Динамика биофизических параметров мембраны и кортикального цитоскелета мышечных клеток на ранних этапах гравитационной разгрузки тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Бирюков, Николай Сергеевич

• Бирюков, Николай Сергеевич
• кандидат наук
• 2016

Оглавление диссертации кандидат наук Бирюков, Николай Сергеевич

Оглавление

СПИСОК ОБОЗНАЧЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Эффект действия гравитационной разгрузки

1.2 Собственные механические свойства клеток

1.4 Механочувствительность и механосенсоры

1.4.1. Внеклеточный матрикс и мембранные белки

1.4.2. Механочувствительные ионные каналы

1.4.3. Подмембранный цитоскелет

1.4.4. Внутриклеточные структуры

1.4.5. Передача механического сигнала в ядро

1.4.6. Величина силы, приводящей к запуску клеточного ответа

1.5 Математическое моделирование в биологии

1.6 Реакция мышечных клеток на изменение внешних механических условий

1.6.1. Жёсткость мышечных клеток

1.6.2. Содержание белков

1.6.3. Клеточное дыхание

ГЛАВА 2. МАТЕМАТИЧЕСКАЯ МОДЕЛЬ

2.1 Постановка задачи

2.2 Внешние воздействия

ГЛАВА 3. МАТЕРИАЛЫ, МЕТОДЫ И ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ ПОДХОДЫ

3.1. Объект исследования

3.2. Экспериментальные подходы

3.2.1. Антиортостатическое вывешивание грызунов

3.2.2. Инъекции фосфатидилхолинов

3.3. Методы исследования

3.3.1. Атомная силовая микроскопия

3.3.2. Метод полярографии для определения скорости клеточного дыхания

3.3.3. Денатурирующий электрофорез в полиакриламидном геле с последующим иммуноблоттингом на нитроцеллюлозной мембране

3.3.4. Полимеразная цепная реакция

3.3.5.Иммуногистохимическое определение альфа-актинина-4

3.3.6. Определение уровня кортикостерона в сыворотке крови

3.4. Экспериментальные группы и обработка результатов

ГЛАВА 4. РЕЗУЛЬТАТЫ

4.1. Эксперимент по исследованию динамики развития клеточного ответа на ранних этапах антиортостатического вывешивания

4.1.1. Уровень стресса у крыс (Таблица 1) после кратковременной гравитационной разгрузки

4.1.2. Поперечная жесткость

4.1.3. Клеточное дыхание

4.1.4. Относительное содержание белков

4.1.5. Содержание мРНК генов белков в цитоплазме

4.2. Численный эксперимент

4.3. Влияние инъекций смеси фосфатидилхолинов на механочувствиетльность мышечных волокон камбаловидной мышцы в условиях гравитационной разгрузки

4.3.1. Поперечная жёсткость

4.3.2. Относительное содержание белков

4.3.3. Содержание мРНК генов белков в цитоплазме

4.3.4. Иммуногистохимическое окрашивание

ГЛАВА 5. ОБСУЖДЕНИЕ

6. Выводы

7. Список литературы:

СПИСОК ОБОЗНАЧЕНИЙ

ACTB - белок Р-актин; ACTG - белок у-актин; ACTN1 - белок а-актинин-1; ACTN4 - белок а-актинин-4; CYCS - белок цитохром с;

CKAP5 (XMAP215) - белок семейства XMAP215/Dis1;

TCP1, CCT5 и CCT7 - белки-составляющие шаперонин-содержащего t-комплекса полипетидов 1;

ARP2/3 - макромолекулярный белковый комплекс, состоящий из ARP2, ARP3;

TMOD1 - белок тропомодулин;

SVILL - белок супервиллин;

LCP1 - белок L-пластин;

TUBB2B - белок тубулин-2-P;

DES - белок десмин;

в тексте белки обозначаются прописными буквами и цифрами, соответствующие им гены - курсивом с заглавной буквы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Динамика биофизических параметров мембраны и кортикального цитоскелета мышечных клеток на ранних этапах гравитационной разгрузки»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность. Изучение механотрансдукции и выявление механосенсоров мышечных клеток необходимо для сохранения работоспособности опорно-двигательного аппарата и сердечной мышцы в экстремальных условиях: во время космического полёта или при подводном погружении. Нарушения в организме, возникающие в результате его пребывания в космическом пространстве - один из основных лимитирующих факторов, препятствующих осуществлению длительных, в том числе межпланетных, перелётов. Одновременно, изучение механозависимых реакций в клетке может внести вклад в исследования патогенеза миопатий различного вида.

Проблема механочувствительности клеток широко исследуется в современной биофизике. Результаты длительных наблюдений показали, что механические силы играют, возможно, одну из самых главных ролей в биологии, особенно в процессе морфогенеза [1,2]. Тем не менее, лишь относительно недавно стали появляться работы, объясняющие молекулярные механизмы, чувствительные к механическим напряжениям. Исследования в этой области стали возможны, благодаря появлению технологий и методов, таких как оптические пинцеты, или атомно-силовая микроскопия [3,4], позволяющих измерять механическое напряжение на молекулярном уровне. Кроме того, появились новые поверхности с изменяемыми механическими и геометрическими параметрами, что позволило выращивать культуры клеток в контролируемых условиях и расширило возможности изучения их механических характеристик [5,6]. За последние 20 лет эти устройства и подходы обеспечили множество открытий, демонстрирующих глубокое влияние внешних механических условий на функционирование клеток [7,8]. Механическое напряжение, создаваемое клеткой, или внешнее способно оказывать влияние на процессы клеточного деления, или регулировать транскрипцию и запускать дифференцировку [7,9].

Механические силы начинают действовать немедленно после их приложения, не смотря на это, нам не удалось найти в литературе данных о развитии клеточного ответа в течение первых суток воздействия. Среди возможных механосенсоров можно, прежде всего, назвать белки клеточной мембраны, которые непосредственно испытывают напряжение, приложенное к поверхности клетки, в частности, это белки механочувствительных ионных каналов, меняющих свою пропускную способность в зависимости от внешних механических условий. С точки зрения механочувствительности так же стоит отметить белковые комплексы, обеспечивающие контакт с интерстицием или соседними клетками [10, 11].

Не меньший интерес может представлять кортикальный цитоскелет, как один из компартментов, универсальных для всех типов клеток и выполняющий структурную функцию [12]. В работе цитоскелета задействовано большое количество различных белков, часть из которых образует жёсткую пространственную структуру (в- и у- актины, тубулин), часть обеспечивает связь филаментов этой структуры между собой и с другими клеточными компартментами (изоформы альфа-актининов, ARP2/3, тубулин-связывающие белки CKAP5, TCP1 и другие) [12]. В литературе так же присутствуют данные о способности молекул, образующих цитоскелет, в частности одного из актин-связывающих белков, альфа-актинина-4, мигрировать в клеточное ядро и оказывать влияние на экспрессию генов [13]. Однако, несмотря на потенциальную значимость, изучение собственных механических характеристик кортикального цитоскелета затруднено, особенно в мышечных клетках, где его вклад в продольном направлении мал по сравнению с жёсткостью сократительного аппарата. В то же время, существует возможность оценить жесткость мембраны и кортикального цитоскелета при поперечном нагружении, чего недостаточно для его полной характеристики, как механической системы. [14]. В связи с этим возникает необходимость построения математической модели кортикального цитоскелета для оценки величины воздействия внешней силы на мышечное

волокно при опорной разгрузке и предложения способов компенсации этого воздействия.

В связи с вышеизложенным, целью работы являлось определение динамики биофизических параметров и математическое моделирование механических характеристик мембраны и кортикального цитоскелета мышечных клеток на ранних этапах гравитационной разгрузки.

Для достижения поставленной цели были сформулированы следующие задачи:

• исследовать динамику поперечной жёсткости мышечных волокон камбаловидной мышцы и кардиомиоцитов крыс при сверхкоротких сроках антиортостатического вывешивания;

• определить динамику содержания цитоскелетных белков (альфа-актинина-1 и альфа-актинина-4, а также немышечных изоформ актина) в мембранной и цитоплазматической фракциях мышечных волокон камбаловидной мышцы и кардиомиоцитах крыс при сверхкоротких сроках антиортостатического вывешивания;

• построить математическую модель, количественно описывающую деформации, возникающие вследствие восприятия мембраной и подмембранным цитоскелетом нагрузки, вызванной изменением внешних механических условий;

• на основании связи, устанавливаемой моделью, предложить способ предотвращения запуска или снижения интенсивности клеточного ответа на изменение внешних механических условий на ранних этапах антиортостатического вывешивания.

Научная новизна. Впервые исследуется динамика развития клеточного ответа в мышечных волокнах камбаловидной мышцы на изменение внешних механических условий при сверхкоротких сроках воздействия. Данная проблема ранее освещалась в литературе, тем не менее авторы уделяют основное внимание эффектам, имеющим место в ходе воздействия в течение 3-х и более суток, мы же

регистрировали значения исследуемых параметров уже в первые часы воздействия.

Получены данные об изменении в течение первых суток таких биофизических параметров мышечных волокон камбаловидной мышцы и кардиомиоцитов левого желудочка как поперечная жесткость и скорость клеточного дыхания, характеризующих структурно-функциональную целостность клетки.

