Анализ генетической системы гороха (Pisum sativum L.), контролирующей развитие арбускулярной микоризы и азотфиксирующего симбиоза тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат биологических наук Неманкин, Тимофей Александрович

• Неманкин, Тимофей Александрович
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Неманкин, Тимофей Александрович

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. Генетический контроль развития арбускулярной микоризы и бобово-ризобиального симбиоза у гороха посевного (обзор литературы).

1.1. Мутуалистические эндосимбиозы, образуемые бобовыми растениями.

1.2. Основные этапы развития арбускулярной микоризы и бобово-ризобиального симбиоза у гороха посевного.

1.2.1. Пресимбиотические взаимодействия партнеров.

1.2.2. Проникновение и распространение микросимбионтов в корне растения.

1.2.3. Формирование внутриклеточных симбиотических компартментов.

1.2.4. Завершение симбиотических взаимодействий, размножение эндосимбионтов и их выход в окружающую среду.

1.3. Генетическая программа гороха посевного, контролирующая развитие арбускулярной микоризы и бобово-ризобиального симбиоза.

1.3.1. Симбиотические гены гороха посевного.

1.3.1.1. Пресимбиотические взаимодействия симбионтов.

1.3.1.1.1. Сигнальные молекулы растения и активация ответа микросимбионтов

1.3.1.1.2. Восприятие сигнальных молекул микросимбионтов растением.

1.3.1.1.3. Передача сигнала от сигнальных молекул микросимбионтов.

1.3.1.2. Проникновение и распространение микросимбионтов в корне растения

1.3.1.3. Органогенез клубенька - кортикальная программа развития БРС.

1.3.1.4. Поздние стадии развития симбиозов.

1.3.2. Клонирование симбиотических генов гороха посевного.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Анализ генетической системы гороха (Pisum sativum L.), контролирующей развитие арбускулярной микоризы и азотфиксирующего симбиоза»

В связи с активным заселением суши растениям необходимо было развивать новые способы адаптации к разнообразным изменениям условий окружающей среды, как абиотическими, так и биотическими. Появление способности корневой системы к установлению обоюдно полезных (мутуалистических) симбиотических взаимоотношений с микроорганизмами обусловило стратегию наземного образа жизни растений (Gianinazzi-Pearson, 1996). Наиболее распространенными типами таких растительно-микробных взаимодействий являются эндосимбиозы - арбускулярная микориза и бобово-ризобиальный симбиоз.

Арбускулярная микориза (AM) - мутуалистический эндосимбиоз, формируемый большинством наземных растений (80-90% видов) с грибами отдела Glomeromycota. Он играет важную роль в минеральном питании и защитных реакциях растений и может влиять на структуру растительного сообщества. Симбиотические взаимодействия с грибами AM улучшают водный статус и минеральное питание растений необходимыми элементами, прежде всего фосфором, повышают устойчивость растений к патогенам и » абиотическим стрессам (Smith, Read, 2008; Koltai, Kapulnik, 2010). Бобово-ризобиальный симбиоз (БРС) является более специфичным и образуется растениями семейства Fabaceae (Бобовые) при взаимодействии с клубеньковыми бактериями родов Azorhizobium, Bradyrhizobium, Mesorhizobium, Rhizobium, Sinorhizobium, объединяемых под общим названием ризобии. При этом на корнях растений развиваются специализированные структуры - клубеньки, предоставляющие бактериям условия для фиксации атмосферного азота (Sprent, 2001; Dilworth et al., 2008). Образующие клубеньки растения получают возможность заселения субстратов, не содержащих связанного азота, а осуществление процесса фиксации определяет значительную роль БРС в круговороте азота в природе (Vance, 2001). Таким образом, мутуалистические симбиозы с грибами AM и ризобиями предоставляют растениям дополнительные возможности для выживания в различных условиях, а микросимбионтам - продукты фотосинтеза и экологические ниши (White et al, 2007; Dilworth et al., 2008; Smith, Read, 2008; Koltai, Kapulnik, 2010).

Интерес исследователей, направленный на изучение данных типов растительно-микробных взаимодействий, объясняется рядом причин. Во-первых, растительно-микробные системы "растение - грибы AM - клубеньковые бактерии" способствуют поддержанию естественного плодородия почв и биологического разнообразия экосистем, а применение микробных препаратов (микробиологических удобрений) на основе этих микроорганизмов позволяет снизить затраты на агрохимикаты и уменьшить хемогенную нагрузку на окружающую среду, что соответствует принципам адаптивного земледелия (Brockwell et al., 1995; Vance, 2001; Sessitsch et al., 2002; Кожемяков, Чеботарь, 2005; Sandhu et al., 2010). Во-вторых, эндосимбиозы бобовых - удобная модель для изучения процессов эволюции наземных растений и микроорганизмов, а также ряда ключевых функций растения: сигнальных процессов и экспрессии генов, клеточной дифференцировки и органогенеза, азотного, фосфорного и углеродного обмена.

