Автономные и ассоциированные с ДНК-полимеразами 3'→5'-экзонуклеазы в филогенезе тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Ронжина, Наталья Леонидовна

• Ронжина, Наталья Леонидовна
• кандидат биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Ронжина, Наталья Леонидовна

ГП1'ПЯШРНИЙ

Введение.

Часть 1. Обзор литературы.

Глава 1. Классификация нуклеаз.

Глава 2. Распространение и функции 3'—►б'-экзонуклеаз и их мультиферментных комплексов с ДНК-полимеразами.

§ 1. ДНК-полимеразы и 3'—►б'-экзонуклеазы вирусов и бактериофагов.

§ 2. Бактериальные ДНК-полимеразы и 3'—>5'-экзонуклеазы.

§ 3. ДНК-полимеразы и 3'—»5'-экзонуклеазы архебактерий.

§ 4. Эукариотические ДНК-полимеразы и 3'—>5'-экзонуклеазы.

ДНК-полимеразы.

Автономные 3'—>5'-экзонуклеазы.

Комплексы ДНК-полимераз и АЭ.

Глава 3. Биологическая роль 3'—»5'-экзонуклеаз.

§ 1. Экзонуклеазная коррекция ДНК-полимеразного синтеза.

Антимутагенная роль 3'-»5'-экзонуклеаз in vivo.

У—>5'-Экзонуклеазная коррекция а- и Р-полимеразного синтеза.

Вклад АЭ в точность ДНК-полимераз, содержащих собственную

3'—>-5'-экзонуклеазную активность.

Корректорская роль автономных 3'—»5'-экзонуклеаз в составе

ДНК-полимеразных комплексов.

§ 2. Пострепликативная коррекция гетеродуплексов.

§ 3. Участие 3'->5'-экзонуклеаз в репарации повреждений ДНК.

Эксцизионная репарация оснований.

Эксцизионная репарация нуклеотидов.

§ 4. Участие 3'->5'-экзонуклеаз в рекомбинации ДНК.

Часть 2. Материалы и методы.

Глава 1. Материалы.

§ 1. Объекты исследования.

§ 2. Реактивы и препараты.

§ 3. Субклеточные препараты.

§ 4. Получение 3'-меченной ДНК.

§ 5. Ферменты.

Глава 2. Методы исследования.

§ 1. Гель-фильтрация экстрактов на колонке с сефакрилом S-200.

§ 2. Хроматография экстрактов печени крысы на колонке с ДЭАЭсефадексом А25.

§ 3. Определение активности ферментов.

Определение ДНК-полимеразной активности.

Определение нуклеазной активности.

Определение 3'—>5'-экзонуклеазной активности и доли активности АЭ в присутствии эндонуклеаз.

§ 4. Статистическая обработка результатов.

§ 5. Метод определения концентрации ДНК.

Часть 3. Результаты и обсуждение.

Глава 1. Определение доли активности АЭ в бесклеточных экстрактах.

§ 1. Объект исследования - бесклеточные экстракты, подвергнутые гель-фильтрации.

§ 2. Влияние примеси «холодной» ДНК, присутствующей в экстракте, на его нуклеазную активность.

§ 3. Роль протеолиза в оценке доли активности АЭ.

§ 4. Определение 3'->-5'-экзонуклеазной активности в присутствии эндонуклеаз.

Схемы реакции расщепления З'-меченной и равномерно меченной ДНК 3'—>-5'-экзонуклеазой и эндонуклеазой.

Характеристика субстратов нуклеазной реакции: З'-меченной и равномерно меченной ДНК.

Схема 3'—>5- экзонуклеазной реакции.

Схема эндонуклеазной реакции.

Определение соотношения 3 '—>5 '-экзонуклеазной активности и эндонуклеазной активности в пробе.

Измерение 3'—>5'- экзонуклеазной активности ДНК-полимеразы фага Т4.-.

Измерение активности ДНКазы 1.

Измерение активности 3'—>5'~ экзонуклеазы ДНК-полимеразы фага Т4 и ДНКазы I, содержащихся в смеси в различных соотношениях.

§ 5. Примеры расчета доли активности АЭ, содержащейся в экстракте, по хроматограмме.

Количественный метод определения доли 3'—>5'-экзонуклеазной активности от общей нуклеазной активности в присутствии эндонуклеаз и доли активности АЭ в исследуемых образцах.

Доля активности АЭ в экстракте пищеварительной железы рака.

Гель-фильтрация в квазифизиологических условиях.

Гель-фильтрация в гидрофобизированных условиях.

Гель-фильтрация в полярных условиях.

Доля активности АЭ в экстракте дрожжей Saccharomyces cerevisiae.

Глава 2. Гель-фильтрация экстрактов на колонке с сефакрилом S-200 и влияние хроматографической среды на диссоциацию АЭ из высокомолекулярных белковых комплексов.

Глава 3. Повторная хроматография фракций, содержащих ДНК-полимеразную и 3 '—>5 '-экзонуклеазную активность, позволяет обнаружить дополнительную активность АЭ.

Глава 4. Внутриклеточная активность 3'—>5'-экзонуклеаз в филогенезе.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Автономные и ассоциированные с ДНК-полимеразами 3'→5'-экзонуклеазы в филогенезе»

АКТУАЛЬНОСТЬ ТЕМЫ.

3'—»5'-экзонуклеазы участвуют в репликации, репарации, рекомбинации и транскрипции ДНК. В ходе этих процессов они выполняют свои специфические функции, связанные с необходимостью удаления 3-концевой части ДНК. Одна из таких функций - коррекция ошибок синтеза ДНК. Неправильно вставленные нуклеотиды, во-первых, резко замедляют синтез, так как большинство ДНК-полимераз с трудом могут продолжить работу на неспаренном конце праймера. Во-вторых, закрепление ДНК-полимеразных ошибок приводит, в конечном итоге, к мутагенезу [Крутяков В.М., 1998]. Таким образом, очевидна необходимость своевременной 3'—>5'-экзонуклеазной коррекции.

Одни ДНК-полимеразы, как про- так и эукариот, имеют собственную корректирующую 3'—>5'-экзонуклеазную активность, другие ее не имеют или она у них слабая. Тогда роль корректазы, возможно, берут на себя автономные 3'—>5'-экзонуклеазы (АЭ), т.е. ковалентно не связанные с ДНК-полимеразами.

Антимутагенная роль АЭ in vivo доказана для бактерий и низших эукариот [Fijalkowska I.J. & Shaper R.M., 1996; Onel К. et al., 1995]. Актуальность исследований доли активности АЭ от общей 3'—>5'-экзонуклеазной активности клетки связана с тем, что антимутагенная роль АЭ может быть значительной только при их высокой внутриклеточной активности, по крайней мере, сравнимой с активностью 3'—>5'-экзонуклеаз, ассоциированных с ДНК-полимеразами. Для субъединицы е из Escherichia coli [Perrino F.W. & Loeb L.A., 1989] и для АЭ из печени крысы [Belyakova N.V. et al., 1993, Shevelev I.V. et al., 2000] было показано, что точность синтеза ДНК эукариотическими полимеразами аир повышается в присутствии этих экзонуклеаз пропорционально их активности и концентрации.

В клетках крысы активность АЭ составляет 80 - 90 % клеточной 3'—> 5'-зкзонуклеазной активности [Shevelev I.V. et al., 1996], тогда как остальная доля экзонуклеазной активности приходится на активность ДНК-полимераз у, 8 и в, в полипептидах которых содержится собственный 3'—*5'-экзонуклеазный активный центр.

Представляется важным проверить, является ли подобная ситуация характерной для клеток других живых организмов, тем более что величина активности АЭ до сих пор не была измерена даже для Е. coli - наиболее изученного объекта молекулярной биологии.

Настоящая работа поддержана Российским фондом фундаментальных исследований (код проекта 95-04-11084).

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ.

Целью настоящей работы является количественная оценка доли активности АЭ и доли активности 3'—»5'-экзонуклеаз, ассоциированных с ДНК-полимеразами, от общей клеточной 3'—»5 '-экзонуклеазной активности в различных организмах, расположенных на филогенетическом древе от архебактерий до человека, и исследование комплексных форм АЭ.

Задачи исследования:

1. Определение 3'—»5 '-экзонуклеазной активности бесклеточных экстрактов в присутствии эндонуклеаз.

2. Определение доли активности АЭ от общей клеточной 3'—'-экзонуклеазной активности.

3. Исследование диссоциации высокомолекулярных белковых комплексов АЭ при изменении свойств среды.

НАУЧНАЯ НОВИЗНА ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ.

1. Впервые определена доля активности АЭ от общей клеточной 3 —о?-экзонуклеазной активности для 24 видов живых организмов, стоящих на различных уровнях филогенетического дерева. У разных организмов она составляет от 30 до 90%.

2. Впервые показано, что в филогенезе доля активности внутриклеточных АЭ сохраняется достаточно высокой. У большинства объектов максимальная доля активности АЭ составляет 50 и более процентов.