Впервые исследована динамика содержания основных цитоскелетных белков в мембранной и цитоплазматической фракциях, а также уровень экспрессии соответствующих генов, позволяющая судить о направлении и интенсивности миграции молекул от кортикального цитоскелета.

Построена математическая модель мембраны и подмембранного цитоскелета мышечного волокна, позволяющая количественно предсказывать его механические характеристики в зависимости от внешних механических условий, а также результат изменения того или иного параметра волокна.

На основании результатов, полученных из модели, сделано и проверено предположение о влиянии внутримышечных инъекций смеси фосфатидилхолинов на механические характеристики мышечных волокон, в частности на их поперечную жесткость, а также на содержание цитоскелетных белков в мембранной и цитоплазматической фракциях.

Теоретическая и практическая значимость. Результаты данной работы являются важным шагом на пути к изучению процессов механотрансдукции в живых клетках. Полученные данные подтверждают гипотезу о запуске механочувствительных сигнальных каскадов уже в течение нескольких часов воздействия, что позволяет рассматривать кортикальный цитоскелет в целом и его составляющие, в качестве механосенсоров и сигнальных молекул. Кроме того, показано различие клеточного ответа при разном характере внешней нагрузки, что может свидетельствовать о существовании нескольких механизмов регуляции синтеза цитоскелетных белков. Показана диссоциация актин связывающих белков от актиновых филаментов в результате действия опорной разгрузки уже в первые

часы воздействия. Построенная математическая модель может быть использована для количественной оценки воздействия на клетку, а также поиска оптимального параметра для управления восприимчивостью клетки к механическим нагрузкам. Предложен способ протекции мышечного волокна от эффектов действия гравитационной разгрузки в течение первых суток антиортостатического вывешивания.

Положения, выносимые на защиту:

• запуск клеточного ответа происходит в течение первых суток гравитационной разгрузки, причём изменения в волокнах камбаловидной мышцы и в кардиомиоцитах левого желудочка имеют различный характер;

• в результате изменения внешних механических условий уже в течение первых суток происходит изменение структуры кортикального цитоскелета, а именно миграция некоторых цитоскелетных белков (альфа-актинина-1 и 4) в цитоплазму;

• мышечное волокно можно рассматривать как тонкостенный упругий стержень, а его переориентация в поле силы тяжести и избыточные объёмные нагрузки приводят к его деформации;

• увеличение поперечной жёсткости мышечных волокон уменьшает величину деформации при действии опорной разгрузки и снижает интенсивность диссоциации альфа-актинина-1 и альфа-актинина-4 от актинового цитоскелета.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Эффект действия гравитационной разгрузки

Одной из главных проблем организации длительных космических полётов, а также работы на других планетах является медико-биологическое обеспечение экспедиций. Состояние живого организма контролировалось с самого начала пилотируемых запусков; оно и по сей день является одним из важнейших отслеживаемых параметров во время космического полёта. С увеличением продолжительности пребывания космонавтов на орбите на первый план вышли проблемы профилактики и компенсации влияния внеземной среды на организм человека.

Изменения, происходящие с биологическими объектами вне земной атмосферы, связывают с действием физических полей: гравитационного и электромагнитного, а вернее с изменением их интенсивности и направленности [12]. Благодаря неизменности природы физических полей, существует возможность моделировать условия космического полёта в наземных экспериментах, в том числе на животных. Среди общепринятых подходов, дающих эффекты схожие с эффектами от пребывания в космосе, отмечают постельный режим при небольшом отрицательном угле наклона кушетки [15] или антиортостатическое вывешивание [16]. Описанные модели сегодня широко используются при исследовании влияния невесомости.

Антиортостатическое вывешивание подразумевает вывешивание грызунов за хвост таким образом, чтобы их задние лапы не касались пола клетки. В результате задние конечности оказываются в безопорном состоянии, т.е. в невесомости. В то же время, происходит переориентация организма в поле силы тяжести относительно его нормального положения, что должно создавать напряжение на структурах, обладающих собственной жёсткостью [17]. Напряжение появляется как благодаря перераспределнию физиологических жидкостей в краниальном направлении, что широко наблюдается у космонавтов

во время орбитального полёта, так и благодаря переориентации клетки в гравитационном поле. Причём, в то время как, например, сердечная мышца испытывает и избыточное гидростатическое давление, задние конечности грызунов оказываются только переориентированы относительного вектора силы тяжести. Пребывание в условиях орбитального полёта сопровождается описанными явлениями и приводит на клеточном уровне к изменению функционирования мышечных волокон путём перестройки сократительного аппарата, его сопряжения с несаркомерным цитоскелетом и нарушениями в работе ионных каналов. В результате, как у космонавтов и астронавтов, так и у подопытных животных наблюдается схожая реакция: значительная потеря мышечной массы, снижение максимальной силы и другие нарушения работы опорно-двигательного аппарата [18]. Теми же учёными отмечается, что при длительности воздействия в 14 и более суток относительное снижение показателей не отличается для мышц с преобладанием разного типа волокон. В то же время, на ранних этапах воздействия изменения затрагивают именно постуральные мышцы, в частности в работе рассматривается камбаловидная мышца. Кроме того, у астронавтов отмечается изменение параметров дыхания, сердечно-сосудистой и нервной симпатической систем [19]. Также, в результате двухнедельного эксперимента моделирующего, как действие космического излучения, так и пребывания в состоянии невесомости совместно и по отдельности наблюдалось снижение темпов набора массы тела у крыс [20]. Этими же учёными отмечалось, что на дегенеративные эффекты опорно-двигательного аппарата, уменьшение мышечной массы и снижение плотности костной ткани, влияет именно гравитационная разгрузка, а не жёсткое электромагнитное излучение на околоземной орбите.

1.2 Собственные механические свойства клеток

При рассмотрении живых клеток с точки зрения механики чаще всего говорят об их упругих свойствах, в частности о жёсткости. Жёсткость наиболее подходящий параметр для описания механических свойств клеток, когда нет

возможности применить модуль Юнга в силу неоднородности объекта. Вместе с тем, жёсткость является важным параметром, позволяющим учёным делать далеко идущие выводы. В литературе присутствуют данные об использовании изменения жёсткости как онкомаркере, свидетельствующем о раковом перерождении клетки. Так же большое число работ посвящено механическим свойствам фокально-адгезивного комплекса, выполняющего важную роль в работе как отдельной клетки, так и многоклеточного организма. Относительно недавно I.V.Ogneva с коллегами разработала метод определения поперечной жёсткости мышечных волокон и доказала её связь с состоянием кортикального цитоскелета [12,21].

Изучение поверхности или упругих свойств образцов при помощи атомно-силовой микроскопии (АСМ) основано на взаимодействии зонда атомно-силового микроскопа и образца. Зонд представляет собой конус или коническую иглу, расположенную на конце длинной балки, кантилевера. Причём балка с обратной стороны покрыта отражающим материалом, например золотом. При взаимодействии зонда с образцом кантилевер отклоняется, его отклонение регистрируется по отклонению отражённого от его обработанной золотом поверхности лазерного луча при помощи четырёхсекционного фотокатода. Так как известны механические свойства зонда и кантилевера, а также смещение последнего, то можно определить силу взаимодейсвтия зонда с поверхностью.

Существуют несколько методов исследования, но во всех основную роль играет позиционирование зонда вдоль вертикальной оси. Такая тонкая регулировка осуществляется, как правило, при помощи пьезоэлектриков, напряжение на которых регулируется сигналом обратной связи, позволяющим в зависимости от задачи поддерживать постоянство силы взаимодействия или положение зонда над поверхностью образца.

Экспериментальные исследования механических характеристик различных клеток интенсифицировались при появлении методики атомной силовой микроскопии [22], прежде всего, на мышечных клетках, хотя уже в одном из

первых исследований жесткость мышечных волокон сравнивали с жесткостью клеток эндотелия пупочной вены человека.

Первоочередной интерес к мышечным клеткам по мнению, Ogneva [12], был связан с тем, что эти клетки специализированы к генерации механического напряжения и их механические свойства являются определяющими в формировании развиваемого ими усилия.

Группа авторов во главе с Mathur A.B. et al. [23] получила одни из первых данных о механических характеристиках интактных мышечных волокон скелетных и сердечной мышцы в сравнении с клетками эндотелия с использованием АСМ в жидкости. Основная рабочая гипотеза исследования заключалась в том, что модуль упругости и вязкость у этих трех типов клеток будут различными из-за различной структуры и функциональной роли. Экспериментальными объектами служили волокна сердечной мышцы кролика, С2С12 миобласты взрослых мышей линии С3Н, и клетки эндотелия пупочной вены человека (HUVEC). Авторы показали, что модуль упругости эндотелиальных клеток составлял E=6.8±0.4 кПа в районе ядра, E=3.3±0.2 кПа на теле клетки и E=1.4±0.1 кПа на краю клетки. В отличие от эндотелия, в сердечной и скелетной мышце систематических изменений модуля упругости в зависимости от локализации точки контакта кантилевера с поверхностью обнаружить не удалось. Для клеток сердечной мышцы модуль Юнга составил E=100.3±10.7 кПа, а для клеток скелетных мышц E=24.7±3.5 кПа. Таким образом, наиболее жесткими, а, следовательно, устойчивыми к деформации являются волокна сердечной мышцы, что, по мнению авторов, обусловлено ее постоянной ритмической активностью.

