Анализ соответствия молекулярных и морфологических данных при анализе филогении на примере семейств бобовые (Leguminosae) и зонтичные (Umbelliferae) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Дегтярева, Галина Викторовна

• Дегтярева, Галина Викторовна
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Дегтярева, Галина Викторовна

Введение.

Глава 1. Основные подходы к использованию молекулярных данных для реконструкции филогении.

1.1. Сравнительный вклад молекулярных и морфологических признаков при реконструкции филогении.

1.2. Участки генома, используемые для филогенетических реконструкций на низком таксономическом уровне; выбор участков для данной работы.

1.2.1. Участок ITS ядерной рибосомной ДНК.

1.2.2. Участок psbA-trnH хлоропластной ДНК.

1.3. Выравнивание последовательностей.

1.4. Методы реконструкции филогенетических деревьев и оценки достоверности узлов дерева.

1.4.1. Дистанционные методы.

1.4.2. Метод максимальной экономии.

1.4.3. Метод максимального правдоподобия.

1.4.4. Метод Байеса.

1.4.5. Способы оценки достоверности узлов дерева.

Глава 2. Обзор работ по систематике и филогении исследуемых групп семейств бобовые (Leguminosae) и зонтичные (Umbeliferae): соотношение молекулярных и традиционных подходов.

2.1. Триба Loteae семейства бобовые (Leguminosae).

2.2. Род Bunium (Umbelliferae) и родственные ему таксоны.

Глава 3. Материалы и методы.

3.1. Исходный материал.

3.2. Выделение ДНК.

3.3. Амплификация ДНК.

3.4. Агарозный гель-электрофорез.

3.5. Очистка ПЦР-продукта и секвенирование.

3.6. Выравнивание и методы филогенетического анализа.

Глава 4. Результаты и обсуждение.

4.1. Филогенетический анализ представителей трибы Loteae семейства бобовые (Leguminosae).

4.1.1. Характеристика ITS яд-рДНК.

4.1.2. Анализ данных о последовательностях ITS яд-рДНК.

4.1.3. Анализ объединенных данных по ITS и морфологии.

4.1.4. Характеристика спейсера psbA-trnW хпДНК.

4.1.5. Анализ последовательностей спейсераpsbA-trnH хпДНК.

4.2. Филогенетические связи рода Bunium семейства зонтичные (Umbelliferae).

4.2.1. Характеристика ITS яд-рДНК.

4.2.2. Анализ последовательностей ITS яд-рДНК.

4.2.3. Кладистический анализ морфологических данных.

4.2.4. Характеристика спейсераpsbA-trnW хпДНК.

4.2.5. Анализ последовательностей спейсера psbA-trnH хпДНК.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Анализ соответствия молекулярных и морфологических данных при анализе филогении на примере семейств бобовые (Leguminosae) и зонтичные (Umbelliferae)»

Актуальность проблемы. В последние десятилетия накоплен значительный материал по нуклеотидным последовательностям отдельных участков ДНК у большого числа представителей различных групп растений. Разнообразие молекулярных маркеров и методов обработки данных способствовало увеличению числа конкурирующих филогенетических гипотез. На примере многих групп растений и животных было показано, что анализ данных по последовательностям ДНК может приводить к иным выводам о филогении группы, чем анализ «традиционных», в первую очередь морфологических данных (Антонов, 2000, 2002, 2006). В связи с этим актуальными задачами современной филогенетической систематики являются выяснение соотношения генотипических и фенотипических признаков как источников информации о родстве между таксонами, а также анализ согласованности гипотез, выдвигаемых при изучении различных участков генома. Анализ соответствий и противоречий между разными типами данных необходим при оценке значимости различных участков ДНК как филогенетических маркеров. Еще один актуальный вопрос - это влияние методов построения деревьев на топологию филогенетических деревьев конкретных групп организмов. Мы рассматриваем весь этот круг проблем на примере двух модельных групп: семействах бобовые (Leguminosae) и зонтичные (Umbelliferae), которые являются представителями высших двудольных покрытосеменных растений. При изучении семейства Leguminosae мы остановились на трибе Loteae, а в семействе Umbelliferae - на роде Bunium и родственных ему таксонах. Наш выбор таксонов объясняется тем, что представители этих групп уже достаточно хорошо изучены с морфологической точки зрения, а также тем, что мы располагаем богатой коллекцией гербарного материала для проведения анализа молекулярных данных. Изучение филогенетических взаимоотношений в пределах каждой из двух модельных групп поможет оценить значимость традиционно используемых таксономических признаков и степень эволюционной изолированности родственных таксонов. Тот факт, что рассматриваемые группы не являются близкородственными, позволяет обсуждать общие вопросы соотношения между различными типами филогенетических данных, а не частные свойства отдельных таксонов.

Цель и задачи исследования. Целью работы была оценка филогенетической значимости различных молекулярных маркеров и степени согласованности их эволюции с эволюцией структурных признаков растений, а также выявление причин возможных расхождений между молекулярными и классическими данными по филогении рассматриваемых групп. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Определить последовательности участка psbA-trnW хлоропластной ДНК и участка ITS 1-2 ядерной рибосомной ДНК для таксонов, данные по которым отсутствуют или вызывают сомнения, особенно для видов с неясным систематическим положением.

2. Проанализировать информативность исследованных участков ДНК как филогенетических маркеров в рассматриваемых группах семейств Leguminosae и Umbelliferae; сопоставить полученные результаты с данными других молекулярных исследований.

3. Оценить, в какой степени согласуются между собой данные по выбранным участкам хлоропластной и ядерной ДНК при использовании их в качестве филогенетических маркеров, а также выяснить степень их согласованности с морфологическими данными.

4. Протестировать на основе молекулярных данных естественность принимаемых в настоящее время границ родов в пределах изучаемых групп семейств Leguminosae и Umbelliferae.

Научная новизна и практическая значимость работы. Были определены нуклеотидные последовательности внутренних транскрибируемых спейсеров (ITS) ядерной рибосомной ДНК у 61 таксона трибы Loteae (Leguminosae) и у 90 таксонов семейства Umbelliferae, а также последовательности участка psbA-trnH хлоропластной ДНК у 77 таксонов трибы Loteae и у 73 таксонов семейства Umbelliferae. Произведена оценка информативности участков ITS и psbA-trnR для исследования филогенетических взаимоотношений в пределах изучаемых групп.

Впервые проведен филогенетический анализ по данным о последовательностях участка ITS яд-рДНК и psbA-trnW хпДНК у всех родов трибы Loteae (Leguminosae) и изучаемой группы семейства Umbelliferae. Сопоставление полученных последовательностей позволило уточнить границы родов и установить филогенетические связи некоторых таксонов. Проведено сравнение полученных в исследовании данных с традиционными таксономическими системами изучаемых групп семейств Leguminosae и Umbelliferae, основанными на морфологических данных.

Показано, что анализ нуклеотидных последовательностей участков ядерной и хлоропластной ДНК свидетельствует о монофилии всех принимаемых в настоящее время родов трибы Loteae (Leguminosae), и что род Bunium (Umbelliferae) не монофилетичен. По-новому трактуются филогенетические связи рода Bunium с другими представителями семейства зонтичные, которые выдвигались ранее в качестве близкородственных на основании морфологических данных.

Сделаны выводы о границах применимости данных о строении участка psbA-trnU как маркера для установления родственных отношений в пределах изучаемых групп Leguminosae и Umbelliferae.

Полученные результаты являются вкладом в разработку филогенетической системы исследуемых групп растений и методологию филогенетического анализа.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Дегтярева, Галина Викторовна

Выводы

1. Поскольку эволюция двух изученных участков ДНК носила различный характер (преимущественное накопление точечных мутаций у ITS яд-рДНК, структурные перестройки у psbA-trnti хпДНК), филогенетические данные, полученные при их рассмотрении, дополняют друг друга, что позволяет формулировать более взвешенные гипотезы о филогении изученных групп бобовых и зонтичных.

2. Данные об инделях в psbA-trnti позволяют обнаружить уникальные синапоморфии для некоторых клад, выявленных при анализе участка ITS, и существенно уточнить филогенетические взаимоотношения между крупными кладами, которые оставались неясными при анализе данных по ITS.

3. Морфологические и молекулярные данные по рассмотренным группам Leguminosae и Umbelliferae во многих случаях хорошо согласуются между собой.

4. Виды, родственные связи которых не выявляются однозначно по молекулярным данным, нередко не находят однозначного места в системе и до данным сравнительной морфологии (например, Ornithopus micranthus и Anthyilis vulneraria среди изученных бобовых, Bunium vaginatum среди зонтичных).

5. Большинство родов трибы Loteae образуют монофилетические группы с высокими уровнями поддержки при анализе как ядерных, так и хлоропластных маркеров. При добавлении к молекулярным данным морфологических признаков все роды выявляются как монофилетические с более высокими уровнями поддержки.

6. Анализ данных по участкам ITS и psbA-trnH в рассматриваемой группе зонтичных говорит против традиционной точки зрения о единстве рода Bunium. Разделение на две не связанные близким родством клады хорошо согласуется с данными по географическому распространению, кариологии и некоторым важным морфологическим признакам, таким как число семядолей в зародыше.

7. В каждой из тех немногих групп наиболее эволюционно продвинутых двудольных (пузырчатковые, зонтичные), где встречаются растения с односемядольными зародышами, возникновение односемядольности происходило неоднократно. Это ставит вопрос о причинах столь неравномерного распределения гомоплазий по данному признаку на филогенетическом древе высших двудольных.

Заключение

Сравнение последовательностей изученных спейсерных участков ядерной рибосомной ДНК и хлоропластной ДНК у рассматриваемых представителей семейств Leguminosae и Umbelliferae показывает, что участки из разных компарментов генома довольно сильно различаются по характеру эволюции, который определяется не столько индивидуальными особенностями каждого из изученных семейств, а скорее более общими направлениями эволюции этих участков. Так, для ITS яд-рДНК характерно достаточно высокое содержание GC-nap (51-54%), которое свойственно не только этим двум семействам, но и большинству цветковых растений в целом (Boldwin et al., 1995; Hershkovitz, Zimmer, 1996), и способствует повышению стабильности вторичной структуры внутренних транскрибируемых спейсеров, которая крайне важна для сборки комплекса белков, осуществляющих процессинг предшественника рРНК, и правильного вырезания спейсера из первичного транскрипта (Cote et al., 2002). В отличие от ядерного спейсера, хлоропластный спейсер psbA-trnU, напротив, богат АТ-парами (67-72%), что отчасти определяется присутствием большого числа А(Т)-гомополимерных участков. Высокая частота встречаемости А и Т нуклеотидов свойственна хлоропластному геному в целом (см. Kusumi, Tachida, 2005).

Другое существенное различие двух участков состоит в характере наблюдаемых изменений. На участке ITS яд-рДНК преобладают точечные мутации и редко случаются более или менее протяженные индели, поэтому последовательности незначительно различаются по длине. Небольшое число группоспецофичных инделей было обнаружено у небольшого числа представителей семейств Leguminosae (Anthyilis, Coronilla, Lotus, Scorpiurus) и Umbelliferae (Conopodium). На участке psbA-lrnH хпДНК замены нуклетидов встречаются реже и чаще всего происходят структурные перестройки. Такая особенность была отмечена и для других некодирующих участков хлоропластной ДНК (Wolfe et al., 1987; Clegg et al., 1994; Muse, 2000; Ingvarsson et al., 2003). Большое значение в эволюции спейсера имеют вставки и делеции, которые определяют разницу в размерах спейсера между сравниваемыми таксонами. В семействе Leguminosae большие различия в размерах наблюдаются даже в пределах одного рода, как, например, между двумя видами рода Dorycnopsis (242 - 449 п.н). Предполагают, что возникновение многих вставок обусловлено проскальзыванием ДНК-полимеразы во время репликации (slipped-strand mispairing) (Levinson, Gutman, 1987). При проведении филогенетических исследований с использованием хлоропластного маркера мы обнаружили, что более значимую информацию о взаимоотношениях организмов можно извлечь из инделей. При этом мы выявили хорошую согласованность филогенетических сигналов, извлекаемых при анализе точечных мутаций в ITS ядерной ДНК и инделей в спейсере psbA-trnW хлоропластной ДНК. Так, в зависимости от длины участка и комбинации инделей в хлоропластном спейсере все изученные таксоны Umbelliferae можно распределить по нескольким группам, которые совпадают с основными группировками, выявляемыми при анализе последовательностей ITS яд-рДНК.

