.M., Morgan M.A., Shatkin A.J. (1981) Two forms of purified m7G-cap binding protein with different effects on capped mRNA translation in extracts of uninfected and poliovirus-infected HeLa cells. J. Biol. Chem., 256, 7691-7694.

86. Grifo J.A., Tahara S.M., Morgan M.A., Shatkin A.J., Merrick W.C. (1983) New initiation factor activity required for globin mRNA translation. J. Biol. Chem., 258, 5804-5810.

87. Edery I., Hiimbelin M., Darveau A., Lee K.A., Milburn S., Hershey J.W., Trachsel H., Sonenberg N. (1983) Involvement of eukaryotic initiation factor 4A in the cap recognition process. J. Biol. Chem., 258, 11398-11403.

88. Lamphear B.J., Kirchweger R., Skern Т., Rhoads R.E. (1995) Mapping of functional domains in eukaryotic protein synthesis initiation factor 4G (eIF4G) with picornaviral proteases. Implications for cap-dependent and cap-independent translational initiation. J. Biol. Chem., 270, 21975-21983.

89. Metz A.M., Browning K.S. (1996) Mutational analysis of the functional domains of the large subunit of the isozyme form of wheat initiation factor eIF4F. J. Biol. Chem., 271, 31033-31036.

90. Zeevi M., Nevins J.R., Darnell J.E. (1981) Nuclear RNA is spliced in the absence of poly(A) addition. Cell, 26, 39-46.

91. Zeevi M., Nevins J.R., Darnell J.E. (1982) Newly formed mRNA lacking polyadenylic acid enters the cytoplasm and the polyribosomes but has a shorter half-life in the absence of polyadenylic acid. Mol. Cell Biol., 2, 517-525.

92. Deshpande A.K., Chatteijee В., Roy A.K. (1979) Translation and stability of rat liver messenger RNA for alpha 2 mu-globulin in Xenopus oocyte. The role of terminal poly(A). J. Biol. Chem., 254, 8937-8942.

93. Nemer M., Dubroff L.M., Graham M. (1975) Properties of sea urchin embryo messenger RNA containing and lacking poly(A). Cell, 6, 171-178.

94. Geoghegan T.E., Sonenshein G.E., Brawerman G. (1978) Characteristics and polyadenylate content of the actin messenger RNA of mouse sarcoma-180 ascites cells. Biochemistry, 17, 4200-4207.

95. Spieth J., Whiteley A.H. (1981) Polyribosome formation and poly(A)-containing RNA in embryos of the sand dollar, Dendraster excentricus. Dev. Genes and Evol., 190, 111-117.

96. Jacobson A., Favreau M. (1983) Possible involvement of poly(A) in protein synthesis. Nucl. Acids Res., 11, 6353-6368.

97. Bablanian R., Baneijee A. (1986). Poly(riboadenylic acid) preferentially inhibits in vitro translation of cellular mRNAs compared with vaccinia virus mRNAs: possible role in vacciniavirus cytopathology. Proc. Natl. Acad. Sci. US A, 83, 1290-1294.

98. Lemay, G., and S. Millward. 1986. Inhibition of translation in L-cell lysates by free polyadenylic acid: differences in sensitivity among different RNAs and possible involvement of an initiation factor. Arch. Biochem. Biophys., 249, 191-198.

99. Grossi de Sa M.F., Standart N., Martins de Sa C., Akhayat O., Huesca M., Scherrer K. (1988) The poly(A)-binding protein facilitates in vitro translation of poly(A)-rich mRNA. Eur. J. Biochem., 176, 521-526.

100. Milburn S.C., Hershey J.W., Davies M.V., Kelleher K., Kaufman R.J. (1990) Cloning and expression of eukaryotic initiation factor 4B cDNA: sequence determination identifies a common RNA recognition motif. EMBO J., 9, 2783-2790.

101. Spirin A.S. (2009) How does a scanning ribosomal particle move along the 5'-untranslated region of eukaryotic mRNA? Brownian Ratchet model. Biochemistry, 48, 10688-10692.

102. Gallie D.R. and Tanguay R. (1994) Poly(A) binds to initiation factors and increases cap-dependent translation in vitro. J. Biol. Chem., 269, 17166-17173.

103. Le H., Tanguay R.L., Balasta M.L., Wei Ch-Ch., Browning K.S., Metz A.M., Goss D.J., Gallie D.R. (1997) Translation initiation factors eIF-iso4G and eIF-4B interact with the poly(A)-binding protein and increase its RNA binding activity. J. Biol. Chem., 272, 16247-16255.

104. Wei C.C., Balasta M.L., Ren J., Goss D.J. (1998) Wheat germ poly(A) binding protein enhances the binding affinity of eukaryotic initiation factor 4F and (iso)4F for cap analogues. Biochemistry, 17, 1910-1916.