Одним из основных направлений исследования эндосимбиотических' ' ( 1 '

1 itвзаимоотношений является изучение молекулярно-генетического контроля этих ' процессов. Детальное изучение генетической системы растений, определяющей развитие эндосимбиозов, позволит понять молекулярно-генетические механизмы взаимодействий бобовых растений с грибами AM и клубеньковыми бактериями, а также разработать научные подходы к управлению их эффективностью.

В ходе многолетних исследований было выяснено, что в процесс генетической регуляции развития и функционирования AM и БРС со стороны растения вовлечено несколько общих компонентов. Поскольку БРС является гораздо более специфичным, чем AM, и формируется только у растений семейства Fabaceae, основными объектами для изучения генетического контроля развития и функционирования данных типов растительно-микробных взаимодействий были выбраны некоторые представители именно этого семейства: виды Pisum sativum L., Lotus japonicus (Regel.) Larsen и Medicago truncatula Gaertn. Основным подходом в изучении данного процесса является использование экспериментального мутагенеза. Наибольшие успехи были достигнуты при идентификации симбиотических генов гороха посевного (Pisum sativum L.). В настоящее время известно более 40 симбиотических генов гороха, получено более 100 независимых мутантов (Борисов и др., 2007). Однако, нуклеотидная последовательность большинства симбиотических генов гороха все еще неизвестна. Одним из перспективных способов установления нуклеотидной последовательности генов, идентифицированных с помощью мутагенеза, является их точная локализация на генетической карте и последующее позиционное или функциональное клонирование.

Главной целью диссертационной работы являлся анализ роли компонентов генетической системы гороха (Pisum sativum L.) в контроле развития и функционирования симбиозов с эндомикоризными грибами {Glomus sp.) и клубеньковыми бактериями (Rhizobium leguminosarum bv. viciae).

Конкретными задачами работы являлись:

1. Фенотипическая характеристика проявления новой независимо полученной мутантной аллели гена Pssym40 (линия SGEFix"-6) в отношении развития арбускулярной микоризы;

2. Характеристика взаимодействия симбиотических генов гороха Pssym40 и Pssym33 в ходе развития арбускулярной микоризы;

3. Изучение влияния мутаций в генах Pssym40 и Pssym42 на экспрессию других генов гороха, вовлеченных во взаимодействие с микроорганизмами, в азотфиксирующих клубеньках;

4. Создание системы межвидовых молекулярных маркеров для генетического картирования и последующего клонирования симбиотических генов гороха;

5. Локализация симбиотических генов Рззут40 и Рззут42 на генетической карте гороха для их последующего позиционного клонирования.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Неманкин, Тимофей Александрович

выводы.

1. Впервые показано, что гены гороха Р5$ут40 и РйзутЗЗ участвуют в различных механизмах генетического контроля формирования апрессориев в ходе развития арбускулярной микоризы.

2. Гены Ря5ут40 и РяяутЗЗ оказывают влияние на динамику численности функциональных единиц арбускулярно-микоризного симбиоза - арбускул.

3. Впервые охарактеризовано влияние мутаций в генах Р$$ут40 и Р$$ут42 на экспрессию других генов, вовлеченных во взаимодействие с микроорганизмами, в азотфиксирующих клубеньках. Продемонстрирована регуляторная функция данных генов.

4. Создан набор из 75 межвидовых молекулярных маркеров для генетического картирования генов гороха посевного.

5. Симбиотический ген гороха Р$яут40 впервые локализован в VII группе сцепления, для гена Р$$ут42 определена область вероятной локализации - в V группе сцепления генетической карты.

6. Обнаружение нонсенс-мутации в последовательности гена РйЕГО у мутанта гороха 80ЕР1х"-1 (Рззут40) и сходная локализация генов РзЕГИ и Рз$ут40 позволили выдвинуть предположение о том, что гены Р5$ут40 и М1ЕРО являются гомологами.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

Одним из основных подходов, используемых при изучении генетического контроля развития биологических систем, является мутационный анализ. Применение данной методологии на модели развития эндосимбиозов бобовых позволило выявить у 10 видов бобовых растений более 100 генов, необходимых для успешной реализации этапов программы развития азотфиксирующего симбиоза и арбускулярной микоризы. К настоящему времени разносторонняя фенотипическая характеристика мутантов и последующее клонирование более десятка симбиотических генов привели к построению модели сложной системы регуляции развития мутуалистических эндосимбиозов со стороны бобовых растений (Борисов и др., 2007; Oldroyd, Downie, 2008). Данная система включает распознавание структур сигнальных молекул микросимбионтов, передачу сигнала от рецепторов и индукцию программ развития эндосимбиозов.

В исследования молекулярно-генетических механизмов развития эндосимбиозов вовлечен широкий круг модельных и сельскохозяйственно-ценных видов растений: бобовые - Lotus japonicus (Regel.) Larsen, Medicago truncatula Gaertn., Trifolium spp., Pisum sativum L., Medicago sativa L., Glycine max (L.) Merr., Cicer arietinum L., Vigna radiata (L.) R. Wilcz.; Phaseolus vulgaris L. и др., небобовые - Oryza spp., Solanum lycopersicum и др. Исследования широкого круга объектов создали основу для появления сравнительной симбиогенетики и позволяют использовать знания, накопленные при работе с модельными растениями, для изучения симбиотических генов сельскохозяйственно-ценных бобовых, в частности, гороха посевного (Pisum sativum L.) (Kalo et al., 2004; Zhu et al., 2005).

