Ca2+-чувствительность миозина поперечно-полосатых мышц позвоночных тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Малышев, Сергей Львович

• Малышев, Сергей Львович
• кандидат биологических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Малышев, Сергей Львович

I. ВВЕДЕНИЕ.

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

ГЛАВА 1. СТРУКТУРНАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ СОКРАТИТЕЛЬНЫХ БЕЖОВ

ПОПЕРЕЧНО-ПОЛОСАТЫХ МЫШЦ ПОЗВОНОЧНЫХ.

1.1. Структура миозиновой молекулы.

1.2. Структура миозиновых нитей.

1.3. Структура тонких (актин-содержащих) нитей.

ГЛАВА 2. СОВРЕМЕННЫЕ ПРЕДСТАВЛЕНИЯ О ПРИРОДЕ

МЕХАНОХИМИЧЕСКОГО СОПРЯЖЕНИЯ.

ГЛАВА 3. МОЛЕКУЛЯРНЫЕ МЕХАНИЗМЫ СА2+- РЕГУЛЯЦИИ

МЫШЕЧНОГО СОКРАЩЕНИЯ. ^:. Л .:.

3.1. Понятие Са2+-регуляции на уровне белков сократительного аппарата мышцы.

3.2. Понятия актинового и миозинового пути регуляции.

3.2.1. Запуск сокращения в поперечно-полосатых мышцах позвоночных: основные модели регуляции актинового типа.

3.2.1.1. Модель стерического блокирования.

3.2.1.2. Аллостерическая модель регуляции.

3.2.1.3. Кооперативная модель.

3.2.1.4. Структурные аспекты регуляции актинового типа.

3.2.2. Регуляция миозинового типа.

3.2.2.1. Запуск сокращения в поперечно-полосатых мышцах моллюсков: прямое связывание Са с регуляторным доменом миозина.

3.2.2.2. Запуск сокращения в гладких мышцах позвоночных: фосфорилирование РЛЦ.

3.3. Двойная регуляция.

3.4. Другие регуляторные системы в мышцах с актиновым и миозиновым типами регуляции запуска.

3.5. Вклад миозина поперечно-полосатых мышц позвоночных в Са2+-регуляцию сокращения.

3.5.1. Физиологическое значение фосфорилирования.

3.5.2. Прямое связывание ионов Са2+ с миозином.

3.5.3. Существенные легкие цепи (СЛЦ), как возможные модуляторы регуляторных свойств миозина.

РЕЗЮМЕ.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ.

И. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ГЛАВА 4. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

4.1. Выделение и очистка белковых препаратов.

4.1.1. Получение дефосфорилированного скелетного миозина.

4.1.2. Получение фосфорилированного скелетного миозина.

4.1.3. Получение сердечного миозина.

4.1.4. Получение скелетного миозина с избирательно удаленными РЛЦ ("ДТНБ-миозин").

4.1.5. Выделение и очистка актина.

4.2. Определение концентрации белков.

4.3. Измерение скорости АТФазной реакции реконструированного актомиозина.

4.4. Приготовление образцов для электронно-микроскопических исследований.

4.4Л. Формирование реконструированных миозиновых нитей.

4.4.2. Методика негативного окрашивания.

4.4.3. Электронно-микроскопические исследования.

4.5. Электрофорез в полиакриламидном геле.

4.5.1. Электрофорез в присутствии додецилсульфата натрия.

4.5.2. Электрофорез в присутствии мочевины.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

ГЛАВА 5 ВЛИЯНИЕ ИОНОВ Са2+ НА КАТАЛИТИЧЕСКУЮ АКТИВНОСТЬ

МИОЗИНА СКЕЛЕТНЫХ И СЕРДЕЧНЫХ МЫШЦ.

5.1. Постановка экспериментальной задачи.

5.2. Актин-активируемая АТФазная активность скелетного и сердечного миозинов при jj.=0.12.

5.3. Актин-активируемая АТФазная активность скелетного и сердечного миозинов при |л=0.05.

5.4. Сравнение АТФазных свойств колоночного и доколоночного скелетных миозинов.

5.5. Влияние фосфорилирования РЛЦ на АТФазные свойства скелетного миозина.

5.6. Сохранность легких цепей миозина поперечно-полосатых мышц, как один из главных критериев проявления Са2+-чувствительности его АТФазных свойств.

5.6.1. АТФазная активность скелетного миозина с удаленной РЛЦ.

5.6.2. АТФазная Са2+-чувствительность и сохранность СЛЦ.

5.7. Обсуждение.

ГЛАВА 6. ВЛИЯНИЕ ИОНОВ Са2+НА СТРУКТУРУ РЕКОНСТРУИРОВАННЫХ

НИТЕЙ МИОЗИНА ПОПЕРЕЧНО-ПОЛОСАТЫХ МЫШЦ ПОЗВОНОЧНЫХ.

6.1. Постановка экспериментальной задачи.

6.2. Са2+-зависимые изменения структуры реконструированных нитей миозина поперечно-полосатых мышц позвоночных в растворе, не содержащем АТФ (модели кальциевого и бескальциевого ригора).

6.2.1. Структура нитей дефосфорилированного миозина.

6.2.2. Структура нитей фосфорилированного миозина.

6.2.3. Структура нитей миозина с удаленными РЛЦ.

6.3. Са2+-зависимые изменения структуры реконструированных нитей миозина поперечно-полосатых мышц позвоночных в АТФ-содержащем растворе.

6.4. Связь между структурной и АТФазной Са -чувствительностью миозина.

6.5. Обсуждение.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Ca2+-чувствительность миозина поперечно-полосатых мышц позвоночных»

В основе мышечного сокращения лежит скольжение толстых (миозин-содержащих) и тонких (актин-содержащих) нитей относительно друг друга без изменения их длины (гипотеза "скольжения" (A. Huxley & Niedergerke, 1954; Н. Huxley & Hanson, 1954). Согласно общепринятым представлениям (Н. Huxley, 1969; A. Huxley & Simmons, 1971), скольжение происходит благодаря структурным перестройкам в миозиновых "головках", расположенных на поверхности толстых нитей, при их циклическом взаимодействии с актиновыми мономерами тонких нитей. Этот процесс обеспечивается энергией гидролиза АТФ АТФазой миозина, активируемой актином, и запускается увеличением

7 5 внутрисаркомерной концентрации свободного кальция от 10" М до 10" М. В последнее время достигнут значительный прогресс в изучении структуры актина и головок миозина на атомном уровне (Holmes et al., 1990; Rayment et al., 1993), однако молекулярные основы механизма генерации силы и ее Са2"1 - регуляции до сих пор окончательно не ясны.

