Анализ генетических маркёров лекарственной устойчивости возбудителей инфекций репродуктивного тракта с использованием олигонуклеотидных микрочипов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Лейнсоо Арво Тоомасович

• Лейнсоо Арво Тоомасович
• кандидат наук
• 2020

Оглавление диссертации кандидат наук Лейнсоо Арво Тоомасович

Список сокращений

Введение

Актуальность и степень разработанности темы исследования

Цель исследования

Задачи исследования

Научная новизна и практическая значимость

Методология и методы исследования

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности результатов и апробация работы

Список работ, опубликованных по теме диссертации

Объём и структура диссертации

1. Обзор литературы

1.1 Характеристика наиболее распространённых инфекционных заболеваний репродуктивного тракта, препараты для терапии

1.1.1 Сифилис

1.1.2 Гонококковая инфекция

1.1.3 Урогенитальный трихомониаз

1.1.4 Микоплазмоз и уреаплазмоз

1.1.5 Бактериальный вагиноз

1.2 Молекулярные механизмы лекарственной устойчивости микроорганизмов -возбудителей ИРТ

1.2.1 Устойчивость к Р-лактамным препаратам

1.2.2 Устойчивость к фторхинолонам

1.2.3 Устойчивость к макролидам

1.2.4 Устойчивость к нитроимидазолам

1.2.5 Устойчивость к тетрациклинам

1.2.6 Устойчивость к спектиномицину

1.2.7 Механизмы резистентности, связанные с ограничением инфлюкса препаратов в

клетку

1.2.8 Механизмы резистентности, связанные с транспортными системами

эффлюкса

1.3 Методы выявления микроорганизмов - возбудителей ИРТ и идентификации генетических детерминант устойчивости к антимикробным препаратам

1.3.1 Культуральные методы

1.3.2 Методы, основанные на амплификации нуклеиновых кислот

1.3.3 Секвенирование нуклеиновых кислот

1.3.4 Мультиплексный анализ возбудителей ИРТ

1.3.5 Технология биологических микрочипов

2. Материалы и методы

2.1 Клинические образцы и изоляты микроорганизмов - возбудителей инфекций репродуктивного тракта

2.2 Первичная идентификация клинических изолятов ИРТ

2.3 Определение фенотипической чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам

2.4 Выделение геномной ДНК возбудителей ИРТ

2.5 Установление мутационного профиля микроорганизмов, ассоциированного с устойчивостью к антимикробным препаратам посредством гибридизации на гидрогелевых микрочипах

2.5.1 Конструирование олигонуклеотидных праймеров и зондов

2.5.2 Синтез олигонуклеотидных праймеров и зондов

2.5.3 Изготовление гидрогелевых биочипов

2.5.4 Амплификция целевых фрагментов ДНК

2.5.5 Гибридизация на микрочипе

2.6 ПЦР с детекцией в режиме реального времени

2.7 Секвенирование фрагментов ДНК

2.8 Статистическая обработка результатов

3. Результаты и обсуждение

3.1 Конструирование олигонуклеотидного микрочипа для идентификации генетических детерминант резистентности возбудителей ИРТ

3.2 Создание метода выявления ДНК возбудителей ИРТ с одновременным анализом маркёров устойчивости к различным классам возбудителей ИРТ

3.2.1 Мультиплексная ПЦР анализируемых фрагментов геномов с их одновременным флуоресцентным маркированием

3.2.2 Подбор условий флуоресцентного маркирования сегментов геномов в ходе мультиплексной ПЦР

3.2.3 Подбор условий гибридизации на биочипе

3.2.4 Создание алгоритма интерпретации результатов

3.3 Анализ ДНК микроорганизмов из клинического материала от пациентов с бактериальным вагинозом

3.4 Идентификация генетических детерминант резистентности в образцах ДНК микроорганизмов Mycoplasma spp. и Ureaplasma spp

3.5 Идентификация генетических детерминант резистентности в образцах ДНК Treponema pallidum

3.6 Идентификация мутаций в геноме N. gonorrhoeae, ассоциированных с устойчивостью к антимикробным препаратам

3.6.1 Анализ устойчивости к ципрофлоксацину

3.6.2 Анализ устойчивости к тетрациклину

3.6.3 Анализ устойчивости к пенициллину

3.6.4 Анализ устойчивости к цефтриаксону

3.6.5 Анализ устойчивости к макролидам и спектиномицину

3.7 Ассоциация лекарственной устойчивости с сиквенс-типами изолятов N. gonorrhoeae

Заключение

Выводы

Список литературы

Список сокращений

ИРТ - инфекции репродуктивного тракта

ВОЗ - Всемирная Организация Здравоохранения

RU-GASP - Russian Gonococcal Antimicrobial Susceptibility Programme

NG-MAST - Neisseria gonorrhoeae Multi Antigen Sequence Typing

MLST (Multi Locus Sequence Typing) - метод мультилокусного секвенирования

ST (Sequence Type) - сиквенс-тип

БВ - бактериальный вагиноз

МИК - минимальная ингибирующая концентрация

МЛУ - множественная лекарственная устойчивость

ШЛУ - широкая лекарственная устойчивость

PBP (Penicillin Binding Protein) - пенициллинсвязывающий белок

ABC (ATP-Binding Cassete) - АТФ-связывающий кассетный транспортер

MFS (Major Facilitator Superfamily) - основное семейство мембранных транспортеров

