Антигипоксическое и нейропротекторное действие N-арахидоноилдофамина при моделировании острой гипоксии in vivo и in vitro тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.01, кандидат наук Митрошина, Елена Владимировна

• Митрошина, Елена Владимировна
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Митрошина, Елена Владимировна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Эндогенная каннабиноидная система

1.1.1. Лиганды каннабиноидных рецепторов. N-

арахидоноилдофамин

1Л .2. Биосинтез и деградация эндоканнабиноидов

1.1.3. Каннабиноидные рецепторы и их локализация в головном

мозге

1.1.4. Прочие рецепторы, связывающие каннабиноиды

1.2. Сигнальные пути, запускаемые эндоканнабиноидной

системой

1.2.1. Ретроградная модуляция синаптической передачи

эндоканнабиноидами

1.3. Нейропротекторное действие эндоканнабиноидов

1.4. Роль эндоканнабиноидов в коррекции гипоксических и ишемических состояний мозга

1.5. Изучение сетевой активности нейронов

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Объект исследования

2.2. Схема эксперимента

2.2.1. Схема экспериментов in vitro

2.2.2. Схема экспериментов in vivo

2.3. Культивирование первичных диссоциированных клеток гиппокампа

2.4. Методы оценки сетевой активности нейронов in vitro

2.4.1. Биоэлектрическая спонтанная активность

2.4.1.1. Мультиэлектродные матрицы MED64 и МЕА60

2.4.1.2. Регистрация и анализ спонтанной сетевой биоэлектрической

активности нейронов

2.4.2. Функциональный кальциевый имиджинг

2.5. Иммуноцитохимические методы

2.6. Оценка жизнеспособности культивируемых клеток в диссоциированной культуре

2.7. Моделирование нормобарической гипоксии in vitro

2.8. Моделирование острой гипобарической гипоксии in vivo

2.9.Методы оценки антигипоксического и нейропротекторного действия исследуемого соединения при моделировании острой гипобарической гипоксии in vivo

2.9.1. Тест «открытое поле»

2.9.2. Тест «Водный лабиринт Морриса»

2.10. Статистическая обработка результатов

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Исследование антигипоксического и нейропротекторного

действия N-арахидоноилдофамина при моделировании гипоксии in

vitro

3.1.1. Влияние N-арахидоноилдофамина на спонтанную биоэлектрическую активность культивируемых клеток гиппокампа

при моделировании гипоксии

3.1.2. Влияние N-арахидоноилдофамина на спонтанную кальциевую активность культивируемых клеток гиппокампа при моделировании гипоксии

3.1.3. Влияние N-арахидоноилдофамина на выживаемость культивируемых клеток гиппокампа при моделировании

гипоксии

3.1.4. Влияние N-арахидоноилдофамина на распределение каннабиноидных рецепторов первого и второго типов в диссоциированных культурах гиппокампа при моделировании

гипоксии

3.2. Исследование антигипоксического и нейропротекторного

действия N-арахидоноилдофамина при моделировании гипоксии

in vivo

3.2.1. Влияние N-арахидоноилдофамина на выживаемость животных

при моделировании острой гипобарической гипоксии

3.2.2. Влияние N-арахидоноилдофамина на показатели двигательной и ориентировочно-исследовательской активности мышей в тесте «Открытое поле»

3.2.3. Влияние N-арахидоноилдофамина на навигационное научение и долговременную память у мышей в тесте «Водный лабиринт

Морриса»

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Антигипоксическое и нейропротекторное действие N-арахидоноилдофамина при моделировании острой гипоксии in vivo и in vitro»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Регуляция физиологических функций организма является одной из актуальных проблем как физиологии, так и медицины. Поиск новых молекулярных мишеней управления позволяет не только изучить фундаментальные основы жизнедеятельности организма, но и разработать новые пути коррекции и предупреждения функциональных нарушений, возникающих при воздействии срессогенных факторов.

Эндоканнабиноиды принадлежат к одному из активно изучаемых в последнее время семейств нейроактивных регуляториых липидов. Согласно современным концепциям о роли и функции эндогенной каннабиноидной системы в организме, нейроактивные липиды играют важную роль в регуляции процессов метаболизма, воспаления, боли, модуляции синаптической передачи и поддержании нормального функционирования нервной системы, в том числе процессов обучения, памяти, пищевого и оборонительного поведения (Хаспеков, Бобров, 2006; Riedel, Davies, 2005; Pertwee, 2006; Sagie et al., 2013; Davis, 2014; Morena, Campolongo, 2014; Tan et al., 2014; Younts, Castillo, 2014; Капо, 2014).

N-арахидоиоилдофамин (N-ADA) - относительно недавно описанный и синтезированный эндоканнабиноид. N-ADA относится к группе N-ацилдофаминов (амидов длинноцепочечных жирных кислот) и представляет собой амид арахидоновой кислоты с дофамином (Walker et al., 2004; Bobrov et al., 2008), имеющий высокое сродство с канабинидными рецепторами 1-го и 2-го типов (CBR-1 и CBR-2) и практически не связывающийся с дофаминовыми рецепторами (Bisogno et al., 2000). Поскольку N-ADA также активирует и ванилоидные рецепторы (TRPV1) (Caterina, Julius, 2001; van der Stelt, Di Marco, 2004; Bradshow, Walker, 2005), его характеризуют как CBR-1/TRPVl-гибридный лиганд. Активация CBR-1 в новой коре (особенно в ее

фронтальных отделах), мозжечке, гиппокампе, стволе головного мозга, базальных ганглиях, миндалине, гипоталамусе (Mackie et al., 2005) отвечает за поведенческие реакции животных, называемые классической каннабиноидной тетрадой: гипотермия, каталепсия, анальгезия, сниженная двигательная активность (Compton et al., 1993; Adams, Martin, 1996; Zimmer et al., 1996). На субклеточном уровне CBR-1 преимущественно локализованы на пресинаптических аксонных терминалях, в том числе в пресинаптической активной зоне, где они участвуют в регуляции высвобождения нейромедиаторов (Katona et al., 1999; Kofalvi et al., 2007), a также на мембранах митохондрий нейронов, где непосредственно регулируют клеточное дыхание и выработку энергии. Активация митохондриальных CBR-1 экзогенными каннабиноидами снижает концентрацию цАМФ, активность протеинкиназы А, активность I ферментативного комплекса и дыхание в митохондриях нейронов (Benard G. et al., 2012).

Физиологический механизм регуляции синаптической передачи в возбуждающих и тормозных синапсах N-арахидоноилдофамином путем ретроградного ингибирования выброса нейротрансмиттеров, т.е. через активацию обратной отрицательной связи, для поддержания гомеостаза нейронной сети предполагает возможность включения этого нейролипина в состав эндогенной стресс-лимитирующей системы мозга, участвующей в ограничении повреждений тканей в условиях ответной реакции клеток на стрессогенные факторы, одним из которых является гипоксия.

Снижение поступления кислорода к тканям приводит к дисрегуляции окислительного фосфорилирования и процессов синаптической передачи, гибели клеток и разрушению нейронных сетей (Netto et al., 1993; Hodges, 1996; Virley et al., 1999; Лукьянова, Ушаков, 2004). Суммарно все эти процессы способствуют нарушению мнестических и когнитивных функций мозга (Yamomoto et al., 1993; Tanaka et al., 1998; Netto et al., 1993; Karasava et al., 1994; Nakagura, 2002).

Изучение роли эндогенной каннабиноидной системы в цитопротекции при гипоксии позволит найти новую мишень для разработки способов коррекции и предупреждения возникающей при гипоксии дисфункции мозга. В настоящее время существует значительное количество работ, посвященный изучению нейропротекторных свойств различных агонистов CBR (анандамида, 2-арахидоноилглицерина, WIN 55.212-2 и ряда других) при различных видах повреждения головного мозга (Nagayama et al., 1999; Panikashvili et al., 2001; Maresz et al., 2007; Mechoulam and Shohami, 2007; Koch et al., 2010; Pazos et al., 2013; Lara-Celador et al., 2013; Chiarlone et al., 2014; Dhopeshwarkar & Mackie, 2014). При этом нейропротекторные свойства N-ADA изучены пока недостаточно. В ряде работ показано, что N-ADA обладает антиоксидантными и нейропротекторными свойствами, сокращая объем очага инфаркта у животных при моделировании фокальной ишемии и повышая выживаемость нейронов в культуре in vitro при моделировании окислительного стресса, активации апоптоза и эксайтотоксичности (Bobrov et al., 2008; Бобров с соавт., 2010; Grabiec et al., 2012). Однако в целом механизмы его нейропротекторных свойств остаются на сегодняшний день мало изученными, а экспериментальные данные по объяснению эффектов NADA противоречивы и являются предметом дискуссии.

Исследование влияния N-ADA на сохранение функциональной активности нейронов и жизнеспособности нервных клеток при моделировании гипоксии in vitro, а также на поддержание поведенческих и когнитивных функций животных при гипоксических повреждениях ЦНС на сегодняшний день не проводилось.

Таким образом, вопросы, связанные с ролью N-ADA в регуляции синаптической передачи и функций ЦНС, остаются открытыми. Изучение эффекта, оказываемого N-ADA при гипоксическом воздействии in vitro и in vivo, позволит выявить роль нейролипинов в составе антистрессорной системы организма и предложить новые терапевтические подходы к

коррекции состояний, связанных с неадекватным снабжением тканей и органов, и прежде всего нервной системы, кислородом.

Цель работы

Целью работы явилось изучение антигипоксических и нейропротекторных свойств N-ADA при моделировании острой гипоксии в культуре клеток гиппокампа и острой гипобарической гипоксии in vivo.

Задачи исследования

1. Изучить влияние N-ADA на индуцированные гипоксией изменения спонтанной биоэлектрической активности нейронной сети в первичной культуре клеток гиппокампа.

2. Исследовать ранние и отдаленные эффекты действия N-ADA на индуцированные гипоксией изменения спонтанной кальциевой активности нейронной сети в первичной культуре клеток гиппокампа.

3. Изучить влияние N-ADA на выживаемость клеток в первичной культуре клеток гиппокампа, подвергнутых гипоксии.

4. Исследовать антигипоксические и нейропротекторные свойства N-ADA в условиях острой гипобарической гипоксии in vivo.

5. Оценить вклад каннабиноидных и ванилоидных рецепторов в реализацию цитопротекторного действия N-ADA при моделировании гипоксии in vitro и in vivo.

Научная новизна

Впервые выявлены ранние и отдаленные эффекты, оказываемые NADA на индуцированные острой нормобарической гипоксией изменения спонтанной биоэлектрической активности нейронной сети в культуре клеток

гиппокампа, проявляющиеся в поддержании сетевой биоэлектрической активности нейронов в период гипоксии, а также сохранении паттерна сетевой пачки импульсов в отдаленном постгипоксическом периоде.

Впервые обнаружено, что N-ADA уменьшает индуцированные гипоксией изменения спонтанной кальциевой активности нейронной сети в культуре клеток гиппокампа, что выражается в нормализации длительности и частоты спонтанных кальциевых осцилляций в отдаленном постгипоксическом периоде.