3. Впервые показано, что тенденция образования комплексов ДНК-полимераз с АЭ характерна для всех организмов, стоящих на разных филогенетических уровнях.

НАУЧНОЕ И ПРАКТИЧЕСКОЕ ЗНА ЧЕНИЕ РАБОТЫ.

В работе был разработан метод определения 3'—>5'-экзонуклеазной активности в присутствии эндонуклеаз. Определение активности 3'—>5'-экзонуклеазы и эндонуклеазы с известной активностью в составе смеси в различных соотношениях позволило построить калибровочную кривую для определения доли 3'—>5'-экзонуклеазной активности в экстрактах. Предложен метод для оценки доли активности АЭ от общей клеточной 3'—>-5'-экзонуклеазной активности. Показано, что примесь холодной ДНК экстракта и протеолиз при использовании ингибиторов в процессе экстракции пренебрежимо мало влияет на оценку доли активности АЭ.

Проведенное исследование показало, что на долю активности АЭ приходится значительная часть 3'—>5'-экзонуклеазной активности клетки, следовательно, АЭ в клетке способствуют поддержанию величины отношения 3'—>5'-экзонуклеазной активности к ДНК-полимеразной (отношение экзо/пол) на высоком уровне, что является необходимым условием низкого спонтанного мутагенеза. Таким образом, высокая доля активности АЭ в клетке и их способность образовывать комплексы-с ДНК-полимеразами позволяет им играть значительную роль в стабилизации генома у многих организмов на протяжении всей эволюции от архебактерий до человека.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Ронжина, Наталья Леонидовна

Выводы

1. Разработан количественный метод определения доли активностей

3'-> 5'-экзонуклеаз и эндонуклеаз от общей нуклеазной активности исследуемого образца.

2. Установлено, что у позвоночных (млекопитающие, включая человека, птицы, рептилии, амфибии, рыбы, круглоротые) на долю активности АЭ приходится от 30 до 90 % общей клеточной 3'-» 5'-экзонуклеазной активности.

3. В филогенезе исследованных беспозвоночных (членистоногие, моллюски, черви, кишечнополостные), простейших, грибов, эубактерий и архебактерий доля активности АЭ составляет от 35 до 90 % общей клеточной 3'-» 5'-экзонуклеазной активности.

4. При хроматографии экстрактов организмов, стоящих на различных уровнях филогенетического развития, часть АЭ обнаруживается в высокомолекулярной зоне ДНК-полимераз и может быть отделена от них при изменении условий гель-фильтрации или в результате повторной хроматографии. Это свидетельствует о существовании комплексов АЭ с ДНК-полимеразами и другими белками.

5. На основе анализа собственных исследований и литературных данных следует, что в филогенезе АЭ вносят значительный дополнительный вклад в повышение внутриклеточного соотношения экзо/пол, что неизбежно увеличивает точность биосинтеза ДНК.

Автор выражает глубокую благодарность научному руководителю В.М. Крутикову за чуткое руководство, помощь и доброжелательную критику на всех этапах работы.

Автор благодарен сотрудникам лаборатории Биосинтеза ДНК ОМРБ ПИЯФ Кравецкой Т.П., Беляковой Н.В., Шевелеву И.В. за содействие и помощь в экспериментах.

Автор благодарен Кабоеву O.K., Килю Ю.В., Саранцевой С.В., Смолиной B.C., Филатову М.В. (ОМРБ, ПИЯФ), Заревскому И.С. (лаб.герпетологии, ЗИН РАН), Подлипаевой Ю. И. (лаб. цитологии одноклеточных организмов, ИНЦ РАН), Кузнецову С. А. (лаб. гибридомной технологии, ЦНИРРИ), Краснощеко-вой О. Н., любезно предоставившим объекты, исследованные в этой работе.

Автор признателен Ученому совету ОМРБ ПИЯФ за внимание, проявленное к диссертационной работе.

Заключение.

Стабильность генома - это одно из самых важных условий жизни, развития и размножения всех живых клеток и организмов. Перед делением клетка удваивают свою генетическую информацию в процессе синтеза ДНК, который осуществляется ДНК-полимеразами. Синтез ДНК должен пройти полностью и без ошибок. Однако даже самая точная ДНК-полимераза ошибается с вероятностью на 5-6 порядков большей, чем вероятность спонтанного мутагенеза в пересчете на один реплицированный нуклеотид. Следовательно, подавляющее большинство ДНК-полимеразных ошибок in vivo исправляются. Этим занимаются, прежде всего, корректирующие 3'—>5 '-экзонуклеазы и система коррекции гетеродуплексов.

3'—>5'-Экзонуклеазы могут входить в состав одного и того же полипептида с ДНК-полимеразами или быть автономными ферментами, т.е. не связанными ковалентно с ДНК-полимеразами. Удаление некомплементарных или поврежденных нуклеотидов с 3'-конца ДНК может осуществляться 3'—>5'-экзонуклеазами как автономными, так и ассоциированными с ДНК-полимеразами [Shevelev I.V. & Hubscher U., 2002]. Понятно, что наиболее эффективно коррекция ошибок будет выполняться ферментом, который обладает высоким предпочтением к некомплементарным нуклеотидам и располагается близко от ДНК-полимеразы, например, находится с ней в одном комплексе. Так, из всех АЭ Е. coli субъединица е ДНК-полимеразы III оказывается главной клеточной корректазой при репликации ДНК в силу высокой удельной экзонуклеазной активности, специфичности к некомплементарным нуклеотидам и выгодному расположению по отношению к ДНК-полимеразе. Инактивация субъединицы s приводит к нежизнеспособности клетки вследствие быстрого накопления ДНК-полимеразных ошибок, с которыми не справляются остальные десять 3'—>5'-экзонулеаз, включая экзонуклеазную активность ДНК-полимераз I и II [Fijalkowska I.J. & Shaper R.M., 1996]. И наоборот, суперпродукция субъединицы е в 100 раз снижает уровень спонтанного мутагенеза, и в 10 раз - индуцированного мутагенеза [Jonczyk P. et al., 1988; Ciesla Z. et al.,1990]. Такая же ситуация наблюдается в клетках дрожжей. Снижение активности 3'—>5'-экзонуклеаз ы ДНК-полимеразы 8 в 100 раз увеличивает скорость спонтанного мутагенеза в 22 раза [Morrison A. et al., 1991], а полная инактивация 3'—»5 '-экзонуклеазной активности ДНК полимеразы 8 приводит к увеличению уровня спонтанного мутагенеза на два порядка. Инактивация 3'—>5'-экзонуклеазной активности ДНК полимеразы е увеличивает спонтанный мутагенез на один порядок. Двойные мутанты-гаплоиды оказываются нежизнеспособными, а скорость спонтанного мутагенеза в диплоидных клетках дрожжей достигает 2х10"3 [Morrison А. & Sugino А., 1994]. Столь значительная роль 3'—>5'-экзонуклеазной активности ДНК-полимераз 8 и е дрожжей в коррекции ошибок коррелирует с тем фактом, что до сих пор из клеток дрожжей еще не было выделено ни одной корректирующей АЭ. По литературным данным, 3 '—>5 '-экзонуклеазной активностью обладают белок гомологичной и негомологичной рекомбинации MRE 11 [Moreau S. et al., 2001] и АП-эндонуклеаза APN2 [Unk I. et al., 2001; Bennet R.A., 1999], а также белок с молекулярной массой 60 кДа и величиной ОНА 10-20, недавно обнаруженный в экстракте дрожжей 5. cerevisiae Беляковой Н.В. и Кравецкой Т.П. (неопубликованные данные). На 3'—►5'-экзонуклеазы ДНК-полимераз 8 и е приходится основная часть 3'—>5-экзонуклеазной активности клетки дрожжей. По нашим данным эта доля составляет до 70% от общей клеточной 3 '—>5'-экзонуклеазной активности. Возможно, что в организмах, ДНК-полимеразы которых имеют высоко активную ассоциированную^'-->5'-экзонуклеазу, доля активности АЭ невелика (30 - 45%) и, наоборот, организмы со слабой ассоциированной с ДНК-полимеразами 3'—>5'-экзонуклеазной активностью обладают высокой долей активности АЭ. Они входят в состав ДНК-полимеразных комплексов и являются основными корректазами ошибок синтеза ДНК. Примером таких организмов в наших исследованиях могут быть крыса и Е. coli.

Из печени кролика, миелобластов человека и тимуса теленка были выделены две 3 '—>5 '-экзонуклеазы, названные в последствии TREX 1 и TREX 2, активность которых составляла большую часть 3'—>5'-экзонуклеазной активности экстрактов [Lindahl Т. et al., 1969; Hoss М. et al., 1999; Perrino F.W. et al., 1999]. Позднее было показано, что белок TREX 2 находится в комплексе с ДНК-полимеразой 8 из тимуса теленка. Такой комплекс имеет соотношение 3'—>5'-экзонуклеазной активности и ДНК-полимеразной активности (отношение эк-зо/пол) в 20 раз более высокое, чем свободная ДНК-полимераза 8, и работает в 4-5 раз точнее [Shevelev I.V. et al., 2002].

