Ассоциация и агрегация ферментов гликогенолиза тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Меремьянин, Алексей Владимирович

• Меремьянин, Алексей Владимирович
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Меремьянин, Алексей Владимирович

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Структура и свойства гликогенфосфорилазы Ь.

1.2. Структура и свойства киназы фосфорилазы.

1.3. Агрегация белков.

1.4. а-Кристаллин: структура, свойства и шапероноподобная функция.

1.5. Молекулярный краудинг и осмолиты.

1.6. Постановка задачи.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Материалы.

2.1.1. Реактивы.

2.1.2. Выделение гликогенфосфорилазы Ь из скелетных мышц кролика.

2.1.3. Выделение киназы фосфорилазы из скелетных мышц кролика.

2.2. Методы.

2.2.1. Электрофоретический анализ в ПААГ.

2.2.2. Дифференциальная сканирующая калориметрия.

2.2.3. Измерение ферментативной активности.

2.2.4. Динамическое светорассеяние.

2.2.5. Изучение кинетики тепловой агрегации и ассоциации белков методом динамического светорассеяния.

2.2.6. Аналитическое ультрацентрифугирование.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Исследование тепловой агрегации гликогенфосфорилазы Ь.

3.1.1. Денатурация РкЬ.

3.1.2. Сопоставление процессов денатурации и агрегации РкЬ.

3.1.3. Изучение тепловой агрегации РкЬ при 48 °С.

3.1.4. Исследование тепловой агрегации РкЬ при 37 °С.

3.2. Влияние а-кристаллина на тепловую агрегацию РЬ£.

3.2.1. Влияние а-кристаллина на тепловую агрегацию РИЬ.

3.2.2. Влияние а-кристаллина на термоинактивацию и термостабильность РЬЪ.

3.3. Исследование самоассоциации киназы фосфорилазы.

3.3.1. Исследование самоассоциации РНК при низкой ионной силе.

3.3.2. Исследование ассоциации киназы фосфорилазы в условиях, близких к физиологическим (физиологические значения ионной силы, условия краудинга).

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Ассоциация и агрегация ферментов гликогенолиза»

При неблагоприятных условиях (тепловой, осмотический и окислительный стрессы, продукты вирусных генов и др.), а также при неправильном фолдинге образуются структурно-нефункциональные белковые агрегаты, с генерацией которых связан целый ряд так называемых «конформационных болезней» (катаракта и различного рода нейродегенеративные заболевания). Существующие на данный момент механизмы агрегации не могут в полной мере объяснить процесс агрегации. Так, например, широко используемый механизм «nucleation-dependent aggregation» (механизм, включающий стадию образования ядер агрегации и стадию роста агрегатов путем присоединения денатурированных мономеров к образовавшемуся ядру) предполагает образование в конечном счете агрегатов предельных размеров, тогда как при тепловой агрегации, согласно экспериментальным данным, не происходит формирования агрегатов ограниченного размера. Поэтому остается актуальным установление механизма процесса агрегации.

На данный момент известно, что в организме существует целый ряд соединений, способных подавлять процесс агрегации. Одним из таких соединений является а-кристаллин - белок, обладающий шапероноподобной активностью [Horvitz; 1992]. Однако до сих пор до конца не ясно, как именно происходит процесс блокирования агрегации. Поэтому актуальным представляется установление механизма подавления агрегации белков.

Помимо агрегации есть и другие процессы, в ходе которых образуются крупные мультимерные белковые частицы, что приводит к снижению активности фермента. Одним из таких процессов является самоассоциация. Так, одним из удивительных свойств киназы фосфорилазы, ключевого фермента гликогенолиза, является процесс самоассоциации белка в присутствии ионов Са2+ и Mg2+, приводящий к снижению удельной ферментативной активности. Подобная способность киназы фосфорилазы к самоассоциации является неожиданной, так как именно эти ионы стимулируют ферментативный процесс. Достоверного механизма самоассоциации киназы фосфорилазы на данный момент не существует, поэтому его установление актуально.

Поскольку известно, что условия в живой клетке, содержащей высокие концентрации макромолекул (50-400 мг/мл; условия молекулярного краудинга), сильно отличаются от таковых для разбавленных растворов in vitro, представляется актуальным изучение процесса самоассоциации киназы в условиях, приближенных к физиологическим.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Меремьянин, Алексей Владимирович

выводы

1. На основании изучения кинетики тепловой агрегации гликогенфосфорилазы Ь из скелетных мышц кролика методом динамического светорассеяния сделан вывод о том, что начальной стадией процесса агрегации является стадия образования стартовых агрегатов, включающих денатурированные молекулы белка. Подобраны условия, в которых на протяжении десятков минут в системе регистрируются только два типа частиц: нативная форма фермента и стартовые агрегаты. Следующей стадией процесса агрегации является стадия слипания стартовых агрегатов и агрегатов более высокого порядка. Эта стадия протекает в кинетическом режиме, при котором скорость агрегации лимитируется диффузией взаимодействующих частиц (вероятность слипания сталкивающихся частиц равна единице).

2. Показано, что подавление тепловой агрегации гликогенфосфорилазы Ь в присутствии а-кристаллина (белка, обладающего шапероноподобной активностью) обусловлено переходом агрегации в кинетический режим, при котором вероятность слипания сталкивающихся частиц меньше единицы. На основании изучения взаимодействия гликогенфосфорилазы Ъ с а-кристаллином при повышенных температурах методами дифференциальной сканирующей калориметрии и аналитического ультрацентрифугирования и данных по измерению ферментативной активности сделан вывод о том, что а-кристаллин взаимодействует с интермедиатами разворачивания гликогенфосфорилазы Ъ.

3. Изучение кинетики индуцированной ионами Са2+ и ассоциации киназы фосфорилазы из скелетных мышц кролика методом динамического светорассеяния при низких значениях ионной силы показало, что процесс ассоциации включает начальную стадию образования стартовых ассоциатов с гидродинамическим радиусом 82 нм и стадию слипания стартовых ассоциатов и ассоциатов более высокого порядка. Стадия роста ассоциатов протекает в кинетическом режиме, при котором скорость ассоциации лимитируется диффузией взаимодействующих частиц. Показано, что а-кристаллин и пролин (химический шаперон) препятствуют ассоциации киназы фосфорилазы.

4. Полученные данные указывают на сходство механизмов обратимой ассоциации киназы фосфорилазы при низкой ионной силе и необратимой тепловой агрегации гликогенфосфорилазы Ъ.