SMR (Small Multidrug Resistance) - малое семейство транспортёров

RND (Resistance-Nodulation-cell Division) - семейство

резистентности/клубенькообразования/деления

MATE (Multidrug and Toxic compound Extrusion) - семейство экструзии мультилекарственных и токсичных препаратов

ПЦР - полимеразная цепная реакция

ЭДТА - Этилендиаминтетраацетат

HEPES - 4-(2-гидроксиэтил)-1-пиперазинэтансульфонат TAE - Трис-ацетатный буфер с добавлением ЭДТА

MALDI-TOF (Matrix Associated Laser Desorption/Ionization-Time of Flight) - матрично-активированная лазерная десорбция/ионизация с времяпролётным анализатором

ATCC (American Type Culture Collection) - Американская коллекция клеточных культур

ВЭЖХ - высокоэффективная жидкостная хроматография

EUCAST (European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing) - Европейский комитет по определению чувствительности к антимикробным препаратам

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Анализ генетических маркёров лекарственной устойчивости возбудителей инфекций репродуктивного тракта с использованием олигонуклеотидных микрочипов»

Введение

Актуальность и степень разработанности темы исследования

Инфекции репродуктивного тракта (ИРТ) - группа инфекционно-воспалительных заболеваний, объединяемых общей локализацией, отсутствием специфической симптоматики и наличием серьёзных осложнений (WHO, 2005). По данным Центра по контролю и профилактике заболеваний (CDC) в США ежегодно происходит около 2 млн случаев ИРТ, из них 1,6 млн вызваны хламидийной инфекцией, 468,5 тыс. - гонореей и 27,8 тыс. - сифилисом (497,3, 145,8 и 8,7 случаев на 100000 населения соответственно) (CDC, 2017), и в последние годы отмечен неуклонный рост заболеваемости. В России наблюдается обратная динамика по заболеваемости. Так, в 2016 г. всего было зарегистрировано 234 тыс. случаев ИРТ, заболеваемость составила 159,5 на 100000 населения, что почти в два раза ниже аналогичного показателя в 2011 г. (Кубанова и др., 2016).

Медико-социальная актуальность ИРТ определяется их негативным воздействием на репродуктивную функцию, в значительном проценте случаев приводящим к развитию вторичного мужского и женского бесплодия (Germain et al., 1992). ИРТ приводят также к снижению фертильности и вредят здоровью потомства: у 40% женщин с невылеченной гонококковой и хламидийной инфекцией развиваются воспалительные заболевания органов малого таза, что в 25% случаев приводит к бесплодию; беременности с невылеченными ранними формами сифилиса заканчивались мертворождением в 25% случаев, а в 14% -смертью новорожденного (WHO, 2007).

В группу ИРТ принято включать как облигатных патогенных микроорганизмов, передающихся половым путём (Neisseria gonorrhoeae, Treponema pallidum, Mycoplasma genitalium, Trichomonas vaginalis и др.), так и ряд эндогенных инфекций, в том числе обусловленных избыточным размножением условно-патогенных микроорганизмов (Ureaplasma urealyticum, Gardnerella vaginalis, Atopobium vaginae, Fusobacterium nucleatum и др.), в норме присутствующих в репродуктивном тракте в следовых количествах. При этом этиологическое разнообразие ИРТ, а также их частое развитие по типу смешанных инфекций существенно затрудняют лабораторную диагностику данных заболеваний и осложняют выбор стратегии их персонализированной терапии. Очевидно, что своевременное выявление урогенитальных инфекций и проведение адекватной антимикробной терапии являются ключевыми факторами, определяющими как успешное лечение, так и предотвращение распространения заболеваний.

Огромной проблемой во всем мире является рост лекарственной устойчивости

возбудителей заболеваний, что вызывает значительные затруднения при выборе методов

лечения пациентов. В 2018 г. ВОЗ выпущен информационный бюллетень «Устойчивость к

6

антимикробным препаратам», в котором отмечается опасность роста антибиотикорезистентности для ряда инфекций, включая туберкулез, ВИЧ, гонорею. Также подчеркивается, что без эффективных антимикробных препаратов сложно обеспечить успешное проведение хирургических операций и химиотерапии онкологических заболеваний (WHO, 2018).

Использование современных препаратов без исследования возможности применения более ранних схем лечения способствует селективному давлению препаратов, ускоряет накопление мутаций у возбудителей ИРТ и приводит к формированию лекарственно-устойчивых изолятов с их последующим клональным распространением (Unemo, 2014). Наряду с туберкулёзом, малярией, стафилококковой инфекцией, отмечен рост лекарственной устойчивости для возбудителей ИРТ, в частности, для T. pallidum (устойчивость к макролидам) (Tipple et al., 2011) и N. gonorrhoeae (появление изолятов с уже зафиксированной устойчивостью к цефалоспоринам третьего поколения: NG-MAST сиквенс-тип ST 1614 в Дании (Terkelsen et al., 2017) и Австралии (Lahra et al., 2018); ST 15925 в Австралии (Lahra et al., 2018); ST 3435 в Японии (Nakayama et al., 2016) и Франции (Poncin et al, 2018), ST 16848 в Великобритании (Eyre et al., 2018)). Стратегией ВОЗ возбудителю гонококковой инфекции придан статус глобального приоритета, рекомендуемого для проведения углублённых междисциплинарных исследований (WHO, 2016).