Другие структурные перестройки, свойственные хлоропластному геному в целом (Kelchner, 2000; Kim, Lee, 2005) и обнаруженные в спейсере psbA-trnW у рассматриваемых семейств, представляют собой небольшие инверсии, фланкированные короткими обращенными повторами. Большинство таких инверсий было обнаружено в 5'-области спейсера, граничащей с З'-областью гена psbA. 5'-область спейсера помимо этого отмечается большой консервативностью, связанной с функциональной нагрузкой, вызванной необходимостью образования шпильки для поддержания стабильности мРНК после процессинга для последующей трансляции (Stern, Gruissem, 1987; Stern et al., 1989). У изученных представителей семейства Leguminosae инверсии размером 3 нуклеотида наблюдаются только в области терминальной петли, в то время как у Umbelliferae подобные инверсии более протяженные (27-30 нуклеотидов) и затрагивают помимо терминальной петли также область стебля шпильки. У небольшого числа таксонов семейства Leguminosae инверсии были отмечены еще и в 3'-области спейсера. Так, из всех изученных видов только для вида Ottleya wrightii характерна инверсия размером 32 п.н. У таксонов, выбранных в качестве внешней группы, - Robinia pseudoacacia, Robinia neomexicana и Olneya tesota, длина инверсии, расположенной в другом районе З'-области, составляет 13 п.н. Замечено, что длина стебля шпильки имеет большое значение, определяющее возможность осуществления инверсии, что может быть связано с термодинамической устойчивостью шпильки (Kelchner, Wendel, 1996). Нами было обнаружено, что стебель шпильки, в которой наблюдаются инверсии, имеет минимальную длину, равную 9 п.н. Наиболее часто инверсии отмечаются в шпильках, длина стебля которых составляет 19-35 п.н.

Предыдущие геносистематические исследования, основанные на анализе межгенных спейсеров, выявили, что небольшие инверсии не несут филогенетического сигнала, поскольку сходные инвертированные последовательности отмечаются у неродственных таксонов (Graham, Olmstead, 2000; Graham et al., 2000; Sang et al., 1997), а в некоторых случаях наблюдается присутствие прямой и инвертированной последовательности даже в пределах одного вида (Kim, Lee, 2005). Поэтому при проведении филогенетического анализа области, в которых произошла инверсия, предлагают либо удалять, либо инвертировать, чтобы избежать искажения филогенетических сигналов других сайтов и, как следствие, топологии дерева.

Как мы уже отметили, 5'-область участка psbA-trnW хпДНК характеризуется довольно высокой консервативностью. В связи с этим замены нуклеотидов, наблюдаемые в консервативной области, могли бы быть использованы как филогенетические маркеры при изучении взаимоотношений крупных клад или проблемных таксонов. Однако на примере сравнения последовательностей по роду Bunium и близких ему таксонов семейства Umbelliferae мы обнаружили, что подобные замены могут носить гомопластический характер и, возможно, представляют собой пример того, как сходные изменения возникают независимо в разных эволюционных линиях для стабилизации вторичной структуры после обширных делений. Поэтому необходимо с осторожностью использовать замены, наблюдаемые в консервативных областях, особенно если в эволюции участка имели место крупные перестройки. В семействе Leguminosae таких крупных перестроек обнаружено не было и 5'-область намного более консервативна, чем у Umbelliferae. Точечные мутации и индели, наблюдаемые в 3'-области спейсера psbA-trnH, напротив, оказываются намного более информативными и несущими в себе сигналы о монофилии родов или группы очень близких родов. В рассматриваемой группе Leguminosae каждый род, включая монотипные, характеризуется только ему свойственной последовательностью 3'-области участка. В семействе Umbelliferae 3'-область спейсера также характеризует отдельные роды или группу близких родов. Так, группа BUNIUM-II и примыкающие к ней таксоны из родов Oedibasis, Galagania, Elaeosticta, Hyalolaena, Mogoltavia, а также роды Schulzia и Pyramidoptera обладают очень сходными последовательностями в данной области. Похожая ситуация наблюдается и в отношении таксонов, входящих в группу BUNIUM-I. С другой стороны, группа, объединяющая ряд видов рода Carum, Aegopodium, Fuernrohria, Olymposciadium и Rhabdosciadium по данным ITS, характеризуется сильно различающимися последовательностями спейсера psbA-trnH, которые маркируют только каждый отдельный род. Поэтому мы полагаем, что информация, содержащаяся в З'-области изученного нами хлоропластного маркера, может быть использована для тестирования гипотез, выдвигаемых по результатам анализа других участков ДНК, но не для непосредственного определения границ таксонов. Действительно, если бы мы принимали объем таксонов (например, родов) только в соответствии с группировками, которые возникают при анализе З'-области участкаpsbAtrnW, эти таксоны объединяли бы растения с совершенно различными морфологическими признаками, что не выглядит правдоподобным (особенно если такие построения не согласуются также и с данными по ITS).

С развитием идеи ДНК-штрихкодирования участок psbA-trnti как наиболее вариабельный из всего хлоропластного генома был предложен для идентификации видов (Kress et al., 2005). Наши исследования показывают, что в рассматриваемых группах Leguminosae и Umbelliferae этот участок не может быть использован для указанной цели. В этом отношении ITS яд-рДНК оказывается более информативным, чем спейсер psbA-trnW. Однако, хлоропластный спейсер в трибе Loteae семейства Leguminosae может быть использован для идентификации родов, а в семействе Umbelliferae - родов или группы близких родов.

У рассматриваемых групп семейств Leguminosae и Umbelliferae мы обнаружили неодинаковый уровень различий в нуклеотидных последовательностях ITS внутри изученных родов. Интересная ситуация наблюдается в отношениии североамериканских таксонов трибы. Наименее дивергировавшими оказались последовательности внутренних транскрибируемых спейсеров в пределах родов Syrmatium (до 1,7%) и Ottleya (до 2,9%).

Если сравнивать уровень дивергенции нуклеотидных последовательностей между всеми родами трибы Loteae, то можно видеть, что наиболее близкими выступают представители трех (из общего числа 4) американских родов, а именно Ottleya, Syrmatium и Acmispon. Уровень дивергенции между этими таксонами имеет максимальное значение, равное 6,2%. Тесная связь представителей родов Acmispon, Syrmatium и Ottleya подтверждается всеми использованными нами молекулярными маркерами. Уровень различий в пределах рода Hosackia, который также представляет собой североамериканский таксон, составляет 8,4%. Получается, что уровень различий между родами Ottleya, Syrmatium и Acmispon ниже, чем в пределах рода Hosackia. На основании молекулярных данных можно было бы предложить объединение родов Ottleya, Syrmatium и Acmispon в один (с приоритетным названием Acmispon) или разделение рода Hosackia. Однако в таком случае будет сложно подобрать комбинацию морфологических признаков, которая была бы характерна только для этих трех таксонов (Соколов, 2003), поэтому вопрос об объеме американских родов трибы заслуживает дальнейшего изучения. Можно предположить, что представители рода Hosackia издревле существовали в Новом Свете, в то время как предки родов Ottleya, Syrmatium и Acmispon попали в Новый Свет сравнительно недавно и испытали быструю эволюционную радиацию. Анализ первичных структур спейсера psbA-trnR показал, что каждый из этих родов характеризуется уникальной последовательностью З'-области данного участка, что подтверждает монофилию каждого из этих родов - гипотезу, предложенную ранее на основании изучения морфологии. Однако факт монофилии как токовой не может служить доказательством родового ранга таксона, а может лишь согласовываться с идеей о возможности выделения таксона в данном объеме.

В пределах семейства Umbelliferae высокий уровень различий в нуклеотидных последовательностях ITS яд-рДНК характерен для родов Bunium (до 23,5%) и Carum (до 27,3%). Высокий уровень различий связан с немонофилетичностью этих таксонов. В пределах каждой из двух групп, на которые распадается род Bunium по результатам филогенетического анализа, уровень различий достигает 18%.

При изучении филогенетических взаимоотношений в пределах рассмотренных групп семейств Leguminosae и Umbelliferae мы наблюдали во многом сходные различия между топологиями деревьев, построенных разными методами по последовательностям ITS. Для обоих групп наименее разрешенная топология наблюдается при построении дерева методом максимального правдоподобия программой TREE-PUZZLE. Возможно, это отчасти связано с тем, что алгоритм построения дерева, реализованный в программе TREE-PUZZLE, когда окончательное дерево, включающее все таксоны, конструируется из большого числа деревьев, состоящих в каждом случае из четырех таксонов (Strimmer, Von Haeseler, 1996), оказывается особенно чувствительным к присутствию гомоплазий в нуклеотидных последовательностях. Наиболее «разрешенное» дерево (т.е. с наибольшим числом высоко поддержанных узлов) получается при анализе методом Байеса. Информация, содержащаяся в сплитграфе, позволяющем представить взаимоотношения изучаемых таксонов в виде сети, подтверждает группировки, обнаруживаемые на филогенетическом дереве, построенном методом Байеса. Эти группировки имеют небольшое число синапоморфных признаков и подтверждают тот факт, что апостериорная вероятность обеспечивает более высокую оценку узла, чем процедура бутстреппинга, в том случае, когда узел поддерживается небольшим числом признаков (Alfaro et al., 2003). Однако это могут быть как синап ом орфные, так и гомопластичные признаки. Например, группировка родов Loteae, включающая всех американских представителей трибы (а также немногие группы Старого Света), выявляемая при анализе данных по ITS методом Байеса, имеет максимально возможную поддержку - 1. Однако данная группировка противоречит данным по инделям в участке psbA-trnH и поэтому ее существование требует дополнительных доказательств.

При изучении семейства Leguminosae мы выявили хорошую согласованность молекулярных данных и традиционных взглядов на систему трибы Loteae. Так, на филогенетических деревьях все немонотипные роды выявляются как монофилетические группировки. Подтверждается также изолированное положение всех монотипных родов (Antopetitia, Pseudolotus, Podolotus, Kebirita, Tripodion) и их обоснованное выделение из состава крупных родов. Это говорит о том, что комбинации морфологических признаков, используемые при разграничении родов трибы Loteae, согласуются с данными о последовательностях участков ITS и psbA-trnH. Виды, занимающие обособленное положение в системе по морфологическим признакам, такие как Anthyllis vulneraria и Ornithopus micranthus, обладают также сильным своеобразием молекулярных признаков.

В рассматриваемой группе Umbelliferae мы обнаружили определенные несоответствия между молекулярными данными и представлениями о границах и объеме рода Bunium. Анализ данных по участкам ITS и psbA-trnH говорит против традиционной точки зрения о единстве рода Bunium. Однако распределение видов рода Bunium на филогенетическом дереве соответствует двум основным внутриродовым группировкам, принимаемым в современной системе (Клюйков, 1988). Таким образом, разделение на две не связанные близким родством клады хорошо согласуется с данными по географическому распространению, кариологии и некоторым важным морфологическим признакам, таким как число семядолей в зародыше. Интересно положение на филогенетическом дереве вида Bunium vaginatum, который является узколокальным эндемиком Средней Азии и в системе рода помещается в монотипную секцию Vaginata. Наши данные подтверждают изолированное положение этого вида, детали его взаимоотношений с другими видами рода Bunium остаются не вполне ясными.

Интересная ситуация наблюдается в отношении числа семядолей, признака, которому еще при самых первых попытках построения естественной системы растений придавали особенно большое значение. Среди двудольных растений случаи формирования односемядольного зародыша описаны у представителей целого ряда семейств (см. Goebel, 1932; Haccius, 1952, 1953, 1954; Haccius, Hartl-Baude, 1957; Титова, 2000;). Однако, даже в пределах очень близких групп переход к односемядольное™ мог происходить независимо несколько раз, хотя в целом ряде других групп подобной эволюционной лабильности числа семядолей обнаружить не удается. Так, наши молекулярные данные указывают на многократное возникновение односемядольного зародыша в группе родства Bunium и в ряде других групп зонтичных. В то же время, в других группах порядка Apiales, к которому относится семейство зонтичные (например, в семействах Araliaceae, Pittosporaceae), односемядольный зародыш выявлен не был. Аналогичная картина неравномерного распределения гомоплазий по данному признаку была выявлена нами при изучении неродственного зонтичным семейства пузырчатковые -Lentibulariaceae (Degtjareva et al., 2006).

