Ассоциация аэробных метилотрофных бактерий с растениями тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, кандидат биологических наук Иванова, Екатерина Григорьевна

• Иванова, Екатерина Григорьевна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Иванова, Екатерина Григорьевна

Список сокращений

ВВЕДЕНИЕ 7 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Особенности биологии аэробных метилотрофных бактерий

Глава 2. Ассоциации аэробных метилотрофов с растениями

2.1. Ассоциация аэробных метилобактерий с растениями

2.2. Ассоциация аэробных метанотрофных бактерий с растениями

2.3. Влияние метилотрофных бактерий на рост и развитие растений in vivo

2.4. Метилотрофные бактерии и азотный метаболизм растений

Глава 3. Фитогормоны и другие биоактивные соединения

3.1. Цитокинины

3.2. Ауксины

3.3. Витамин В

3.4. Экзополисахариды

3.5. Осмопротекторы

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 4. Материалы методы

4.1. Объекты исследования

4.2. Культивирование бактерий

4.3. Выделение накопительных и чистых культур метилотрофных бактерий

4.4. Электронная микроскопия

4.5. Изучение физиолого-биохимических свойств

4.6. Определение активности ферментов

4.7. Аналитические методы

4.7.1. Определение фосфолипидного состава клеток

4.7.2. Анализ жирных кислот

4.7.3. Определение убихинонов

4.8. Выделение и идентификация фитогормонов 62 4.8.1. Экстракция цитокининов и ауксинов

4.8.2. Идентификация цитокининов

4.8.3. Идентификация ауксинов

4.9. Определение содержания витамина В

4.9.1. Культивирование Е. coli - 113

4.9.2. Экстракция витамина В12 из клеток

4.9.3. Анализ экстрактов на наличие витамина В

4.10. Молекулярно-генетические методы

4.10.1. Выделение ДНК

4.10.2. Выделение РНК

4.10.3. ПЦР-амплификация и секвенирование гена 16S рРНК

4.10.4. ПЦР-амплификация тотальной ДНК накопительных культур метанотрофов

4.10.5. ПЦР-амплификация ipt гена

4.10.6. Синтез первой цепи кДНК

4.10.7. ДНК-ДНК гибридизация

4.11. Влияние метилотрофов на рост и морфогенез растений in vitro

4.11.1. Растительный материал

4.11.2. Среды и растворы

4.11.3. Культивирование растений

4.11.4. Регенерация растений

4.11.5. Инокуляция растений метанотрофами и метилобактериями

4.11.6. Анализ растительного материала

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 5. Биоразнообразие метилотрофных бактерий

5.1. Аэробные метилотрофные бактерии, ассоциированные с растениями

5.2. Филогенетический анализ метилотрофных изолятов

5.3. Локализация аэробных метилотрофных бактерий на/в растительных тканях

Глава 6. Идентификация метилотрофов

6.1. Морфология и ультраструктура

6.2. Культуральные и физиолого-биохимические свойства

6.3. Метаболическая характеристика

6.4. Состав убихинонов, фосфолипидов и жирных кислот

6.5. Генотипические свойства

6.6. Таксономическое положение новых изолятов метилобактерий

Глава 7. Влияние метилотрофов на рост, морфогенез и регенерацию растений, культивируемых in vitro

7.1. Влияние метилобактерий и метанотрофов на прорастание семян льна долгунца и табака in vitro

7.2. Влияние метилобактерий и метанотрофов на рост и морфогенез табака и картофеля in vitro

7.3. Влияние метилобактерий и метанотрофов на регенерацию табака и льна долгунца in vitro

7.4. Влияние метилобактерий и метанотрофов на регенерацию и морфогенез пшеницы in vitro

Глава 8. Способность метилотрофов к синтезу фитогормонов и витамина В

8.1. Образование цитокининов

8.2. Синтез ауксинов

8.3. Образование витамина В

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Ассоциация аэробных метилотрофных бактерий с растениями»

Актуальность проблемы. Внимание исследований давно привлекают установившиеся симбиотические отношения растений со многими специфическими микроорганизмами (например, родов Azospirillum, Rhizobium, Pseudomonas), но только недавно начали изучать их взаимосвязь с аэробными метилотрофными бактериями. Аэробные метилотрофные бактерии, использующие метан (метанотрофы) или его окисленные или замещенные производные (метилобактерии) в качестве источников углерода и энергии, широко распространены в природе и часто ассоциированы с растениями. Они обнаружены в семенах, филлосфере и ризосфере растений (Corpe, Rheem, 1989, King, 1994, Holland, 1997, Шепеляковская с соавт., 1999, Доронина, Троценко, 2000, Доронина с соавт., 2000). До недавнего времени основной ролью метанотрофов и метилобактерий в природе считали их участие в глобальном цикле углерода, в частности, в снижении эмиссии из почв метана, чей парниковый эффект в 20 раз превышает действие углекислого газа, а также метанола. Метанол, будучи одним из важнейших источников гидроксильных радикалов в тропосфере (после СН4, СОг и изопренов), существенно влияет на формирование климата на планете. Относительно недавно стало известно, что летучие органические Ci -соединения являются естественными продуктами метаболизма растений (Keppler et al., 2006, MacDonald et al., 1993, Fall, 1996). 76% метанола, ежегодно поступающего в атмосферу, выделяется растениями и составляет 100 млн т С - примерно половина летучего органического углерода атмосферы (Galbally, 2002). В разных компартментах растительных клеток обнаружены интермедиаты Ci-метаболизма: метанол (1 мкмоль/г веса сырой биомассы), формиат (0.1 - 1 мкмоль/г веса сырой биомассы) и формальдегид (0.1 - 10 мкмоль/г веса сырой биомассы), которые участвуют в биосинтезе белков, нуклеиновых кислот, пантотеновой кислоты, большого количества метилированных соединений и связаны со стабилизацией пектина и деградацией лигнина в клеточных стенках растений (Hanson, Roje, 2001). Большая часть формальдегида обратимо связана с различными клеточными нуклеофилами (глутатионом, аргинином, тетрагидрофолатом), в то же время метанол и формиат могут освобождаться из Ci-метаболизма растительных клеток и выделяться в межклеточное пространство, откуда через устьица поступать в атмосферу. Метанол также может окисляться до формальдегида. Наряду с метанолом, растения могут выделять метилированные амины (Троценко, Логинова, 1979), галометаны (Троценко, Доронина, 2003), а водоросли -метилсернистые соединения (deZwart et al., 1996), хотя их вклад в глобальный цикл углерода намного меньше. В последнее время появились данные о способности растений синтезировать метан в аэробных условиях (Keppler et al., 2006).

В связи с этим логично было предположить, что аэробные метилотрофы, использующие Ci соединения, присутствуют в филлосфере и ризосфере, успешно конкурируя с другими микроорганизмами. Более того, нами было постулировано, что аэробные метилотрофные бактерии не просто колонизуют растения, а являются фитосимбионтами. Однако экспериментальные данные о взаимосвязи аэробных метилотрофных бактерий с растениями до начала нашей работы были весьма фрагментарными и ограничивались розовоокрашеными представителями рода Methylobacterium (Holland, 1997).

Цель и задачи исследования. В связи с вышеизложенным целью нашей работы было определение таксономического и метаболического разнообразия аэробных метилотрофов, ассоциированных с растениями, а также изучение физиолого-биохимических основ их взаимодействия. Для достижения поставленной цели решались следующие основные задачи:

1. Выделить чистые культуры метилотрофных бактерий из различных образцов растений и определить их таксономическое положение.

2. Оценить влияние аэробных метилотрофных бактерий па рост, морфогенез и регенерацию гнотобиотических растений in vitro.

3. Определить способность аэробных метилотрофных бактерий синтезировать биоактивные вещества - витамин В12 и фитогормоны различных классов - цитокинипы и ауксины.

Научная новизна работы. Выявлено таксономическое разнообразие аэробных метилотрофных бактерий, ассоциированных с растениями. Впервые показано, что наряду с представителями рода Methylobacterium с растениями ассоциированы также представители родов Methylovorus, Paracoccus, Xanthobacter, Methylophaga, Methylocystis, Methylococcus. Электронно-микроскопические исследования показали наличие метилотрофов внутри тканей колонизованных растений, культивируемых in vitro. Установлено, что метилотрофы постоянно ассоциированы с растениями и колонизация филлосферы хвойных и лиственных пород деревьев весной обусловлена развитием метилотрофных бактерий, перезимовавших внутри растительных тканей. Выделены и охарактеризованы метилотрофные изоляты, отнесенные к новому таксону Schlegelia plantiphila gen. nov., sp. nov. Впервые показана стимуляция метилобактериями и метанотрофами роста, морфогенеза и регенерации гнотобиотических растений табака, картофеля, льна и пшеницы, культивируемых in vitro.

Впервые установлена способность метанотрофов и метилобактерий различного таксономического положения синтезировать и поставлять растениям фитогормоны ауксины (от 5 до 120 мкг/мл) и цитокинины (10-50 нг/л), а также витамин В12 (до 800 нг/л). Обнаружено, что в геноме метилотрофов содержатся участки, гомологичные последовательностям гена синтеза цитокининов de novo. Установлено, что индолил-3-уксусная кислота синтезируется через индолил-3-пировиноградную кислоту.

Научно-практическое значение. Показано, что аэробные метилотрофные бактерии являются фитосимбионтами. Изучение взаимодействия аэробных метилотрофных бактерий с растениями значительно расширяет и углубляет знания об основах симбиоза метилотрофов с растениями, что позволяет оценить их экологический и биотехнологический потенциал, а также разработать новые способы/методы повышения продуктивности сельскохозяйственных культур с использованием аэробных метилотрофных бактерий или их метаболитов.

Облигатные метилотрофы не патогенны для человека, животных и растений и не развиваются на твердых средах, используемых для культивирования растений in vitro. В связи с этим они перспективны для разработки новых биотехнологий культивирования трансгенных растений, микроразмножения и регенерации гнотобиотических растений in vitro, с последующей адаптацией к условиям открытого грунта, адаптации растений в замкнутых экосистемах, в том числе на космических кораблях. Результаты работы послужили основой для создания нового бактериального стимулятора роста растений -«метилобактерина».