Отношение экзо/пол служит характеристикой точности синтеза ДНК. Чем оно выше, тем больше вероятность удаления неправильно вставленных нуклеотидов, тем ниже уровень спонтанного мутагенеза. Мутаторные и антимутатор-ные штаммы прокариот сильно различаются как раз по этой характеристике. Мутаторные штаммы имеют низкое отношение экзо/пол, много ниже, чем в диком типе, а у антимутаторных это соотношение значительно выше. Различие в уровнях спонтанного мутагенеза у мутаторных и антимутаторных штаммов фага Т4 превышает 2 порядка величины [Muzyczka N. et al., 1972]. Аналогично, резкое снижение 3'—> 5'-экзонуклеазной активности, проявляемой ДНК-полимеразами 8 или б у дрожжей, сопровождается повышением вероятности спонтанного мутагенеза на один - два порядка [Morrison A. et al.; 1991, Simon М. et al.; 1991]. Мутаторные штаммы Е. coli имеют уменьшенную величину отношения экзо/пол, вследствие частичной или полной инактивации экзонуклеазной активности ДНК-полимеразы III [Di Francesko R. et al., 1984]. Однако в этих работах отношение экзо/пол рассматривается применительно к конкретной ДНК-полимеразе, у которой за счет направленного мутагенеза снижена или инактивирована 3'-» 5'-экзонуклеазная активность. По-видимому, отношение экзо/пол можно рассматривать более широко, учитывая суммарные 3'-» 5'-экзонуклеазную и ДНК-полимеразную активности всех внутриклеточных ферментов. В опытах in vitro была показана способность АЭ исправлять ошибки ДНК-полимераз, как обладающих, так и лишенных собственной 3'-» 5'-экзонуклеазной активности [Крутяков В.М., 2002; Shevelev I.V. & Hubscher U., 2002]. При этом ошибочность синтеза ДНК уменьшалась с возрастанием величины отношения экзо/пол по экспоненциальной зависимости [Belyakova N.V. et al., 1993; Шевелев И.В. и др., 1999].

В хроматине и ядерной мембране гепатоцитов крысы, где протекает репликация ДНК, минимальная величина экзо/пол равняется 4-5 [Belyakova N.V. et al., 1993], при этом 90% 3'-» 5'-экзонуклеазной активности принадлежит АЭ. Причем сходные результаты были получены при исследовании эмбрионов крыс, а также взрослых самцов и беременной самки того же возраста [Крутяков В.М., 1998]. Следовательно, АЭ могут вносить значительный вклад в повышение общеклеточного уровня отношения экзо/пол. Учитывая, что в клетке содержатся безнуклеазные сверхошибочные ДНК-полимеразы: а и Р у эукариот, а также IV, V (Е. coli), и эукариотические - т], 0, i, кД и ц [Hubscher U. et al., 2000], роль АЭ в поддержании высокого уровня отношения экзо/пол становится несомненной. ДНК-полимеразы а, р, 5 и е практически не способны удлинять некомплементарный З'-конец праймера. Вставив неправильный нуклеотид, они или диссоциируют от цепи ДНК или так изменяют свою конформацию, что неспаренный З'-конец становится доступным для 35'-экзонуклеазной коррекции или для элонгации сверхошибочными ДНК-полимеразами. Если концентрация и активность 3'-» 5'-экзонуклеаз выше активности ДНК-полимераз, то вероятность удаления неправильного нуклеотида резко увеличивается.

Свойства 3'—* 5'-экзонуклеаз позволяют им также участвовать в репарации и рекомбинации ДНК. Мутации в генах 3'-» 5'-экзонуклеаз, участвующих в репарации ДНК, приводят к повышению скорости накопления мутаций. Так, у двойных мутантов Е. eoii по генам экзонуклеаз I и VII вероятность спонтанного мутагенеза повышена в 10-30 раз [Viswanathan М. & Lovett S.T., 1998]. А инактивация 3'—>5 '-экзонуклеазной активности белка REC1 базидиомицета Ustilago maydis увеличивает частоту спонтанного мутагенеза в 100 раз [Onel К. et al., 1995].

Наши данные по исследованию представителей прокариот и эукариот демонстрируют, что в филогенезе доля внутриклеточной активности АЭ сохраняется высокой. В работе представлены организмы, относящиеся ко всем классам типа позвоночных животных: круглоротые, рыбы, амфибии, рептилии, птицы, млекопитающие, включая человека; к различным типам беспозовоноч-ных: членистоногие, моллюски, кольчатые черви, кишечнополостные, простейшие; два вида Грам-отрицательных бактерий и два вида архебактерий. У позвоночных на долю активности 3'—>5'-экзонуклеаз приходится от 30 до 90 % общей клеточной 3'—>5'-экзонуклеазной активности. В филогенезе беспозвоночных животных и одноклеточных организмов доля активности АЭ составляет от 35 до 90 % суммарной 3'—>5'-экзонуклеазной активности клетки. У большинства объектов (у 23 из 29) максимальная доля активности АЭ составляет 50 и более процентов. Причем эту оценку следует считать минимальной, так как АЭ (молекулярная масса которых в свободном состояниии по литературным данным в большинстве случаев не превышает 70 кДа) часто находятся в составе высокомолекулярных комплексов с другими белками. Повышение гид-рофофобности среды или ионной силы раствора позволяет отделить АЭ из таких комплексов. В таких случаях мы наблюдаем изменение профиля 3'—>5'-экзонуклеазной активности на хроматограмме: увеличение 3'—>5'-экзонуклеазной активности в низкомолекулярной зоне и уменьшение - в высокомолекулярной. Как было показано, это перераспределение не вызвано частичным протеолизом. Обнаружение АЭ в высокомолекулярной зоне — зоне элюции ДНК-полимепаз а-семейства, может свидетельствовать о том, что АЭ образуют комплексные формы с ДНК-полимеразами, по-видимому, повышая точность их работы.

Итак, высокая внутриклеточная активность АЭ является общебиологической закономерностью для клеток самых разных организмов: от архе- и эубак-терий до человека, и способствуют поддержанию величины отношения 3'—>5'-экзонуклеазной активности к ДНК-полимеразной (отношение экзо/пол) на высоком уровне, что является одним из антимутагенных факторов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Ронжина, Наталья Леонидовна, 2002 год

1. Иванов В.А., Третьяк Т. М., Газиев А.И., Сапталов Б.Ф. Щелочная ДНКаза головного мозга крыс. // Биохимия. 1980.- Т. 45. - № 5.-С. 912-922.

2. Клейнер Н.Е., Кравецкая Т.П., Легина O.K., Нарыжный С.Н., Крутяков

3. B.М. Комплексы ядерных ДНК-полимераз с 3'—»5'-экзонуклеазами из печени крысы.//Молек. биол. 1988.- Т. 22. - С. 498-505.

4. Кравецкая Т.П., Клейнер Н.Е., Тимченко JI.T., Крутяков В.М. Комплекс ДНК-полимеразы а с 3'—»5'-экзонуклеазой из регенерирующей печени крысы.//Докл. АН СССР. 1985.- Т. 285.- С. 724-726.

5. Крутяков В.М. Точность синтеза ДНК: ферментативные механизмы и биологические проявления. // Успехи соврем, биол. 1985. - Т. 100. —1. C. 191-202.

6. Крутяков В.М. Надмолекулярная организация репликации ДНК. // Успехи соврем, биол. 1989. - Т. 108. - С. 323-336.

7. Крутяков В.М. Точность биосинтеза ДНК: корректорская роль автономных 3'—>5'-экзонуклеаз млекопитающих. // Успехи соврем, биол.1997.- Т. 117.- С. 660-667.

8. Крутяков В.М. Рациональная регуляция ДНК-полимеразного мутагенеза и автономные 3'-»5'-экзонуклеазы. // Молек. биол. 1998. - Т. 32. -№2.- С. 229-232.

9. Крутяков В.М. Ферментативные механизмы антимутагенеза: корректорская роль автономных 3'-»5'-экзонуклеаз. // Бреслеровские чтения, Гатчина: ПИЯФ РАН, 2002, принято в печать.

10. Крутяков В.М., Белякова Н.В., Клейнер Н.Е., Легина O.K., Шевелев И.В. Эукариотическая 3'—>5'-экзонуклеаза, исправляющая ДНК-полимеразные ошибки. // Докл. АН СССР. 1983.- Т. 272. - № 6.-С. 1491-1494.

11. Ланцов В.А. Репарация ДНК и канцерогенез: Универсальные механизмы репарации у про- и эукариот и последствия их у человека.// Мол. биол.1998.- Т. 32.- № 5.- стр. 757-772.

12. Легина O.K., Белякова Н.В., Клейнер Н.Е., Нарыжный С.Н., Крутяков В.М. Гомогенные 3'—»5'-экзонуклеазы и их мультиферментные комплексы из печени крысы.//Молек. биол. 1990.- Т. 24. - №1,- С. 156-162.