Установлено, что превентивная аппликация N-ADA (10 мкМ) при моделировании острой нормобарической гипоксии и в 1 сутки после нее предотвращает гибель клеток гиппокампа in vitro, вызванную кислородной депривацией.

Установлено, что ведущую роль в реализации антигипоксического и нейропротекторного эффектов N-ADA играет активация каннабиноидных рецепторов 1 типа (CBR-1) и ванилоидных рецепторов (TRPV1).

Показано, что распределение CBR-1 и CBR-2 в культивируемых клетках гиппокампа изменяется в результате воздействия острой нормобарической гипоксии. Введение N-ADA во время гипоксии и в первые сутки после нее предотвращает снижение размеров и числа кластеров CBR-2 и повышает количество кластеров CBR-1, сохраняя их нормальные размеры.

Впервые изучен антигипоксический эффект превентивного парентерального применения N-ADA при моделировании острой гипобарический гипоксии у мышей. Показано, что N-ADA повышает резистентность к острой гипобарической гипоксии, что проявляется в более высоком проценте выживаемости животных на высоте «смертельной площадки», а также сохранении мнестических функций ЦНС мышей в отдаленном постгипоксическом периоде.

Научно-практическая значимость

Полученные результаты расширяют имеющиеся фундаментальные знания о нейропротекторной роли N-ADA и выявляют его антигипоксические свойства. Показано, что превентивная аппликация NADA при моделировании острой гипоксии in vitro поддерживает функциональную активность нейронных сетей в культуре клеток гиппокампа мыши как по данным биоэлектрической активности, так и по параметрам изменения содержания внутриклеточного кальция. При моделировании гипоксии in vivo превентивное применение N-ADA повышает резистентность мышей к гипоксии, улучшает восстановление мнестических функций после реоксигеиации. Продемонстрированы рецептор-зависимые механизмы антигипоксического действия N-ADA.

Полученные результаты являются экспериментальным обоснованием возможности практического использования N-ADA в качестве фармакологического агента, способного препятствовать патологическим морфофункциональным изменениям в нервной системе при острой гипоксии и активировать репаративные процессы в постгипоксический период.

Основные положения, выносимые на защиту

1. N-ADA обладает выраженным антигипоксическим и нейропротекторным действием при моделировании острой гипоксии in vitro и in vivo.

2. Антигипоксическое действие N-ADA опосредуется прежде всего через каннабиноидные рецепторы 1 типа (CBR-1) и ванилоидные рецепторы (TRPV1), тогда как активация каннабиноидных рецепторов 2 типа (CBR-2) оказывает менее выраженный нейропротекторный эффект.

Апробация работы

Основные положения диссертации доложены на Международном симпозиуме «Topical Problems of Biophotonics — 2009» (Нижний Новгород, 2009), XIV Нижегородской сессии молодых ученых «Естественные науки науки» (Нижний Новгород, 2009), XV Международной конференции по нейрокибернетике (Нижний Новгород, 2009), Международной конференции «Рецепция и внутриклеточная сигнализация» (Пущино, 2009), Всероссийской конференции с международным участием «Гиппокамп и память: норма и патология»» (Пущино, 2009), VI международном конгрессе «Оптика - XXI век» (Санкт - Петербург, 2010), XXI Съезде Физиологического общества им. И.П. Павлова (Калуга, 2010), 7-м Международном Европейском форуме нейронаук (7th FENS forum of European Neuroscience, Amsterdam, 2010), Международной конференции «Speckle2010:speckle fields forever" (Brazil, Florianopolis, 2010), Международном симпозиуме «Topical Problems of Biophotonics — 2011» (St. Peterburg - Nizhny Novgorod, 2011), X научной сессии молодых ученых и студентов «Современное решение актуальных научных проблем в медицине» (Нижний Новгород, 2011), IV Всероссийском Съезде биофизиков России (Нижний Новгород, 2012), Международном конгрессе «International Brain Injury Association's Ninth World Congress on Brain Injury» (Edinburgh, Scotland, 2012); Международном симпозиуме «Topical Problems of Biophotonics-2013» (Нижний Новгород, 2013); XXII Съезде Физиологического общества им. И.П. Павлова (Волгоград, 2013); X международном междисциплинарном конгрессе «Нейронаука для медицины и психологии» (Судак, 2014); Международном симпозиуме «International Scientific School «Frontiers in modern neuroscience» (Nizhny Novgorod, 2014); Международном симпозиуме «8th International Symposium on Neuroprotection and Neurorepair» (Magdeburg, Germany, 2014); 9-м Международном Европейском форуме нейронаук «9th FENS Forum of Neuroscience» (Milan, Italy, 2014).

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Эндогенная каннабиноидная система

Азиатское растение cannabis, или конопля (Cannabis sativa/indica) применяется различными народами мира в медицинских целях более 5000 лет. Оно относится к семейству Cannabacea и порядку Urticales. Препараты из листьев и цветов этого растения обладают психотропным эффектом и используются для производства марихуаны и гашиша. Первым изолированным растительным каннабиноидом был каннабинол, полученный из экстракта конопли еще в конце XIX века. Химический синтез каннабинола впервые осуществлен в 1940 г. в лабораториях Р. Адамса в США и Тодда в Англии (Perlwee, 2006). Научный интерес к Cannabis sativa значительно возрос в середине 60-х годов XX века, после того, как группой исследователей под руководством Gaoni было показано, что основным действующим началом экстрактов конопли является А9-тетрагидроканнабинол (ТГК) (Gaoni et al., 1964). После определения химической структуры растительных каннабиноидов и дальнейшего синтеза их высокоэффективных аналогов были выявлены и клонированы каннабиноидные рецепторы первого и второго типов, CBR-1 и CBR-2 (Mechoulam et al., 1995; Sugiura et al., 1995). Это позволило предположить существование эндогенных лигандов CBR - эндоканнабиноидов (ЭК), первым из которых был обнаружен амид арахидоновой кислоты с этаноламином, получивший название анапдамид (Devane et al., 1992). По современным представлениям, CBR и их эндогенные лиганды входят в состав эндогенной каннабиноидной системы (ЭКС), которая включает в себя также белки биосинтеза, деградации и, возможно, транспорта ЭК (Хаспеков, Бобров, 2006; Zhang et al., 2009). На сегодняшний день известно, что ЭКС играет важную роль в регуляции процессов метаболизма, боли, воспаления, а также обучения, памяти, пищевого и оборонительного поведения (Riedel, Davies, 2005; Pertwee, 2006). Важно отметить, что активация CBR-1 ответственна за поведенческие реакции у животных, представляющие собой

классическую каннабиноидную тетраду (гипотермия, каталепсия, анальгезия, сниженная двигательная активность) (Adams, Martin, 1996). Установлено, что ЭК участвуют в регуляции синаптической передачи, активируя CBR на пресинаптических терминалях различных типов нейронов, что приводит к торможению выброса нейромедиаторов (Капо et al., 2009; Szabo, Schlicker, 2005). При этом ЭКС вносит ощутимый вклад в процессы кратковременной пластичности, а ее активация может вызывать длительную депрессию по пока недостаточно изученному механизму (Hashimotodani et al., 2007).

1.1.1. Лиганды каннабиноидных рецепторов.

N-арахидоноилдофамин

Все агонисты CBR принято подразделять на растительные (фитоканнабиноиды), эндогенные и синтетические. Среди фитоканнабиноидов (рис. 1), в состав которых входит более 60 соединений, полученных из растения С. sativa, впервые выделенным и наиболее хорошо изученным является А9-тетрагидроканнабинол (ТГК), который отвечает за психоактивные эффекты экстрактов конопли и является агонистом обоих типов CBR. Другой фитоканнабиноид, каннабидиол, не является лигандом CBR, однако он оказывает значительное каннабимиметическое действие, проявляя антиоксидантные свойства, ингибируя деградацию анандамида и, возможно, взаимодействуя с другими, пока не изученными, CBR.

Наиболее известными эндогенными лигандами CBR (рис. 2) в настоящее время являются анандамид (ANA) и 2-арахидоноилглицерин (2-AG). Среди других ЭК выделяют ноладиновый эфир (2-арахидоноилглицерил эфир), виродамин и N-арахидоноилдофамин (N-ADA), однако их биологическая роль и биохимические характеристики в значительной степени остаются неизученными (Pertwee, 2006).

(-)-A9-tetrahydrocannabinol ((-)-A9-THC, dronabinol) (BN0614)

(-)-AB-tetrahydrocannabinol (-)-A9-tetrahydrocannabivarin (-)-де-ТНС

(-)-cannabidiol (BN0124)

cannabinol (BN0125)

cannabigero!

Рисунок 1. Химическая структура фитоканнабиноидов (Szabo, 2008)

Наиболее известными эндогенными лигандами CBR (рис. 2) в настоящее время являются анандамид (ANA) и 2-арахидоноилглицерин (2-AG). Среди других ЭК выделяют ноладиновый эфир (2-арахидоноилглицерил эфир,), виродамин и N-арахидоноилдофамин (N-ADA), однако их биологическая роль и биохимические характеристики в значительной степени остаются неизученными (Pertwee, 2006). Различные канабиноиды проявляют различную аффинность к разным типам CBR: некоторые являются агонистами преимущественно CBR-1 (N-ADA, ANA, ноладиновый эфир), другие представляют собой неселективные агонисты обоих типов CBR (2-AG, виродамин и др.) (Bisogno et al., 2000; Howlett et al., 2004; Massi et al, 2008; Szabo, 2008).

Синтетические лиганды CBR характеризуются большим разнообразием химического состава. Обычно их подразделяют на следующие категории: классические каннабиноиды, сохраняющие трициклическую дитерпеновую структуру ТГК (HU-210, HU-234, каннабидиол и т.д.), неклассические каннабиноиды (СР55940, СР47497, СР55244), аминоалкилиндолы (WIN 55.212- 2 и селективные агонисты CBR-1) и эйкозаноиды, которые метаболически более устойчивы и обладают большей селективностью, чем

классические каннабиноиды (0-1861, 0-585, и 0-689) (Szabo, 2008; Palazuelos et al., 2006).