Апробация работы. Основные положения диссертации доложены на конференциях молодых ученых г. Пущино (1999, 2002), Всероссийской школе-конференции "Горизонты физико-химической биологии" (Пущино, 2000), на V чтениях, посвященных памяти акад. Ю.А. Овчинникова «Биоорганика-2000» (Москва-Пущино, 2000), на II Международной конференции «Биотехнология в растениеводстве, животноводстве и ветеринарии» (Москва, 2000), на международной конференции памяти акад. Е.Н.Кондратьевой "Автотрофные микроорганизмы" (Москва, 2000), на международной конференции VAAM (Геттинген, Германия, 2002), на FEMS Congress of European Microbiologists (Любляна, Словения, 2003), на Международных Пущинских школах-конференциях молодых ученых (Пущино, 2003, 2004, 2005), на региональной конференции молодых ученых (Саратов, 2004), Гордоновской конференции "Molecular Basis of Microbial CI Metabolism" (Mount Holyoke, США, 2004).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 11 статей и 13 тезисов.

Структура и объем работы. Диссертация изложена на 164 стр. машинописного текста, состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части, заключения, выводов и списка литературы, включающего 345 ссылок, содержит 21 таблицу и 32 рисунка.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Иванова, Екатерина Григорьевна

выводы

Расширено представление о биоразнообразии аэробных метилотрофных бактерий, ассоциированных с растениями. Обнаружена связь с растениями представителей известных родов метилобактерий и метанотрофов различного филогенетического положения (Methylobacterium, Methylovorus, Paracoccus, Xanthobacter, Methylophaga, Methylocystis, Methylococpus), а также метилобактерий нового таксона Schlegelia plantiphila gen. nov., sp. nov.

Выявлено, что метилотрофы постоянно ассоциированы с растениями и колонизация филлосферы хвойных и лиственных пород деревьев весной обусловлена развитием метилотрофных бактерий, перезимовавших внутри растительных тканей. Продемонстрирована стимуляция метилотрофами прорастания семян, роста и развития гнотобиотических растений (табак, картофель), в том числе трансгенных, а также регенерации эксплантов табака и пшеницы в опытах in vitro. Установлено, что аэробные метилотрофные бактерии различного таксономического положения синтезируют и поставляют растениям: фитогормоны - цитокинины (10-30 нг/л) и ауксины (3-120 мкг/мл) в оптимальном соотношении для сбалансированного роста побегов и корней растений; витамин В12 (6-800 нг/л), необходимый для реакций изомеризации и трансметилирования;

Установлено, что индолил-3-уксусная кислота синтезируется через индолил-3-пировиноградную кислоту.

Показано, что аэробные метилотрофы являются фитосимбионтами и перспективны для разработки новых биотехнологий культивирования растений, в том числе трансгенных, а также для создания бактериального препарата - стимулятора роста растений.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

Нами получены приоритетные данные о симбиозе с растениями не только РОФМ рода Methylobacterium, но метилобактерий и метанотрофов различного таксономического положения (Methylovorus, ■ Paracoccus, Xanthobacter, Methylophaga, Methylocystis, Methylococcus, Schlegelia). Связь между растениями и метилотрофами взаимовыгодна. Микросимбионты зависят от растений в своих питательных нуждах и как физического местообитания. В свою очередь растения зависят от бактерий в плане удаления вредных для самого растения метаболитов, образуемых, во время роста, например, метанола. Очевидно, физиологически* активные ткани растений вырабатывают значительные количества метаболитов, а бактерии удаляют их из апопласта, используя в качестве источника питания, разлагают до более простых соединений (например, аммиак), которые в конечном счете возвращаются в растение. Исследования образования и эмиссии СН4 на заболоченных территориях указывают на взаимосвязь потоков метана с растениями. С одной стороны, растения способствуют эмиссии метана из анаэробной зоны почв в атмосферу, благодаря способной диффузии по хорошо развитой аэренхиме растений. С другой стороны, растения способствуют проникновению кислорода и молекулярного азота вглубь, стимулируя тем самым рост бактерий, окисляющих метан.

Клетки метилотрофов вырабатывают ЭПС, которые сохраняют популяцию метилотрофов на поверхности растений, что помогает им получать органические вещества из апопласта растительного листа. При этом, в отличие от патогенов, метилотрофы не оказывают негативного воздействия на растения. Наоборот, метилотрофы помогают растениям: участвуют в азотном обмене, поставляют витамины, регулируют рост и развитие растений посредством синтеза фитогормонов - • цитокининов и ауксинов, повышают устойчивость растений при различных стрессах, способствуют выживаемости. По-видимому, метилотрофы поставляют растениям фитогормоны в оптимальном соотношении цитокинины/ауксины, что необходимо для правильного роста корней и побегов. 4

Поскольку метилотрофные бактерии положительно влияют на растения, манипуляция с ними посредством генной инженерии или селекции должна стать легитимной стратегией целенаправленного улучшения свойств и урожайности растений. Возможно, режимы и дозы внесения удобрений удастся рационализировать, учитывая, что они являются питающими и для микроорганизмов. Метилотрофы также полезны для повышения сохранности и прорастаемости семян некоторых растений.

В целом, способность метилобактерий стимулировать рост и морфогенез растений in vitro указывает на перспективность их применения в различных направлениях современной экспериментальной физиологии * и' биотехнологии растений. Комбинированное использование разработанных методов колонизации растений в условиях отсутствия конкуренции с нежелательной микрофлорой создает основу для новых технологий их культивирования, в особенности для клонального микроразмножения растений с низкой регенерационной способностью. Облигатные метилобактерии, растущие' только на Сi-субстратах, имеют. очевидные преимущества перед факультативными и являются новыми перспективными объектами для колонизации гнотобиотических растений, поскольку не растут на богатых средах, используемых для культивирования последних. Дальнейшее изучение физиолого-биохимических и молекулярно-генетических основ фитосимбиоза аэробных метилотрофных бактерий позволит понять принципы этого взаимодействия и более эффективно реализовать метаболический потенциал метилотрофов в современной биотехнологии растений.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Иванова, Екатерина Григорьевна, 2006 год

1. Алексеева В. В., Рукавцова Е.Б., Шутова Т.В., Хоробрых А.А.,- Бурьянов Я.И. Физиолого-биохимические особенности растений табака с агробактериальным геном изопентенилтрансферазы // Физиология растений. 2000. Т. 47. С. 408-415.

2. Берестовская Ю.Ю., Васильева Л.В., Честных О.В., Заварзин Г.А. Метанотрофы психрофильного микробного сообщества заполярной тундры России // Микробиология. 2002. Т. 71. № 4. С. 538-544.

3. Васильева В.Е. Методы биохимического анализа растений. Л.: Изд-во ЛГУ, 1978. 192 с.

4. Васильева JI.В., Берестовская Ю.Ю., Заварзин Г.А. Психрофильные ацидофильные метанотрофы из сфагнеты зоны вечной мерзлоты // Докл. Акад. Наук. 1999. Т. 368. №1. С. 125-128.

5. Веселое С.Ю., Кудоярова Г.Р., Усманов И.Ю. Иммуноферментный анализ фитогормонов. Методические указания. Изд-во Башкирского Университета, Уфа. 1992.12 С.

6. Гальченко В.Ф. Метанотрофные бактерии. М.: Гелиос. 2001. 500 с.

7. Гальченко В.Ф., АндреевЛ.В., Троценко 10.А. Таксономия и идентификация облигатных метанотрофных бактерий. Пущино: ОНТИ НЦБИ АН СССР. 1986. 96 с.

8. Герхардт Ф. Методы общей бактериологии. М. Мир. 1984.

9. Дарбре А. (под ред.) Практическая химия белка. М.'Мир. 1989.

10. Дедыш С.Н. Ацидофильные метанотрофные бактерии // Труды ИНМИ РАН. 2004. Вып. 12. М. Наука. С. 109-125.

11. Дедыш С.Н. Метанотрофные бактерии кислых сфагновых болот // Микробиология. 2002а. Т. 71. №6. С. 741-754.

12. Доронина Н.В. Биоразноообразие и таксономия аэробных метилобактерий // Диссертация на соискание ученой степени доктора биологических наук. Пущино. 1999. С. 180.

13. Доронина Н.В., Дармаева Ц.Д:, Троценко 10.А. Новые аэробные метилотрофные изоляты из содовых озер Южного Забайкалья // Микробиология. 2001. Т. 70. № 3. С. 386-392.

14. Доронина Н.В., Кудинова JJ.B., ТроценкоЮ.А. Methylovorus mays новый вид аэробных облигатных метилобактерий, ассоциированных с растениями // Микробиология. 2000. Т. 69. №5. С. 599-603.

15. Доронина Н.В., Сахаровский В.Г., Драчук С.В., Троценко Ю.А. Органические осмопротекторы аэробных умеренно галофильных метилобактерий // Микробиология. 1998. Т. 67. №4. С. 458-463.

16. Доронина Н.В., Троценко Ю.А. Консервация метилотрофных бактерий посредством лиофилизации из обезвоженного состояния // Прикл. биохимия и микробиол. 1994. Т. 30. №6. С. 952-956.

17. Доронина Н.В., Троценко Ю.А. Новый термотолерантный алкалофильный метилотроф рода Paraccocus, ассоциированный с растениями // Микробиология. 2000а. Т. 69. № 5. С. 706-711.

18. Доронина Н.В., Троценко Ю.А. Уровни ассимиляции углекислоты у бактерий с различными путями Ci-метаболизма// Микробиология. 1984. Т. 53. № 6. С. 885-889.

19. Ешинимаев Б.Ц., Медведкова К.А., Хмеленина В.Н., Сузипа Н.Е., Осипов Г.А., Лысенко A.M., Троценко Ю.А. Новые термофильные метанотрофы рода Methylocaldum // Микробиология. 2004. Т. 73. №4. С. 530-539.

20. Заварзин Г.А., Васильева JI.B. Цикл метана на территории России // Круговорот углерода в России. Ред. Заварзин Г.А. М. 1999. С. 202-230.

21. Кал/ожная М.Г., Макутина В.А., Русакова Т.Г., Никитин Д.В., Хмеленина В.Н., Дмитриев В.В., Троценко Ю.А. Метанотрофные сообщества почв Северной тайги и Субарктической тундры России // Микробиология. 2001. Т. 70. № 5. С. 210-215.