5. При ионной силе, близкой к физиологическим значениям (0,1 М NaCl), киназа фосфорилазы представлена «основным» и «высокоассоциированным» состояниями, средние гидродинамические радиусы которых составляют 17 и 144 нм. При добавлении 1 М природного осмолита - триметиламин-М-оксида - регистрируется прирост интенсивности светорассеяния во времени, который связан с «перекачкой» фермента из основного состояния в высокоассоциированное. Показано, что FAD (физиологический лиганд, связывающийся с киназой фосфорилазы) препятствует образованию высокоассоциированной формы фермента. Согласно данным седиментационного анализа, основное состояние киназы фосфорилазы представлено гексадекамером (М{ = 1320 кДа) и небольшими его ассоциатами.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Согласно полученным в диссертационной работе данным начальной стадией процесса необратимой тепловой агрегации белков является стадия образования стартовых агрегатов, включающих денатурированные молекулы белка. Подбор условий, при которых процесс агрегации протекает достаточно медленно, позволил на протяжении десятков минут регистрировать в системе только два типа частиц: нативную форму фермента и стартовые агрегаты. Согласно современным представлениям процесс сборки амилоидных фибрилл протекает через стадию образования протофибрилл [Mauro et al., 2007]. Очевидно, что протофибриллы эквивалентны стартовым агрегатам для процесса агрегации, в ходе которого происходит образование аморфных агрегатов. Таким образом существует сходство механизмов агрегации, приводящих к образованию аморфных агрегатов и амилоидных фибрилл.

При достаточно больших значениях времени зависимость гидродинамического радиуса белковых агрегатов от времени описывается степенной функцией, где показатель степени равен 1/<4 где df- фрактальная размерность, т.е. структурная характеристика агрегата, сформировавшегося в результате неупорядоченных взаимодействий. Найденное значение <4 которое составило 1,8, свидетельствует о том, что процесс агрегации протекает в диффузионном кинетическом режиме, т.е. в режиме, при котором скорость взаимодействия частиц лимитируется диффузией [Weitz et al., 1985; Weitz and Lin, 1986]. Для этого режима агрегации вероятность слипания сталкивающихся частиц равна единице.

В присутствии а-кристаллина зависимость гидродинамического радиуса от времени подчиняется экспоненциальному закону. Это свидетельствует о смене кинетического режима агрегации, в результате чего вероятность слипания сталкивающихся частиц становится меньше единицы (так называемый режим «reaction-limited cluster-cluster aggregation»). а-Кристаллин экранирует гидрофобные участки молекулы PhЪ. Это приводит к тому, что не каждое столкновение взаимодействующих частиц ведет к их слипанию.

Изучение кинетики обратимой самоассоциации киназы фосфорилазы при низких значениях ионной силы показало, что процесс ассоциации включает начальную стадию образования стартовых ассоциатов и стадию слипания стартовых ассоциатов и ассоциатов более высокого порядка. Стадия роста ассоциатов протекает в кинетическом режиме, при котором скорость ассоциации лимитируется диффузией взаимодействующих частиц. Таким образом, полученные данные свидетельствуют о сходстве механизмов необратимой тепловой агрегации PhЪ и обратимой самоассоциации PhK. Более того, пролин и а-кристаллин, которые подавляют процесс агрегации, проявляют способность препятствовать обратимой самоассоциации PhK.

При ионной силе, близкой к физиологическим значениям, киназа фосфорилазы представлена «основным» и «высокоассоциированным» состояниями. При добавлении 1 М природного осмолита триметиламин-N-оксида (т.е. при моделировании условий молекулярного краудинга) обнаруживается «перекачка» фермента из основного состояния в высокоассоциированное. Наличие основных и высокоассоциированных форм PhK в присутствии 0,1 М NaCl можно рассматривать как кооперативную ассоциацию PhK. Термин «кооперативная ассоциация» впервые был предложен для случая ассоциации биологических макромолекул, приводящей к образованию высокоассоциированных форм без накопления значительных количеств интермедиатов [Winklmair, 1971, Engel and Winklmair, 1972]. Другими словами, в случае кооперативной ассоциации в системе присутствовуют только мономер и высокоассоциированная форма. Подобная ситуация была продемонстрирована экспериментально для гемэритрина [Keresztes-Nagy et al., 1965]. Ферментативные свойства ассоциирующих белковых систем типа мономер з=± N-мер и связывание данными системами специфических лигандов обсуждались в теоретических работах [Nichol et al., 1967, Thomes et al., 1980, Kurganov, 1982]. В рамках этих представлений ферментная система «основная форма PhK» «высокоассоциированная форма PhK» может рассматриваться как пример медленно ассоциирующих систем класса мономер = N-мер. Физиологическая важность «высокоассоциированных» состояний PhK в присутствии Са2+ и в условиях молекулярного краудинга может состоять в образовании депонированной формы фермента, обеспечивающей увеличение времени жизни фермента в клетке. Взаимопревращение между основной и высокоассоциированной формами PhK может находиться под контролем клеточных метаболитов. Один из таких метаболитов - FAD, который представляет особый интерес, т.к. белки, входящие в состав белок-гликогеновых частиц, обладают сродством к FAD. Это было показано для гликогенфосфорилазы [Sprang et al., 1982, Chebotareva et al., 2001], гликогенсинтазы [Sundukov and Solovyeva, 1989] и PhK. Это свидетельствует о том, что белок-гликогеновые частицы могут функционировать как депо флавинов. Принимая во внимание способность FAD препятствовать образованию PhK-гликогенового комплекса [Makeeva et al., 2006], можно предположить, что FAD регулирует локализацию и степень ассоциации PhK в мышечных клетках.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Меремьянин, Алексей Владимирович, 2007 год

1. Andreeva I.E., Makeeva V.F., Kurganov B.I., Chebotareva N.A., Livanova N.B. (1999) FEBSLett, 445,173-176.

2. Andreeva I.E., Rice N.A., Carlson G.M. (2002) The regulatory alpha subunit of phosphorylase kinase may directly participate in the binding of glycogen Phosphorylase. Biochemistry (Mose.) 67,1197-1202.

3. Augusteyn R.C., Koretz J.F., Schurtenberger P. (1989) The effect of phosphorylation on the structure of a-crystallin. Biochim. Biophys. Acta, 999, 293-299.

4. Augusteyn R.C., Stevens A. (1998) Macromolecular structure of the eye lens. Progr. ColloidPolym. Sei., 23, 375-413.

5. Barford D., Hu S.-H., Johnson L.N. (1991) Structural mechanism for glycogen phosphorylase control by phosphorylation and AMP. J. Mol. Biol., 218, 233-260.

6. Barford D., Johnson L.N. (1989) The allosteric transition of glycogen phosphorylase. Nature., 340, 609-616.

7. Barford D., Johnson L.N. (1992) The Molecular Mechanism for the Tetrameric Association of Glycogen Phosphorylase Promoted by Protein Phosphorylation. Protein Sei., 1, 472-493.

8. Baskakov I.V., Bolen D.W. (1998) Forcing thermodynamically unfolded proteins to fold. J. Biol. Chem., 273, 4831-4834.

9. Baskakov I.V., Bolen D.W. (1998) Time-dependent effects of trimethylamine-N-oxide/urea on lactate dehydrogenase activity: an unexplored dimension of the adaptation paradigm. Biophys. J., 74, 2658-2665.