При создании молекулярных методов анализа лекарственной чувствительности возбудителей ИРТ следует принимать во внимание как полимикробный характер инфекции, так и чрезвычайное разнообразие генетических детерминант резистентности. Большинство применяемых в настоящее время методов молекулярной мультиплексной диагностики возбудителей ИРТ решают либо задачи только идентификации микроорганизмов, либо определения маркёров резистентности к антимикробным препаратам только для одного вида микроорганизма (Kriesel et al., 2016; Dona et al., 2017; Dona et al., 2018).

Таким образом, для выяснения этиологии инфекционно-воспалительного процесса органов мочеполовой системы и последующей успешной терапии необходимо не только обнаружение широкого спектра возбудителей ИРТ, но также анализ профиля генетических детерминант устойчивости инфекционных агентов к различным антимикробным препаратам.

Цель исследования

Идентификация генетических детерминант резистентности возбудителей ИРТ к широкому спектру антимикробных препаратов и установление ассоциаций между выявленными генетическими маркёрами и фенотипической чувствительностью микроорганизмов с использованием разработанного олигонуклеотидного микрочипа.

Задачи исследования

1. Разработка метода обнаружения микроорганизмов - возбудителей инфекций репродуктивного тракта, включая Neisseria gonorrhoeae, Treponema pallidum, Gardnerella vaginalis, Atopobium vaginae, Bacteroides fragilis, Fusobacterium nucleatum, Mobiluncus mulieris, Mycoplasma genitalium, Mycoplasma hominis, Trichomonas vaginalis, Ureaplasma parvum и Ureaplasma urealyticum, с одновременной идентификацией генетических детерминант резистентности к ципрофлоксацину, пенициллину, цефтриаксону, азитромицину, тетрациклину, метронидазолу и спектиномицину, основанного на мультиплексной ПЦР с одновременным флуоресцентным маркированием с последующей гибридизацией на олигонуклеотидном гидрогелевом микрочипе.

2. Установление частот и спектра маркёров лекарственной устойчивости в геномах изолятов микроорганизмов - возбудителей ИРТ.

3. Оценка вклада генетических детерминант резистентности в уровень фенотипической чувствительности на примере анализа коллекции изолятов N. gonorrhoeae.

4. Выявление тенденций в профилях детерминант антибиотикорезистентности и паттернах фенотипической чувствительности изолятов N. gonorrhoeae на территории РФ за последние годы, обусловленных селективным давлением антимикробных препаратов.

Научная новизна и практическая значимость

Впервые разработан метод мультиплексной ПЦР с последующей гибридизацией на гидрогелевом олигонуклеотидном биочипе, обеспечивающий выявление ДНК 12 возбудителей ИРТ с одновременной идентификацией 32 генетических детерминант резистентности к 6 различным классам антимикробных препаратов. С использованием разработанного метода установлен спектр генетических детерминант лекарственной устойчивости в 538 образцах ДНК возбудителей ИРТ. Показано, что мутационный профиль A. vaginae, B. fragilis, F. nucleatum, M. mulieris, G. vaginalis, U. urealyticum, U. parvum, M. genitalium и M. hominis соответствует дикому типу, ассоциированному с чувствительностью к антимикробным препаратам.

Установлен вклад хромосомных мутаций и их сочетаний, а также детерминант резистентности плазмидной локализации в уровень фенотипической устойчивости N. gonorrhoeae к различным антимикробным препаратам. Впервые в клинических изолятах N. gonorrhoeae, выделенных от пациентов, обнаружена замена Val57Leu в гене rpsJ, ассоциированная с устойчивостью к тетрациклину, ранее найденная только в селектированных in vitro изолятах. Впервые охарактеризован тип гена tetM, продукт которого приводит к устойчивости к тетрациклину высокого уровня, в изолятах N.

gonorrhoeae, изолированных в РФ. Установлено, что долговременный (с 2003 г.) отказ от использования тетрациклина для лечения гонококковой инфекции привел к снижению доли резистентных изолятов в РФ, включая умеренно резистентные, с 75% до 26,9%, что, однако, не позволяет рекомендовать тетрациклины к возвращению в спектр актуальных препаратов для терапии гонококковой инфекции.

Созданная на основе разработанного метода чувствительная и специфичная тест-система для диагностики in vitro станет одним из инструментов мониторинга антибиотикорезистентности возбудителей ИРТ, в том числе, в рамках российской программы определения чувствительности гонококковой инфекции (Russian gonococcal antimicrobial susceptibility programme - RU-GASP) (Kubanov et al., 2019). Применение такого подхода позволит проводить персонализированную терапию больных, основанную на рациональном назначении химиопрепаратов, значительно уменьшить количество осложнений и неудач терапии воспалительных заболеваний урогенитального тракта, обусловленных микроорганизмами, устойчивыми к антимикробным препаратам.

Методология и методы исследования

В работе использован комплекс современных молекулярно-биологических, биохимических, микробиологических и статистических подходов. Ключевой инструмент для идентификации возбудителей ИРТ и одновременного анализа детерминант лекарственной устойчивости - метод на основе гидрогелевого биочипа - был разработан непосредственно автором работы. Исследования генетических профилей резистентности изолятов N. gonorrhoeae проведены на выборках значительного объёма образцов, что позволило получить статистически значимые результаты.

