Динамика апоптоза при травме спинного мозга. Экспериментальное и клиническое исследование тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.28, кандидат медицинских наук Борщенко, Игорь Анатольевич

• Борщенко, Игорь Анатольевич
• кандидат медицинских наук
• 2003

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Борщенко, Игорь Анатольевич

Номер страницы

Введение.

1. Глава 1. Обзор литературы.

1.1.Патогенез процессов повреждения при травме спинного мозга.

1.2.Морфологические проявления повреждения при травме спинного мозга.

1.3.Апоптоз в поврежденном спинном мозге.

1.3.1. Регуляция апоптоза в травмированном спинном мозге.

1.3.2. Морфологические признаки апоптоза.

1.3.3. Иммуногистохимические маркеры апоптоза в поврежденном спинном мозге.

1.3.4. Биохимические маркеры апоптоза при травме спинного мозга.

1.3.5. Динамика развития апоптоза при травме спинного мозга.

1.4.Возможности восстановления и регенерации поврежденного спинного мозга.

1.4.1. Морфологические проявления регенерации при травме спинного мозга.

1.4.2. Экспериментальные методы стимуляции регенерации поврежденного спинного мозга.

1.5.Методы экспериментальной травмы спинного мозга.

2. Глава 2. Материал и методы исследования.

2Л.Экспериментальная травма спинного мозга.

2.2.Иммуногистохимические методы исследования.

2.3.Биохимическое исследование активности ДНКаз ликвора.

2.4.Клиническая характеристика больных с повреждением спинного мозга.

3. Глава 3. Результаты

3.1.Динамика апоптоза при экспериментальной травме спинного мозга.

3.1.1. Экспериментальное пересечение спинного мозга.

3.1.2. Экспериментальный ушиб спинного мозга.

3.2.Динамика апоптоза при травме спинного мозга человека.

3.2.1. Выявление апоптоза в срезах спинного мозга человека.

3.2.2. Выявление активности ДНКазы 1 в срезах спинного мозга человека.

3.3.Динамика активности ДНКазы 1 в ликворе больных после травмы спинного мозга.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Динамика апоптоза при травме спинного мозга. Экспериментальное и клиническое исследование»

Восстановление функции поврежденного спинного мозга является чрезвычайно актуальной проблемой. Частота травмы позвоночника и спинного мозга очень высока и составляет от 12,7 до 49,0 случаев на миллион жителей (55). Средняя стоимость первоначального лечения больного с повреждением спинного мозга в развитых странах приближаются к $64570, а затраты на реабилитацию таких больных гораздо выше. Травма спинного мозга приводит к 100% инвалидности и значительным психологическим и социальным проблемам больных и их родственников (21,45).

Несмотря на большой прогресс в технике операций на позвоночнике и спинном мозге, развитие анестезиологии и реанимации, до сих пор отсутствуют эффективные методы хирургического или терапевтического воздействия на поврежденный спинной мозг. Единственное лечение, которое в некоторой степени может улучшить исходы травмы спинного мозга, является парентеральное введение высоких доз метилпреднизолона не позднее 8 часов после травмы. Это было показано в ходе мультицентрового рандоминизированного исследования (48, 67). Однако эффективность подобного лечения подвергается сомнению и критике в последнее время (137).

Наибольших результатов в решении этой проблемы следует ожидать от нейробиологии и смежных с ней дисциплин. В связи с развитием этих отраслей науки в последнее время появились термины восстановительная нейробиология и клеточная нейрохирургия (164). Изучение клеточных и молекулярных механизмов повреждения и регенерации нервной ткани может позволить выявить наиболее эффективные лечебные стратегии и как можно ближе подойти к решению проблемы восстановления функции поврежденного спинного мозга.

Эти проблемы исследуются в большинстве крупных лабораторий и институтов: Международное Объединение Спинальных Исследований (International Spinal Research Trust), координирующее на международном уровне усилия ученых и врачей с 1980 года, Майамский Проект Лечения Паралича (Maiami Project to Cure Paralysis, USA), лаборатории в Каролинском Институте (Karolinska Institute, Sweden) (60,84), НИИ мозга РАМН (Москва) (22).

Основными направлениями современных исследований являются поиск возможностей предотвращения вторичного повреждения спинного мозга, а также выявление условий регенерации и восстановления функции поврежденных клеток (32,121). Общепризнанным является положение о вторичном повреждении нервной ткани, которое начинается с момента травмы и продолжается длительное время, захватывая новую неповрежденную ткань мозга (72,144).

Среди механизмов этого процесса важную роль отводят апоптозу. Впервые описаный Керром (Kherr J.F.) (99) в 1972 году, он начал изучаться в поврежденном спинном мозге сравнительно недавно - в 1990 - х годах. Исследования проводятся главным образом в эксперименте на животных. Данные литературы о развитии апоптоза, его выраженности, участии различных типов клеток, временной динамике процесса противоречивы.

Имеются очень немногочисленные исследования апоптоза в травмированном спинном мозге человека (70). Недостаточно проведено корреляций между экспериментальными и клиническими иследованиями. Мало изучена роль ДНКаз - основных ферментов исполнителей апоптоза (116). Изучение этих вопросов является крайне важным для выявления эффективных методов нейропротекции, и в частности, подавления апоптоза в травмированном спинном мозге, а также для дальнейшего перехода к клиническому применению такого лечения.

Кроме предотвращения вторичного повреждения спинного мозга, с целью сохранения и восстановления его функции, широко изучается стимуляция репаративных и регенераторных процессов в нервной ткани. В 1980 - х годах А§иоуо АЛ. доказал возможность роста поврежденных волокон центральной нервной системы (30, 31). С этого момента ученые очень активно изучают этот процесс и различными способами пытаются добиться устойчивого и эффективного роста поврежденных волокон спинного мозга. Одним из методов является использование имплантации биологических тканей, а также искусственных веществ с целью замещения разрушенной ткани мозга и стимуляции роста нервных клеток. В качестве имплантагов используются как клетки нервной ткани - шванновские, оболочечные обонятельные, эмбриональные (78, 92, 110, 115), так и неклеточные материалы полимеризованный коллаген, матригель, полигликоевая кислота, карбониловые нити (100, 103,157).

В ходе исследований в НИИ мозга РАМН (Сатанова Ф.С., 1994-1996) в качестве имплантата было выбрано вещество денатурированного куриного желтка. Экспериментально было показано его положительное влияние на процессы выживаемости нейронов, регенерации и спраутинга нервных волокон при такой грубой травме спинного мозга, как его полное поперечное пересечение (14,22). В данной работе были использованы традиционные гистологические методы исследования, которые не могут выявить отдельные молекулярные маркеры деструктивных и регенераторных процессов в нервной ткани, и в значительной степени могут быть неспецифичными (140).

Достоверную качественную и количественную оценку этих процессов, можно получить, используя современные иммуногистохимические и биохимические методы. Методика обнаружения апоптоза в срезах ткани (TUNEL) позволяет точно идентифицировать этот процесс и обнаружить клетки в состоянии апоптоза как в нервной ткани, так и в сложном глиально -соединительнотканном рубце в области травмы (12).

Получение данных о процессах повреждения и регенерации спинного мозга человека является крайне сложным, вследствие невозможности экспериментального выполнения подобной травмы. Изучение секционного материала клинических случаев острой травмы позвоночника и спинного мозга также затруднено в связи с быстротечностью процессов повреждения и необходимостью проведения исследований в первые часы после смерти. Поэтому ведущее значение принадлежит, в первую очередь, экспериментальным исследованиям на животных.

Изучение процессов повреждения и регенерации спинного мозга в эксперименте и проведение возможных сопоставлений с клиническими данными человека является чрезвычайно насущной задачей, решение которой поможет лечению больных с травмированным спинным мозгом. Кроме того, изучение общих механизмов повреждения нервной ткани может способствовать терапии практически некурабельных на настоящий момент дегенеративных, димиелинизирующих заболеваний центральной нервной системы (132).