105. Gallie D.R. (1991) The cap and poly(A) tail function synergistically to regulate mRNA translational efficiency. Genes Dev., 5, 2108-2116.

106. Wells S.E., Hillner P.E., Vale R.D., Sachs A.B. (1998) Circularization of mRNA by eukaryotic translation initiation factors. Mol Cell, 2, 135-40.

107. Adesnik M., Salditt M., Thomas W., Darnell J.E. (1972) Evidence that all messenger RNA molecules (except histone messenger RNA) contain Poly (A) sequences and that the Poly(A) has a nuclear function. J. Mol. Biol., 71, 21-30.

108. Huez G., Marbaix G., Gallwitz D., Weinberg E., Devos R., Hubert E., Cleuter Y. (1978) Functional stabilisation of HeLa cell histone messenger RNAs injected into Xenopus oocytes by 3'-OH polyadenylation. Nature, 271, 572-573.

109. Hentschel C.C., and Birnstiel M.L. (1981) The organization and expression of histone gene families. Cell, 25, 301-313.

110. Pandey N.B., Sun J.-H., Marzluff W.F. (1991) Different complexes are formed on the 3' end of histone mRNA with nuclear and polyribosomal proteins. Nucl. Acids Res., 19, 5653-5659.

111. Wang Z. F., Whitfield M.L., Ingledue T.C. 3rd, Dominski Z., Marzluff W.F. (1996) The protein that binds the 3' end of histone mRNA: a novel RNA-binding protein required for histone pre-mRNA processing. Genes Dev., 10, 3028-3040.

112. Pandey N.B., Marzluff W.F. (1987) The stem-loop structure at the 3' end of histone mRNA is necessary and sufficient for regulation of histone mRNA stability. Mol. Cell. Biol, 7, 4557-4559.

113. Ling J., Morley S.J., Pain V.M., Marzluff W.F., Gallie D.R. (2002) The histone 3'-terminal stem-loop-binding protein enhances translation through a functional and physical interaction with eukaryotic initiation factor 4G (eIF4G) and eIF3. Mol Cell Biol, 22, 7853-7867.

114. Vasserot A.P., Schaufele F.J., Birnstiel M.L. (1989) Conserved terminal hairpin sequences of histone mRNA precursors are not involved in duplex formation with the U7 RNA but act as a target site for a distinct processing factor. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 86, 4345-4349.

115. Williams A.S, Ingledue T.C. 3rd, Kay B.K., Marzluff W.F. (1994) Changes in the stem-loop at the 3' terminus of histone mRNA affects its nucleocytoplasmic transport and cytoplasmic regulation. Nucl Acids Res., 22, 4660-4666.

116. Miiller K., Lindauer A., Bruderlein M., Schmitt R. (1990) Organization and transcription of Volvox histone-encoding genes: similarities between algal and animal genes. Gene, 93, 167-175.

117. Fabry S., Miiller K., Lindauer A., Park P.B., Cornelius T., Schmitt R. (1995) The organization structure and regulatory elements of Chlamydomonas histone genes reveal features linking plant and animal genes. Curr. Genet., 28, 333-345.

118. Gallie D.R., Lewis N.J., Marzluff W.F. (1996) The histone 3'-terminal stem-loop is necessary for translation in Chinese hamster ovary cells. Nucl. Acids Res., 24, 19541962.

119. Carrington J.C., Freed D.D. (1990) Cap-independent enhancement of translation by a plant potyvirus 5' nontranslated region. J. Virol., 64, 1590-1597.

120. Gallie D.R., Tanguay R.L., Leathers V. (1995) The tobacco etch viral 5' leader and poly(A) tail are functionally synergistic regulators of translation. Gene, 165, 233238.

121. Ehrenderd E. (1996) Initiation of translation by picornavarus RNAs. In Translational control (Mathews M.B., Sonenberg N., Hershey J.W.B., eds.), Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, pp. 549-574.

122. Gradi A., Imataka H., Svitkin Y.V., Rom E., Raught B., Morino S., Sonenberg N. (1998) A novel functional human eukaryotic translation initiation factor 4G. Mol. Cell. Biol., 18, 334-342.

123. Ohlmann T., Rau M., Pain V.M., Morley S.J. (1996) The C-terminal domain of eukaryotic protein synthesis initiation factor (elF) 4G is sufficient to support cap-independent translation in the absence of eIF4E. EMBOJ., 15, 1371-1382.

124. Guo L., Allen E.M., Miller W.A. (2001) Base-pairing between untranslated regions facilitates translation of uncapped, nonpolyadenylated viral RNA. Mol. Cell, 7, 1103-1109.