Эволюция числа семядолей у Umbelliferae и Lentibulariaceae может служить примером проявления так называемых гомопластических тенденций в эволюции морфологических признаков. Под гомопластической тенденцией (Sanderson, 1991) понимают преимущественное сосредоточение гомоплазий по какому-либо признаку в одной или немногих областях филогенетического дерева. Иными словами, о наличии гомопластической тенденции говорят в том случае, когда гипотеза о случайном характере распределения гомоплазий по данному признаку в пределах эволюционного древа должна быть отвергнута. Эволюция зародыша - не единственный пример выявленных нами гомопластических тенденций. Они выявлены также при изучении признаков морфологии и морфогенеза цветков и соцветий у представителей трибы Loteae семейства Leguminosae (Sokoloff et al., in press). В свете представлений о гомопластических тенденциях можно рассматривать и наши данные об эволюции хлоропластного спейсера psbk-trnW у Umbelliferae. Понимание причин, вызывающих гомопластические тенденции - одна из наиболее увлекательных задач эволюционной биологии. Ключом к их пониманию, вероятно, часто может служить выяснение функциональной нафузки тех или иных структур, как морфологических, так и молекулярных. Выше мы попытались связать функциональное значение отдельных участков спейсера psbA-trn\\ с особенностями его эволюции. Подчеркнем, что изучение гомоплазии и гомопластических тенденций в эволюции морфологических и молекулярных признаков может быть проведено только при вовлечении в молекулярно-филогенетический анализ репрезентативной выборки таксонов. Репрезентативность выборки таксонов по нашим данным является важнейшим элементом филогенетического анализа, а недостаточная репрезентативность выборки не может быть компенсирована увеличением числа анализируемых участков генома (Дегтярева и соавт., 2004).

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Дегтярева, Галина Викторовна, 2007 год

1. Агол В.И., Богданов А.А., Гвоздев В.А., Грагеров А.И., Колчинский A.M., Мирзабеков А.Д., Никифоров В.Г. Молекулярная биология: структура и биосинтез нуклеиновых кислот / Под ред. А.С. Спирина. М.: Высш. шк. 1990. 352 с.

2. Акрамов А.Р. Распространение, пути рационального использования и биоэкологические особенности буниума персидского в Узбекистане. Автореф. дис. канд. биол. наук. Ташкент. 1969. С. 20.

3. Акулова З.В. Полезные свойства видов рода Anthyllis L. флоры СССР // Растительные ресурсы. 1985. Т. XXI. вып. 1. С. 96-101.

4. Алешин В.В. Синапоморфные признаки в РНК малой субъединицы рибосом беспозвоночных. Дисс. докт. биол. наук. М., 2005. 311 с.

5. Алешин В.В., Петров Н.Б. Молекулярные свидетельства регресса в эволюции многоклеточных животных // Журн. Общ. Биол. 2002. Т. 63. С. 195-208.

6. Антонов А.С. Мы похожи, но насколько (Новое в молекулярной биологии: геносистематика). М.: Знание, 1975. 64 с.

7. Антонов А.С. О возможных причинах расхождений взглядов фено- и геносистематиков на филогению и систему высших растений // Бот. журн. 2000а. Т. 85. С. 3-11.

8. Антонов А.С. Основы геносистематики высших растений. // М.: МАИК «Наука/Интерпериодика», 20006. С. 135.

9. Антонов А.С. Геносистематика растений. М.: ИКЦ «Академкнига», 2006. 293 с.

10. Банникова А.А. Молекулярная филогенетика и современная систематика млекопитающих // Журн. Общ. Биол. 2004. Т. 65. С. 278-305.

11. Белозерский А.Н., Спирин А.С. Состав нуклеиновых кислот и систематика // Изв. АН СССР. Сер. биол. 1960. № 1. С. 64-72.

12. Ванюшин Б.Ф., Белозерский А.Н. Нуклеотидный состав дезоксирибонуклеиновых кислот высших растений //Докл. АН. СССР. 1959. Т. 129. С. 944-946.

13. Вейр Б. Анализ генетических данных. Дискретные генетические признаки. М.: Мир, 1995.400 с.

14. Гречко В.В. Молекулярные маркеры ДНК в изучении филогении и систематики // Генетика. 2002. Т. 38. С. 1013-1033.

15. Дегтярёва Г.В. Является ли Amborella сестринской группой по отношению ко всем прочим цветковым растениям? // Тез. докл. 11 междунар. конф. студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов 2004», (12-15 апреля 2004 г.). М., 2004. С. 37-39.

16. Дрейпер Д., Скотт Р. Выделение нуклеиновых кислот из клеток растений // Генная инженерия растений. М.: Мир, 1991. С. 236-276.

17. Клюйков Е.В., Пименов М.Г., Тихомиров В.Н. Elaeosticta Fenzl род семейства Umbelliferae, самостоятельный по отношению к Scaligeria DC. // Бюлл. Моск. общ. исп. прир., отд. биол. 1976. Т. 81. С. 83-94.

18. Клюйков Е.В. Обзор видов рода Elaeosticta Fenzl. (Umbelliferae) // Нов. сист. высш. раст. 1983. Т. 20. С. 140-154.

19. Клюйков Е.В. Заметка о Muretia amplifolia Boiss. et Hausskn. и роде Hellenocarum Wolff (Umbelliferae Apioideae) // Биологические науки. 1985. N 8. P. 60-63.

20. Клюйков Е.В. Обзор рода Bunium L. Ревизия системы рода // Бюлл. Моск. общ. исп. прир., отд. биол. 1988. Т. 93. С. 76-88.

21. Коровин Е.П. Род Bunium L. и его средне-азиатские представители // Бюлл. Среднеаз. унив. 1927. Т. 15. С. 117-129.

22. Коровин Е.П. Род Scaligeria DC. (Umbelliferae) и его филогения. Опыт приложения экологии к филогении мелких таксономических групп // Тр. Среднеаз. унив., сер. 86, бот. 1928. Т. 2. С. 3-97.

23. Коровин Е.П. Род Тмин Carum L., род Буниум - Bunium L. // Флора СССР. Т. 16. М.-Л.: Изд-во Акад. Наук СССР, 1950. С. 385-411.

24. Крамина Т.Е., Соколов Д.Д. Kebirita новый род Leguminosae-Loteae из СевероЗападной Африки // Бюлл. Моск. общ. исп. прир., отд. биол. 2001. Т. 106, вып. 3. С. 58-63.

25. Лозина-Лозинская А.С. Род Тетрагонолобус Tetragonolobus Scop. // Флора СССР. Т. 11. М.-Л.: Изд-во Акад. Наук СССР, 1945. С. 297-298.

26. Маринова Е.И., Антонов А.С., Белозерский А.Н. Гомологии в первичных структурах ДНК некоторых однодольных растений // Докл. АН СССР. 1969. Т. 184. С. 483-486.

27. Ней М, Кумар С. Молекулярная эволюция и филогенетика. Киев: КВ1Ц, 2004. 405.

28. Одинцова М.С., Юрина Н.П. Геном пластид высших растений и водорослей: структура и функции. // Молеку. биология. 2003. Т. 37. С. 768-783.

29. Павлинов И.Я. Кладистический анализ (методологические проблемы). М.: Изд-во Моск. ун-та., 1990. 158 с.

30. Петров Н.К., Алешин В.В. Условно-нейтральные филогенетические признаки крупных таксонов новый аспект эволюции макромолекул // Генетика. 2002. Т. 38. С. 1043-1062.

31. Пименов М.Г.,' Клюйков Е.В. Tamamschjania новый род Umbelliferae флоры Кавказа и Передней Азии // Бот. журн. 1981. Т. 66. С. 1489-1492.

32. Пименов М.Г., Клюйков Е.В. Критический анализ родов Hyalolaena и Hymenolyma и близких к ним таксонов Umbelliferae-Apioideae // Бот. журн. 1982. Т. 67. С. 873-889.

33. Пименов М.Г., Клюйков Е.В. Зонтичные (Umbelliferae) Киргизии. М.: КМК Scientific Press Ltd., 2002, 288 с.

34. Пименов М.Г., Клюйков Е.В., Терехин А.Т., Девяткова Г.Н. Разграничение родов геофильных зонтичных Средней Азии с помощью методов многомерной статистики // Бот. журн. 1981. Т. 66. С. 328-340.

35. Сингер М., Берг П. Гены и геномы. // Т.2. М.: Мир, 1998. С. 216-225.

36. Слюсаренко А.Г. Первичная структура ДНК как таксономический признак у высших растений // Строение ДНК и положение организмов в системе. / Ред.: А.Н. Белозерский и А.С. Антонов. М.: Изд-во МГУ, 1972. С. 196-210.

37. Соколов Д.Д. Морфолого-таксономическое исследование рода Anthyilis и принципы ревизии трибы Loteae (Papilionaceae). Дисс. канд. биол. наук. М., 1998. 399 с.

38. Соколов Д.Д. О системе и филогении трибы Loteae DC. (Leguminosae) // Бюлл. Моск. общ. исп. прир., отд. биол. 2003а. Т. 108, Вып. 3. С. 35^48.

39. Соколов Д.Д. Морфология и система трибы Loteae DC. семейства Leguminosae. Дисс. докт. биол. наук. М., 20036. 466 с.

40. Титова Г.Е. О природе псевдомонокотилии у цветковых растений // Бот. журн. 2000. Т. 85. С. 76-91.

41. Уотермен М.С. Анализ укладки однонитевых нуклеиновых кислот с помощью поиска консенсусов // Математические методы для анализа последовательностей ДНК / Под ред. Уотермена М.С. М.: Мир, 1999. С. 232-275.

42. Федоров Ал.А., Артюшенко З.Т. Атлас по описательной морфологии высших растений. Соцветие. J1.: Наука, 1979. 296 с.

43. Цукер М. Применение динамического программирования для предсказания вторичной структуры РНК // Математические методы для анализа последовательностей ДНК / Под ред. Уотермена М.С. М.: Мир, 1999. С. 197-230.

44. Ченцов Ю.С. Общая цитология. М: Изд-во МГУ, 1995. 384 с.

45. Шанцер И.А. О несовпадении «филогении» молекул и филогении так-сонов // 11 Междунар. совещ. по филогении растений: Тез. докл. М., 2003. С. 109-111.

46. Шестаков С.В. Молекулярная генетика фотосинтеза // Соросовский общеобразовательный журнал. 1998. № 9. С. 22-27.

47. Шнеер B.C. Хлоропластная ДНК как источник информации для систематики и филогении высших растений // Бот. журн. 1991. Т. 76. С. 1657-1673.

48. Штейнберг Е.И. Род Дорикниум Dorycnium L., Род Securigera DC. - Секуригера // Флора СССР. Т. 11. М.-Л.: Изд-во Акад. Наук СССР, 1945. С. 281-284.

49. Яковлев Г.П. Бобовые земного шара. JL: Наука, 1991. 144

50. Abeyranthne P.D., Nazar R.N. Parallels in rRNA processing: conserved features in the processing of the internal transcribed spacer 1 in the pre-rRNA from Schizosaccharomices pombe II Biochemistry. 2005. Vol. 44. P. 16977-16987.

51. Abouheif E., Zardoya R., Meyer A. 1998. Limitations of metazoan 18S rRNA sequence data: implications for reconstructing a phylogeny of the animal kingdom and inferring the reality of the Cambrian explosion // J. Mol. Evol. V. 47. P. 394-405.

52. Abrams L. Illustrated flora of the Pacific States. Vol. 2. Stanford, London, Oxford, 1944. P. 538-553.

53. Aldrich J., Cherney B.W., Merlin E., Christopherson L. The role of insertions/deletions in the evolution of the intergenic region between psbA and trnti in the chloroplast genome // Curr. Genet. 1988. Vol. 14. P. 137-146.

54. Alfaro M.E., Zoller S., Lutzoni F. Bayes or bootstrap? A simulation study comparing the performance of Bayesian Markov chain Monte Carlo sampling and bootstrapping in assessing phylogenetic confidence // Mol. Biol. Evol. 2003. Vol. 20. P. 255-266.

55. Ali S.I., Sokoloff D.D. A new combination in Pseudolotus Rech.f. (Leguminosae: Loteae) // Kew Bull. 2001. Vol. 56. P. 721-723.

56. Allan G.J., Porter J.M. Tribal delimitation and phylogenetic relationships of Loteae and Coronilleae (Faboideae: Fabaceae) with special reference to Lotus', evidence from nuclear ribosomal ITS sequences //Am. J. Bot. 2000. Vol. 87. P. 1871-1881.

57. Allan G.J., Francisco-Ortega J., Santos-Guerra A., Boerner E., Zimmer E.A. Molecular phylogenetic evidence for the geographic origin and classification of Canary Island Lotus (Fabaceae: Loteae) // Mol. Phylogenet. Evol. 2004. Vol. 32. P. 123-138.