22. Канопкайте С. Кобаламины. Вильнус: Мокслас. 1978.

23. Кефели В. И. Витамины и некоторые другие представители негормональных регуляторов роста растений // Физиология растений. 1981. XVII. вып. 1. С. 5-24.

24. Кирхнер Ю. Тонкослойная хроматография. М. Мир. 1981. Т. 89. С. 242.

25. Копертех Л.Г., Бутенко Р.Г. Ацетон как нетрадиционная добавка к среде культивирования клеток пшеницы // ДАН. 1995а. Т. 342. С. 115-118.

26. Копертех Л.Г., Бутенко Р.Г. Нативные фитогормоны экспланта и морфогенезпшеницы in vitro // Физиология растений. 19956. Т. 42. С. 555-558.

27. Кретович В.Л. Введение в энзимологию. М. Наука. 1974. С. 97-98.

28. Кулаева О. Н. Зависимость физиологической активности цитокининов от химического строения их молекул. Цитокинины их структура и функция. М. Наука 1973. С. 32-76.

29. Кулаева О.Н. Гормональная регуляция физиологических процессов у растений на уровне синтеза РНК и белка // XLI Тимирязевские чтения. М. Наука. 1982. С. 82.

30. Кулаева О.Н., Кузнецов В.В. Новейшие достижения и перспективы в области изучения цитокининов // Физиология растений. 2002. Т. 49. №4. С. 626-640.

31. Кулаева О.Н., Чашахян MX. Достижения и перспективы в исследовании фитогормонов // Материалы XI Международной конференции по ростовым веществам. Агрохимия. 1984. Т. 90. № 1.С. 106-128.

32. ЛакинГ.Ф. Биометрия. М.: Высшая школа, 1990. 352 с.

33. Логинова Н.В., Троценко Ю.А. Карбоксилазы пирувата и фосфоенолпирувата уметилотрофов // Микробиология. 1979. Т. 42. №2. С. 202-207.0

34. Логинова Н.В., Троценко Ю.А. Пути окисления и ассимиляции метилированных аминов у Arthrobacter globiformis // Микробиология. 1976. Т. 45. № 2. С. 217-223.

35. Мавритина Л.А., Кузнецова В.А. Аминокислотный состав метан- и пропанокисляющих бактерий // Микробиол. синтез. 1965. Т. 10. С. 1-5.

36. Малашенко Ю.Р., Пирог Т.П., Романовская В.А., Соколов И.Г., Гринберг Т.А. Поиск метанотрофных продуцентов экзополисахаридов // Прикладная биохимия и микробиология. 2001. Т. 37. С. 702-705.

37. Мокроносов А.Т. Интеграция;фупкций роста и фотосинтеза // Физиология растений. 1983. Т. 30. №5. С. 868-880.

38. Мордухова Е.А., Скворцова Н.П., Кочетков В.В., Дубейковский А.Н., Воронин A.M. Синтез фитогормона индолил-3-уксусной кислоты ризосферными бактериями рода Pseudomonas II Микробиология. 1991. Т. 60. № 3. С. 494-499.

39. Муромцев Г.С., Чкаников Д.И., КулаЬва О.Н., Гамбург КЗ. Система гормональной регуляции физиологических процессов в цветковом растении // Основы химической регуляции роста и продуктивности растений. М. "Агропромиздат". 1987. С. 80-133.

40. Олескин А.В., Ботвинко КВ., Цавкелова Е.А. Колониальная организация и межклеточная коммуникация у микроорганизмов // Микробиология. 2000. Т. 69. № 3. С. 309-327.

41. Омелъченко М.В., Васильева Л.В., Заварзин Г.А., Савельева Н.Д., Лысенко A.M., Митюшина Л.Л., Хмеленина В. Н., Троценко Ю.А. Новый психрофильный метанотроф рода Methylobacter II Микробиология. 1996. Т. 65. № 3. С. 339-343.

42. Полевой В. В. Гормональная система растений. Фитогормоны. JL: изд-во "ЛГУ". 1982. С. 125-143.

43. Практикум по микробиологии: учеб. пособие для студ. высш. учеб. заведений // под ред. Нетрусова А.И. М., Изд-во «Академия». 2005. 608 с.

44. Ратнер Е.Н., Ушаков В.М., Фихте Б.А. Устройство для экструзионной дезинтеграции микроорганизмов. Под ред. Фихте Б.А. Пущино. 1972. С. 240-246.

45. Романовская В.А., Соколов И.Г., Малашенко Ю.П., Рокитко П.В. Мутабельность эпифитных и почвенных бактерий рода Methylobacterium и их резистентность к ультрафиолетовому и ионизирующему излучению // Микробиология. 1998. Т. 67. № 1. С. 106-115.

46. Романовская В.А.; Столяр С.М., Малашенко Ю.П. Распространение бактерий рода Methylobacterium в различных экосистемах Украины // Мжробюл. журн. 1996. Т. 58. №3. С. 3-10.

47. Романовская В.А., Столяр С.М., Малашенко Ю.Р., Додатко Т.Н. Пути колонизации растений штаммами Methylobacterium и их некоторые свойства // Микробиология. 2001. Т. 70. №2. С. 263-269.

48. Рыжкова (Иордан) Е.П. Множественные функции корриноидов в биологии прокариотических организмов // Прикл. биохимия. 2003. Т. 39. №2. С. 133-159.

49. Соколов А.П., Троценко Ю.А. Циклический путь окисления формальдегида у Pseudomonas oleovorans // Микробиология. 1977. Т. 46. С. 11-19.

50. Тамбиев А.Х., Кирикова Н.Н. Выделение органического вещества у морских водорослей // Успехи современной микробиологии. 1981. Т. 92. Вып. 1 (4). С. 100-114.

51. Троценко Ю.А., Доронина Н.В. Биология аэробных метилобактерий деструкторов галометанов // Микробиология. 2003. Т. 72. № 2. С. 149-160.

52. Троценко Ю.А., Логинова Н.В. Пути метаболизма метилированных аминов у бактерий // Успехи микробиологии. 1979. Т. 14. С. 28-55.

53. Троценко Ю.А., Четина Е.В. Энергетический метаболизм метилотрофных бактерий // Успехи микробиологии. 1988. Т. 22. С. 3-34.

54. Хмеленина В.Н., Гаязов P.P., Сузина Н.Е., Доронина Н.В., Мшенский Ю.Н., Троценко Ю.А. Синтез полисахаридов Methylococcus capsulatus в различных условиях культивирования//Микробиология. 1992. Т. 61. С. 404-410.

55. Хмеленина Н.В., Сахаровский В.Г., Решетников А.С., Троценко Ю.А. Синтез осмопротекторов галофильными и алкалофильными метанотрофами // Микробиология. 2000. Т. 69. № 4. С. 465-470.

56. Чернядьев И.И. Влияние водного стресса на фотосинтетический аппарат растений и защитная роль цитокининов // Прикладная биохимия и микробиология. 2005. Т. 41. №2. С. 133-147.

57. Чернядьев И.И. Удельная плотность листа как характеристика фотосинтетического аппарата // Прикладная биохимия и микробиология. 2001. Т. 37. С. 466-471.

58. Чернядьев И.И. Фотосинтез и цитокинины // Прикладная биохимия и микробиология. 1993. Т. 29. № 5. С. 644-674.

59. Шарма П.К., Чахал В.П. С. Влияние акцепторов аминогрупп на образование азотобактером ИУК из триптофана// Микробиология. 1986. Т. 55. № 6. С. 1041-1043.

60. Шепеляковская А.О., Доронина Н.В., Ламан А.Г., Бровко Ф.А., Троценко Ю.А. Новые данные о способности аэробных метилотрофных бактерий синтезировать цитокинины // Докл. РАН. 1999. Т. 368. № 4. С. 555-557.

61. Шишкина В.Н., Троценко Ю.А. Уровни ассимиляции углекислоты метанотрофными бактериями // Микробиология. 1986. Т. 55. № 3. с.377-382

62. Юркевич A.M., Рудакова И.П. Структура, свойства и механизм действия кобаламиновых коферментов // Итоги -науки и техники (Серия Биоорганическая химия). М.: ВИНИТИ. 1985. С. 6-7.

63. Akiyoshi D.E., Klee H., Amasino R.M., Nester E. W„ Gordon M.P. T-DNA of Agrobacterium tumefaciens encodes an enzyme of cytokinin biosynthesis//Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1984. V. 81. P. 5994-5998.

64. Akiyoshi D.E., Regier D.A., Jen G., Gordon M.P. Cytokinin production by Agrobacterium and Pseudomonasspp. 111. Ba!cteriol."l987. V. 169. № 9. P. 4242-4248.

65. Amaral J.A., Knowles R. Growth of methanotrophs in methane and oxygen counter gradients. FEMS Microbiol. Lett. 1995. V. 126. P. 215-220.

66. Anthony C. Bacterial oxidation of methane and methanol // Adv. Microb. Physiol. 1986. V.27. P. 113-210.

67. Anthony C. The Biochemistry of Methylotrophs //Academic Press. London. 1982. c. 382.

68. Anthony C. The structure of bacterial quinoprotein dehydrogenases // Int. J. Biochem. 1992. V. 24. P. 29-39.

69. Anthony C., Zatman L.J. The microbial oxidation of methanol. The methanol-oxidizing enzyme of Pseudomonas sp. M27 // Biochem. J. 1964. V. 92. P. 614-621.

70. Astot C., Dolezal K., Nordstrom A., Wang Q„ Kunkel Т., Moritz Т., Chua N.-H., Sandberg G. An alternative cytokinin biosynthesis pathway // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. №26. P. 14778-14783.

71. Auman A. J., Speake С. C., Lidstrom M.E. niJH Sequences and nitrogen fixation in type I and type II methanotrophs // Appl. Env. Microbiol. 2001. V. 67. P. 4009-4016.

72. Austin В., Goodfellow M. Pseudomonas mesophilica, a new species of pink bacteria isolated from leaf surfaces // Int. J. Syst. Bacteriol. 1979. V. 29. № 1. P.373-378.

