Диагностика черной ножки картофеля, вызываемой бактериями рода Dickeya и генетический полиморфизм штаммов возбудителей тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 06.01.07, кандидат биологических наук Карлов, Александр Николаевич

• Карлов, Александр Николаевич
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Карлов, Александр Николаевич

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Биологические свойства возбудителя и особенности патогенеза.

1.2. Распространенность и вредоносность.

1.3. Методы диагностики.

ГЛАВА И. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

ГЛАВА III. ВЫДЕЛЕНИЕ И ИДЕНТИФИКАЦИЯ ВОЗБУДИТЕЛЕЙ ЧЕРНОЙ НОЖКИ ИЗ РОДА DICKEYA.

3.1. Выделение из пораженного картофеля и идентификация изолятов Dickey a spp. методом ПЦР со специфичными праймерами.

3.2. Биохимические свойства штаммов Dickeya spp.

3.3. Определение круга растений - хозяев D. dianthicola и D. solani.

3.4. Оценка антибактериального действия фитобактериомицина по отношению к бактериям рода Dickeya.

ГЛАВА IV. ДИАГНОСТИКА ВОЗБУДИТЕЛЯ ЧЕРНОЙ НОЖКИ DICKEYA SPP. СЕРОЛОГИЧЕСКИМ МЕТОДОМ.

4.1 Получение иммуноглобулинов гомологичных бактериальным штаммам D. dianthicola и создание на их основе ИФА -диагностикума.

4.2 Усовершенствование метода иммуноферментного анализа для диагностики клубневой инфекции Dickeya spp.

ГЛАВА V. ДИАГНОСТИКА D. DIANTHICOLA МЕТОДОМ ПЦР В РЕАЛЬНОМ ВРЕМЕНИ.

5.1 Подбор праймеров и пробы, оптимизация условий проведения реакции.

5.2 Изучение возможности повышения достоверности диагностики Dickeya dianthicola.

ГЛАВА VI. ГЕНЕТИЧЕСКИЙ ПОЛИМОРФИЗМ ВИДОВ И

ШТАММОВ DICKEYA.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Диагностика черной ножки картофеля, вызываемой бактериями рода Dickeya и генетический полиморфизм штаммов возбудителей»

Картофель выращивают в 130 странах, где проживает 75% населения планеты. Это пятый по значению после пшеницы, кукурузы, риса и ячменя источник калорий в рационе современного человека. В мире 50% производимого картофеля идет в пищу, 35% - на корм скоту и около 10% оставляется как посадочный материал. В настоящее время в мире производится более 325 миллионов тонн картофеля в год, большая часть производства приходится на страны Европы и Азии (около 80% мирового производства картофеля) (van der Zaag, Horton, 1983).

Россия по валовому сбору и производству картофеля занимает одно из ведущих мест в мире. Ее доля в мировом производстве этой культуры по посевным площадям и валовому сбору составляет 10%. Культура картофеля требует высокого уровня затрат ресурсов и энергии для ее производства. Урожайность картофеля в России равна 14 т/г, однако она значительно ниже даже среднего мирового уровня составляющего 17 т/г. Среднегодовая емкость Российского рынка картофеля составляет 29-31 млн. т. Потребление его внутри страны включает использование 15-16 млн. т на продовольствие в свежем виде, 6,0 - 6,5 - на кормовые цели, 6,0 - 6,5 - на семена и 0,5 - 1,0 млн. т - на переработку. Экспорт картофеля оценивается на уровне 100 тыс. т. в год, а импорт 400 - 500 тыс. т. (более 1,5 % его валового производства) (Симаков и др., 2010).

Так как Россия импортирует немалое количество картофеля, в том числе и семенного, возникает опасность распространения с посадочным материалом возбудителей различных болезней. Прежде всего, это те болезни, возбудитель которых сохраняется непосредственно в семенах и в последующем является главным источником инфекции. В нашей стране эта опасность, также может увеличиться в связи с предстоящим вступлением в ВТО и как следствие увеличением потока посадочного материала, произведенного в других странах зачастую с более сложной, чем в России фитосанитарной обстановкой.