10. Bettelheim F.A., Ansari R., Cheng Q.F., Zigler J.S., Jr. (1999) The mode of chaperoning of dithiothreitol-denatured alpha-lactalbumin by alpha-crystallin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 261, 292-297.

11. Bolen D.W., Baskakov I.V. (2001) The osmophobic effect: natural selection of a thermodynamic force in protein folding. J. Mol. Biol., 310, 955-963.

12. Bonifacino J.S., Suzuki C.K., Lippincott-Schwartz J., Weissman A.M., Klausner R.D. (1989) Pre-Golgi degradation of newly synthesized T-cell antigen receptor chains: intrinsic sensitivity and the role of subunit assembly. J. Cell Biol., 109, 73-83.

13. Bot G., Kovacs E., Gergely P. (1974) Partial phosphorylation of muscle phosphorylase. I. Formation of a hybrid phosphorylase in vitro. Biochim. Biophys. Acta, 370, 70-74.

14. Boyle D., Takemoto L. (1994) Characterization of the alpha-gamma and alpha-beta complex: evidence for an in vivo functional role of alpha-crystallin as a molecular chaperone. Exp. Eye Res., 58, 9-16.

15. Brown P.H., Schuck P. (2006) Macromolecular size-and-shape distributions by sedimentation velocity analytical ultracentrifugation. Biophys. J., 90, 4651-4661.

16. Bruschia R.J., Walsh D.A. (1999) Phosphorylase kinase: the complexity of its regulation is reflected in the complexity of its structure. Front, bioscl, 4, 618-641.

17. Buckig A., Tikkanen R., Herzog V., Schmitz A. (2002) Cytosolic and nuclear aggregation of the amyloid beta-peptide following its expression in the endoplasmic reticulum. Histochem. Cell Biol, 118, 353-360.

18. Bukau B., Horwich A.L. (1998) The Hsp70 and Hsp60 chaperone machines. Cell, 92, 351-366.

19. Burg M.B., Peters E.M. (1997) Urea and methylamines have similar effects on aldose reductase activity. Am. J. Physiology, 273, F1048-1053.

20. Chan K.F., Graves D.J. (1982) Isolation and physicochemical properties of active complexes of rabbit muscle phosphorylase kinase. J. Biol. Chem., 257, 5939-5947.

21. Chebotareva N.A., Klinov S.V., Kurganov B.I. (2001) Regulation of muscle glycogen phosphorylase by physiological effectors. Biotechnology and Genetic Engineering Reviews, 18, 265-297.

22. Chiti F., Stefani M., Taddei N., Ramponi G., Dobson C.M. (2003) Rationalization of the effects of mutations on peptide and protein aggregation rates. Nature, 424, 805-808.

23. Cohen F.E. (1999) Protein misfolding and prion diseases, J. Mol. Biol, 293, 313-320.

24. Cohen P. (1973) The subunit structure of rabbit skeletal muscle phosphorylase kinase, and the molecular basis of its activation reactions. Eur. J. Biochem., 34,1-14.

25. Cohen P., Burchell A., Foulkes J.G., Cohen P.T.W., Vanaman T.C., Nairn A.C. (1978) Differential interaction of rabbit skeletal muscle phosphorylase kinase isozymes with calmodulin. FEBSLett., 92, 287-293.

26. Cohen P., Duewer T., Fischer E. H. (1971) Phosphorylase from dogfish skeletal muscle. Purification and a comparison of its physical properties to those of rabbit muscle phosphorylase. Biochemistry, 10, 2683-2694.

27. Creighton T.E. (1993) Proteins. Structures and Molecular Properties (W.H. Freeman and Co, New York).

28. Diamant S., Eliahu N., Rosenthal D., Goloubinoff P. (2001) Chemical chaperones regulate molecular chaperones in vitro and in cells under combined salt and heat stresses. J. Biol. Chem., 276, 39586-39591.

29. Dobson C., Karplus M. (1999) The fundamentals of protein folding: bringing together theory and experiment. Curr. Opin. Struct. Biol., 9,92-101.

30. Dobson C.M. (1999) Protein misfolding, evolution and disease. Trends Biochem. Sci., 24, 329-332.

31. Dobson C.M. (2004) Principles of protein folding, misfolding and aggregation. Semin. Cell Dev. Biol, 15, 3-16.

32. Ellis R.J. (2001) Macromolecular crowding: obvious but underappreciated. Trends Biochem. Sci., 26, 597-604.

33. Ellis R.J., Minton A.P. (2003) Cell biology: join the crowd. Nature, 425, 27-28.

34. Ellis R.J., van der Vies S.M. (1991) Molecular chaperones. Annu. Rev. Biochem., 60, 321-347.

35. Engel J., Winklmair D. (1972) Cooperative association. Protein-Protein Interactions (R. Jaenicke, E. Helmreich, Eds), Springer-Verlag, Berlin, pp. 159-181.

36. Feil I.K., Malfois M., Hendle J., van der Zandt H., Svergun D.I. (2001) A novel quaternary structure of the dimeric a-cry stall in domain with chaperone-like activity. J. Biol. Chem., 276,12024-12029.

37. Feil I.K., Malfois M., Hendle J., van der Zandt H., Svergun D.J. (2001) A novel quaternary structure of the dimeric alpha-crystallin domain with chaperone-like activity. J. Biol. Chem., 276, 12024-12029.

38. Feldmann K., Zeisel H., Helmreich E. (1972) Interactions between native and chemically modified subunits of matrix-bound glycogen phosphorylase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 69, 2278-2282.

39. Fink A.L. (1998) Protein aggregation: folding aggregates, inclusion bodies and amyloid. Folding Dis., 3, R9-R23.

40. Fink A.L. (1999) Chaperone-mediated protein folding. Physiol. Rev., 79, 425-449.

41. Fischer E. H., Graves D. J., Crittenden E. R. S., Krebs E. G. (1959) Structure of the site phosphorylated in the phosphorylase b to a reaction. J. Biol. Chem.,234,1698-1704.

42. Fischer E. H., Krebs E. G. (1962) Muscle phosphorylase b. Methods Enzymol., 5, 368-373.

43. Fischer E.H., Krebs E.G. (1958) The isolation and crystallization of rabbit skeletal muscle phosphorylase b. J. Biol. Chem., 231,65-71.

44. Follmer C., Pereira F.V., DaSilveria N.P. Carlini C.R. (2004) Jack bean urease (EC 3.5.1.5) aggregation monitored by dynamic and static light scattering. Biophys. Chem., Ill, 79-87. (

45. Frydman J. (2001) Folding of newly translated proteins in vivo: The role of molecular chaperones. Annu. Rev. Biochem., 70, 603-647.