Поперечно-полосатые мышцы позвоночных, скелетные и сердечные, традиционно служат основным объектом мышечных исследований. Они изучены более детально, чем, например, гладкие мышцы или мышечные системы беспозвоночных. Получить качественно новую информацию об этих мышцах крайне сложно, поскольку новые экспериментальные данные интерпретируются, как правило, в русле классических моделей. К примеру, ключевым событием в запуске сократительной активности скелетных и сердечных мышц

2 1 является присоединение Са к тропонину С тропонин-тропомиозинового комплекса, локализованного на тонких нитях ("актиновый тип" регуляции) (Ebashi & Endo, 1968). Как следствие, большинство работ в области Са21- регуляции поперечно-полосатых мышц акцентируют основное внимание на тонких нитях и направлены на уточнение той или иной модели регуляции актинового типа. В то же время, роль миозина в регуляции поперечнополосатых мышц до сих пор не выяснена. Предполагается, что в этих мышцах он выполняет модулирующую" функцию, т.е., не играя принципиального значения при запуске сокращения, он способен при определенных условиях контролировать динамику сократительного акта. При этом, прежде всего имеется ввиду влияние фосфорилирования миозина на силу и скорость сокращения.

На сегодняшний день можно сказать, что общие принципы регуляции сокращения, в первую очередь, запуска сокращения, более или менее изучены, однако многие важные детали, а, главное, необычайная сложность этого процесса только начинают осмысливаться. Это справедливо в отношении всех известных типов мышечной регуляции. Так, в случае гладких мышц позвоночных и поперечно-полосатых мышц моллюсков миозину отводилась исключительная роль в запуске сократительной активности (регуляция "миозинового типа"). Долгое время считалось, что в гладких мышцах регуляция сокращения полностью исчерпывается циклом Са21 -зависимого фосфоршшрования/дефосфорилирования регуляторной легкой цепи (РЛЦ) миозина (Hartshorne, 1987), а в поперечно-полосатых мышцах моллюска- прямым присоединением Са2' к высокоспецифичному участку связывания, образуемому двумя легкими цепями и участком тяжелой цепи миозина в так называемом регуляторном домене (Xie et al., 1994). Между тем, в последнее десятилетие классические представления о Са -регуляции сокращения в мышцах с "миозиновым типом" регуляции подверглись существенной ревизии. В гладких мышцах была открыта регуляторная система тонких нитей, включающей в себя белки тропомиозин, кальдесмон и кальпонин (см. Horovitz et al., 1996); в регуляции поперечно-полосатых мышц моллюсков показано участие тропонинов (Shiraishi et al., 1999). Таким образом, имеются основания полагать, что Са2+-регуляция сокращения во всех типах мышц является комплексной. Именно в этом направлении происходит эволюция представлений о регуляции в поперечнополосатых мышцах позвоночных: современные модели регуляции актинового типа постулируют активное участие миозиновых головок в реализации Са2-зависимых структурных событий, активирующих тонкие нити при запуске сокращения (см. Lehrer, 1994; Squire & Morris, 1998).

В то же время работ, посвященных исследованию собственных Са2+-связывающих свойств миозина поперечно-полосатых мышц позвоночных, практически нет, а те, что есть, не имеют должного научного резонанса. Отдельные сообщения о Са -зависимости актин-активируемой АТФазы скелетного миозина в отсутствие тропонин-тропомиозинового комплекса (Lehman, 1978; Chin & Rowe, 1982; Pulliam et al., 1983; Freydina et al., 1986) воспринимаются скептически большинством исследователей, ввиду отсутствия четких критериев воспроизводимости этих результатов. Тестирование структурных реакций на Са21 у изолированных молекул миозина (изменение конформационных характеристик при связывании Са21) в условиях, заведомо далеких от физиологических, не позволяют рассматривать их в связи с событиями, происходящими в живой мышце.

В настоящей работе мы поставили цель изучить действие ионов Са в концентрациях, соответствующих состояниям покоя и активации, на функционально важные каталитические и структурные свойства миозина скелетных и сердечных мышц и формируемых им нитей. В качестве таковых нами были выбраны:

- АТФазная активность в in vitro системе из реконструированных нитей чистого миозина и актина (актин-активируемая АТФаза миозина);

- положение миозиновых мостиков на поверхности реконструированных миозиновых нитей.

Изучение проведено с использованием биохимических методов для измерения АТФазной активности и электронной микроскопии для тестирования структурных характеристик. Выбор реконструированных нитей миозина, в качестве адекватной in vitro модели для изучения структурно-функциональных свойств миозина представляется оправданным. Это позволяет избежать многозначностей в интерпретации получаемых результатов, что было бы неизбежно в случае использования более комплексных систем, и адресовать обнаруженные свойства конкретно к миозину.

Конечно, упрощенная модель имеет свои минусы и здесь важно подобрать правильные методические подходы, которые позволили бы их избежать. Мы применили комплексный подход, сочетающий тестирование АТФазных свойств с параллельным наблюдением за структурным поведением миозиновых мостиков, как максимально отвечающий поставленной задаче проанализировать разные стороны Са2+-чувствительности миозина, включая условия ее проявления. Например, в выбранной in vitro системе миозиновые и актиновые нити взаимодействуют стохастически, поэтому получаемые in vitro данные по АТФазной активности необходимо с известной осторожностью переносить на живую мышцу, где положение актин- и миозин-содержащих нитей фиксировано. Это задает

2+ свободу трактовки: либо считать Са -зависимые изменения АТФазной активности, если они есть, in vitro феноменом, либо считать их важным подтверждением вклада миозина в Са -регуляцию АТФазной активности in vivo, подразумевая, что в мышце эти изменения будут более выраженными, чем в условиях свободного доступа миозина и актина. Электронно-микроскопическое (ЭМ) тестирование расположения миозиновых мостиков представляется более продуктивным, в том смысле, что структурное поведение миозина не зависит от актинового партнера и, следовательно, реально отражает его специфическое свойство, которое нельзя не учитывать в моделях Са -регуляции. Сопоставляя АТФазные и структурные данные о влиянии Са2+, полученные на одних и тех же препаратах миозиновых нитей, мы получаем возможность анализировать результаты по АТФазной активности в качестве критерия функционального состояния миозина, определяющего его способность или, наоборот, неспособность к

Са2+

-зависимому структурному поведению. Подобного рода "паспортизация" белка создает фундамент для дальнейшего выяснения локализации субмолекулярных структур, отвечающих за Са2+-зависимые свойства миозина.

11

В заключение следует заметить, что детализация вклада миозина в общий процесс регуляции сократительной активности имеет не только фундаментальную, но и прикладную ценность, поскольку нарушения регуляции, связанные с изменениями структурно-функциональных характеристик этого белка, лежат в основе ряда миопатий, включая кардиомиопатии.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Малышев, Сергей Львович

ВЫВОДЫ

Миозин поперечно-полосатых мышц позвоночных обладает и ферментативной, и структурной Са2+-чувствительностью, которая может иметь физиологическое значение в Са2+-регуляции сокращения. Она характеризуется следующими признаками.