73. Bak S., Tax F.E., Feldmann K:A. Galbraith D. W. Feyereisen R. CYP83B1, a cytochrome P450 at the metabolic branch point of auxin and indole glucosinolate biosynthesis in ArabidopsisllPlant Cell. 2001. V. 91. P. 101-111.

74. Barry G.F., Rogers S.G., FraleyR.T., Brand L. Identification of a cloned cytokininbiosynthetic gene// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. V. 81. P. 4776-4780.

75. Bartel B. Auxin biosynthesis // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1997. V.48. P. 51-66.

76. Bartel В., LeClere S., Magidin M., Zolman B.K. Inputs to the active indole-3-acetic acid pool: de novo synthesis, conjugate hydrolysis, and indole-3-butyric acid P-oxidation // J. Plant Growth Regul. 2001. V. 20. P. 198-216.

77. Basile В. V., Slede L. and Corpe W.A. An association between a bacterium and a liverwort

78. Scapania numerosa II Bull. Torrey Bot. Club. 1969.V. 69. P. 711-714.

79. Basile D. V., Basile M.R., Li Q.-Y., Corpe W.A. Vitamin Bi2-stimulated growth and development of Jungermannia leiantha grolle and Gymnocolea injlata (Huds.) Dum. (Hepaticae) // The Bryologist. 1985. V. 88. № 2. P. 77-81.

80. Bastien C., Machlin S., Zhang Y„ Donaldson K., Hanson R.S. Organization of genes required for the oxidation of methanol to formaldehyde in three type II methylotrophs // Appl. Environ. Microbiol. 1989. V. 55. P. 3124-3130.

81. Baxter N.J., Hirt R.P., Bodrossy L., Kovacs K.L., Embley T.M., Prosser J.I., Murrell J. C. The ribulose-l,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase gene cluster of Methylococcus capsulatus (bath)//Arh. Microbiol. 2002. V. 177. P. 279-289;'

82. Bazhine N.M. Influence of plants on the methane emission from sediments // Chemosphere. 2004. V. 54. P. 209-215.

83. Blackmore M.A., Quayle J.R. Microbial growth on oxalate by a route not involving glyoxylate carboligase // Biochem. J. 1970. V. 118. P.53-59.

84. Bosse V. and Frenzel P. Activity and distribution of methane-oxidizing bacteria in flooded rice soil microcosm and rice plants (Oryza saliva) H Appl. Environ. Microbiol. 1997. V.63. №4. P. 1199-1207.

85. Bowman J.P. The Methanotrophs — The Families Methylococcaceae and Methylocystaceae. Ed. Dworkin M. The Prokaryote. 2002. Electronic resource of microbiological community. http://141.150.157.117:8080/prokPUB/index.htm

86. Bowman J.P., Sly L.I., Stackebrandt E. The phylogenetic position of family Methylococcaceae. И Int. J. Syst. Bacterid. 1995. V. 45. № 1. P. 182-185.

87. Bowman J.P., McCammon S.A. andSkerratt J.H. Methylosphaera hansonii gen. nov.,sp. nov., a psychrophilic, group I methanotroph from Antarctic marine-salinity, meromictic lakes//Microbiology. 1997.V. 143. P. 1451-1459.

88. Bowman J.P. Family V. Methylocystaceae. fam. nov. Bergey's manual of systematic bacteriology. Second edition. 2005. P. 411 -422.

89. Bystrykh, L. V., Govorukhina N. I., Dijkhuizen L., Duine J. A. Tetrazolium-dye-linked alcohol dehydrogenase of the methylotrophic actinomycete Amycolatopsis methanolica is a three-component complex//Eur. J. Biochem. 1997. V. 247. P. 280-287.

90. Calhoun A., King G.M. Regulation of root^associated methanotrophy by oxygen availability in the rhizosphere of two aquatic macrophytes. Appl. Env. Microbiol. 1997. V.63. P. 3051-3058.

91. Calhoun A., King G.M. Characterization of root-associated methanotrophs from three freshwater macrophytes: Pontederia cordata, Sparganium eurycarpum, and Sagittaria latifolia. II Appl. Env. Microbiol. 1998. V. 64. Pf 1099-1105.

92. Carls R.A., Hanson R.S. Isolation and characterisation of tricarboxylic acid cycle mutants of Bacillus subtilis II J. Bacterid. 1971. V. 106. P. 848-855.

93. Chanprame S„ ToddJ.J., Wfdholm J.M. Prevention of pink-pigmented methylotrophic bacteria (Methylobacterium mesophilicum) contamination of plant tissue cultures // Plant Cell Reports. 1996. V. 16. № 1. P. 222-225.

94. Chanton J.P., Crill P.M., Bartlett KB., Martens C.S. Amazon capims (floating grassmats): a sours of 13C enriched methane to the troposphere. Geophys. Res. Lett. 1989. V. 16. P. 799-802.

95. Chanton J.P., Dacey J. W.H. Effect of vegetation on methane flux, reservoirs, and carbon isotop composition. In: T. Sharkey et al. (ed.) Trace gas emissions from plants. Academic Press. New York. 1991. P. 65-92.

96. Chen C.-M. Cytokinin biosynthesis and interconversion // Physiol. Plant. 1997. V. 101. P. 665-673.

97. Chida K., Shen G.-J., Kodama Т., Minoda Y. Acidic polysaccharide production from methane by a new methane-oxidizing bacterium H-22 // Agric. Biol. Chem. 1983. V. 47. P. 275-280.

98. Chistoserdova L„ VorholtJ.A, Thauer R.K., LidstronfM.E. Ci transfer enzymes and coenzymes linking methylotrophic and methanogenic archaea//Science. 1998. V. 281. P. 99-102. '

99. Cicerone R.G. & Oremland R.S. Biogeochemical aspects of atmospheric methane // Glob. Biogeochem. Cyc. 1988. V. 2. P 1253-1255.

100. Cizkova R. Acidification stress of root environmentas related to endogenous cytokinins and gibberellins in oak seedlings // Biologia Plantarum. 1990. V. 32. № 2. P. 97-103.

101. Cohen J.D., Bandurski R.S. Chemistry-and physiology of the bound auxins//Ann. Rev. Plant Physiol. 1982. V. 33. P. 403-430.

102. Cohn W.E. Nomenclature/"Bl2", ed. Dolphin D., John Wiley & Sons, New York-Chichester-Bristane-Toronto-Singapore. 1982. V. 1. P. 17-22.

103. Colby J., Zatman L.S. Enzymological aspects of the pathways for trimethylamine oxidation and Сi-assimilation in obligate methylotrophs // Biochem. J. 1975. V. 148. P. 513-520.

104. Collins M.D. Analysis of isoprenoid quinones. In Methods in Microbiology. (Ed. Gottschalk G)., New York, Acad. Press. 1995. V. 18. P. 329-366.

105. Comai L., Kosuge T. Involvement of plasmid deoxyribonucleic acid in indoleacetic acid synthesis in Pseudomonas savastanoif/L Bacteriol. 1980. V. 143. P. 950-957.

106. Corpe W.A. A method for det6cting methylotrophic bacteria on solid surfaces // J. Microbiol. Methods. 1985. V. 3. P. 215-221.

107. Corpe W.A., Jensen Т.Е., Baxter M. Fine structure of cytoplasmic inclusions of some methylotrophic bacteria from plant surfaces // Arch. Microbiol. 1986. V. 145. P. 107-112.

108. Corpe W.A., Rheem S. Ecology of the methylotrophic bacteria living on leaf surfaces // FEMS Microbiol. Ecol. 1989. V. 62. № 2. P. 243-248.

109. Costacurta A., Keijers V., Vanderleyden J. Molecular cloning and sequence analysis of an Azospirillum brasilense indole-3-pyruvate decarboxylase gene // Mol. Gen. Genet. 1994. V. 243. P. 463-472.

110. Costacurta A., Vanderleyden J. Synthesis of phytohormones by plant-associated bacteria// Crit. Rev. Microbiol. 1995. V. 21. P. 1-18.

111. Costello A., Lidstrom M.E. Molecular characterization of functional and phylogenetic genes from natural population of methanotrophs in lake sediments // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 5066-5074.

112. Crozier A., Arruda P., Jasmim J.M., Monteiro A.M., Sandberg G. Analysis of indole-3-acetic acid and related indoles in culture medium from Azospirillum lipoferum and Azospirillum brasilense // Appl. Env. Microbiol. 1988. V. 54. № 11. P. 2833-2837.

113. Dacey J.W.H. Internal winds in water lilies: an adaptation for life in anaerobic sediments. Science. 1980. V. 210. P. 1017-1019.

114. Dacey J. W.H., Klug M.J. Methane emission from lake sediments through water lilies.в

115. Science. 1979. V. 203. P. 1253-1255.

116. Dalton H„ Whittenbury R. The acetylene reduction technique as an assay for nitrogenase activity in the methane oxidizing bacterium Methylococcus capsulatus strain Bath // Arch. Microbiol. 1976.109. P. 147-151.

117. Dedysh S.N., PanikovN.S., Liesack W„ GrobkopfR., Zhou J., TiedjeJ.M. Isolation of acidophilic methane-oxidising bacteria from northern peat wetlands // Science. 1998b. V. 282. №5387. P. 281-284.

118. Dedysh S.N., Panikov N.S., TiedjeJ.M. Acidophilic methanotrophic communities from Sphagnum peat bogs // Appl. Environ. Microbiol. 1998a. V. 64. № 3. P. 922-929.

119. Dedysh S.N., Ricke P., Liesack W. NiJH and nifD phylogenies: an evolutionary basis for understanding nitrogen fixation capabilities of methanotrophic bacteria // Microbiology. 2004. V. 150. P. 1301-1313.

120. Dickinson C.H., Austin В., Goodfellow M. Quantitative and qualitative studies of phylloplane bacteria from Lolium perene II J. Gen. Microbiol. 1975. V. 91. P. 157-166.

121. Dijkhuizen L., Arfman N. Methanol metabolism in thermotolerant methylotrophic Bacillus sp. In: Microbial growth on Ci-compounds. Eds.: Andreesen J.R., Bowien B. FEMS Microbiol. Revs. 1990. V. 87. P. 215-219.