Группа исследователей под руководством C. Reggiani [24] провела эксперименты по изучению структуры и поперечной жесткости сарколеммы полностью дифференцированных мышечных волокон в различных условиях. Эксперименты проводили на мышечных волокнах скелетных мышц мышей линии CD1. Измерения механических характеристик осуществляли в контактном режиме, причем максимальная приложенная сила к мембране волокна составляла

1нН, а глубина продавливания варьировалась от нескольких сотен до тысячи нм. Значение модуля упругости, представленное в работе, составляло E=61±5 кПа.

Таким образом, данные группы C. Reggiani о модуле упругости почти в 2.5 раза превосходят результаты, представленные Mathur A.B. и соавторами. Ogneva I.V. [12] объясняет это тем, что Defranchi E. et al. использовали в своих исследованиях полностью дифференцированные клетки, а Mathur A.B. et al. -миобласты. Такое различие в механических характеристиках мышечных волокон на различных стадиях дифференцировки может свидетельствовать о том, что онтогенетическая динамика экспрессии белков, формирующих структурную основу поперечной жесткости, неравномерна. Первое исследование этого предположения провели Collinsworth A.M. et al. [25]. Они изучали механические характеристики мышечных клеток на различных стадиях: от миоцитов до мышечных волокон и обнаружили существенное увеличение модуля Юнга на 8-ой день после начала дифференцировки. Так, для недифференцированных миобластов модуль упругости составляет E=11.5±1.3 кПа, а на 8-10-ый день дифференцировки - E=45.3±4.0 кПа. При этом вязкость, которую оценивали по гистерезису, формируемому при прямом и обратном ходе кантилевера при снятии силовых кривых, не менялась в ходе дифференцировки. Предположение авторов о связи изменения модуля упругости с формированием тубулиновых микротрубочек не нашло подтверждения в экспериментах, поскольку после обработки колхицином или таксолом модуль Юнга и вязкость мышечных клеток не изменились. Однако обработка цитохалазином D или блеббистатином приводила к существенному снижению модуля упругости, не изменяя при этом вязкостные свойства. В связи с чем, авторы связывают изменение упругих характеристик мышечных клеток в ходе дифференцировки с развитием актин -миозиновой системы. Следует отметить, что Collinsworth A.M. et al. не анализировали вклад белков внесаркомерного цитоскелета в поперечную жесткость мышечных волокон, хотя обработка цитохалазином D могла привести и к разрушению кортикального слоя актиновых филаментов [12].

I.V. Ogneva et al был разработан метод, позволяющий определять поперечную жесткость различных участков мышечного волокна [21]. Так для различных участков мембраны волокон камбаловидной мышцы крысы в расслабленном состоянии были характерны значения поперечной жесткости, указанные в таблице 1.

Таблица 1.

Поперечная жёсткость частей мышечных волокон различных мышц, пн/нм

Сарколемма в проекции Z-диска Сарколемма в проекции М-линии Сарколемма в области полусаркомера

Камбаловидная мышца 3,08±0,14 1,98±0,07 3,05±0,03

медиальная головка икроножной мышцы 2,24±0,18 1,53±0,07 2,87±0,12

передняя большеберцовая мышца 2,98±0,29 1,43±0,26 2,98±0,29

Сердце 16,0±1,3 9,9±0,6 7,1±0,4

(Ogneva I.V et al 2010).

Проведенные этими же исследователями измерения волокон различных скелетных мышц и кардиомиоцитов свидетельствуют о том, что поперечная жесткость мембраны волокон сердечной мышцы во всех участках достоверно выше поперечной жесткости мембраны волокон скелетных мышц. При этом увеличение поперечной жесткости мембраны мышечных клеток связано с развитием цитоскелета, в частности при созревании клеток. По мнению Ogneva et я1. более развитым подмембранным цитоскелетом можно объяснить и увеличение жесткости кардиомиоцитов по сравнению с волокнами скелетных мышц, что, вероятно, обусловлено большей механической нагрузкой на кардиомиоциты.

1.4 Механочувствительность и механосенсоры

Механосенсорами, в частности, могут быть внеклеточный матрикс и мембранные белки, механочувствительные и/или иные ионные каналы, структуры подмембраного цитоскелета, внутриклеточные структуры.

1.4.1. Внеклеточный матрикс и мембранные белки

Показано, что приложение растягивающей силы к культуре нейронов или гладкомышечных клеток через внеклеточный матрикс приводит к увеличению полимеризации микротрубочек [26, 27]. Интегрины, которые формируют связи с различными белками внеклеточного матрикса, такими как фибронектин и витронектин, образуют первичный участок трансдукции и поэтому могут рассматриваться как механосенсор. С внутриклеточной стороны целый ряд белков локализуется около фокально-адгезивного комплекса, напрямую связываясь с а-или Р-субъединицей интегринового гетеродимера. Среди этих белков -паксиллин, фокально-адгезивная киназа, кавеолин, причем паксиллин и фокально-адгезивная киназа сами могут связывать большое количество других белков, образуя своеобразные каскады. Кроме того, тензин, альфа-актинин и филамин могут связывать интегрины и подмембранный цитоскелет, поскольку имеют домены, взаимодействующие и с интегринами, и с актином [28]. Кроме того, альфа-актинин имеет не один домен для связи с актином и может формировать актиновую сеть. Структура фокально-адгезивного комплекса представляет собой множество белков, расположенных в непосредственной близости друг от друга, что затрудняет анализ вклада каждого из них в механотрансдукцию и не позволяет выявить ведущую роль какого-либо из них [12]. Тем не менее, весьма вероятно, что внешняя механическая сила может приводить к конформационным изменениям сразу нескольких белков фокально-адгезивного комплекса, запуская далее каскад нижележащих сигнальных путей.

1.4.2. Механочувствительные ионные каналы

Механическое растяжение клеточных мембран, например, с использованием технологии патч-кламп, меняет катион-транспортную активность механочувствительных ионных каналов в результате конформационных изменений либо липидного бислоя [29, 30], либо воротных доменов самого канала [31, 32].

Одним из наиболее хорошо охарактеризованных механочувствительных каналов является бактериальный MscL, представляющий собой пору большого диаметра с низкой ионной селективностью. Этот канал обладает крайне высокой проводимостью - около 103 пСм [33] и может регулироваться натяжением мембраны, что было продемонстрировано в экспериментах использованием патч-кламп. Увеличение натяжения мембраны, контролируемое путем варьирования глубины всасывания в пипетку, вызывает увеличение проводимости канала, в случае, когда силы, действующие на канал превышают определенную величину [33]. Авторы показали, что напряжение в этом случае составляет 10-2 Пам, то есть чуть ниже, чем напряжения, приводящие к разрыву (610-2 Пам), что может иметь большое физиологическое значение, например, при разбухании бактериальной клетки вследствие осмотического шока. Результаты молекулярно-динамического моделирования [34], основанного на данных о кристаллической структуре MscL, показывают, что подобные изменения натяжения мембраны приведут к формированию поры диаметром, примерно, 0.5нм [35]. В то же время, эксперименты in vitro показывают, что диаметр открытой поры составляет 3 - 4 нм [36], хотя остается вопрос об адекватности результатов подобного рода экспериментов ситуации in vivo.

При этом идентифицировано всего несколько механочувствительных каналов в эукариотических клетках: каналы семейства TRP, K(2P)-каналы, MscS-подобные белки и DEG/ENaC каналы [37].

Суперсемейство белков TRP (Transient Receptor Potential) состоит из различных катионных каналов. Эти каналы играют важную роль в клетках нервной системы и в невозбудимых клетках [38]. Подмембранный цитоскелет и

шапероны могут влиять на регуляцию воротного механизма каналов этого семейства [39].

Двухпоровые (двупроходные) К+-каналы, или К(2Р)-каналы, имеют четыре трансмембранных сегмента, активны в форме димера и широко распространены, как в клетках возбудимых, так и невозбудимых тканей. Предполагается, что они играют важную роль в поддержании потенциала покоя во многих клетках. К(2Р)-каналы являются квази-мгновенными, неинактивируемыми (они активны при любом мембранном потенциале) и нечувствительными к классическим блокаторам К+-каналов. (TREK)-1 (TWIK-related K+-channels) и TRAAK (TWIK-related arachidonic acid-stimulated K+-channels) это первые клонированные активируемые полиненасыщенными жирными кислотами механочувствительные ^-каналы [40].

Эпителиальные натриевые каналы (ENaCs) это подсемейство ионных каналов в суперсемействе дегенрин/ENaC (DEG/ENaC). Эти ионные каналы были обнаружены в клетках различных натрий-абсорбирующих типов эпителия и их активность является лимитирующей стадией поглощения натрия и скорости трансэпителиального движения воды (осмоса) [41]. Существует все больше доказательств того, что ENaC могут активироваться механическими силами; как минимум напряжение сдвига при ламинарном течении жидкости может быть адекватным стимулом, имеющим физиологическое значение [42, 43]. Эти высокоселективные №+-каналы экспрессируются в эпителии разных позвоночных, на который действует напряжение сдвига: дистальный отдел нефрона [42, 44], эпителий легкого [45], сосудистая ткань [46, 47, 48], чувствительные нервные окончания, включая те, которые участвуют в механо-сенсорных процессах.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Бирюков, Николай Сергеевич, 2016 год

7. Список литературы:

1. Belaadi N., Aureille J., and Guilluy C. Under Pressure: Mechanical Stress Management in the Nucleus. // Cells. 2016, 5, 27. doi: 10.3390/cells5020027.