1. В in vitro условиях, приближенных к физиологическим (ионная сила 0.12, рН 7.0), в диапазоне рСа 7.4 - 4.6, актин-активируемая АТФаза дефосфорилированного миозина скелетных и сердечных мышц обладает Са2+-чувствительностью, уровень которой не коррелирует с общим уровнем ее активности.

2+

2. Дефосфорилированный скелетный и сердечный миозин обладает структурной Са -чувствительностью. Она выражается в отходе миозиновых мостиков от ствола реконструированной нити при повышении концентрации Са2+ от рСа 7.4 до рСа 4.6, в результате чего нарушается осевая периодичность в расположении ярусов миозиновых мостиков на поверхности нити (переход "порядок-беспорядок").

3. При повышении уровня Са2+ от ствола нити отходят не только миозиновые головки, но и субфрагменты-2.

4. Детерминантом АТФазной и структурной Са2+-чувствительности является регуляторная легкая цепь миозина. Для их проявления также важна существенная легкая цепь миозина

5. Фосфорилирование миозина приводит к исчезновению АТФазной и структурной Са -чувствительности в условиях in vitro, возможно, вследствие активации актин-активируемой АТФазы миозина и отходу большой части миозиновых мостиков при низкой концентрации Са2+

6. Структурная Са2+-чувствительность требует интактности миозиновой молекулы в большей степени, чем Са2+-чувствительность АТФазы. Таким образом, способность миозиновых мостиков к Са2+-зависимому движению может служить хорошим тестом нативности миозиновых препаратов, что чрезвычайно важно для множества исследований, проводимых на миозине.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Малышев, Сергей Львович, 2001 год

1. Левицкий Д.И. (1986) Легкие цепи миозина и их роль в регуляции мышечного сокращения. Успехи биол. химии, 27: 74-101.

2. Леднев В В. Некоторые аспекты регуляции мышечного сокращения (аналитический обзор). В кн.: Структурные основы регуляции биологической подвижности, М., Наука, 1980, с. 221-270.

3. Леднев В.В., Франк Г.М. (1977) Структурная неэквивалентность субъединиц Ф-актина и ее возможное значение в регуляции АТФазной активности и развитии напряжения в скелетных мышцах. Биофизика, 22: 376-387.

4. Лукоянова НА., Игнатьев ДА., Колаева С.Г., Подлубная З.А. (1997) Изучение АТФазных и регуляторных свойств миозина скелетных мышц сусликов Citellus undulatus на разных стадиях зимней спячки. Биофизика, 42: 343-348.

5. Ширинский В.П. Белки-регуляторы актомиозина и их роль в сокращении гладких мышц. Дисс. докт. биол. наук, Москва, 1999.

6. Adelstein R.S., Eisenberg Е. (1980) Regulation and kinetics of the actin-myosin-ATP interaction. Ann. Rev. Biochem., 49: 921-956.

7. Adhikari В., Hideg K., Fajer P. (1997) Independent mobility of catalytic and regulatory domains of myosin heads. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94: 9643-9647.

8. Alexis M.N., Gratzer W.B. (1978) Interaction of skeletal muscle light chains with calcium ions. Biochemistry,, v. 17: 2319-2325.

9. Al-Khayat H.D., Yagi N., Squire J.M. (1995) Structural changes in actin-tropomyosin during muscle regulation: computer modelling of low-angle X-ray diffraction data. J. Mol. Biol., 252: 611-632.

10. Anson M., Geeves M.A., Kurzawa S.E., Manstein D.J. (1996) Myosin motors with artificial lever arms. EMBO J., 15: 6069-6074.

11. Bagshaw C.R. & Reed G.H. (1977) The significance of the slow dissociation of divalent metal ions from myosin regulatory light chains. FEBS Lett., 81: 386-390.

12. Borejdo J & Werber M.M. (1982) Binding of calcium and magnesium to myosin in skeletal muscle myofibrils. Biochemistry, 21: 549-555.

13. Borovikov Yu.S., Levitskii D.I., Kirillina VP., Poglazov B.F. (1982) Effect of Ca2+-binding to 5,5'-dithiobis(2-nitrobenzoic acid) light chains on conformational changes of F-actin caused by myosin subfragment-1. Eur. J. Biochem., 125: 343-347.

14. Bottinelli R., Betto R., Schiaffino S., Reggiani C. (1994) Unloaded shortening velocity and myosin heavy chain and alkali light chain isoform composition in rat skeletal muscle fibres. J. Physiol., 478: 341-349.

15. Bremel R.D., Murray J.M., Weber A. (1973) Manifestations of cooperative behavior in the regulated actin filament during actin-activated ATP hydrolysis in the presence of calcium. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol., 37: 267-275.

16. Cantino M.E. & Squire J.M. (1986) Resting myosin cross-bridge configuration in frog muscle thick filaments. J. Cell Biol., 102: 610-618.

17. Cardinaud R. & Kakol I. (1985) Influence of the regulatory light chain of fast skeletal muscle myosin on its interaction with actin in the presence and absence of ATP. Biochim. Biophys. Acta,832: 80-88.

18. Cheney R.E. & Mooseker M.S. (1992) Unconventional myosins. Curr. Opin. Cell Biol., 4: 2735.

19. Chin Т.К. & Rowe A.J. (1982) Biochemical properties of native myosin filaments. J. Muscle Res. Cell Motil., 3, p. 118.

20. Chew M.W. & Squire J.M. (1995) Packing of alpha-helical coiled-coil myosin rods in vertebrate muscle thick filaments. J. Struct. Biol., 115: 233-249.

21. Chowrashi P.K., Pemrick S.M., Pepe F.A. (1989) LC2 involvement in assembly of skeletal myosin filaments. Biochim. Biophys. Acta, 990: 216-223.

22. Clarke ML., Hofman W., Wray J.S. (1986) ATP binding and crossbridge structure in muscle. J. Mol. Biol., 191: 581-585.

23. Craig R. (1977) Structure of A-segments from frog and rabbit skeletal muscle. J. Mol. Biol., 109: 69-81.

24. Cremo C.R., Sellers J.R., Facemyer K.C. (1995) Two heads are required for phosphorylation-dependent regulation of smooth muscle myosin. J. Biol. Chem., 270: 2171-2175.

25. Diffee G.M., Patel J.R., Reinach F.C., Greaser M.L., Moss R.L. (1996) Altered kinetics of contraction in skeletal muscle fibers containing a mutant myosin regulatory light chain with reduced divalent cation binding. Biophys. J., 71: 341-350.