Положения, выносимые на защиту

1. Метод, включающий мультиплексную амплификацию с одновременным флуоресцентным маркированием фрагментов генов 16S рРНК, 23 S рРНК, gyrA, parC, mefA, mtrR, penA, ponA, porB, rpsJ, ntr4tv, ntr6tv, blaTEM, tetM, nimB-G с последующей гибридизацией на гидрогелевом олигонуклеотидном биочипе, позволяет выявлять ДНК 12 микроорганизмов - возбудителей ИРТ: N. gonorrhoeae, T. pallidum, G. vaginalis, A. vaginae, B. fragilis, F. nucleatum, M. mulieris, M. genitalium, M. hominis, T. vaginalis, U. parvum и U. urealyticum, и идентифицировать 32 генетических маркёра резистентности к Р-лактамным антибиотикам (пенициллинам и цефалоспоринам III поколения), тетрациклину, фторхинолонам, макролидам, нитроимидазолам, спектиномицину.

2. Исследование коллекции 538 образцов ДНК изолятов возбудителей ИРТ позволило установить 19 различных мутаций, приводящих к снижению чувствительности к

антибиотикам, из которых 16 обнаружено в изолятах N. gonorrhoeae, 2 - в T. vaginalis и 1 - в T. pallidum.

3. Идентификация сочетаний хромосомных мутаций, ассоциированных с лекарственной устойчивостью N. gonorrhoeae, существенно повышает предсказательную ценность определения резистентного фенотипа возбудителя.

4. Генетические маркёры лекарственной устойчивости N. gonorrhoeae плазмидной локализации приводят к устойчивости высокого уровня к антимикробным препаратам независимо от присутствия в бактериальной хромосоме других детерминант резистентности.

5. Анализ генетических детерминант резистентности в современной популяции изолятов N. gonorrhoeae позволяет оценить перспективы применения антибиотиков, ранее исключенных из режимов терапии гонококковой инфекции.

Степень достоверности результатов и апробация работы

Выносимые на защиту положения и выводы подкреплены фактическим материалом и отражают основные достижения соискателя по теме работы. Достоверность результатов определяется достаточным объёмом выборки анализируемых данных и их адекватной статистической обработкой.

Результаты работы были представлены на конгрессе Федерации Европейских биохимических обществ FEBS 2018 (Прага, Чехия), XIV международной конференции по молекулярной эпидемиологии (Ситжес, Испания, 2018), XV-XVI Всероссийских съездах дерматовенерологов и косметологов (Москва, 2015-2016), II и IV Российских конгрессах лабораторной медицины (2016, 2018), IX и X Международных научно-практических конференциях «Молекулярная диагностика» (Москва, 2017; Минск, 2018), XVII Всемирном конгрессе по инфекционным заболеваниям (Хайдарабад, Индия, 2016), XX форуме «Национальные дни лабораторной медицины» (Москва, 2016). Список работ, опубликованных по теме диссертации

По материалам диссертации опубликовано 6 статей в журналах, входящих в перечень ВАК РФ (4 - в зарубежных журналах, 2 - в отечественных журналах), 10 тезисов российских и зарубежных конференций, получено 3 патента РФ на изобретения. Объём и структура диссертации

Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, результатов и обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы, включающего 237 источников. Работа изложена на 112 страницах машинописного текста и содержит 25 рисунков и 12 таблиц.

Обзор литературы

1.1 Характеристика наиболее распространённых инфекционных заболеваний репродуктивного тракта, препараты для терапии 1.1.1 Сифилис

Инфекционное заболевание, вызываемое бледной трепонемой (Treponema pallidum) (Рис. 1), характеризуется поражением кожи, слизистых оболочек, нервной системы, внутренних органов, опорно-двигательного аппарата. T. pallidum - подвижные грамотрицательные бактерии, передаваемые половым путём, при переливании крови, а также внутриутробно от матери к плоду, которые могут поражать практически любой орган человеческого организма (Nyatsanza, 2016). При отсутствии лечения заболевание длится много лет и подразделяется на ранний и поздний сифилис. Ранний сифилис включает первичный сифилис, вторичный сифилис и ранний латентный сифилис. Поздний сифилис, в свою очередь, включает поздний латентный сифилис и третичный сифилис (нейросифилис, кардиосифилис и гумма) (WHO, 2016). Ежегодная заболеваемость сифилисом в мире оценивается в 5,6 миллионов новых случаев (WHO, 2016). В России в 2016 г. заболеваемость составила более 31000 случаев или 21,2 на 100000 населения (Кубанова и др., 2017).

Рис. 1. Электронная микрофотография T. pallidum, прикреплённой к культивируемым клеткам кролика (Fitzgerald et al., 1977).

Для лечения сифилиса рекомендованы следующие антибактериальные препараты: пенициллины (включая полусинтетические препараты ампициллин и оксациллин), тетрациклины (тетрациклин, доксициклин), макролиды (эритромицин, азитромицин и др.), цефалоспорины (цефтриаксон) (Кубанова, 2012). Основными антибиотиками, применяемыми для терапии сифилиса, остаются пенициллины - первые из открытых Р-лактамных антибиотиков. В настоящее время широко применяется бензатина бензилпенициллин

11

(benzathine penicillin G) (Workowski and Bolan, 2015). При наличии аллергических реакций на пенициллин используют препараты резерва: цефтриаксон, доксициклин, эритромицин. Некоторые препараты, например, азитромицин, по данным клинических испытаний, оказались более эффективными, чем пенициллин при лечении раннего сифилиса (Bai et al., 2008). Однако описаны клинические случаи возникновения устойчивости T. pallidum к макролидам, в частности, к эритромицину (Stamm and Bergen, 2000), азитромицину (Katz and Klausner, 2008) и кларитромицину (Woznicovâ et al., 2010). Отмечается, что растёт общая доля изолятов, устойчивых к макролидам (Kenyon, 2019).