Целью настоящего исследования явилось изучение динамики апоптоза при травме спинного мозга.

Задачи исследования:

1. Выявление апоптоза в спинном мозге при его травматическом повреждении.

2. Выяснение пространственного распространения апоптоза в травмированном спинном мозге.

3. Оценка временного развития апоптоза при экспериментальном повреждении спинного мозга.

4. Определение видов клеток, подвергающихся апоптозной гибели при травме спинного мозга.

5. Сравнение процессов апоптоза при экспериментальном пересечении и ушибе спинного мозга.

6. Изучение влияния различных видов имплантатов на процесс апоптозной гибели клеток.

7. Проведение корреляций между результатами исследований апоптоза при экспериментальном повреждении спинного мозга животных и клиническими случаями травмы спинного мозга человека.

Научная новизна

Детально изучена динамика апоптоза в спинном мозге при его экспериментальном травматическом повреждении. Для этой цели были использованы современные методы иммуногистохимии.

Отработан и внедрен протокол иммуногистохимического выявления апоптоза в срезах ткани спинного мозга человека и лабораторных животных. Это позволило достоверно оценить процессы вторичного повреждения спинного мозга.

Выявлены характеристики, описывающие апоптоз при травме спинного мозга: развитие процесса во времени, по протяженности спинного мозга, виды клеток, подвергающихся апоптозной гибели.

Изучены некоторые факторы внешнего воздействия на апоптоз, в частности обнаружен имплантат, способный подавлять процесс апоптоза клеток спинного мозга в эксперименте.

Достоверно доказано усиление процесса апоптоза в спинном мозге при его хронической компрессии.

Выявлена активация ДНКазы - I (фермент исполнитель апоптоза) в спинном мозге при его травматическом повреждении.

Изучена активность ДНКазы - I в ликворе больных в зависимости от сроков после повреждения спинного мозга.

Произведено сравнение процесса апоптоза в поврежденном спинном мозге лабораторных животных и в случае травматического повреждения спинного мозга человека. Показана схожая картина этих процессов и доказана репрезентативность использования экспериментальной модели травмы для изучения апоптоза в спинном мозге человека.

Практическая значимость

Полученные результаты изучения динамики апоптоза позволяют планировать лечебную стратегию при травме спинного мозга. Выявленная временная динамика апоптоза позволяет эффективно проводить нейропротективную терапию. В частности, подавлять апоптоз целесообразно в первые 6-8 недель после травмы.

Выявленное влияние хронической компрессии спинного мозга на развитие апоптоза позволяет обоснованно проводить декомпрессивные вмешательства на спинном мозге в период активного развития апоптоза, г.е. в первые 2 месяца после травмы.

Подавление апоптоза при имплантации денатурированного желтка указывает на перспективы дальнейшего изучения подобного вида лечения с целью получения эффективного нейропротективного фактора и его дальнейшего использования в клинической практике.

Обнаруженные сходные процессы при травме спинного мозга человека и лабораторных животных позволяют достоверно использовать экспериментальную модель травмы для изучения апоптоза у человека и возможных путей влияния на него.

Внедрение в практику

1. В практике работы отделения патоморфологии НИИ нейрохирургии им. акад. Н.Н.Бурденко РАМН отработан и внедрен иммуногистохимический метод выявления апоптоза в срезах ткани спинного мозга как лабораторных животных, так и человека, что позволяет I дальнейшем успешно изучать апоптоз при травме центральной нервной системы. Акт о внедрении № 2. Отработан и внедрен в практику метод моделирования экспериментальной травмы спинного мозга лабораторных животных. 1то позволяет эффективно изучать различные методы влияния на апоптоз в спинном мозге.

Апробация работы

Материалы диссертации были доложены и обсуждались на следующих научных форумах:

1. 6-й Конгресс Европейской Мультидисциплинарной Академии Нейротравматологии (EMN - euroacademia multidisciplinaria neurotraumatalogica).Mafí 14-17, 2001,Москва, Россия.

2. 7-й Съезд Северного Медицинского Общества Параплегии (Nordic Medical Society of Paraplegia), июнь 8-10,2001, Стокгольм, Швеция

3. Отчетная конференция по итогам работы НИИ нейрохирургии им. академика Н.Н.Бурденко РАМН, 2002.

Результаты экспериментальной части работы были представлены в виде стендового доклада на 12 Международном Съезде по Нейрохирургии (12th World Congress of Neurosurgery, 16-20 September 2001, Sydney, Australia).

Апробация диссертационной работы состоялась 28 марта 2003 года на расширенном заседании проблемной комиссии по спинно - мозговой хирургии НИИ нейрохирургии им. акад. Н.Н.Бурденко РАМН.

Заключение диссертации по теме «Нейрохирургия», Борщенко, Игорь Анатольевич

Выводы

1. При исследовании экспериментального пересечения или ушиба спинного мозга лабораторных животных, а также травматического повреждения спинного мозга человека, установлен факт апоптозной гибели клеток спинного мозга. Таким образом, локальная травма спинного мозга вызывает выраженное вторичное повреждение нервной ткани «на отдалении», основным патогенетическим механизмом которого является апоптоз клеток глии и нейронов.

2. Процесс апоптозной гибели клеток лабораторных животных нарастает по протяжению с момента травмы спинного мозга. В первые часы после травмы основное количество клеток в состоянии апоптоза локализуется вблизи места повреждения. Позже апоптозу подвергаются клетки «на отдалении» как в проксимальном, так и дистальном направлении от первичного повреждения.

3. При травме спинного мозга лабораторных животных апоптоз развивается в первые часы после повреждения и прогрессирует в течение 8 недель. Максимальное количество клеток в состоянии апоптоза регистрируется в срок 14-40 суток после травмы. К 3 месяцу интенсивность апоптоза значительно снижается.

4. Основными клетками, которые подвергаются апоптозной гибели при травме спинного мозга животных и человека, являются клетки глии, тогда как апоптоз в нейронах менее выражен. I лбель клеток спинного мозга в результате апоптоза сочетается с протяженными областями их выпадения и образованием посттравматических кист.

5. Пересечение и ушиб спинного мозга в эксперименте имеют сходную динамику, но некоторые различия в морфологии апоптоза. В случае ушиба спинного мозга апоптоз протекает более интенсивно, и кроме глиальных клеток апоптозу подвергаются нейроны. Кроме того, отмечается более выраженная деструкция и посттравматическая атрофия спинного мозга.

6. Неустраненная компрессия спинного мозга является причиной длительной и распространенной апоптозной гибели клеток. Хроническое сдавление спинного мозга в эксперименте с помощью имплантации геля с упругими свойствами взывало интенсивный апоптоз как глиальных клеток, так и нейронов.

7. Имплантация денатурированного желтка к области локальной травмы спинного мозга оказывает ингибирующее влияние на процессы апоптоза. Подобный эффект наблюдался как при экспериментальном пересечении, так и при ушибе спинного мозга. В случае использования имплантага число клеток в состоянии апоптоза было меньшим, что сочеталось также с большей морфологической сохранностью структур спинного мозга.

8. Травма спинного мозга человека вызывает процесс апоптоза, динамика которого совпадает с данными экспериментальной травмы: апоптоз наблюдался на значительном протяжении спинного мозга на отдалении от очага травмы. Как и в эксперименте, у человека подвергаются апоптозу и глиальные, и нейрональные клетки. Выявлена схожая временная динамика процесса: апоптоз при травме спинного мозга человека развивается максимально интенсивно после повреждения в первые 8 недель.

Заключение

В 2000 году эксперты Международного Объединения Спинальных Исследований (International Spinal Research Trust) вновь суммировали и определили задачи исследованиий по проблеме травмы спинного мозга:

1) предотвращение и уменьшение немедленных эффектров травмы, таких как нейрональная гибель и образования рубца;

2) минимизация подавляющих регенерацию свойств клеточного окружения ЦНС и усиление потенциала роста поврежденных нейронов;

3) изучение механизмов направленного роста и функционального восстановления;

4) оптимизация функций системы выживания клеток;

5) определение условий, необходимых для внедрения опытных данных в клиническую практику;

6) разработка репрезентативных моделей травмы спинного мозга лабораторных животных и чувствительных количественных методов оценки нейронального роста и функционального восстановления (124).