26. Ebashi S. & Endo M. (1968) Calcium ions and muscle contraction. Prog. Biophys. Mol. Biol., 18: 123-183.

27. Ebashi S. & Kuwayama H. (1994) Is phosphorylation the main physiological action of myosin light chain kinase? Can. J. Physiol. Pharmacol., 72: 1377-1379.

28. Egelman E.H. & Orlova A. (1995) Allostery, cooperativity, and different structural states in F-actin. J. Struct. Biol., 115: 159-162.

29. Eldin P., Cathisrd A., Anoal M., Leger J., Mornet D., Leger J.J., Cornillon B. (1994) Probing conformational changes within LC2 domains of cardiac myosin. Biochemistry, 33: 1255812564.

30. Elliott A. & Offer G. (1978) Shape and flexibility of the myosin molecule. J. Mol. Biol., 123: 505-519.

31. Farah C.S. & Reinach F.C. (1995) The troponin complex and regulation of muscle contraction. FASEB J., 9: 755-767.

32. Fewell J.G., Hewett Т.Е., Sanbe A., Klevitsky R, Hayes E., Warshaw D., Maughan D., Robbins J. (1998) Functional significance of cardiac myosin essential light chain isoform switching in transgenic mice. J. Clin. Invest., 101: 2630-2639.

33. Fisher A.J., Smith C.A., Thoden J., Smith R., Sutoh K., Holden H.M., Rayment I. (1995) Structural studies of myosin:nucleotide complexes: A revised model for the molecular basis of muscle contraction. Biophys. J., 68 Suppl.: 19S-28S.

34. Frado L-L.Y. & Craig R.J. (1989) Structural changes induced in Ca2+-regulated myosin filaments by Ca2+ and ATP. J. Cell. Biol., 109: 529-538.

35. Freydina N.A., Vishnevskaya Z.I., Udaltsov S.N., Podlubnaya Z.A. (1986) Effect of C-protein and DTNB-light chains on actomyosin ATPase activity at various ionic strengths and Ca2+-level. Acta Biophys. Biochim. Hung., 21: 247-256.

36. Fromherz S. & Szent-Gyrgyi A.G. (1995) Role of essential light chain EF hand domains in calcium binding and regulation of scallop myosin. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 92: 7652-7656.

37. Goldberg A. & Lehman W. (1978) Troponin-like proteins from musles of the scallop, Aequipecten irradians. Biochem J., 171: 413-418.

38. Godfrey J.E. & Harrington W.F. (1970) Self-association in the myosin system at high ionic strength. II. Evidence for the presence of a monomer-dimer equilibrium. Biochemistry, 9: 894908.

39. Goodson H.V., Warrick H.M., Spudich J.A. (1999) Specialized conservation of surface loops of myosin: evidence that loops are involved in determining functional characteristics. J. Mol. Biol., 287: 173-185.

40. Gornall A.G., Bardawill C.J., David M.M. (1949) Determination of serum proteins by means of the biuret reaction. J. Biol. Chem., 177: 751-766.

41. Greene L.E. (1982) The effect of nucleotide on the binding of myosin subfragment 1 to regulated actin. J. Biol. Chem., 257: 13993-13999.

42. Gregorio C.C., Granzier H., Sorimachi H., Labeit S. (1999) Muscle assembly: a titanic achievement? Cur. Opin. Cell Biol., 11: 18-25.

43. Gulati J., Sonnenblick E., Babu A. (1990) The role of troponin С in the length dependence of Ca2+-sensitive force of mammalian skeletal and cardiac muscle. J. Physiol. (Lond.), 441: 305324.

44. Hanson J., Lednev V., O'Brien E.J., Bennett P.M. (1972) Structure of the actin-containing filaments in vertebrate skeletal muscle. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 37: 311-318.

45. Hanson J., O'Brien E.J., Bennett P.M. (1971) Structure of the myosin-containing filament assembly (A-segment) separated from frog skeletal muscle. J. Mol. Biol., 58: 865-871.

46. Harrington W.F., Karr Т., Busa W.B., Lovell S.J. (1990) Contraction of myofibrils in the presence of antibodies to myosin subfragment 2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 87: 7453-7456.

47. Hartshorne D. (1987) Biochemistry of the contractile process in smooth muscle. In: Physiology of the gastrointestinal tract. Raven Press, New-York, 423-482.

48. Haselgrove J.C. (1973) X-ray evidence for a conformational change in the actin-containing filaments of vertebrate striated muscle. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 37: 341-352.

49. Haselgrove J.C. & Huxley H.E. (1973) X-ray evidence for radial cross-bridge movement and for the sliding filament model in actively contracting skeletal muscle. J. Mol. Biol., 77: 549568.

50. Haselgrove J.C. (1975) X-ray evidence for conformational changes in the myosin filaments of vertebrate striated muscle. J. Mol. Biol., 92: 113-143.

51. Haselgrove J.C. (1980) A model of myosin crossbridge structure consistent with the low-angel X-ray diffraction pattern of vertebrate muscle. J. Muscle Res. Cell Motil., 1: 177-191.

52. Hayashibara T. & Miyanishi T. (1994) Binding of the amino-terminal region of myosin alkali 1 light chain to actin and its effect on actin-myosin interaction. Biochemistry, 33: 12821-12827.

53. Henry G.D., Winstanley M.A., Dalgarno D.C., Scott G.M., Levine B.A., Trayer I.P. (1985) Characterization of the actin-binding site on the alkali light chain of myosin. Biochim. Biophys. Acta, 830: 233-243.

54. Hill T.L., Eisenberg E., Greene L.E. (1980) Theoretical model for cooperative equilibrium binding of myosin subfragment-1 to the actin-troponin-tropomyosin complex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 77: 3186-3190.

55. Hitchcook S.E., Huxley H.E., Szent-Gyorgyi A.G. (1973) Calcium-sensitive binding of troponin to actin-tropomyosin: a two- site model for troponin action. J. Mol. Biol., 80: 825-836.

56. Ho G.Y. & Chisholm R.L. (1997) Substitution mutations in the myosin essential light chain lead to reduced actin-activated ATPase activity despite stoichiometric binding to the heavy chain. J. Biol. Chem., 272: 4522-4527.

57. Holmes K.C., Popp D., Gebhard W., Kabsch W. (1990) Atomic model of the actin filament. Nature, 347: 44-49.

58. Holroyde M.J., Potter J.D., Solaro R.J. (1979) The calcium binding properties of phosphorylated and unphosphorylated cardiac and skeletal myosins. J. Biol. Chem., 254: 64786482.