1.1.2 Гонококковая инфекция

Гонорея - одно из наиболее давно известных венерических заболеваний, описанное ещё Гиппократом и Галеном. Гонококковая инфекция является одной из наиболее распространенных инфекций, передаваемых половым путем. В 2012 г. в мире зарегистрировано 78 миллионов новых случаев этого заболевания (WHO, 2016). В России с 2011 г. наблюдается снижение заболеваемости гонореей - показатели за 2016 год составляют 21080 случаев (14,4 на 100000 населения) (Кубанова и др., 2017). Возбудитель болезни -гонококк - грамотрицательный аэроб, микроаэрофильный кокк Neisseria gonorrhoeae (Рис. 2).

Рис. 2. Электронная микрофотография изолята FA1090 N. gonorrhoeae на поверхности B-клетки HEC-1. Линия в правом нижнем углу соответствует длине 1мкм (Dekker et al., 1991).

Клиническую значимость также представляет другой вид - N. meningitidis, вызывающий менингит, и являющийся, как и N. gonorrhoeae, патогенным микроорганизмом. Род Neisseria также включает ряд условно-патогенных видов и комменсалов (N. cinerea, N. elongata, N. flava, N. subflava, N. flavescens, N. lactamica, N. mucosa, N. polysaccharea, N. sicca), обнаруженных у человека и других млекопитающих (Liu et al., 2015).

Клинические проявления гонореи изменились в течение последних десятилетий:

удлинился инкубационный период, и уменьшилась выраженность клинической манифестации процесса. Причины этого явления заключаются в широчайшем распространении самолечения с применением современных антибактериальных средств, в возрастании устойчивости гонококка к целому ряду препаратов, в половой передаче урогенитальных инфекций не в чистом виде, а в форме ассоциированных инфекций. Наиболее частые ассоцианты гонококка - трихомонады, уреаплазмы и микоплазмы, а также различные вирусные инфекции (Margolis and Fredricks, 2015).

Популяция гонококковой инфекции является генетически гетерогенной. В эпидемиологии гонококка до недавнего времени применялись две системы мультилокусного типирования: NG-MAST (Martin et al., 2004), построенная на анализе полиморфизма генов porB, кодирующего белок поринового канала внешней мембраны, и tbpB, кодирующего ß-субъединицу трансферринсвязывающего белка; и MLST, основанная на мультилокусном секвенировании генов arcC, aroE, gtr, mutS, pyr, tpi, yqiL (Maiden et al., 1998). Система NG-MAST популярна в лабораторной практике рутинного эпидемиологического типирования (Kubanova et al., 2014; Барышков и др., 2013; Carannante et al., 2014) и позволяет регистрировать сиквенс-типы (ST) N. gonorrhoeae в международной базе данных (http://www.ng-mast.net), при этом впервые обнаруженным ST присваиваются новые номера. На основании результатов молекулярного типирования изолятов N. gonorrhoeae методом NG-MAST проводят филогенетический анализ, позволяющий оценить степень родства между отдельными изолятами и популяциями микроорганизмов, определяют направления их эволюционного преобразования. Полученная информация о географическом происхождении изолятов дает возможность выяснить возможные пути их распространения в пределах отдельных регионов и между регионами (Martin et al., 2004; Соломка и др., 2012). В популяции гонококковой инфекции постоянно обнаруживаются ранее не описанные типы (Kubanova et al., 2014; Соломка и др., 2012, Chisholm et al., 2013, Kubanov et al., 2016). Доминирующие сиквенс-типы N. gonorrhoeae в Российской Федерации в 2015 г.: 807, 1544, 1993, 5714, 9476 и 12531 (Kubanov et al., 2016); в Европейском Союзе за период 2009-2010 гг.: 1407, 2992, 225, 25, 2, 359 и 387 (Chisholm et al., 2013).

Для лечения гонококковой инфекции применяли фторхинолоны (ципрофлоксацин, офлоксацин), тетрациклин и бензилпенициллин (Кубанова, 2012). В настоящее время рекомендуемыми препаратами являются цефтриаксон и азитромицин (Workowski and Bolan, 2015). Широкое распространение устойчивых к пенициллину изолятов N. gonorrhoeae привело к необходимости исключить этот антибиотик, а также ряд других ß-лактамных препаратов (аминопенициллины, защищенные пенициллины и цефалоспорины первого-второго поколения) из практики лечения гонореи. Тетрациклины также перестали применять