Среди болезней картофеля, важное место принадлежит бактериозам, которые распространены повсеместно и уносят от 10 до 25 % урожая, а в некоторых районах страны во влажные годы потери урожая могут достигать 50 % (Катаева, 1972). К числу наиболее распространенных и вредоносных бактериальных болезней картофеля относится черная ножка. Это заболевание вызывают близкородственные виды пектолитических бактерий из семейства ЕМегоЪа&еНасеае\ Рес1оЬас1егшт (ЕгмШа) МгозерИсит, Р. саго^огит яиЬяр. сагоЮуогит и Егмгта скгуяапЖетг, которые вызывают симптомы на растениях в период вегетации и на клубнях при хранении. Однако, вид Е. сЬгу8ап1кет1, сравнительно недавно по ряду признаков был выделен в новый род, который назвали Ожкеуа. Впервые Е. скгуБапЖетг (Июкеуа Брр.,) была обнаружена в 1970-х годах прошлого века на декоративных растениях хризантемы. При дальнейшем изучении было показано, что бактерия поражает широкий круг растений, включая картофель.

Начиная с 2004 года, этот патоген стал встречаться очень часто на картофеле в Западной Европе, причиняя значительные экономические потери. Кроме того, все чаще появляются сведения об обнаружении нового, более агрессивного вида £>. Бо1ат (Тбгог е1 а1., 2008, 81а\у1ак е! а1., 2009). В Голландии в 2007 году экономический ущерб от этого заболевания составил 25 млн евро. Учитывая эту большую потенциальную опасность страны Европейского Союза, включили Игсквуа эрр. в Список карантинных для Европы организмов. Многие страны закрыли свой рынок для картофеля, не имеющего сертификата на отсутствие Игскеуа.

Очевидно, что патоген перемещается из страны в страну с посадочным материалом. Возбудитель болезни на клубнях чаще всего находится в латентной форме. Поэтому, большое значение для борьбы с этим новым заболеванием имеет тестирование на зараженность посадочного материала.

Достоверная диагностика является важным условием для предотвращения развития заболевания. Наиболее перспективным является использование современных серологических и молекулярно - генетических методов, таких как ИФА (иммуноферментный анализ) и ПЦР (полимеразная цепная реакция).

Необходимым условием для практического использования молекулярно-генетических методов диагностики является изучение генетического полиморфизма видов и штаммов Dickeya.

К началу выполнения настоящей работы отсутствовали сведения о присутствии и распространении Dickeya на картофеле в Российской Федерации.

Целью нашей работы являлось усовершенствование методов диагностики возбудителя черной ножки картофеля из рода Dickeya и изучение генетического полиморфизма российской коллекции штаммов патогена.

Для достижения этой цели планировалось решение следующих задач:

1. Выделение возбудителей черной ножки картофеля из рода Dickeya, создание коллекции штаммов, изучение их биохимических свойств и круга растений-хозяев.

2. Усовершенствование диагностики Dickeya spp. методами ИФА, ПЦР и ПЦР в реальном времени.

3. Изучение генетического полиморфизма коллекции штаммов Dickeya, выделенных из картофеля в России.

Заключение диссертации по теме «Плодоводство, виноградарство», Карлов, Александр Николаевич

выводы

1. В результате бактериологического анализа образцов картофеля пораженных черной ножкой из различных регионов нами впервые в РФ обнаружены фитопатогены D. dianthicola и D. solani.

2. Результаты искусственного заражения показали, что D. dianthicola и D. solani поражают помимо известных видов растений-хозяев (картофель, гвоздика, томат, цикорий, артишок, георгина, каланхоэ) табак и ирис. Это указывает на целесообразность пространственной изоляции картофеля от указанных выше видов растений.

3. Испытание биохимических свойств штаммов D. dianthicola и D. solani не позволило выделить тесты, пригодные для видовой идентификации.

4. Разработанный ИФА - диагностикум позволяет выявлять бактерии D. dianthicola в клубневом экстракте. Нижний порог чувствительности варьировал в случае обычного варианта ИФА в пределах от 105 до 2x104 кл/мл, а для Био-ИФА - достигал 2x10° кл/мл.