2. Wolff J. The classic: On the inner architecture of bones and its importance for bone growth. // Clin. Orthop 2010, 468, 1056-1065. doi: 10.1007/s11999-010-1239-2.

3. Chaudhuri O., Parekh S.H., Lam W.A., Fletcher D.A. Combined atomic force microscopy and side-view optical imaging for mechanical studies of cells. // Nat. Methods 2009, 6, 383-387. doi: 10.1038/nmeth.1320.

4. Hoffman, B.D.; Crocker, J.C. Cell Mechanics: Dissecting the physical responses of cells to force. // Annu. Rev. Biomed. Eng. 2009, 11, 259-288. doi: 10.1146/annurev.bioeng. 10.061807.160511.

5. Boudou T., Legant W.R., Mu A., Borochin M.A., Thavandiran N., Radisic M., Zandstra P.W., Epstein J.A., Margulies K.B., Chen C.S. A microfabricated platform to measure and manipulate the mechanics of engineered cardiac microtissues. // Tissue Eng. Part A 2012, 18, 910-919. doi: 10.1089/ten.TEA.2011.0341. Epub 2012 Jan 4.

6. Tee, S.-Y.; Fu, J.; Chen, C.S.; Janmey, P.A. Cell shape and substrate rigidity both regulate cell stiffness. // Biophys. J. 2011, 100, L25-L27. doi: 10.1016/j.bpj.2010.12.3744.

7. Pelham R.J., Wang Y. Cell locomotion and focal adhesions are regulated by substrate flexibility. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1997, 94, 13661-13665.

8. Sun Y., Chen C.S., Fu J. Forcing stem cells to behave: A biophysical perspective of the cellular microenvironment. // Annu. Rev. Biophys. 2012, 41, 519-542. doi: 10.1146/annurev-biophys-042910-155306.

9. Engler A.J., Sen S., Sweeney H.L., Discher D.E. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification. // Cell 2006, 126, 677-689. doi: 10.1016/j.cell.2006.06.044.

10. Geiger B., Spatz J.P., Bershadsky A.D. Environmental sensing through focal adhesions. // Nat Rev Mol Cell Biol. 2009, 10, 21-33. doi: 10.1038/nrm2593.

11. Lecuit T., Yap A.S. E-cadherin junctions as active mechanical integrators in tissue dynamics. // Nat. Cell Biol. 2015, 17, 533-539. doi: 10.1038/ncb3136.

12. Ogneva I.V., Cell mechanosensitivity: mechanical properties and interaction with gravitational field. // BioMed Res Int., (2013). doi: 10.1155/2013/598461.

13. Goffart S., Franko A., Clemen C.S., Wiesner R.J. Alpha-actinin 4 and BAT1 interaction with the cytochrome c promoter upon skeletal muscle differentiation. // Curr. Genet. 49, 125 (2006). doi: 10.1007/s00294-005-0043-0.

14. Ogneva I.V., Biryukov N.S. Mathematical modeling cardiomyocyte's and skeletal muscle fiber's membrane: interaction with external mechanical field. // Applied Mathematics, Vol. 4 No. 8A, 2013, pp. 1-6. doi:10.4236/am.2013.48A001.

15. Hargens A.R., Vico L. Long-duration bed rest as an analog to microgravity // J Appl Physiol 1985. 15. 120(8):891-903. doi:10.1152/japplphysiol.00935.2015.

16. Globus R.K., Morey-Holton E. Hindlimb unloading: rodent analog for microgravity. // J Appl Physiol 1985. 15. 120(10):1196-206. doi: 10.1152/japplphysiol.00997.2015. Epub 2016 Feb 11. Review. DOI: 10.1152/japplphysiol.00997.2015.

17. Bloch R.J., Gonzalez-Serratos H. Lateral force transmission across costameres in skeletal muscle // Exercise and sport sciences reviews. 2003. Vol. 31. P. 73 - 78.

18. Fitts R.H., Riley D.R., Widrick J.J. Functional and structural adaptations of skeletal muscle to microgravity // J Exp Biol. 2001 Sep;204(Pt 18):3201-8.

19. Eckberg D.L., Diedrich A., Cooke W.H., Biaggioni I., Buckey J.C. Jr., Pawelczyk J.A., Ertl A.C., Cox J.F., Kuusela T.A., Tahvanainen K.U., Mano T., Iwase S.,Baisch F.J., Levine B.D.,Adams-Huet B., Robertson D., Blomqvist C.G.

Respiratory modulation of human autonomic function: long-term neuroplasticity in space // J Physiol. 2016 Mar 29. doi:10.1113/JP271656.

20. Chowdhury P., Akel N., Jamshidi-Parsian A, Gaddy D., Griffin R.J., Yadlapalli J.S., Dobretsov M. Degenerative Tissue Responses to Space-like Radiation Doses in a Rodent Model of imulated Microgravity // Ann Clin Lab Sci. 2016 Mar;46(2):190-7.

21. Ogneva I.V., Lebedev D.V., Shenkman B.S. Transversal stiffness and Young's modulus of single fibers from rat soleus muscle probed by atomic force microscopy. // Biophys J 98: 418-424, 2010. doi: 10.1016/j.bpj.2009.10.028.

22. Carl Ph., Schillers H. Elasticity measurement of living cells with atomic force microscope: data acquisition and processing. // Pflugers Arch 457: 551559, 2008. doi: 10.1007/s00424-008-0524-3.

23. Mathur A.B., Collinsworth A.M., Reichert W.M., Kraus W.E., Truskey G.A. Endothelial, cardiac muscle and skeletal muscle exhibit different viscous and elastic properties as determined by atomic force microscopy. // Biomech J 34: 1545-1553, 2001.

24. Defranchi E., Bonaccurso E., Tedesco M., Canato M., Pavan E., Raiteri R., Reggiani C. Imaging and elasticity measurements of the sarcolemma of fully differentiated skeletal muscle fibres. // Microsc Res Tech 67: 27-35, 2005. doi: 10.1002/jemt.20177.

25. Collinsworth A.M., Zhang S., Kraus W.E., Truskey G.A. Apparent elastic modulus and hysteresis of skeletal muscle cells throughout differentiation. // Am J Physiol Cell Physiol 283: 1219-1227, 2002. doi: 10.1152/ajpcell.00502.2001.

26. Dennerll T.J., Joshi H.C., Steel V.L., Buxbaum R.E., Heidemann S.R. Tension and compression in the cytoskeleton of PC-12 neurites. II: Quantitative measurements. // J Cell Biol 107: 665-674, 1988.

27. Putnam A.J., Schultz K., Mooney D.J. Control of microtubule assembly by extracellular matrix and externally applied strain. // Am J Physiol 280: C556-564, 2001.

28. Liu S., Calderwood D.A., Ginsberg M.H. Integrin cytoplasmic domain-binding proteins. // J Cell Sci 113: 3563-3571, 2000.

29. Sukharev S., Corey D.P. Mechanosensitive channels: multiplicity of families and gating paradigms. // Sci STKE. 2004 Feb 3;2004(219):re4. doi: 10.1126/stke.2192004re4.

30. Maroto R., Raso A., Wood T.G., Kurosky A., Martinac B., Hamill O.P. TRPC1 forms the stretch-activated cation channel in vertebrate cells. // Nat Cell Biol 7: 179-185, 2005. doi: 10.1038/ncb1218.

31. Sukharev S., Betanzos M., Chiang C.S., Guy H.R. The gating mechanism of the large mechanosensitive channel MscL. // Nature 409: 720-724, 2001. doi: 10.1038/35055559.

32. Howard J., Bechstedt S. Hypothesis: a helix of ankyrin repeats of the NOMPC-TRP ion channel is the gating spring of mechanoreceptors. // Curr Biol 14: R224-226, 2004. doi: 10.1016/j.cub.2004.02.050.

33. Hamill O.P., Martinac B. Molecular basis of mechanotransduction in living cells.//Physiol Rev 81: 685-740, 2001.

34. Chang G., Spencer R.H., Lee A.T., Barclay M.T., Rees D.C. Structure of the MscL homolog from Mycobacterium tuberculosis: a gated mechanosensitive ion channel. // Science 228: 2220-2226, 1998.

35. Gullingsrud J., Kosztin D., Schulten K. Structural determinants of MscL gating studied molecular dynamics simulation. // Biophys J 80: 2074-2081, 2001. doi: 10.1016/S0006-3495(01)76181-4.

36. Perozo E., Cortes D.M., Sompornpisut P., Kloda A., Martinac B. Open channel structure of MscL and the gating mechanism of mechanosensitive channels. // Nature 418: 942-948, 2002. doi:10.1038/nature00992.

37. Arnadottir J., Chalfie M. Eukaryotic mechanosensitive channels. // Annu Rev Biophys 39:111-137, 2010. doi: 10.1146/annurev.biophys.37.032807.125836.