13

после распространения резистентных изолятов, в частности, содержащих плазмидный ген tetM, обеспечивающий устойчивость высокого уровня (Unemo and Shafer, 2014). Цефтриаксон относится к цефалоспоринам третьего поколения, которые характеризуются большей устойчивостью к действию Р-лактамаз, вследствие чего остаётся широко применяемым препаратом. Тем не менее, в настоящее время наблюдается неуклонное распространение изолятов N. gonorrhoeae, обладающих устойчивостью к цефалоспоринам третьего поколения: в 36 странах обнаружена сниженная чувствительность к данным препаратам, а из 10 стран уже получены сообщения о неэффективности лечения гонореи с их применением (WHO, 2014). В качестве средства альтернативной терапии гонореи при устойчивости возбудителя к антибактериальным препаратам других групп указывается бактериостатик спектиномицин. Данный препарат применяли для специфичного лечения гонореи с 1960х, особенно для лечения пациентов с аллергией к Р-лактамным антибиотикам. Однако после 10-20 лет использования был отмечен рост числа устойчивых к спектиномицину изолятов в Голландии, Южной Корее, Великобритании и США (Unemo and Shafer, 2014). В период широкого применения для лечения гонореи фторхинолонов интерес к спектиномицину снизился, однако в современных условиях быстрого распространения резистентности значение этого антибиотика может возрасти. В России также наблюдалась стойкая тенденция роста устойчивости гонококков к спектиномицину - с 1,4% изолятов с промежуточной устойчивостью в 2005 до 10% устойчивых изолятов и 8,8% изолятов с промежуточной устойчивостью в 2011 г. Однако в последние годы устойчивость N. gonorrhoeae к спектиномицину быстро снизилась: в 2013 г. более 95% изолятов были чувствительны к спектиномицину, а с 2015 г. данный препарат снова рекомендован для применения в России (Kubanov et al., 2019).

1.1.3 Урогенитальный трихомониаз

Трихомониаз, являющийся причиной воспалительных заболеваний органов малого таза, занимает особое место среди ИРТ. В отличие от других инфекционных заболеваний, рассматриваемых в данной работе, возбудителем трихомониаза является не бактерия, а представитель подцарства Protozoa - Trichomonas vaginalis (Рис. 3). Трихомониаз считается одним из наиболее распространённых заболеваний среди ИРТ как в России (Рахматулина, 2012), так и во всём мире (WHO, 2016; Newman et al., 2015). Трихомонада является строго облигатным паразитом человека, а заражение экспериментальных животных T. vaginalis вызывало неспецифические воспалительные явления (Дмитриев, 2007).

10pm

Рис. 3. Электронная микрофотография T. vaginalis, полученной из клинического изолята урогенитального трихомонизаза (Cheon et al., 2013).

In vitro исследования взаимоотношений T. vaginalis с лактобактериями, эпителиальными клетками, лейкоцитами и эритроцитами показали фагоцитарную активность простейшего в отношении всех перечисленных клеток. Была продемонстрирована возможность фагоцитирования трихомонадой N. gonorrhoeae непосредственно в материале от больных. Можно предположить, что фагоцитоз, осуществляемый T. vaginalis, является как эффективным способом питания, так и одним из механизмов патогенеза заболевания (Дмитриев, 2007).

Для лечения урогенитального трихомониаза применяют препараты группы нитроимидазолов (метронидазол, тинидазол, орнидазол). Клиническая устойчивость к метронидазолу описана в большинстве регионов по всему миру (Dunne et al., 2003; Wendel and Workowski, 2007).

1.1.4 Микоплазмоз и уреаплазмоз

Заболевания, вызываемые микроорганизмами рода Mycoplasma (Mycoplasma genitalium (Рис. 4) и условно-патогенный мироорганизм Mycoplasma hominis) и Ureaplasma, относящимися к семейству микоплазм (Mycoplasmataceae) класса Mollicutes. Уреаплазмы выделены в отдельный род из-за способности расщеплять мочевину. Исследователями идентифицировано 14 серотипов Ureaplasma, в настоящее время рассматриваемые как два отдельных вида: Ureaplasma parvum и Ureaplasma urealyticum (Рахматулина и Кириченко, 2013).

- J

I*

Рис. 4. Электронная микрофотография изолята G37 M. genitalium (Burgos et al.,

2007).

Микоплазмы являются хемогетеротрофными микроорганизмами с ограниченными биосинтетическими возможностями. Большинство генов, необходимых для синтеза аминокислот, пуриновых и пиримидиновых оснований, компонентов клеточной стенки, а также гены, кодирующие ферменты цикла трикарбоновых кислот, были утеряны микроорганизмами в процессе эволюции. При этом микоплазмы обладают способностью активно продуцировать гидролазы, необходимые для получения питательных веществ из клеток хозяина. Вероятно, это связано с тем, что эволюция молликутов шла по пути получения данных продуктов из эукариотических клеток (Fraser et al., 1995). И хотя все представители микоплазм произошли от общего предка, они обладают уникальными системами получения энергии: M. genitalium - гликолизом, M. hominis - гидролизом аргинина, Ureaplasma spp. - гидролизом мочевины (Peterson et al., 1993; Pereyre et al., 2009; Smith et al., 1993).