122. Dispirito A.A., ZahnJ.A., Bergmann D.J., BoydJ.M., KunzR. Membrane-associated quinoprotein formaldehyde from Methylococcus capsulatus Bath // J. Bacteriol. 2001. V. 183. №23. P. 6832-6840.

123. Dixon G.H., Kornbery H.L. Assay for key enzymes of glyoxylate cycle // Biochem. J. 1959 V. 72. P. 3-11.

124. Dolphin D. General Preface "B12". ed. Dolphin D., John Wiley & Sons, New York-Chichester-Bristane-Toronto-Singapore. 1982. V. 1.

125. Doronina N.V., Trotsenko Y.A., Krausova V.I., Boulygina E.S., Tourova T.P. Methylopila capsulata gen.nov., sp.nov., a novel non-pigmented aerobic facultatively methylotrophic bacterium//Int. J. Syst. Bact. 1998. V. 48. №4. P. 1313-1321.

126. DubeyS.K. Methane emission and rice agriculture. Current Science. 2001. V. 81. P. 345346.

127. DubeyS.K., Kashyap A.K, Singh J.S. Methanotrophic bacteria, methanotrophy and • methane oxidation in soil and in rhizosphere. Tropical Ecology. 1996. V. 37. P. 167-182.

128. Duine J.A., Frank J., Ruiter L.S. Isolation of methanol dehydrogenase with a functional coupling to cytochrome с // J. Gen. Microbiol. 1979. V. 115. P. 523-524.

129. Duine J.A., Frank J., Berkhout M.P. NAD-dependent, PQQ-containing methanoldehydrogenase: a bacterial dehydrogenase in a multienzyme complex // FEBS Lett. 1984.1. V. 168 № 2. P. 217-221.

130. Dunfield P.F., Khmelenina V.N., Suzina-N.E., Trotsenko Y.A. and Dedysh S.N. Methylocella silvestris, sp. nov., a novel methanotroph isolated from acidic forest cambisol // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53. P. 1231-1239.

131. Eller G., Frenzel P. Changes in activity and community structure of methane-oxidizing bacteria over the growth period of rice // Appl. Env. Microbiol. 2001. V. 67. P. 2395-2403.

132. Elliot W.H. Glutamine synthesis. In Method^in Enzymol. Acad. Press. New York. 1955. V. 2. P. 337.

133. Facchini P.J., Huber-Allanach KL. Tari L.W. Plant aromatic L-aminoacid decarboxylases: evolution, biochemistry, regulation, and metabolic engineering applications //ф Phytochemistry. 2000. V. 54. P. 121-138.

134. Fall R. Cycling of methanol between plants, methylotrophs and the atmosphere // In Microbial Growth on Ci Compounds /.Eds. M.E. Lidstrom, F.R. Tabita. Kluwer Acad. Publ. Dordrecht. 1996. P. 343-350.

135. Fassel T.A.,Buchholz L.A., Collins M.L., Remsen C.C. Localization of methanol dehydrogenase in two strains of methylotrophic bacteria detected by immunogold labeling // Appl Environ Microbiol. 1992. V. 58 № 7. P. 2302-2307.

136. Ferenci Т., Strom Т., Quayle J.R. Purification and properties of 3-hexulose phosphate synthase and phospho-3-hexuloisomerase from Methylococcus capsulatus // Biochem. J. 1974. V. 144. P. 477-486.

137. Fett W.F., OsmanS.F., DunnM.F. Ailxin production by plant-pathogenic Pseudomonas and Xanthomonas II Appl. Environ. Microbiol. 1987. V. 53. P. 1839-1845.

138. Fitting H. Weitere entwicklungsphysiologische Untersuchungen an Orchideenbluten // Zeitschr. Bot. 1910. Vol. 2. P. 225-267.

139. Frenkel C., Peters J.S., Tieman D.M., Tiznado M.E., HandaA.K. Pectin methylesterase regulates methanol and ethanol accumulation in ripening tomato (Lycopersicon esculentum) fruit//J. Biol. Chem. 1998. V. 273. № 8. P. 4293-4295.

140. Galbally, I.E. and Kirstine W. The production of methanol by flowering plants and the global cycle of methanol //J. Atmosph. Chem. 2002. V. 43. P. 195-229.

141. Garrity G.M., Bell J. A., Lilburn T. Family VI. Beijerinckiaceae. fam. nov. Bergey's manual of systematic bacteriology. Second edition. 2005. P. 422.

142. Gerard G., Chanton J. Quantification of methane oxidation in the rhizosphere of emergent aquatic macrophytes: Defining upper limits // Biogeochemistry. 1993. V. 23. P. 79-97.

143. Gilbert В., Abmus В., Hartman A., Frenzel P. In situ localization of two methanotrophic strains in the rhizosphere of rice plants // FEMS Microbiol. Ecol. 1998. V. 25. N° 2. P. 117128.

144. Gilbert В., Frenzel P. Methanotrophic bacteria in the rhizosphere of rice microcosms and their effect on porewater methane concentration and methane emission // Biol. Fertil. Soils. 1995. V. 20. P. 93-100.

145. Gordon S.A., Weber R.P. Colorimetric estimation of indole-acetic acid//Plant Physiol. 1951. V. 26. P. 192-195.

146. Govorukhina N.I., Trotsenko Y.A. Methylovorus, a new genus of methylotrophic bacteria // Int. J. Syst. Bacteriol. 1991. V. 41. P. 158-165.

147. Graham D. W., Chaudhary J.A., Hanson R.S., ArnoldR.G. Factors affecting competition between type I and type II methanotrophs in continuous-flow reactors // Microb. Ecol'. 1993. V. 25. P. 1-17.

148. Green P.N. andBousfield I.J. Taxonomic study of some gram-negative facultatively methylotrophic bacteria//J. Gen. Microbiol. 1982. V. 128. P. 623-638.

149. GulledgeJ., Ahmad A., Steudler P. A., Pomerantz fV.J?, Cavandugh C.M. Family- and genus-level 16rRNA-targeted oligonucleotide probes for ecological studies of methanotrophic bacteria//Apll. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. № 10. P. 4726-4733.

150. Haagen-Smit A.J., Leach W.D., Bergren W.R. The estimation, isolation and identification of auxins in plant materials // Am. J. В6Ы942. V. 29. P. 500-506.

151. Haberer G„ Kieber J.J. Cytokinins. New insights into a classic phytohormone // Plant Physiol. 2002. V. 128. P. 254-362.

152. Hall R.H., deRopp R.S. Formatin of 6-furfurylaminopurine from DNA breakdwon products//.!. Am. Chem. Soc. 1955. V. 77. P. 6400.

153. Hanson A.D. andRoje, S. One-carbon metabolism in higher plants // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 2001. V. 52. P. 119-137.

154. Hanson R.S., Hanson Т.Е. Methanotrophic bacteria // Microbiol. Rev. 1996. V. 60. № 2. P.439-471.

155. Hektor H.J., Kloosterman H., JDijkhuizen L. Nicotinoprotein methanol dehydrogenase' enzymes in gram-positive methylotrophic bacteria // J. Molecular Catalysis B: Enzymatic.2000. V. 8. P. 103-109.

156. HeyerJ., Berger U., Hardt M., Dunfield P.F. Methylohalobius crimeensis gen. nov., sp. nov., a moderately halophilic methanotrophic bacterium isolated from hypersaline lakes of Crimea// Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. № 5. P. 1817-1826.

157. HeyerJ., Galchenko V.F.Dunfield P.F. Molecular phylogeny of type II methane-oxidizing bacteria isolated from various environments // Microbiology. 2002. V. 148. P. 2831-2846.

158. Higgins I.J., Best D.J., HammondR.C., Scott D. Methane-oxidizing microorganisms // Microbiol. Rev. 1981. V. 45. P. 556-590'.

159. Hirsch P. Genus Hyphomicrobium Stutzer and Hartleb 1898 // 76AL Bergey's Manual of

160. Systhematic Bacteriology. 1989. V. 3. P. 1895-1904. Eds. J.T. Staley et al. New York, Willians and Wilkins. !

161. Holland M.A. Methylobacterium and plants // Recent Res. Devel. Plant Physiol. 1997. V. 1. P. 207-213.

162. Holland M.A. Occam's razor applied to hormonology. Are cytokinins produced by plants? // Plant Physiol. 1997. V. 115. № 3. P. 865-868.

163. Holland M.A., Polacco J.C. Urease-null and hydrogenase-null phenotypes of a phylloplane bacterium reveal altered nickel metabolism in two soybean mutants // Plant Physiol. 1992. V. 98. P. 942-948.

164. Holmes A. J., Kelly D.P., Baker S.C. Thompson A.S., DeMarco P., KennaE.M., Murrell

165. J.C. Methylosulfonomonas methylovora gen nov., sp. nov. and Marinosulfonomonasmethylotrophus gen. nov. sp. nov.: novel methylotrophs able to grow on methanesulfonic acid//Arch. Microbiol. 1997. V. 167. P. 46-53.

166. Hopner J., Trautwein A. Pseudomonas oxalaticus: requirement of a cosubstrate for growth on formate // Biochem. J. 1971. V. 155. P. 234-245.

167. Нои С. Т., Laskin А. Т., Patel R.N. Growth and polysaccharide production by Methylocystis parvus ABBP on methanol // Appl. Env. Microbiol. 1978. V. 37. P. 800-804.

168. Hull A.K., Vij R., Celenza J.L. Arabidopsis cytochrome P'450s that catalyze the first step of tryptophan-dependent indole-3-acetic:acid biosynthesis // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2000. V. 97. P. 2379-2384.

169. Hyder, S.L., Meyers, A. and Cayer, M.L. Membrane modulation in a methylotrophicф bacterium Methylococcus capsulatus (Texas) as a function of growth substrate // Tissueand cell. 1979. V. 11. № 4. P. 594-610.

170. Jablonski J.R. Skoog F. Cell enlargement and cell division in excised tobacco pith tissue // Physiol. Plant. 1954. V. 1. P.' 16.

171. Jabrin S., RavanelS., Gambonnet В., Douce R., Rebeille F. One-carbon metabolism in plants. Regulation of tetrahydrofolate synthesis during germination and seedling development//Plant Physiology. 2003. V. 131. P. 1431-1439.