N-^W^ H

anandamide (BN0078)

virodhamine (BN0539)

OH OH

OH OH

2-arachldonoylglycerol (BN0007)

r—OH

I—он

noladin ether (BN0390)

H

N-arachidonoyldopam¡ne (NADA) (BN0359)

ХвА^Лч н о

N-arach¡donoylglycine (BN0369)

corVí

N-arachidonoy (alanine

н ОН

N-arachidonoylGABA (BN0691)

Рисунок 2. Химическая структура эндогенных лигандов каннабиноидных рецепторов (Szabo, 2008)

он

N-ADA относится к группе N-ацилдофаминов (амидов длинноцепочечных жирных кислот) и представляет собой амид арахидоновой кислоты с дофамином (Bobrov et al., 2008). Изначально N-ADA был синтезирован для изучения эндованилоидной системы из-за его сходства с капсаицином (агонистом TRPV1), в котором молекула дофамина также сопряжена с арахидоновой кислотой. Затем его определили, как эндогенное соединение, которое синтезируется в основном в стриатуме, черной субстанции, гиппокампе, мозжечке и является агонистом CBR (Huang et al., 2002). Было показано, что он в 40 раз селективнее связывается с CBR-1, чем с CBR-2, и практически не связывается с дофаминовыми рецепторами (Bisogno et al., 2000). Поскольку N-ADA также активирует и TRPV1 (Caterina, Julius, 2001; van der Stelt, Di Marco, 2004; Bradshow, Walker, 2005), его

характеризуют как CBR-1/TRPV1 гибридный лиганд. Было показано, что связывание N-ADA с TRPV1 и CBR-1 приводит к деполяризации мембраны и повышению концентрации внутриклеточного кальция ([Са ];) в дорсальных ганглиях (Huang et al., 2002; Sagar et al., 2004). Однако рядом других исследователей кальциевый ответ на действие N-ADA или капсаицина в культурах нейронов гиппокампа не обнаружен (Crawford et al., 2009). Показано, что в гиппокампе N-ADA усиливает тормозные процессы за счет стимуляции ГАМК-ергической передачи (Huang et al., 2002).

N-ADA при связывании с CBR-1 в присутствии антагониста TRPV1, IRTX, в концентрации 10 мкМ тормозит выброс глутамата из пресинаптических терминалей дофаминергических нейронов черной субстанции, и, напротив, усиливает выброс глутамата при связывании с TRPV1 в присутствии антагониста CBR-1 AM 281 (Marinelli et al., 2007). Авторами было показано, что для эффективного связывания с TRPV1 необходимо участие мембранного транспортера эндоканнабиноидов (ЕМТ), что объясняется расположением связывающего сайта. Следует отметить, что в отсутствие антагонистов CBR-1 или TRPV1, высвобождение глутамата нейронами черной субстанции существенно не изменялось, что, очевидно, связано с одновременной стимуляцией рецепторов обоих типов.

Кроме регуляции синаптической передачи, N-ADA индуцирует термальную гипералгезию, стимулирует спонтанную и термически вызванную активность в спииальных ноцицептивных нейронах и оказывает действие на сократительную активность гладких мышц за счет активации TRPV1, а также проявляет сосудорасширяющее действие, активируя как CBR-1, так и TRPV1 мелких сосудов брыжейки (Price et al, 2004; O'Sullivan et al, 2004; Huang and Walker, 2006)

При парентеральном введении животным N-ADA в концентрациях 1-10 мг/кг вызывает классическую каннабиноидную тетраду (гипотермия, анальгезия, снижение локомоторной активности и каталепсия), действуя, так же, как и классический агонист CBR-1. Этот эффект блокируется

антагонистом CBR-1, но не блокируется антагонистами дофаминовых рецепторов (Bisogno et al., 2000).

Таким образом, N-ADA может действовать как про-, так и эндоканнабиноид, в зависимости от того, взаимодействует ли он с TRPV1 или CBR-1, соответственно.

1.1.2. Биосинтез и деградация эндоканнабиноидов

Каннабиноиды синтезируются и реализуются локально on demand (по требованию). Таким образом, уровень их генерации не является постоянным, а кинетика их деградации является основным фактором их активности. В естественных условиях, как полагают, синтез анандамида происходит путем ферментативного гидролиза фосфолипазой D мембранного предшественника - N-арахидоноил фосфотидилэтаноламина (Schmid et al., 1983; Deutsch, Chin, 1993). N-арахидоноил фосфотидилэтаноламин формируется путем ферментативного переноса арахидоновой кислоты из sn-l положения мембранного фосфотидилхолина на аминогруппу фосфотидилэтаноламина (Cadas et al., 1997; Sugiura et al., 2002). Никаких конкретных трансацилаз, катализирующих данный процесс, на сегодняшний день не идентифицировано, однако некоторым исследователям удалось клонировать специфичную для N-арахидоноил фосфотидилэтаноламина фосфолипазу D (Okamoto et al., 2004). Возможны и другие варианты синтеза анандамида. Так, например, в желудке секреторная фосфолипаза А2 может катализировать конверсию N-ацил фосфотидилэтаноламина в N-ацил лизофосфотидилэтаноламид. Далее под действием лизофосфолипазы D образуются соответствующие N-ацилэтаноламиды, в том числе, анандамид (Sun et al., 2005). Другой альтернативный путь был описан в RAW246.7-макрофагах, где происходит гидролиз N-арахидоноил фосфотидилэтаноламина до фосфоанандамида с участием фосфолипазы С и дальнейшим действием фосфатазы (Liu et al., 2006).

Для предполагались два возможных пути биосинтеза. Первый

возможный путь - это прямое сопряжение арахидоновой кислоты и дофамина, а другой - через метаболизм предполагаемого арахидоноилтирозина (ТЧА-тирозин) (рис. 3).

Pathway А L-DOPA

HCL

Pamvvay В

АЕА

MA-tyrosine

NA-DOPA

NADA

Рисунок 3. Два предполагаемых метаболических пути биосинтеза 14-

АБА (Ни Ы а1., 2009)

Показано, что ЫА-тирозин не является промежуточным продуктом в ходе биосинтеза 1Ч-АОА, который синтезируется в первую путем ферментативного сопряжения арахидоновой кислоты с дофамином (Ни е! а1., 2009). Хотя это сопряжение, вероятно, включает в себя комплекс ферментов, показано прямое участие гидролазы амидов жирных кислот в биосинтезе ТМ-АБА.

Эндоканнабиноиды не хранятся в синаптических везикулах, как другие нейротрансмиттеры. Напротив, они, благодаря своей липидной

природе, через постсинаптическую мембрану попадают в синаптическую щель, где связываются с соответствующими рецепторами, часто расположенными пресинаптически.

Таким образом, ЭК могут выступать в качестве сигнальных молекул. Дальнейшие сигнальные пути, опосредуемые CBR, приводят к ингибированию реализации нейромедиаторов, главным образом ГАМК или глутамата, таким образом, ретроградно модулируя синаптическую передачу (Gómez-Ruiz et al., 2007).

Чтобы прекратить влияние ЭКС, эндогенные лиганды CBR, как и другие нейротрансмиттеры, должны быть инактивированны. Эта инактивация происходит в 2 этапа: ЭК должны быть транспортированы в клетку, возможно, специальной транспортной системой, а затем гидролизованы под действием специальных ферментов (Bari et al., 2006). Анандамид гидролизуется до двух компонентов (арахидоновой кислоты и этаноламина) под действием гидролазы амидов жирных кислот (ГАЖК, FAAH), а 2-арахидоноилглицерол - до арахидоновой кислоты и глицерина под действием моноацилглицероллипазы (МАГЛ, MAGL) (Dinh et al., 2002).

В 1994 г. было обнаружено, что захват анандамида обратно в клетку происходит путем облегченной диффузии (Di Marzo et al., 1994), и что этот процесс зависит от ряда факторов (температуры, чувствительности к субстрату, насыщаемости). Также была показана его независимость от ионных градиентов и гидролиза АТФ, однако возможно влияние оксида азота (Maccarrone et al., 2000). Хотя в последние годы было предпринято немало попыток идентификации специфического транспортера ЭК, его природа до сих пор остается не известной, что порождает все новые споры о его существовании (Glaser et al., 2003). На сегодняшний день, как правило, принято считать, что движение анандамида через клеточную мембрану -процесс насыщаемый, а также предложены различные механизмы поглощения анандамида, в том числе облегченная диффузия (Fegley et al., 2004), простая диффузия с ГАЖК-опосредовапным расщеплением

анандамида, простая диффузия с внутриклеточной секвестрацией анандамида, или эндоцитоз (McFarland et al., 2004). В отличие от анандамида, об обратном захвате 2-AG практически ничего не известно. Некоторые авторы предполагают, что он попадает в клетку опосредованно специальным транспортером, другие - что использует транспортер анандамида (Bisogno et al., 2000), либо это происходит путем простой диффузии (Beltramo, Piomelli, 2000).

В дополнение к основным ферментам, в процессе утилизации анандамида и 2-AG могут участвовать различные оксигеназы, например, липоксигеназа, цитохром Р450, циклооксигеназа, превращая ЭК в соответствующие соединения простагландина (van der Stelt et al., 2002). Физиологическая роль данных реакций пока не ясна.

1.1.3. Каннабиноидные рецепторы и их локализация в головном

мозге

Доказательства существования CBR в мозге были получены в середине 80-х годов (Howlett, Fleming, 1984). На сегодняшний день наиболее полно изучено молекулярное строение и фармакологические свойства двух типов CBR, CBR-1 и CBR-2, принадлежащих к суперсемейству А рецепторов, сопряженных с G-белком. Оба рецептора имеют 7 трансмембранных доменов (альфа-спирали), расположенный внутриклеточно С-конец и внеклеточный гликозилированный N-конец. Филогенетически CBR близки к рецепторам простагландинов (Howlett et al., 2002; Szabo 2008).

Аминокислотная последовательность CBR разных видов животных практически идентична (97-99% гомологии). В состав CBR-1 человека входят 472 аминокислоты, а в CBR-1 мышей и крыс насчитывают 473 аминокислотных остатка. CBR-2 состоит из 360 аминокислот, состав и последовательность которых значительно отличаются от таковых для CBR-1. Сравнение аминокислотной последовательности у мыши и человека выявило

82% гомологии. При этом интересно отметить, что гомология между двумя типами рецепторов невысока и составляет всего 48% (68% в трансмембранных доменах), что свидетельствует о достаточно ранней эволюционной дивергенции CBR. Тем не менее, способность одинаково эффективно связывать некоторые каннабиноидные лиганды объединяет их в один класс. CBR - это типичные Са!/о-протеин-ассоциированные рецепторы. Они блокируются коклюшным токсином, а их активация ингибирует аденилатциклазу (Howlett, 2005; Хаспеков, Бобров, 2006). Активация CBR-1 ингибирует N-, P/Q- и L-типы потенциал-зависимых кальциевых каналов (Twitchell et al., 1997). Также эти рецепторы модулируют некоторые типы калиевых каналов (Im, la) (Mackie et al., 1995). В то же время, активация CBR-2 не вызывает модулирования ионных токов через кальциевые каналы (Felder et al., 1995). При этом оба типа рецепторов могут активировать сигнальный каскад митоген-активируемой киназы (MARK) (Bouaboula et al., 1995; Bouaboula et al., 1996).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Митрошина, Елена Владимировна, 2014 год

СПИСОК ЦИТИРОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Бобров М.Ю., Генрихе Е.Е., Барсков И.В., Лыжин A.A., Фрумкина Л.Е., Андрианова Е.Л., Оборина М.В., Хаепеков Л.Г. Нейропротекторный эффект модуляторов эндогенной каннабипоидной системы при экспериментальной церебральной ишемии // В кн. «Рецепторы и внутриклеточная сигнализация». Пущино. 2011. т. 1. С. 94-98.