5. Подобрана флуоресцентная проба для проведения количественной оценки присутствия в анализируемом образце бактерий рода Dickey а методом ПЦР в реальном времени.

6. Использование при пробоподготовке вещества пропидиум моноазид (РМА) позволяет определять методом ПЦР в реальном времени наличие в образце жизнеспособного возбудителя D. dianthicola, что в дальнейшем может быть использовано для повышения достоверности практической ДНК-диагностики.

7. Анализ коллекции штаммов Dickey а по восьми различным генам, показал, что штаммы D. dianthicola имеют высокое генетическое сходство, как среди российской популяции, так и среди последовательностей размещенных в Генбанке, что позволяет предположить преимущественное распространение патогена как гомогенной клональной группы с посадочным материалом картофеля.

8. Впервые были определены последовательности 7 генов для D. solani, которые могут быть использованы для разработки специфичных праймеров для ПЦР диагностики этого опасного вида бактерий.

9. Наибольшее генетическое расстояние между группами D. solani и D. dianthicola, D. dadantii выявлено для генов pelD, mdh и dnaX что указывает на возможность использования их для разработки молекулярного маркера «D. solani».

10. Фитобактериомицин в концентрациях свыше 40 мг/л при культивировании in vitro достоверно снижал оптическую плотность бактериальной суспензии D. dianthicola по отношению к контролю, что позволяет рекомендовать его для дальнейших вегетационных и полевых опытов с целью защиты картофеля от черной ножки, вызванной видами Dickeya.

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

Для оценки реальной распространенности в России возбудителей черной ножки картофеля D. solani и D. dianthicola необходим широкий мониторинг, для чего рекомендуется использовать ИФА-диагностикумы, ПЦР в реальном времени и секвенирование генов pelD, mdh и dnaX.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Карлов, Александр Николаевич, 2011 год

1. Бушкова JI.H. Лазарев A.M. Применение ФБМ в борьбе с черной ножкой картофеля // Биологический метод защиты растений. 1984. -С. 125-126.

2. Воробьева Н. В. Иммунодиффузия и иммуноэлектрофорез. М.: Научный мир. - 2006. - 80с.

3. Джалилов Ф.С. Методы изучения бактериальных болезней растений (Методические указания для научно-исследовательской работы студентов). М.: МСХА. 1989. 26 с.

4. Катаева М. М. Устойчивость сортов и сеянцев картофеля к бактериальным болезням // Сб. научн. работ НИИСХ ЦЧП. 1972. -Т.5.-С. 155 - 157.

5. Лазарев A.M. Базлеева Т.В. Черная ножка картофеля // Бактер.болезни картофеля и овощных культур и методы борьбы с ними. М., 1994. - С. 5-16.

6. Лазарев A.M. Биологические особенности возбудителя черной ножки картофеля в Северо-Западной зоне РСФСР и методы его диагностики // Автореф. дис. канд. биол. наук / ВИЗР, Л., 1985. - 18 с.

7. Матвеева Е.В., Игнатов А.Н. Бактериозы картофеля // В сборнике: Интегрированная система защиты картофеля от фитофтороза, грибных, вирусных и бактериальных болезней. Москва, 2007, -с. 16-27.

8. Методы общей бактериологии: Пер. с англ. / Под ред. Ф. Герхарда и др. М.: Мир, 1984. - 264 е., ил.

9. Ребриков Д.В., Саматов Г.А., Трофимов Д.Ю., Семёнов П.А., Савилова A.M., Кофиади И.А., Абрамов Д.Д. ПЦР "в реальном времени". М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, 2009. - С. 223.

10. Симаков Е.А., Анисимов Б.В., Филиппова Г.И. Стратегия развития селекции и семеноводства картофеля на период до 2020 года // Картофель и овощи. 2010. - №8. - с. 2 - 4.

11. Alan Е., Kelman A. Immunofluorescent stain procedures for detection and identification of Erwinia carotovora var. atroseptica. // Phytopathol., 1977, 67, 1305-1312.

12. Anilkumar T.B., Chakravarti B.P., Factors affecting survival of Erwinia carotovora, causal organism of stalk rot of maize in soil // Acta Phytopathologica Academiae Scientiarum Hungaricae 1970. 5. 333-40.