58. Alwares I., Wendel J.F. Ribosomal ITS sequences and plant phylogenetic inference // Mol. Phylogenet. Evol. 2003. Vol. 29. P. 417-434.

59. Anderson F.E., Swofford D.L. Schould be worried about long-branch attaction in real data sets? Investigations using metazoan 18S rDNA // Mol. Phylogenet. Evol. 2004. Vol. 33. P. 440-451.

60. Antonov A.S., Valiejo-Roman K.M., Pimenov M.G., Beridze N.A. Non-equivalency of genera in Angiospermae: evidence from DNA hybridization studies // Plant Syst. Evol., 1988. Vol. 161. P. 155-168.

61. Aquinaldo A.M., Turbeville J.M., Linford L.S., Rivera M.C., Garey J.R., Raff R.A., Lake J.A. Evidence for a clade of nematodes, arthropods and other moulting animals // Nature. 1997. Vol.387. P. 389-393.

62. Arambarri A.M. A cladistic analysis of the New World species of Lotus L. (Fabaceae, Loteae) // Cladistics. 2000a. Vol. 16. P. 283-297.

63. Bailey C.D., Carr T.G., Harris S.A., Hughes C.E. Characterization of angiosperm nrDNA polymorphism, paralogy, and pseudogenes // Mol. Phylogenet. Evol. 2003. Vol. 29. P. 435-455.

64. Bailey C.D., Doyle J.J. Potential phylogenetic utility of the lowcopy nuclear gene PISTILLATA in dicotyledonous plants: comparison to nrDNA ITS and trnL intron in Sphaerocardamum and other Brassicaceae // Mol. Phylogenet. Evol. 1999. Vol. 13. P. 20-30.

65. Baldwin B.G. Phylogenetic utility of the internal transcribed spacers of nuclear ribosomal DNA in plants: an example from the Compositae // Mol. Phylogenet. Evol. 1992. Vol. 1. P. 3-16.

66. Baldwin B.G., Markos S. Phylogenetic utility of the external transcribed spacer (ETS) of 18S-26S r DNA: congruence of ETS and ITS trees of Calycadenia (Compositae) // Mol. Phylogenetic. Evol. 1998. Vol. 10. P. 449-463.

67. Baldwin B.G., Sanderson M.J., Porter J.M., Wojciechowski M.F., Campbell C.S., Donoghue M.J. The ITS region of nuclear ribosomal DNA: A valuable source of evidence on angiosperm phylogeny // Ann. Missouri Bot. Gard. 1995. Vol. 82. P. 247-277.

68. Barykina R.P., Kramina Т.Е. A comparative morphological and anatomical study of the midel legume Lotus japonicus and related species // Wulfenia. 2006. Vol. 13. P. 33-56.

69. Bayer R.J., Hufford L., Soltis D.E. Phylogenetic relationships in Sarraceniaceae based on rbcL and ITS sequences // Syst. Bot. 1996. Vol. 21. N 2. P. 121-134.

70. Benedl Gonzalez. C. Anthyilis L. // Flora Iberica. Vol. 7 (2). Madrid: Real Jardin Botanico, 2000. P. 829-863.

71. Bentham G. Umbelliferae // Bentham G., Hooker J.D. Genera plantarum. Т. 1. London, 1867. P. 859-931.

72. Bergthorsson U., Adams K.L., Thomason В., Palmer J.D. Widespread horizontal transfer of mitochondrial genes in flowering plants // Nature. 2003. Vol. 424. P. 197-201.

73. Bininda-Emonds O.R.P. The evolution of supertrees // Trends Ecol. Evol. 2004. Vol. 19. P. 315-322.

74. Boissier E. Umbelliferae // Flora orientalis. T. 2. Basel, Geneve, 1872. P. 819-1090.

75. Borisjuk N., Borisjuk L., Petjuch G., Hemleben V. Comparison of nuclear ribosomal RNA genes among Solanum species and other Solanaceae // Genome. 1994. Vol. 37. P. 271-279.

76. Borsch Т., Hilu K.W., Quandt D., Wilde V., Neinhuis C., Barthlott W. Noncoding plastid trnl-trn¥ sequences reveal a well resolved phylogeny of basal angiosperms // J. Evol. Biol. 2003. Vol. 16. P. 558-576.

77. Bremer В., Jansen R.K., Oxelman В., Backlund M., Lantz H., Kim K.-J. More characters or more taxa for a robust phylogeny case study from the coffee family (Rubiaceae) // Syst. Biol. 1999. Vol.48. P. 413-435.

78. Bremer K. The limits of amino acid sequence data in angiosperm phylogenetic reconstruction // Evolution. 1988. Vol. 42. P. 795-803.

79. Brower A.V.Z., De Salle R., Vogler A. Gene trees, species trees, and systematics: A cladistic perspective // Annu. Rev. Ecol. Syst. 1996. Vol. 27. P. 423-450.

80. Brown J.R. Ancient horizontal gene transfer // Nature Rev. 2003. Vol. 4. P. 121-131.

81. Brown G.K., Craven L.A., Udovicic F., Ladiges P.Y. Phylogeny of Rhododendron section Vireya (Ericaceae) based on two non-coding regions of cpDNA // Plant Syst. Evol. 2006. Vol. 257. P. 57-93.

82. Bryant D., Moulton V. NeighborNet: an agglomerative algorithm for the construction of phylogenetic networks // Mol. Biol. Evol. Vol. 21. P. 255-265.

83. Buckler E.S., Holtsford T.P. Zea systematics: ribosomal ITS evidence // Mol. Biol. Evol. 1996. Vol. 13. P. 612-622.

84. Buckler E.S., Ippolito A., Holtsford T.P. The evolution of ribosomal DNA divergent paralogues and phylogenetic implications // Genetics. 1997. Vol. 145. P. 821-832.

85. Bull J.J. Huelsenbeck J.P., Cunningham C.W., Swofford D.L., Waddell P.J. Partitioning and combining data in phylogenetic analysis // Syst. Biol. 1993. Vol. 42. P. 384-397.

86. Calestani V. Contributo alia sistematica delle ombellifere d'Europa // Webbia. Vol. 1. 1905. P. 89-250.

87. Carpenter J.M. Random cladistics // Cladistics. 1992. Vol. 8. P. 147-153.

88. Chappill J.A. Cladistic analysis of the Leguminosae: the development of an explicit phylogenetic hypothesis // M. Crisp a. J. Doyle (eds.). Advances in Legume Systematics. P.7. Pylogeny. Kew: Royal Botanic Gardens, 1995. P. 1-9.

89. Chappill J.A. Cladistic analysis of the Leguminosae. Nedlands: University of Western Australia, 2000. (http://www.botany.uwa.edu.au/systematics/legumephylogeny.html) электронный ресурс.

90. Chase M.W., Salamin N., Wilkinson M., Dunwell J.M., Kesanakurthi R.P., Haidar N., Savolainen V. Land plants and DNA barcodes: short-term and long-term goals // Phil. Trans. R. Soc. B. 2005. Vol. 360. P. 1889-1895.

91. Cho Y., Qiu Y.-L., Kuhlman P., Palmer J. Explosive invasion of plant mitochondria by a group 1 intron // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. Vol. 95. P. 14244-14249.

92. Clegg M.T. Chloroplast gene sequences and the study of plant evolution // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. Vol. 90. P. 363-367.

93. Clegg M.T., Gaut B.S., Learn G.H., Morton B.R. Rates and patterns of chloroplast DNA evolution// Proc. Nati. Acad. Sci. USA. 1994. Vol. 91. P. 6795-6801.

94. Coleman A.W. ITS2 is a double-edged tool for eukaryote evolutionary comparisons // Trends Genet. 2003. Vol. 19. P. 370-375.

95. Coleman A.W., Mai J.C. Ribosomal DNA ITS-1 and ITS-2 sequence comparisons as a tool for predicting genetic relatedness // J. Mol. Evol. 1997. Vol. 45. P. 168-177.

96. Coleman A.W., Preparata R.M., Mehrotra В., Mai J.C. Derivation of the secondary structure of the ITS-1 transcript inVolvocales and its taxonomic correlations // Protist. 1998. Vol. 149. P. 135-146.

97. Cote C.A., Greer C.L., Peculis B.A. Dynamic conformational model for the role of ITS2 in pre-rRNA processing in yeast // RNA. 2002. Vol. 8. P. 786-797.

98. Cote C.A., Peculis B.A. Role of the ITS2 ~ proximal stem and evidence for indirect recognition of processing sites in pre-rRNA processing in yeast // Nucleic Acids Res. 2001. Vol. 29. P. 2106-2116.

99. Cowan R.S., Chase M.W., Kress W.J., Savolainen V. 300,000 species to identify: problems, progress, and prospects in DNA barcoding of land plants // Taxon. 2006. Vol. 55. P. 611-616.

100. Crompton C.W., Grant W.F. Pollen morphology in Loteae (Leguminosae) with particular reference to the genus Lotus L. // Grana. 1993. Vol. 32. P. 129-153.

101. Da Rocha P.S.C.F., Bertrand H. Structure and comparative analysis of the rDNA intergenic spacer of Brassica rapa. Implications for the function and evolution of the Cruciferae spacer // Eur. J. Biochem. 1995. Vol. 229. P. 550-557.

102. De Queiros A. For consensus (sometimes) // Syst. Biol. 1993. Vol. 42. P. 368-372.

103. De Rijk P. DCSE: dedicated comparative sequence editor (an interactive tool for sequence alignment and secondary structure research) // Manual. University Antwerpen, 1993.

104. De Rijk P., De Wachter R. RnaViz, a program for the visualization of RNA secondary structure // Nucleic Acids Res. 1997. Vol. 25. P. 4679-4684.

105. Degtjareva G.V., Casper S.J., Hellwig F.H., Schmidt A.R., Sokoloff D.D. Morphology and nrlTS phylogeny of the genus Pinguicula L. (Lentibulariaceae), with special attention to embryo evolution // Plant Biol. 2006. Vol. 8. P. 1-13.

106. Degtjareva G.V., Kramina Т.Е., Sokoloff D.D., Samigullin Т.Н., Valliejo-Roman C.M., Antonov A.S. Phylogeny of the genus Lotus (Leguminosae, Loteae): evidence from nrlTS sequences and morphology // Can. J. Bot. 2006. Vol. 84. P. 813-830.

107. Diaz Lifante Z. Doryenium Mill. // Flora Iberica. Vol. 7 (2). Madrid: Real Jardfn Botanlco, 2000. P. 812-823.

108. Dlez M.J., Ferguson I.K. Studies of the pollen morphology and taxonomy of the tribes Loteae and Coronilleae (Leguminosae: Papilionoideae) 1. Anthyilis L. and related genera // Lagascalia. 1990. Vol. 16. P. 77-94.

109. Di'ez M.J., Ferguson I.K. The pollen morphology of the tribes Loteae and Coronilleae (Papilionoideae: Loteae). 2, Lotus L. and related genera // Rev. Palaeobot. Palynol. 1994. Vol. 81. P. 233-255.

110. Domin K. Morphologische und phylogenetische Studien iiber die Familie der Umbelliferen. II // Bulletin international de l'Academie des Sciences. Classe des Sciences mathematiques, naturelles, etc. Prague. 1909. Vol. 13. P. 108-153.

111. Domlnguez E., Galiano E.F. Revision del genero Tetragonolobus Scop. (Fabaceae) // Lagascalia. 1979. Vol. 8. P. 189-214.

112. Downie S.R., Katz-Downie D.S. A molecular phylogeny of Apiaceae subfamily Apioideae: evidence from nuclear ribosomal DNA internal transcribed spacer sequences // Am. J. Bot. 1996. Vol. 83. P. 234-251.

113. Downie S.R., Katz-Downie D.S., Spalik K. A phylogeny of Apiaceae tribe Scandieeae: evidence from nuclear ribosomal DNA internal transcribed spacer sequences // Am. J. Bot. 2000. Vol. 87. P. 76-95.

114. Doyle J. J. Gene trees and species trees: molecular systematics as one-character taxonomy// Syst. Bot. 1992. Vol. 17. P. 144-163.

115. Doyle J.J., Doyle J.L. A rapid isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue // Phytochem. Bull. 1987. Vol. 19. P. 11-15.

116. Doyle J.J., Doyle J.L., Ballenger J.A., Dickson E.E., Kajita Т., Ohashi H. A phylogeny of the chloroplast gene rbcL in the Leguminosae: taxonomic correlations and insights into the evolution of nodulation // Am. J. Bot. 1997. Vol. 84. P. 541-554.