2. Буреш Я., Бурешова О., Хьюстон Д. Методики и основные эксперименты по изучению мозга и поведения. М., Высш. шк., 1991. 399с.

3. Ведунова М.В., Митрошина Е.В., Сахарпова Т.А., Бобров М.Ю., Безуглов В.В., Хаепеков Л.Г., Мухина И.В. Влияние N-арахидоноилдофамина на функционирование нейронной мети первичной культуры гиппокампа при моделировании гипоксии // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2013. №10. С.447-451.

4. Ведунова М.В., Сахарнова Т.А., Митрошина Е.В., Мухина И.В. Антигипоксические свойства нейротрофического фактора головного мозга при моделировании гипоксии в диссоциированных культурах гиппокампа // Журнал «Современные технологии в медицине». 2012. №4. С. 17-23.

5. Генрихе Е.Е. Защитное действие модуляторов эндогенной каннабиноидной системы при экспериментальной церебральной ишемии: Автореф. дис.... канд. биол. наук. - М., 2012 22с.

6. Генрихе Е.Е., Бобров М.Ю., Андрианова Е.Л., Грецкая Н.М., Лыжин A.A., Блаженова A.B., Фрумкина Л.Е., Безуглов В.В., Хаепеков Л.Г. Модуляторы эндогенной каннабиноидной системы как нейропротекторы // Анналы клинической и экспериментальной неврологии. 2010. Т. 4. № 4. С. 37-42.

7. Захаров Ю.Н., Митрошина Е.В., Ведунова М.В., Коротченко С.А., Калинцева Я.И., Потанина A.B. Мухина И.В. Флуоресцентный анализ паттернов метаболическойактивности нейрон-глиальной сети // Оптический журнал. 2012. Vol. 79, № 6. Р. 47-51.

8. Лебедев Р.Д., Бурцев М.С. Кластеризация пачек спонтанной активности нейрональпой культуры // Сб. научных трудов Всероссийской научно-технической конференции "Нейроинформатика 2010": в 2-х частях. Ч. 1. М.: НИЯУ МИФИ, 2010. С. 296-303.

9. Лукьянова Л.Д. Биоэнергетическая гипоксия: понятие, механизмы и способы коррекции // Бюлл. экспер. биол. и мед. - 1997. Т. 124, № 9. С. 244254.

10. Лукьянова Л.Д., Дудченко A.M., Цыбина Т.А., Германова Э.Л. Регуляторная роль митохондриалъной дисфункции при гипоксии и ее взаимодействие с транскрипционной активностью // Вестник Российской академии медицинских наук. 2007. № 2. С. 3-12.

11. Методические рекомендации по экспериментальному изучению препаратов, предлагаемых для клинического изучения в качестве антигипоксических средств. М., 1990. 18 с.

12. Митрошина Е.В., Ведунова М.В. Калинцева Я.И. Кальциевый имиджинг в клеточных культурах и тканях: Учебно-методическое пособие. -Нижний Новгород: Нижегородский государственный университет им. Н.И. Лобачевского. 2011. С. 1-26.

13. Митрошина Е.В., Ведунова М.В., Широкова О.М., Захаров Ю.Н., Калинцева Я.И., Мухина И.В. Оценка динамики функционального состояния диссоциированной культуры гиппокампа in vitro // Вестник ННГУ им. Н.И. Лобачевского. 2011. № 2(2). С. 283-286.

14. Митрошина Е.В., Ведунова М.В., Миронов A.A., Сахарнова Т.А., Пимашкин A.C., Бобров М.Ю., Хаспеков Л.Г., Мухина И.В. Нейропротекторное действие каннабиноида N-арахидоноилдофамина при моделировании острой гипобарической гипоксии мозга // Неврологический вестник (Журнал им. В.М. Бехтерева). 2012. №1. С. 14-19

15. Мухина И.В., Казанцев В.Б., Хаспеков Л.Г., Захаров Ю.Н., Ведунова М.В., Митрошина Е.В., Коротченко С.А., Корягина Е.А. Мультиэлектродные

матрицы - новые возможности в исследовании пластичности нейрональной сети // Современные технологии в медицине. 2009. №1. С. 8-15.

16. Мухина И.В. Влияние препаратов с антигипоксическими свойствами на функциональное состояние сердца и мозга: автореф. дис... докт. биол. наук: 03.00.13. / Мухина Ирина Васильевна. М.: Изд-во НИИ общей реаниматологии РАМН, 2000. 44 с.

17. Оковитый C.B., Смирнов A.B. Антигипоксанты // Экспер. и клин, фармакол. 2001. Т. 64, № 3. С. 76-80.

18. Проблемы гипоксии: молекулярные, физиологические и медицинские аспекты: сб. ст. / под ред. Л.Д. Лукьяновой, И.Б. Ушакова. М. Воронеж: Изд-во «Истоки», 2004. С. 268-296.

19. Родина В.И., Крупина H.A., Крыжановский Г.Н Новый метод оценки тревожно-фобических состояний у крыс // Журн. Патологическая физиология и общая патология. 1992. С.58-64.

20. Рубанова Н.А, Баландина М.В., Корягин A.C. Серотонинергическая система и функциональное состояние митохондриальных мембран мозга в ранние сроки гипоксии и при введении пептида дельта-сна // Фармакологическая коррекция гипоксических состояний: матер. И Всесоюзн. конфер, Гродно: Гродненский медицинский институт, 1991. С. 29-230.

21. Хаспеков Л.Г., Бобров М.Ю. Эндогенная каннабиноидная система и ее защитная роль при ишемическом и цитотоксическом повреждении нейронов головного мозга // Нейрохимия. 2006. Т. 23, №2. С. 85—105.

22. Худякова H.A., Баженова Т.В. Поведенческая активность линейных и нелинейных мышей разных цветовых вариаций в тесте «Открытое поле». Вестник Удмуртского Университета. 2012. 2: 89-93.

23. Чеснокова Н.П., Понукалина Е.В., Бизенкова М.Н. Молекулярно-клеточные механизмы цитотоксического действия гипоксии. Патогенез гипоксического некробиоза // Современные наукоемкие технологии. 2006. №7. С. 31-38.

24. Широкова О.М., Фрумкина JI.E., Ведунова М.В., Митрошина Е.В., Ю.Н. Захаров, Л.Г. Хаспеков, И.В. Мухина Закономерности развития нейронных сетей в диссоциированных культурах клеток гиппокампа // Журнал "Современные технологии в медицине". - 2013.-Т.5, №2. - С.6-13.

25. Adams I.B., Martin B.R. Cannabis: pharmacology and toxicology in animals and humans //Addiction. 1996. Vol. 91. P. 1585-1616.

26. Aguado Т., Romero E., Monory K., Palazuelos J., Sendtner M., Marsicano G., Lutz В.,Guzman M., Galve-Roperh I. The CB1 cannabinoid receptor mediates excitotoxicity-induced neural progenitor proliferation and neurogenesis // J. Biol.Chem.2007. Vol. 282. P 23892-23898

27. Alger B.E., Pitler T.A. Retrograde signaling at GABAA-receptor synapses in the mammalian CNS // Trends Neurosci. 1995. Vol. 18. Is.8. P. 333-340.

28. Ashton J.C., Glass, M. The cannabinoid CB2 receptor as a target for inflammationdependent neurodegeneration // Curr. Neuropharmacol. 2007. Vol. 5. P. 73-80.

29. Bacci A. Verderio C., Pravettoni E., Matteoli M. Synaptic and intrinsic mechanisms shape synchronous oscillations in hippocampal neurons in culture // Europ. Jour. Neurosc. 1999.Vol.11. P.389-397.

30. Baker D., Pryce G., et al. Cannabinoids control spasticity and tremor in a multiple sclerosis model // Nature. 2000. Vol. 40. №6773. P.84-87.

31. Bari M., Battista N., Fezza F. et al. New insights into endocannabinoid degradation and its therapeutic potential // Mini Rev. Med. Chem. 2006. Vol. 6. P. 257-268.

32. Barth, F.; Rinaldi-Carmona, M. The Development of Cannabinoid Antagonists // Current Medicinal Chemistry. 1999. Vol. 6. Is.8. P.745-755.

33. Beltramo M., Piomelli D. Carrier-mediated transport and enzymatic hydrolysis of the endogenous cannabinoid 2-arachidonylglycerol // Neuroreport. 2000. Vol.11. P. 1231-1235.

34. Boehler M., Wlieeler B.C., Brewer G.J. Added astroglia promotes greater synapse density and higher activity in neuronal networks // Neuron Glia Biol. 2007. V. 3(2). P. 127-140.

35. Benard G., Massa F., Puente N., Louren^o J., Bellocchio L., Soria-Gómez E., Matias I., Delamarre A., Metna-Laurent M., Cannich A., Hebert-Chatelain E., Mulle C., Ortega-Gutiérrez S., Martín-Fontecha M., Klugmann M., Guggenhuber S., Lutz B., Gertsch J., Chaouloff F., López-Rodríguez M.L., Grandes P., Rossignol R., Marsicano G. Mitochondrial CB1 receptors regulate neuronal energy metabolism //Nature Neuriscience. 2012. Vol. 15, №4. P. 558-566.

36. Benito, C., Tolon, R.M., Pazos, M.R., Nunez, E., Castillo, A.I., Romero, J. Cannabinoid CB2 receptors in human brain in"ammation // Br. J. Pharmacol. 2008. Vol. 153. P. 277-285.

37. Bergcr C., Schmid P.C., Schabitz W.R., Wolf M., Schwab S., Schmid H.H. Massive accumulation of N-acylethanolamines after stroke. Cell signalling in acute cerebral ischemia?// J. Neurochem. 2004. Vol. 88. Is.5. P. 1159-1167.

38. Bisogno T., Melck D., Bobrov M.Yu., Gretskaya N.M., Bezuglov V.V., De Petrocellis L., Di Marzo V. N-acyl-dopamines : novel synthetic CB1 cannabinoid-receptor ligands and inhibitors of anandamide inactivation with cannabimimetic activity in vitro and in vivo // Biochem. J. 2000. Vol. 351. P. 817-824.

39. Bobrov M.Y., Lizhin A.A., Andrianova E.L., Gretskaya N.M., Frumkina L.E., Khaspekov L.G., Bezuglov V.V. Antioxidant and neuroprotective properties of N-arachidonoyldopamine // Neurosci. Lett. 2008. Vol. 431, №1. P. 6-11.

40. Bouaboula M, Poinot-Chazel C, Bourrié B, Canat X, Calandra B, Rinaldi-Carmona M, Le Fur G, Casellas P. Activation of mitogen-activated protein kinases by stimulation of the central cannabinoid receptor CB1 // Biochem. J. 1995. Vol. 312. P.637-641.

41. Bouaboula M, Poinot-Chazel C, Marchand J, Canat X, Bourrié B, Rinaldi-Carmona M, Calandra B, Le Fur G, Casellas P.Signaling pathway associated with stimulation of CB2 peripheral cannabinoid receptor. Involvement of both mitogen-

activated protein kinase and induction of Krox-24 expression. // Eur. J. Biochem. 1996. Vol. 237 (3) P. 704-711.