38. Montell C. The TRP superfamily of cation channels. Sci STKE 2005(272):re3, 2005. doi: 10.1126/stke.2722005re3.

39. Stiber J.A., Tang Y., Li T., Rosenberg P.B. Cytoskeletal regulation of TRPC channels in the cardiorenal system. // Curr Hypertens Rep 14(6):492-497, 2012. doi: 10.1007/s11906-012-0313-4.

40. Lesage F., Lazdunski M. Molecular and functional properties of two-pore-domain potassium channels. // Am J Physiol Renal Physiol 279(5):F793-801, 2000.

41. Althaus M., Bogdan R., Clauss W.G., Fronius M. Mechano-sensitivity of epithelial sodium channels (ENaCs): laminar shear stress increases ion channel open probability. // FASEB J 21(10):2389-2399, 2007. doi: 10.1096/fj.06-7694com.

42. Satlin L.M., Sheng S., Woda C.B., Kleyman T.R. Epithelial Na+ channels are regulated by flow. // Am J Physiol 280:F1010-F1018, 2001.

43. Carattino M.D., Sheng S., Kleyman T.R. Epithelial Na+ channels are activated by laminar shear stress. // J Biol Chem 279:4120-4126, 2004. doi: 10.1074/jbc.M311783200.

44. Liu W., Xu S., Woda C., Kim P., Weinbaum S., Satlin L.M. Effect of flow and stretch on the [Ca2+]i response of principal and intercalated cells in cortical collecting duct. // Am J Physiol 285:F998-F1012, 2003. doi: 10.1152/ajprenal.00067.2003.

45. Tarran R., Button B., Picher M., Paradiso A.M., Ribeiro C.M., Lazarowski E.R., Zhang L., Collins P.L., Pickles R.J., Fredberg J.J., Boucher R.C. Normal and cystic fibrosis airway surface liquid homeostasis: the effects of phasic shear stress and viral infections. // J Biol Chem 280:35751-35759, 2005. doi: 10.1074/jbc.M505832200.

46. Drummond H.A., Abboud F.M., Welsh M.J. Localization of P and y subunits of ENaC in sensory nerve endings in the rat foot pad. // Brain Res 884:1-12, 2000.

47. Drummond H.A., Gebremedhin D., Harder D.R. Degenerin/epithelial Na+ channel proteins: components of a vascular mechanosensor. // Hypertension 44:643-648, 2004. doi: 10.1161/01.HYP.0000144465.56360.ad.

48. Jernigan N.L., Drummond H.A. Vascular E. NaC proteins are required for renal myogenic constriction. // Am J Physiol 289/F891-F901, 2005. doi: 10.1152/ajprenal.00019.2005.

49. Ma T.H., Patterson R.L., van Rossum D.B., Birnbaumer L., Vikoshiba K., Gill D.L. Requirement of the inositol trisphosphate receptor for activation of store-operated Ca2+ channels. // Science 287: 1647-1651, 2000.

50. Holda J.R., Blatter L.A. Capacitative calcium entry is inhibited in vascular endothelial cells by disruption of cytoskeletal microfilaments. // FEBS Lett 403: 191-196, 1997.

51. Suzuki M., Miyazaki K., Ikeda M., Kawaguchi Y., Sakai O. F-actin network may regulate a Cl- channel in renal proximal tubule cells. // J Membr Biol 134: 31-39, 1993.

52. Schwiebert E.M., Mills J.W., Stanton B.A. Actin-based cytoskeleton regulates a chloride channel and cell volume in a renal cortical collecting duct cell line. // J Biol Chem 269:7081-7089, 1994.

53. Devarajan P., Scaramuzzino D.A., Morrow J.S. Ankyrin binds to two distinct cytoplasmic domains of Na,K-ATPase alpha subunit. // PNAS 91: 29652969, 1995.

54. Srinivasan Y., Elmer L., Davis J., Bennett V., Angelides K. Ankyrin and spectrin associate with voltage-dependent sodium channels in brain. // Nature 333: 177-180, 1988. doi: 10.1038/333177a0.

55. Benos D.J., Awayda M.S., Ismailov I.I., Johnson J.P. Structure and function of amiloride-sensitive Na+ channels. J Membr Biol 143: 1-18, 1995.

56. Negulyaev Yu.A., Vedernikova E.A., Maximov A.V. Disruption of actin filaments increases the activity of Na-conducting channels in human myeloid leukemia cells. // Molecular Biology of Cell 7: 1857-1864, 1996.

57. Maximov A.V., Vedernikova E.A., Hinssen H., Khaitlina S.Y., Negulyaev Yu.A. Ca-dependent regulation of Na+-selective channels via actin cytoskeleton modification in leukemia cells. // FEBS Letters 412: 94-96, 1997 a.

58. Harder T., Simons K. Clusters of glycolipid and glycosylphosphatidylinositol-anchored proteins in lymphoid cells: accumulation of actin regulated by local tyrosine phosphorylation. // Eur J Immunol 29: 556562, 1999. doi: 10.1002/(SICI)1521-4141(199902)29:02<556::AID-IMMU556>3.0.C0;2-2.

59. Brown D.A., London E. Structure and function of sphingolipid- and cholesterol-rich membrane rafts. // J Biol Chem 275: 17221-17224, 2000. doi: 10.1074/jbc.R000005200.

60. Nebl T., Pestonjamasp K.N., Leszyk J.D., Crowley J.L., Oh S.W., Luna E.J. Proteomic analysis of a detergent-resistant membrane skeleton from neutrophil plasma membranes. // J Biol Chem 277: 43399-43409, 2002. 10.1074/jbc.M205386200.

61. Brown D.A. Lipid rafts, detergent-resistant membranes, and raft targeting signals. // Physiology (Bethesda) 21: 430-439, 2006. doi: 10.1152/physiol.00032.2006.

62. Levitan I., Christian A.E., Tulenko T.N., Rothblat G.H. Membrane cholesterol content modulates activation of volume-regulated anion current in bovine endothelial cells. // J Gen Physiol 115: 405-416, 2000.

63. Shlyonsky V.G., Mies F., Sariban-Sohraby S. Epithelial sodium channel activity in detergent-resistant membrane microdomains. // Am J Physiol Renal Physiol 284(1): F182-188, 2003. doi: 10.1152/ajprenal.00216.2002.

64. Edidin M. The state of lipid rafts: from model membranes to cells. Annu Rev Biophys Biomol Struct 32: 257-283, 2003. doi: 10.1146/annurev.biophys.32.110601.142439.

65. Sudarikova A.V., Negulyaev Y.A., Morachevskaya E.A. Cholesterol depletion affects mechanosensitive channel gating coupled with F-actin rearrangement. // Proc Physiol Soc 95-96, 2006. doi: 10.1038/sj.cr.7310084.

66. Morachevskaya E.A., Sudarikova A.V., Negulyaev Y.A. Mechanosensitive channel activity and F-actin organization in cholesterol-depleted human

leukaemia cells. Cell Biol Int 31:374-381, 2007. doi: 10.1016/j.cellbi.2007.01.024.

67. Jalali S., del Pozo M.A., Chen K., Miao H., Li Y., Schwartz M.A., Shyy J.Y., Chien S. Integrin-mediated mechanotransduction requires its dynamic interaction with specific extracellular matrix (ECM) ligands. // PNAS 98: 10421046, 2001. doi: 10.1073/pnas.031562998.

68. Huang H., Kamm R.D., Lee R.T. Cell mechanics and mechanotransduction: pathways, probes, and physiology. // Am J Physiol Cell Physiol 287: C1-11, 2004. doi: 10.1152/ajpcell.00559.2003.

69. Butler P.J., Tsou T.C., Li J.Y., Usami S., Chien S. Rate sensitivity of shear-induced changes in the lateral diffusion of endothelial cell membrane lipids: a role for membrane perturbation in shear-induced MAPK activation. // FASEB J 16: 216-218, 2002. doi: 10.1096/fj.01-0434fje.

70. Maniotis A.J., Chen C.S., Ingber D.E. Demonstration of mechanical connections between integrins, cytoskeletal filaments and nucleoplasm that stabilize nuclear structure. // PNAS 94: 849-854, 1997.

71. Odde D.J., Ma L., Briggs A.H., DeMarco A., Kirschner M.W. Microtubule bending and breaking in living fibroblast cells. // J Cell Sci 112: 3283-3288, 1999.

72. Craig D., Krammer A., Schulten K., Vogel V. Comparison of the early stages of forced unfolding for fibronectin type III modules. // PNAS 98: 55905595, 2001. doi: 10.1073/pnas.101582198.

73. Gao M., Craig D., Vogel V., Schulten K. Identifying unfolding intermediates of FN-III(10) by steered molecular dynamics. // J Mol Biol 323: 939-950, 2002.

74. Vogel V., Thomas W.E., Craig D.W., Krammer A., Baneyx G. Structural insights into the mechanical regulation of molecular recognition sites. // Trends Biotechnol 19: 416-423, 2001. doi: 10.1016/S0167-7799(01)01737-1.

75. Geiger B., Bershadsky A., Pankov R., Yamada K.M. Transmembrane crosstalk between the extracellular matrix-cytoskeleton crosstalk. // Nat Rev Mol Cell Biol 2: 793-805, 2001. doi: 10.1038/35099066.

76. Chicurel M.E., Singer R.H., Meyer C.J., Ingber D.E. Integrin binding and mechanical tension induce movement of mRNA and ribosomes to focal adhesions. // Nature 392: 730-733, 1998. doi: 10.1038/33719.