46. Fulton A.B. (1982) How crowded is the cytoplasm? Cell, 30, 345-347.

47. Ganzhorn A.J., Plapp B.V. (1988) Carboxyl groups near the active site zinc contribute to catalysis in yeast alcohol dehydrogenase. J. Biol. Chem., 263, 5446-5454.

48. Georgopoulos C. (1992) The emergence of the chaperone machines. Trends. Biochem. Sci., 17, 295-299.

49. Gething M.-J., Sambrook J. (1992) Protein folding in the cell. Nature, 335, 33-45.

50. Giese K.C., Vierling E. (2002) Changes in oligomerization are essential for the chaperone activity of a small heat shock protein in vivo and in vitro. J. Biol. Chem., 277,46310-46318.

51. Graves D.J., Fischer E.H., Krebs E.G. (1960) Specifity studies on muscle phosphorylase phosphatase. J. Biol. Chem., 235, 805-809.

52. Groenen P.J., Merck K.B., de Jong W.W., Bloemendal H. (1994) Structure and modifications of the junior chaperone alpha-crystallin. From lens transparency to molecular pathology. Eur. J. Biochem., 225,1-19.

53. Grunewald K., Medalia O., Gross A., Steven A., Baumeister W. (2003) Prospects of electron cryotomography to visualize macromolecular complexes inside cellular compartments: implications of crowding. Biophys. Chem., 100, 577-591.

54. Haase-Pettingell C.A., King J. (1988) Formation of aggregates from a thermolabile in vivo folding intermediate in P22 tailspike maturation. A model for inclusion body formation. J. Biol. Chem., 263, 4977-4983.

55. Haley D.A., Horwitz J., Stewart P.L. (1998) The small heat-shock protein, alphaB-crystallin, has a variable quaternary structure. J. Mol. Biol, 277, 27-35.

56. Hall D., Minton A.P. (2003) Macromolecular crowding: qualitative and semiquantitative successes, quantitative challenges. Biochim. Biophys. Acta, 1649, 127-139.

57. Hartl F.U. (1996) Molecular chaperones in cellular protein folding. Nature, 381, 571-579.

58. Hartl F.U., Hayer-Hartl M. (2002) Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein. Science, 295, 1852-1858.

59. Hatters D.M., Minton A.P., Howlett G.J. (2002) Macromolecular crowding accelerates amyloid formation by human apolipoprotein C-II. J. Biol. Chem., 277,7824-7830.

60. Hedrick J.L., Shaltiel Sh., Fischer E.H. (1966) On the role of pyridoxal 5'-phosphate in Phosphorylase. III. Physicochemical properties and reconstitution of apophosphorylase b. Biochemistry, 5, 2117-2125.

61. Hedrick J.L., Shaltiel Sh., Fischer E.H. (1966) On the role of pyridoxal 5'-phosphate in Phosphorylase. III. Physicochemical properties and reconstitution of apophosphorylase b. Biochemistry, 5, 2117-2125.

62. Hedrick J.L., Shaltiel Sh., Fischer E.H. (1969) Conformational changes and the mechanism of resolution of glycogen phosphorylase b. Biochemistry, 8,2422-2429.

63. Heilmeyer L.M.G. (1991) Molecular basis of signal integration in phosphorylase kinase. Biochem. Biophys. Acta, 1094, 148-174.

64. Hendrick J.P., Hartl F.U. (1993) Molecular chaperone functions of heatshock proteins. Annu. Rev. Biochem., 62, 349-384.

65. Hook D.W., Harding J.J. (1998) Protection of enzymes by alpha-crystallin acting as a molecular chaperone. Int. J. Biol. Macromol., 22, 295-306.

66. Horwich A. (2002) Protein aggregation in disease: a role for folding intermediates forming specific multimeric interactions. J. Clin. Invest., 110, 1221-1232.

67. Horwitz J. (1992a) a-Crystallin can function as a molecular chaperone. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89, 10449-10453.

68. Horwitz J. (2003) Alpha-crystallin. Exp. Eye Res., 76,145-153.

69. Horwitz J., Emmons T., Takemoto L. (1992b) The ability of lens alpha crystallin to protect against heat-induced aggregation is age-dependent. Curr. Eye Res., 11, 817- 822.

70. Horwitz J., Huang Q., Ding L. (2004) The native oligomeric organization of alpha-crystallin, is it necessary for its chaperone function? Exp. Eye Res., 79,817-821.

71. Huang C.Y., Graves D.J. (1970) Correlation between subunit interactions and enzymatic activity of phosphorylase a. Method for determining equilibrium constants from initial rate measurements. Biochemistry, 9, 660-671.

72. Hurd S.S., Teller D., Fischer E.H. (1966) Probable formation of partially phosphorylated intermediates in the interconversions of phosphorylase A and B. Biochem. Biophys. Res. Commun., 24, 79-84.

73. Indicula-Thomas S., Balaji P.V. (2007) Correlation between the structural stability and aggregation propensity of proteins. Curr. Sci., 6, 758-767.

74. Ingolia T.D., Craig E.A. (1982) Drosophila gene related to the major heat shock-induced gene is transcribed at normal temperatures and not induced by heat shock. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 79, 525-529.

75. Jaenicke R. (1991) Protein folding: local structures, domains, subunits, and assemblies. Biochemistry, 30, 3147-3161.

76. Jaenicke R. (1995) Folding and association versus misfolding and aggreation of proteins. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci., 348,97-105.

77. Jaenicke R. (1998) Protein self-organization in vitro and in vivo: partitioning between physical biochemistry and cell biology. Biol. Chem., 379, 237-243.

78. Johnson G.F., Tu J.I., Bartlett M.L.S., Graves D.J. (1970) Physical-chemical studies on the pyridoxal phosphate binding site in sodium borohydride-reduced and native phosphorylase. J. Biol. Chem., 245, 5560-5568.

79. Johnson L.N., Hajdu J., Acharya K.R., Stuart D.I., McLaughlin P.L, Barford D. (1989) Glycogen phosphorylase b. Allosteric Enzymes (Herve G., ed.) Boca Raton: CRC Press., 81-127.

80. Johnson L.N., Snape P., Martin J.L., Acharya K.R., Barford D., Oikonomakos N.G. (1993) Crystallographic binding studies on the allosteric inhibitor glucose-6-phosphate to T state glycogen phosphorylase b. J. Mol. Biol., 232,253-267

81. Johnston J.A., Dalton M.J., Gurney M.E., Kopito R.R. (2000) Formation of high molecular weight complexes of mutant Cu, Zn-superoxide dismutase in a mouse model for familial amyotrophic lateral sclerosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97,12571-12576.

82. Johnston J.A., Ward C.L., Kopito R.R. (1998) Aggresomes: a cellular response to misfolded proteins. J. Cell Biol, 143, 1883-1898.