13. Матюшичев В.Б. // Элементы статистической обработки результатов биохимического эксперимента: Учебное пособие. -JI.: Ленинградский университет, 1990.- 132 с.

14. Невинский Г.А., Фролова Е.И., Левина А.С., Подуст В.И., Лебедев А.В. ДНК-полимераза прокариот и эукариот I Роль межнуклеотидных фосфатных групп затравки в связывании ее с ферментом. // Биоорганическая химия. 1987.- Т. 13.- № 1.- С. 45-57.

15. Остерман Л.А. // Хроматография белков и нуклеиновых кислот. М.: Наука. 1985.

16. Прангишвили Д.А., Чинчаладзе Д.З. Нуклеазные активности ДНК-зависимых ДНК-полимераз термоацидофильных архебактерий. // Изв. АН ГССР.- Сер.биол.- 1987.- Т.13.- №1.- С. 51-61.

17. Тимченко Н.А., Белякова Н.В., Тимченко Л.Т., Крутиков В.М. Характеристика ДНК, выделенной из комплексной формы ДНК-полимеразы а печени крысы. // Молек. биол. 1989.- Т. 23.- С. 1 Hill 76.

18. Шапот B.C. // Нуклеазы. М.: Медицина, 1968, С 103-119.

19. ШевелевИ.В., ЛегинаО.К., ТутаевК.Ю., Крутяков В.М. Сильное ингибирование активности эндодезоксирибонуклеаз при физиологических значениях ионной силы. // Молек. биол. 1998. - Т. 32. - С. 741-744.

20. Шевелев И.В., Белякова Н.В., Кравецкая Т.П., Ронжина Н.Л., Смирнова Е.

21. A., Тутаев К.Ю., Шевелева И.И., Крутяков В.М. Корректорская роль автономных 3'—»5'-экзонуклеаз в синтезе ДНК, катализируемом ДНК-полимеразой Р из печени крысы. // Мол. биол. Т. 33. - № 5. - С. 758-763.

22. Шевелев И.В., Белякова Н.В., Кравецкая Т.П., Смирнова Е.А., Крутяков

23. B.М. Высокая точность синтеза ДНК, катализируемого комплексом ДНК-полимераз альфа-семейства с автономными 3'-»5' экзонуклеазами. // Докл. АН-2001.- Т. 378.-С. 114-117.

24. Abbotts J., Nishiyama Y., Yoshida S., Loeb L. A. On the fidelity of DNA replication: herpes DNA polymerase and its associated exonuclease. // Nucleic. Acids Res.- 1987,- Vol.15. P. 1185-1198.

25. Akiyoshi H. Studies of nuclear acid deoxyribonucleases and proofreading exonuclease isolated from rat liver nuclei. // J. Biochem. 1988. - Vol. 104. -№ 4.- P. 521-525.

26. Aoyagi N., Matsuoka S., Furunobu A., Matsukage A., Sakaguchi K. Drosophila DNA polymerase delta. Purification and characterization. // J. Biol. Chem. -1994. Vol. 269. - P. 6045-6050.

27. Bambara R.A., Murante R.S. Enzimes and reactions at the eukaryotic DNA replication fork. // J. Biol. Chem. 1997. - Vol. 272. - № 8. - P. 4647-4650.

28. Battula N., Loeb L.A. On the fidelity of DNA replication. Lack of exodeoxyribonuclease activity and error-correcting function in avian myeloblastosis virus DNA polymerase. //J. Biol. Chem. 1976. - Vol. 251. -№ 4. - P. 982-986.

29. Bebenek K., Joyce С. M., Fitzgerald M. P., Kunkel T. A. The fidelity of DNA synthesis catalyzed by derivatives of Escherichia coli DNA polymerase I. // J. Biol. Chem. 1990. - Vol. 265. - P. 13878-13887.

30. Bebenek K., Matsuda Т., Masutani C., Hanaoka F., Kunkel A.T. Proofreading of DNA Polymerase r|-Dependent Replication Errors. // J. Biol. Chem. 2001.- Vol.276.- № 4.- P. 2317-2320.

31. Bedinger P., Alberts B.M. The 3'->5' proofreading exonuclease of bacteriophage T4 DNA polymerase is stimulated by other T4 DNA replication proteins. //J. Biol. Chem. 1983. - Vol. 258. - P. 9649-9656.

32. Belyakova N.V., Kleiner N.E., Kravetskaya T.P., Legina O.K., Naryzhny S.N., Perrino F.W., Shevelev I.V., Krutyakov V.M. Proofreading 3'—>5' Exonucleases Isolated from Rat Liver Nuclei.//Eur. J. Biochemistry. 1993. - Vol.217.- № 2 . P. 493-500.

33. Bennet R.A. The Saccharomyces cerevisiae ETH1 gene, an inducible homolog of exonuclease III that provides resistance to DNA-damaging agents and limits spontaneous mutagenesis. Mol. Cell. Biol. 1999. - Vol. 19. - № 3. - P. 1800-1809.

34. Bessho Т., Sancar A. Human DNA Damage Checkpoint Protein hRAD9 Is a 3' to 5'Exonuclease.//J. Biol. Chem. 2000.- Vol.275. - № 11.- P. 74517454.

35. Bialek G., Grosse F. The DNA synthesizing subunit of polymerase-primase from calf thymus. // J. Biol. Chem. 1992. - Vol. 267. - P. 2915-2919.

36. Bialek G., Grosse F. An error-correcting proofreading exonuclease-polymerase that copurifies with DNA-polymerase-alpha-primase. // J. Biol. Chem. — 1993 . Vol.268 .- P. 6024-6033.

37. Bialek G., Nasheuer H. P., Goetz H., Grosse F. Exonucleolytic proofreading increases the accuracy of DNA synthesis by human lymphocyte DNA polymerase alpha-DNA primase. // EMBO J. 1989. - Vol.8 . - № 6. -P.l 833-1839.

38. Boehmer P.E., Lehman I.R. Herpes simplex virus DNA replication. Annu. Rev. Biochem. 1997.- Vol.66.- P. 347-384.

39. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. //Anal Biochem. 1976. Vol. 72. - P. 248-254.

40. Breyer W.A., Matthews B. W. Structure of Escherichia coli exonuclease I suggests how processivity is achieved. //Nat. Struct. Biol. 2000. - Vol. 7. -№ 12.- P. 1125-1128.

41. Brutlag D., Kornberg A. Enzymatic synthesis of DNA. A proofreading function for the 3'->5'-exonuclease activity in DNA polymerases. //J. Biol. Chem. -1972. -Vol. 247. -№ 1. p. 241-248.

42. Cai H., Yu H., McEntee K., Kunkel T. A., Goodman M. F. Purification and properties of wild-type and exonuclease-deficient DNA polymerase II from Escherichia coli. //J. Biol. Chem. 1995.- Vol.270.- P.15327-15335.

43. Castroviejo M., Gatius M.T., Litvak S. A low molecular weight DNA polymerase from wheat embryos. // Plant. Mol. Biol. 1990. - Vol.15. -№3.- P. 383-397.

44. Chase I.W., Richardson C.C. Exonuclease VII of Escherichia coli. Purification and properties.//J. Biol. Chem. 1974.- Vol.249.- №14,- P. 45454552.

45. Chase J.W., Rabin B.A., Murphy J.B., Stone K.L., Williams K.R. Escherichia coli exonuclease VII. Cloning and sequencing of the gene encoding the large subunit (xseA). // J. Biol. Chem. 1986. - Vol. 261. - № 32. - P. 1492914935.

46. Chen Y.C., Bohn E.W., Planck S.R., Wilson S. H. Mouse DNA polymerase alpha. Subunit structure and identification of a species with associated exonuclease.//J. Biol. Chem. 1979.- Vol.254.- P.l 1678-11687.

47. Chen G.L., Grossman L. DNase VII of human placenta. Mechanism studies. // J. Biol. Chem. 1985.- Vol.260.- №8.- P. 5073-5080.

48. Chou K.-M., KukhanovaM., Cheng Y.-C. A Novel Action of Human Apurinic/Apyrimidinic Endonuclease. Excicision of L-Configuration Deoxyribonucleoside Analogs from the 3' Termini of DNA. //J. Biol. Chem. -2000.- Vol.275.- № 40.- P. 31009-31015.

49. Ciesla Z., Jonczyk P., Fijalkowska I.J. Effect of enhanced synthesis of the epsilon subunit of DNA polymerase III on spontaneous and UV-induced mutagenesis of the Escherchia coli glyU gene. // Mol. Gen. Genet. 1990. Vol. 221.- №2.- P. 251-255.

50. Clements J.E., Rogers S.G., Weiss B. A DNAse for apurinic/apirimidinic sites associated with exonuclease III of Hemophilis influenzae. // J. Biol. Chem. -1978.- Vol.259.- №9,- P. 2990-2999.