172. Johnson P.A., Quayle JR. Microbial growth on Ci-compounds. Oxidation of methanol, formaldehyde and formate of methanol-grown Pseudomonas AMI // Biochem. J. 1964. V. 93. P. 281-290.

173. Kakimoto T. Biosynthesisof cytokinins // J. Plant Res. 2003. V. 116. P. 233-239.

174. Kakimoto T. Identification of plant cyfokinin biosynthetic enzymes as dimethylallyl diphosphate: ATP/ADP isopentenyltransferases // Plant. Cell Physiol. 2001. V. 42. P. 677685. 1

175. Kankaala P. and-Bergstrom I. Emission and oxidation of methane in Equisetum fluviatile stands growing on organic sediment and sand bottoms // Biogeochem. 2004. V. 67. P. 2137.

176. Kato Y., Ooi R., Asano Y. A new enzymatic method of nitrile synthesis by Rhodococcus sp. strain YH3-3 //J. Mol. Catal. B: Enzymatic. 1999. V. 6. P. 249-256.

177. Kato Y., Ooi R., Asano Y. Distribution of aldoxime dehydratase in microorganisms // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. № 6. P. 2290-2296.

178. Kawaguchi M., Fujioka S., SakuraiA., Yamaki Y.T.R., Syono K. Presence of a pathway for the biosynthesis of auxin via indole-3-acetamide in trifoliata orange // Plant Cell Physiol. 1993. V. 34. P. 121-128.

179. Keppler F., Hamilton J.T.G., Brab M., Rockmann T. Methane emission from terrestrial plants under aerobic conditions //Nature. 2006. V. 439. P. 187-191.

180. Khalil, M.A.K. (ed.) Atmospheric methane: sources, sinks and role in global changes. Springer-Verlag, Berlin, Hidelberg, New York. 1993.

181. Khmelenina V.N., Kalyuzhnaya M.G., Sakharovsky V.G., Suzina N.E., Trotsenko Y.A., Gottschalk G. Osmoadaptation in halophilic and alkaliphilic methanotrophs // Arch. Microbiol. 1999. V. 172. № 5. P. 321-329.

182. King G.M. Assosiations of methanotrophs with the roots and rhizomes of aquatic vegetation. Appl. Env. Microbiol. 1994. V. 60. P. 3220-3227.

183. King G.M. In situ analyses of methane oxidation associated with the roots and rhizomes of a bur reed, Sparganium eurycarpum, in a marine wetland // Appl. Env. Microbiol. 1996. V.62. P. 4548-4555.

184. KoenigR.L„ Morris R.O., Polacco J.C. tRNA is the source of low-level trans-zeatin production in Methylobacterium spp. II J. Bacterid. 2002. V. 184. № 7. P. 1832-1842.

185. Koga J., Adachi Т., Hidaka H. IAA biosynthesis pathway from tryptophan via indoles-pyruvic acid in Enterobacter cloacae II Agric. Biol. Chem. 1991. V. 55. P. 701-706.

186. Kogl F„ Haagen-Smit A.J., Erxleben H. Uber ein Phytohormone der Zellstrechung. Reindarstellung des Auxins aus menschlihem Harn // Hoppe Seylers Z. Physiol. Chem. 1933. V. 225. P. 215-229.

187. Koh S., Bowman J.P., Sayler G.S. Soluble methane monooxygenase production and trichloroethylene degradation by a type I methylotroph Methylomonas methanica 68-1 // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59. № 4. P. 960-967.

188. Koopman V., Kutschera U. In vitro regeneration of sunflower plants: effects of a Methylobacterium strain on organ development // J. Appl. Bot. and Food Quality. 2005. V. 79. P. 59-62.

189. Koppenhagen V.B. Metal-free corrinoids and metal insertion"B12" /ed. Dolphin D., John Wiley & Sons, New York-Chichester-Bristane-Toronto-Singapore. 1982. V. 1. P. 105-149.

190. Korotkova N., Chistoserdova L„ Kuksa V., Lidstrom M. The glyoxylate regeneration pathway in the methylotroph Methylobacterium extorquens AMI // J. Bacteriol. 2002. V.184. P. 1750-1758.

191. Krumholz L.R., HollenbackJ.L., RoskesS.J., Ringelberg D.B. Methanogenesis and methanotrophy within a Sphagnum peatland // FEMS Microbiol. Ecol. 1995. V. 18. P. 215224.

192. Kutschera U., Koopman V. Growth in liverworts of the Marchantiales is promoted by epiphytic methylobacteria//Naturwissenschaften. 2005. V. 92. P. 347-349.

193. Lane. D.J. 16S/23S rRNA sequencing // In Nucleic Acid Techniques in Bacterial Systematics. Edited by E. Stackebrandt and M. Goodfellow. Chichester: Wiley. 1991. P. 115-175.

194. Large P.J., Bamforth C.W. Methylotrophy and biotechnology. Longman. London. 1988. P. 222-227.

195. Lees V., Owens N.J.P., Murrell J.K. Nitrogen metabolism in marine methanotrophs // Arch. Microbiol. 1991. V. 157. P. 60-65.

196. Leisinger T. Biodegradation of chlorinated aliphatic compounds // Curr. Opinion in Biotechnol. 1996. V. 7. P. 295-300.

197. Leisinger, Т., Braus-Stromeyer S.A. Bacterial growth with chlorinated methanes // Environ. Health Perspect. 1995. V. 103. P. 33-36.

198. Letham D.S. Zeatin, a factor inducing cell division isolated from zea mays // Life Sci. 1963. V. 2. P. 569r573.

199. Li Y., Hagen G., Guilfoyle T.J. Altered morphology in transgenic plants that overproduced cytokinins in specific tissues and organs //Dev. Biol. 1992. V. 153. P. 386-395.

200. Libbert E., Wichner S„ Schiewer U., Risch H., Kaiser W. The influence of epiphytic bacteria on auxin metabolism // Planta. 1966. V. 68. P. 327-334.

201. Lieberman R.L., Rosenzweig A.C. Biological methane oxidation: regulation, biochemistry, and active site structure of particulate methane monooxygenase // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2004. V. 39. P. 147-164.

202. Linton J.D., Cripps R.E. The occurrence and identification of intracellular polyglucose storage granules in Methylococcus NCIB 11083 grown in chemostat culture on methane // Arch. Microbiol. 1978. V. 117. P. 41-48.

203. Levering P. J., Dijukhuizen L., Harder W. Metabolic regulation in the facultative methylotroph Arthrobacter PI. Growth on primary amines as carbon and energy source//Arch Microbiol. 1984. V. 139. P. 188-195.

204. Long R„ Morris R„ Polacco J. Cytokinin production by plant-associated methylotrophic bacteria // The Amer. Soc. Plant Physiol. 1997. Abstr. № 1168.

205. LongR.D., Curtin T.F., Cassells A.C. An investigation of the effects of bacterial contaminants on potato nodal cultures // Acta Hortic. 1996. V. 225. P. 83-91.

206. Lowry, O.H., Rosebrough, N.J., Farr, A.L. and Ranndal, R.J. Protein measurement with the Folin Phenol Reagent // J. Biol. Chem. 1951. V. 193, P. 265-275.

207. Ludwig-Mtiller J, Hilgenberg W. A plasma membrane-bound enzyme oxidizes 1-tryptophan to indole-3-acetaldoxime // Physiol. Plant. 1988. V. 74. P. 240-250.

208. Manulis S., Shafrir H., Epstein E., LichterA., Barash I. Biosynthesis of indole-3-acetic acid via the indole-3-acetamide pathway in Streptomyces spp. // Microbiol. 1994. V. 140. P. 1045-1050.

209. Manulis S., Valinski L., Gafni Y., Hershenhorn Y. Indole-3-acetic acid biosynthetic pathways in Erwinia herbicola in relation to pathogenicity on Gypsophilapaniculata II Physiol. Mol. Plant Pathol. 1991. V. 39. P. 161-171.

210. Marco P., Murrell J.C., Bordalo A.A., Moradas-Ferreia P. Isolation and characterization of two new methanesulfonic acid-degrading isolates from a Portuguese soil sample // Arch. Microbiol. 2000. V. 173. P. 146-153.

211. Martens J.-H., Barg H., Warren M.J., Jahn D. Microbial production of vitamin B12 // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002.-V. 58. P. 275-285.

212. MacDonald R.C., Fall R. Detection of substantial emissions of methanol from plants to the atmosphere // Atmos! Environ. 1993. V. 27A. P. 1709-1713.

213. McDonaldI.R. andMurell J.C. The methanol dehydrogenase structural gene mxaF and its use as a functional gehe probe for methanotrophs and methylotrophs // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. № 8. P. 3218-3224.

214. MeersJ.L., TempestD.W. Glutamine (amide): a-oxoglutarate aminotransferase oxidoreductase (NADP) an enzyme involved in biosynthesis of glutamate by some bacteria //J.Gen. Microbiol. 1970. V. 64. P. 187-194.

215. Miguez C.B., Bourque D., Green C. W, Groleau D. Detection and isolation of methanotrophic bacteria possessing soluble methane monooxygenase (sMMO) genes using the polymerase chain reaction (PCR) // Microbiol. Ecol. 1997. V 33. P. 21-31

216. Miller C„ SkoogF., Okumura F., Saltza M., von Strong F. Isolation, structure and synthesis of kinetin, a substance promoting cell division // J. Amer. Chem. Soc. 1956. V. 78. P. 1375.

217. Miller C.O. A kinetin-like compound in maize // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1961. V. 47. P. 170-174.

218. Miller C.O., SkoogF., von Saltza M.H., and Strong F.M. Kinetin, a cell division factor from deoxyribonucleic acid // J. Am. Chem. Soc. 1955. V. 77. P. 1392

219. MokD.W., MokM.C. Cytokinin metabolism and action//Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 2001. V. 89. P. 89-118.

220. Мок M.C., Martin R.C., МокD. W. Cytokinins: biosynthesis, metabolism and perception // In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 2000. V. 36. P. 102-107.

221. MooreheadK.K., Reddy K.R. Oxygen transport through selected aquatic macrophytes // J. Environ. Qual. 1988. V. 17. P. 138-142.