83. Kane J.F., Hartley D.L. (1991) Properties of recombinant protein-containing inclusion bodies in Escherichia coli. Bioprocess Technol., 12, 121-145.

84. Karimata H., Nakano Sh.-I., Ohmichi T., Kawakami J., Sugimoto N. (2004) Stabilization of a DNA duplex under molecular crowding conditions of PEG. Oxford University Press, 48, 107-108.

85. Kastenschmidt L.L., Kastenschmidt J., Helmreich E. (1968) Subunit interactions and their relationship to the allosteric properties of rabbit skeletal muscle phosphorylase b. Biochemistry, 7, 3590-3607.

86. Kastenschmidt L.L., Kastenschmidt J., Helmreich E. (1968) Subunit interactions and their relationship to the allosteric properties of rabbit skeletal muscle phosphorylase b. Biochemistry, 7, 3590-3607.

87. Kastenschmidt L.L., Kastenschmidt J., Helmreich E. (1968) Subunit interactions and their relationship to the allosteric properties of rabbit skeletal muscle phosphorylase b. Biochemistry, 7, 3590-3607.

88. Kelley M.J., David L.L., Iwasaki N., Wright J., Shearer T.R. (1993) a-Crystallin chaperone activity is reduced by calpain II in vitro and in selenite cataract. J. Biol. Chem., 268,18844-18849.

89. Kelley W.L., Georgopoulos C. (1992) Chaperones and protein folding. Curr. Opin. Cell Biol, 4, 984-991.

90. Keresztes-Nagy S., Klapper M.H., Lazer L., Klotz I.M. (1965) Hybridization experiments: evidence of dissociation equilibrium in hemerythrin. Science, 150, 357-9.

91. Kilimann M.W., Zander N.F., Kuhn C.C., Crabb J.W., Meyer H.E., Heilmeyer L.M.G., Jr. (1988) Proc. Nat. Acad. Sei. USA, 85, 9381-9385.

92. King M.M., Carlson G.M. (1981) Synergistic activation by Ca2+ and Mg2+ as the primary cause for hysteresis in the phosphorylase kinase reactions. J. Biol. Chem., 256,11058-11064

93. Klemenz R., Frohli E., Steiger R.H., Schifer R., Aoyama A. (1991) Alpha B-crystallin is a small heat shock protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88, 3652-3656.

94. Kodaka M. (2004) Interpretation of concentration-dependence in aggregation kinetics. Biophys. Chem., 109, 325-332.

95. Kodaka M. (2004) Requirements for generating sigmoidal time-course aggregation in nucleation-dependent polymerization model. Biophys. Chem., 107,243-253.

96. Kopito R.R. (2000) Aggresomes, inclusion bodies and protein aggregation. Trends Cell Biol., 10, 524-530.

97. Koretz J.F. (1999) Quaternary structural changes in native bovine a-crystallin aggregates with temperature. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 40, 214.

98. Koretz J.F., Augusteyn R.C. (1988) Electron microscopy of native and reconstituted alpha-crystallin aggregates. Curr. Eye Res., 7,25-30.

99. Kurganov B.I. (1982) Allosteric Enzymes. Kinetic Behaviour (John Wiley and Sons, Eds.) Chichester, p. 243.

100. Kurganov B.I., Kornilaev B.A., Chebotareva N.A., Malikov V.Ph., Orlov V.N., Lyubarev A.E., Livanova N.B. (2000) Dissociative mechanism ofthermal denaturation of rabbit skeletal muscle glycogen phosphorylase b. Biochemistry, 39,13144-13152.

101. Kurganov B.I., Lyubarev A.E., Sanchez-Ruiz J.M., Shnyrov V.L. (1997) Analysis of differential scanning calorimetry data for proteins. Criteria of validity of one-step mechanism of irreversible protein denaturation. Biophys. Chem., 69,125-35.

102. Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227, 680-685.

103. Lee G.J., Roseman A.M., Saibil H.R., Vierling E. (1997) A small heat shock protein stably binds heat-denatured model substrates and can maintain a substrate in a folding-competent state. EMBOJ., 16, 659-671.

104. Lee J.S., Samejima T., Liao J.H., Wu S.H, Chiou S.H. (1998) Physiological role of the association complexes of alpha-crystallin and its substrates on the chaperone activity. Biochem. Biophys. Res. Commun., 244, 379-383.

105. Lee J.S., Satoh T., Shinoda H., Samejima T., Wu S.H., Chiou S.H. (1997) Effect of heat-induced structural perturbation of secondary and tertiary structures on the chaperone activity of alpha-crystallin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 237, 277-282.

106. Lin M.Y., Linsday H.M., Weitz D.A, Ball R.C., Klein R., Meakin P. (1989) Universality of fractal aggregates as probed by light scattering. Proc. R. Soc. Lond. A., 423, 71-87.

107. Liu Y., Bolen D.W. (1995) The peptide backbone plays a dominant role in protein stabilization by naturally occurring osmolytes. Biochemistry, 34, 12884-12891.

108. Lyubarev A.E., Kurganov B.I. (1996) in: Organization of Biochemical Systems: Structural and Regulatory Aspects (Kurganov, B.I., Lyubarev, A.E., eds), Nova Science, N.Y., pp. 1-81.

109. Lyubarev A.E., Kurganov B.I. (2001) Study of irreversible thermal denaturation of proteins by differential scanning calorimetry. Recent Res. Devel. Biophys. Chem., 2, 141-165.

110. Lyubarev A.E., Kurganov B.I., Orlov V.N., Zhou H.M. (1999) Two-state irreversible thermal denaturation of muscle creatine kinase. Biophys. Chem., 79, 199-204.

111. MacRae T.H. (2000) Structure and function of small heat shock/alpha-crystallin proteins: established concepts and emerging ideas. Cell. Mol. Life Sci., 57,899-913.

112. Madsen N.B. (1956) The interaction of muscle phosphorylase with p-chloromercuribenzoate. II. A study by light scattering. J. Biol. Chem., 223, 1067-1074.

113. Madsen N.B. (1986) Glycogen phosphorylase. The Enzymes. (Boyer, P.D., Krebs, E.G., eds). New York: Academic Press., v. XVII, Ch. 19, p. 365-394.

114. Madsen N.B., Cori C.F. (1956) The interaction of muscle phosphorylase with p-chloromercuribenzoate. I. Inhibition of activity and effect on the molecular weight. J. Biol. Chem., 223,1055-1065.

115. Madsen N.B., Gurd F.R.N. (1956) The interaction of muscle phosphorylase with p-chloromercuribenzoate. III. The reversible dissociation of phosphorylase. J. Biol. Chem., 223,1075-1087.

116. Mahler H.C., Muller R., Friess W., Delille A., Matheus S. (2005) Induction and analysis of aggregates in a liquid IgGl-antibody formulation. Eur. J. Pharm. Biopharm., 59, 407-417.