59. Hopkins S C., Sabido-David C., Corrie J.E.T., Irving M., Goldman Y.E. (1998) Fluorescence polarization transients from rhodamine isomers on the myosin regulatory light chain in skeletal muscle fibers. Biophys. J., 74: 3093-3110.

60. Horovitz A., Menice C.B., Laporte R. Morgan K.G. (1996) Mechanisms of smooth muscle contraction. Physiol. Rev., 76: 967-1003.

61. Houdusse A. & Cohen C. (1996) Structure of the regulatory domain of scallop myosin at 2 A resolution: implications for regulation. Structure, 4: 21-32.

62. Hudson L., Harford J.J., Denny R.C., Squire J.M. (1997) Myosin head configuration in relaxed fish muscle: resting state myosin heads must swing axially by up to 150 A or turn upside down to reach the rigor. J. Mol. Biol., 273: 440-455.

63. Huxley H.E. & Hanson J. (1954) Changes in the cross-striations of muscle during contraction and stretch and their structural interpretation. Nature, 173: 973-976.

64. Huxley A.F. & Niedergerke R. (1954) Structural changes in muscle during contraction. Interference microscopy of living muscle cells. Nature, 173: 971-973.

65. Huxley A.F. & Simmons R.M. (1971) Proposed mechanism of force generation in striated muscle. Nature, 233: 533-536.

66. Huxley H.E. (1963) Electron microscope studies on the structure of natural and synthetic protein filaments from striated muscle. J. Mol. Biol., 7: 281-308.

67. Huxley H.E. (1969) The mechanism of muscular contraction. Science, 164: 1356-1366.

68. Huxley H.E. (1973) Structural changes in the actin- and myosin- containing filaments during contraction. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 37: 361-376.

69. Huxley H.E. & Brown W. (1967) The low angle X-ray diagram of vertebrate striated muscle and its behavior during contraction and rigor. J. Mol. Biol., 30: 383-431.

70. Ikebe M. & Morita J. (1991) Identification of the sequence of the regulatory light chain required for the phosphorylation-dependent regulation of actomyosin. J. Biol. Chem., 266: 21339-21342.

71. Ikebe M, Hartshorne D.J, Elzinga M. (1986) Identification, phosphorylation, and dephosphorylation of a second site for 20,000-dalton light chain of smooth muscle myosin. J. Biol. Chem, 261: 36-39.

72. Ikebe M, Reardon S, Mitani Y, Kamisoyama H, Matsuura M, Ikebe R. (1994) Involvement of the C-terminal residues of the 20,000-dalton light chain of myosin on the regulation of smooth muscle actomyosin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91: 9096-9100.

73. Ikebe M, Ikebe R, Kamisoyama H, Reardon S, Schwonek J.P, Sanders II C.R, Matsuura M. (1994) Function of the NH2-terminal domain of the regulatory light chain on the regulation of smooth muscle myosin. J. Biol.Chem, 269: 28173-28180 (a).

74. Itakura S, Yamakawa H, Toyoshima Y.Y, Ishijima A., Kojima T, Harada Y, Yanagida T, Wakabayashi Т., Sutoh K. (1993) Force-generating domain of myosin motor. Biochem. Biophys. Res. Commun, 196: 1504-1510

75. Jancso A. & Szent-Gyorgyi A.G. (1994) Regulation of scallop myosin by the regulatory light chain depends on a single glycine residue. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, v. 91: 8762-8766.

76. Jontes J.D, Wilson-Kubalek E.M, Milligan R.A. (1995) A 32° tail swing in brush border myosin I on ADP release. Nature, 378: 751-753.

77. Kabsch W, Mannherz H.G, Suck D, Pai E.F, Holmes K.C. (1990) Atomic structure of the actin.DNase I complex. Nature, 347: 37-44.

78. Kakol I, Kasman K., Michnicka M. (1982) The phosphorylation-dephosphorylation process as a myosin-linked regulation of superprecipitation of fast skeletal muscle actomyosin. Biochim. Biophys. Acta, 704: 437-443.

79. Kalabokis V.N, O'Neall-Hennessey E, Szent-Gyorgyi A.G. (1994) Regulatory domains of myosins: Influence of heavy chain on Ca2+-binding. J. Muscle Res.Cell Motil, 15 :547-553.

80. Kamm K.E. & Stull J.T. (1989) Regulation of smooth muscle contractile filaments by second messenger. Annu. Rev. Physiol., 51: 299-313.

81. Kardami E., Alexis M., de la Paz P., Gratzer W. (1980) Phosphorylation and the binding of calcium and magnesium to skeletal myosin. Eur. J. Biochem., 110: 153-160.

82. Kardami E. & Gratzer W. (1982) Conformational effects of cation binding to myosin and their relation to phosphorylation. Biochemistry, 21: 1186-1191.

83. Kensler R.W. and Stewart M. (1983) Frog skeletal muscle thick filaments are three-stranded. J. Cell Biol., 96: 1797-1802.

84. Kensler R.W. & Stewart M. (1986) An ultrastructural study of cross-bridge arrangement in the frog thigh muscle thick filament. Biophys. J., 49: 343-351.

85. Kensler R.W. & Stewart M. (1993) The relaxed crossbridge pattern in isolated rabbit psoas muscle thick filaments. J. Cell Sci., 105: 841-848.

86. Kensler R.W., Peterson S., Norberg M. (1994) The effects of changes in temperature or ionic strength on isolated rabbit and fish skeletal muscle thick filaments. J. Muscle. Res. Cell Motil., 15: 69-79.

87. Kensler R.W. & Woodhead J.L. (1995) The chicken muscle thick filament: temperature and the relaxed cross-bridge arrangement. J. Muscle Res. Cell Motil., 16: 79-90.

88. Kinose F., Wang S.X., Kidambi U.S., Moncman C.L., Winkelmann D A. (1996) Glycine 699 is pivotal for the motor activity of skeletal muscle myosin. J. Cell Biol., 134: 895-909.

89. Knight, P.J. (1996) Dynamic behavior of the head-tail junction of myosin. J. Mol. Biol., 255: 269-274.

90. Kress M., Huxley HE., Faruqi A.R., Hendrix J. (1986) Structural changes during activation of frog muscle studied by time-resolved X-ray diffraction. J Mol.Biol., 188: 325-342.

91. Kretsinger R.H. (1980) Structure and evolution of the calcium-modulated proteins. CRC Crit. Rev. Biochem., 8: 119-174.

92. Lanzetta P.A., Alvarez L.J., Reinach P.S., Candia O.A. (1979) An improved assay for nanomole amounts of inorganic phosphate. Analytical Biochem., 100: 95-97.

93. Lehman W. & Szent-Gyorgyi A.G. (1975) Regulation of muscular contraction. Distribution of actin control and myosin control in the animal kingdom. J. Gen. Physiol., 66: 1-30.