13. Bain R.A., Perombelon M.C.M., Tsror L., Nachmias A., Blackleg development and tuber yield in relation to numbers of Erwinia carotovora subsp. atroseptica on seed potatoes // Plant Pathology 1990. 39, 125-33.

14. Barras F., Van Gijsegem F., Chatterjee A.K., Extracellular enzymes andpathogenesis of soft rot Erwinia II Annual Review of Phytopathology -1994. 32, 201-34.

15. Bdliya B.S., Langerfeld E., A semi-selective medium for detection, isolation and enumeration of Erwinia carotovora ssp. carotovora from plant materials and soil // Tropical Science. 2005. 45, 90-96.

16. Bradbury J.F., Guide to Plant Pathogenic Bacteria // Wallingford, UK: CAB International. 1986.

17. Cahill G., Fraser K., Kowalewska M.J., Kenyon D.M., Saddler G.S., Recent findings from the Dickey a survey and monitoring programme // In: Proceedings Crop Protection in Northern Britain 2010, Dundee, UK, 171-6.

18. Charkowsky A., The soft rot Erwinia II In. Plant-Associated Bacteria. -2006. 423-505.

19. Cother E.J., Bacterial seed tuber decay in irrigated sandy soils of New South Wales // Potato Research. 1980. 23, 75-84.

20. Cuppels D., Kelman A., Evaluation of selective media for isolation of soft-rot bacteria from soil and plant tissue // Phytopathology. 1974. 64, 46875.

21. Czajkowski, R., de Boer W. J., Velvis H., van der Wolf J. M. Systemic colonization of potato plants by a soilborne, green fluorescent protein-tagged strain of Dickeya sp. biovar 3 // Phytopathology. 2010. 100:134-142.

22. Czajkowski R., van Veen J.A., van der Wolf J.M. New biovar 3 Dickeya spp. strain (syn. Erwinia chrysanthemi) as a causative agent of blackleg in seed potato in Europe // Phytopathology. 2009b. 99, S27.

23. Darrasse A., Priou S., Kotoujansky A., Bertheau Y. PCR and restriction fragment length polymorphism of a pel gene as a tool to identify Erwinia carotovora in relation to potato diseases // Appl. Environ.Microbioology, 1994. V.60.P. 1437- 1443.

24. De Boer S.H., Mc Naughton M.E. Monoclonal antibodies to the lipopolisacharide of Eca serogroup I. // Phytopathology 1987.V.77. P. 828 -832.

25. De Lindo L., French E.R. Erwinia species attacking potato in the humid tropics of Peru // Fitopatología. 1981. 16, 69-74.

26. De Lindo L., French E.R., Kelman A. Erwinia spp. pathogenic to potatoes in Peru // American Potato Journal. 1978. 55, 383.

27. Dickey R.S. Erwinia chrysanthemi: a comparative study of phenotypic properties of strains from several hosts and other Erwinia species // Phytopathology. 1979. 69, 324-9.

28. Dickey R.S. Erwinia chrysanthemi: reaction of eight plants to strains from several hosts and to strains of other Erwinia species. // Phytopathology -1981. 71,23-29.

29. Dickey R.S., Victoria J.I. Taxonomy and emended description of strains of Erwinia isolated from Musa paradisiaca Linnaeus. // International Journal of Systematic Bacteriology 1980. 30, 129-134.

30. Duarte V., De Boer S.H., Ward L.J., Oliveira A.M.R. Characterisation of atypical Erwinia carotovora strains causing blackleg of potato in Brazil. // Journal of Applied Microbiology 2004. 96: 535-545.

31. Dye D.W. A taxonomic study of the genus Erwinia . II. The "carotovora" group // New Zealand Journal of Science. 1969. 12, 81-97.

32. Felsenstein J. Confidence limits on phylogenies: An approach using the bootstrap II Evolution. 1985. 39:783-791.

33. Fre.chon D., Exbrayat P., Helias V. et al. Evaluation of a PCR kit for the detection of Erwinia carotovora subsp. atroseptica on potato tubers // Potato Research. 1998. 41, 163-73.