77. Zhong C., Chrzanowska-Wodnicka M., Brown J., Shaub A., Belkin A.M., Burridge K. Rho-mediated contractility exposes a cryptic site in fibronectin and induces fibronectin matrix assembly. // J Cell Biol 141: 539-551, 1998.

78. Sawada Y, Sheetz MP. Force transduction by Triton cytoskeletons. // J Cell Biol 156: 609-615, 2002. Doi: 10.1083/jcb.200110068.

79. Ingber D.E. Cellular mechanotransduction: putting all the pieces together again. // FASEB J 20: 811-827, 2006. doi: 10.1096/fj.05-5424rev.

80. Vera C., Skelton R., Bossens F., Sung L.A. 3-D nanomechanics of an erythrocyte junctional complex in equibiaxial and anisotropic deformations. // Ann BiomedEng 33: 1387-1404, 2005. doi: 10.1007/s10439-005-4698-y.

81. Crisp M., Liu Q., Roux K., Rattner J.B., Shanahan C., Burke B., Stahl P.D., Hodzic D. Coupling of the nucleus and cytoplasm: Role of the LINC complex. // J. Cell Biol. 2006, 172, 41-53. doi: 10.1083/jcb.200509124

82. Padmakumar V.C., Libotte T., Lu W., Zaim H., Abraham S., Noegel A.A., Gotzmann J., Foisner R., Karakesisoglou I. The inner nuclear membrane protein Sun1 mediates the anchorage of Nesprin-2 to the nuclear envelope. // J. Cell Sci. 2005, 118, 3419-3430. doi: 10.1242/jcs.02471.

83. Guilluy C., Osborne L.D., van Landeghem L., Sharek L., Superfine R., Garcia-Mata R., Burridge K. Isolated nuclei adapt to force and reveal a mechanotransduction pathway in the nucleus. // Nat. Cell Biol. 2014, 16, 376381. doi: 10.1038/ncb2927.

84. Pajerowski J.D., Dahl K.N., Zhong F.L., Sammak P.J., Discher D.E. Physical plasticity of the nucleus in stem cell differentiation. Proc. // Natl. Acad. Sci. USA 2007, 104, 15619-15624. doi: 10.1073/pnas.0702576104.

85. Dahl K.N., Kalinowski A. Nucleoskeleton mechanics at a glance. // J. Cell Sci. 2011, 124, 675-678. doi: 10.1242/jcs.069096.

86. Davies P.F., Barbee K.A., Volin M.V., Robotewskyj A., Chen J., Joseph L., Griem M.L., Wernick M.N., Jacobs E., Polacek D.C.., dePaola N., Barakat A.I. Spatial relationship in early signaling events of flow-mediated endothelial mechanotransduction. // Annu Rev Physiol 59: 527-549, 1997. doi: 10.1146/annurev.physiol. 59.1.527.

87. Helmke B.P., Thakker D.B., Goldman R.D., Davies P.F. Spatiotemporal analysis of flow-induced intermediate filament displacement in living endothelial cells. // Biophys J 80: 184-194, 2001. doi: 10.1016/S0006-3495(01)76006-7

88. Helmke BP, Rosen AB, Davies PF. Mapping mechanical strain of an endogenous cytoskeletal network in living endothelial cells. // Biophys J 84: 2691-2699, 2003. doi: 10.1016/S0006-3495(03)75074-7.

89. Hu S., Chen J., Fabry B., Numaguchi Y., Gouldstone A., Ingber D.E., Fredberg J.J., Buthler J.P., Wang N. Intracellular stress tomography reveals stress focusing and structural anisotropy in cytoskeleton of living cells. // Am J Physiol Cell Physiol 285: C1082-1090, 2003. doi: 10.1152/ajpcell.00159.2003.

90. Huang H., Dong C.Y., Kwon H.S., Sutin J.D., Kamm R.D., So P.T. Three-dimensional cellular deformation analysis with two-photon magnetic manipulator workstation. // Biophys J 82: 2211-2223, 2002. doi: 10.1016/S0006-3495(02)75567-7.

91. Bausch A.R., Ziemann F., Boulbitch A.A., Jacobson K., Sackmann E. Local measurements of viscoelastic parameters of adherent cell surfaces by magnetic bead microrheometry. // Biophys J 75: 2038-2049, 1998. doi: 10.1016/S0006-3495(98)77646-5.

92. Balaban N.Q., Schwarz U.S., Riveline D., Goichberg P., Tzur G., Sabanay I., Mahalu D., Safran S., Bershadsky A., Addadi L., Geiger B. Force and focal adhesion assembly: a close relationship studied using elastic micropatterned substrates. // Nat Cell Biol 3: 466-472, 2001. doi: 10.1038/35074532.

93. Lehenkari P.P., Horton M.A. Single integrin molecule adhesion forces in intact cells measured by atomic force microscopy. // Biochem Biophys Res Commun 259: 645-650, 1999. doi: 10.1006/bbrc.1999.0827.

94. Erickson H.P. Reversible unfolding of fibronectin type III and immunoglobulin domains provides the structural basis for stretch and elasticity of titin and fibronectin. // PNAS 91: 10114-10118, 1994.

95. Ferrer J.M., Lee H., Chen J., Pelz B., Nakamura F., Kamm R.D., Lang M.J. Measuring molecular rupture forces between single actin filaments and actin-binding proteins. // PNAS 105(27): 9221-9226, 2008. doi: 10.1073/pnas.0706124105.

96. Finer J.T., Simmons R.M., Spudich J.A. Single myosin molecule mechanics: piconewton forces and nanometre steps. // Nature 368: 113-119, 1994. doi: 10.1038/368113a0.

97. Fan L., Yao J., Yang C., Wu Z., Xu D., Tang D. Material stiffness parameters as potential predictors of presence of left ventricle myocardial infarction: 3D echo-based computational modeling study. // Biomed Eng Online. 2016 Apr 5;15:34. doi: 10.1186/s12938-016-0151-8.

98. Saez P., Kuhl E. Computational modeling of acute myocardial infarction. // Comput Methods Biomech Biomed Engin. 2016 August ; 19(10): 1107-1115. doi: 10.1080/10255842.2015.1105965

99. Nappi F., Fraldi M., Spadaccio S., Carotenuto A.R., Montagnani S., Castaldo C., Chachques J.C., Acar C. Biomechanics drive histological wall remodeling of neoaortic root: A mathematical model to study the expression levels of ki 67, metalloprotease, and apoptosis transition. // J Biomed Mater Res Part A 2016:00A:000-000. doi: 10.1002/jbm.a.35820.

100. Desplanches D., Mayet M.H., Ilyina-Kakueva E.I., Sempore B., Flandrois R. Skeletal muscle adaptation in rats flown on Cosmos 1667. // JAppl Physiol 68: 48-52, 1990.

101. Booth F.W., Kelso J.R. Effect of hind-limb immobilization on contractile and histochemical properties of skeletal muscle. // Pflugers Arch 342: 231-238, 1973.

102. Caiozzo V.J., Haddad F., Baker M.J., Herrick R.E., Prietto N., Baldwin K.M. Microgravity-induced transformations of myosin isoforms and contractile properties of skeletal muscle. // JAppl Physiol 81: 123-132, 1996.

103. Widrick J.J., Maddalozzo G.G., Hu H., Herron J.C., Iwaniec U.T., Turner R.T. Detrimental effects of reloading recovery on force, shortening velocity, and power of soleus muscles from hindlimb-unloaded rats. // Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 295(5): R1585-1592, 2008. doi: 10.1152/ajpregu.00045.2008.

104. Lee K., Lee Y.S., Lee M., Yamashita M., Choi I. Mechanics and fatigability of the rat soleus muscle during early reloading. // Yonsei Med J 45(4): 690-702, 2004. doi: 10.3349/ymj.2004.45.4.690.

105. McDonald K.S., Fitts R.H. Effect of hindlimb unloading on rat soleus fiber force, stiffness, and calcium sensitivity. // J Appl Physiol 79: 1796-1802, 1995.

106. Thornton W.E., Moore T.P., Pool S.L. Fluid shifts in weightlessness. // Aviat Space Environ Med, vol. 58, pp. A86-A90, 1987.

107. Watenpaugh D.E., Hargens A.R. The cardiovascular system in microgravity. // Handbook of Physiology. Environmental Physiology, Am Physiol Soc, 4(vol. I, pt. 3, chapt. 29), pp. 631-674, 1996.

108. Nixon J.V., Murray R.G., Bryant C., Johnson R.L.Jr., Mitchell J.R., Holland O.B., Gomez-Sanchez C., Vergne-Marini P., Blomqvist C.G. Early cardiovascular adaptation to simulated zero gravity. // J Appl Physiol, vol. 46, pp. 541-548, 1979.

109. Bungo M.W., Goldwater D.J., Popp R.L., Sandler H. Echocardiographic evaluation of space shuttle crewmembers. // J Appl Physiol, vol. 62, pp. 278-283, 1987.

110. Charles J.B., Lathers C.M. Cardiovascular adaptation to spaceflight. // J Clin Pharmacol, vol. 31, pp. 1010-1023, 1991.

111. Ingalls C.P., Warren G.L., Armstrong R.B. Intracellular Ca2+ transients in mouse soleus muscle after hindlimb unloading. // J Appl Physiol 87(1): 386-390, 1999.