117. Maiti M., Kono M., Chakrabarti B. (1988) Heat-induced changes in the conformation of alpha- and beta-crystallins: unique thermal stability of alpha-crystallin. FEBSLett., 236, 109-114.

118. Makeeva V.F., Chebotareva N.A., Andreeva I.E., Livanova N.B., Kurganov B.I. (2006) Interaction of phosphorylase kinase from rabbit skeletal muscle with flavin adenin dinucleotide. Biochemistry (Moscow), 71, 808-814.

119. Mandai K., Dillon J., Gaillard E.R. (2000) Heat and concentration effects on the small heat shock protein, a-crystallin. Photochem. Photobiol., 71, 470-475.

120. Mashino T., Fridovich I. (1987) Effects of urea and trimethylamine-N-oxide on enzyme activity and stability. Arch. Biochem. Biophys., 258, 356-360.

121. Mauro M., Craparo E.F., Podesta A., Bui one D., Carrotta R., Martorana V., Tiana G., San Biagio P.L. (2007) Kinetics of different processes in human insulin amyloid formation. J. Mol. Biol., 366, 258-274.

122. Mayer M.P., Bukau B. (2005) Hsp70 chaperones: cellular functions and molecular mechanism. Cell Mol. Life Sci., 62, 670-684.

123. McLaurin J., Yang D., Yip C.M., Fraser P.E. (2000) Review: modulating factors in amyloid-beta fibril formation. J. Struct. Biol, 130, 259-270.

124. Meng F.-G., Park Y.-D., Zhou H.-M. (2001) Role of proline, glycerol, and heparin as protein folding aids during refolding of rabbit muscle creatine kinase. Int. J. Biochem. Cell Biol, 33, 701-709.

125. Merck K.B., Groenen P.J., Voorter E., de Haard-Hoekman W.A., Horwitz J., Bloemendal H., de Jong W.W. (1993) Structural and functional similarities of bovine a-crystallin and mouse small heat shock protein. J. Biol Chem.,268,1046-1052.

126. Merlini G., Bellotti V., Andreola A., Palladini G., Obici L., Casarini S., Perfetti V. (2001) Protein aggregation. Clin. Chem. Lab. Med., 39, 10651075.

127. Meyer E., Heilmeyer L.M.G, Hashke R.H., Fisher E.H. (1970) Control of phosphorylase activity in a muscle glycogen particle. I. Isolation and characterization of the protein-glycogen complex. J. Biol. Chem., 245, 6642-6648.

128. Militello V., Casarino C., Emanuele A., Giostra A., Pullara F., Leone M. (2004) Aggregation kinetics of bovine serum albumin studied by FTIR spectroscopy and light scattering. Biophys. Chem., 107, 175-187.

129. Minton A.P. (2001) The influence of macromolecular crowding and macromolecular confinement on biochemical reactions in physiological media. J. Biol. Chem. 276, 10577-10580.

130. Morange M., Buc H. (1979) The interplay between covalent and non-covalent regulation of glycogen phosphorylase. The role of different effectors of phosphorylase b on the phosphorylase b to a conversion rate. Biochimie, 61, 633-643.

131. Murugan R. (2003) Competitive model on denaturant-mediated protein unfolding. Biophys. J., 84, 770-774.

132. Myers J.K., Oas T.G. (2002) Mechanism of fast protein folding. Annu. Rev. Biochem., 71,783-815.

133. Nadeau O.W., Traxler K.W., Fee L.R., Baldwin B.A., Carlson G.M. (1999) Activators of phosphorylase kinase alter the cross-linking of its catalytic subunit to the C-terminal one-sixth of its regulatory alpha subunit. Biochemistry, 38, 2551-2559.

134. Nichol L.W., Jackson W.J., Winzor D.J. (1967) A theoretical study of the binding of small molecules to a polymerizing protein system. A model for allosteric effects. Biochemistry, 6, 2449-2456.

135. Oikonomakos N.G., Stamnaki V.T., Tsitsanou K.E., Gavalas N.G., Johnson L.N. (2000) A new allosteric site in glycogen phosphorylase b as a target for drug interactions. Struct. Fold. Des., 8, 575- 584.

136. Oosawa F., Kasai M. (1962) A theory of linear and helical aggregations of macromolecules. J. Mol. Biol., 4, 10-21.

137. Ostrovsky M.A., Sergeev Y.V., Atkinson D.B., Soustov L.V., Hejtmancik J.F. (2002) Comparison of ultraviolet induced photo-kinetics for lens-derived and recombinant beta-crystallins. Mol. Vis., 8, 72-78.

138. Perutz M.F. (1997) Amyloid fibrils mutations make enzyme polymerize. Nature, 385, 773-775.

139. Perutz M.F. (1999) Glutamine repeats and neurodegenerative diseases: molecular aspects. Trends Biochem. Sci., 4, 8-63.

140. Pickett-Gies C.R., Walsh D.A. (1986) Phosphorylase kinase. The Enzymes (Boyer, P.D., and Krebs, E.G., eds), Vol. 17, Academic Press, Orlando, pp. 396-461.

141. Plaxco K.W., Dobson C.M. (1996) Time-resolved biophysical methods in the study of protein folding. Curr. Opin. Struct. Biol., 6, 630-636.

142. Priddy T.S., Macdonald B.A., Heller W.T., Nadeau O.W., Trewhella T., Carlson G.M. (2005) Ca -induced structural changes in phosphorylase kinase detected by small-angle X-ray scattering. Protein Sci., 14,1039-1048.

143. Prusiner S.B. (1998) Prions. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 95,13363-13383.

144. Prusiner S.B., Hsiao K.K. (1994) Human prion diseases. Ann. Neurol., 35, 385-395.

145. Radford S.E. (2000) Protein folding: progress made and promises ahead. Trends Biochem. Sci., 25, 611-618.

146. Raman B., Rao C.M. (1997) Chaperone-like activity and temperature-induced structural changes of alpha-crystallin, J. Biol Chem., 272, 23559-23564.

147. Rao C.M, Raman B., Ramakrishna T., Rajaraman K., Ghosh D., Datta S., Trivedi V.D., Sukhaswami M.B. (1998) Structural perturbation of a-crystallin and its chaperone-like activity. Int. J Biol. Macromol., 22,271-281.

148. Rao P.V., Horwitz J., Zigler J.S. (1993) Alpha-crystallin, a molecular chaperone, forms a stable complex with carbonic anhydrase upon heat denaturation. Biochem. Biophys. Res. Commun., 190, 786-793.

149. Rao P.V., Huang Q.L., Horwitz J., Zigler J.S., Jr. (1995) Evidence that alpha-crystallin prevents non-specific protein aggregation in the intact eye lens. Biochim. Biophys. Acta, 1245, 439-447.