51. Cotterill S., Chui G., Lehman I. R. DNA polymerase-primase from embryos of Drosophila melanogaster. The DNA polymerase subunit. // J. Biol. Chem. -1987.- Vol.262.- P.l6105-16108.

52. Cotterill S., Lehman I. R., McLachlan P. Cloning of the gene for the 73 kD subunit of the DNA polymerase alpha primase of Drosophila melanogaster. II Nucleic. Acids. Res. 1992.- Vol.20.- P. 4325-4330.

53. Crute J J., Lehman I.R. Herpes simplex-1 DNA polymerase. Identification of an intrinsic 5'—>3' exonuclease with ribonuclease H activity. // J. Biol. Chem. -1989.-Vol. 264.- №32.- P. 19266-19270.

54. Deutscher M.P., Marlor C.W. Purification and characterization of Escherichia coli RNaseT.//J. Biol. Chem.- 1985.- Vol.260.- №11.- p.7067-7071.

55. Di Francesko R., Bhatnagar S.K., Brown A., Bessman M.Y. The interaction of DNA polymerase III and product of the Escherichia coli mutator gene mutD. // J. Biol. Chem. 1984.- Vol. 259. - P. 5567-5573.

56. Doniger J., Grossman L. Human correxonuclease. Purification and properties of a DNA repair exonuclease from placenta.//J. Biol. Chem. 1976.- Vol. 251.- №15.- P 4579-4583.

57. Drake J.W., Charlesworth В., Charlesworth D., Crow J.F. Rates of spontaneous mutation. // Genetics. 1998.- Vol.148.- P.1667-1686.

58. Elie C., De Rocondo A. M., Forterre P. Thermostable DNA polymerase from the archaebacterium Sulfolobus acidocaldarius. // Eur. J. Biochem. 1989. -Vol.178. - P. 619-626.

59. Fijalkowska I J., Shaper R.M. Mutants in the Exo I motifs of Escherichia coli dnaQ: defective proofreading and inviability due to errore catastrophe. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1996. Vol.93. -P.2856-2861.

60. Foster P.L., Gudmundsson G., Trimarchi J.M., Cai H., Goodman M.F. Proofreading-defective DNA polymerase II increases adaptive mutation in Escherichia coli.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995.- Vol.92.- P. 7951-7955.

61. Franz C., Kuhn F.J., Knopf C.W. DNA and protein interactions of the small subunit of herpes simplex virus type 1 DNA polymerase. //Virology. 1999. -Vol.253.- №1.- P. 55-64.

62. Gerlach V.L., Feaver W.J., Fischhaber P.L., Friedb^rg E.C. Purification and Characterization of pol{kappa}, a DNA Polymerase Encoded by the Human DINB1 Gene. // J. Biol. Chem. 2001. - Vol. 276 - № 1. - P. 92-98.

63. Goldmark P.I., Linn S. Purification and properties of the recBC DNAse of Escherichia coli K-12. // J. Biol. Chem. -1972. Vol. 247. -№ 6. - P. 18491860.

64. Goodman M.F. DNA replication fidelity: kinetics and thermodynamics.// Mutat. Res.- 1988.- Vol.200.- P.ll-20.

65. Gotlich В., Reichenberger S., Feldmann E., Pfeiffer P. Rejoining of DNA double-strand breaks in vitro by single-strand annealing. //Eur. J. Biochem. — 1998.- Vol.258.- №2.- P. 387-395.

66. Goulian M., Lucas L. I., Kornberg A. Enzymatic syntesis of DNA. Purification and proiperties of DNA polymrase induced by infection with phage T4.//J. Biol. Chem.- 1968.- Vol.243.- N.3.- P. 627-638.

67. Graves S.W., Johnson A.A., Johnson K.A. Expression, purification, and initial kinetic characterization of the large subunit of the human mitochondrial DNA polymerase. //Biochemistry. 1998. - Vol. 37. - № 17. - P. 60506058.

68. Guilliams T.G., Teng M., Halligan B.D. Distance and end configuration on VDJP-mediated DNA joining., Biochem. Biophis. Res. Commun. 1994. -Vol.202.-№ 2.- P. 1134-1141.

69. Hadi M.Z., Ginalski K., Nguyen L.H., Wilson D.M. Determinants in Nuclease Specificity of Apel and Ape2, Human Homologues of Escherichia coli Exonuclease III. // J. Mol. Biol. 2002.- Vol.316.- C3.- P. 853866.

70. Hadi M.Z., Wilson M.D. Second human protein with homology to the Escherichia coli abasic endonuclease exonuclease III // Env. Mol.Mut. 2000. - Vol.36.- №4.- P. 312-324.

71. Haffey M.L., Novotny J., Bruccoleri R.E, Carroll R.D., Stevens J.T., Matthews J.T. Structure-function studies of the herpes simplex virus type 1 DNA polymerase.//J. Virol.- 1990,- Vol.64.- №10.- P. 5008-5018.

72. Han-H., Rifkind J.M., Mildvan A. S. Role of divalent cations in the 3'->5'-exonuclease reaction of DNA polymerase I. // Biochemistry. 1991. Vol. 30. -P.l 1104-11108.

73. Hanekamp Т., Thorsness P.E. YNT20, a bypass suppressor of ymel yme2, encodes a putative 3'-5' exonuclease localized in mitochondria of Saccharomyces cerevisiae.//Curr. Genet. 1999.- Vol.34.- P. 438-448.

74. Hashimoto H., Nishioka M., Fujiwara S., Takagi M., Imanaka T., Inoue Т., Kai Y. Crystal Structure of DNA Polymerase from Hyperthermophilic Archaeon Pyrococcus kodakaraensis KOD1.// J. Mol. Biol. 2001. - Vol. 306.- № 3.- P. 469-477.

75. Hollis G.F., Grossman L. Purification and characteriztion of DNase VII, a 3'—>5'-directed exonuclease fron human placenta.// J. Biol. Chem. 1981. -Vol.256.- № 15.- P. 8074-8079.

76. HossM., Robins P., NavenT.J.P., Pappin D.J.C., Sgouros J., LindahlT. A Human DNA Editing Enzyme Homologous to the Escherichia coli DnaQ/MutD Protein.//EMBO J.- 1999.- Vol.18.- №13.- P 3868-3875.

77. Huang S., Li В., Gray M.D., Oshima J., Mian I.S., Campisi J. The premature ageing syndrome protein, WRN, is a 3'—>5' exonuclease. // Nature Genetics.- 1998.- Vol.20.- P. 114-116.

78. Huang Y., Braithwaite D.K., Ito J. Evolution of dnaQ, the gene encoding the editing 3' to 5' exonuclease subunit of DNA polymerase III holoenzyme in Gram-negative bacteria.//FEBS Lett. 1997.- Vol.400.- № 1.- p. 9498.

79. Huang Y.-P., Ito J. DNA Polymerase С of the Thermophilic Bacterium Thermus aquaticus: Classification and Phylogenetic Analysis of the Family С DNA Polymerases.//!. Mol. Evol. 1999.- Vol.48.- P. 756-769.

80. Hubscher U., Maga G., Sparadi S. Eukaiyotic DNA polymerases. // Annual. Rev. Biochem. 2002. - Vol. 71. - P. 133-163.

81. Hubscher U., Nasheuer H.-P. , Syvaoja J.E. Eucaryotic DNA polymerases, a growing family. //Trends Biochem. Sci. 2000.- Vol.25.- P. 143-147.

82. Inoue R., Kaito C., Tanabe M., Kamura K., Akimitsu N., Sekimizu K. Genetic identification of two distinct DNA polymerases, DnaE and PolC, that are essential for chromosomal DNA replication in Staphylococcus aureus. // Springer-Verlag. 2001.

83. Insdorf N. F., Bogenhagen D. F. DNA polymerase gamma from Xenopus laevis. II. A 3'—>5' exonuclease is tightly associated with the DNA polymerase activity. J. Biol. Chem. 1989.- Vol.264.- P. 21491-21497.

84. Iwai Т., Kurosawa N., Itoh Y. H., Kimura N., Horiuchi T. Sequence analysis of three family В DNA polymerases from the thermoacidophilic crenarchaeon Sulfiirisphaera ohwakuensis. // DNA Res. 2000. - Vol.7.- № 4. - P. 243251.

85. Ivanov V.A., Gasiev A.I., Tretyak T.M. Exodeoxyribonuclease from rat brain specific for single-stranded DNA. // Eur. J. Biochem. 1983. - Vol. 137. -№3.- p. 517-522.

86. Janus F., Albrechtsen N., Knippschild U., Wiecmuller L., Grosse F., Deppert W. Different regulation of the p53 core domain activities 3'—>5' exonuclease and sequence-specific DNA binding. // Mol. Cell. Biol. 1999. -Vol.19.- №3.- P. 2155-2168.

87. Jiang Y., Zhang S.-J, Wu S.-M., Lee M.Y.W.T. Immunoaffinity purification of DNA polymerase 5.// Arch. Biochem.Biophys. 1995.- Vol. 320.-№2.- P. 297-304.