В данной работе проведено исследование компонентов генетической системы гороха посевного (Pisum sativum L.), контролирующей развитие бобово-ризобиального симбиоза и арбускулярной микоризы.

С использованием данных по секвенированию генома М. &ипсаШ1а и феномена сходной организации (синтении) геномов бобовых в ходе работы создан набор межвидовых молекулярных маркеров для картирования генов гороха с целью их последующего позиционного клонирования. Применение данного набора молекулярных маркеров позволило локализовать симбиотический ген гороха Ря5ут40 на генетической карте, а для гена Рззут42 определить вероятное место его локализации.

Полученные при фенотипической характеристике нового мутанта гороха по гену Рз$ут40 данные показали, что различные мутации в гене Рззут40 приводят к проявлению различных фенотипов при развитии АМ симбиоза. Кроме того, показано, что гены гороха Р$$ут40 и Рму/иЗЗ участвуют в различных механизмах генетического контроля формирования апрессориев в ходе развития арбускулярной микоризы, а также совместно оказывают влияние на динамику численности функциональных единиц данного симбиоза - арбускул.

Анализ экспрессии генов гороха посевного, вовлеченных во взаимодействие с микроорганизмами, в клубеньках растений, мутантных по генам Рй5ут40 и Рззут42 показал, что ген Рззут40 оказывает влияние на экспрессию целого ряда генов, контролирующих развитие различных стадий бобово-ризобиального симбиоза, а ген Рз$ут42, по-видимому, необходим для нормального функционирования всей системы генетического контроля развития бобово-ризобиального симбиоза растением.

Кроме того, проведение анализа сходств и различий в развитии бобово-ризобиального симбиоза у мутантов гороха по гену Р$зут40 и слабоусеченной люцерны по гену МЯ^О и картирование гена Р$зут40, позволили выдвинуть предположение о том, что гены МЕ/ГО и Р$$ут40 являются гомологами. Данное предположение было поддержано обнаружением нонсенс-мутации в последовательности гена РяБЕИ у мутанта гороха 80ЕР1х"-1 {Рз$ут40).

Полученные в диссертационной работе данные расширяют представления о функциях изученных симбиотических генов гороха и будут использованы при построении моделей регуляторных систем бобовых растений, контролирующих развитие и функционирование эндосимбиозов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Неманкин, Тимофей Александрович, 2011 год

1. Борисов А.Ю., Васильчиков А.Г., Ворошилова В.А., Данилова Т.Н., Жернаков

2. Ворошилова В.А. Генетический анализ процесса развития симбиотических клубеньков у гороха посевного (Pisum sativum L.) Диссертация на соискание ученой степени канд.биол.наук // СПб, СПбГУ. 2002.

3. Ежова Т.А., Солдатова О.П., Пенин A.A., Шестаков C.B. Молекулярно-генетическое картирование генома растений // М.: МАКС Пресс. 2002.

4. Жуков В.А., Штарк О.Ю., Борисов А.Ю., Тихонович И.А. Молекулярно-генетические механизмы контроля растением ранних стадий развития взаимовыгодных (мутуалистических) симбиозов бобовых // Генетика. 2009. Т. 45. №.11. Р. 1449-1460.

5. Игнатов В.В. Молекулярные основы взаимоотношений ассоциативных микроорганизмов с растениями // М.: Наука. 2005.

6. Каратыгин И.В. Коэволюция грибов и растений // Труды Ботан. ин-та РАН. 1993.1. B. 9. С. 8-62.

7. Кожемяков А.П., Чеботарь В.К. Биопрепараты для земледелия // Биопрепараты в сельском хозяйстве / Под ред. Тихоновича И.А., Круглова Ю.В. / М. 2005. С. 18-54.

8. Проворов H.A. Растительно-микробные симбиозы как эволюционный континуум // Журнал общей биологии. 2009. Т. 70. №.1. Р. 10-34.

9. Проворов Н.А., Борисов А.Ю., Тихонович И.А. Сравнительная генетика и эволюционная морфология симбиозов растений с микробами-азотфиксаторами и эндомикоризными грибами // Журнал общей биологии. 2002. Т. 63. №.6. С. 451-472.

10. Серебровский А.С. Генетический анализ // М.: Наука. 1970.

11. Akiyama К., Matsuzaki К., Hayashi H. Plant sesquiterpenes induce hyphal branching in arbuscular mycorrhizal fungi //Nature. 2005. V. 435. P. 824-827.

12. Barker S.J., Tagu D., Delp G. Regulation of Root and Fungal Morphogenesis in Mycorrhizal Symbioses // Plant Physiology. 1998. V. 116. N. 4. P. 1201-1207.

13. Baron C., Zambryski P.C. The Plant Response in Pathogenesis, Symbiosis, and wounding: variations on a Common Theme? // Annu. Rev. Genetics. 1995. V. 29. P. 107-129

14. Baumbusch L.O., Sundal I.K., Hughes D.W., Galau G.A. & Jakobsen K.S. Efficient protocols for CAPS-based mapping in Arabidopsis // Plant Mol. Biol. Rep. 2001. V. 19. P. 137149.