34. Fuqua C., Parsek M.R., Greenberg E.P. Regulation of gene expression by cellto- cell communication: acyl homoserine lactone quorum sensing // Annual Review of Genetics. 2001. 35, 439-68.

35. Garibaldi A. Research on carnation bacterial wilt diseases. IV. Survival in soil of Erwinia chrysanthemi, agent of slow wilt // In: Actas do III Congresso da Uniao Fitopatologica Mediterranea, Oerias, Portugal. 1972. 29-32.

36. Graham D. Reinfection by Erwinia carotovora (Jones) Bergey et al. in potato stocks derived from stem cuttings // EPPO Bulletin. 1976. 6, 2435.

37. Harrison M.D., Franc G.D., Maddox D.A., Michaud J.E., Mccarter-Zorner N.J. Presence of Erwinia carotovora in surface water in North America // Journal of Applied Microbiology. 1987. 62, 565-70.

38. Hauben L., Moore E.R.B., Vauterin L, et al. Phylogenetic position of phytopathogens within the Enterobacteriaceae // Systematic and Applied Microbiology. 1998. 21, 384-97.

39. Haygood R.A., Strider D.L., Echandi E. Survival of Erwinia chrysanthemi in association with Philodendron selloum, other greenhouse ornamentals, and in potting media // Phytopathology. 1982. 72, 853-9.

40. Hugh R., Leifson E. The taxonomic significance of fermentative versus oxidative metabolism of carbohydrates by various Gram-negative bacteria. // Journal of Bacteriology 1953. 66: 24-26.

41. Hyman L.J., Sullivan L., Toth I.K., Pe.rombelon M.C.M. Modified crystal violet pectate medium (CVP) based on a new polypectate source (Slendid) for the detection and isolation of soft rot erwinias // Potato Research. 2001. 44, 265-70.

42. Janse J.D., Ruissen M.A. Characterization and classification of Erwinia chrysanthemi strains from several hosts in the Netherlands // Phytopathology. 1988. 78, 800-8.

43. Janse J.D., Spit B.E. A note on the limitations of identifying soft rot erwinias by temperature tolerances and sensitivity to erythromycin on a pectate medium // Journal of Phytopathology. 1989. 125, 265-8.

44. Kwon S.W., Go S.J., Kang H.W., Ryu J.C., Jo J.K. Phylogenetic analysis of erwinia species based on 16S rRNA gene sequences. // International Journal of Systematic Bacteriology- 1997. 47: 1061-1067.

45. Laboratory guide for identification of plant-pathogenic bacteria /Schaad N.W., Jones J.B., Chun W. eds. 3rd ed. American Phytopathological Society Press. St. Paul. Mn., 2001.

46. Laurila J., Ahola V., Lehtinen A. et al. Characterisation of Dickeya strains isolated from potato and river water samples in Finland // European Journal of Plant Pathology. 2008. 122, 213-25.

47. Laurila J., Hannukkala A., Nykyri J. et al. Symptoms and yield reduction caused by Dickeya spp. strains isolated from potato and river water in Finland // European Journal of Plant Pathology. 2010. 126, 249-62.

48. Lee Y-A, Chen K-P, Chang Y-C. First report of bacterial soft rot of white flowered calla lily caused by Erwinia chrysanthemi in Taiwan // Plant Disease. 2002. 86, 1273.

49. Lee Y-A, Yu C-P. A differential medium for the isolation and rapid identification of a plant soft rot pathogen, Erwinia chrysanthemi // Journal of Microbiological Methods. 2006. 64, 200- 6.

50. Lelliott R.A. Slow wilt of carnation caused by a species of Erwinia. II Plant Pathology- 1956. 5,9-23.

51. Lelliott R.A., Stead D.E. Methods for the diagnosis of bacterial diseases of plants. In: Preece TF, ed. Methods in Plant Pathology Volume 2 // Oxford, UK: Blackwell. 1987. 215 pp.

52. LimW.H., The survival of Erwinia chrysanthemi in peat and mineral soil // Mardi Research Bulletin. 1975. 3. 20-23.

53. Lumb V.M., Pe.rombelon M.C.M., Zutra D. Studies of a wilt disease of the potato plant in Israel caused by Erwinia chrysanthemi // Plant Pathology. -1986. 35, 196-202.