В настоящее время патогенность M. genitalium считается доказанной. Инфицирование M. genitalium, как правило, сопровождается выраженными клиническими проявлениями: у мужчин - симптомами уретрита, у женщин - уретрита и/или цервицита, а также различными патологиями беременности (Кубанова и Рахматулина, 2009; Taylor-Robinson and Lamont, 2011; Wetmore et al., 2011; Jensen et al., 2016). M. hominis, U. urealyticum и U. parvum, в свою очередь, являются условно-патогенными микроорганизмами по современным представлениям (Рахматулина и Кириченко, 2013), и могут быть обнаружены в урогенитальном тракте здоровых мужчин и женщин. С одной стороны, их присутствие связывают с развитием уретрита, вагинита, цервицита, воспалительных заболеваний органов малого таза и бактериального вагиноза. (Zdrodowska-Stefanow et al., 2006). По другим данным, M. hominis и Ureaplasma spp. являются не более чем комменсалами и не оказывают патологического воздействия на организм человека, на течение беременности, родов и послеродового периода (Patel and Nyirjesy, 2010; Yamazaki et al., 2012).

Поскольку представители родов Mycoplasma и Ureaplasma не имеют клеточной

16

стенки, они нечувствительны ко всем типам ß-лактамных антибиотиков. Сульфаниламиды в физиологических концентрациях также не оказывают влияния на эти бактерии из-за отсутствия метаболического пути синтеза фолиевой кислоты. Препараты выбора для лечения инфекции относятся к макролидам (джозамицин) и тетрациклинам (доксициклин). Альтернативные препараты: фторхинолоны (левофлоксацин и офлоксацин) (Кубанова и Рахматулина, 2009). В настоящее время известно об обнаружении клинических изолятов, устойчивых к макролидам (Kikuchi et al., 2014; Jensen et al., 2008; Pond et al., 2014; Vargovic et al., 2014), фторхинолонам (Kikuchi et al., 2014; Pond et al., 2014) и тетрациклинам (Falk et al., 2003).

1.1.5 Бактериальный вагиноз

Условно-патогенные микроорганизмы, колонизирующие мочеполовой тракт, способны вызывать инфекции мочевых путей и бактериальный вагиноз (БВ). Бактериальный вагиноз - это инфекционный невоспалительный синдром полимикробной этиологии, связанный с дисбиозом вагинального биотопа, который характеризуется количественным снижением или полным исчезновением лактобактерий, особенно продуцирующих H2O2, и резким увеличением облигатно и факультативно анаэробных условно-патогенных микроорганизмов (Кубанова, 2012; Turovskiy et al., 2012; Margolis and Fredricks, 2015). Хотя БВ не несёт прямой угрозы жизни больных, накопление и сохранение высокого уровня условно-патогенных микроорганизмов является фактором риска развития различных патологических состояний. Кроме того, БВ связан с повышенным риском заражения инфекциями, передающимися половым путём, например, N. gonorrhoeae, C. trachomatis, T. vaginalis (Margolis and Fredricks, 2015). Наиболее часто обнаруживаемыми возбудителями БВ являются микроаэрофильная бактерия Gardnerella vaginalis, облигатные грамположительные анаэробы Mobiluncus spp. и Peptostreptococcus spp. и факультативный анаэроб Atopobium vaginae. Также в клинических образцах иногда присутствуют облигатно анаэробные грамотрицательные бактерии Prevotella spp., Bacteroides spp. и Fusobacterium spp. (Verhelst et al., 2004; Menard et al., 2012). Список бактерий, ассоциированных с БВ, постоянно дополняется (Margolis and Fredricks, 2015).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Лейнсоо Арво Тоомасович, 2020 год

Список литературы

1. Ахмадуллина Ю.А., Фархутдинова Г.Н., Бикметова Н.Р., Саляхова Р.М., Гильманов А.Ж. О результативности молекулярно-генетических методов при оценке состояния вигинального биоценоза в ходе скринингового обследования женщин. Клиническая лабораторная диагностика, 2014, 59(9): 109-110.

2. Барышков К.В., Фриго Н.В., Соломка В.С. Молекулярный мониторинг и определение чувствительности N. gonorrhoeae к антимикробным препаратам как инструменты контроля над распространением гонококковой инфекции в Архангельской области. Вестник дерматологии и венерологии, 2013, 4: 52-62.

3. Егоров Н.С. Основы учения об антибиотиках. М., 2004.

4. Дмитриев Г.А. Лабораторная диагностика бактериальных урогенитальных инфекций. М., 2007.

5. Кубанов А.А., Лейнсоо А.Т., Честков А.В., Дементьева Е.И., Шаскольский Б.Л., Соломка В.С., Грядунов Д.А., Дерябин Д.Г. Хромосомные детерминанты резистентности к антибиотикам и фенотипическая чувствительность к антимикробным препаратам N. gonorrhoeae в российской популяции. Молекулярная биология, 2017, 51(3): 1-11.

6. Кубанова А.А. Клинические рекомендации по ведению больных инфекциями, передаваемыми половым путём, и урогенитальными инфекциями. М., 2012.

7. Кубанова А.А., Кубанов А.А., Мелехина Л.Е., Богданова Е.В. Результаты деятельности организаций дерматовенерологического профиля, достигнутые в 2016 г. Вестник дерматологии и венерологии, 2017, 4: 12-27.

8. Кубанова А.А., Кубанов А.А., Кожушная О.С., Воробьёв Д.В., Соломка В.С., Фриго Н.В. Роль некоторых аминокислотных замен в пенициллин-связывающем белке (PBP2) Neisseria gonorrhoeae в возникновении резистентности к цефтриаксону. Молекулярная биология, 2014, 48(6): 977.