117. Doyle J.A., Endress P.K. Morphological phylogenetic analysis of basal angiosperms: comparison and combination with molecular data// Int. J. Plant Sci. 2000. Vol. 161. P. 121-153.

118. Doyle J.J., Gaut B.S. Evolution of genes and taxa: a primer // Plant Mol. Biol. 2000. Vol. 42. P. 1-23.

119. Doyle J.J., Kanazin V., Shoemaker R.C. Phylogenetic utility of histone H3 intron sequences in the perennial relatives of soybean (Glycine: Leguminosae) // Mol. Phylogenet. Evol. 1996. Vol. 6. P. 438-447.

120. Drude C.G.O. Umbelliferae // Engler A., Prantl K. (eds.) Die natiirlichen Pflanzenfamilien 3 (8). Leipzig, Germany: Wilhelm Engelmann, 1898. S. 63-250.

121. Edgar R.C. MUSCLE: multiple sequence alignment with high accuracy and high throughput // Nucleic Acids Res. 2004. Vol. 32. № 5. P. 1792-1797.

122. Efron В., Halloran E., Holmes S. Bootstrap confidence levels for phylogenetic trees // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. Vol. 93. P. 13429-13429.

123. Elder J.D., Turner В,J. Concerted evolution of repetitive DNA sequences in eukaryotes // Quart. Rev. Biol. 1995. Vol. 70. P. 297-320.

124. Emshwiller E., Doyle J.J. Chloroplast-expressed glutamine synthetase (ncpGS): potential utility for phylogenetic studies with an example from Oxalis (Oxalidaceae) // Mol. Phylogenet. Evol. 1999. Vol. 12. P. 310-319.

125. Engstrand L. Generic delimitation of Bunium, Conopodium and Geocaryum (Umbelliferae)//Botaniska Notiser. 1973. Vol. 126. P. 146-154.

126. Engstrand L. Biosystematics and taxonomy in Geocaryum Cosson (Umbelliferae). Sweden, Lund: University of Lund, 1977. 126 p.

127. Faith D.P., Cranston P.S. Could a cladogram this short have arisen by chance alone? On permutation tests for cladistics structure // Cladistics. 1991. Vol. 7. P. 1-28.

128. Farris J.S. The retention index and homoplasy excess // Syst. Zool. 1989. Vol. 38. P. 406407.

129. Farris J.S., Albert V.A., Kallersjo M., Lipscomb D., Kluge A.G. Parsimony jackknifmg outperforms neighbor-joining// Cladistics. 1996. Vol. 12. P. 99-124.

130. Felsenstein J. Cases in which parsimony and compatibility methods will be positively misleading// Syst. Zool. 1978. Vol. 27. P. 401-410.

131. Felsenstein J. Evolutionary trees from DNA sequences: A maximum likelihood approach //J. Mol. Evol. 1981. Vol. 17. P. 368-376.

132. Felsenstein J. Confidence limits on phylogenies: an approach using the bootstrap // Evolution. 1985. Vol. 39. P. 783-791.

133. Felsenstein J. PHYLIP (Phylogeny Inference Package) version 3.5c. Distributed by the author. Seattle: Department of Genetics, University of Washington, 1993.

134. Fitch W.M. On the problem of discovering the most parsimonious tree // Amer. Nat. 1977. Vol.111. P. 223-257.

135. Fitch W.M. A non-sequential method for constructing trees and hierarchical classification // J. Mol. Evol. 1981. Vol. 18. P. 30-37.

136. Fitch W.M. Networks and viral evolution // J. Mol. Evol. 1997. Vol. 44. P. 65-75.

137. Forey P.L., Humphries C.J., Kitching I.L., Scotland R.W., Siebert D.J., Williams D.M. Cladistics. A practical course in systematics. Oxford: Clarendon Press, 1992. 191 p.

138. Franzke A., Mummenhoff K. Recent hybrid speciation in Cardamine (Brassicaceae) -conversion of nuclear ribosomal ITS sequences in statu nascendi // Theor. Appl. Genet. 1999. Vol. 98. P. 831-834.

139. Gatesy J., DeSalle R., Wheeler W. Alignment-ambiguous nucleotide sites and the exlusion of systematic data//Mol. Phylogenet. Evol. 1993. Vol. 2. P. 152-157.

140. Geneau de Lamarliere M.L. Recherches sur le developpement de quelques Ombelliferes // Revue generale de Botanique. 1893. Vol. 5. P. 159-171.

141. Gervais G.Y.F., Bruneau A. Phylogenetic analysis of a polyphyletic African genus of Caesalpinioideae (Leguminosae): Monopetalanthus Harms // Plant Syst. Evol. 2002. Vol. 235. P. 19-34.

142. Gillett J.B. Lotus in Africa south of the Sahara (excluding the Cape Verde islands and Socotra) and its distinction from Doryenium II Kew Bull. 1959. № 3 (1958). P. 361-381.

143. Givnish T.J., Sytsma K.J. Consistency, characters, and the likelihood of correct phylogenetic inference // Mol. Phylogenet. Evol. 1997. Vol. 7. P. 320-330.

144. Goebel K. Organographie der Pflanzen. Teil 3, H. 1. Jena: Verlag Gustav Fischer, 1932.

145. Goertzen L.R., Cannone J.J., Gutell R.R., Jansen R.K. ITS secondary structure derived from comparative analysis: implications for sequence alignment and phylogeny of the Asteraceae // Mol. Phylogenet. Evol. 2003. Vol. 29. P. 216-234.

146. Golenberg E.M., Clegg M.T., Durbin M.L., Doebley J., Ma D.P. Evolution of a noncoding region of the chloroplast genome // Mol. Phylogenet. Evol. 1993. Vol. 2. P. 52-64.

147. Golenberg E.M., Giannasi D.E., Clegg M.T., Smiley C.J., Durbin M., Henderson D., Zurawski G. Chloroplast DNA sequence from a Miocene magnolia species // Nature. 1993. Vol. 344. P. 656-658.

148. Goloboff P.A. Analysing large data sets in reasonable times; Solutions for composite optima // Cladistics. 1999a. Vol. 15. P. 415-428.

149. Goloboff P.A. Nona, version 2.0. Program and documentation. Tucuman, Argentina: Fundacion e Institute Miguel Lillo. 19996.

150. Goloboff P.A., Farris J.S., Nixon K. TNT: tree analysis using new technology. Program and documentation. 2003. www.zmuc.dk/public/phylogeny.

151. Goremykin V.V., Hirsch-Ernst K.I., Wolfl S., Hellwig F.H. Analysis of the Amborella trichopoda chloroplast genome sequence suggests that Amborella is not a basal angiosperm // Mol. Biol. Evol. 2003. Vol. 20. P. 1499-1505.

152. Gottlieb L.D., Ford V.S. Phylogenetic relationships among the sections of Clarkia (Ongraceae) inferred from the nucleotide sequences of PgiC II Syst. Bot. 1996. Vol. 21. P. 4562.

153. Gottschling M.,. Hilger H.H, Wolf М., Diane N. Secondary structure of the ITS1 transcript and its application in a reconstruction of the phylogeny of Boraginales // Plant Biol. 2001. Vol.3. P. 629-636.

154. Graham S.W., Olmstead R.G. Evolutionary significance of an unusual chloroplast DNA inversion found in two basal angiosperm lineages // Curr. Genet. 2000. Vol. 37. P. 183-188.

155. Grant W.F. Chromosomal evolution and aneuploidy in Lotus II Tsuchiya Т., Gupta P.K. (eds.) Chromosome engineering in plants: genetics, breeding, evolution, part B. Amsterdam: Elsevier Science Publishers, 1991. P. 429-447.

156. Grant W.F., Sidhu B.S. Basic chromosome number, cyanogenetic glucoside variation, and geographic distribution of Lotus species // Can. J. Bot. 1967. Vol. 45. P. 639-646.

157. Grob G.B., Gravendeel В., Eurlings M.C. Potential phylogenetic utility of the nuclear FLORICAULA/LEAFY second intron: comparison with three chloroplast DNA regions in Amorphophallus (Araceae) 11 Mol. Phylogenet. Evol. 2004. Vol. 30. P. 13-23.

158. Haccius B. Verbreitung und Ausbildung der Einkeimblattrigkeit bei den Umbelliferen // Oesterr. Bot. Zeitschr. 1952. Vol. 99. P. 493-505.

159. Haccius B. Histogenetische Untersuchungen an Wurzelhaude und Kotyledonarscheide geophiler Keimpflanzen (Podophyllum und Eranthis) // Planta. 1953. Vol. 41. P. 439-458.

160. Haccius B. Embryologische und histogenetische Studien an "monocotylen Dycotylen". I. Claytonia virginica L. // Oesterreichische Botanische Zeitschrift. 1954. Vol. 101. P. 283-303.

161. Haccius В., Hartl-Baude, E. Embryologische und histogenetische Studien an «monokotylen Dikotylen» II. Pinguicula vulgaris L. und Pinguicula alpina L. // Oesterr. Bot. Zeitschr. 1957. Vol. 103. P. 567-587.

162. Harshman J. The effect of irrelevant characters on bootstrap values // Syst. Biol. 1994. Vol. 43. P. 419-424.

163. Hartmann S., Nason J.D., Bhattacharya D. Extensive ribosomal DNA genie variation in the columnar cactus Lophocereus // J. Mol. Evol. 2001. Vol. 53. P. 124-134.

164. Hasegawa M, Kishino H, Yano T. Dating of the human-ape splitting by a molecular clock of mitochondrial DNA// J. Mol. Evol. 1985. Vol. 22. P. 160-174.

165. Hastings W.K. Monte Carlo sampling methods using Markov chains and their applications // Biometrika. 1970. Vol. 57. P. 97-109.

166. Hebert P.D.N., Cywinska A., Ball S.L., deWaard J.R. Biological identifications through DNA barcodes // Proc. R. Soc. Lond. B. 2003. Vol. 270. P. 313-321.

167. Hedtke Sh.M., Towsend T.M., Hillis D.M. Resolution of phylogenetic conflict in large data sets by increased taxon sampling // Syst. Biol. 2006. Vol. 55. P. 522-529.

168. Hegelmaier F. Embryologie von Carum bulbocastanum L. // Bot. Zeitung. 1875. Vol. 33.1. P. 75.

169. Hendy M.D., Penny D. Branch and bound algorithms to determine minimal evolutionary trees // Math. Biosci. 1982. Vol. 59. P. 277-290.

170. Hendy M.D., Penny D. A framework for the quantitative study of evolutionary trees // Syst. Zool. 1989. Vol. 38. P. 297-309.

171. Hennig W. Phylogenetic systematics. Urbana, 1966. 263 p.

172. Hershkovitz M.A., Zimmer E.A. Conservation patterns in angiosperm rDNA ITS2 sequences //Nucleic Acids Res. 1996. Vol. 24. P. 2857-2867.

173. Hillis D.M. Inferring complex phylogenies //Nature. 1996. Vol. 383. P. 130-131.

174. Hillis D.M. Taxonomic sampling, phylogenetic accuracy, and investigator bias // Syst. Biol. 1998. Vol. 47. P. 3-8.

175. Hillis D.M., Moritz C., Porter C.A., Baker R.J. Evidence of biased gene conversion in concerted evolution of ribosomal DNA // Science. 1991. Vol. 251. P. 308-310.

176. Holm T. Erigenia bulbosa Nutt. A morphological and anatomical study // Am. J. Sci., 4 series. 1901. Vol. 11. P. 63.

177. Huelsenbeck J.P., Bull J.J., Cunningham C.W. Combining data in phylogenetic analysis // Tree. 1996. Vol. 11. P. 152-158.

178. Huelsenbeck J.P., Crandall K.A. Phylogeny estimation and hypothesis testing using maximum likelihood // Annu. Rev. Ecol. 1997. Vol. 28. P. 437-466.

179. Huelsenbeck J.P., Larget В., Miller R.F., Ronquist F. Potential application and pitfalls of Bayesian inference of phylogeny // Syst. Biol. 2002. Vol. 51. P. 673-688.

180. Huson D.H., Bryant D. Application of phylogenetic networks in evolutionary studies // Mol. Biol. Evol. 2006. Vol. 23. P. 254-267.

181. Jansen K.R., Palmer J.D. A chloroplast DNA inversion marks an ancient evolutionary split in the sunflower family (Asteraceae) // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. Vol. 84. P. 58185822.

182. Jenner A.R. When molecules and morphology clash: reconciling conflicting phylogenies of the Metazoa by considering secondary character loss // Evol. Dev. 2004a. Vol. 6. P. 372-378.