94. Lehman W., Vibert P., Uman P. Craig R. (1995) Steric blocking by tropomyosin vizualized in relaxed vertebrate thin filaments. J. Mol. Biol., 251: 191-196.

95. Lehman W. (1978) Thick-filament-linked calcium regulation in vertebrate skeletal muscle. Nature, 274: 80- 81.

96. Lehrer S.S. & Morris E.P. (1982) Dual effects of tropomyosin and troponin-tropomyosin on actomyosin subfragment 1 ATPase. J. Biol. Chem., 257: 8073-8080.

97. Lehrer S.S. (1994) The regulatory switch of the muscle thin filament: Ca2+ or myosin heads? J Muscle Res.Cell Motil., 15: 232-236.

98. Lehrer S.S. & Geeves M.A. (1998) The muscle thin filament as a classical cooperative / alio steric regulatory system. J. Mol. Biol., 277: 1081-1085.

99. Levine R.J.C. (1993) Evidence for overlapping myosin heads on relaxed thick filaments of fish, frog and scallop striated muscles. J. Struct. Biol., 110: 99-110.

100. Levine, R.J.C. (1997) Differences in myosin head arrangement on relaxed thick filaments from Lethocerus and rabbit muscles. J. Muscle Res. Cell Motil., 18: 529-543.

101. Levine R.J.C., Kensler R.W., Yang Z,3 Stull J.T., Sweeney H.L. (1996) Myosin light chain phosphorylation affects the structure of rabbit skeletal muscle thick filaments. Biophys. J., 71: 898-907.

102. Levine R.J.C., Yang Z., Stull J.T., Sweeney H.L. (1998) Structural and functional responses of mammalian thick filaments to alterations in myosin regulatory light chains. J. Struct. Biol., 122: 149-161.

103. Lorenz M., Popp D., Holmes K.C. (1993) Refinement of the F-actin model against X-ray fiber diffraction data by the use of a directed mutation algorithm. J. Mol. Biol., 234: 826-836.

104. Lovell, S., Karr Т., Harrington W.F. (1988) Suppression of contractile force in muscle fibers by antibody to myosin subfragment 2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 85: 1849-1853.

105. Lowey S. & Trybus K.M. (1995) Role of skeletal and smooth muscle myosin light chain. Biophys. J., 68 (Suppl 2): 120s-127s.

106. Lowey S., Slayter H.S., Weeds A.G., Baker H. (1969) Substructure of the myosin molecule. I. Subfragments of myosin by enzymic degradation. J. Mol. Biol., 42: 1-29.

107. Lowey S., Waller G.S., Trybus K.M. (1993a) Function of skeletal muscle myosin heavy and light chain isoforms by an in vitro motility assay. J. Biol. Chem., 268: 20414-20418.

108. Lowey S., Waller G.S., Trybus K.M. (1993b) Skeletal muscle myosin light chains are essential for physiological speeds of shortening. Nature, 365: 454-456.

109. Lowy J., Popp D., Stewart A.A. (1991) X-ray studies of order-disorder transitions in the myosin heads of skinned rabbit psoas muscles. Biophys. J., 60: 812-824.

110. Lymn R.W. & Taylor E.W. (1971) Mechanism of adenosine triphosphate hydrolysis of actomyosin. Biochemistry, 10: 4617-4624.

111. Margossian S.S., Krueger J.W., Sellers J.R., Cuda G., Caulfield J.B., Norton P., Slayter H.S. (1991) Influence of the cardiac myosin hinge region on contractile activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88: 4941-4945.

112. Margossian S.S., White H.D., Caulfield J.B., Norton P., Taylor S„ Slayter H.S. (1992) Light chain 2 profile and activity of human ventricular myosin during dilated cardiomyopathy. Circulation, 85:1720-1733.

113. Margossian S.S., White H.D., Lefford J., Holt J.C., Malhotra A., Stafford W.F., Slayter H.S. (1993) Functional effects of LCl-reassociation with cardiac papain MgFSl. J. Muscle Res.Cell Motil., 14: 3-14.

114. Margossian S., Bhan A.K., Slayter H.S. (1983) Role of the regulatory light chains in skeletal muscle actomyosin ATPase and in minifilament formation. J. Biol. Chem., 258: 13359-13369.

115. Margossian, S.S. (1985) Reversible dissociation of dog cardiac myosin regulatory light chain 2 and its influence on ATP hydrolysis. J. Biol. Chem., 260: 13747-13754.

116. Margossian S.S., Huiatt T.W., Slayter H.S. (1987) Control of filament length by the regulatory light chains in skeletal and cardiac myosin. J. Biol. Chem., 262: 5791-5696.

117. Martin H. & Barsotti R.J. (1994) Activation of skinned trabeculae of the guinea pig induced by laser photolysis of caged'ATP. Biophys. J. 67: 1933-1941.

118. McKillop D.F.A. & Geeves M.A. (1993) Regulation of the interaction between actin and myosin subfragment 1: evidence for three states of the thin filament. Biophys. J., 65: 693-701.

119. Metzger J.M. & Moss R.L. (1992) Myosin light chain 2 modulates calcium-sensitive cross-bridge transitions in vertebrate skeletal muscle. Biophys. J., 63: 460-468.

120. Miki M., Miura Т., Sano K-I., Kimura H., Kondo H., IshidaH., Maeda Y. (1998) Fluorescence resonance energy transfer between points on tropomyosin and actin in skeletal muscle thin filaments: Does tropomyosin move? J. Biochem., 123: 1104-1111.

121. Milligan R.A., Whittaker M., Safer D. (1990) Molecular structure of F-actin and location of surface binding sites. Nature, 348: 217-221.

122. Moos C. (1973) Actin activation of heavy meromyosin and subfragment-1 ATPases; steady state kinetics studies. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 37: 137-143.

123. Morano I. & Haase H. (1997) Different actin affinities of human cardiac essential myosin light chain isoforms. FEBS Lett., 408: 71-74.

124. Morano I. & Ruegg J.C. (1986) Calcium sensitivity of myofilaments in cardiac muscle—effect of myosin phosphorylation. Basic. Res. Cardiol., 81 Suppl 1: 17-23.

125. Morano M., Zacharzowski U., Maier M., Lange P.E., Alexi-Meskishvili V., Haase H., Morano I. (1996) Regulation of human contractility by essential myosin light chain isoforms. J. Clin. Invest., 98: 467-473.

126. Moss R.L. (1992) Ca2+ regulation of mechanical properties of striated muscle. Mechanistic studies using extraction and replacement of regulatory proteins. Circ.Res., 70: 865-884.

127. Mrakovcic-Zenic A. & Reisler E. (1983) Light chain phosphorylation and cross-bridge conformation in myosin from verterate skeletal muscle. Biochemistry, 22: 525-530.