Настоящее исследование соответствует большинству из поставленных задач Международного Объединения. Клинические случаи травмы спинного мозга человека, а также случаи экспериментальной травмы спинного мозга животных были исследованы с целью изучения динамики апоптоза.

Методами иммуногистохимического и биохимического анализа был установлен факт апоптозной гибели клеток спинного мозга как после его экспериментального пересечения, ушиба, так и в случае травматического повреждения спинного мозга человека.

При анализе развития апоптоза во времени в случае экспериментального пересечения спинного мозга отмечались два пика этого процесса. В контрольной группе число клеток в состоянии апоптоза увеличивалось к 3 - м суткам, далее понижалось и достигало максимальных значений к 40 - м суткам с постепенным уменьшением к концу исследования. В опытной группе животных с желтковым имплантатом проявилась сходная динамика процесса. Тем не менее, имелось различие в количестве апоптозных клеток между этими группами животных: в группе с желтковым имплантатом среднее число клеток в состоянии апоптоза было значительно меньшим. Выявилась четкая тенденция снижения интенсивности апоптоза в группе с имплантацией желтка. Особенно разница была значительной на поздних сроках после травмы (40 дней, 3 месяца), когда число клеток в состоянии апоптоза отличалось в опытной и контрольной группах на несколько порядков. Обращает на себя внимание один случай в опытной группе со значительно большим числом клеток в состоянии апоптоза, чем у других животных этой группы на 14 сутки. Это отклонение от общей тенденции уменьшения апоптоза можно объяснить индивидуальными особенностями данного животного. Известно из литературы, что реальное число клеток в состоянии апоптоза значительно больше, поскольку апоптоз одной клетки завершается в течение нескольких часов, на протяжении которых макрофаги успевают элиминировать все фрагменты разрушенной клетки (56). Кроме того, подсчет проводился только в одном продольном срезе спинного мозга. Несмотря на это, примененный способ оценки развития апоптозной гибели клеток позволяет объективно анализировать процесс и сравнивать различные группы животных. Данные о двуфазном течении апоптоза в поврежденном спинном мозге подтверждаются другими исследоьа мелями (20, 24,161).

Таким образом, выявилась тенденция подавления апоптозной гибели клеток спинного мозга при имплантации денатурированного желтка к зоне травмы.

Апоптоз при пересечении спинного мозга был верифицирован только в глиальных клетках, тогда как признаков апоптоза в нейронах обнаружено не было. Одной из возможных причин этого может быть специфический характер травмы при пересечени мозга: после поперечного пересечения блок ткани на всю толщину спинного мозга удалялся из области травмы, кроме того, отсутствовало выраженное размозжение ткани, которое неизменно присутствует при грубом ушибе спинного мозга.

В литературе имеются противоречивые данные об апоптозе нейронов. Li G.I. (104) продемонстрировал, что этот процесс завершается в течение первых 24 часов после травмы, в то время как Liu X.Z. (109) не обнаружил признаков апоптоза в нейронах спинного мозга через 4 часа, через 1 день, 4 и 9 дней после травмы спинного мозга. Возможно быстрое удаление разрушенных клеток так же затрудняет выявление апоптоза нейронов (69).

Важным является оценка глубины распространения апоптоза от места травмы на протяжении ткани мозга. На всех сроках эксперимента клетки в состоянии апоптоза обнаруживались во всех 20 полях зрения, то есть на протяжении от шейного до поясничного утолщения спинного мозга. Таким образом, локальное повреждение органа привело к гибели первоначально интактных клеток на протяжении практически всего спинного мозга. Литературные данные по этому вопросу значительно отличаются (150, 105). Wada S., Li G.L. выявляют апоптоз на протяжении нескольких сегментов от места травмы, в то время как Liu X.Z. (109) отмечает его лишь в зоне нескольких миллиметров от первичного повреждения. Часто такая разница связана с условиями эксперимента и протяженности исследования ткани мозга. В целом можно сказать, что при достаточно большом количестве полей исследования, апоптоз выявляется на значительном удалении от первичного места травмы, что было доказано нашим исследованием.

На протяжении всего времени исследования наблюдалось постоянное снижение общего числа нервных клеток и нейронов с нормальными светооптическими характеристиками. Их гибель наблюдалась как непосредственно в области травмы, так и на отдалении. Смерть нервных клеток происходила в результате некроза, и возможно вследствие апоптоза нейронов, который не был детектирован в модели пересечения спинного мозга.

В первые часы после травмы наблюдались единичные нейроны с дистрофическими изменениями (темные нейроны - тигролиз, единичные клетки «тени»). На сроке 3 суток отмечалось увеличение числа погибших нейронов в зоне деструкции более чем в 3 раза по сравнению со сроком 4 часа после травмы. Очаги запустения нейронов трансформировались в мелкие кистозные полости. К 40 суткам кистозные очаги полного отсутствия нейронов сформировались как в поясничном, так и в шейном утолщениях, то есть на значительном удалении от места первичной травмы.

В опытной и контрольной группах этот процесс имел отличия. В опытной группе процесс нейролиза наблюдался менее интенсивно. Различия можно было увидеть уже с ранних сроков после травмы, в группе с имплантацией желтка наблюдалось меньшее число дистрофически измененных нейронов. Особенно различия выявились к концу исследования в 3 месяца после травмы: в опытной группе наблюдалось заметно большее число сохраненных нейронов, которые имели нормальные морфологические признаки, что сочеталось с малым числом глиальных клеток с состоянии апоптоза. Возможно ингибирование процессов вторичного повреждения, и в частности апоптоза глиоцитов, способствовало выживанию нейронов.

Процесс рубцевания активно протекал как в контрольной, так и в опытной группах. По видимому, это связано с тяжестью наносимой травмы, при которой имелся обширный дефект ткани спинного мозга и протяженный контакт раневой поверхности с оболочками мозга, что способствовало формированию глиально - соединительнотканного рубца в короткие сроки. Процесс формирования ткани рубца проходил быстрее и интенсивнее в опытной группе, где отмечалось большее количество активно делящихся фибробластов. Примечательно, что в ткани формирующегося рубца тоже были идентифицированы процессы апоптоза. Причем апоптоз в рубце также значительно подавлялся имплантацией денатурированного желтка. Возможно, этот факт объясняет более быстрое «созревание» ткани рубца в опытной группе.

Экспериментальный ушиб спинного мозга позволил выявить сходную динамику апоптоза в сравнении с полным поперечным пересечением мозга. Клетки в состоянии апоптоза регистрировались с первых часов после травмы, максимальная гибель клеток в результате апоптоза наблюдалась на 3-40 сутки, а к 3 месяцам процесс апоптоза практически останавливался. При ушибе клетки в состоянии апоптоза наблюдались по всей длине спинного мозга - от шейного до поясничного утолщения. По мере формирования глиально соединиельнотканного рубца апоптоз протекал преимущественно близи него.

В отличие от пересечения спинного мозга, при котором апоптозная гибель наблюдалась исключительно среди глиальных клеток, при ушибе апоптозу подвергались и глиоциты, и нейроны. Апоптоз нейронов регистрировался на фоне общего максимального развития апоптоза на 3-40 сутки наблюдения. Разрушение нейронов через апопотоз наиболее вероятно связано с выраженной деструкцией ткани и выделением значительного количества факторов, стимулирующих апоптоз (73, 79, 150).

Как и при пересечении спинного мозга, в случае его ушиба имплантация денатурированного желтка оказывала ингибирующее влияние на апоптоз. По сравнению с контрольной группой у большинства животных с желтковым имплантатом не отмечалось резкой активации апоптоза на 3-40 сутки, а число клеток в состоянии апоптоза в этих сроках было меньшим.