183. Jenner R.A. Accepting partnership by submission? Morphological phylogenetics in a molecular millennium // Syst. Biol. 20046. Vol. 53. P. 333-342.

184. Jobson R.W., Albert V.A. Molecular rates parallel diversification contrasts between carnivorous plant sister lineages // Cladistics. 2002. P. 127-136.

185. Johnson L.A., Soltis D.E. Phylogenetic inference in Saxifragaceae sensu stricto and Gilia (Polemoniaceae) using matK sequences // Ann. Missouri Bot. Gard. 1995. Vol. 82. P. 149-175.

186. Jorgensen R.A., Cluster P.D. Modes and tempos in the evolution of nuclear ribosomal DNA: new character for evolutionary studies and new markers for genetic and population studies //Ann. Missouri Bot. Gard. 1988. Vol. 75. P. 1238-1247.

187. Joseph N., Krauskopf E., Vera M.I., Michot B. Ribosomal internal transcribed spacer 2 (ITS2) exhibits a common core of secondary structure in vertebrates and yeast // Nucleic Acids Res. 1999. Vol. 27. P. 4533^1540.

188. Jukes Т.Н., Cantor C.R. Evolution of protein molecules. // Munro H.M. (ed.) Mammalian protein metabolism. New York: Academic Press, 1969. P. 21-123.

189. Kass E., Wink M. Molecular evolution of the Leguminosae: phylogeny of the three subfamilies based on rbcL sequences // Biochem. Syst. Ecol. 1996 Vol. 24. P. 365-378.

190. Kato Т., Kaneko Т., Sato S., Nakamura Y., Tabata S. Complete structure of the chloroplast genome of a legume, Lotus japonicus IIDNA Res. 2000. Vol. 7. P. 323-330.

191. Katz Y.S., Danon A. The 3'-untranslated region of chloroplast psbA mRNA stabilizes binding of regulatory proteins to the leader of the message // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277. P. 18665-18669.

192. Kelchner S.A. The evolution of non-coding chloroplast DNA and its application in plant systematics // Ann. Missouri Bot. Gard. 2000. Vol. 482-498.

193. Kelchner S.A., Clark L.G. Molecular evolution and phylogenetic utility of the rpll 6 intron in Chusquea and the Bambusoideae (Poaceae) // Mol. Phylogenet. Evol. 1997. Vol. 8. P. 385-397.

194. Kelchner S.A., Wendel J.F. Hairpins create minute inversions in non-coding regions of chloroplast DNA // Curr. Genetics. 1996. Vol. 30. P. 259-262.

195. Kennedy M., Holland B.R., Gray R.D., Spencer H.G. Untangling long branches: identifying conflicting phylogenetic signals using spectral analysis, neighbor-net, and consensus networks // Syst. Biol. 2005. Vol. 54. P. 620-33.

196. Kim J. Large-scale phylogenies and measuring the performance of phylogenetic estimators // Syst. Biol. 1998. Vol. 47. P. 43-60.

197. Kim K.-J., Lee H.-L. Widespread occurance of small inversion in the chloroplast genomes of land plants // Mol. Cells. 2005. Vol. 19. P. 104-113.

198. Kim S.-C., Crawford D.J., Jansen R.K., Santos-Guerra A. The use of a non-coding region of chloroplast DNA in phylogenetic studies of the subtribe Sonchinae (Asteraceae: Lactuceae) // Plant Syst. Evol. 1999. Vol. 215. P. 85-99.

199. Kim S.-C., Lu C.T., Lepschi B.J. Phylogenetic positions of Actites megalocarpa and Sonchus hydrophilus (Sonchinae: Asteraceae) based on ITS and chloroplast non-coding DNA sequences//Australas. Syst. Bot. 2004. Vol. 17. P. 73-81.

200. Kimura M. A simple method for estimating evolutionary rates of base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences // J. Mol. Evol. 1980. Vol. 16. P.l 11-120.

201. Kishino H., Hasegawa M. Evaluation of the maximum likelihood estimate of the evolutionary tree topologies from DNA sequence data, and the branching order in the Hominoidea//J. Mol. Evol. 1989. Vol. 29. P. 170-179.

202. Kjer K.M. Use of rRNA secondary structure in phylogenetic studies to identify homologous positions: An example of alignment and data presentation from the frogs // Mol. Phylogenet. Evol. 1995. V. 4. P. 314- 330.

203. Kluge A.G. A concern for evidence and a phylogenetic hypothesis of relationships among Epicrates (Boidae, Serpentes) // Syst. Zool. 1989. Vol. 38. P. 7-25.

204. Kluge A., Farris J. Quantitative phyletics and the evolution of anurans // Syst. Zool. 1969. Vol. 18. P. 1-32.

205. Kluge A.G., Wolf A.J. Cladistics: what's in a word? // Cladistics. 1993. Vol. 9. P. 183199.

206. Knoop V., Miiller K. Gene und Stammbaume Ein Handbuch zur molekularen Phylogenetik. Miinchen: Spektrum Elsevier, 2006. 310 p.

207. Koch W.D.J. Generum tribuumque plantarum umbelliferarum nova distositio // Nova Acta Academiae Caesareae Leopoldino Carolinae Germanicae Naturae Curiosorum. 1824. T. 12. P. 55-156.

208. Koso-Poljansky B.M. Sciadophytorum systematis lineamenta // Bulletin de la Societe Imperiale des Naturalistes (Moscou). 1916. Vol. 29. P. 93-222.

209. Kramina Т.Е., Sokoloff D. D. Lotus roudairei Bonnet and taxonomic relationships between African and North American species of the tribe Loteae (Papilionaceae) // Adansonia. Ser.3. 1997. T. 19, №2. P. 321-328.

210. Kress W.J., Wurdack K.J., Zimmer E.A., Weigt L.A., Janzen D.H. Use of DNA barcodes to identify flowering plants // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. Vol. 102. P. 8369-8374.

211. Kulcheski F.R., Muschner V.C., Lorenz-Lemke A.P., Stehmann J.R., Bonatto S.L., Salzano F.M., Freitas L.B. Molecular phylogenetic analysis of Petunia Juss. (Solanaceae) // Genetica. 2006. Vol. 126. P. 3-14.

212. Kumar S., Tamura K., Nei M. MEGA3: integrated software for molecular evolutionary genetics analysis and sequence alignment // Brief. Bioinform. 2004. Vol. 5. P. 150-163.

213. Maddison D.R. The discovery and importance if multiple islands of most parsimonios trees // Syst. Zool. 1991. Vol. 40. P. 315-328.

214. Mai C.J., Coleman A.W. The internal transcribed spacer 2 exhibits a common secondary structure in green algae and flowering plants // J. Mol. Evol. 1997. Vol. 44. P. 258-271.

215. Markos S., Baldwin B.G. Structure, molecular evolution, and phylogenetic utility of the 5' region of the external transcribed spacer of 18S-26S rDNA in Lessingia (Compositae, Astereae) // Mol. Phylogenet. Evol. 2002. Vol. 23. P. 214-228.

216. Martin W., Deusch 0., Stawski N., Grunheit N., Goremykin V. Chloroplast genome phylogenetics: why we need independent approaches to plant molecular evolution // Trends Plant Sci. 2005. Vol. 10. P. 203-209.

217. Martin W., Stoebe В., Goremykin V., Hapsmann S., Hasegawa M., Kowallik K.V. Gene transfer to the nucleus and the evolution of chloroplasts // Nature. 1998. Vol. 393. P. 162-165.

218. Mavrodiev E.V., Edwards C.E., Albach D.C., Gitzendanner M.A., Soltis P.S., Soltis D.E. Phylogenetic relationships in subtribe Scorzonerinae (Asteraceae: Cichorioideae: Lactuceae) based on ITS sequence data // Taxon. 2004. Vol. 53. P. 699-712.

219. Mayol M., Rossello J.A. Why nyclear ribosomal DNA spacers (ITS) tell different stories in Quercus II Mol. Phylogenet. Evol. 2001. Vol. 19. P. 167-176.

220. Meimberg H., Heubl G. Introduction of a nuclear marker for phylogenetic analysis of Nepenthaceae // Plant Biol. 2006. Vol. 8. P. 831-840.

221. Metropolis N., Rosenbluth A.W., Rosenbluth M.N., Teller A.H., Teller E. Equation of state calculations by fast computing machines // J. Chem. Phys. 1953. Vol. 21. P. 1087-1091.

222. Miikeda O., Kita K., Handa Т., Yukawa T. Phylogenetic relationships of Clematis (Ranunculaceae) based on chloroplast and nuclear DNA sequences // Bot. J. Linn Soc. 2006. Vol. 152. P. 153-168.

223. Miyamoto M.M., Fitch W.M. Testing species phylogenies and phylogenetic methods with congruence // Syst. Biol. 1995. Vol. 44. P. 64-76.

224. Morrison D.A., Ellis J.T. Effects of nucleotide sequence alignment on phylogeny estimation: a case study of 18S rDNAs of Apicomplexa // Mol. Biol. Evol. 1997. Vol. 14. P. 428-441.

225. Muller F.M, Seedlings of the North-western European lowland. A flora of seedlings. The Hague: W. Junk Publishers, 1978. 654 p.

226. Muller K. PRAP computation of Bremer support for large data sets // Mol. Phylogenet. Evol. 2004. Vol. 31. P. 780-782.

227. Muller K., Borsch T. Phylogenetics of Utricularia (Lentibulariaceae) and molecular evolution of the trnK intron in a lineage with high substitutional rates // Plant Syst. Evol. 2005. Vol. 250. P. 39-67.

228. Muse S.V. Examining rates and patterns of nucleotide substitution in plants // Plant Mol. Biol. 2000. Vol. 42. P. 25-43.

229. Nandy O.J., Chase M.W., Endress P.K. A combined cladistic analysis of angiosperm using rbcL and nonmolecular data sets // Ann. Missouri Bot. Gard. 1998. Vol. 85. P. 137-212.

230. Nanni L., Ferradini N., Taffetani F., Papa R. Molecular phylogeny of Anthyllis spp. // Plant Biol. 2004. Vol. 6. P. 454-464.

231. Nazar R.N. Ribosomal RNA processing and ribosome biogenesis in eukaryotes // IUBMB Life. 2004. Vol. 56. P. 457-465.

232. Nickelsen J., Link G. Nucleotide sequence of the mustard chloroplast genes trnU and rps\9' II Nucleic Acids Res. 1990. Vol. 18. P. 1051.

233. Nickrent D.L., Blarer A., Qiu Y.-L., Vidal-Russell R., Anderson F.E. Phylogenetic inference in Rafflesiales: the influence of rate heterogeneity and horizontal gene transfer // BMC Evol. Biol. 2004. Vol. 4: 40.

234. Nixon K.C. The parsimony ratchet, a new method for rapid parsimony analysis // Cladistics. 1999a. Vol. 15. P. 407-414.

235. Nixon K.C. WinClada ver. 0.9.9. Ithaca, 19996.

236. Oh S.H., Potter D. Phylogenetic utility of the second intron of LEAFY in Neillia and Stephanandra (Rosaceae) and implications for the origin of Stephanandra II Mol. Phylogenet. Evol. 2003. Vol. 29. P. 203-215.

237. Ogden Т.Н., Rosenberg M.S. Multiple sequence alignment accuracy and phylogenetic inference// Syst. Biol. 2006. Vol. 55. P. 314-328.

238. Ogihara Y., Terachi Т., Sasakuma T. Intramolecular recombination of chloroplast genome mediated by short direct-repeat sequences in wheat species // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. Vol. 85. P. 8571-8577.

239. O'Kane S.L., Schaal B.A., Al-Shehbaz I.A. The origins of Arabidopsis suecica (Brassicaceae) as indicated by nuclear rDNA sequences // Syst. Bot. 1996. Vol. 21. P. 559-566.

240. Olmstead R. Phylogeny, phenotypic evolution, and biogeography of the Scutellaria angustifolia complex (Lamiaceae): inference from morphological and molecular data // Syst. Bot. 1989. Vol. 14. P. 320-338.

241. Olmstead R.G., Scotland R.W. Molecular and morphological datasets // Taxon. 2005. Vol. 54. P. 7-8.

242. Olmstead R.G., Palmer J.D. Chloroplast DNA systematics: a review of methods and data analysis//Am. J. Bot. 1994. Vol. 81. P. 1205-1224.

243. Olson M.E. Combining data from DNA sequences and morphology for a phylogeny of Moringaceae (Brassicales) // Syst. Bot. 2002. Vol. 27. P. 55-73.

244. Ottley A.M. The American Loti with special consideration of a proposed new section, Simpeteria // Brittonia. 1944. Vol. 5. P. 81-123.