125. Wang S., Browning K.S., Miller W.A. (1997) A viral sequence in the 3'-untranslated region mimics a 5' cap in facilitating translation of uncapped mRNA. EMBOJ., 16,4107-4116.

126. Gallie D.R. and Walbot V. (1990) RNA pseudoknot domain of tobacco mosaic virus can functionally substitute for a poly(A) tail in plant and animal cells. Genes Dev., 4, 1149-1157.

127. Leathers V., Tanguay R., Kobayashi M., Gallie D.R. (1993) A phylogenetically conserved sequence within viral 3' untranslated RNA pseudoknots regulates translation. Mol. Cell. Biol., 13, 5331-5347.

128. Gallie D.R., Lucas W.J., Walbot V. (1989) Visualizing mRNA expression in plant protoplasts: factors influencing efficient mRNA uptake and translation. Plant Cell, 1, 301-311.

129. Tanguay R.L. and Gallie D.R. (1996) Isolation and characterization of the 102-kilodalton RNA-binding protein that binds to the 5' and 3' translational enhancers of tobacco mosaic virus RNA. J. Biol. Chem., 271, 14316-14322.

130. Wells D.R., Tanguay R.L., Le H., Gallie D.R. (1998) HSP101 functions as a specific translational regulatory protein whose activity is regulated by nutrient status. Genes Dev., 12, 3236-3251.

131. Dong J., Lai R., Nielsen K., Fekete C.A., Qiu H., Hinnebusch A.G. (2004) The essential ATP-binding cassette protein RLI1 functions in translation by promoting preinitiation complex assembly. J. Biol. Chem., 279, 42157-42168.

132. Andersen D.S., Leevers S.J. (2007) The essential Drosophila ATP-binding cassette domain protein, pixie, binds the 40 S ribosome in an ATP-dependent manner and is required for translation initiation. J. Biol. Chem., 282, 14752-14760.

133. Hoshino S., Imai M., Kobayashi T., Uchida N., Katada T. (1999) The eukaryotic polypeptide chain releasing factor (eRF3/GSPT) carrying the translation termination signal to the 3'-Poly(A) tail of mRNA. Direct association of erf3/GSPT with polyadenylate-binding protein. J. Biol. Chem., 274, 16677-16680.

134. Jacobson, A. (1996) Poly(A) metabolism and translation: the closed-loop model. In Translational Control (Hershey J.W.B., Mathews M.B., Sonenberg N., eds). Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N.Y., pp. 451-480.

135. Preiss T., Hentze M.W. (1999) From factors to mechanisms: translation and translational control in eukaryotes. Curr. Opin. Genet. Dev., 9, 515-521.

136. Gallie D.R. (1998) A tale of two termini: a functional interaction between the termini of an mRNA is a prerequisite for efficient translation initiation. Gene, 216, 1-11.

137. Zeyenko V.V., Ryabova L.A., Gallie D.R., Spirin A.S. (1994) Enhancing effect of the 3'-untranslated region of tobacco mosaic virus RNA on protein synthesis in vitro. FEBSLett., 354, 271-273.

138. Shirokov V.A., Kommer A., Kolb V.A., Spirin A.S. (2007) Continuous-exchange protein-synthesizing systems. Methods Mo I. Biol., 375, 19-55.

139. Sorzano, C.O.S., Marabini, R., Velazquez-Muriel, J., Bilbao-Castro, J.R., Scheres, S.H.W., Carazo, J.M., Pascual-Montano, A. (2004) XMIPP: a new generation of an open-source image processing package for electron microscopy. J. Struct. Biol., 148, 194-204.

140. Stolken M., Beck F., Haller T., Hegerl R., Gutsche I., Carazo J.M., Baumeister W., Scheres S.H., Nickell S. (2011) Maximum likelihood based classification of electron tomographic data. J. Struct. Biol., 173, 77-85.

141. Pettersen E.F, Goddard T.D., Huang C.C., Couch G.S., Greenblatt D.M., Meng E.C., Ferrin T.E. (2004) UCSF Chimera - a visualization system for exploratory research and analysis. J. Comput. Chem., 25, 1605-1612.

142. Shaloiko L.A., Granovsky I.E., Ivashina T.V., Ksenzenko V.N., Shirokov V.A., Spirin A.S. (2004) Effective non-viral leader for cap-independent translation in a eukaryotic cell-free system. Biotechnol. Bioeng., 88, 730-739.

143. Kolb V.A., Makeyev E.V., Spirin A.S. (2000) Co-translational folding of an eukaryotic multidomain protein in a prokaryotic translation system. J. Biol. Chem., 275, 16597-16601.

144. Galili G., Kawata E.E., Smith L.D., Larkins B.A. (1988) Role of the 3'-poly(A) sequence in translational regulation of mRNAs in Xenopus laevis oocytes. J. Biol. Chem., 263, 5764-5770.