15. Bentivenga S.P., Morton J.B. Systematics of Glomalean endomycorrhizal fungi: current views and future direction // Mycorrhizae and Plant Health / Eds. F.L. Pfleger, R.G. Linderman / MN. St. Paul: APS Press. 1994. P. 283-308.

16. Bergman K., Gulash-Hoffee M., Hovestadt R.E., Larosiliere R.C., Ronco P.G., Su L. Physiology of Behavioral Mutants of Rhizobium meliloti: Evidence for a Dual Chemotaxis Pathway // J. of Bacteriology. 1988. V. 170. N. 7. P. 3249-3254.

17. Besserer A., Puech-Pages V., Kiefer P., Gomes-Roldan V., Jauneau A., Roy S., Portais J.-C., Roux C., Becard G., Sejalon-Delmas N. Strigolactones Stimulate Arbuscular Mycorrhizal Fungi by Activating Mitochondria // PLOS Biol. 2006. V. 4. P. 1239-1247.

18. Bolle C. The role of GRAS proteins in plant signal transduction and development // Planta. 2004. V. 218. P. 683-692.

19. Brauner S., Murphy R.L., Walling J.G., Przyborowski J., Weeden N.F. STS Markers for Comparative Mapping in Legumes // J. Amer. Soc. Hort. Sci. 2002. V. 127. N. 4. P. 616-622

20. Brewin N.J. Development of the legume root nodule // Annu. Rev. Cell Biol. 1991. V. 7. P. 191-226.

21. Brewin N.J. Plant Cell Wall Remodelling in the Rhizobium-Legume Symbiosis // Critical Reviews in Plant Sciences. 2004. V. 23. P. 293-316.

22. Brockwell J., Bottomley P.J., Thies J.I. Manipulation of rhizobia microflora for improving legume productivity and soil fertility: A critical assessment // Plant and Soil. 1995. V. 174. P. 143-180.

23. Caetano-Anollés G., Crist-Estes D.K., Bauer W.D. Chemotaxis of Rhizobium meliloti to the plant flavone luteolin requires functional nodulation genes // J. of Bacteriology. 1988. V. 170. N. 7. P. 3164-3169.

24. Charon C., Johansson C., Kondorosi E., Kondorosi A., Crespi M. Enod40 induces dedifferentiation and division of root cortical cells in legumes // PNAS. 1997. V. 94. P. 89018906.

25. Charon C., Sousa C., Crespi M., Kondorosi A. Alteration oienod40 Expression Modifies Medicago truncatula Root Nodule Development Induced by Sinorhizobium meliloti II The Plant Cell. 1999. V. 11. P. 1953-1965.

26. Charpentier M., Bredmeier R., Wanner G., Takeda N., Schleiff E., Parniske M. Lotus japonicus CASTOR and POLLUX Are Ion Channels Essential for Perinuclear Calcium Spiking in Legume Root Endosymbiosis // The Plant Cell. 2008. V. 20. P. 3467-3479.

27. Cheghamirza K., Koveza O., Konovalov F. and Gostimsky S. Identification of RAPD markers and their use for molecular mapping in pea (Pisum sativum L.) // Cell. Mol. Biol. Lett. 2002. V. 7. N. 2B. P. 649-655.

28. Cohen M.F., Sakihama Y., Yamasaki H. Roles of Plant Flavonoids in Interactions with Microbes: from protection against pathogens to the mediation of mutualism // Recent Res. Devel. Plant Physiol. 2001. V. 2. P. 157-173.

29. Davis T.M. Two Genes That Confer Ineffective Nodulation in Chickpea (Cicer arietinum L.) // Journal of Heredity. 1988. V. 79. P. 476-478.

30. Demchenko K., Winzer T., Stougaard J., Parniske M., Pawlowski K. Distinct roles of Lotus japonicus SYMRK and SYM15 in root colonization and arbuscule formation // New Phytologist. 2004. V. 163. P. 381-392.

31. Demont N., Debellé F., Aurelle H., Dénarié J., Promé J.C. Role of the Rhizobium meliloti nodF and nodE genes in the biosynthesis of lipo-oligosaccharidic nodulation factors // Journal of Biological Chemistry. 1993. V. 268. P. 20134-20142.

32. Denarie J., Debelle F Rhizobium lipo-chitooligosaccharide nodulation factors: Signaling Molecules Mediating Recognition and Morphogenesis // Annu. Rev. Biochem. 1996. V. 65. P. 503-535.

33. D'Haeze W., Holsters M. Nod factor structures, responses, and perception during initiation of nodule development // Glycobiology. 2002. V. 12. N. 6. P. 79-105.

34. Dilworth M.J., James E.K., Sprent J.I., Newton W.I. Nitrogen-fixing leguminous symbioses // Springer Science+Business Media B.V. 2008.

35. Downie J.A. Infectious Heresy // Science. 2007. V. 316. P. 1296-1297.

36. Downie J.A. The roles of extracellular proteins, polysaccharides and signals in the interactions of rhizobia with legume roots // FEMS Microbiol Rev. 2010. V. 34. P. 150-170.