128. Murphy R.A. (1994) What is special about smooth muscle? The significance of covalent crossbridge regulation. FASEB J., 8: 311-318.

129. Palmer B.M. & Moore R.L. (1989) Myosin light chain phosphorylation and tension potentiation in mouse skeletal muscle. Am. J. Physiol., 257: C1012-C1019.

130. Patel J.R., Diffee G.M., Moss R.L. (1996) Myosin regulatory light chain modulates the Ca2+ dependence of the kinetics of tension development in skeletal muscle fibers. Biophys. J., 70: 2333-2340.

131. Pemrick S.M. (1977) Comparison of the calcium censitivity of actomyosin from native and LC -deficient myosin. Biochemistry, 16: 4047-4054.

132. Pemrick S.M. (1980) The phosphorylated L2 light chain of skeletal myosin is a modifier of the actomyosin ATPase. J. Biol. Chem., 255: 8836-8841.

133. Pepe F.A. (1971) Structure of the myosin filament of striated muscle. Progr. Biophys. Mol. Biol., 22: 75-95.

134. Persechini A., & Rowe A.J. (1984) Modulation of myosin filament conformation by physiological levels of divalent cation. J. Mol. Biol., 172: 23-39.

135. Persechini A., Stull J.T., Cooke R. (1985) The effect of myosin phosphorylation on the contractile properties of skinned rabbit skeletal muscle fibers. J. Biol. Chem., 260: 7951-7954.

136. Pinset-Harstrom I. & Truffy J. (1979) Effect of adenosine triphosphate, inorganic phosphate and divalent cations on the size and structure of synthetic myosin filaments. An electron microscopic study. J. Mol. Biol., 134: 173-188.

137. Podlubnaya Z., Kulikova N., D^browska R. (1999) The effect of Ca2+ on the structure of synthetic filaments of smooth muscle myosin. J. Muscle Res. & Cell Motil., 20: 547-554.

138. Podlubnaya Z.A., Kakol I., Moczarska A., Stepkowski D., Udaltsov S. (2000). Truncation of vertebrate striated muscle myosin light chains disturbs calcium-induced structural transitions in synthetic myosin filaments. J. Struct. Biol., 131: 225-233.

139. Pollard T.D. (1975) Electron microscopy of synthetic myosin filaments. Evidence for cross-bridge flexibility and copolimer formation. J. Cell Biol., 67: 93-104.

140. Prince H.P., Trayer H.R., Henry G.D., Trayer I.P., Dalgarno D.C., Levine B.A., Cary P.D., Turner C. (1981) Proton nuclear-magnetic-resonance spectroscopy of myosin subfragment 1 isoenzymes. Eur. J. Biochem., 121: 213-219.

141. Pulliam D.L., Sawina V., Levine R.J.C. (1983) Calcium sencitivity of vertebrate skeletal muscle myosin. Biochemistry, 22: 2324-2331.

142. Rayment I. (1996) The structural basis of the myosin ATPase activity. J. Biol. Chem., 271: 15850-15853.

143. Rayment I., Rypniewski W.R., Schmidt-Base K., Smith R., Tomchicl D.R., Benning M.W., Winkelmann D.A., Wesenberg G., Holden H.M. (1993) Three-dimensional structure of myosin subfragment-1: a molecular motor. Science, 261: 50-58.

144. Rees M. & Young M. (1967) Studies on the isolation and molecular properties of homogeneous globular actin. Evidence for a single polypeptide chain structure. J. Biol. Chem., 242: 4449-4458.

145. Rinne В., & Wray J.S. (1990) Effect of ionic conditions on the cross bridge array in relaxed rabbit muscle. J. Muscle Res. Cell Motil., 11: 67.

146. Saraswat L.D., King M., Lowey S. (1997) Essential light chain-1 modulates the actomyosin interaction in the absence of the N-terminal binding site. Biophys. J. 72, Suppl. 2(2): A18.

147. Sata M., Matsuura M., Ikebe M. (1986) Characterization of the motor and enzymatic properties of smooth muscle long SI and short HMM: role of the two-headed structure on the activity and regulation of the myosin motor. Biochemistry, 35: 11113-11118.

148. Schroder R.R., Hofmann W., Menetret J.-F., Holmes K.C., Goody R.S. (1992) Cryo-electron microscopy of vitrified muscle samples. Electron Microsc. Rev., 5: 171-192.

149. Sivaramakrishnan M. & Burke M. (1982) The free heavy chain of vertebrate skeletal myosin subfragment 1 shows full enzymatic activity. J. Biol. Chem., 257: 1102-1105.

150. Skubiszak L. (1993) Force generation in muscle. I. Molecular organization in the thick filament. Biocyb. Biomed. Eng., 13: 75-96.

151. Skubiszak L. (1996) Structure and functional significance of the thick filament. Biophysics, 41: 40-57.

152. Squire J. The structural basis of muscle contraction. N.- Y.-Lond., Plenum Press, 1981, 698 P

153. Squire J.M. (1986) Muscle myosin filaments: internal structure and crossbridge organization. Comm. Molec. Cell. Biophysics., 3: 155-177.

154. Squire J.M. & Morris E.P. (1998). A new look at thin filament regulation in vertebrate skeletal muscle. FASEB J., 12: 761 -771.

155. Stepkowski D, Babiychuk E.B, Danilova V.M, Kakol I. (1994) Skeletal muscle myosin regulatory light chains conformation affects the papain cleavage of Al light chains. Biochim. Biophys. Acta Protein Struct. Mol. Enzymol, 1209: 253-259.

156. Stepkowski D, Efimova N, Paczynska A, Moczarska A, Nieznanska H, Kakol I. (1997) The possible role of myosin Al light chain in the weakening of actin-myosin interaction. Biochim. Biophys. Acta, 1340: 105-114.

157. Stepkowski D, Szczesna D, Wrotek M, Kakol I. (1985) Factors influencing interaction of phosphorylated and dephosphorylated myosin with actin. Biochim. Biophys. Acta, 831: 321329.

158. Stepkowski D. (1995) The role of the skeletal muscle myosin light chains N-terminal fragments. FEBS Lett, 374: 6-11.

159. Stepkowski D„ Szczesna D, Babiychuk E.B, Borovikov Y.S, Kakol I. (1995) Significance of N-terminal fragment of myosin regulatory light chain for myosin-actin interaction. Biochemistry and Molecular Biology International, p. 677-684.

160. Stepkowski D, Osinska H, Szczesna D, Wrotek M, Kakol I. (1985) Decoration of actin filaments with skeletal muscle heavy meromyosin containing either phosphorylated or dephosphorylated regulatory light chains. Biochim. Biophys. Acta, 830: 337-340.