Значительно отличается группа с имплантацией геля «Фармакрил». У животных этой группы на всех сроках наблюдения отмечены высокие цифры как глиоцитов, так и нейронов в состоянии апоптоза. Процесс деструкции мозга, формирования глиально - соединительнотканного рубца был крайне выражен. К концу исследования (3 месяца) спинной мозг в этой группе животных подвергся значительной атрофии с образованием грубого рубца и обширных полостей кавитации и исчезновения клеток. Выраженность деструктивных процессов, и апоптоза в частности, связана со сдавлением спинного мозга имплантатом гель «Фармакрил», имеющим упругие свойства. Хроническая компрессия спинного мозга стимулировала апоптозную гибель как нейронов, так и глиальных клеток и поддерживала апопгоз на высоком уровне в течение всего срока наблюдения.

Исследование травмированного спинного мозга человека подтвердило данные экспериментальных исследований. Максимальное развитие апоптоза наблюдалось на отдалении от очага травмы. Такое распространение процесса, по-видимому, связано с завершением деструктивных процессов повреждения в зоне первичного повреждения и распространением апоптоза вдоль спинного мозга в дистальном и проксмальном направлении.

Основными видами клеток, подвергающихся апоптозу, были глиоциты, однако среди нейронов апоптозная гибель также регистрировалась.

В срезах спинного мозга больного посмертно с помощью моноклональных антител была выявлена ДНКаза I - основной фермент исполнитель апоптозной гибели клиток. Она определялась как в нейронах, так и в глиальных клетках, и наиболее выраженная активность отмечалась также на отдалении от места первичной травмы спинного мозга.

Исследование активаности ДНКазы - I ликвора в различные сроки после травмы спинного мозга позволило определить временную динамику этого процесса. Максимальная активность этого фермента обнаружена в первые 2 месяца после травмы, что достоверно отличается от контрольной группы пациентов (р<0.04).

ДНКазы являются основными исполнителями апоптоза, поэтому, суммируя результаты исследования активности ДНКазы в ликворе и in situ, а также иммуногистохимического выявления апоптоза в срезах спинного мозга, можно сделать вывод, что апоптоз у человека начинается в зоне травматического повреждения спинного мозга, распространяется на протяжении мозга на значительном удалении в проксимальном и дистальном направлениях, и максимальная интенсивность процесса наблюдается в первые 2 месяца после травмы.

Многие исследователи, изучающие пострадавших с серьезным повреждением позвоночника, и погибших непосредственно в момент травмы, обнаружили, что спинной мозг не имел макроскопических признаков повреждения во многих случаях, вследствие того, что цепочка клеточных разрушений была прервана смертью человека. Если человек выживал хотя бы в течение нескольких часов, то появлялись очевидные признаки некроза, и на определенном этапе - 12 - 24 часа макрофаги и микроглия внедрялись в область повреждения и локально активизировались. Подобные наблюдения указывают на то, что существует некий терапевтический промежуток, когда можно попытаться предотвратить развитие процессов вторичного повреждения. С этой целью в 1979 году в США были исследованы возможности терапевтического введения больших доз метилпреднизолона и лазароидов (85, 47). В эксперменте предварительное лечение животных метилпреднизолоном ингибировало апоптоз после травмы спинного мозга, однако, не коррелировало с неврологическими исходами (95, 136). Несмотря на введение в клиническую практику лечения метелпреднизолоном, эффективность протективной терапии остается крайне низкой. Это указывает на необходимость дальнейшего изучения механизма вторичного повреждения, и апоптоза в частности, как наиболее значимой причины отсроченной гибели клеток (127). Многие эксперментальные данные демонстрируют, что подавление вторичного повреждения может сопровождатся улучшением неврологических исходов (42, 77, 82, 117, 162).

Знание временной динамики развития апоптоза позволяет прогнозировать и планировать лечебную тактику. Именно отсроченная гибель клеток спинного мозга дает терапевтическое "•окно" для проведения фармакологической коррекции вторичного повреждения. Учитывая результаты проведенных исследований по изучению динамики апоптоза, представляется наиболее целесообразным подавление апоптоза в первые 6-8 недель после травмы.

В ликворе больных с травмой спинного мозга был обнаружен повышенный уровень активности ДНКаз в первые 2 месяца после травмы, что указывает на развитие апоптоза в этот временной промежуток. Подобная динамика в целом коррелирует с данными экспериментальной травмы, при которой максимальной интенсивности апоптоз достигал в первые несколько недель. ДНКазы являются важным компонентом процесса апоптоза в спинном мозге. Они могут служить индукторами апоптоза в окружающих тканях, если высвобождаются из клеток в состоянии апоптоза или некроза. Подавление активности ДНКаз может быть прогрессивной терапевтической стратегией для защиты спинного мозга от вторичного апоптозного повреждения.

Известен специфический внутриклеточный ингибитор ДНКазы - I в-ас^п (114). Ингибирующее влияние желткового имплантата может быть связано с воздействием на ДНКазы. Изучение этого механизма является перспективным для появляния новых фармакологических агентов, подавляющих ДНКазы, и тем самым и весь процесс апоптоза.

Прослеживаются корреляции глубины распространения апоптоза в спинном мозге при травме человека и эксперименте на животных. Обнаружено, что как и в эксперименте на животных, так и у человека апоптозная гибель клеток наблюдается не только вблизи очага травмы, но и на протяжении нескольких сегментов от него. Это является важным для объяснения процессов посттравматической миелопатии и разработки методов лечебного воздействия, в частности подавления апоптоза.

Пространственная и временная динамика аптозной гибели клеток спинного мозга сходна при травме человека и экспериментальной травме животных. Это позволяет достоверно использовать экспериментальную модель травмы животных для разработки и оценки различных методов лечения.

В настоящее время у грызунос удалось получить прорастание поврежденных аксонов спинного мозга не далее 3 см. Достижения экспериментальной регенерации столь стремительны, что можно ожидать еще большего прогресса в получении массивного роста аксонов в ближайшие десятилетия. Уже полученные результаты могут быть полезны для пациентов: рост аксонов на 3 см не является излечением, но у больных с повреждением шейного отдела спинного мозга снижение уровня неврологического дефицита на 2-3 сегмента может значительно изменить качество жизни. Больной с повреждением на уровне С5 сегмента не способен к самообслуживанию, в то время как на уровне С7 уже может самостоятельно передвигаться в коляске.

Наука только начала подходить к реконструктивной терапии при повреждениях спинного мозга, и становится ясно, что оно будет исключительно комплексным: сочетание антиапоптозного лечения, использование имплантации, ростковых факторов, электростимуляции и проч. Такая комбинированная терапия сможет привести к уменьшению функционального дефицита, по крайней мере, на несколько сегментов. Соединение экспериментальных исследований и клинического применения даст такую реконструктивную стратегию, в которой очень нуждаются пациенты.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Борщенко, Игорь Анатольевич, 2003 год

1. Биохимия мозга: Учебное пособие / под. ред. Аммарина И.П., Стукалова П.В., Ещенко Н.Д. СПб., 1999. - 328 с.

2. Благодатский М.Д., Суфианов А.А., Ларионов С.Н., Киборт Р.В., Семинский И.Ж., Манохин П.А. Трансплантация эмбриональной нервной ткани при сирингомиелии: первый клинический опыт. // Вопр. Нейрохирургии. 1994. - №3 - С. 27-29.

3. Богонатова JI.H. Микро и ультраструктура посттравматических кист спинного мозга в позднем периоде травматической болезни: Автореф. дис. . д - ра мед.наук. - М.,1988. - 22 с.

4. Викторов И.В. Современное состояние исследований регенерациицентральной нервной системы in vivo и in vitro. Возбудимые клетки в культуре ткани. Пущино,1984.- С. 4-18.

5. Гайдар Б.В., Королюк М.А., Кропотов С.П. Трансплантация нервной ткани при травмах спинного мозга: возможности и перспективы // Клин. Медицина и патофизиология. 1996. - №1.- С. 102-114.