88. Jonczyk P., Fijalkowska I.J, Z.Ciesla. Overproduction of the epsilon subunit of DNA polymerase III counteracts the SOS mutagenic response of Escherichia coli. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1988. Vol.85. -P.9124-9127.

89. Jonson R.E., Prakash S., Prakash L. Requirement of DNA polymerase activity of yeast Rad30 protein for its biological function. // J. Biol. Chem. 1999. -Vol.274.- №23.- P. 15975-15977.

90. Joyce C.M. How DNA travels between the separate polymerase and 3'—>5' exonuclease sites of DNA polymerase I (Klenov fragment). // J. Biol. Chem. -1989.-Vol. 264.- P.l 0858-10866.

91. Kaguni L.S., Olson M.W. Mismatch-specific 3'-5'-exonuclease associated with the mitochondrial DNA polimerase from Drosophila melanogaster embrios.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989.- Vol.86.- P.6469-6473.

92. Kahler M„ Antranikian G. Cloning and Characterization of a Family В DNA Polymerase from the Hyperthermophilic Crenarchaeon Pyrobaculum islandicum.//J. Bacteriology. 2000.- Vol.182.- №3.- P. 655-663.

93. Kamath-Loeb A.S., ShenJ.C., LoebL.A., Fry M. Werner Syndrome Protein. II. Characterization of the integral 3'—»5' DNA Exonuclaease. // J. Biol. Chem.- 1998.- Vol.273.- P. 34145-34150.

94. Kamath-Loeb A.S., Johansson T.L., Burgers P.M.J., Loeb L.A. Function interaction between the Werner Syndromr protein and DNA polymerase 5. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. - Vol.97. - № 9. - P. 4603-4608.

95. Keim C. A., Mosbaugh D.W. Identification and characterization of 3'—>5' exonuclease associated with spinache chloroplast DNA polymerase. Biochemistry.- 1991.- Vol.30.- P. 11109-11118.

96. Kesti Т., Flick K., Keranen S., Syvaoja J. E., Wittenberg C. DNA polymerase в catalytic domains are dispensible for DNA replication, DNA repair and cell viability. // Mol. Cell. 1999. - Vol. 3. - P. 679-685.

97. Kirtikar D.M., Catkart G.R., Goldkwait D.A. Endonuclease II, apurinicacids endonuclease, and exonuclease III. // Proc.Natl. Acad. Sci. USA. 1976.- Vol.73.- № 12.-P. 4324-4328.

98. Klimczak L. J., Grummt F., Burger K. J. Purification and characterization of DNA polymerase from the archaeabacterium Sulfolobus acidocaldarius. // Nucleic Acids Res.- 1985.- Vol.13.- P. 5269-5281.

99. Komori K., Ishino Y. Functional interdependence of DNA polymerizing and 3'—»5'-exonucleolytic activities in Pyrococcus furiosus DNA polymerase I. //Protein Eng. 2000.- Vol.13.- №1.- p. 41-17.

100. Kornberg A. DNA replication. // J. Biol. Chem. 1988. - Vol. 263. - № 1. -P. 1-4.

101. Kornberg A. DNA syntesis in cell-free extracts of a DNA polymerase-defective mutant.//Biochem. Biophys. Res. Commun. 1970.- Vol. 40.-№6.- P. 1348-1355.

102. Krutyakov V.M., Belyakova N.V., Kravetskaya T.P., Legi aa O.K., Naryzhny S.N., Shevelev I.V. DNA polymerase complexes from rat liver. // Cold Spring Harbor Symposia "Eukaryotic DNA replication", Cold Spring Harbor, New York. 1995,- P. 103.

103. Kumar J.K., TaborS., Richardson C.C. Role of the C-terminal Residue of the DNA Polymerase of Bacteriophage T7. // J. Biol. Chem. 2001. - Vol. 276.- №37.- P. 34905-34912.

104. Kunkel T.A. Exonucleolytic proofreading. // Cell. 1988. - Vol. 53. - P. 837-840.

105. Kunkel T.A. Biological asymmetries and the fidelity of eukaryotic DNA replication. //BioEssays. 1992.- Vol.14.- P. 303-308.

106. Kunkel T.A., Bebenek K. DNA replication fidelity. // Annu. Rev. Biochem.- 2000.- Vol.69.- P. 497-529.

107. Kunkel T.A., Mosbaugh D.W. Exonucleolytic proofreading by a mammalian DNA polymerase.//Biochemistry. 1989.- Vol.28.- P. 988995.

108. Kunkel T.A., Patel S.S., Johnson K.A. Error-prone replication of repeated DNA sequences by T7 DNA polymerase in the absence of its processivity subunit.//Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1994.- Vol.91.- P. 6830-6834.

109. Kunkel T. A., Roberts J. D., SuginoA. The fidelity of DNA synthesis by the catalytic subunit of yeast DNA polymerase alpha alone and with accessory proteins.//Mutat. Res. 1991.- Vol.250.- P.175-182.

110. Kunkel T.A., Soni A. Exonucleolytic proofreading enhances the fidelity of DNA synthesis by chick embryo DNA polymerase-gamma. // J. Biol. Chem. -1988.- Vol.263.- P. 4450-4459.

111. LahueR.S., AuK.G., ModrichP. DNA mismatch correction in a defined system.//Science. 1989.- Vol.245.- P. 160-164.

112. Lee S. K., Fuchs M. S. Mosquito DNA polymerase epsilon. // FEBS Lett.- 1993. T Vol.316.- P. 261-263.

113. Leem S.H., RoppP.A., Sugino A. The yeast Saccharomyces cerevisiae DNA polymerase IV: possible involvement in double strand break DNA repair. //Nucleic. Acids Res. 1994.- Vol.22.- №15.- P. 3011-3017.

114. Li В., Comai L. Requirements for the Nucleoytic Processing of DNA Ends by the Werner Syndrome Protein: Ku70/80 Complex. // J. Biol. Chem. 2001. -Vol.276.- № 13.-P. 9896-9902.

115. Liang F., HanM., Romanienko P.J., Jasin M. Homology-directed repair is a major double-srand break repair pathway in mammalian cells. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1998.- Vol.95.- № 9.-P. 5172-5177.

116. Lim S.E., Longley M.J., Copeland W.C. The Mitochondrial p55 Accessoiy Subunit of Human DNA Polymerase Enhances DNA Binding, Promotes Processive DNA Synthesis, and Confers N-Ethylmaleimide Resistance. //

117. J. Biol. Chem. 1999. - Vol. 274. -№ 53. - P. 38197-38203.

118. LinH.J., Cannon G.C., Heinhorst S. Purification and characterization of a DNA polymerase from the cyanobacterium Anacystis nidulans R2. // Nucleic. Acids. Res.- 1990.- Vol.18.- №22.- P. 6659-6663.

119. LinT.-C., Wang C.X., Joyce C.M., Konigsberg W.H. 3'-*5' Exonucleolytic Activity of DNA Polymerases: Structural Features That Allow Kinetic Discrimination between Ribo- and Deoxyribonucleotide Residues. // Biochemistiy.- 2001.- Vol.40.- p. 8749-8755.

120. Lin W., Wu X., Wang Z. A full-length cDNA of hREV3 is predicted to encode DNA polymerase zeta for damage-induced mutagenesis in humans. // Mutat.Res. 1999.- Vol.433.- №2.- P. 89-98.

121. LindahlT., Gaily J.A., EdelmanG.M. Properties of deoxyribonuclease III from mammalian tissues. // J. Biol. Chem. 1969. - Vol. 244. - № 18.-P.5014-5019.

122. MachweA., Ganunis R., Bohr V. A., Orren D.K. Selective blockage of the 3*—51 exonuclease activity of WRN protein by certain oxidative modifications and bulky lesions in DNA. // Nucleic. Acids Res. 2000. - Vol. 28. -№14.- P. 2762-2770.

123. MacNeill S.A. DNA replication: Partners in the Okazaki two-step. // Curr. Biol.- 2001,- Vol.11.- p. R842-R844

124. Makarova K.S., Aravind L., Grishin N.V., Rogozin I.B., Koonin E.V. A DNA repair system specific for thermophilic Archaea and bacteria predicted by genomic context analysis. // Nucleic. Acids Res. 2002. - Vol. 30. - № 2. -p. 482-496.

125. Manns A., KonigH., BaierM., Kurth R., Grosse F. Fidelity of reverse transcriptase of the simian immunodeficiency virus from African green monkey.//Nucleic. Acids Res. 1991.- Vol.19.- P.533-537.

126. Matsumoto Y., Kim K. Excision of deoxyribose phosphate residues by DNA polymerase P during DNA repair.//Science. 1995.- Vol.269.-№5224.- P. 699-702.