222. Morris R. O. Genes specifying auxin and cytokinin biosynthesis in prokaryotes // In: Plant Hormones / Ed. Davies P.J. Kluwer Academic Publishers. Netherlands. 1995. P. 318-339.

223. Morton J.D., Hayes K.F., Semrau J.D. Effect of copper speciation on whole-cell soluble methane monooxygenase activity in Methylosinus trichosporium ОВЗЬ // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. № 4. P. 1730-1733.

224. Murashige Т., Skoog F. Revised Medium for Growth and Bioassay with Tobacco Tissue Cultures// Physiol. Plant. 1962. V. 15. P. 473-497.

225. Murrell C., Dalton H. Nitrogen fixation in obligate methanotrophs // J. Gen. Mirobiol. 1983. V. 129. P. 3481-3486.'

226. Murrell J.C., McDonaldI.R., Bourne D.G. Molecular methods for the study of methanotroph ecology // FEMS Microbiol Ecol 1998. V. 27. № 2. P. 103-114.

227. Mazumder TP, Nishio N, Fukuzaki S, Nagai S. Production of extracellular vitamin В12 compounds from methanol by Methanosarcina barkeri II Appl Microbiol Biotechnol. 1987. V. 26. P.'511-516.

228. Nakayama H., Yoshida К., Ono H., Мцгоока Y, Shinmyo A. Ectoine, the compatible solute of Halomonas elongata, confers hyperosmotic tolerance in cultured tobacco cells // Plant Physiol. 2000. V. 122. № 4. P. 1239-1247. •

229. Narumiya S., Takai К., Tokuyama Т., Noda Y., Ushiro H., Hayaishi O. A New metabolic pathway of tryptophan initiated by tryptophan side chain oxidase//J. Biol. Chem. 1979. Vol. 254. № 15. P. 7007-7015;

230. Nemecek-Marshall M., MacDonaldR.C., FranzenJ.J., Wojciechowski C.L., Fall R. Methanol emission from leaves // Plant Physiol. 1995. V. 108. № 4. P. 1359-1368.

231. Newton S.S., Duman J.G. An osmotin-like cryoprotective protein from the bittersweet nightshade Solanum dulcamara И Plant Mol. Biol. 2000. V. 44. № 5. P. 581-589.

232. Nishio N., Tsuchiya Y., HayashiM., Nagai S. A fed-batch culture of methanol-utilizing bacteria with pH-stat // J. Ferment. Technol. 1977. V. 55. P. 151-155.

233. Nitsch, J.P. andNitsch, C. Studies on the growth of coleoptile and first internode sections: a new sensitive straight-growth test for auxins // Plant Physiol. 1956. V. 31. P. 94-111.

234. Nonomura A.M., Benson A. A. The path of carbon in photosynthesis: improved crop yields with methanol // Proc. Nat. Acad. Sci. U.S. 1991. V. 89. P. 9794-9798.

235. Normanly J., Bartel B. Redundancy as a way of life IAA metabolism // Curr. Op. in Plant Biol. 1999. V. 2. P. 207-213.

236. NormanlyJ., Cohen J.D., FinkJ.R. Arabidopsis thaliana auxotrophs reveal a tryptophan-independent biosynthetie pathway for indole-3-acetic acid // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1993. V. 90. P. 10355-10359.

237. Normanly J., SlovinJ.P., Cohen J.D. Rethinking auxin biosynthesis and metabolism // Plant Physiol. 1995. V. 107. P. 323-329.

238. Nouchi L„ Marico S., Aoki K. Mechanism of methane transport from the rhizosphere to theatmosphere through rice plants // Plant Physiol. 1990. V. 94. P. 59-66.»

239. Oakley C.J., Murrell C.J. niJK genes in the obligate methane oxidizing bacteria // FEMS Microbiol. Lett. 1988. V. 49. P. 53-57. '

240. Oberhansli Т., Defago G., Haas D. Indole-3-acetic acid (IAA) synthesis in the biocontrol strain CHAO of Pseudomonas fluorescens: role of tryptophan side chain oxidase // J. Gen. Microbiol. 1991. V. 137. P. 2273-2279.

241. Oremland R.S. & Culbertson C. W. Importance of methane oxidizing bacteria in the methane budget so revealed by the use of a specific inhibitor // Nature (London). 1992. V.356. P. 421-423.

242. Ornston L.N., Ornston M.K. Regulation of glyoxylate metabolism in E. coli II J. Bacteriol. 1969. V. 98. P. 1089-1106.

243. Ouyang J., Shao. X., Li J. Indole-3-glycerol phosphate, a branchpoint of indole-3-acetic acid biosynthesis from tryptophan biosynthetie pathway in Arabidopsis thaliana II Plant J. 2000. V. 24. № 3. P. 327-333.

244. Oyaizu-Masuchi Y., Komagata K. Isolation of free-living nitrogen-fixing bacteria from the rhizosphere of rice // J. Gen. Appl. Microbiol. 1988. V. 34. P. 127-164.

245. Paris G.G., Magasanik B. Tryptophan metabolism in Klebsiella aerogenes: regulation of the utilization of aromic amino acids as sources of nitrogen // J. Bacteriol. 1981. V. 145. №1. P. 257-265.

246. Patt Т.Е., Cole G.C., Hanson R.S. Methylobacterium, a new genus of facultatively methylotrophic bacteria // Int. J. Syst. Bacteriol.'1976. V. 26. P. 226-229.

247. Patten C.L., GlickB.R. Bacterial biosynthesis of indole-3-acetic acid I I Can. J. Microbiol. 1996. V. 42. P. 207-220.

248. Peel B.D., Quayle JR. Microbial growth on Ci compounds. Isolation and characterization of Pseudomonas AMI // Biochem. J. 1961. V. 81. P. 465-469.

249. Pirttila A.M., Laukkanen H., Pospiech H., Myllyla R., HohtolaA. Detection of intracellular bacteria in the buds of scotch pine (Pinus sylvestris L.) by in situ hybridization // Appl. Envir. Microbiol. 2000. V. 66. № 7. P. 3073-3077.

250. Pirttila A.M., PospiechH., Laukkanen H., MyllylaR., HohtolaA. Seasonal variations in location and population structure of endophytes in buds of Scots pine // Tree Physiology. 2005. V. 25. P. 289-297.

251. Pollmann S., Muller A., Piotrowski M., Weiler E. W. Occurrence and formation of indole-3-acetamide in Arabidopsis thaliana // Planta 2002. V. 216. № 1. P. 155-161.

252. Pomper B.K., Vorholt J.A., Chistoserdova L., Lidstrom M.E., Thauer R.K. A methenyl tetrahydromethanopterin cyclohydrolase and a methenyl tetrahydrofolate cyclohydrolase in Methylobacterium extorquens AMI // Eur. J. Biochem. 1999. V. 261. P. 475-480.

253. PostonJ.M. Coenzyme Bi2-depended enzymes in potatoes: Leucine 2,3-aminomutase and methylmalonyl-CoA mutase'// Phytochemistry. 1978. V. 17. P. 401-402.

254. Poston J.M. Leucine 2,3-aminomutase: A cobalamin-dependent enzyme present in bean seedlings // Science. 1977. V.T95. P. 301-302.

255. Powell G.K., Morris R.O. Nucleotide sequence and expression of a Pseudomonas savastanoi cytokinin biosynthetic gene: homology with Agrobacterium tumefaciens tmr and tzs loci //Nucleic Acids Res. 1986. V. 14. №6. P. 2555-2565.

256. PrinsenE., Costacurta A., Michiels K„ Vanderleyden J., Van Onckelen H. Azospirillum brasilense indol-3-acetic biosynthesis: evidence for non-tryptophan dependent pathway // Mol. Plant-Microbe Interact. 1993. V. 6. P. 609-615.

257. Prior S.D., Dalton H. Acetylene as a suicide substrate and active site probe for methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath) // FEMS Microbiol. Ecol. 1985. V. 29. P. 105-109.

258. Rakov D.Y., Doronina N. V, Trotsenko Y.A., Alieva R.M. Pathways of methylacetate metabolism in methylotrophic bacteria // FEMS Microbiol. Letters. 1990. V. 67. № 1. P. 67-72.

259. Reynolds E.S. The use of lead citrate at high pH as an electronopaque strain in electron microscopy //J. Cell Biol. 1963. V. 17. P. 208-219.

260. Robinson T. The organic constituents of higher plants // 5th ed. Cordus Press. No. Amherst. Massachusetts. 1983. P. 11-19.

261. Saotome M„ Shirahata K, Nishimura R„ Yahaba M., Kawaguchi M., Syono K, Kitsuwa Т., Ishii Y, Nakamura T. The identification of indole-3-acetic acid and indole-3-acetamide in hypocotyls of Japanese cherry//Plant Cell Physiol. 1993. V. 34. P. 157-159.

262. Sato K, ShimizuS., Fukui.S. И Biochem. Biophys. Res. Commun. 1970. V. 39. P. 170-175. цит. no: Beck W.S. Biological and medical aspects of vitamine B12 //"B12" /Ed. Dolphin. 1982. V. 2. P. 24.

263. Schacterle L.B., Pollack R.L. A simplified method for the quantitative assay of small amounts of protein in biological material // Anal. Biochem. 1973. V. 51. P. 654-655.

264. Schimel, J. Playing scales in the methane cycle: from microbial ecology to the globe // Nature. 2004. V. 101. P. 12400-12401.

265. Schimel, J. Rice, microbe and methane // Nature. 2000. V. 403. P. 375-377.

266. Schipper L.A., Reddy K.R. Determination of methane oxidation in the rhizosphere of Sagittaria lancifolia using methyl fluoride // Soil. Sci. Soc. Am. J. 1996. V. 60. P. 611616.

267. Schneider E.A., Wightman F. Metabolism of auxin in higher plants // Ann. Rev. Plant Physiol. 1974. V. 25. P. 487-513.

268. Schutz H., Seiler W., Conrad R. Process involved in formation and emission of methane in rice paddies // Biogeochemistry. 1989. V. 7. P. 33-53.

269. SemrauJ.D., Chistoserdov A., LebronJ., Costello A., Davagnino J., KennaE., Holmes A. J., Finch R., Murrell J.C., Lidstrom M.E. Particulate methane monooxygenase genes in methanotrophs//J. Bacteriol. 1995. V. 177. P. 3071-3079.