150. Ratnaparkhi, G.S., Varadarajan, R. (2001) Osmolytes stabilize ribonuclease S by stabilizing its fragments S protein and S peptide to compact folding-competent states. J. Biol. Chem., 276,28789-28798.

151. Ren G., Lin Z., Tsou C. L., Wang C.C. (2003) Effects of macromolecular crowding on the unfolding and the refolding of D-glyceraldehyde-3-phosophospate dehydrogenase. J. Protein Chem., 22,431^139.

152. Rousseau F., Schymkowitz J., Serrano L. (2006) Protein aggregation and amyloidosis: confusion of the kinds? Curr. Opin. Struct. Biol., 16,118-126.

153. Samuel D., Kumar T.K., Ganesh G., Jayaraman G., Yang P.-W., Chang M.-M., Trivedi V.D., Wang S.-L., Hwang K.-C., Chang D.-K., Yu C. (2000) Proline inhibits aggregation during protein refolding. Protein ScL, 9, 344-352.

154. Samuel D., Kumar T.K., Jayaraman G., Yang P.W., Yu C. (1997) \/ Biochem. Mol. Biol. Int., 41,235-242.

155. Sanchez-Ruiz J.M. (1992) Theoretical analysis of Lumry-Eyring models in differential scanning calorimetry. Biophys. J., 61, 921-935.

156. Santhoshkumar P., Sharma K.K. (2001) Analysis of a-crystallin chaperone function using restriction enzymes and citrate synthase. Mol Vis., 7, 172-177.

157. Santhoshkumar P., Sharma K.K. (2002) Identification of a region in alcohol dehydrogenase that binds to alpha-crystallin during chaperone action. Biochim. Biophys. Acta, 1598,115-121.

158. Schuler J., Frank J., Saenger W., Georgalis Y. (1999) Thermally induced aggregation of human transferrin receptor studied by light-scattering techniques. Biophys J., 77,1117-1125.

159. Seery V.L., Fischer E.H., Teller D.C. (1970) Subunit structure of glycogen phosphorylase. Biochemistry, 18, 3591-3598

160. Siezen R.J., Bindels J.G., Hoenders H.J. (1979) The interrelationship between monomeric, oligomeric and polymeric alpha-crystallin in the calf lens nucleus. Exp. Eye Res., 28, 551-567.

161. Silow M., Tan Y.-J., Fersht A.R., Oliveberg M. (1999) Formation of shortlived protein aggregates directly from the coil in two-state folding. Biochemistry, 38, 13006-13012.

162. Skuster J.R., Chan K.F., Graves D.J. (1980) Isolation and properties of the catalytically active gamma subunit of phosphorylase b kinase. J. Biol. Chem., 255, 2203-2210.

163. Smith D.F., Whitesell L., Katsanis E. (1998) Molecular chaperones: biology and prospects for pharmacological intervention. Pharmacol Rev., 50,493-514.

164. Soti C., Pal C., Papp B., Csermely P. (2005) Molecular chaperones as regulatory elements of cellular networks. Curr. Opin. Cell Biol., 17,210-215.

165. Speed M.A., King J., Wang D.J. (1997) Polymerization mechanism of polypeptide chain aggregation. Biotechnol. Bioeng., 54, 333-343.

166. Speed M.A., Wang D.I., King J. (1996) Specific aggregation of partially folded polypeptide chains: the molecular basis of inclusion body composition. Nat. Biotechnol., 14, 1283-1287.

167. Sprang S., Fletterick R., Stern M., Yang D., Madsen N., Sturtevant J. (1982) Analysis of an allosteric binding site: the nucleoside inhibitor site of phosphorylase. Biochemistry, 21,2036-2048.

168. Srinivas V., Datta S., Ramakrishna A.T., Rao Ch.M. (2001) Studies on the a-crystallin target protein binding sites: sequential binding with two target proteins. Mol. Vis., 7,114-119.

169. Stromer T., Ehrnsperger M., Gaestel M., Buchner J. (2003) Analysis of the interaction of small heat shock proteins with unfolding proteins. J. Biol Chem.,278,18015-18021.

170. Sugrobova N.P., Lisovskaya N.P., Kurganov B.I. (1983) Turbidimetric method for determination of glycogen phosphoiylase activity and its use for estimation of equilibrium position of enzymatic reaction. J. of Biochem. and Biophys. Methods, 8, 299-306.

171. Sun Y., MacRae T.H. (2005) The small heat shock proteins and their role in human disease. FEBS J. 272, 2613-2627.

172. Sundukov S.Yu., Solovyeva G.A. (1989) Interaction of glycogen synthase of rabbit skeletal muscles with flavin mononucleotide. Biokhimiia, 54, 1478-1484.

173. Surewicz W.K., Olesen P.R. (1995) On the thermal stability of alpha-crystallin: a new insight from infrared spectroscopy. Biochemistry, 34, 9655-9660.

174. Thomes J.C., Archambault De Vençay J., Julien R. (1980) New relations for activity analysis of associating enzymes. Biochem. J., 185, 339-47.

175. Thomson J.A., Augusteyn R.C. (1983) a-Crystallin: the native form of the protein? Exp. Eye Res., 37, 367-377.

176. Thomson J.A., Augusteyn R.C. (1988) On the structure of alpha-crystallin: The minimum molecular weight. Curr. Eye Res., 7, 563-569.

177. Thomson J.A., Augusteyn R.C. (1989) On the structure of a-crystallin: construction of hybrid molecules and homopolymers. Biochim. Biophys. Acta, 994, 246-252.

178. Titani K., Koide A., Hermann J., Ericsson L. H., Kumar S., Wade R. D., Walsh K. A., Neurath H., Fischer E. H. (1977) Complete amino acid sequence of rabbit muscle glycogen phosphorylase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 74, 4762-4766.

179. Treweek T.M., Morris A.M., Carver J.A. (2003) Intracellular protein unfolding and aggregation: the role of small heat-shock chaperone proteins. Aust. J. Chem., 56, 357-367.

180. Crystal structure and assembly of a eukaryotic small heatshock protein. Nature Struct. Biol., 8, 1025-1030.

181. Vanhoudt J., Abgar S., Aerts T., Clauwaert J. (2000b) A small-angle X-ray solution scattering study of bovine a-crystallin. Eur. J. Biochem., 267, 3848-3858.

182. Vanhoudt J., Aerts S., Abgar T., Clauwaert J. (2000a) Native quaternary structure of bovine alpha-crystallin. Biochemistry, 39, 4483-4492.

183. Vanhoudt J., Aerts T., Abgar S., Clauwaert J. (1997) Quaternary structure and interaction parameters of bovine a-crystallin: influence of isolation conditions. Progr. ColloidPolym. Sci., 107, 88-93.