245. Page R.D.M. TREEVIEW: An application to display phylogenetic trees on personal computers // Computer Applications in the Biosciences. 1996. Vol. 12. P. 357-358.

246. Palmer J.D. Comparative organization of chloroplast genomes. // Ann. Rev. Genet. 1985. Vol. 19. P. 325-354.

247. Palmer J.D. Contrasting modes and tempos of genome evolution in land plant organelles // Trends Genet. 1990. Vol. 6. P. 115-20.

248. Palmer J.D., Jansen R.K., Michaels H., Manhart J., Chase M. Chloroplast DNA variation and plant phylogeny // Ann. Missouri Bot. Gard. 1988. Vol. 75. P. 1180-1206.

249. Palmer J.D., Osorio В., Thompson W. F. Evolutionary significance of inversions in legume chloroplast DNAs // Curr. Genet. 1988. Vol. 14. P. 65-74.

250. Palmer J.D., Thompson W.F. Chloroplast DNA rearrangements are more frequent when a large inverted repeated sequence is lost // Cell. 1982. Vol. 29. P. 537-550.

251. Patterson C., Williams D.M., Humphries C.J. Congruence between molecular and morphological phylogenies//Annu. Rev. Ecol. Syst. 1993. Vol. 24. P. 153-188.

252. Penny D., Hendy M.D. Estimating the reliability of evolutionary trees // Mol. Biol. Evol. 1986. Vol. 3. P. 403-417.

253. Perry A.S., Brennan S., Murphy D.J., Kavanagh T.A., Wolfe K.H. Evolutionary reorganisation of a large operon in adzuki bean chloroplast DNA caused by inverted repeat movement // DNA Res. 2002. Vol. 9. P. 157-162.

254. PerryA.S., Wolfe K.H. Nucleotide substitution rates in legume chloroplast DNA depend on the presence of the inverted repeat // J. Mol. Evol. 2002. Vol. 55. P. 501-508.

255. Peterson A., John H., Koch E., Peterson J. A molecular phylogeny of the genus Gage a (Liliaceae) in Germany inferred from non-coding chloroplast and nuclear DNA sequences // Plant Syst. Evol. 2004. Vol. 245. P. 145-162.

256. Phillips M.J., Delsuc F., Penny D. Genome-scale phylogeny and the detection of systematic biases // Mol. Biol. Evol. 2004. Vol. 21. P. 1455-1458.

257. Pimenov M.G. Les Ombelliferes d'Asie Moyenne // Ombelliferes. Contrib. pluridiscip. syst. Actes 2e Symp. Int. Perpignan. 1978. P. 33-46.

258. Pimenov M.G., Lavrova T.V. Second species of the genus Tamamschjania M.Pimen. et Kljuykov (Umbelliferae) // Feddes Repert. 1994. Vol. 105. P. 433-436.

259. Plunkett G.M., Soltis D.E., Soltis P.S. Evolutionary patterns in Apiaceae: inferences based on matK sequence data// Syst. Bot. 1996. Vol. 21. P. 477-495.

260. Polhill R.M. Complete synopsis of legume genera // F.A.Bisby, J.Buckingham, J.B.Harborne (eds.). Phytochemical dictionary of the Leguminosae. Vol. 1. London etc.: Chapman & Hall, 1994. P. xlix-lvii.

261. Polhill R.M. Loteae and Coronilleae // R. M. Polhill and P. H. Raven (eds.). Advances in Legume Systematics. P. 1. Kew: Royal Botanic Gardens, 1981. P. 371-374.

262. Pollock D.D., Zwickl D.J., McGuire J.A., Hillis D.M. Increased taxon sampling is advantageous for phylogenetic inference // Syst. Biol. 2002. Vol. 51. P. 664-671.

263. Posada D., Buckley T.R. Model selection and model averaging in phylogenetics: advantages of Akaike information criterion and Bayesian approaches over likelihood ratio tests // Syst. Biol. 2004. Vol. 53. P. 793-808.

264. Posada D., Crandall K.A. MODELTEST: testing the model of DNA substitution // Bioinformatics. 1998. Vol. 14. P. 817-818.

265. Prather L.A., Jansen R.K. Phylogeny of Cobaea (Polemoniaceae) based on sequence data from the ITS region of nuclear ribosomal DNA I I Syst. Bot. 1998. Vol. 23. P. 57-72.

266. Quicke D.L.J., Taylor J., Purvis A. Changing the landscape: a new strategy for estimating large phylogenies // Syst. Biol. 2001. Vol. 50. P. 60-66.

267. Ranwez V., Gascuel O. Quartet-based phylogenetic inference: improvements and limits // Mol. Biol. Evol. 2001. Vol. 18. P. 1103-1116.

268. Raubeson L.A., Jansen R.K. A rare chloroplast-DNA mutation is shared by all conifers // Biochem. Syst. Ecol. 1992a. Vol. 20. P. 17-24.

269. Raubeson L.A., Jansen R.K. Chloroplast DNA evidence on the ancient evolutionary split in vascular land plants // Science. 19926. Vol. 255. P. 1697-1699.

270. Razafimandimbison S.G., Kellogg E.A., Bremer B. Recent origin and phylogenetic utility of different ITS putative pseudogenes: a case study from Naucleeae (Rubiaceae) // Syst. Biol. 2004. Vol.53. P. 177-192.

271. Rechinger K.H. Securigera, Anthyilis, Doryenium, Pseudolotus, Podolotus, Hymenocarpos, Hippocrepis, Coronilla, Ornithopus, Scorpiurus II Rechinger K.H. et al. Flora Iranica. № 157. Graz: Akademische Druck- u. Verlagsanstall, 1984. S. 342-363.

272. Rikli M. Die Gattung Dorycnium II Bot. Jahrb. 1901. Bd. 31. S. 314-404.

273. Ritland C.E., Ritland K., Straus N.A. Variation in the ribosomal internal transcribed spacers (ITS1 and ITS2) among eight taxa of the Mimulus guttatus species complex // Mol. Biol. Evol. 1993. Vol. 10. P. 1213-1288.

274. Ritz C.M., Schmuths H., Wissemann V. Evolution by reticulation: european dogroses originated by multiple hybridization across the genus Rosa II J. Hered. 2005. Vol. 96. P. 4-14.

275. Rodrigo A.G., Kelly-Borges M., Berquist P.R., Berquist P.L. A randomization test of the null hypothesis that two cladograms are sample estimates of a parametric phylogenetic tree // N.Z.J. Bot. 1993. Vol. 31. P. 257-268.

276. Rodriguez R., Olivier J.L., Marin A., Medina J.R. The general stochastic model of nucleotide substitution // J. Theor. Biol. 1990. Vol. 142. P. 485-501.

277. Rogers S.O., Bendich A.J. Ribosomal RNA genes in plants: variability in copy number and in the intergenic spacer // Plant Mol. Biol. 1987. Vol. 9. P. 509-520.

278. Ronquist F., Huelsenbeck J.P. MrBayes 3: Bayesian phylogenetic inference under mixed models //Bioinformatics. 2003. Vol. 19. P. 1572-1574.

279. Rosenberg M.S., Kumar S. Incomplete taxon sampling is not a problem for phylogenetic inference // Proc. Nati. Acad. Sci. USA. 2001. Vol. 98. P. 10751-10756.

280. Rothmaler W. Familie Doldengewachse Apiaceae Lindl. od. Umbelliferae Juss. // Jager E.J., Werner K. Exkursionsflora von Deutschland. Bd. 2. Berlin: Spectrum Akademischer Verlag, 1999. S. 337-356.

281. Ruhlman Т., Lee S.-B., Jansen R.K., Hostetler J.B., Tallon L.J., Town C.D., Daniell H. Complete plastid genome sequence of Daucus carota: implications for biotechnology and phylogeny of angiosperms // BMC Genomics. 2006. Vol. 7: 222.

282. Saitou N., Nei M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. 1987. Vol.14. P. 406-425.

283. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular cloning. A laboratory manual. // New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989.

284. Sanderson M.J. In search of homoplastic tendencies: statistical inference of topological patterns in homoplasy // Evolution. 1991. Vol. 45. P. 351-358.

285. Sanderson M.J., Purvis A., Henze C. Phylogenetic supertrees: assembling the trees of life // Trends Ecol. Evol. 1998. Vol. 13. P. 105-109.

286. Sanderson M.J., Shaffer H.B. Troubleshooting molecular phylogenetic analyses // Annu. Rev. Ecol. Syst. 2002. Vol. 33. P. 49-72.

287. Sanderson M.J., Wojcieehowski M.F. Improved bootstrap confidence limits in large-scale phylogenies, with an example from Neo-Astragalus (Leguminosae) // Syst. Biol. 2000. Vol. 49. P. 671-685.

288. Sang Т., Crawford D.J., Stuessy T.F. Chloroplast DNA phylogeny, reticulate evolution, and biogeography of Paeonia (Paeoniaceae) // Am. J. Bot. 1997. Vol. 84. P. 1120-1136.

289. Saski C., Lee S.-B., Daniell H., Wood T.C., Tomkins J., Kim H.-G., Jansen R.K. Complete chloroplast genome sequence of Glycine max and comparative analyses with other legume genomes // Plant Mol. Biol. 2005. Vol. 59. P. 309-322.

290. Schmidt B. Beitrage zur Kenntnis der Sippenstructur der Gattung Coronilla L. // Feddes Repert. 1979. Bd. 90. S. 257-361.

291. Schmidt H.A., Strimmer K., Vingron M., von Haeseler A. TREE-PUZZLE: maximum likelihood phylogenetic analysis using quartets and parallel computing // Bioinformatics. 2002. Vol. 18. P. 502-504.

292. Schultz J., Maisel S., Gerlach D., Miiller Т., Wolf M. A common core of secondary structure of the internal transcribed spacer 2 (1TS2) throughout the Eukaryota // RNA. 2005. Vol. 11. P. 361-364.

293. Scotland R.W., Olmstead R., Bennett J.R. Phylogeny reconstruction: the role of morphology // Syst. Biol. 2003. Vol. 52. P. 539-548.

294. Sharkey M.J., Leathers J.W. Majority does not rule: the trouble with majority-rule consensus trees // Cladistics. 2001. Vol. 17. P. 282-284.

295. Small R.L., Wendel J. F. Phylogeny, duplication, and intraspecific variation of Adh sequences in New World diploid cottons (Gossypium L., Malvaceae) // Mol. Phylogenet. Evol. Vol. 16. P. 73-84.

296. Smissen R.D., Garnock-Jones P.J., Chambers G.K. Phylogenetic analysis of ITS sequences suggests a Pliocene origin for the bipolar distribution of Scleranthus (Caryophyllaceae)//Austral. Syst. Bot. 2003. Vol. 16. P. 301-315.

297. Smith S.E. Influence of parental genotype on plastid inheritance in Medicago sativa II The Journal of Heredity. 1998. Vol. 80. P. 214-217.

298. Smith J.F. Phylogenetic signal common to three data sets: combining data which initially appear heterogeneous // Plant Syst. Evol. Vol. 2000. 221. P. 179-198.

299. Smith R.L, Sytsma K.J. Evolution of Populus nigra (section Aigeros): introgressive hybridization and the chloroplast contribution of Populus alba (section Populus) II Am. J. Bot. 1990. Vol. 77. P. 1176-1187.

300. Smith J.F., Sytsma K.J. Molecules and morphology: congruence of data in Columnea (Gesneriaceae) // Plant Syst. Evol. 1994. Vol. 193. P. 37-52.

301. Sokoloff D.D. Ottleya, a new genus of Papilionaceae-Loteae from North America // Feddes Repert. 1999. Bd. 110, H. 1-2. P. 89-97.

302. Sokoloff D.D. New combinations in Acmispon (Leguminosae, Loteae) // Ann. Bot. Fennici. 2000a. Bd. 37, H. 2. P. 125-131.

303. Sokoloff D.D. New combinations in Hosackia Douglas ex Benth. (Leguminosae: Loteae) // Kew Bull. 20006. Vol. 55, № 4. P. 1009-1010.

304. Sokoloff D.D. Cladistic analysis of the tribe Loteae (Leguminosae) based on morphological characters // Pandey A.K., Wen J., Dogra J.V.V. (eds.) Plant Taxonomy: Advances and Relevance. New Delhi: CBS Publishers & Distributors, 2006. P. 45-81.

305. Sokoloff D.D., Lock J.M. Loteae DC. // G.P. Lewis, B.D. Schrire, B.A. Mackinder, J.M. Lock (eds.). Legumes of the World. Kew: Royal Botanic Gardens. 2005.