37. Edwards A., Heckmann A.B., Yousafzai F., Due G., Downie J.A. Structural Implications of Mutations in the Pea SYM8 Symbiosis Gene, the DMI1 Ortholog, Encoding a Predicted Ion Channel // MPMI. 2007. V. 20. N. 10. P. 1183-1191.

38. Endre G., Kereszt A., Kevei Z., Mihacea S., Kalo P., Kiss G. A receptor kinase gene regulating symbiotic nodule development //Nature. 2002. V. 417. P. 962-966.

39. Engvild J. Nodulation and nitrogen fixation mutants of pea (Pisum sativum) II Theor. Appl. Genet. 1987. V. 74. P. 711-713.

40. Esseling J., Lhuissier F., Emons A.M. Nod Factor-Induced Root Hair Curling: Continuous Polar Growth towards the Point of Nod Factor Application // Plant Physiology. 2003. V. 132. P. 1982-1988.

41. Estabrook E.M., Sengupta-Gopalan C. Differential Expression of Phenylalanine Ammonia-Lyase and Chalcone Synthase during Soybean Nodule Development // The Plant Cell. 1991. V. 3. P. 299-308.

42. Fahraeus G. The Infection of Clover Root Hairs by Nodule Bacteria Studied by a Simple Glass Slide Technique // J. Gen. Microbiol. 1957. V. 16. P. 374-381.

43. Ferguson B.J., Indrasumunar A., Hayashi S., Lin M.-H., Lin Y.-H., Reid D.E., Gresshoff P.M. Molecular Analysis of Legume Nodule Development and Autoregulation // Journal of Integrative Plant Biology. 2010. V. 52. P. 61-76.

44. Ferrol N., Barea J.M., Azcon-Aguilar C. Mechanisms of nutrient transport across interfaces in arbuscular mycorrhizas // Plant and Soil. 2002. V. 244. P. 231-237.

45. Foucher F., Kondorosi E. Cell cycle regulation in the course of nodule organogenesis in Medicago II Plant Molecular Biology. 2000. V. 43. P. 773-786.

46. Gleason С., Chaudhuri S., Yang Т., Munoz A., Poovaiah B.W., Oldroyd G.E.D. Nodulation independent of rhizobia induced by a calcium-activated kinase lacking autoinhibition //Nature. 2006. V. 441. P. 1149-1152.

47. Goedhart J., Hink M.A., Visser A.J.W.G., Bisseling Т., Gadella T.W.J. In vivo fluorescence correlation microscopy (FCM) reveals accumulation and immobilization of Nod factors in root hair cell walls // The Plant Journal. 2000. V. 21. P. 109-119.

48. Gonzalez-Rizzo S., Crespi M., Frugier F. The Medicago truncatula CRE1 Cytokinin Receptor Regulates Lateral Root Development and Early Symbiotic Interaction with Sinorhizobium meliloti // The Plant Cell. 2006. V. 18. P. 2680-2693.

49. Harrison M., Dixon R. Spatial patterns of expression of flavonoid/isoflavonoid pathway genes during interactions between roots of Medicago truncatula and the mycorrhizal fungus Glomus versiforme II The Plant Journal. 1994. V. 6. P. 9-20.

50. Harrison M.J. The arbuscular mycorrhizal symbiosis // Plant-Microbe Interactions / Eds. Stacey G., Keen N.T. / New York: Chapman and Hall. 1997. P. 1-34.

51. Harrison M.J. Molecular and cellular aspects of the arbuscular mycorrhizal symbiosis // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1999. V. 50. P. 361-389.

52. Hause В., Fester T. Molecular and cell biology of arbuscular mycorrhizal symbiosis // Planta. 2005. V. 221. P. 184-196.

53. Hayashi Т., Banba M., Shimoda Y., Kouchi H., Hayashi M., Imaizumi-Anraku H. A dominant function of CCaMK in intracellular accommodation of bacterial and fungal endosymbionts // The Plant Journal. 2010. V. 63. P. 141-154.

54. Hirsch A.M. Developmental biology of legume nodulation // New Phytologist. 1992. V. 122. P. 211-237.

55. Hoagland D.R., Arnon D.T. The water-culture method for growing plants without soil // Berkeley. USA: University of California California. Agriculture Experiment Station Circular. 1938. P. 347. (uht. no: Demchenko et al., 2004).

56. Irzikowska L., Wolko B. and Swi^cicki W.K. Interval Mapping of QTLs Controlling Some Morphological Traits In Pea // Cell. Mol. Biol. Lett. 2002. V. 7. N. 2A. P. 417-422.

57. Irzykowska L., Wolko B., Swiecicki W.K. The genetic linkage map of pea (Pisum sativum L.) based on molecular, biochemical and morphological markers // Pisum Genetics. 2001. V. 33. P. 13-18.

58. Ivanov S., Fedorova E., Bisseling T. Intracellular plant microbe associations: secretory pathways and the formation of perimicrobial compartments // Current Opinion in Plant Biology. 2010. V. 13. P. 372-377.