54. Maas Geesteranus H.P. Natrot en zwartbenigheid bij aardappelen // Bedrijfsontwikkeling. 1972. 3, 941-5.

55. Maki-Valkama T., Karjalainen R. Differentiation of Erwinia carotovora subsp. atroseptica and carotovora by RAPD-PCR. // Annals of Applied Biology 1994. 125: 301-309.

56. Mc Carter-Zorner N.J., Franc G., Harrison M., et al. Soft rot Erwinia bacteria in surface and underground waters in southern Scotland and in Colorado, United States // Journal of Applied Microbiology. 1984. 57, 95105.

57. Nakane P.K. New developments in tissue enzyme-labeled immunoassays // Immunoassays: clinical laboratory techniques for the 1980s, Alan R., Liss Inc., New York, 157-169.

58. Ngadze E., Coutinho T.A., van derWaals J.E., First report of soft rot potatoes caused by Dickeya dadantii in Zimbabwe // Plant Disease. 2010. 94, 1263.

59. Nocker, A., Cheung, C.Y., Camper, A.K. Comparison of propidium monoazide with ethidium monoazide for differentiation of live vs. dead bacteria by selective removal of DNA from dead cells // Journal of Microbiological Methods. 2006. 67, 310-320.

60. Nocker A., Sossa K.E., Camper, A.K. Molecular monitoring of disinfection efficacy using propidium monoazide in combination with quantitative PCR // Journal of Microbiological Methods. 2007. 70, 252-260.

61. Norman D.J., Yuen J.M.F, Resendiz R., Boswell J., Characterization of Erwinia populations from nursery retention ponds and lakes infecting ornamental plants in Florida // Plant Disease. 2003. 87, 193-6.

62. Palacio-Bielsa A., Cambra M.A., Lopez M.M. Characterisation of potato isolates of Dickeya chrysanthemi in Spain by a microtitre system for biovar determination // Annals of Applied Biology. 2006. 148, 157-64.

63. Palacio-Bielsa A., Mosquera M.E.R., Alvarez M.A.C., Rodriguez I.M.B., Lopez-Solanilla E., Rodriguez-Palenzuela P. Phenotypic diversity, hostrange and molecular phylogeny of Dickeya isolates from Spain. Eur. J. // Plant Pathology. 2010. 127:311-324

64. Parkinson N., Stead D., Bew J., Heeney J., Tsror L., Elphinstone J. Dickeya species relatedness and clade structure determined by comparison of recA sequences // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2009. 59, 2388-93.

65. Perombelon M.C.M. A semi-selective medium for estimating population densities of pectolytic Erwinia spp. In soil and in plant material. // Potato Research 1971. 14: 158-160.

66. Perombelon M.C.M. Factors affecting the accuracy of the tuber incubation test for the detection of contamination of potato stocks by Erwinia carotovora II PotatoResearch. 1979. 22, 63-8.

67. Perombelon M.C.M., Hyman L.J. A rapid method for identifying and quantifying soft rot erwinias directly from plant material based on their temperature tolerance and sensitivity toerythromycin // Journal of Applied Bacteriology. 1986. 60, 61-6.

68. Perombelon M.C.M., Kelman A. Blackleg and other potato diseases caused by soft rot erwinias: proposal for revision of terminology. // Plant Disease -1987. 71,283-285.

69. Perombelon M.C.M., Kelman A. Ecology of the soft rot Erwinias II AnnualReview of Phytopathology. 1980. 18, 361-87.

70. Perombelon M.C.M., Lumb V.M. Hyman L.J., A rapid method to identify and quantify soft rot erwinias on seed potato tubers. // Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 1987. 17, 25-36.

71. Perombelon M.C.M. Potato blackleg: Epidemiology, host-pathogen interaction and control // Netherlands Journal of Plant Pathology. 1992. 98, 135-46.