42. Bradshaw H.B., Walker J.M. The expanding field of cannabimimetic and related lipid mediators // Br J Pharmacol. 2005. Vol. 144. Is.4. P. 459-65.

43. Brusco A., Taglioferro P., Saez T and Onaivi E.S. Postsynaptic localization of CB2 cannabinoid receptors in the rat hippocampus // Synapse. 2008. Vol. 62. P. 944-949.

44. Cadas H., di Tomaso E., Piomelli D. Occurrence and biosynthesis of endogenous cannabinoid precursor, N-arachidonoyl phosphatidylethanolamine, in rat brain // J. Neurosci. 1997. Vol. 17. P. 1226-1242.

45. Castillo P., Younts T., Chavez A., Hashimotodani Y., Dominick P Endocannabinoid Signaling and Synaptic Function //Neuron. 2012. Vol. 76. P. 7081

46. Caterina M.J., Schumacher M.A., Tominaga M., Rosen T.A., Levine J.D., Julius D. The capsaicin receptor: a heat-activated ion channel in the pain pathway //Nature. 1997. Vol. 389. P. 816-824.

47. Cavanaugh D.J., Chesler A.T., Jackson A.C., Sigal Y.M., Yamanaka H., Grant R., O'Donnell D., Nicoll R.A., Shah N.M., Julius D., Basbaum A.I. Trpvl reporter mice reveal highly restricted brain distribution and functional expression in arteriolar smooth muscle cells //J. Neurosci. 2011. Vol. 31. P. 5067-5077.

48. Centonze D., Finazzi-Agró A., Bernardi G., Maccarrone, M. The endocannabinoid system in targeting inflammatory neurodegenerative diseases // Trends Pharmacol. Sci. 2007. Vol.28. P. 180-187.

49. Chao N, Sheng-Tian L. Synaptic and Extrasynaptic Glutamate Signaling in Ischemic Stroke // Curr Med Chem. 2014. Vol. 21. Is. 18. P. 2043-64.

50. Chiarlone A, Bellocchio L, Blázquez C, Resel E, Soria-Gómez E, Cannich A, Ferrero JJ, Sagredo O, Benito C, Romero J, Sánchez-Prieto J, Lutz B, Fernández-Ruiz J, Galve-Roperh I, Guzman M. A restricted population of CB1 cannabinoid receptors with neuroprotective activity // Proc Natl Acad Sci USA. 2014. Vol. 11 Lis. 22. P. 8257-62.

51. Compton DR, Rice KC, De Costa BR, Razdan RK, Melvin LS, Johnson MR, Martin BR. Cannabinoid structure-activity relationships: correlation of receptor binding and in vivo activities // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1993. Vol. 265. Is.l. P. 218-226.

52. Crawford, D.C., Moulder, K.L., Gereau, R.W.t, Story, G.M., Mennerick, S.Comparative effects of heterologous TRPV1 and TRPM8 expression in rat hippocampal neurons // PLoS One. 2009. Vol. 4 P. e8166.

53. Cui M., Honore P., Zhong C. et al. TRPV1 receptors in the CNS play a key role in broad-spectrum analgesia of TRPV1 antagonists // J. Neurosci. 2006. Vol. 26. P. 9385-9393.

54. Darlington C.L. Dexanabinol: a novel cannabinoid with neuroprotective properties // IDrugs. 2003. Vol. 6, №10. P. 976-979.

55. D'Hooge R., De Deyn P.P. Application for the Morris water maze in the study of learning and memory // Brain Res. Rev. 2001. №36. P. 60-90.

56. Dalm S., Grootendorst J., de Kloet E.R., Oitzl M.L. Quantification of swim patterns in the Morris water maze// Behav. Res Meth. 2000. №32. P. 134-139.

57. Davis M.P. Cannabinoids in pain management: CB1, CB2 and non-classic receptor ligands // Expert Opin Investig Drugs. 2014. Vol. 23. Is. 8. P. 1123-1140.

58. Degn M., Lambertsen K.L., Petersen G., Meldgaard M., Artmann A., Clausen B.H., Hansen S.H., Finsen B., Hansen H.S., Lund T.M. Changes in brain levels of N-acylethanolamines and 2-arachidonoylglycerol in focal cerebral ischemia in mice // J. Neurochem. 2007. Vol. 103. P. 1907-1916.

59. Derkinderen P., Ledent C., Parmentier M., Girault J.A. Cannabinoids activate p38 mitogen-activated protein kinases through CB1 receptors in hippocampus //J. Neurochem. 2001.Vol.77. Is.3. P.957-60.

60. Derkinderen P., Valjent E., Toutant M., Corvol J.C., Enslen H., Ledent C., Trzaskos J., Caboche J., Girault J.A. Regulation of extracellular signal-regulated kinase by cannabinoids in hippocampus //J. Neurosci. 2003. Vol. 23. Is.6. P. 23712382.

61. Deutsch D.G., Chin S.A. Enzymatic synthesis and degradation of anandamide, a cannabinoid receptor agonist // Biochem. Pharmacol. 1993. Vol. 46. P. 791-796.

62. Devane W.A., Hanus L., Breuer A. et al. Isolation and structure of a brain constituent that binds to the cannabinoid receptor // Science. 1992. Vol. 258. P. 1946-1949.

63. Dhopeshwarkar A, Mackie K. CB2 cannabinoid receptors as a therapeutic target - What does the future hold? // Mol Pharmacol. 2014 Aug 8. pii: mol. 114.094649.

64. Di Marzo V., Fontana A., Cadas H. et al. Formation and inactivation of endogenous cannabinoid anandamide in central neurons //Nature. 1994. Vol. 372. P. 686-691.

65. Dinh T.P., Carpenter D., Leslie F.M. et al. Brain monoglyceride lipase participating in endocannabinoid inactivation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. Vol. 99. P. 10819-10824.

66. Dirnagl U., Becker K., Meisel A. Preconditioning and tolerance against cerebral ischaemia: from experimental strategies to clinical use // Lancet Neurol. 2009. Vol. 8, №4. P. 398—412.

67. Dowie M.J., Bradshaw H.B., Howard M.L., Nicholson L.F., Faull R.L., Hannan A.J. Glass M. Altered CB1 receptor and endocannabinoid levels precede motor symptom onset in a transgenic mouse model of Huntington's disease // Neuroscience. 2009. Vol. 163. P. 456^65.

68. Eljaschewitsch E., Witting A., Mawrin C., Lee T., Schmidt P.M., Wolf S., Hoertnagl H., Raine C.S., Schneider-Stock R., Nitsch R., Ullrich O. The endocannabinoid anandamide protects neurons during CNS in"ammation by induction of MKP-1 in microglial cells //Neuron. 2006. Vol. 49. P. 67-79.

69. Fegley D., Kathuria S., Mercier R., Li C., Goutopoulos A., Makriyannis A., Piomelli D.. Anandamide transport is independent of fatty-acid amide hydrolase activity and is blocked by the hydrolysis-resistant inhibitor AMI 172 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. Vol. 101. P. 8756-8761.

70. Felder C.C., Joyce K.E., Briley E.M., Mansouri J., Mackie K., Blond O., Lai Y., Ma A.L., Mitchell R.L. Comparison of the pharmacology and signal transduction of the human cannabinoid CB1 and CB2 receptors // Mol. Pharmacol. 1995. Vol. 48. Is.3. P.443-450.

71. Fowler C.J., Rojo M.L., Rodriguez-Gaztelumendi A. Modulation of the endocannabinoid system: neuroprotection or neurotoxicity? // Exp Neurol. 2010. Vol. 224, №1. P.37-47.

72. Franklin A., Parmentier-Batteur S., Walter L., Greenberg D.A., Stella N. Palmitoylethanolamide increases after focal cerebral ischemia and potentiates microglial cell motility // J. Neurosci. 2003. Vol. 27. P. 7767-7775.

73. Gaoni Y., Mechoulam R. Isolation, structure and partial synthesis of an active constituent of hashish // J. Am. Chem. Soc. 1964. 1964. Vol. 86. P. 16461647.

74. Garq P., Duncan R.S., Kaja S., Koulen P. Intracellular Mechanisms of N-Acylethanolamine-Mediated Neuroprotection in a Rat Model of Stroke // Neuroscience. 2010. Vol. 166(1). P. 252-262.

75. Glaser S.T., Abumrad N.A., Fatade F., Kaczocha M., Studholme K.M., Deutsch D.G. Evidence against the presence of an anandamide transporter // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. Vol.100. Is.7. P. 4269-4274.

76. Gilbert G.L., Kim H.J., Waataja J.J., Thayer S.A. Delta9-tetrahydrocannabinol protects hippocampal neurons from excitotoxicity // Brain Res. 2007 Vol. 1128,№1. P. 61-69.

77. Glass M., Dragunow M. Induction of the Krox 24 transcription factor in striosomes by a cannabinoid agonist //Neuroreport. 1995. Vol. 6, № 2. P. 241-244.

78. Glass M., Felder C. Concurrent stimulation of cannabinoid CB1 and dopamine D2 receptors augments cAMP accumulation in striatal neurons: evidence for a Gs linkage to the CB1 receptor // J. Neurosci. 1997. Vol. 17, №14. P.5327-5333.

79. Glass M., Dragunow M., Faull R.L. The pattern of neurodegeneration in Huntington's disease: a comparative study of cannabinoid, dopamine, adenosine

and GABAA receptor alterations in the human basal ganglia in Huntington's disease // Neuroscience. 2000. Vol. 97. P. 505-519.

80. Gómez-Ruiz M, Hernández M, de Miguel R, Ramos JA. An overview on the biochemistry of the cannabinoid system // Mol Neurobiol. 2007. Vol. 36. Is. 1. P.3-14.

81. Gong J.P., Onaivi E.S., Ishiguro H., Liu Q.R., Tagliaferro P.A., Brusco A., Uhl G.R. Cannabinoid CB2 receptors: immunohistochemical localization in rat brain //Brain Res. 2006. Vol. 1071. P. 10-23.

82. Gorter, J. A., Petrozzino, J. J., Aronica, E. M., Rosenbaum, D. M., Opitz, T., Bennett, M. V., Connor, J. A. and Zukin, R. S. Global ischemia induces downregulation of Glur2 mRNA and increases AMPA receptor-mediated Ca2+ influx in hippocampal CAI neurons of gerb i 1 // J. Neurosci. 1997. Vol. 17. P. 6179-6188.

83. Grabiec U., Koch M., Kallendrusch S. Et al. The endocannabinoid N-arachidonoyldopamine (NADA) exerts neuroprotective effects after excitotoxic neuronal damage via cannabinoid receptor 1 (CB1) // Neuropharm. 2012. Vol. 62. P. 1797-1807.

84. Gross G.W., Kovalski J.M. Origins of activity patterns in self-orgaizing neuronal networks in vitro // J. Intell. Mater. Syst. Struct. 1999. Vol. 10. P. 558564.