270. Shishkina V.N. and Trotsenko Y.A. Multiple enzymic lesions in obligate methanotrophic bacteria // FEMS Microbiol. Lett. 1982. V. 13. P. 237-242.

271. Silfert E„ Koppenhagen V.B. Studies on the vitamin B12 auxotrophy of Rhodocyclus purpureus and two other vitamin Bi2-requiring purple nonsulfur bacteria // Arch. Microbiol. 1982. V. 132. P. 173-178.

272. Skoog F.,'Miller C.O. Chemical regulation of growth and organ formation in plant tissues in vitro II In: The Biological Action of Growth Substances. Symp. Soc. Exp. Biol. Cambridge Univ. Press. 1957. V. 11. P. 118-131.

273. Smith T. J., Slade S. E„ Burton N. P., Murrell J. C., Dalton H. Improved system for protein engineering of the hydroxylase component of soluble methane monooxygenase // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. № 11. P. 5268-5273.

274. Soto-Urzua L., Xochinua-Corona Y.G., Flores-Incarnacion M., Baca B.E. Purification and properties of aromatic amino acid aminotransferases from Azospirillum brasilense UAP 14 strain // Can. J. Microbiol. 1996. V. 42. P. 294-298.

275. Spiess L.D., Lippincott B.B., Lippincott J.A. Effect of hormones and vitamin B12 on gametophore development in the moss Pylaisiella selwynii // Amer. J. Bot. 1973 V. 60. P. 708-716.

276. Stackebrandt E., Goebel B.M. Taxonomic note: A place for DNA-DNA reassociation and 16S rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology // Int.-J. Syst. Bacteriol. 1994. V. 44. № 6. P.846-849.

277. Steenhoudt O., Vanderleyden J. Azospirillum, a free living nitrogen-fixing bacterium closely associated with grasses: genetic, biochemical and ecological aspects // FEMS Microbiol. Rev. 2000. V. 24. P. 487-506.

278. Steidilova Kalac P. The effects of using lactic acid bacteria inoculants in maize silage on the formation of biogenic amines // Arch. Anim. Nutr. 2003. V. 57. № 5. P. 359-368.

279. Stein L. Y., Sayavedra-Soto L.A., Hommes N.G., Arp D.J. Differential regulation of am о A and amoB gene copies in Nitrosomonas europaeall FEMS Microbiol. Lett. 2000. V. 192. P. 163-168.

280. StolyarS., Costello A.M., Peeples T.L., Lidstrom M.E. Role of multiple gene copies in particulate methane monooxygenase activity in the methane-oxidizing bacterium Methylococcus capsulatus Bath // Microbiology. 1999. V. 145. P. 1235-1244.

281. Strom Т., Ferenci Т., Quayle'J.R. The carbon assimilation pathways of Methylococcus capsulatus, Pseudomonas methanica and Methylosinus trichosporium // Biochem. J. 1974. V. 144. P. 465-476.

282. SzteinA.E., Cohen J.D., Cooke T.J. Evolutionary patterns in the auxin metabolism of green plants // Int. J. Plant. Sci. 2000. V. 161. P. 849-859.

283. Takeguchi M., Yamada Т., Kamachi Т., Okura I. Redox behavior of copper in particulate methane monooxygenase from Methylosinus trichosporium ОВЗЬ // Biometals. 1999. V.12. P. 27-33.

284. TakeiK., Sakakibara H., Sugiyama T. Identification of genes encoding adenylate isopentenyltransferase, a cytokinin biosynthesis enzyme, in Arabidopsis thaliana // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 26405-26410.

285. Toraya Т., Yo'ngsmith В., TanakaA., FukuiS. Vitamin B)2 production by a methanol-utilizing bacterium // Appl. Microbiol. 1975. V. 30. P. 477-479.

286. Trotsenko Y.A., Doronina N. V., Govoriikhina N.I. Metabolism of non- motile obligately methylotrophic bacteria // FEMS Microbiol. Letters. 1986. V. 33. P. 293-297.

287. Trotsenko Y.A., Shishkina V.N., Govorukhina N.I., Sokolov A.P. Biochemical basis for obligate methylotrophy and obligate autotrophy: comparative aspects // Winogradsky Symp. on Lithoautotrophy. 1987. P. 26.

288. TsubotaJ, Eshinimaev B.T., Khmelenina V.N., Trotsenko Y.A. Methylothermus thermalis gen. nov., sp. nov., a novel moderately thermophilic obligate methanotroph from a hot spring in Japan // Int. J. Syst! Microbiol. 2005. V. 55. P. 1877-1884.

289. Veda Т., Suga Y„ Yahiro N.,*Matsugushi T. Remarkable N2-fixing bacterial diversity detected in rice roots by molecular evolutionary analysis of niJH gene sequences. // J. Bacteriol. 1995. V. 177. P. 1414-1417.

290. Urakami Т., Komagata К Emendation of Methylobacillus Yody Weaver 1977, a genus for methanol-utilizingbacteria// Int. J. Syst. Bacteriol. 1986. V. 36. P. 502-511.

291. Vary P.S., Johnson M.J. Cell yields of bacteria grown on methane // Appl. Microbiol. 1967. V. 15. P. 1473-1478.

292. Vecherskaya M. S., Galchenko V.F., Sokolova E.N., Samarkin V.A. Activity and species composition of aerobic methanotrophic communities in tundra soils // Curr. Microbiol. 1993. V. 27. №3. P. 181-184.

293. Vorholt J. A. Cofactor-dependent pathways of formaldehyde oxidation in methylotrophic bacteria // Arch. Microbiol. 2002. V. 178. № 4. P. 239-249.

294. Vorholt J.A., Chistoserdova L„ Lidstrom M.E., Thauer R.K. The NADP-dependent methylene tetrahydromethanopterin dehydrogenase in Methylobacterium extorquens AMI //J.Bacteriol. 1998. V. 180. № 20. P. 5351-5356.

295. WardN., Larsen Q., SakwaJ., Bruseth L. et al. Genomic insights into methanotrophy: the complete genome sequence of Methylococcus capsulatus (Bath) // PLoS Biology. 2004. V.2.№ 10. P. 1616-1628.

296. Watanabe F., Nakano Y„ Tamura Y., Yamanaka H. Vitamin В12 metabolism in a photosynthesizing green alga, Chlamydomonas reinhardtii II Biochim. Biophys. Acta. 1991. V. 1075. P. 36-41.

297. Watanabe F., Takenaka S., Katsura H., Miyamoto E., Abe K., Tamura Т., Nakatsuka Т., Nakano Y. Characterization of a vitamin Bi2 compound in the edible purple laver, Porphyrayezoensis IJ Biosci. Biotechnol. Biochem. 2000. V. 64. № 12. P. 2712-2715.

298. Went F. W. On growth-accelerating substances in the coleoptile of Avena sativa И Proc. Kon. Ned. Akad. Wet. 1926. V. 30. P. 10-19.

299. Went F. W. Wuchsstoff und Wachstum // Rec. Trav. Bot. Neerland. 1928. V. 24. P. 1-116.

300. Whittenbury R. and Krieg N. Methylococcaceae fam. nov. / In Bergey's Manual of Determinative Bacteriology: Williams and Wilkins; Baltimore. 1984. V. 1. P. 256-262.

301. Whittenbury R., Davies S.L., DaveyJ.F. Exosporesand cysts formed by methane-utilizing bactera//J. Gen. Microbiol. 1970. V. 61. P. 205-218.

302. Wiegel J. The Genus Xanthobacter И In: The Prokaryotes. Second edition / Eds. A. Balows, H.G. Truper, M. Dworkin, W. Harder, K>H. Schleifer. Springer-Verlag. New York. 1992. V.3. P. 2365-2383.

303. Wise M.G., Mc Arthur J. V, Shimkets L.J. Methylosarcina fibrata gen. nov., sp.nov. and Methylosarcina quisquiliarum sp. nov., novel type I methanotrophs I I Int. J, Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51. P. 611-621.

304. Wolnak В., Andreen B.H., Chsholm J.A., Saaden M. Fermentation on methane // Biotechnol. Bioeng. 1967. T. 9. C. 57-68.

305. Walsh D.A., Cooper R.H., Denton R.M., Bridges B.J., Randle P.S. Elementary reactions of the pig heart pyruvate dehydrogenase complex // Biochem. J. 1976. V.157. P. 41-67.

306. Wood W.A. Assay of enzymes representative of metabolic pathways // Methods in Microbiology 1971. V. 6A. P. 421.

307. Woodward A. W., Bartel B. Auxin: regulation, action and interaction // Annals of Botany. 2005. V. 95. P. 707-735.

308. Yoch D.C., Chen Y.P., Hardin M.G. Formate dehydrogenase from the methane oxidizer Methylosinus trichosporium OB3b // J. Bacteriol. 1990. V. 172. № 8. P. 4456-4463.

309. Yokota Т., Murofushi N., Takahashi N; Extraction, purification, identification // Hormonal Regulation of Development V.l. / Ed. MacMillan J. Berlin: Springer-Verlag. 1980.-P. 113202.

310. Young J.P. W. Phylogenetic classification of nitrogen-fixing organisms // In: G. Stracy, R.H. Burris, H.J. Evans (ed.). Biological nitrogen fixation. Chapman and Hall, New York. 1992. P. 43-86.

311. ZehrJ.P., McReynolds L.A. Use of degenerate oligonucleotides for amplification of the ni/H gene from the marine cyanobacterium Trichodesmium thiebautii // Appl. Environ. Microbiol. 1989. V. 55. P. 2522-2526.

312. Zhao Y„ Christensen S.K., Fankhauser.C., С ashman J.R., Cohen J. D., Weigel D., ChoryJ. A role for flavin monooxygenase-like enzymes in auxin biosynthesis // Science. 2001. V. 291. P. 306-309.

313. Zhao Y., Hull A. K., Gupta N.R., Goss K.A., AlonsoJ., Ecker J.R.,- Normanly J., ChoryJ.,i •

314. CelenzaJ.L. Trp-dependent auxin biosynthesis in Arabidopsis: involvement of cytochrome P450s CYP79B2 and CYP79B3 // Genes & Dev.2002. V. 16. P. 3100-3112.