72. Perombelon MCM, Salmond G, P, C, eds. Bacterial soft rots. 1995.

73. Perombelon M.C.M. The extent and survival of contamination of potato stocks in Scotland by Erwinia carotovora var. carotovora and Erwinia carotovora var atroseptica. II Annals of Applied Biology 1972. 71: 111117.

74. Perombelon M.C.M. The role of the seed tuber in the contamination by Erwinia carotovora of potato crops in Scotland // Potato Research. 1974. 17, 187-99

75. Perombelon M.C.M., M. L.V., Zutra D., Hyman L.J., Burnett E.M. Factors affecting potato blackelg development. Cape Sounion, Greece: Spriner-Verlag, Berlin. 1989.

76. Persson P., Janse J.D. Ring rot-like symptoms in Solanum melongena caused by Erwinia chrysanthemi (potato strain) after artificial inoculation. // •Bulletin OEPP/EPPOBulletin- 1988. 18, 575-578.

77. Persson P., Sletten A. Fatty acids analysis for the identification of Erwinia carotovora subsp. atroseptica and Erwinia carotovora subsp. carotovora. II Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 1995. 25: 151-156.

78. Prins H., Breukers A. In de Puree De Gevolgen van Aantasting door Erwinia voor de Pootaardappelsector in Kaart Gebracht. DenHaag, theNetherlands: LEI. 2008.

79. Rademaker J.L.W., de Bruijn F.J. Characterization and classification of microbes by rep-PCR genomic fingerprinting and computer-assisted pattern analysis. // Applied and Environmental Microbiology 1999. 64: 20962104.

80. Rangarajan M., Chakravarti B.P. Studies on the survival of corn stalk rot bacteria // Plant and Soil. 1970. 33, 140-4.

81. Roozen N.J.M. Besmetting van Erwinia-vrij Pootgoed Vanuit Divese Bronnen. Een Literatuuroverzicht. Lelystad, the Netherlands: PAGV. -1990.

82. Saitou N. & Nei M. The neighbor-joining method: A new method for reconstructing phylogenetic trees // Molecular Biology and Evolution. -1987. 4:406-425.

83. Samson R., Nassan-Agha N. Biovars and serovars among 129 strains of Erwinia chrysanthemi. In: Ride. M, ed. Proceedings of the 4th International Conference on Plant- Pathogenic Bacteria // Angers, France: INRA. 1978. 547-53.

84. Samson R., Ngwira N., Rivera N. Biochemical and serological diversity of Erwinia chrysanthemi. In: Klement Z, ed. // Proceedings of the Seventh International Conference on Plant Pathogenic Bacteria, Budapest, Hungary. 1990. 895-900.

85. Samson R., Poutier F., Sailly M., Jouan B. Caracterisation des Erwinia chrysanthemi isolees de Solanum tuberosum et d'autres plantes-ho'tes selon les biovars et se.rogroupes. EPPO Bulletin. 1987. 17, 11-6.

86. Plant Pathology 2003. 52: 140-146.

87. Singh U., Trevors C.M., Boer S.H., de Janse J.D. Fimbrialspecificj monoclonal antibody-based ELISA for European potato strains of Erwiniachrysanthemi and comparison to PCR // Plant Disease. 2000. 84, 443-8.

88. Slawiak M., Lojkowska E., van derWolf J.M. First report of bacterial soft rot on potato caused by Dickeya sp. (syn. Erwinia chrysanthemi) in Poland // Plant Pathology. 2009a. 58, 794.i

89. Sledz W., Jafra S., Waleron M., Lojkowska E. Genetic diversity of Erwiniaj carotovora strains isolated from infected plants grown in Poland. // Bulletin1.i

90. OEPP/EPPO Bulletin 2000. 30: 403-407.

91. Smith C., Bartz J.A. Variation in the pathogenicity and aggressiveness of j strains of Erwinia carotovora subsp. carotovora isolated from differenthosts. // Plant Disease 1990. 74: 505-509.

92. Smid E.J., Jansen A.H.J., Gorris L.G.M. Detection of Erwinia carotovora ; subsp. atroseptica and Erwinia chrysanthemi in potato tubers using ! polymerase chain reaction // Plant Pathology. 1995. 44, 1058-69.