127. Mazur D.J., Perrino F.W. Excision of 3' termini by thr Trexl and TREX2 3'—>5' exonucleases: Characterization of the Recombinant Proteins. // J. Biol. Chem.-2001.-Vol. 276.-№20.- P. 17022-17029

128. Mazur D.J., Perrino F.W Identification and Expression of TREX 1 and TREX2 cDNA Sequences Encoding Mammalian 3'—>5' Exonucleases. // J. Biol. Chem. 1999. - Vol. 274. - № 28. - P. 19655-19660.

129. Mol C.D., Kuo C.F., Thayer M.M., Cunningham R.P., TainerJ.A. Structure and function of the multifunctional DNA-repair enzyme exonuclease III.//Nature. 1995.- Vol.374.- №6520.- p. 381-386.

130. Moreau S., Morgan E.A., Symington L.S. Overlapping functions of the Saccharomyces cerevisiae Mre 11, Exol and Rad 27 nucleases in DNA metabolism. // Genetics. 2001. - Vol. 159. -№ 4. -P. 1423-1433.

131. Morrison A., Bell J. В., Kunkel T. A., Sugino A. Eukaiyotic DNA polymerase amino acid sequence required for 3'—»5'exonuclease activity. // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1991.- Vol.88.- P. 9473-9477.

132. Morrison A., Sugino A. The 3'-»5' exonucleases of both DNA polymerases delta and epsilon participate in correcting errors of DNA replication in Saccharomyces cerevisiae. // Mol. Gen. Genet. 1994. - Vol. 242. - № 3. -P. 289-296.

133. Mosbaugh D.W., Meyer R.R. Interaction of mammalian deoxyribonuclease V, a double strands 3' to 5' and 5' to 3' exonuclease, with deoxyribonucleic acid polymerase-beta from the Novikoff hepatoma. // J. Biol. Chem. 1980. -Vol.255.- P. 10239-10247.

134. Moser M.J., Holley W.R., Chatterjee A. Mian I. S. The proofreading domain of Escherichia coli DNA polymerase I and other DNA and/or RNA exonuclease domains. //Nucl. Acids Res. 1997. - Vol. 25. - p. 5110-5118.

135. Mossi R. Hubscher U. Clamping down on clamps loaders the eukaryotic replication factor C.//Eur. J. Biochem. - 1998.- Vol.254.- №2.- P. 209-216.

136. Mummenbrauer T. Janus F. Muller B. Wiecmuller L. Deppert W. Grosse F. p53 Protein exhibits 3'->5' exonuclease activity. // Cell. 1996. - Vol. 85. - №7.- P. 1089-1099.

137. Napolitano R. Janel-Bintz R. Wagner J. Fuchs R.P. All three SOS-inducible DNA polymerases (Pol II, pol IV and pol V) are involved in induced mutagenesis.//EMBO J. 2000. - Vol.19.- №22.- P. 6259-6265.

138. Nelson J.R. Lawrence C.W. Hinkle D.C. Deoxycytidyl transferase activity of yeast REV1 protein. // Nature. 1996. - Vol. 382. - № 6593. - P. 729 -731.

139. Nguyen L.H. Erzberger J.P. Root J. Wilson D.M. The Human Homolog of Escherihia coli Orn Degrades Small Single-stranded RNA and DNA Oligomers. //J. Biol. Chem. 2000. - Vol.275.- №34.- p. 25900-25906.

140. Niranjanakumari S., Gopinathan K. P. DNA polymerase-delta from the silk glands of Bombyx mori. // J. Biol. Chem. 1992. - Vol. 267. - P. 1753117539.

141. Ohashi E., Bebenek K., Matsuda T., Feaver W.J. Fidelity and Processivity of DNA Synthesis by DNA Polymerase , the Product of the Human DINB1 Gene.//J. Biol. Chem. 2000.- Vol.275.- №50.- P. 39678-39684.

142. Olson M.W., Kaguni L.S. 3'->5' Exonuclease in Drosophila Mitochodrial -DNA Polymerase. //J. Biol. Chem. 1992. - Vol.267.- №32.- P. 2313623142.

143. Olson M.W., Wang Y., Elder R. H., Kaguni L. S. Subunit structure of • mitochondrial DNA polymerase from Drosophila embryos. // J. Biol. Chem. -1995.- Vol.270.- P. 28932-28937.

144. Onel K., Thelen M.P., Ferguson D.O. Mutation avoidance and DNA repair proficiency in Ustilago maydis are differentially lost with progressive truncation of the REC 1 gene product. // Mol. Cell. Biol. 1995. Vol. 15. -№10.- p. 5329-5338.

145. Ostergaard E., Brams P., Westergaard O., Nielsen O.F. Purification and characterization of an inducible mitochondrial DNA polymerase from Tetrahymena thermophila.//Biochim. Biophys. Acta. 1987.- Vol. 908. -№2.- P.150-157.

146. Ottiger H.P., Frei P., Hassig M., Hubscher U. Mammalian DNA polymerase a: a replication competent goloenzyme form from calf thymus. // Nucleic. Acid Res. 1987.- Vol.15.- №12.- P. 4789-4807.

147. Ottiger H. P., Hubscher U. Mammalian DNA polymerase alpha holoenzymes with possible functions at the leading and lagging strand of the replication fork. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1984. Vol. 81. - P. 3993-3997.

148. Paques F., Haber J.E. Two pathways for removal of nonhomologous DNA ends during double strand break repair in Saccharomyces serevisiae. // Mol. Cell. Biol. 1997. - Vol.17.- №11.- P. 6765-6771.

149. Parker A.E., Weyer I., Laus M.C., Oostveen I., Yon J., Verhasselt P., Luyten W.H.M.L. A Human Homologue of the Schizosaccharomyces pombe radl+ Checkpoint Gene Encodes an Exonuclease. // J. Biol. Chem. 1998. -Vol.273.- №29.- p.18332-18339.

150. Perrino F.W., Loeb L.A. Proofreading by the 8 subunit of Escherichia coli DNA polymerase III increases the fidelity of calf thymus DNA polymerase a . // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989.- Vol.86.- P. 3085-3088.

151. Perrino F.W., Mazur D.J., Ward H., Harvey S. Exonucleases and the incorporation of aranucleotides into DNA. // Cell Biochem. Biophys. 1999. - Vol.30.- №3.- P. 331-352.

152. Perrino F. W., Miller H., Ealey K. A. Identification of a 3'—>5' exonuclease that removes cytosine arabinoside monophosphate from З'-termini of DNA. // J. Biol. Chem.- 1994,- Vol.269.- №23.- P. 16357-16363.

153. Phillips G.J., Prasher D.C., Kushner S.R. Physical and biochemical characterization of cloned sbcB and xonA mutations from Escherichia coli K-12. // J. Bacteriol. 1988. - Vol. 170. - № 5. - P. 2089-2094.

154. Pinz K.G., Bogenhagen D.F. Characterization of a Catalytically Slow AP Lyase Activity in DNA Polymerase gamma and Other Family A DNA Polymerases. // J. Biol. Chem. 2000. - Vol. 275. - № 17. - P. 1250912514.

155. Pisani F. M., De Martino C., Rossi M. A DNA polymerase from the archaeon Sulfolobus solfataricus shows sequence similarity to family В DNA polymerases.//Nucleic. Acids. Res. 1992.- Vol.20.- P. 2711-2716.

156. Pisani F.M., Rossi M. Evidence that an arhaeal a-like DNA polymerase has a modular organization of its catalytic activities. // J. Biol. Chem. 1994. -Vol.269.- № 11.- P. 7887-7892.

157. Reardon B.J., Lombardo C.R., Sander M. Drosophila Rrpl Domain Structure as Defined by Limited Proteolysis and Biophysical Analyses. // J. Biol. Chem.- 1998.- Vol.273.- №51.- P. 33991-33999.

158. Reddy M. K., Weitzel S. E., von Hippel P.H. Processive proofreading is intrinsic to T4 DNA polymerase. // J. Biol. Chem. 1992 Vol. 267. P. 1415714166.

159. Reha-Krantz L. J., Nonay R. L. Genetic and biochemical studies of bacteriophage T4 DNA polymerase 3'-->5'-exonuclease activity. // J. Biol. Chem. 1993 Vol. 268. P.27100-27108.

160. Reha-Krantz L.j., Nonay R.L. Genetic and biochemical studies of bacteriophage T4 DNA polymerase 3'—>5'-exonuclease activity. // J. Biol. Chem. 1993. Vol.268. P.27100-27108.

161. Reha-Krantz L. J. Regulation of DNA Polymerase Exonucleolytic Proofreading Activity: Studies of Bacteriophage T4 "Antimutator" DNA Polymerases. // Genetics. 1998.- Vol.148.- №4.- P.1551- 1557.

162. Reuven N.B., Arad G., Stasiak A.Z., Stasiak A., Livneh Z. Lesion bypass by the Escherichia coli DNApolymerase V requires assembly of a RecA nucleoprotein filament. // J. Biol. Chem. 2001. - Vol. 276. - № 8. - P. 55115517.