145. Spirin A.S. (2009) The ribosome as a conveying thermal ratchet machine. J. Biol. Chem., 284, 21103-21119.

146. Kozak M. (1980) Role of ATP in binding and migration of 40S ribosomal subunits. Cell, 22, 459-467.

147. Vassilenko K.S., Alekhina O.M., Dmitriev S.E., Shatsky I.N., Spirin A.S. (2011) Unidirectional constant rate motion of the ribosomal scanning particle during eukaryotic translation initiation. Nucl. Acids Res., 39, 5555-5567.

148. Novoa I. and Carrasco L. (1999) Cleavage of eukaryotic translation initiation factor 4G by exogenously added hybrid proteins containing poliovirus 2Apro in HeLa cells: effects on gene expression. Mol. Cell Biol., 19, 2445-2454.

149. Alekhina O.M., Vassilenko K.S., Spirin A.S. (2007) Translation of non-capped mRNAs in a eukaryotic cell-free system: acceleration of initiation rate in the course of polysome formation. Nucl. Acids Res., 35, 6547-6559.

150. Evstafieva A.G., Shatsky I.N., Bogdanov A.A, Semenkov Y.P, Vasiliev, V.D. (1983) Localization of 5' and 3' ends of the ribosome-bound segment of template polynucleotides by immune electron microscopy. EMBO J., 2, 799-804.

151. Wolf E., Kastner B., Deckert J., Merz C., Stark H., Liihrmann R. (2009) Exon, intron and splice site locations in the spliceosomal B complex. EMBO J., 28, 2283-2292.

152. Eschenfeldt W.H. and Patterson, R.J. (1975) Polysome isolation of sepharose column chromatography. Prep. Biochem., 5, 247-255.

153. Tas P.W. and Martini O.H. (1988) Occurrence of 40S polysomal complexes in polysome profiles of reticulocyte lysates. Mol. Biol. Rep., 13, 53-58.

154. Yusupova G.Z., Yusupov M.M., Cate J.H., Noller H.F. (2001) The path of messenger RNA through the ribosome. Cell, 106, 233-241.

155. Ben-Shem A., Garreau de Loubresse N., Melnikov S., Jenner L., Yusupova G., Yusupov M. (2011) The structure of the eukaryotic ribosome at 3.0 A resolution. Science, 334, 1524-1529.

156. Jenner L., Demeshkina N., Yusupova G., Yusupov M. (2010) Structural rearrangements of the ribosome at the tRNA proofreading step. Nat. Struct. Mol. Biol., 17, 1072-1078.

157. Айтхожин M.A. (1989) Рибонуклеиновые кислоты и биосинтез белка в растительных клетках. В Молекулярные механизмы биосинтеза белка растений. Наука, Алма-Ата, с. 102-112.

158. Sachs А.В. and Davis R.W. (1989) The poly(A) binding protein is required for poly(A) shortening and 60S ribosomal subunit-dependent translation initiation. Cell, 58, 857-867.

159. Sheiness D. and Darnell J.E. (1973) Polyadenylic acid segment in mRNA becomes shorter with age. Nat. New Biol., 241, 265-268.

160. Merkel C.G., Kwan S., Lingrel J.B. (1975) Size of the polyadenylic acid region of newly synthesized globin messenger ribonucleic acid. J. Biol. Chem., 250, 3725-3728.

161. Mercer J.F. and Wake S.A. (1985) An analysis of the rate of metallothionein mRNA poly(A)-shortening using RNA blot hybridization. Nucl. Acids Res., 13, 79297943.

162. Lowell J.E., Rudner D.Z., Sachs AB. (1992) З'-UTR-dependent deadenylation by the yeast poly(A) nuclease. Genes Dev., 6, 2088-99.

163. Caponigro G. and Parker R. (1995) Multiple functions for the poly(A)-binding protein in mRNA decapping and deadenylation in yeast. Genes Dev., 9, 2421-2432.

164. Beelman C.A., Stevens A., Caponigro G., LaGrandeur Т.Е., Hatfield L., Fortner D.M., Parker R. (1996) An essential component of the decapping enzyme required for normal rates of mRNA turnover. Nature, 382, 642-646.

165. Decker C.J. and Parker R. (1993) A turnover pathway for both stable and unstable mRNAs in yeast: evidence for a requirement for deadenylation. Genes Dev., 7, 16321643.

166. Lue M.Y. and Lee H.T. (1994) Poly(A) tail shortening of alpha-amylase mRNAs in vegetative tissues of Oryza sativa. Biochem. Biophys. Res. Commun., 202, 1031-1037.

167. Wang H., Wu H.M., Cheung A.Y. (1996) Pollination induces mRNA poly(A) tail-shortening and cell deterioration in flower transmitting tissue. Plant J., 9, 715-727.