112. Ingalls C.P., Wenke J.C., Armstrong R.B. Time course changes in [Ca2+]i, force and protein content in hindlimb-suspended mouse soleus muscles. // Aviat Space Environ Med 72(5): 471- 476, 2001.

113. Ogneva I.V., Kurushin V.A., Altaeva E.G., Ponomareva E.V., Shenkman B.S. Effect of short-time gravitational unloading on rat and Mongolian gerbil muscles. // J Muscle Res Cell Motil 30: 261-265, 2009. doi: 10.1007/s10974-010-9202-0.

114. Enns D.L., Raastad T., Ugelstad I., Belcastro A.N. Calpain/calpastatin activities and substrate depletion patterns during hindlimb unweighting and reweighting in skeletal muscle. // Eur J Appl Physiol 100: 445-455, 2007. doi: 10.1007/s00421 -007-0445-4.

115. Altaeva E.G., Lysenko L.A., Kantserova N.P., Nemova N.N., Shenkman B.S. The basal calcium level in fibers of the rat soleus muscle under gravitational unloading: the mechanisms of its increase and the role in calpain activation. // Dokl Biol Sci 433: 241-243, 2010. doi: 10.1134/S0012496610040010.

116. Ogneva I.V., Ushakov I.B. The transversal stiffness of skeletal muscle fibers and cardiomyocytes in control and after simulated microgravity. // Atomic Force Microscopy Investigations into Biology - From Cell to Protein Chapter № 15: 325-354, 2012.

117. Ogneva I.V., Mirzoev T.M., Biryukov N.S., Veselova O.M., Larina I.M. Structure and functional characteristics of rat's left ventricle cardiomyocytes under antiorthostatic suspension of various duration and subsequent reloading. // J Biomed Biotechnol 2012. doi: 10.1155/2012/659869.

118. Ogneva I.V. Transversal stiffness and beta-actin and alpha-actinin-4 content of the m. Soleus fibers in the conditions of a 3-day reloading after 14-day gravitational unloading. // J Biomed Biotechnol 2011 7 pages, 2011. doi: 10.1155/2011/393405.

119. Balasubramanian S., Mani S.K., Kasiganesan H., Baicu C.C., Kuppuswamy D. Hypertrophic stimulation increases b-actin dynamics in adult feline cardiomyocytes. // PLoS ONE 5(7): e11470, 2010. doi: 10.1371/journal.pone.0011470.

120. Parr T., Waites G.T., Patel B., Millake D.B., Critchley D.R. A chick skeletal-muscle alpha-actinin gene gives rise to two alternatively spliced isoforms which differ in the EF-hand Ca(2+)-binding domain. // Eur JBiochem 210: 801— 809, 1992.

121. Waites G.T., Graham I.R., Jackson P., Millake D.B., Patel B., Blanchard A.D., Weller P.A., Eperon I.C., Critchley D.R. Mutually exclusive splicing of calcium-binding domain exons in chick alpha-actinin. // J Biol Chem 267: 62636271, 1992.

122. Velez C., Aranega A.E., Prados J.C., Melquizo C., Alvarez L., Aranega A. Basic fibroblast and platelet-derived growth factors as modulators of actin and alpha-actinin in chick myocardiocytes during development. // Proc Soc Exp Biol Med 210: 57-63, 1995.

123. Broderick M.J.F., Winder S.J. Towards a complete atomic structure of spectrin family proteins. // J Struct Biol 137: 184-193, 2002. doi: 10.1006/jsbi.2002.4465.

124. Youssoufian H., McAfee M., Kwiatkowski D.J. Cloning and chromosomal localization of the human cytoskeletal alpha-actinin gene reveals linkage to the beat-spectrin gene. // Am J Hum Genet 47: 62-71, 1990.

125. Baron M.D., Davison M.D., Jones P., Critchley D.R. The structure and function of alpha-actinin. Biochem Soc Trans 15: 796-798, 1987.

126. Honda K., Yamada T., Endo R., Ino Y., Gotoh M., Tsuda H., Yamada Y., Chiba H., Hirohashi S. Actinin-4, a novel actin-binding protein associated with cell motility and cancer invasion. // J Cell Biol 140(6): 1383-1393, 1998.

127. Cai X., Cai J., Dong S., Deng H., Hu M. Morphology and mechanical properties of normal lymphocyte and Jurkat revealed by atomic force microscopy. // Sheng Wu Gong ChengXue Bao 25(7): 1107-1112. 2009.

128. Capetanaki, Y., Milner D. Desmin cytoskeleton in muscle integrity and function. // Subcell. Biochem 31: 463-495, 1998.

129. Capetanaki Y., Bloch R.J., Kouloumenta A., Mavroidis M., Psarras S. Muscle intermediate filaments and their links to membranes and membranous organells. // Exp Cell Res 313: 2063-2076, 2007. doi: 10.1016/j.yexcr.2007.03.033.

130. Milner D.J., Mavroidis M., Weisleder N., Capetanaki Y. Desmin cytoskeleton linked to muscle mitochondrial distribution and respiratory function. // J Cell Biol 150(6): 1283-1298, 2000.

131. Mirzoev T.M., Biryukov N.S., Veselova O.M., Larina I.M., Shenkman B.S., Ogneva I.V. Parameters of fibers cell respiration and desmin content in rat soleus muscle at early stages of gravitational unloading. // Biophysics 57(3): 509514, 2012a.

132. Mirzoev T.M., Biryukov N.S., Veselova O.M., Larina I.M., Shenkman B.S., Ogneva I.V. Content of desmin and energy substrates and cell respiration of the rat's m. soleus fibers under 3- and 7-day reloading after 14-day unloading. Aviakosm Ekolog Med 46(1): 41-45, 2012b. doi: 10.1155/2012/659869.

133. Krieger D.A., Tate C.A., McMillin-Wood J., Booth F.W. Populations of rat skeletal muscle mitochondria after exercise and immobilization. // J Appl Physiol 48: 23-28, 1980.

134. Belozerova I.N., Nemirovskaya T.L., Shenkman B.S. Structural and metabolic profile of rhesus monkey m. vastus lateralis after spaceflight. // J Grav Physiol 7: 55-58, 2000.

135. Nemirovskaya T.L., Shenkman B.S. Effect of support stimulation on unloaded Soleus in rat. Eur J Appl Physiol. 2002 Jun;87(2):120-6. doi: 10.1007/s00421 -002-0603-7.

136. Bigard A.-X., Boehm E., Veksler V., Mateo P., Anflous K., Ventura-Clapier R. Muscle unloading induces slow to fast transitions in myofibrillar but not mitochondrial properties. Relevance to skeletal muscle abnormalities in heart

failure. // Journal of Molecular and Cellular Cardiology 30, 2391-2401, 1998. doi: 10.1006/jmcc.1998.0798.

137. Saks V., Kuznetsov A., Andrienko T., Usson Y., Appaix F., Guerrero K., Kaambre T., Sikk P., Lemba M., Vendelin M. Heterogeneity of ADP diffusion and regulation of respiration in cardiac cells. // Biophys J 84(5): 3436-3456, 2003. doi: 10.1016/S0006-3495(03)70065-4.

138. Kunishima T. Ultrastructural and biochemical enzymatic properties of right ventricular muscles during hindlimb suspension in rats. // Nihon Seirigaku Zasshi 55(4): 153-164, 1993.

139. Власов В. З. // Тонкостенные упругие стержни.Физматгиз, М., 1959.

140. Елисеев В. В. // Механика упругих тел . СПбГТУ, СПб, 1999.

141. Lieber S.C., Aubry N., Pain J., Diaz G., Kim S.J., Vatner S.F. Aging increases stiffness of cardiac myocytes measured by atomic force microscopy nanoindentation. // Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2004 Aug; 287(2):H645-51. doi: 10.1152/ajpheart.00564.2003.

142. Zhu J., Sabharwal T., Kalyanasundaram A., Guo L., Wang G. Topographic mapping and compression elasticity analysis of skinned cardiac muscle fibers in vitro with atomic force microscopy and nanoindentation. // J Biomech. 2009, 42(13):2143-50. doi: 10.1016/j.jbiomech.2009.05.031.

143. Saks V.A., Veksler V.I., Kuznetsov A.V., Kay L., Sikk P., Tiivel T., Tranqui L., Olivares J., Winkler K., Wiedemann F., Kunz W.S. Permeabilized cell and skinned fiber techniques in studies of mitochondrial function in vivo. // Mol Cell Biochem. 1998. Jul.184(1-2):81-100.

144. Seppet E.K., Eimre M., Andrienko T., Kaambre T., Sikk P., Kuznetsov A.V., Saks V. Studies of mitochondrial respiration in muscle cells in situ: use and misuse of experimental evidence in mathematical modelling. // Mol Cell Biochem. 2004 Jan-Feb. 256-257(1-2):219-27.

145. Vitorino R., Ferreira R., Neuparth M. Guedes S., Williams J., Tomer K.B., Domingues P.M., Appell H.J., Duarte J.A., Amado F.M. Subcellular proteomics

of mice gastrocnemius and soleus muscles. // Anal. Biochem. 2007. V. 366. P. 156-169. doi: 10.1016/j.ab.2007.04.009.