163. Reyland M. E., Lehman I. R., Loeb L. A. Specificity of proofreading by the 3'—>5' exonuclease of the DNA polymerase-primase of Drosophila melanogaster. // J. Biol. Chem. 1988.- Vol.263.- P. 6518-6524.

164. Roberts J.D., Kunkel T.A. Fidelity of DNA replication. // In B. Stillman et al. (ed.), DNA replication in eucaryotic cells. Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1996.- P. 217-247.

165. Ropp P. A., Copeland W. C. Cloning and characterization of the human mitochondrial DNA polymerase, DNA polymerase gamma. // Genomics. -1996.- Vol.36.- P. 449-458.

166. Sancar A. Mechanisms of DNA excision repair.//Science. 1994.- Vol. 266.- № 5193.- P.1954-1956.

167. Sancar A., Sancar G.B. DNA repair enzymes. // Ann. Rev. Biochem. -1988.- Vol.57.- P.29-67.

168. Schenermann R.H., Echols H. A separate editing exonuclease for DNA replication: the e-subunit of E. coli DNA polymerase III holoenzyme. // Proc. Natl. Acad. Sci USA. 1984.- Vol. 81.- №24,- P.7747-7751.

169. Schmidt G., Thannhauser J J. A Method for the determination of DNA. -RNA and phosphoproteins in animal tissues. // J. Biol. Chem. 1945. - Vol. 161.- P. 83-89.

170. Sen S., Khalkho N.V., Majumder H.K. DNA polymerases from a parasitic protozoa Leishmania donovani UR6: evidence of presence of a novel kind of DNA polymerase. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1996. - Vol. 221. — №3.- P. 662-669.

171. Shafritz K.M., Sandigursky M., Franklin W.A. Exonuclease IX of Escherichia coli.//Nucleic. Acids Res. 1998.- Vol.26.- № 11.- P. 2593-2597.

172. Shevelev I.V., Belyakova N.V., Kravetskaya T.P , Krutyakov V.M. Autonomous 3'—>5' exonucleases can proofread for DNA polymerase (3 from rat liver.//Mutat. Res. 2000.- Vol.459.- P. 237-242.

173. Shevelev I.V., Hubscher U. The 3' -5'-exonucleases. // Nature Rev. Mol. Cell Biol. 2002. - Vol. 3. - № 5. - P. 364-376.

174. Shevelev I.V., Kravetskaya T.P., Legina O.K., Krutyakov V.M. "External" proofreading of DNA replication errors and mammalian autonomous 3'—>5' exonucleases. //Mutat. Res. 1996.- Vol.352.- P. 51-55.

175. Shevelev I.V., Ramadan K., Hubscher U. The TREX 2 3'-+5' Exonuclease Physically Interacts with DNA polymerase 8 and Increases its Accuracy. // TheScientificWorld. 2002. - in press.

176. Shida T, Ogawa T, Ogasawara N, Sekiguchi J. Characterization of Bacillus subtilis ExoA protein: a multifunctional DNA-repair enzyme similar to the Escherichia coli exonuclease III. // Biosci. Biotechnol. Biochem. 1999. -Vol.63.- №9.- P. 1528-1534.

177. Shimizu K., Santocanale C., Ropp P.A., Longhese M.P., Plevani

178. P., Lucchini G., Sugino A. Purification and characterization of a new DNA polymerase from budding yeast Saccharomyces cerevisiae. A probable homolog of mammalian DNA polymerase beta.// J. Biol. Chem. 1993. — Vol.268.- №36.- P. 27148-27153.

179. Simon M., Giot L., Faye G. The 3' to 5' exonuclease activity located in the DNA polymerase 8 subunit of Saccharomyces cerevisiae is required for accurate replication.//EMBO J. 1991.- Vol.10.- p. 2165-2170.

180. Skalski V., Brown K.R., Choi B.Y., Lin Z.-Y., Chen S. A 3'-»5' Exonuclease in Human Leukemia Cells. Implications for Resistance to 1-D-Arabinofuranosyl-cytosine and 9-D-Arabinofuranosyl-2-fluoroadenine 5'-monophosphate. //

181. J. Biol. Chem.- 2000.- Vol.275.- №33.- P. 25814-25819.

182. Skalski V., Lin Z.Y., Choi B.Y., Brown K.R. Substrate specificity of the p53-associated 3'—>5' exonuclease. // Oncogene. 2000. - Vol.19. - № 29.- P.3321-3329.

183. Skarnes W., Bonik P., Baril E. Exonuclease activity assoiated with a multiprotein form of HeLa cell DNA polymerase a. Purification and properties of the exonuclease. //J. Biol. Chem. 1986. - Vol. 261. -№ 14. - P. 66296636.

184. Tait G.C., Harris W.J. A deoxyribonuclease from Chlamydomonas reinhardii. 1. Purification and properties. // Eur. J. Biochem. 1977. -Vol.75.- № 2.- P. 357-364.

185. Takashi U., Yoshzumi I., Hirofumi D., Ikunoshin K. The Hyperthermophilic Archaeon Pyrodictium occultum Has Two a-Like DNA Polymerases. // J. Bacteriology.- 1995.- Vol.177.- №86.- P. 21642177.

186. Thelen M.P., Onel K., Holloman W.K. The REC1 gene of Ustilago maydis involved in the cellular response to DNA damage encodes an exonuclease. // J. Biol. Chem.- 1994.- Vol.269.- P. 747-754.

187. Unk I., Haracska L., Johnson R.E., Prakash S., Prakash L. Apurinic Endonuclease Activity of Yeast Apn2 Protein. // J. Biol. Chem. 2000. -Vol. 275. - № 29. - p. 22427-22434.

188. Unk I., Haracska L., Prakash S., Prakash L. 3-Phosphodiesterase and 3'-»5' Exonuclease Activities of Yeast Apn2 Protein and Requirement of These Activities for Repair of Oxidative DNA Damage. // Mol. Cel.Biol. 2001. -Vol.21.- № 5.- P. 1656-1661.

189. Vanderstraeten S., Van den Brole S., Hu J., Fouiy F. The Role of 3'-5' Exonucleolytic Proofreading and Mismatch Repair in Yeast Mitochondrial DNA Error Avoidance. // J. Biol. Chem. 1998. - Vol. 273. -№ 37. - P. 23690-23697.

190. Vega M., Lazaro J. M., Salas M. Phage 029 DNA Polymerase Residues Involved in the Proper Stabilisation of the Primer-terminus at the 3-5' Exonuclease Active Site. // J. Mol. Biol. 2000. Vol. 304. - № 1. - P. 1-9.

191. Villani G., Spadari S., Boiteux S., Defais M., Caillet-Fauquet P., Radman M. Replication of chemically modified DNA. //Biochemia. 1978.-Vol.60.- №.10.- P.l 145-1150.

192. Viswanathan M., Lovett S.T. Single-strand DNA-specific exonucleases in Escherichia coli. Roles in repair and mutation avoidance. // Genetics. 1998.- Vol.149.- p. 7-16.

193. Viswanathan M., Lovett S.T. Exonuclease X of Escherichia coli. A novel 3'—>-5'-DNAse and DnaQ superfamily member involved in DNA repair. // J. Biol. Chem. 1999. - Vol. 274. - № 42. - P. 30094-30100.

194. Wabl M., Burrows P.D., von Gabain F., Steinberg C. Hypermutation at the immunoglobulin heavy chain lows in a pre-cell line. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1985.- Vol.82.- P. 479-482.

195. Weswanatha Y.K., Coughlin S.-A., Wesolowska-Owen M., Baril E. A multiprotein form of DNA polymerase a from HeLa cells. Resolution of its associated catalytic activities. // J. Biol. Chem. 1986. - Vol. 261. - № 14.- P. 6619-6628.

196. Weisshart K., Kuo A.A., Hwang C.B., Kumura K., Coen D.M. Structural and functional organization of herpes simplex virus DNA polymerase investigated by limited proteolysis. // J. Biol. Chem. 1994. - Vol: 269. -№36.- P. 22788-22796.

197. Wheelis M.L., Kandler О., Woese C.R. On the nature of global classification. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. - Vol. 89. - P. 29302934.

198. Wu H., Hu Z., Liu X.-Q. Protein trans-splicing by a split intein encoded in a split DnaE gene of Synechocystis sp. PCC6803. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1998.- Vol.95.- P. 9226-9231.

199. Zhu L., Halligan B.D. Characterization of a 3'-5' exonuclease associated with VDJP. // Biochem. Biophis. Res. Commun. 1999. - Vol. 259. - № 2. - P. 262-270.

200. Zuo Y., Deutscher M.P. The DNase activity of RNase T and its application to DNA cloning.//Nucl. Acids Res.- 1999.- Vol.27.- P. 4077-4082.

201. Zuo Y., Deutscher M.P. Exoribonuclease superfamilies: structural analysis and phylogenetic distribution. // Nucl. Acids Res. 2001. - Vol. 29. - № 5. -P.1017-1026.pocchhc:j./11. ГОСУД/Л^ТЖиА^1. БИБЛШЯ^'у