6. Георгиева С.В, Бабиченко И.Е., Пучиньян Д.М. Гомеостаз, травматическая болезнь головного и спинного мозга. Изд-во Саратовского ун-та, 1993. - 223 с.

7. Третей А.Г. Проблемные аспекты механизмов восстановительных процессов в мозге. Механизмы и коррекция восстановительных процессов мозга. -Горький, 1982. С. 5-11

8. Зяблов В.И. Проблемные вопросы регенерации нервной системы. -Симферополь, 1986. 38с.

9. Казакова П.Б. Морфология компенсаторных процессов в двигательном анализаторе при повреждениях спинного мозга: Автореф. дис. . д- ра. мед.наук М., 1977. - 34с.

10. Карлсон Б.М. Регенерация М.: Наука, 1986. - 296с.

11. Коршунов А. Г., Голанов А. В., Сычева Р. В., Пронин И. Н. Прогностическое значение онкоассоциированных белков и апоптоза в глиобластомах больших полушарий головного мозга // Вопр. нейрохир. 1999. - №1.- С. 3-7.

12. Коршунов А. Г., Сычева Р. В., Голанов А. В. Иммуногистохимическое изучение апоптоза в глиобластомах больших полушария головного мозга. // Арх. пат. 1998. - № 3. - С. 23-27.

13. Котляр Б.И. Реорганизация ЦНС в процессе восстановления нарушенных нервных функций. // Биологические науки .-1986.-№2.-С.23-34

14. Кривицкая Г.Н., Сатанова Ф. С. Морфологические изменения в центральной нервной системе при различных видах повреждения (травма спинного мозга, детский церебральный паралич) Москва, 2000. - 186 с.

15. Лысенко В.В. ,Розгонюк Ю.Д. Особенности формирования спинномозгового рубца после сшивания концов перерезанного спинного мозга у собак. Труды Крымского мед. Института, 1983. - Т.101.-С. 151-152.

16. Несмеянова Т.Н. Стимуляция восстановительных процессов при травме спинного мозга. М.: Наука, 1971.-255с.

17. Озеров С.С., Лалаянц И.Э. Апоптоз: механизм, регуляция и значение в нейроонкологии // Вопросы нейрохирургии. 2000. - №4. - С.28-30.

18. Подачин В.Н., Мусалов Г.Г., Незлина Н.И. Структурно-функциональные основы компенсации функций при травме спинного мозга.-М.:Наука,1983.-190с.

19. Програмированная клеточная гибель./ Под ред. Проф. Новикова В.С.-СПБ.: Наука, 1996. -276с.

20. Радаева Т.М., Репаративная регенерация в системе задних канатиков спинного мозга и спинномозговых узлов: Автореф. дис. . канд. мед. наук -Москва, 1979. 20с.

21. Ромоданов А.П., Рудяк К.Э. Некоторые проблемы травмы позвоночника и спинного мозга по данным зарубежной литературы. // Вопросы неййрохирургии. 1980.-№1.-С.56-62.

22. Сатанова Ф. С. Деструктивные и репаративные процессы при травме спинного мозга (экспериментальное исследование): Автореф. дис. . канд. мед. наук Москва, 1996. - 111с.

23. Степанян-Тараканова A.M. Травматическая болезнь спинного мозга.- М: Медгиз, 1959.-240с.

24. Терещенко Т.К. Гистологическое исследование спинного мозга белых крыс после его перерезки и сдавления: Автореф. дис. . канд. мед. наук. -Симферополь, 1974.

25. Физиологические и клинические проблемы апоптоза. Труды Военно -медицинской академии. / Том 246 под. ред. Новикова B.C., Цыгана В.Н., -СПб, 1998.-232с.

26. Хренов А.П. Морфология восстановительных процессов в спинном мозге при травме и аутопластике (экспериментально морфологическое исследование): Автореф. дис. доктор, мед.наук. - Москва 1984.

27. Шеперд Г. Нейробиология. М.: Мир, 1987. - Т.2.- С.260-265.

28. Шехтер А.Б., Лопатин В.В, Чочия СЛ., Матиашвили Г.Г Иньекционный полиакриламидный гидрогель «Фармакрил» и тканевая реакция на имплантацию // Анналы пластической, реконструктивной и эстетической хирургии. 1997. - №2. - С. 11-21.

29. Aguayo A.J., David S., Richardson P., Bray G.M. Axonal elongation in peripheral and central nervous system transplants // Adv. Cell. Neurobiol.- 1982.-Vol.3 P.215-234.

30. Amar A.P., Levy M.L. Pathogenesis and pharmacological strategies for mitigating secondary damage in acute spinal cord injury. // Neurosurgery. 1999. -Vol.44. - N5. - P. 1027-39., discussion 39-40.

31. Anderson DK, Howland DR, Reier PJ: Fetal neural grafts and repair of the injured spinal cord. // Brain Pathol. 1995. - Vol.5. - N4. - P. 451-57.

32. Aoki ML, Fujito Y., Satomi H., et al. The possible role of collateral sprouting in the functional restitution of corticospinal connections after spinal hemisection // Neurosci Res. 1986. - Vol.3. - N6. - P. 617-27.

33. Arends M.J., Wyllie A.H. Apoptosis: mechanisms and roles in pathology. // Int Rev Exp Pathol. 1991. - Vol.32. - P. 223-254.

34. Basnakian A.G., James S.J. Quantification of 3'OH DNA breaks by random oligonucleotide-primed synthesis (ROPS) assay. // DNA & Cell Biology. 1996. -Vol. 15.-N3.-P. 255-262.

35. Basnakian A.G., Ueda N., Kaushal G.P., Mikhailova M.V., Shah S.V. DNase I-like endonuclease in rat kidney cortex activated during ischemia/reperfusion injury. // J Am Soc Nephrol. 2002.- Vol. 13. - N4. - P. 1000-1007.

36. Basset C.A.Z., Campbell J.B., Husby J. Peripheral nerve and spinal cord regeneration: factors leading to success of tubulation technique employing millipore. // Exp.Neurol.-1959.-Vol.l-P.386-406.

37. Basso D.M., Beattie M.S., Bresnahan J.C. Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection. // Exp Neurol. 1996. - Jun. Vol.139. - N.2. - P.244-56.

38. Bastmeyer M., Bahr M., Stuermer C.A. Fish optic nerve oligodendrocytes support axonal, regeneration of fish and mammalian retinal ganglion cells. // Glia. -1993.-Vol.8.-N.I.-P. 1-11.

39. Beattie M.S., Leedy M.G., Bresnahan J.C. Evidence for alterations of synaptic inputs to sacral spinal reflex circuits after spinal cord transaction in the cat. // Exp Neurol. 1993. - Vol.123 - N.l. - P. 35-50.

40. BedbrookG. Recovery of spinal cord function.// Paraplegia.-Vol.18.-N.5.-P.315-323.

41. Blight A.R. Cellular morphology of chronic spinal cord injury in the cat: analisis of myelinated axons by linesampling. // Neuroscience.- 1983.-Vol.10-P.521-543

42. Blight A.R. Delayed demyelination and macrophage invasion: a candidate for secondary cell damage in spinal cord injury. // Cent Nerv Syst Trauma. 1985. -P. 299-315.

43. Blumer C.E. Quine S. Prevalence of spinal cord injury: an international comparison. // Neuroepidemiology 1995- Vol.14.- N.5.-P.258-268.

44. Borgens R., J. Toombs G., Breur W., Widmer D., Waters A., Harbath P., March and L. Adams An Imposed Oscillating Electrical Field Improves the Recovery of Function in Neurologically Complete Paraplegic Dogs // J Neurotrauma 1999 -Vol.16-N.7-P. 639-657.

45. Bracken M.B. et al. Efficacy of methylprednisolone in acute spinal cord injury // JAMAm. 1984. - Vol. 251 - P.45-52.

46. Bracken M.B., Shepard M.J.,Hellenbrand K.G. et.al. Methylprednisolone and neurological function 1 year after spinal cord injury. // J.Neurosurg. 1985.-Vol.63-N.5.-P.704-713.

47. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. // Anal Biochem -1976-Vol. 72-P. 248-254.

48. Bregman B.S. et al. Recovery from cord injury mediated by antibodies to neurite growth inhibitors. // Nature -1995.-Vol. 378 P.498-502.

49. Bregman B.S. et al. Recovery of function after spinal cord injury: mechanismes undelying transplant-mediated recovery of function differ after spinal cord injury in newborn and adult rats. // Exp.Neurol.- 1993.-Vol. 123 P.3-16.

50. Bresnahan J.C., Shuman S.L., Beattie M.S. Evidence for apoptosis of Oligodendroglia in long tracts undergoing wallerian degeneration after sprnal cord injury (SCI) in monkeys. // Soc Neurosci Abstr. 1996. - Vol. 22 - P.l 185.

51. Bunge M.B. Transplantation of purified populations of Schwann cells into lesioned adult rat spinal cord. // J. Neurol.- 1994.-Vol. 242 (1 Suppl 1) P.36-39.

52. Burke D.A., Linden R.D., Zhang Y.P., Maiste A.C., Shields C.B. Incidence rates and populations at risk for spinal cord injury: A regional study. // Spinal Cord -2001. Vol.39 - N.5 - P.274-8.

53. Bursch W., Kleine L. Tenniswood M The biochemistry of cell death by apoptosis. // Biochem Cell Biol-I990.-Vol. 68-P.1071-1074.

54. Cajal S.R. Degeneration and regeneration of nervous system. Hafner Publishing Co.New York.,1959.-Vol.l.-396p.

55. Calancie B: Interlimb reflexes following cervical spinal cord injury in man. // Exp Brain Res. 1991. - Vol. 85 - P.458-69.

56. Cande C., Cecconi F., Dessen P., Kroemer G. Apoptosis-inducing factor (AIF): key to the conserved caspase-independent pathways of cell death? // J Cell Sci. -2002. Dec 15;115(Pt 24) - P. 4727-34.

57. Cheng H., Cao Y.H., Olson L. Spinal cord repair in adult paraplegic rats-partial restoration of hind-limb function. // Science- 1996. Vol. 273-P.510-513.

58. Chung Hua Wai Ko Traumatic ascending ischemic injury of the spinal cord.// Tsa Chih. 1997. - Vol.35 - N.10 - P.623-625.

59. Cohen J.J. Apoptosis. // Immunol Today. 1993. - Vol.14 - 126-130.

60. Crowe M.J., Bresnahan J.C., Shuman S.L. Apoptosis and delayed degeneration after spinal cord injury in rats and monkeys. //Nature Med.-1997. Vol. 3 - P.73-76.

61. Davies S., Illis L.S., Raisman G. Regeneration in the central nervous system and related factors. Summury of the Bermuda Paraplegia Conference, April 1994/1nternational Spinal Research Trust. // Paraplegia.-1995.-Vol.33- N.I.- P.10-17.

62. Ducker T.B., Zeidman S.M. Spinal cord ingury. Role of steroid therapy // Spin.-1994.- Vol. 19.- N.20.-P.2281-2287.

63. Dünnet S.B. Bjorklund A. Mechanisms of function of neural grafts in the adult mammalian brain // J. Exp. Biol. 1987.- Vol.132.- P.265-289.

64. Dusart I., Schwab M. E. Secondary cell death and the inflammatory reaction after dorsal hemisection r>f the rat spinal cord. // Eur J Neurose. 1994. - Vol.6-P 712-724.

65. Emery E., Aldana P., Bunge M.B., Puckett W., Srinivasan A., Keane R.W. Bethea J., Levi A.D. Apoptosis after traumatic human spinal cord injury. // J Neurosurg. 1998. - Dec Vol.89 - N.6 - P.911-20.

66. Endres M., Kaps M., Moskovvitz M.A. A.poptosis and ischemic infarction // Nervenarzt. 1998.- Vol.69 - N.6 - P.459-64.

67. Faden A.I. Experimental neurology of central nervous system trauma // Cri. Rev. Neurobiol.- 1993.-Vol.7. -N.34. P. 175-186.

68. Faden A.I., Simon R.P. A potential role for exitotoxins in the pathophisyiology of spinal cord inj ury. //Ann. Neurol.-1988.-Vol.23.-P.623-626.

69. Feigin I., Cravioto H. A histochemical study of myelin: A difference in the solubility of the glycolipid components in the central and peripheral nervous systems. // Neuropath Exp Neurol. 1961.- Vol.20 - P. 245 253.

70. Frank E. Adaptive and maladaptive regeneration in the spinal cord . Repair and regeneration of the nervous system. Ed.Nicholl J.G. Dahlem Conferenzen. Berlin,Heidelberg, New York. Springer-Verlag. 1982.-P.243-254.

71. Gavrieli Y., Sherman Y., Ben-Sasson S.A. Identification of programmed cell death in situ via specific labeling of nuclear DNA fragmentation. // J Cell Biol. -1992.- Nov Vol.119(3)-P.493-501.

72. Ghirnikar R.S., Lee Y.L., Eng L.F. Chemokine antagonist infusion attenuates cellular infiltration following spinal cord contusion injury in rat. // J Neurosci Res. -2000.- Vol.59-N.l-P.63-73.

73. Guenard V., Kleitman N., Morrissey T.K. et al. Syngeneic Schwann cells derived from adult nerves seeded in semipermeable guidance channels enhance peripheral nerve regeneration. // J Neurosci.- 1992. Vol.12 - N.9- P.3310-20.

74. Hamada Y., Ikata T., Katoh S., Tsuchiya K., Niwa M., Tsutsumishita Y., Fukuzawa K. Roles of nitric oxide in compression injury of rat spinal cord. // Free Radic Biol Med. 1996. - Vol.20 - N.l - P. 1-9.

75. Hamburger V. Cell death in the development of the lateral motor column of the chick embryo. // J Comp Neurol. Vol.160 - P.535-546.

76. Hansebout R.R., Blight A.R., Fawcett S. et al 4-Aminopyridine in chronic spinal cord injury: a controlled, double-blind, crossover study in eight patients. // J Neurotrauma. 1993. - Vol.10 - P.l-18.

77. Hara H. involvement of caspase on apoptosis in ischemia-induced neuronal cell death: usefulness of caspase inhibitors for stroke therapy. // Nippon Yakurigaku Zasshi 1999.- Vol.113-N.2. - P. 97-111.

78. Hara H., Friedlander R.M., Gagliardini V. et al. Inhibition of interleukin 1-beta converting enzyme family proteases reduce ischemic and excitotoxic neuronal damage. // Proc Natl Acad Sci USA. 1997. - Vol. 94 - P.2007-2012.

79. Harper G.P., Banyard P.J., Sharpe P.C. The international spine research trust's strategic approach to the development of treatments for the repair of spinal cord injury. // Spinal Cord 1996. - Vol. 34 - P.449-459.

80. Hellstrom H.O. et al. Effect of tirilazad mesylate after permamant middle cerebral occlusion in rat. // Acta Neurochir. 1994.-Vol.129-P.188-192.

81. Hockenberry D. Defining apoptosis.//Am J Pathol.-1995.-Vol. 146 P.16-19.

82. Hughes J.T. Regeneration in the human spinal cord: review of response to injury of the various constituents of the human spinal cord. // Paraplegia.- 1984.-Vol.22 -N.3-P.131-137.

83. Jaffe R., Ariel I., Beeri R., Paltiel O., Hiss Y., Rosen S., Brezis M. Frequent apoptosis in human kidneys after acute renal hypoperfusion. // Exp Nephrol. 1997. - Sep-Oct Vol.5 - N5- P.399-403.

84. Jakeman L.B., Reier P.J. Axonal projections between fetal spinal cord transplants and the adult rat spinal cord: a neuroanatomical tracing study of local interactions. // J Comp Neurol. -1991. Vol.307 -N.2 - P. 311-34.