146. Towbin H., Staehlin T., Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1970. V. 76. P. 4350-4354.

147. Salmi M.L., ul Haque A., Bushart T.J., Stout S.C., Roux S.J., Porterfield D.M. Changes in gravity rapidly alter the magnitude and direction of a cellular calcium current. // Planta.2011 May. 233(5):911-20. doi: 10.1007/s00425-010-1343-2.

148. Vallenius T., Luukko K., Makela T.P. CLP-36 PDZ-LIM protein associates with nonmuscle alpha-actinin-1 and alpha-actinin-4. // J Biol Chem. 2000 Apr 14;275(15): 11100-5.

149. Gonzalez A.M., Otey C., Edlund M., Jones J.C. Interactions of a hemidesmosome component and actinin family members. // 2001 Dec;114(Pt 23):4197-206.

150. Daniliuc S., Bitterman H., Rahat M.A., Kinarty A., Rosenzweig D., Lahat N. Hypoxia inactivates inducible nitric oxide synthase in mouse macrophages by disrupting its interaction with alpha-actinin-4. // J Immunol. 2003 Sep 15;171(6):3225-32.

151. Poch M.T., Al-Kassim L., Smolinski S.M., Hines R.N. Two distinct classes of CCAAT box elements that bind nuclear factor-Y/alpha-actinin-4: potential role in human CYP1A1 regulation. // Toxicol Appl Pharmacol. 2004 Sep 15;199(3):239-50. doi: 10.1016/j.taap.2003.12.023.

152. Paulin D., Li Z. Desmin: a major intermediate filament protein essential for the structural integrity and function of muscle. // Exp Cell Res. 2004 Nov 15;301(1): 1-7. Review. doi: 10.1016/j.yexcr.2004.08.004.

153. Park J.B., Kim J.H., Kim Y., Ha S.H., Yoo J.S., Du G., Frohman M.A., Suh P.G., Ryu S.H. Cardiac phospholipase D2 localizes to sarcolemmal membranes and is inhibited by alpha-actinin in an ADP-ribosylation factor-reversible manner. // J Biol Chem. 2000 Jul 14;275(28):21295-301. doi: 10.1074/jbc.M002463200.

154. Kuwahara K., Barrientos T., Pipes G.C., Li S., Olson, E.N. Muscle-specific signaling mechanism that links actin dynamics to serum response factor. // Mol Cell Biol25(8), 3171-3181. doi: 10.1128/MCB.25.8.3173-3181.2005.

155. Бирюков Н.С., Огнева И.В., Взаимодействие мышечной клетки и внешнего механического поля: математическое моделирование. // Биофизика 2013. - Т. 58, № 3. - С. 531-539.

156. Ogneva I.V., Biryukov N.S. Lecithin prevents cortical cytoskeleton reorganization in rat soleus muscle fibers under short-term gravitational disuse // PLoS ONE. 2016. Vol. 11. Issue 4:e0153650. doi:10.1371/journal.pone.0153650.

157. Ogneva I.V., Biryukov N.S., Leinsoo T.A., Larina I.M. Possible role of non-muscle alpha-actinins in muscle cell mechanosensitivity // PLoS ONE. 2014. 29;9(4):e96395. doi: 10.1371/journal.pone.0096395

158. Ogneva I.V., Maximova M.V., Larina I.M. Structure of cortical cytoskeleton in fibers of mouse muscle cells after being exposed to a 30-day space flight on board the BION-M1 biosatellite. // JAppl Physiol. 2014; 116(10): 1315-1323. doi: 10.1152/japplphysiol.00134.2014.

159. Ogneva I.V., Gnyubkin V., Laroche N., Maximova M.V., Larina I.M., Vico L. Structure of the cortical cytoskel etonin fibers of postural muscles and cardiomyocytes of mice after 30-day 2g-centrifugation. // J Appl Physiol. 2015; 118(5): 613-623. doi: 0.1152/japplphysiol.00812.2014.

160. Infanger M., Ulbrich C., Baatout S., Wehland M., Kreutz R., Bauer J., Grosse J, Vadrucci S, Cogoli A, Derradji H, Neefs M, Küsters S, Spain M, Paul M, Grimm D.. Modeled gravitational unloading induced downregulation of endothelin-1 in human endothelial cells. // J Cell Biochem. 2007; 101: 14391455. doi: 10.1002/jcb.21261.

161. Rijken P.J., de Groot R.P., Kruijer W., de Laat S.W., Verkleij A.J., Boonstra J. Identification of specific gravity sensitive signal transduction pathways in human A431 carcinoma cells. // Adv Space Res. 1992; 12: 145-152.

162. Cassimeris L., Morabito J. TOGp, the human homolog of XMAP215/Dis1, is required for centrosome integrity, spindle pole organization, and bipolar

spindle assembly. // Mol Biol Cell. 2004; 15: 1580-1590. doi: 10.1091/mbc.E03-07-0544.

163. Gergely F., Draviam V.M., Raff J.W. The ch-TOG/XMAP215 protein is essential for spindle pole organizaorganization in human somatic cells. // Genes Dev. 2013; 17: 336-341. doi: 10.1101/gad.245603.

164. Knee K.M., Sergeeva O.A., King J.A. Human TRiC complex purified from HeLa cells contains all eight CCT subunits and is active in vitro. // Cell Stress Chaperones. 2013; 18: 137-144. doi: 10.1007/s12192-012-0357-z.

165. Yaffe M.B., Farr G.W., Miklos D., Horwich A.L., Sternlicht M.L. TCP1 complex is a molecular chaperone in tubulin biogenesis. // Nature. 1992; 358: 245-248. doi: 10.1038/358245a0.

166. Yokota S., Yanagi H., Yura T., Kubota H. Cytosolic chaperonin-containing t-complex polypeptide 1 changes the content of a particular subunit species concomitant with substrate binding and folding activities during the cell cycle. // Eur. J. Biochem. 2001; 268: 4664-4673.

167. Won K.- A., Schumacher R.J., Farr G.W., Horwich A.L., Reed S.I. Maturation of human cyclin E requires the function of eukaryotic chaperonin CCT. // Mol Cell Biol. 1998; 18(12): 7584-7589.

168. Welch M.D., Depace A.H., Verma S., Iwamatsu A., Mitchison T.J. The human Arp2/3 complex is composed of evolutionarily conserved subunits and is localized to cellular regions of dynamic actin filament assembly. // J Cell Biol. 1997; 138: 375-384.

169. Pollard T.D., Borisy G.G. Cellular motility driven by assembly and disassembly of actin filaments. // Cell. 2003; 112: 453-465.

170. Robinson R.C., Turbeedsky K., Kaiser D.A., Marchand J.B., Higgs H.N., Choe S. Pollard T.D. Crystal structure of Arp 2/3 complex. // Science. 2001; 294: 1679-1684. doi: 10.1126/science.1066333.

171. Gournier H., Goley E.D., Niederstrasser H., Trinh T., Welch M.D. Reconstitution of human Arp2/3 complex reveals critical roles of individual subunits in complex structure and activity. // Mol Cell. 2001; 8: 1041-1052.

172. Ghosh D., Lippert D., Krokhin O., Cortens J.P., Wilkins J.A. Defining the membrane proteome of NK cells. // J Mass Spectrom. 2010; 45: 1-25. doi: 10.1002/jms.1696 PMID: 19946888

173. Vartiainen M.K., Machesky L.M. The WASP-Arp 2/3 pathway: Genetic insight. // Current Opin Cell Biol. 2004; 16: 174-181. doi: 10.1016/j.ceb.2004.02.004.

174. Machesky L.M., Mullins R.D., Higgs H.M., Kaiser D.A., Blanchoin L., May R.C., Hall M.E., Pollard T.D. Scar, a WASP-related protein, activates nucleation of actin filaments by the Arp 2/3 complex. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999; 96: 3739-3744.

175. Wear M.A., Cooper J.A. Capping protein: new insights into mechanism and regulation. // Trends Biochem. Sci. 2004; 29: 418-428. doi: 10.1016/j.tibs.2004.06.003.

176. Crowley J.L., Smith T.C., Fang Z., Takizawa N., Luna E.J. Supervillin reorganizes the actin cytoskeleton and increases invadopodial efficiency. // Mol Biol Cell. 2009; 20(3): 948-962. doi: 10.1091/mbc.E08-08-0867.

177. Matsushima K., Shiroo M., Kung H.F., Copeland T.D. Purification and characterization of a cytosolic 65-kilodalton phosphoprotein in human leukocytes whose phosphorylation is augmented by stimulation with interleukin 1. // Biochem. 1988; 27: 3765-3770.

178. Janji B., Giganti A., De Corte V., Catillon M., Bruyneel E., Lentz D. Plastino J., Gettemans J., Friederich E. Phosphorylation on Ser5 increases the F-actin-binding activity of L-plastin and promotes its targeting to sites of actin assembly in cells. // J. Cell Sci. 2006; 119: 1947-1960. doi: 10.1242/jcs.02874.

179. Mak K.M., Wen K., Ren Ch., Lieber Ch.S. Dilinoleoylphosphatidylcholine reproduces the antiapoptotic actions of polyenylphosphatidylcholine against ethanol-induced hepatocyte apoptosis. // Alcohol Clin Exp Res. 2003; 27(6): 9971005. doi: 10.1097/01.ALC.0000071901.62432.09.