93. Sneath P. H. A. & Sokal R. R. Numerical Taxonomy: the Principles of1 ! f

94. Numerical Classification. San Francisco: Freeman. 1973.

95. Tamura K., Dudley J., Nei M. & Kumar S., MEGA4: Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA) software version 4.0. // Molecular Biology and Evolution. 2007. 10.1093 - 092.

96. Tamura K, Nei M. & Kumar S. Prospects for inferring very large phylogenies by using the neighbor-joining method. PNAS. 2004. 101:11030-11035.

97. Thomson S. V., Hildebrand D. C. & Schroth M. N. Identification and nutritional differentiation of the Erwinia sugar beet pathogen from members of Erwinia carotovora and Erwinia chrysanthemi. // Phytopathology 1981. 71, 1037-1042.

98. Toth I.K., Bell K.S., Holeva M.C., Birch P.R.J. Soft rot erwiniae: from genes to genomes // Molecular Plant Pathology. 2003. 4, 17-30.

99. Toth I.K., Van Der Wolf J.M, Saddler G., Lojkowska E, Helias V., Pirhonenx M., Tsror L., Elphinstone J.G. Dickeya species: an emerging problem for potato production in Europe // Plant Pathology. 2011. 60, 385-99.

100. Tsror L., Aharon M., Erlich O. Survey of bacterial and fungal seedborne diseases in imported and domestic potato seed tubers // Phytoparasitica 27 // 1999.215-26.

101. Tsror L., Nachimias A., Livescu L., Perombelon M.C.M., Barak Z. Erwinia carotovora subsp. atroseptica infection promotes verticullium wilt development in potato in Israel // Potato Research. 1990. 33, 3-11.

102. Underberg H. Ecological Model Studies on the Colonization Patterns and Population Dynamics of Erwinia chrysanthemi in the Rhizosphere of Potato // Tu.bingen, Germany: Universita.t Tu.bingen, Dissertation. 1992.

103. Van Der Wolf J.M., De Boer S.H. Bacterial pathogens of potato. Elsevier. -2007.

104. Van Vuurde J.W.L., de Vries P.M. Detectie van Pathogene Erwinia spp. van Aardappel in Oppervlaktewater in de Periode 1988-1991.Wageningen,

105. Netherlands: IPO-DLO, IPO-DLO report no. 92-01. 1992.

106. Research, Agrifood Research Working Papers no. 142, 30. 2007.

107. Van Vuurde J.W.L., De Vries P.M. Population dynamics of Erwiniaj carotovora subsp. atroseptica on the surface of intact and wounded seedfi1 potatoes during storage // Journal of Applied Microbiology. 1994. 76, 56875.

108. Van Der Zaag D., Horton D., Potato production and utilization in world perspective with special reference to the tropics and sub-tropics // Potato Research. 1983. 26, 323-62.

109. Velvis H., Van Der Wolf J. Bacterievrije pootgoedteelt, een uitdaging -eindrapportage 2005 2008. In.: HZPC, PRI. - 2009.

110. Verdonck L., Mergaert J., Rijckaert C., Swings J., Kersters K. & De Ley J. Genus Erwinia: numerical analysis of phenotypic features. // Int J Systj Bacteriol- 1987. 37,4-18.5

111. Waldee E. L. Comparative studies of some peritrichous phytopathogenic1. ,i bacteria. // Iowa State J Sei 1945. 19, 435-484i 137. Waleron M.,Waleron K., Lojkowska E., Genotypic characterisation of the

112. Erwinia genus by PCR-RFLP analysis of rpoS gene // Plant Protection; Science. 2002b. 38, 288-90.t.

113. Waleron M., Waleron K., Podhajska A.J., Lojkowska E. Genotyping of bacteria belonging to the former Erwinia genus by PCR-RFLP analysis of a recA gene fragment // Microbiology. 2002a. 148, 583-95.

114. Yahiaoui R., Jouan B., Andrivon D. Biochemical and molecular diversity among Erwinia isolates from potato in Algeria. // Plant Pathology 2003. 52: 28-40.

115. Yakrus M. & Schaad N. W. Serological relationships among strains of Erwinia chrysanthemi. // Phytopathology 1979. 69, 517-522.