306. Soltis D.E., Soltis P.S., Endress P.K., Chase M.W. Phylogeny and evolution of angiosperms. Sunderland, Massachusetts: Sinauer Associates, 2005. 370 p.

307. Soltis P.S., Novak S.J. Polyphyly of the tuberous Lomatium (Apiaceae): cpDNA evidence for morphological convergence // Syst. Bot. 1997. Vol. 22. P. 99-112.

308. Soltis D.E., Soltis P.S., Collier T.G., Edgerton M.L. Chloroplast DNA variation within and among genera of the Heuchera group (Saxifragaceae); Evidence for chloroplast transfer and paraphyly//Am. J. Bot. 1991. Vol. 78. P. 1091-1112.

309. Soltis D.E., Soltis P.S. Choosing an approach and an appropriate gene for phylogenetic analysis // Soltis D.L., Soltis P.S., Doyle J.J. (eds.) Molecular Systematics of Plants II. Boston: Kluwer, 1998. P. 1-42.

310. Soltis D.E., Soltis P.S. The role of phylogenetics in comparative genetics // Plant Physiol. 2003. Vol. 132. P. 1790-1800.

311. Soltis P.S., Soltis D.E. Applying the bootstrap in phylogeny reconstruction // Statistical Science. 2003 Vol. 18. P. 256-267.

312. Stenglein S.A., Arambarri A.M., Colares M.N., Novoa M.C., Vizcaino C.E. Leaf epidermal characteristics of Lotus subgenus Acmispon (Fabaceae: Loteae) and a numerical taxonomic evaluation // Can. J. Bot. 2003. Vol. 81. P. 933-944.

313. Stern D.B., Gruissem W. Control of plastid gene expression: 3'inverted repeats act as mRNA processing and stabilizing elements, but do not terminate transcription // Cell. 1987. Vol. 51. P. 1145-1157.

314. Stern D.B., Jones H., Gruissem W. Function of plastid mRNA 3' inverted repeats // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264. P. 18742-18750.

315. Stevanovic S., Rice D.W., Palmer J.D. Long branch attraction, taxon sampling, and the earliest angiosperms: Amborella or monocots? // BMC Evol. Biol. 2004. Vol. 4: 35.

316. Stewart C.-B. The powers and pitfakks of parsimony // Nature (London). 1993. Vol. 361. P. 603-607.

317. Strimmer K., von Haeseler A. Quartet puzzling: a quartet maximum-likelihood methods for reconstructing tree topologies // Mol. Biol. Evol. 1996. Vol. 13. P. 964-969.

318. Strimmer K.S. Maximum likelihood methods in molecular phylogenetics // PhD Dissertation. Muenchen, 1997.

319. Sugiura M. The chloroplast genome // Plant Mol. Biol. 1992. Vol. 19. P. 149-168.

320. Swofford D.L. PAUP*: version 4.0. Sunderland, Massachusetts: Inc. Publishers, Sinauer Associates, 2003.

321. Swofford D.L., Olsen G.J., Waddell P.J., Hillis D.M. Phylogenetic inference // Hillis D.M., Mable B.K., Moritz C. (eds.) Molecular systematics, 2nd Ed. Sunderland, Massachusetts: Sinauer Associates, 1996. P. 407-514.

322. Sytsma K. J. DNA and morphology: inference of plant phylogeny // Trends Ecol. Evol. 1990. Vol. 5 P. 104-110.

323. Taira Т., Kato A., Tanifuji S. Difference between two major size classes of carrot rDNA repeating units is due to reiteration of sequences of about 460 bp in the large spacer // Mol. Gen. Genet. 1988. Vol. 213. P. 170-174.

324. Talavera S., Salgueiro F.J. Sobre el tratamiento de la familia Leguminosae en Flora Iberica // Lagascalia. 1999. Vol. 21. P. 155-222.

325. Tate J.A., Simpson B.B. Paraphyly of Tarasa (Malvaceae) and diverse origins of the polyploid species // Syst. Bot. 2003. Vol. 28. P. 723-737.

326. Taubert P. Leguminosae // Engler A. u. Prantl K. Die natiirlichen Pflanzen-familien. Teil 3, Abt. 3. Leipzig: W. Engelmann, 1894. S. 70-385.

327. Thompson K. Cotyledon number in Conopodium majus II Watsonia. 1988. Vol. 17. P. 95.

328. Tikhomirov V.N., Sokoloff D.D. Taxonomic position of Vermifrux abyssinica (A. Rich.) Gillett and taxonomy of the tribe Loteae s. 1. (Papilionaceae) // Feddes Repert. 1997. Bd. 108. H. 5-6. P.335-344.

329. Tinoko I., Uhlenbeck O.C., Levine M.D. Estimation of secondary structure in ribonucleic acids //Nature (London). 1971. Vol. 230. P. 362-367.

330. Tonkyn J.C., Gruissem W. Differential expression of the partially duplicated chloroplast S10 ribosomal protein operon // Mol. Gen. Genet. 1993. Vol. 241. P. 141-152.

331. Troitsky A.V., Bobrova V.K. 23S-derived small ribosomal RNAs. Their structure and evolution with references to plant phylogeny // S.K. Dutta (ed.). DNA Systematics. Vol. II. Boca Raton: CRC Press Inc. 1986. P. 137-170.

332. Tronchet F., Plankett G.M., Jeremie J., Lowry P.P. Monophyly and major clades of Meryta (Araliaceae) // Syst. Bot. 2005. Vol. 30. P. 657-670.

333. Valdes B. Lotus L., Tetragonolobus Scop. // Flora Iberica. Vol. 7 (2). Madrid: Real Jardin Botanico, 2000. P. 776-812; 823-829.

334. Valiejo-Roman C.M., Terentieva E.I., Samigullin Т.Н., Pimenov M.G. Relationships among genera in Saniculoideae (Umbelliferae) and connected taxa inferred from ITS sequences of nuclear ribosomal DNA // Taxon. 2002. Vol. 51. P. 91-101.

335. Valiejo-Roman C.M., Terentieva E.I., Samigullin Т.Н., Pimenov M.G., Ghahremani-Nejad F., Mozaffarian V. Molecular data (nrlTS-sequencing) reveal relationships among Iranian endemic taxa of the Umbelliferae // Feddes Repert. 2006. Vol. 117. P. 367-388.

336. Van de Peer Y., De Wachter R. Construction of evolutionary distance trees with TREECON for Windows: accounting for variation in nucleotide substitution rate among sites // Comput Appl Biosci. 1997. V. 13. P. 227-230.

337. Van Ham R.C.H.J., Hart H., Mes T.H.M., Sandbrink J.M. Molecular evolution of noncoding regions of the chloroplast genome in the Crassulaceae and related species // Curr. Genet. 1994. Vol. 25. P. 558-566.

338. Vasil'eva M.G., Kljujkov E.V., Pimenov M.G. Karyotaxonomic analysis of the genus Bunium (Umbelliferae) // Plant Syst. Evol. 1985. Vol. 149. P. 71-88.

339. Vaughn J.C., Mason M.T., Sperwhitis G.L., Kuhlman P., Palmer J.D. Fungal origin by horizontal transfer of a plant mitochondrial group I intron in the chimeric coxl gene of Peperomia II J. Mol. Evol. 1995. Vol. 41. P. 563-572.

340. Vingron M., Waterman S. Sequence alignment and penalty choice: review of concepts, case studies and implications // J. Mol. Biol. 1994. Vol. 235. P. 1-12.

341. Vivek B.S., Ngo Q.A., Simon P.W. Evidence for maternal inheritance of the chloroplast genome in cultivated carrot (Daucus carota L. ssp. sativus) И Theor. Appl. Genet. 1999. Vol. 98. P. 669-672.

342. Wei X.-X., Wang X.-Q. Recolonisation and radiation in Larix (Pinaceae): evidence from nuclear ribosomal DNA paralogues // Mol. Ecol. 2004. Vol. 13. P. 3115-3123.

343. Wen J., Lowry II P.P., Walek J.L., Yoo K.-O. Phylogenetic and biogeographic diversifications in Osmorhiza (Apiaceae) // Ann. Missouri Bot. Gard. 2002. Vol. 89. P. 414-428.

344. Wheeler W.C. Sequence alignment, parameter sensivity, and the phylogenetic analysis of molecular data// Syst. Biol. 1995. Vol. 44. P. 321-331.

345. Wiens J.J. The role of morphological data in phylogeny reconstruction // Syst. Biol. 2004. Vol. 53. P. 653-661.

346. Wiens J.J., Chippindale P.T., Hillis D.M. When are phylogenetic analyses mislead by convergence? A case study in Texas cave salamanders // Syst. Biol. 2003. Vol. 52. P. 501-514.

347. Wilson K.S., von Hippel P.H. Transcription termination at intrinsic terminators: the role of the RNA hairpin // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. Vol. 92. P. 8793-8797.

348. Wissemann V. Genetic constitution of Rosa Sect. Caninae (R. canina, R. jundzillii) and Sect. Gallicanae (R. gallica) Hi. Appl. Bot. 1999. Vol. 73. P. 191-196.

349. Wissemann V. Molecular evidence for allopolyploid origin of the Rosa canina complex (Rosaceae, Rosoideae) // J. Appl. Bot. 2002. Vol. 76. P. 176-178.

350. Wojciechowski M.F., Lavin M., Sanderson M. J. A phylogeny of legumes (Leguminosae) based on analysis of the plastid matK gene resolves many well-supported subclades within the family//Am. J. Bot. 2004. Vol. 91. P. 1846-1862.

351. Wolfe K.H., Li W.-H., Sharp P.M. Rates of nucleotide substitution vary greatly among plant mitochondrial, chloroplast, and nuclear DNAs // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. Vol. 84. P. 9054-9058.

352. Wolff H. Umbelliferae Apioideae - Ammineae - Carinae, Ammineae novemjugatae et genuinae // Engler A. Das Pflanzenreich. Bd. 90. Hf. 4. Leipzig. 1927.

353. Won H., Renner S.S. The internal transcribed spacer of nuclear ribosomal DNA in the gymnosperm Gnetum II Mol. Phylogenet. Evol. 2005. Vol. 36. P. 581-597.

354. Wortley A.H., Scotland R.W. The effect of combining molecular and morphological data in published phyligenetic analyses // Syst. Biol. 2006. Vol. 55. N 4. P. 677-685.

355. Xu S. Phylogenetic analysis under reticulate evolution // Mol. Biol. Evol. 2000. Vol. 17. P. 897-907.

356. Yakovlev G.P., Sytin A.K, Roskov Yu.R. Legumes of Northern Eurasia: a checklist. Kew: Royal Botanic Gardens, 1996. 724 p.

357. Yang Y.W., Lai K.N., Tai P.Y., Ma D.P., Li W.H. Molecular phylogenetic studies of Brassica, Rorippa, Arabidopsis, and allied genera based on the internal transcribed spacer region of 18S-25S rDNA // Mol. Phylogenet. Evol. 1999. Vol. 13. P. 455-462.

358. Yang Z. Among-site variation and its impact on phylogenetic analyses // Trends Ecol. Evol. 1996. Vol. 11. P. 367-372.

359. Yang Z. PAML: a program package for phylogenetic analysis by maximum likelihood // Computer Applications in Biosciences. 1997. Vol. 13. P. 555-556.

360. Yeh L.C., Lee J.C. Structural analysis of the internal transcribed spacer 2 of the precursor ribosomal RNA from Saccharomices cerevisiae // J. Mol. Biol. 1990. Vol. 211. P. 699-712.

361. Yunheng J.I., Fritsch P.W., Li H.,Xiao Т., Zhou Z. Phylogeny and classification of Paris (Melanthiaceae) inferred from DNA sequence data // Ann. Bot. (London) 2006. Vol. 98. N. 1. P. 245-256.

362. Zharkikh A.A., Rzhetsky A.Yu., Morozov P.S., Sitnikova T.L., Krushkal J.S. A package of microcomputer programs for sequence analysis and construction of phylogenetics // Gene. 1990. Vol. 101. P. 217-218.

363. Zuker M. Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction // Nucleic Acids Res. 2003. Vol. 31. P. 3406-3415.

364. Zurawski G., Clegg M.T. Evolution of higher-plant chloroplast DNA-encoded genes: implications for structure-function and phylogenetic studies // Annu. Rev. Plant Physiol. 1987. Vol.38. P. 391-418.

365. Zwickl D.J., Hillis D.M. Increased taxon sampling greatly reduces phylogenetic error // Syst. Biol. 2002. Vol. 51. P. 588-598.