59. Jacobi L.M., Petrova O.S., Tsyganov V.E., Borisov A.Y., Tikhonovich I.A. Effect of mutations in the pea genes Sym33 and Sym40.1. Arbuscular mycorrhiza formation and function // Mycorrhiza. 2003a. V. 13. P. 3-7.

60. Jacobi L.M., Zubkova L.A., Barmicheva E.M., Tsyganov V.E., Borisov A.Y., Tikhonovich I.A. Effect of mutations in the pea genes Sym33 and Sym40. II. Dynamics of arbuscule development and turnover // Mycorrhiza. 2003b. V. 13. P. 9-16.

61. Jing R., Johnson R, Seres A., Kiss G., Ambrose M.J., Knox M.R., Ellis T.H.N., Flavell A.J. Gene-Based Sequence Diversity Analysis of Field Pea (Pisum) // Genetics. 2007. V. 177. P. 2263-2275.

62. Jones K.M., Kobayashi H., Davies B.W., Taga M.E., Walker G.C. How rhizobial symbionts invade plants: the Sinorhizobium-Medicago model // Nature. 2007. V. 5. P. 619-633.

63. Kalo P., Seres A., Taylor S.A., Jakab J., Kevei Z., Kereszt A., Endre G., Ellis T.H., Kiss G.B. Comparative mapping between Medicago sativa and Pisum sativum II Mol. Genet. Genomics. 2004. V. 272. N. 3. P. 235-246.

64. Kijne J.W. The Rhizobium Infection Process // Biological nitrogen fixation / Eds. Stacey G., Burris R.H., Evans H.J. / New York: Chapman and Hall. 1992. P. 349-398.

65. Koltai H., Kapulnik Y. Arbuscular Mycorrhizas: Physiology and Function // Springer Science + Business Media B.V. 2010.

66. Konieczny A., Ausubel F.M. A procedure for mapping Arabidopsis mutations using co-dominant ecotype-specific PCR-based markers // The Plant Journal. 1993. V. 4. P. 403-410.

67. Konovalov F., Toshchakova E., Gostimsky S. A CAPS marker set for mapping in linkage group III of pea (Pisum sativum L.) // Cell. Mol. Biol. Lett. 2005. V. 10. N. 1. P. 163-171.

68. Koske R.E. Gigaspora gigantea: Observations on Spore Germination of a VA-Mycorrhizal Fungus // Mycologia. 1981. V. 73. N. 2. P. 288-300.

69. Limpens E., Franken C., Smit P., Willemse J., Bisseling T., Geurts R. LysM Domain Receptor Kinases Regulating Rhizobial Nod Factor-Induced Infection // Science. 2003. V. 302. N. 5645. P. 630-633.

70. Limpens E., Mirabella R., Fedorova E., Franken C., Franssen H., Bisseling T., Geurts R. Formation of organelle-like N2-fixing symbiosomes in legume root nodules is controlled by DMI2 // PNAS. 2005. V. 102. N. 29. P. 10375-10380.

71. Lopez-Raez J.A., Bouwmeester H. Fine-tuning regulation of strigolactone biosynthesis under phosphate starvation // Plant Signaling & Behavior. 2008. V. 3. N. 11. P. 963-965.

72. Marsh J.F., Schultze M. Analysis of arbuscular mycorrhizas using symbiosis-defective plant mutants // New Phytologist. 2001. V. 150. P. 525-532.

73. Morton N.E. Sequential Tests for the Detection of Linkage // American Journal of Human Genetics. 1955. V. 7. P. 277-318.

74. Morzhina E.V., Tsyganov V.E., Borisov A.Y., Lebsky V.K., Tikhonovich I.A. Four developmental stages identified by genetic dissection of pea (Pisum sativum L.) root nodule morphogenesis // Plant Science. 2000. V. 155. P. 75-83.

75. Muromtsev G.S., Marshunova G.A., Jacobi L.M. USSR Inventor's Certificate no. 1501509. 1989.

76. Murray J.D., Karas B.J., Sato S., Tabata S., Amyot L., Szczyglowski K. A Cytokinin Perception Mutant Colonized by Rhizobium in the Absence of Nodule Organogenesis // Science. 2007. V. 315. P. 101-104.

77. Nagahashi G., Douds J.D.D. Appressorium formation by AM fungi on isolated cell walls of carrot roots //New Phytologist. 1997. V. 136. P. 299-304.

78. Nemankin T., Shtark O., Zhernakov A., Borisov A., Tikhonovich I. A new mutant allele of symbiotic gene sym40 of pea (Pisum sativum L.): dynamics of arbuscular mycorrhiza development // Pisum Genetics. 2007. V. 39. P. 13-15.

79. Nguyen H.T., Wu X. Molecular Marker Systems for Genetic Mapping // The Handbook of Plant Genome Mapping. Genetic and Physical Mapping / Eds. Meksem K., Kahl G. / Weinheim. Wiley-VCH. 2005.

80. Novak K., Pesina K., Nebasarova J., Skrdleta V., Lisa L., Nasinec V. Symbiotic Tissue Degradation Pattern in the Ineffective Nodules of Three Nodulation Mutants of Pea (Pisum sativum L.) //Annals of Botany. 1995. V. 76. P. 303-313.