161. Strynadka N.C.J. & James M.N.G. (1989) Crystal structures of the helix-loop-helix calcium binding proteins. Annu. Rev. Biochem, 58: 951-998.

162. Sugi H, Kobayashi T, Gross T, Noguchi K, Karr T, Harrington W.F. (1992) Contraction characteristics and ATPase activity of skeletal muscle fibers in the presence of antibody to myosin subfragment 2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89: 6134-6137.

163. Suzuki Y, Yasunaga T, Ohkura R, Wakabayashi T, and Sutoh K. (1998) Swing of the lever arm of a myosin motor at the isomerization and phosphate-release steps. Nature, 396: 380-383.

164. Swartz D.R, Moss R.L, Greaser M.L. (1996) Calcium alone does not fully activate the thin filament for SI binding to rigor myofibrils. Biophys. J, 71: 1891-1904.

165. Sweeney H.L, Boeman B.F, Stull J.T. (1993) Myosin light chain phosphorylation in vertebrate striated muscle: regulation and function. Am. J. Physiol, 264: C1085-C1095.

166. Sweeney H.L, Yang Z, Zhi G, Stull J.T, Trybus K.M. (1994) Charge replacement near the phosphorylatable serine of the myosin regulatory light chain mimics aspects of phosphorylation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91: 1490-1494.

167. Sweeney H.L. (1995) Function of the N terminus of the myosin essential light chain of vertebrate striated muscle. Biophys. J. 68 Suppl.: 112S-119S.

168. Szczesna D., Sobieszek A., Kakol I. (1987) Binding of phosphorylated and dephosphorylated heavy meromyosin to F-actin. FEBS Lett., 210: 177-180.

169. Szczesna D., Zhao J., Potter J.D. (1996) The regulatory light chains of myosin modulate cross-bridge cycling in skeletal muscle. J. Biol. Chem., 271: 5246-5250.

170. Takahashi S. (1978) Topography of the myosin molecule as visualized by an improved negative staining method. J. Biochem., 83: 905-908.

171. Trayer, I P., Trayer H.R., Levine B.A. (1987) Evidence that the N-terminal region of Al-light chain of myosin interacts directly with the C-terminal region of actin. A proton magnetic resonance study. Eur. J. Biochem., 164: 259-266.

172. Trybus K.M. & Chatman T.A. (1993) Chimeric regulatory light chains as probes of smooth muscle myosin function. J. Biol. Chem., 268: 4412-4419.

173. Trybus K.M., Freyzon Y., Sweeney H.L. (1997) Spare the rod, spoil the regulation: Necessity for a myosin rod. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94: 48-52.

174. Trybus K.M. (1994) Role of myosin light chain. J. Muscle Res. Cell Motil., 15: 587-594.

175. Tsuchiya Т., Tanaka H., Shirakawa I., Karr T. Sugi H. (1998) Evidence for the essential role of myosin subfragment-2 in the ATP-dependent actin-myosin sliding in muscle contraction. Jap. J. Physiol., 48: 383-387.

176. Uyeda T.Q.P., Abramson P.D., Spudich J.A. (1996) The neck region of the myosin motor domain acts as a lever arm to generate movement. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93: 4459-4464.

177. Uyeda T.Q., Ruppel K.M., Spudich J.A. (1994) Enzymatic activities correlate with chimaeric substitutions at the actin-binding face of myosin. Nature, 368: 567-569.

178. Vale R.D., Szent-Gyrgyi A.G., Sheetz M.P. (1984) Movement of scallop myosin on Nitella actin filaments: regulation by calcium. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 81: 6775-6778.

179. Van Buren P., Waller G.S., Harris D.E., Trybus K.M., Warshaw D.M., Lowey S. (1994) The essential light chain is required for full force production by skeletal muscle myosin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91: 12403-12407.

180. Vibert P. & Craig R. (1985) Structural changes that occur in scallop myosin filaments upon activation. J. Cell. Biol., 101: 830-837.

181. Vibert P. J., Craig R., Lehman W. (1997) Steric model for activation of muscle thin filament. J. Mol. Biol., 266: 8-14.

182. Wagner P. & Giniger E. (1981) Hydrolysis of ATP and reversible binding to F-actin by myosin heavy chains free of all light chains. Nature, 292: 560-562.

183. Walker M., Knight P., Trinick J. (1985). Negative staining of myosin molecules. J. Mol. Biol. 184: 535-542.

184. Walzthony D., Bahler M., Wallimann Т., Eppenberger H.M., MoorH. (1983) Vizualization of freeze-dried and shadowed myosin molecules immobilized on electron microscopic films. Eur. J. Cell Biol., 30: 177-181.

185. Watterson J.G., Kohler L., Schaub M.C. (1979). Evidence for two distinct binding affinities in the binding of divalent metal ions to myosin. J. Biol.Chem., 254: 6470-6477.

186. Weeds A.G., Pope B. (1977) Studies on the chymotryptic digestion of myosin. Effects of divalent cations on proteolytic susceptibility. J. Mol. Biol., Ill: 129-157.

187. Weeds A.G. (1969) Light chains of myosin. Nature, 223: 1362-1364.

188. Wells J. A. & Yount R.G. (1979) Active site trapping of nucleotides by crosslinking two sulfhydryls in myosin subfragment 1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 76: 4966-4970.

189. Whittaker M., Wilson-Kubalek E.M., Smith J.E., Faust L., Milligan R.A., Sweeney H.L. (1995) A 35 A- movement of smooth muscle myosin on ADP release. Nature, 378: 748-751.

190. Wikman-Coffelt J. (1980) Properties of the non-specific calcium-binding sites of rabbit skeletal-muscle myosin. Biochem. J., 185: 265-268.

191. Woodward S.K., Geeves M.A., Manstein D.J. (1995) Kinetic characterization of the catalytic domain ofDictyostelium discoideum myosin. Biochemistry, 34: 16056-16064.

192. Xie X., Harrison D.H., Schlichting I., Sweet R.M., Kalabokis V.N., Szent-Gyorgyi A G., Cohen C. (1994). Structure of the regulatory domain of scallop myosin at 2.8° resolution. Nature, 368: 306-312.

193. Yang Z., & Sweeney H.L. (1995) Restoration of phosphorylation-dependent regulation to the skeletal muscle myosin regulatory light chain. J. Biol. Chem., 270: 24646-24649.114

194. Yang Z., Stull J.T., Levine R.J.C., Sweeney H.L. (1998) Changes in interfilament spacing mimics the effect of myosin regulatory light chain phosphorylation in rabbit psoas fibers. J. Struct. Biol., 122: 139-148.

195. Yates L.D. & Greaser M L. (1983) Quantitative determination of myosin and actin in rabbit skeletal muscle. J. Mol. Biol., 168: 123-141.