85. Ham M.I., Bettencourt L.M., McDaniel F.D., Gross G.W. Spontaneous coordinated activity in cultured networks: analysis of multiple ignition sites, primary circuits, and burst phase delay distributions // Journal of Computational Neuroscience. 2008. Vol. 24, №3. P. 346-357.

86. Harvey B.S., Ohlsson K.S., Máág J.L., Musgrave I.F., Smid S.D. Contrasting protective effects of cannabinoids against oxidative stress and amyloid-ß evoked neurotoxicity in vitro //Neurotoxicology. 2012. Vol. 33. Is.l. P. 138-146.

87. Hashimotodani Y., Ohno-Shosaku T., Kano M. Endocannabinoids and Synaptic Function in the CNS //Neuroscientist 2007. Vol.13 № 2. P. 127-137.

88. Hayakawa К, Mishima К, et al. Cannabidiol prevents infarction via the non-CBl cannabinoid receptor mechanism //Neuroreport. 2004. Vol. 15. P. 23812385.

89. Herkenham M., Lynn A.B., Johnson M.R. et al. Characterization and localization of cannabinoid receptors in rat brain: a quantitative in vitro autoradiographic study//J. Neurosci. 1991. Vol. 11. P.563—568.

90. Hodges H., Sowinski P., Fleming P., Kershaw T.R., Sinden J.D., Meldrum B.S., Gray J.A. Contrasting effects of fetal CA1 and CA3 hippocampal grafts on deficits in spatial learning and working memory induced by global cerebral ischaemia in rats //Neuroscience. 1996. Vol.72. P. 959-988.

91. Howlett A. C. Cannabinoid receptor signaling // Handb. Exp. Pharm. 2005. 168 p. P. 53-79.

92. Howlett, A.C., Barth, F., Bonner, T.I., Cabral, G., Casellas, P., Devane, W.A., Felder, C.C., Herkenham, M., Mackie, K., Martin, B.R., Mechoulam, R., Pertwee, R.G. // International Union of Pharmacology. XXVII. Classifcation of cannabinoid receptors. Pharmacol. Rev. 2002. Vol. 54. P. 161-202.

93. Howlett A.C., Breivogel C.S., Childers S.R. et al. Cannabinoid physiology and pharmacology: 30 years of progress // Neuropharmacology. 2004. Vol. 47. Suppl. 1. P.345-358.

94. Howlett A.C., Fleming R.M. Cannabinoid inhibition of adenylate-cyclase: pharmacology of the response in neuroblastoma cell membranes // Mol. Pharmacol. 1984. Vol. 26. P.532-538.

95. Hu S.S., Bradshaw H.B., Benton V.M., Chen J.S., Huang S.M., Minassi A., Bisogno Т., Masuda K., Tan В., Roskoski R. Jr., Cravatt B.F., Di Marzo V., Walker J.M. The biosynthesis of A^-arachidonoyl dopamine (NADA), a putative endocannabinoid and endovanilloid, via conjugation of arachidonic acid with dopamine // Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 2009. Vol.81. Is.4. P.291-301.

96. Huang S.M., Bisogno Т., Trevisani M., Al-Hayani A., De Petrocellis L., Fezza F., Tognetto M., Petros T.J., Krey J.F., Chu C.J., Miller J.D., Davies S.N.,

Geppetti P., Walker J.M., Di Marzo V. An endogenous capsaicin-like substance with high potency at recombinant and native vanilloid receptors // Proc Natl Acad Sci USA. 2002. Vol. 99. P. 8400-8405.

97. Huang S.M., Walker J.M. Enhancement of spontaneous and heat-evoked activity in spinal nociceptive neurons by the endovanilloid/endocannabinoid N-arachidonoyldopamine (NADA) //J. Neurophysiol. 2006. Vol. 95: P.1207-1212.

98. Iwabuchi S., Watanabe T., Kawahara K. Spatio-temporal spread of neuronal death after focal photolysis of caged glutamate in neuron/astrocyte co-cultures // Neurochem. Int. 2013. Vol. 62, Is.7. P.1020-1027.

99. Kadhim H.J., Duchateau J., Sebire G. Cytokines and brain injury: invited review // J. Intensive Care Med.2009. Vol. 23. P 236-249.

100. Kahlert S., Zundorf G. and Reiser G. Glutamate-mediated influx of extracellular Ca2+ is coupled with reactive oxygen species generation in cultured hippocampal neurons but not in astrocytes // J. Neurosci. Res. 2005; Vol.79. P. 262-271.

101. Kano M, Ohno-Shosaku T, Hashimotodani Y, Uchigashima M, Watanabe M. Endocannabinoid-mediated control of synaptic transmission // Physiol Rev. 2009. Vol. 89, №1. P. 309-80.

102. Kano M. Control of synaptic function by endocannabinoid-mediated retrograde signaling // Proc. Jpn. Acad. Ser. B. Phys. Biol. Sci. 2014. Vol. 90, Is.7. P.235-50.

103. Karasava Y., Araki H., Otomo S. Changes in locomotor activity and passive avoidance task performance induced by cerebral ischemia in Mongolian gerbils // Stroke. 1994. Vol. 25, № 3. P. 645-650.

104. Katona I., Sperlagh B., Sik A., Kafalvi A., Vizi E.S., Mackie K., Freund T.F. Presynaptically located CB1 cannabinoid receptors regulate GABA release from axon terminals of specific hippocampal interneurons // J. Neurosci. 1999. Vol. 19. P. 4544.4558.

105. Kaur H., Prakash A., Medhi B. Drug therapy in stroke: from preclinical to clinical studies // Pharmacology. 2013. Vol. 92, № 5-6. P. 324-334.

106. Kim D. Y., Kim S. H., Choi H. B., Min C., Gwag B. J. High abundance of GluRl mRNA and reduced Q/R editing of GluR2 mRNA in individual NADPH-diaphorase neurons //Mol. Cell Neurosci. 2001. Vol. 17. P. 1025-1033.

107. Kim S.H., Won S.J. Mao X.O., Jin K., Greenberg D.A. Involvement of protein kinase A in cannabinoid receptor-mediated protection from oxidative neuronal injury // J. Pharmacol. Exp. Ther. 2005. Vol. 313. P 88-94.

108. Khaspekov L.G., Brenz Verca M.S., Frumkina L.E., Hermann H., Marsicano

G., Lutz B. Involvement of brain-derived neurotrophic factor in cannabinoid receptor-dependent protection against excitotoxicity // Eur.Neuroci. 2004. Vol. 19, №7. P. 1691-1698.

109. Koch M., Kreutz S., Bottger C., Benz A., Maronde E., Ghadban C., Korf

H.W., Dehghani F. Palmitoylethanolamide protects dentate gyrus granule cells via peroxisome proliferator-activated reccptor-alpha // Neurotox. Res. 2010. Vol. 19. P. 330-340.

110. Kofalvi A., Pereira M.F., Rebola N., Rodrigues R.J., OliveiraC.R. and Cunha R.A. Anandamide and NADA bi-directionally modulate presynaptic Ca2 levels and transmitter release in the hippocampus // British Journal of Pharmacology. 2007. Vol. 151. P.551-563.

111. Koh J. Y., Goldberg M. P., Hartley D. M. and Choi D. W. Non-NMDA receptor-mediated neurotoxicity in cortical culture // J. Neurosci 1990.Vol. 10. P. 693-705.

112. Kreitzer A.C., Regehr W.G. Cerebellar depolarization-induced suppression of inhibition is mediated by endogenous cannabinoids // J Neurosci. 2001. Vol. 2. Is.20. P.174-176.

113. Kostandy B.B. The role of glutamate in neuronal ischemic injury: the role of spark in fire //Neurol Sci. 2012. Vol.33, №2. P.223-237.

114. Lai T.W., Zhang S., Wang Y.T. Excitotoxicity and stroke: Identifying novel targets for neuroprotection // Prog. Neurobiol. 2013. Vol. 13. P. 130-135.

115. Lara-Celador I, Goni-de-Cerio F, Alvarez A, Hilario E. Using the endocannabinoid system as a neuroprotective strategy in perinatal hypoxic-ischemic brain injury // Neural. Regen. Res. 2013. Vol. 8, Is. 8. P.731-744.

116. Leker RR, Gai N, et al. Drug-induced hypothermia reduces ischemic damage: effects of the cannabinoid HU-210 // Stroke. 2003. Vol. 34. №8. P. 20002006.

117. Lenz R.A., Wagner J.J., Alger B.E. N- and L-type calcium channel involvement in depolarization-induced suppression of inhibition in rat hippocampal CA1 cells//J. Physiol. 1998. Vol. 512. P. 61-73.

118. Li Y., Zhou W., Li X., Zeng S., Liu M., Luo Q. Characterization of synchronized bursts in cultured hippocampal neuronal networks with learning training on microelectrode arrays // Biosens Bioelectron. 2007. Vol. 22, №12. P. 2976-2982.

119. Liu J., Wang L., Harvey-White J. et al. A biosynthetic pathway for anandamide // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103. P. 13345-13350.

120. Lozovaya N, Yatsenko N, Beketov A, Tsintsadze T, Burnashev N. Glycine receptors in CNS neurons as a target for nonretrograde action of cannabinoids // J. Neurosci. 2005. Vol. 25. Is.33. P.7499-7506.

121. Maccarrone M, Bari M, Lorenzon T, Bisogno T, Di Marzo V, Finazzi-Agro A. Anandamide uptake by human endothelial cells and its regulation by nitric oxide //J. Biol. Chem. 2000. Vol.275. Is. 18. P.13484-13492.

122. Mackie K. Distribution of cannabinoid receptors in the central and peripheral nervous system // Handbook of experimental pharmacology. 2005. Vol. 168. P. 299-325.

123. Mackie K., Lai Y., Westenbroek R., Mitchell R. Cannabinoids activate an inwardly rectifying potassium conductance and inhibit Q-type calcium currents in AtT20 cells transfected with rat brain cannabinoid receptor // J. Neurosci. 1995. Vol.15. Is. 10. P.6552-6561.

124. Madhavan R., Chao Z.C., Potter S.M. Spontaneous bursts are better indicators of tetanus-induced plasticity than responses to probe stimuli //

Proceeding of Second International IEEE EMBS Conference on Neural Engineering. 2006. P. 5-8.

125. Madhavan R, Chao ZC, Potter SM. Plasticity of recurring spatiotemporal activity patterns in cortical networks // Phys Biol. 2007. Vol.4, Is.3. p. 181-93.

126. Maresz K., Carrier E.J., Ponomarev E.D., Hillard C.J., Dittel B.N. Modulation of the cannabinoid CB2 receptor in microglial cells in response to inflammatory stimuli //J. Neurochem. 2005. Vol.95. Is.2. P.437-445.

127. Maresz K., Pryce G, et al. Direct suppression of CNS autoimmune inflammation via the cannabinoid receptor CB(1) on neurons and CB(2) on autoreactive T cells //Nat. Med. 2007. Vol .13. №4.492^197.

128. Marinelli S., Di Marzo V., Florenzano F., et al. N-Arachidonoyl-Dopamine Tunes Synaptic Transmission onto Dopaminergic Neurons by Activating both Cannabinoid and Vanilloid Receptors // Neuropsychopharmacology. 2007. Vol. 32, P. 298-308.