81. Novak K., Skrdleta V., Kropacova M., Lisa L., Nemcova M. Interaction of two genes controlling symbiotic nodule number in pea {Pisum sativum L.) // Symbiosis. 1997. V. 23. N. 1. P. 43-62.

82. Oldroyd G.E., Downie J.A. Nuclear calcium changes at the core of symbiosis signalling // Current Opinion in Plant Biology. 2006. V. 9. P. 351-357.

83. Oldroyd G.E., Downie J.A. Coordinating nodule morphogenesis with rhizobial infection in legumes // Annu. Rev. Plant Biol. 2008. V. 59. P. 519-546.

84. Parniske M. Arbuscular mycorrhiza: the mother of plant root endosymbioses // Nature Rev Microbiol. 2008. V. 6. P. 763-775.

85. Radutoiu S., Madsen L.H., Madsen E.B., Felle H.H., Umehara Y., Gronlund M., Sato S., Nakamura Y., Tabata S., Sandal N., Stougaard J. Plant recognition of symbiotic bacteria requires two LysM receptor-like kinases //Nature. 2003. V. 425. P. 585-592.

86. Rae A.L., Bonfante-Fasolo P., Brewin N.J. Structure and growth of infection threads in the legume symbiosis with Rhizobium leguminosarum II The Plant Journal. 1992. V. 2. N. 3. P. 385-395.

87. Robledo M., Jimenez-Zurdo J.I., Velazquez E., Trujillo M.E., Zurdo-Pineiro J.L., Ramirez-Bahena M.H., Ramos B., Diaz-Minguez J.M., Dazzo F., Martinez-Molina E., Mateos

88. P.F. Rhizobium cellulase CelC2 is essential for primary symbiotic infection of legume host roots // PN AS. 2008. V. 105. N. 19. P. 7064-7069.

89. Rogers S.O., Bendich, A.J. Extraction of DNA from milligram amounts of fresh, herbarium and mummified plant tissues // Plant Mol. Biol. 1985. V. 5. P. 69-76.

90. Roth L.E., Stacey G. Bacterium release into host cells of nitrogen-fixing soybean nodules: the symbiosome membrane comes from three sources // Eur. J. Cell. Biol. 1989. V. 49. P. 13-23.

91. Safronova V.l., Novikova N.I. Comparison of two methods for root nodule bacteria preservation: lyophilization and liquid nitrogen freezing // J. Microbiol. Methods. 1996. V. 24. P. 231-237.

92. Sandhu H., Wratten S.D., Cullen R. Organic agriculture and ecosystem services // Environmental science & policy. 2010. V. 13. P. 1-7.

93. Scheres B., van Engelen F., van der Knaap E., van de Wiel C., van Kämmen A., Bisseling T. Sequential Induction of Nodulin Gene Expression in the Developing Pea Nodule // The Plant Cell. 1990. V. 2. P. 687-700.

94. Sessitsch A., Howieson J.G., Perret X., Antoun H., Martinez-Romero E. Advances in Rhizobium research // Crit. Rev. Plant Sei. 2002. V. 21. P. 323-378.

95. Siciliano V., Genre A., Balestrini R., Cappellazzo G., deWit P., Bonfante P. Transcriptome Analysis of Arbuscular Mycorrhizal Roots during Development of the Prepenetration Apparatus // Plant Physiology. 2007. V. 144. P. 1455-1466.

96. Smit P., Raedts J., Portyanko V., Debelle F., Gough C., Bisseling T., Geurts R. NSP1 of the GRAS Protein Family Is Essential for Rhizobial Nod Factor-Induced Transcription // Science. 2005. V. 308. N. 5729. P. 1789-1791.

97. Smith F.A., Smith S.E. Structural diversity in (vesicular)-arbuscular mycorrhizal symbioses //New Phitol. 1997. V. 137. P. 373-388.

98. Smith S.E., Read D.J. Mycorrhizal Symbiosis // 3nd ed. Acad Press, San Diego, London, New York, Boston, Sydney, Tokyo, Toronto. 2008.

99. Sprent J.I. Nodulation in Legumes // Cromwell Press Ltd, Kew, Royal Botanical Gardens. 2001.

100. Sprent J.I. Which steps are essential for the formation of functional legume nodules? // NewPhytologist. 1989. V. 111. P. 129-153.

101. Steinkellner S., Lendzemo V., Langer I., Schweiger P., Khaosaad T., Toussaint J.-P., Vierheilig H. Flavonoids and Strigolactones in Root Exudates as Signals in Symbiotic and Pathogenic Plant-Fungus Interactions // Molecules. 2007. V. 12. P. 1290-1306.

102. Stracke S., Kistner C., Yoshida S., Mulder L., Sato S., Kaneko T., Tabata S., Sandal N„ Stougaard J., Szczyglowski K., Parniske M. A plant receptor-like kinase required for both bacterial and fungal symbiosis //Nature. 2002. V. 417. P. 959-962.