184. Venien-Bryan C., Lowe E.M., Boisset N., Traxler K.W., Johnson L.N., Carlson G.M. (2002) Three-dimensional structure of phosphorylase kinase at 22 A resolution and its complex with glycogen phosphorylase b. Structure, 10, 33-41

185. Verkman A. (2002) Solute and macromolecule diffusion in cellular aqueous compartments. Trends Biochem. Sci., 27,27-33.

186. Vidair C.A., Huang R.N., Doxsey S.J. (1996) Heat shock causes protein aggregation and reduced protein solubility at the centrosome and other cytoplasmic locations. Int J. Hyperthermia, 12, 681-695.

187. Wang K., Spector A. (1994) The chaperone activity of bovine a-ciystallin. Interaction with other lens crystallins in native and denatured states. J. Biol. Chem., 269, 13601-13608.

188. Weitz D.A., Huang J.S., Lin M.Y., Sung J. (1985) Limits of the fractal dimension for irreversible kinetic aggregation of gold colloids. Phys. Rev. Lett, 54,1416-1419.

189. Weitz D.A., Lin M.Y. (1986) Dynamic scaling of cluster-mass distributions in kinetic colloid aggregation. Phys. Rev. Lett., 57,2037-2040.

190. Wetzel R. (1994) Mutations and off-pathway aggregation of proteins. Trends Biotechnol, 12, 193-198.

191. Wickner S., Maurizi M.R., Gottesman S. (1999) Posttranslational quality control: folding, refolding, and degrading proteins. Science, 286, 1888-1893.

192. Wiertz E.J., Tortorella D., Bogyo M., Yu J., Mothes W., Jones T.R., Rapoport T.A., Ploegh H.L (1996) Sec61-mediated transfer of a membrane protein from the endoplasmic reticulum to the proteasome for destruction. Nature, 384, 432-438.

193. Wilkinson D.A., Fitzgerald T.J., Marion T.N., Carlson G.M. (1999) Mg2+ induces conformational changes in the catalytic subunit of phosphorylase kinase, whether by itself or as part of the holoenzyme complex. J. Prot. Chem., 18, 157-164.

194. Winklmair D. (1971) A simple approach to the theory of cooperative aggregation of biological macromolecules. Arch. Biochem. Biophys., 147, 509-14.

195. Wood J.D., Beaujeux T.P., Shaw P.J. (2003) Protein aggregation in motor neurone disorders. Neuropathol. Appl. Neurobiol., 29, 529-545.

196. Yancey P.H., Siebenaller J.F. (1999) Trimethylamine oxide stabilizes teleost and mammalian lactate dehydrogenases against inactivation by hydrostatic pressure and trypsinolysis. J. Exp. Biol., 202, 3597-3603.

197. Yang D.-Sh., Yip C.M., Huang T.H.J., Chakrabartty A., Fraser P.E. (1999) Manipulating the amyloid-p aggregation pathway with chemical chaperones. J. Biol. Chem., 274, 32970-32974.

198. Young J.C., Hartl F.U. (2002) Chaperones and transcriptional regulation by nuclear receptors. Nature Struct. Biol., 9, 640-642.

199. Yudin I.K., Nikolaenko G.L., Gorodetskii E.E., Markhashov E.L., Agayan V.A., Anisimov M.A., Sengers J.V. (1998) Crossover kinetics of asphaltene aggregation in hydrocarbon solutions. PhysicaA., 251,235-244.

200. Yudin I.K., Nikolaenko G.L., Kosov V.I., Agayan V.A., Anisimov M.A., Sengers J.V. (1997) Simple photon-correlation spectrometer for research and education. Int. J. Thermophys., 18,1237-1248.

201. Zander, N.F., Meyer H.E., Hoffmann-Posorske E., Crabb J.W., Heilmeyer L.M.G., Kilimann M.W. (1988) cDNA cloning and complete primary structure of skeletal muscle phosphorylase kinase (alpha subunit). Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 85, 2929-2933.

202. Zimmerman S.B., Minton A.P. (1993) Macromolecular crowding: biochemical, biophysical, and physiological consequences. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct., 22, 27-65.

203. Zimmerman S.B., Trach S.O. (1991) Estimation of macromolecule concentrations and excluded volume effects for the cytoplasm of Escherichia coli. J. Mol. Biol., 222, 599-620.

204. Zou Q., Bennion B.J., Daggett V., Murphy K.P. (2002) The molecular mechanism of stabilization of proteins by TMAO and its ability to counteract the effects of urea. J. Am. Chem. Soc., 124, 1192-1202.

205. Земскова M.A., Шур C.A., Сколышева JT.K., Вульфсон П.Л. (1989) Регуляция активности киназы фосфорилазы из скелетных мышц кролика гликогеном. Биохимия, 54, 662-668.

206. Клюева А.В., Левчук Ю.Н., Набока Ю.Н. (2002) Фотонкореляционная спектроскопия белков. Укр. биохим. журн., 74, 12-26.

207. Кривандин А.В., Муратов К.О., Островский М.А. (2004а) Рентгеновское малоугловое исследование комплексообразования врастворах ос- и ßb-кристаллинов при нагревании. Докл. Акад. Наук, 394, \-4.

208. Кривандин A.B., Муранов К.О., Островский М.А. (2004b) Исследование комплексообразования в растворах а- и ßb-кристал-линов при 60 °С. Мол. биол., 38, 1-15.

209. Курганов Б.И. (1998) Кинетика тепловой агрегации белков. Биохимия, 63, 430-432.

210. Курганов Б.И. (2002) Оценка активности молекулярных шаперонов в тест-системах, основанных на подавлении агрегации белков. Успехи биол. химии, 42, 89-138.

211. Курганов Б.И., Рафикова Э.Р., Добров Е.Н (2002) Кинетика тепловой агрегации белка оболочки вируса табачной мазаики. Биохимия, 67, 631-640.

212. Кутышенко В.П., Прохоров Д.А. (2003) Разворачивание молтен-глобулы карбоангидразы под воздействием гуанидингидрохлорида. Мол. биол., 37,1055-1060.

213. Маркосян К.А., Курганов Б.И. (2004) Фолдинг, неправильный фолдинг и агрегация белков. Образование телец включения и агресом. Биохимия, 69,1196-1212.

214. Полторак О.М., Чухрай Е.С., Торшин И.Ю. (1998) Диссоциативная термоинактивация, стабильность и активность олигомерных ферментов (обзор). Биохимия, 63, 360-369.

215. Силонова Г. В., Курганов Б. И. (1970) Изучение ассоциации фосфорилазы b из скелетных мышц кролика кинетическим методом. Молекулярная биология, 4, 445-459.

216. Чеботарева H.A. (2007) Влияние молекулярного краудинга на ферменты гликогенолиза. Успехи биол. химии, 47, 233-258. Чеботарева H.A., Курганов Б.И., Ливанова Н.Б. (2004) Биохимические эффекты молекулярного краудинга. Биохимия, 69,1239-1251.