85. Joosten E., Bar P., Gispen W. Collagen Implants and Cortico-Spinal Axonal Growth After Mid-Thoracic Spinal Cord Lesion in the Adult Rat. // J Neurosci Res. -1995.-Vol.40-P. 1-11.

86. Jorgensen M.B.,Diemer N.H. Selective neuron loss after cerebral ischemia in the rat: possible role of transmitter glutamate.//Acta Neurol.Scand.-1982.-Vol.66.-P.536-546.

87. Kafitz K.W., Greer C.A. Olfactory ensheathing cells promote neurite extension from embryonic olfactory receptor cells in vitro.//Glia.-1999-Vol.25- N.2-P.99-110.

88. Kakulas B.A. Pathology of spinal injuries. // Cent. Nerv.Syst.Trauma. -1984-Vol.l N.2-P. 117-129.

89. Kakulas B.A. The applied neuropathology of human spinal cord injury// Spinal cord. 1999. - Vol.37-P.79-88.

90. Kanellopoulos G.K., Kato H., Wu Y., Dougenis D., Mackey M., Hsu C.Y., Kouchoukos N.T. Neuronal cell death in the ischemic spinal cord: the effect of methylprednisolone. // Ann Thorac Surg. 1997. - Nov Vol.64 - N.5 - P. 1279-85.

91. Kao C.C., Chang L.W., Bloodworth J.M. Axonal regeneration across transected mammalian spinal cord: an electron microscopic study of delayed microsurgical nerve grafting. // Exp. Neurol. -Vol.54.-P.591-615

92. Katoh K., Ikata T., Katoh S., Hamada Y., Nakauchi K., Sano T., Niwa M., Induction and its spread of apoptosis in rat spinal cord after mechanical trauma. // Neurosci Lett 1996. - Sep 20 ;216 N1 - P. 9-12.

93. Keirstead H.S. et al. Axonal regeneration and physiological activity following transection and immunological disruption of myelin within the hatchling chick spinal cord. // J.Neurosci. -1995. Vol. 15 -P.6963-6974.

94. Kerr J.F., Wyllie A.H., Currie A.R. Apoptosis : a basic biological phenomenon with wide ranging implication in tissue kinetics. // Brit. J. Cancer. - 1972. -Vol.26 - N.4 - P.239- 257.

95. Khan T., Dauzvardis M., Sayers S. Carbon Filament Implants promote growth across the transacted rat spinal cord. // Brain Res. -1991- Vol. 541 P. 139-45.

96. Kieman J.A. Hypotheses concerned with axonal regeneration in the mammalian nervous system. //Biol.Rev. Camb.Philos. Soc.-1979.-Vol.54- N.2-P.155-197.

97. Kirschenbaum B., Nedergaard M., Preuss A. et al. In vitro neuronal production and differentiation by precursor cells derived from the adult human forebrain. // Cereb Cortex. 1994 - Vol. 4 - N.6 - P. 576-89.

98. Li G.I., Brodin G., Farooque M., et al. Apoptosis and expression of Bcl-2 after compression trauma to rat spinal cord. // J Neuropathol Exp Neurol. 1996. -Vol.55 - P.280-289.

99. Li G.L., Farooque M., Holtz A., Olsson Y. Apoptosis of oligodendrocytes occurs for long distances away from the primary injury after compression trauma to rat spinal cord. // Acta Neuropathol (Berl). 1999. - Nov Vol. 98 - N.5 - P.473-80.

100. Li M. et al. Myelin associated glicoprotein inhibits neurite axon growth and causes growth cone collapse. // J. Neurosci. Res.- 1996- Vol. 46 P.404-414.

101. Li Y., Field P.M., Raisman G. Repair of adalt rat corticospinal tract by transplants of olfactory ensheathing cells. // Science 1997.- Vol. 277- P.2000-2002.

102. Li Y., Raisman G. Schwann cells induce sprouting in motor and sensory axons in the adult rat spinal cord. // J.Neurosci. 1994.- Vol. 14 - N.7 - P.4050-4063.

103. Liu X.Z., Xu X.M., Hu R. et al. Neuronal and glial apoptosis after traumatic spinal cord injury. // J Neurosci. 1997. - Vol.17 - P.5395-5406.

104. Liu Y., Himes B.T., Solowska J. et al. Intraspinal delivery of neurotrophin-3 using neural stem cells genetically modified by recombinant retrovirus. // Exp Neurol.- 1999.- Vol. 58 N.l - P. 9-26.

105. Lois C., Alvarez-Buy 11a A. Long-distance neuronal migration in the adult mammalian brain. // Science. 1994. - Vol. 264 - N.5162 - P.l 145-8.

106. Lou J., Lenke L.G., Ludwig F.J., O'Brien M.F. Apoptosis as a mechanism of neuronal cell death following acute experimental spinal cord injury. // Spinal Cord -1998. Vol. 36 - N. 10 - P.683-90.

107. Marx J.L. Regeneration in the central nervous system // Science.-1980.-Vol.209 . N.4454.-P.378-380.

108. Mashima T., Naito M., Noguchi K., Miller D.K., Nicholson D.W., Tsuruo T. Actin cleavage by CPP-32/apopain during the development of apoptosis. // Oncogene. 1997.- Mar 6 Vol.14 -N.9- P. 1007-12.

109. Mori F., Himes B.T., Kowada M. et al. Fetal spinal cord transplants rescue some axotomized rubrospinal neurons from retrograde cell death in adult rats. // Exp Neurol. 1997. -Vol.143- N.l - P.45-60.

110. Nagata S. Apoptotic DNA fragmentation. // Exp Cell Res. 2000. -Vol. 256 - N.l - P. 12-18.

111. Namura S., Zhu J., Fink K. et al. Activation and cleavage of caspase-3 in apoptosis induced by experimental cerebral ischemia. // J Neurosci. 1998. - Vol.18 - P.3659-3668.

112. Newcomb J.K., Zhao X., Pike B.R., Hayes R.L. Temporal profile of apoptotic-like changes in neurons and astrocytes following controlled cortical impact injury in the rat// Exp Neurol. 1999.-Jul Vol.158 -N.l -P. 76-88.

113. Portera-Cailliau C., Hedreen J.C., Price D.L., Koliatsos V.E. Evidence for apoptotic cell death in Huntington disease and excitotoxic animal models. // J Neurosci. 1995. - Vol.15 - P.3775-3787.

114. Pravdenkova S.V., Basnakian A.G., James S.J., Andersen B.J. DNA fragmentation and nuclear endonuclease activity in rat brain after severe closed head injury. // Brain Research. 1996. - Vol.729 - N2. - P. 151-155.

115. Privat A. Treatment of the future for spinal cord injuries. // Rev. Prat. -1995.-Vol.45 N.16.-P.2051-2056.

116. Rabchevsky A.G., Streit W.J. Grafting of cultured cells into the lesioned spinal cord of adalt rats enhances neurite outgrowth. // J.Neurosci. Res. 1997. -Vol. 47-P.34-48.

117. Radford I.R. The level of induced DNA double-strand breakage correlateswith cell killing after X-irradiation. // Int J Radiat Biol Relat Stud Phys ChemMed 1985. -Vol.48-N.l-P.45-54.

118. Ramer M.S., Harper G.P., Bradbury E.J. Progress in spinal cord research a refined strategy for the International Spinal Research Trust. // Spinal Cord. - 2000. - Vol.38 - N.8 - P.449-72.

119. Ramon C.A. , Plant G.W., Avila J., Bunge M.B. Long distance axonal regeneration in the transected adult rat spinal cord is promoted by olfactory ensheathing glia transplants. // J.Neurosci - 1998.- Vol. 18 - P. 3803-3815.

120. Rawe S.E., Lee W.A., Perot P.J. Jr. The histopathology of experimental spinal cord trauma. The effect of systemic blood pressure. // J. Neurosurg. 1989- Vol. 48.-P. 1002-1007.