103. Tawaraya K., Hashimoto K., Wagatsuma T. Effect of root exudate fractions from P-deficient and P-sufficient onion plants on root colonisation by the arbuscular mycorrhizal fungus Gigaspora margarita II Mycorrhiza. 1998. V. 8. N. 2. P. 67-70.

104. Timmers A.C., Auriac M.C., Truchet G. Refined analysis of early symbiotic steps of the Rhizobium-Medicago interaction in relationship with microtubular cytoskeleton rearrangements //Development. 1999. V. 126. P. 3617-3628.

105. Timmers A.C.J., Soupene E., Auriac M.-C., de Billy F., Vasse J., Boistard P., Trouchet G. Saprophytic Intracellular Rhizobia in Alfalfa Nodules // MPMI. 2000. V. 13. N. 11. P. 12041213.

106. Tirichine L., James E.K., Sandal N., Stougaard J. Spontaneous Root-Nodule Formation in the Model Legume Lotus japonicus: A Novel Class of Mutants Nodulates in the Absence of Rhizobia // MPMI. 2006. V. 19. N. 4. P. 373-382.

107. Tirichine L., Sandal N., Madsen L., Radutoiu S., Albrektsen A.S., Sato S., Asamizu E., Tabata S., Stougaard J. A Gain-of-Function Mutation in a Cytokinin Receptor Triggers Spontaneous Root Nodule Organogenesis // Science. 2007. V. 315. P. 104-107.

108. Tsyganov V.E., Morzhina E.V., Stefanov S.Y., Borisov A.Y., Lebsky V.K., Tikhonovich I.A. The pea (Pisum sativum L.) genes sym33 and sym40 control infection thread formation and root nodule function// Mol. Gen. Genet. 1998. V. 259. P. 491-503.

109. Vance C.P. Symbiotic nitrogen fixation and phosphorous acquisition. Plant nutrition in the world of declining renewable resources // Plant Physiology. 2001. V. 127. P. 390-397.

110. Vasse J., De Billy F., Camut S., Trouchet G. Correlation between ultrastructural differentiation of bacteroids and nitrogen in fixation alfalfa nodules // J. of Bacteriology. 1990. V. 172. N. 8. P. 4295-4306.

111. Vierheilig, H., Coughlan, A. P., Wyss, U., Piche, Y. Ink and Vinegar, a Simple Staining Technique for Arbuscular-Mycorrhizal Fungi // Applied and Environmental Microbiology. 1998. V. 64. P. 5004-5007.

112. Vincent J.L., Dahiya P., Brewin N.J. Localized Expression of Cathepsin B-like Sequences from Root Nodules of Pea (.Visum sativum) II MPMI. 2000. V. 13. N. 7. P. 778-780.

113. Voroshilova V.A., Demchenko K.N., Brewin N.J., Borisov A.Y., Tikhonovich I.A. Initiation of a legume nodule with an indeterminate meristem involves proliferating host cells that harbour infection threads//New Phytologist. 2009. V. 181. P. 913-923.

114. Wasson A.P., Pellerone F.I., Mathesius U. Silencing the Flavonoid Pathway in Medicago truncatula Inhibits Root Nodule Formation and Prevents Auxin Transport Regulation by Rhizobia // The Plant Cell. 2006. V. 18. P. 1617-1629.

115. Weeden N.F., Moffet M. Identification of genes affecting root mass and root/shoot ratio in a JI1794 x 'Slow' RIL population // Pisum Genetics. 2002. V. 34. P. 28-31.

116. Weeden N.F., Tongue M. and Boone W.F. Mapping coding sequences in pea by PCR // Pisum Genetics. 1999. V. 31. P. 30-32.

117. White J., Prell J., James E.K., Poole P. Nutrient Sharing between Symbionts // Plant Physiology. 2007. V. 144. P. 604-614.

118. Winkel-Shirley B. Flavonoid Biosynthesis. A Colorful Model for Genetics, Biochemistry, Cell Biology, and Biotechnology // Plant Physiology. 2001. V. 126. P. 485-493.

119. Yang W.-C., Cremerz H.C., Hogendijk P., Katinakis P., Wijffelman C.A., Franssen H., Van Kämmen A., Bisseling T. ln-situ localization of chalcone synthase mRNA in pea root nodule development// The Plant Journal. 1992. V. 2. P. 143-151.

120. Yokota K., Hayashi M. Function and evolution of nodulation genes in legumes // Cell. Mol. Life Sci. 2011. V. 68. P. 1341-1351.

121. Zhu H., Choi H.K., Cook D.R., Shoemaker R.C. Bridging model and crop legumes through comparative genomics // Plant Physiology. 2005. V. 137. N. 4. P. 1189-1196.

122. Zhukov V., Radutoiu S., Madsen L., Rychagova T., Ovchinnikova E., Borisov A., Tikhonovich I., Stougaard J. The Pea Sym37 Receptor Kinase Gene Controls Infection-Thread Initiation and Nodule Development // MPMI. 2008. V. 21. N. 12. P. 1600-1608.

123. Слова особой благодарности автор считает своим приятным долгом выразить Е.В. Коженковой и К.В. Квитко наставникам и учителям, оказавшим значительное влияние на формирование личности автора не только как научного сотрудника, но и как человека.