129. Marsicano G., Moosmann B., Hermann H. et al. Neuroprotective properties of cannabinoids against oxidative stress: role of the cannabinoid receptor CB1 // J. Neurochem. 2002. Vol. 80, №3. P. 448-456.

130. Massi P., Valenti M., Bolognini D., Parolaro D. Expression and Function of the Endocannabinoid System in Glial Cells // Current Pharmaceutical Design. 2008. Vol. 14. № 23. P 2289-2298.

131. McCollum L., Howlett A.C., Mukhopadhyay S. Anandamide-mediated CB1/CB2 cannabinoid receptor—independent nitric oxide production in rabbit aortic endothelial cells // J. Pharmacol. Exp. Ther. 2007. Vol. 321. Is.3. P. 930-937.

132. McFarland M.J., Rakhshan F.R., Wilson J.L., Barker E.L. Endocytic and cellular trafficking processes involved with uptake and metabolism of anandamide // Exp. Biol. (Abstract). 2004. Vol. 397. P. 8.

133. Mechoulam R., Ben-Shabat S., Hanus L. et al. Identification of an endogenous 2-monoglyceride, present in canine gut, that binds to cannabinoid receptors // Biochem. Pharmacol. 1995. Vol. 50. P. 83-90.

134. Mechoulam R., Panikashvili D and Shohami E. Cannabinoids and brain injury: therapeutic implications // TRENDS in Molecular Medicine. - 2002.Vol.8, №2. P. 58-61.

135. Mechoulam R., Shohami, E., 2007. Endocannabinoids and traumatic brain injury // Mol. Neurobiol. Vol. 36. P. 68-74.

136. Mehta A., Prabhakar M., Kumar P., Deshmukh R., Sharma P.L. Excitotoxicity: bridge to v arious triggers in neurodegenerative disorders // Eur. J. Pharmacol. 2013. Vol. 698, №1-3. P. 6-18.

137. Moesgaard B., Hansen H.H., Hansen S.L., Hansen S.H., Petersen G., Hansen H.S. Brain levels of N-acylethanolamine phospholipids in mice during pentylenetetrazol-induced seizure//Lipids. 2003. Vol. 38. Is.4. P. 387-390.

138. Morena M, Campolongo P. The endocannabinoid system: an emotional buffer in the modulation of memory function // Neurobiol Learn Mem. 2014. Vol. 112. P. 30-43.

139. Morgan N.H., Stanford I.M., Woodhall G.L. Functional CB2 type cannabinoid receptors at CNS synapses // Neuropharmacology. 2009. Vol. 57. P. 356-368.

140. Morris R.G.M. Development of a water-maze procedure for studing spatial learning in the rat // Neurosci. Meth. 1984. №11. P. 47-60.

141. Morris R.G.M., Garrud P., O'Keefe J. Place navigation impaired in rats with hippocampal lesions //Nature. 1982. №297. P. 681-683.

142. Munro S, Thomas KL, Abu-Shaar M. Molecular characterization of a peripheral receptor for cannabinoids // Nature. 1993. Vol. 365. P.61-65.

143. Murikinati S., Jutler E., Keinert T., Ridder D., Muhammad S., Waibler Z., Ledent C., Zimmer A., Kalinke U., Schwaninger M, Activation of cannabinoid 2 receptors protects against cerebral ischemia by inhibiting neutrophil recruitment // The FASEB Journal. 2010. Vol. 24. P. 788-798

144. Muthian S, Rademacher DJ, et al. Anandamide content is increased and CB1 cannabinoid receptor blockade is protective during transient, focal cerebral ischemia //Neuroscience. 2004. Vol .129, №3. P.743-750.

145. Nagakura A., Takagi N., Takeo S. Impairment of cerebral cAMP-mediated signal transduction system and of spatial memory function after microsphere embolism in rats //Neurosci. 2002. Vol. 113, № 3. P. 519-528.

146. Nagayama T., Sinor A.D., et al. Cannabinoids and neuroprotection in global and focal cerebral ischemia and in neuronal cultures // J. Neurosci. 1999. Vol 19, №8. P. 2987-2995.

147. Netto C.A. et al Effects of fetal hippocampal field grafts on ischemic-induced deficits in spatial navigation in the water maze // Neurosci. 1993. Vol. 54, № 1. P. 69-92.

148. Nimmerjahn A, Kirchhoff F, Kerr JN, Heimchen F. Sulforphodamine 101 as a specific marker of astroglia in the neocortex in vivo // Nat. methods. 2004. Vol.1. P. 31-37

149. Nunez L., Sanchez A., Fonteris R.I., Garcia-Sancho J. Mechanisms for synchronous calcium oscillations in cultured rat cerebellar neurons // Eur.J. Neurosci. 1996. V0I.8.P. 192-201.

150. Núñez L, Senovilla L, Sanz-Blasco S, Chamero P, Alonso MT, Villalobos C, García-Sancho J. Bioluminescence imaging of mitochondrial Ca2+ dynamics in soma and neurites of individual adult mouse sympathetic neurons // J. Physiol. 2007. Vol. 580. P. 385-395.

151. Ohno-Shosaku T., Tsubokawa H., Mizushima I., Yoneda N., Zimmer A., Kano M. Presynaptic cannabinoid sensitivity is a major determinant of depolarization-induced retrograde suppression at hippocampal synapses // J Neurosci. 2002. Vol. 22. Is. 10. P. 3864-3872.

152. Okamoto Y., Morishita J., Tsuboi K. et al. Molecular characterization of a phospholipase D generating anandamide and its congeners // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279. P. 5298-5305.

153. O'Sullivan S.E., Kendall D.A., Randall M.D. Characterisation of the vasorelaxant properties of the novel endocannabinoid N-arachidonoyl-dopamine (NADA) // Br. J. Pharmacol. 2004. Vol. 141. P. 803-812.

154. Palazuelos J., Aguado T., Egia A. et al. Non-psychoactive CB2 cannabinoid agonists stimulate neural progenitor proliferation // FASEB J. 2006. Vol. 20. P. 2405-2407.

155. Panikashvili D, Simeonidou C, Ben-Shabat S, et al. An endogenous cannabinoid (2-AG) is neuroprotective after brain injury // Nature. 2001. Vol. 413. p. 527-531.

156. Panikashvili D., Mecholam R. et al. CB1 cannabinoid receptors are involved in neuroprotection via NF-kB inhibition // J. Cereb. Blood Flow Metab. 2005. Vol. 25. P. 477—484.

157. Panikashvili D., Shein N.A., Mechoulam R., Trembovler V., Kohen R., Alexandrovich A., Shohami E. The endocannabinoid 2-AG protects the blood-brain barrier after closed head injury and inhibits mRNA expression of proinflammatory cytokines //Neurobiol. Dis.2006. Vol. 22. P 257-264.

158. Paredes M., Etzler J.C., Watts L.T., Zheng W., Lechleiter J.D. Chemical calcium indicators // Methods. 2008. Vol.46. P. 143-151.

159. Parmentier-Batteur S, Jin K, et al. Increased severity of stroke in CB1 cannabinoid receptor knock-out mice // J. Neurosci. 2002. Vol. 22, №22. P. 9771— 9775.

160. Pazos MR, Mohammed N, Lafuente H, Santos M, Martinez-Pinilla E, Moreno E, Valdizan E, Romero J, Pazos A, Franco R, Hillard CJ, Alvarez FJ, Martinez-Orgado J. Mechanisms of cannabidiol neuroprotection in hypoxic-ischemic newborn pigs: role of 5HT(1A) and CB2 receptors // Neuropharmacology. 2013. Vol. 71. P. 282-291.

161. Patel N.A., Moldow R.L., Patel J.A., Wu G., Chang S.L. Arachidonylethanolamide (AEA) activation of FOS proto-oncogene protein immunoreactivity in the rat brain // Brain Res. 1998. Vol.797. Is.2. P. 225-233.

162. Pertwee R.G. Cannabinoid pharmacology: the first 66 years // British Journal of Pharmacology. 2006. Vol. 147. P. S163-S171.

163. Pertwee, R.G., Howlett, A.C., Abood, M.E et al. // International Union of Basic and Clinical Pharmacology. LXXIX. Cannabinoid receptors and their ligands: beyond CB and CB. Pharmacol. Rev. 2010. Vol. 62. P. 588-631.

164. Pimashkin A., Kastalskiy I., Simonov A., Koryagina E., Mukhina I., Kazantsev V. Spiking signatures of spontaneous activity bursts in hippocampal cultures // Frontiers in Computational Neuroscience. 2011. 5(46) doi: 10.3389/fncom.2011.00046.

165. Pine J. Recording action potentials from cultured neurons with extracellular microcircuit electrodes //J. Neurosci. Methods. 1980. Vol. 2, №1. P. 19-31.

166. Price T.J., Patwardhan A., Akopian A.N., Hargreaves K.M., Flores C.M. Modulation of trigeminal sensory neuron activity by the dual cannabinoid-vanilloid agonists anandamide, N-arachidonoyl-dopamine and arachidonyl-2-chloroethylamide // Br. J. Pharmacol. 2006. Vol 141, №7. P. 1118-1130.

167. Ralevic V, Kendall D.A., Randall M.D., Smart D. Cannabinoid modulation of sensory neurotransmission via cannabinoid and vanilloid receptors: roles in regulation of cardiovascular function // Life Sci. 2002. Vol 71, №22. P. 25772594.

168. Riedel G, Davies S.N. Cannabinoid function in learning, memory and plasticity // / In: Cannabinoids. Handbook of Experimental Pharmacology. 2005. Vol. 168. P 445-477

169. Rodriguez J.J., Mackie K., Pickel V.M. Ultrastructural localization of the CB1 cannabinoid receptor in mu-opioid receptor patches of the rat Caudate putamen nucleus //Neurosci. 2001. V. 21.P. 823-833.

170. Ryberg E., Larsson N., Sjogren S., Hjorth S., Hermansson N.O., Leonova J., Elebring T., Nilsson K., Drmota T., Greasley P.J. The orphan receptor GPR55 is a novel cannabinoid receptor // British Journal of Pharmacology. 2007. Vol. 152, №7. P. 1092-1101.

171. Sagar D.R., Smith P.A., Millns P.J., Smart D., Kendall D.A., Chapman V. TRPV1 and CB(1) receptor-mediated effects of the endovanilloid/endocannabinoid

N-arachidonoyl-dopamine on primary afferent ibre and spinal cord neuronal responses in the rat // Eur. J. Neurosci. 2004. Vol.20. P. 175-184.

172. Sagie S, Eliasi Y, Livneh I, Bart Y, Monovich E. Short-and long-term effects of cannabinoids on memory, cognition and mental illness // Harefuah. 2013. vol. 152. Is. 12. P. 737-741.

173. Sánchez-Blázquez P., Rodríguez-Muñoz M., Garzón J. The cannabinoid receptor 1 associates with NMDA receptors to produce glutamatergic hypofunction: implications in psychosis and schizophrenia // Front Pharmacol. 2014. Vol.4. Is. 169. doi: 10.3389/fphar.2013.00169.