121. Ray S.K. Calpeptin and methylprednisolone inhibit apoptosis in rat spinal cord injury.// Ann NY Acad Sci.- 1999.-Vol.890 P.261-269.

122. Regeneration in the central nervous system. / Ed. By Windle W. Charles Thomas Publisher Springfield. Illinois. USA. 1955.

123. Reier P.J., Houle J.D., Tessler A., Jakeman L. Astrogliosis and regeneration: new perspectives to old hypothesis. // Biochem. Pathol. Astrocytes: Proc.Satell/Symp. Int.Soc.Neurochem, Miami, Fla, May 26-29, 1987.-New York, -1988.-P.107-122.

124. Reier P.J., Stokes B.T., Thompson R.J., Andersen D.K. Fetal cells grafts resection and compression injuries of the rat and cat spinal cord. // Exp. Neurol. -1992.- Vol. 115- P.177-188.

125. Sakurai M., Hayashi T., Abe K., Sadahiro M., Tabayashi K. Delayed and selective motor neuron death after transient spinal cord ischemia: a role of apoptosis ? // J Thorac Cardiovasc Surg. 1998. - Vol.115 - N.6 -P. 1310-5.

126. Savitz S.I., Rosenbaum D.M. Apoptosis in neurological disease. // Neurosurgery. 1998- Vol.42 - P.555-574.

127. Schnell L., Schwab M.E. Axonal regeneration in the rat spine cord produced by an antibody against myelin-associated neurite growth inhibitors. // Nature -1990.-Vol.345- P.269-272.

128. Schwab M.E., Kapfhammer J.P., Bandtlow C.E. Inhibitors of neurite growth. // Annu. Rev.Neurosci.- 1993. -Vol. 16 P.565-595.

129. Schwab M.E., Bartholdi D. Degeneration and regeneration of axons in the lesioned spinal cord.// Physiol. Rev.-1996.-Vol.76 N.2-P.319-370.

130. Seidl E.C. Promising pharmacological agents in the management of acute spinal cord injury. // Pharm Pract Manag Q 2000. - Apr Vol.20 - N.l - P.21-7.

131. Short D.J., Mastry W.S. El, Jones P.W. High dose methylprednisolon in the managment of acute spinal cord injury a systematic review from a clinical perspective. // Spinal Cord. - 2000. - Vol.38 - P. 273 - 286.

132. Shuman S.L., Bresnahan J.C., Beattie M.S. Apoptosis of microglia and oligodendrocytes after spinal cord contusion in rats. // J Neurosci Res. 1997. - Dec 1; Vol.50-N.5-P.798-808.

133. Smith A., Bruton J. A colour atlas cf histological staining techniques. -Wolfe Medical Publications LTD, London, 1978. 192p.

134. Springer J.E., Azbill R.D., Knapp P.E. Activation of the caspase-3 apoptotic cascade in traumatic spinal cord injury. // Nat Med. 1999.- Vol.5 - N.8 - P. 943-6.

135. Stuermer C.A., Bastmeyer M., Bahr M.et al. Trying to understand axonal regeneration in the CNS offish. // J Neurobiol.- 1992.- Vol. 23 N.5 -P. 537-50.

136. Svendsen C.N., Caldwell M.A., Ostenfeld T. Human neural stem cells: isolation, expansion and transplantation in Process Citation // Brain Pathol.- 1999,-Vol. 9 -N.3 P.499-513.

137. Tator C.H. Update on the pathophysiology and pathology of acute spinal cord injury // Bruin Pathology. 1995 - Vol. 5- P.407- 413.

138. Thompson C.B. Apoptosis in the pathogenesis and treatment of disease. // Science. 1995. - Vol. 267 - P.1456-1462.

139. Tobin G. R., Chvapil M., Gildenberg P.L. Collagen biosynthesis in healing wounds of the spinal cord and surrounding membranes // Surgery.- 1980.-Vol.88 -N.2-P.231-238.

140. Travis J. Spinal cord injuries. New optimism blooms for developing treatmentes. // Science.-1992.-Vol.258 N.5080.- P.218-220.

141. Villa P.G., Henzel W.J., Sensenbrenner M., Henderson C.E., Pettmann B. Calpain inhibitors, but not caspase inhibitors, prevent actin proteolysis and DNA fragmentation during apoptosis. // J Cell Sci. 1998.- MarVpl.l 11 ( Pt 6) - P.713-22.

142. Wada S., Yone K., Ishidou Y. et all. Apoptosis following spinal cord injury in rats and preventative effect of N-methyl-D-aspartate receptor antagonist. // J Neurosurg.- 1999.-Vol. 91 (1 Suppl)- P. 98-104.

143. Wang S, Wu H, Jiang J, et al. Isolation of neuronal precursors by sorting embryonic forebrain transfected with GFP regulated by the T alpha 1 tubulin promoter // Nat Biotechnol. 1998. - Vol.16 - N.2- P. 196-201.

144. Weiss S, Dunne C, Hewson J, et al. Multipotent CNS stem cells are present in the adult mammalian spinal cord and ventricular neuroaxis. // J Neurosci.- 1996.-Vol.16 -N.23 P.7599-609.

145. Wijsman J.H., Jonker R.R., Keijzer R., van de Velde C.J., Cornelisse C.J., van Dierendonck J.H. A new method to detect apoptosis in paraffin sections: in situ end-labeling of fragmented DNA. // J Histochem Cytochem 1993. Vol.41 -N1 -P.7-12.

146. Wilson D.Z., Perry G.W. Some Hypotheses concerning axon regeneration // Restor.Neurol, and Neurosci.-1990.-Vol. 1-N.3-4.-P. 198-203.

147. Windle W, Smart J, Beers J: Residual function after subtotal spinal cord transaction in adult cats.// Neurology. 1958.- Vol.8 - P. 518-21.

148. Windle W.F. Recollection of research in spinal cord regeneration. // Exp. Neurol. -1981.-Vol.7- N.l-P.1-5.

149. Woerly S.t al. Heterogenous PHPMA hydrogels for tissue repair and axonal regeneration in the injured spinal cord. Biomater//Sci Polym Ed.-1998-Vol.9-N.7- P. 681-711.

150. Wong E.N.F., Kemp J.A., Preistley T. The anticonvulsant MK-801 is a potent N-methyl-D-aspartate antagonist. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1986-Vol.83.-P.7104-7108.

151. Woolf CJ, Shortland P, Coggeshall RE: Peripheral nerve injury triggers central sprouting of myelinated afferents. // Nature.- 1992.- Vol. 355 -N.6355 P.75-8.

152. Yick L.W, Wu W., So K.F., Yip H.K., Shum D.K. Chondroitinase ABC promotes axonal regeneration of Clarke's neurons after spinal cord injury. // Neuroreport .-2000- Apr 7 Vol.11 N.5 - P. 1063-7.

153. Yong C; Arnold PM; Zoubine MN; Citron BA; Watanabe I; Berman NE; Festoff BW Apoptosis in cellular compartments of rat spinal cord after severe contusion injury. // J Neurotrauma.- 1998.-. Vol.15 -N.7 -P. 459-72.

154. Young W. Medical treatments of acute spinal cord injury. // J. Neurol., Neurosurg., Psych. -1992, Vol.55 N.8 - P.635-639.

155. Z'Graggen W.J. et al. Functional recovery and enchanced corticofugal plasticity after unilateral pyramidal tract lesion and blocade of myelin associated neurite growth inhibitors in adalt rats. // J.Neurosci. 1998- Vol. 18- P.4744-4757.

156. Zon G.: Brief overview of control of genetic expression by antisense oligonucleotides and in vivo application. // Mol. Neurobiol. 1995. - Vol. 10 - P. 219-229.

157. Zuo J., Neubauer D., Dyess K., Ferguson T.A., Muir D. Degradation of chondroitin sulfate proteoglycan enhances the neurite-promoting potential of spinal cord tissue. // Exp Neurol. 1998. - Dec Vol.154 - N.2 - P.654-62.