174. Sapirstein A. and Bonventre J. V. Phospholipases A2 in ischemic and toxic brain injury //Neurochem. Res. 2000. Vol. 25. P. 745-753.

175. Sasamura T, Kuraishi Y. Peripheral and central actions of capsaicin and VR1 receptor//Jpn. J. Pharmacol. 1999. Vol. 80. Is.4. P.275-80.

176. Schabitz W.R., Giuffrida A., Berger C., Aschoff A., Schwaninger M., Schwab S., Piomelli D. Release of fatty acid amides in a patient with hemispheric stroke: a microdialysis study // Stroke. 2002. Vol. 33. P. 2112-2114.

177. Schmid P.C., Reddy P.V., Natarajan V., Schmid H.H. Metabolism of N-acylethanolamine phospholipids by a mammalian phosphodiesterase of the phospholipase D type // J. Biol. Chem. 1983. Vol. 258. P. 9302-9306.

178. Schomacher M., Müller H. D., Sommer C. et al. Endocannabinoids mediate neuroprotection after transient focal cerebral ischemia // Brain Research. 2008. Vol. 1240. P. 213-220.

179. Shen, M., Thayer, S.A. Cannabinoid receptor agonists protect cultured rat hippocampal neurons from excitotoxicity // Mol. Pharmacol. 1998. Vol. 54. P. 459—462.

180. Shouman B, Fontaine RH, et al. Endocannabinoids potently protect the newborn brain against AMPAkainate receptor-mediated excitotoxic damage // Br. J. Pharmacol. 2006. Vol. 148, №4. P.442^151.

181. Silva A.J., Ciese K.p., Fedorov N.B., Frankland P.W., Kogan J.H. Molecular, cellular, and neuroanatomical substrates of place learning // Neurobiol. Learn. 1998. №70. P. 44-61.

182. Sinor A.D., Irvin, S.M., Greenberg, D.A. Endocannabinoids protect cerebral cortical neurons from in vitro ischemia in rats // Neurosci. Lett. 2000. Vol. 278. P. 157-160.

183. Stelmashook E.V., Lozier E.R., Goryacheva E.S., Mergenthaler P., Novikova S.V., Zorov D.B. and Isaev N.K. Glutamine-mediated protection from neuronal cell death depends on mitochondrial activity // Neurosci. Lett. 2010. Vol. 482(2). P. 151-155.

184. Sugiura T. Biosynthesis of Anandamide and 2-Arachidonoylglycerol /Cannabinoides and the brain. 2008. P. 15-30.

185. Sugiura T, Kondo S, Sukagawa A, Nakane S, Shinoda A, Itoh K, Yamashita A, Waku K. 2-Arachidonoylglycerol: a possible endogenous cannabinoid receptor ligand in brain // Biochem Biophys Res Commun. 1995. Vol. 215(1). P. 89-97.

186. Sugiura T., Kobayashi Y., Oka S., Waku K. Biosynthesis and degradation of anandamide and 2-arachidonoylglycerol and their possible physiological significance // Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 2002. Vol.66. P. 173— 192.

187. Sun Y.X., Tsuboi K., Zhao L.Y. et al. Involvement of N-acylethanolamine-hydrolyzing acid amidase in the degradation of anandamide and other Nacylethanolamines in macrophages // Biochim. Biophys. Acta. 2005. Vol. 1736. P. 211-220.

188. Szabo B. Pharmacology of cannabinoid receptors // Biotrend reviews. 2008,-№2. P. 1-13.

189. Szabo B., Dorner L., Pfreundtner C., Norenberg W., Starke K. Inhibition of GABAergic inhibitory postsynaptic currents by cannabinoids in rat corpus striatum //Neuroscience. 1998. Vol. 85, № 2. P. 395-403.

190. Szabo B., Schlicker E. Effects of Cannabinoids on Neurotransmission // In: Cannabinoids. Handbook of Experimental Pharmacology. 2005. Vol. 168. P. 327365.

191. Szabo B., Wallmichrath I., Mathonia P., Pfreundtner C. Cannabinoids inhibit excitatory neurotransmission in the substantia nigra pars reticulate // Neuroscience. 2000. Vol. 97, №1. P. 89-97.

192. Szallasi A., Cortright D.N., Blum C.A., Eid S.R. The vanilloid receptor TRPV1:10 years from channel cloning to antagonist proof-of-concept // Nat. Rev. Drug Discov. 2007. Vol.6. P. 357-372.

193. Takahashi N., Sasaki T., Usami A., Matsuki N., Ikegaya Y. Watching neuronal circuit dynamics through functional multineuron calcium imaging (fMCI). //Neuroscience research. 2007. Vol. 58, № 3. P. 219-225.

194. Tan H, Ahmad T, Loureiro M, Zunder J, Laviolette SR. The role of cannabinoid transmission in emotional memory formation: implications for addiction and schizophrenia // Front Psychiatry. 2014. Vol. 5. Is. 73. doi: 10.3389/fpsyt.2014.00073

195. Tanaka K. et al. Chronic cerebral hypoperfusion disrupts discriminative behavior in acquired-learning rats // J. Neurosci. Methods. 1998. Vol. 84, № 1-2. P. 63-68.

196. Ternianov A., Pérez-Ortiz J.M., Solesio M.E., García-Gutiérrez M.S., Ortega-Alvaro A., Navarrete F., Leiva C., Galindo M.F., Manzanares J. Overexpression of CB2 cannabinoid receptors results in neuroprotection against behavioral and neurochemical alterations induced by intracaudate administration of 6-hydroxydopamine // Neurobiol Aging. 2012. Vol. 33, № 2. P.421-425.

197. Thurman, D.J., Alverson, C., Dunn, K.A., Guerrero, J., Sniezek, J.E., // Traumatic brain injury in the United States: a public health perspective. J. Head Trauma Rehabil. 1999. Vol.14. P. 602-615.

198. Twitchell W., Brown S., Mackie K. Cannabinoids inhibit N- and P/Q-type calcium channels in cultured rat hippocampal neurons // J. Neurophysiol. 1997. Vol. 78. Is.l. P.43-50.

199. Van Der Stelt M., Di Marzo V. Endovanilloids. Putative endogenous ligands of transient receptor potential vanilloid 1 channels // Eur J Biochem. 2004. Vol. 27. P. 1827-1834.

200. Van der Stelt M., van Kuik J.A., Bari M. et al. Oxygenated metabolites of anandamide and 2-arachidonoylgIycerol: conformational analysis and interaction with cannabinoid receptors, membrane transporter, and fatty acid amide hydrolase //J. Med. Chem. 2002. Vol. 45. P. 3709-3720.

201. Van der Stelt M., Veldhuis W.B. et al. Neuroprotection by Delta9-tetrahydrocannabinol, the main active compound in marijuana, against ouabain-induced in vivo excitotoxicity//J. Neurosci. 2001. Vol 21, №17. P. 6475-6479.

202. Virley D. et al. Primary CA1 and conditionally immortal MHP36 cell grafts restore conditional discrimination learning and recall in marmosets after excitotoxic lesions of the hippocampal CA1 field // Brain. 1999. Vol. 122, №. 12. P. 2321-2335.

203. Wagenaar D.A., Pine J., Potter S. M. An extremely rich repertoire of bursting patterns during the development of cortical cultures // BMC Neurosci. 2006. Feb 7. Art. no. 11.

204. Walker J.M., Krey J.F., Chen J.S., Vefring E., Jahnsen J.A., Bradshaw H., Huang S.M. Targeted lipidomics: fatty acid amides and pain modulation // Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2005. Vol. 77. Is. 1-4. P.35-45.

205. Wang K. K. Calpain and caspase: can you tell the difference? // Trends. Neurosci. 2000. Vol. 23. P. 20-26.

206. Westlake T.M., Howlett A.C., Bonner T.I., Matsuda L.A., Herkenham M. Cannabinoid receptor binding and messenger RNA expression in human brain: an in vitro receptor autoradiography and in situ hybridization histochemistry study of normal aged and Alzheimer's brains //Neuroscience. 1994. Vol. 63. P. 637-652.

207. Won S.J., Kim D.Y., Gwag BJ. Cellular and molecular pathways of ischemic neuronal death // J Biochem Mol Biol. 2002. Vol. 35. Is. 1. P. 67-86.

208. Won H., Lee H.R., Gee H.Y., Mah W., Kim J.I., Lee J., Ha S., Chung C., Jung E.S., Cho Y.S., Park S.G., Lee J.S., Lee K., Kim D., Bae Y.C., Kaang B.K.,

Lee M.G., Kim E. Autistic-like social behaviour in Shank2-mutant mice improved by restoring NMDA receptor function //Nature. 2012. Vol. 486. Is. 7402. P. 261265.

209. Xiang G., Pan L., Huang L., Yu Z., Cheng J., Xing W., ZhouY. Microelectrode array-based system for neuropharmacological applications with cortical neurons cultured in vitro // Biosens Bioelectron. 2007. V. 22(11). P. 24782484.

210. Xiong Y., Mahmood A., Chopp M. Emerging treatments for traumatic brain injury // Expert Opin Emerg Drugs. 2009. Vol.14, №1k> P.67-84.

211. Yamamoto M., Takahashi K., Ohyama M., Yamaguchi T., Saitoh S., Yatsugi S., Kogure K. Behavioral and histological changes after repeated brief cerebral ischemia by carotid artery occlusion in gerbils // Brain Res. 1993. Vol. 608, № l.p. 16-20.

212. Younts TJ, Castillo PE. Endogenous cannabinoid signaling at inhibitory interneurons // Curr Opin Neurobiol. 2014. Vol. 26. P. 42-50.

213. Zakharov Y.N., Mitroshina E.V., Shirokova O.M., Mukhina I.V. Calcium transient imaging as tool for neuronal and glial network interaction study // Springer Proceedings in Mathematics and Statistics (Models, Algorithms, and Technologies for Network Analysis). 2013. P. 225-232.

214. Zhang M, Martin BR, Adler MW, Razdan RK, Jallo JI, Tuma RF. Cannabinoid CB(2) receptor activation decreases cerebral infarction in a mouse focal ischemia/reperfusion model //J. Cereb. Blood. Flow. Metab. 2007. Vol.27. P.1387-1396.

215. Zhang M., Martin B.R. et al. Modulation of The Balance Between Cannabinoid CB1 and CB2 Receptor Activation During Cerebral Ischemic/Reperfusion Injury //Neuroscience. 2008. Vol. 152, №3. 753-760.

216. Zhang M., Martin B.R. et al., Modulation of cannabinoid receptor activation as a neuroprotective strategy for EAE and stroke // J. Neuroimmune Pharmacol. 2009. Vol. 4, 32. P. 249-259.

217. Zimmer A. et al. Increased mortality, hypoactivity and hypoalgesia in cannabinoid CB1 receptor knockout mice // Proc. Natl. Acad. Sei. 1996. Vol. 7. P. 5780-5785.

i