9. Кубанова А.А., Кубанов А.А., Фриго Н.В., Волков И.А., Ротанов С.В., Суворова А.А. Первый опыт молекулярного типирования и определения антибиотикорезистентности штаммов возбудителя сифилиса Treponema pallidum в Российской Федерации. Вестник дерматологии и венерологии, 2013, 3: 34-46.

10. Кубанова А.А., Рахматулина М.Р. Урогенитальные инфекционные заболевания, вызванные генитальными микоплазмами. Клинические рекомендации. Вестник дерматологии и венерологии, 2009, 3:78-83.

11. Лапа С.А., Волкова О.С., Спицын М.А., Шершов В.Е., Кузнецова В.Е., Гусейнов Т.О., Заседателев А.С., Чудинов А.В. Эффективность амплификации и субстратные свойства флуоресцентно-меченных трифосфатов дезоксиуридина в ПЦР с ДНК-полимеразами, не обладающими 3'-5'-экзонуклеазной активностью. Биоорганическая химия, 2019, 45(4): 392-402.

12. Назарова В.В., Шипицына Е.В., Герасимова Е.Н., Савичева А.М. Критерии диагностики бактериального вагиноза с использованием теста Фемофлор-16. Журнал акушерства и женских болезней, 2017, 66(4): 57-67.

13. Позняк А.Л., Козлов С.С., Гудков Р.В., Захаркив Ю.Ф., Сидорчук С.Н., Молчанов О.Л. Проблема резистентности Trichomonas vaginalis к антипротозойным препаратам. Журнал инфектологии, 2011, 3(4): 34-43.

14. Рахматулина М.Р. Терапия ассоциированнах урогенитальных инфекций. Вестник дерматологии и венерологии, 2012, 4: 112-117.

15. Рахматулина М.Р., Кириченко С.В. Современные представления о генетической вариабельности генитальных микоплазм и их роли в развитии воспалительных заболеваний мочеполовой системы. Вестник дерматологии и венерологии, 2013, 3: 17-25.

16. Сидоренко С.В., Тишков В.И. Молекулярные основы резистентности к антибиотикам. Успехи биологической химии, 2004, 44: 263-306.

17. Соломка В.С., Чупров-Неточин Р.Н., Фриго Н.В., Кубанов А.А. Опыт молекулярного типирования и филогенетического анализа штаммов N. gonorrhoeae в Российской Федерации. Вестник дерматологии и венерологии, 2012, 2: 13-20.

18. Чернова О.А., Медведева Е.С., Музыкантов А.А., Баранова Н.Б., Чернов В.М. Микоплазмы и их устойчивость к антибиотикам: проблемы и перспективы контроля микоплазменных инфекций и контаминаций клеточных культур. Acta naturae, 2016, 2(29): 27-38.

19. Africa C.W., Nel J., Stemmet M. Anaerobes and bacterial vaginosis in pregnancy: virulence factors contributing to vaginal colonization. International journal of environmental research and public health, 2014, 11(7): 6979-7000.

20. Alves P., Castro J., Sousa C., Cereija T.B., Cerca N. Gardnerella vaginalis outcompetes 29 other bacterial species isolated from patients with bacterial vaginosis, using in an in vitro biofilm formation model. The journal of infectious diseases, 2014, 210(4): 593-596.

21. Antunes N.T., Assun9äo P., Poveda J.B., Tavio M.M. Mechanisms involved in quinolone resistance in Mycoplasma mycoides subsp. capri. Veterinary journal, 2015, 204(3): 327332.

22. Arango B.A., Rivera C.L., Glück S. Gene expression profiling in breast cancer. American journal of translational research, 2013, 5(2): 132-138.

23. Arlet G., Goussard S., Courvalin P., Philippon A. Sequences of the genes for the TEM-20, TEM-21, TEM-22, and TEM-29 extended-spectrum beta-lactamases. Antimicrobial agents and chemotherapy, 1999, 43(4): 969-971.

24. Bai Z.G., Yang K.H., Liu Y.L., Tian J.H., Ma B., Mi D.H., Jiang L., Tan J.Y., Gai Q.Y. Azithromycin vs. benzathine penicillin G for early syphilis: a meta-analysis of randomized clinical trials. International journal of STD & AIDS, 2008, 19(4): 217-221.

25. Bala M., Kakran M., Singh V., Sood S., Ramesh V.; Members of WHO GASP SEAR Network. Monitoring antimicrobial resistance in Neisseria gonorrhoeae in selected countries of the WHO South-East Asia Region between 2009 and 2012: a retrospective analysis. Sexually transmitted infections, 2013, 89(4): 28-35.

26. Balashov S., Mordechai E., Adelson M.E., Gygax S.E. Multiplex bead suspension array for screening Neisseria gonorrhoeae antibiotic resistance genetic determinants in noncultured clinical samples. The journal of molecular diagnostics, 2013, 15(1): 116-129.

27. Bespyatykh J.A., Zimenkov D.V., Shitikov E.A., Kulagina E.V., Lapa S.A., Gryadunov D.A., Ilina E.N., Govorun V.M. Spoligotyping of Mycobacterium tuberculosis complex isolates using hydrogel oligonucleotide microarrays. Infection, genetics and evolution, 2014, 26: 41-46.

28. Bignell C., Unemo M.; European STI Guidelines Editorial Board. 2012 European guideline on the diagnosis and treatment of gonorrhoea in adults. International journal of STD & AIDS, 2013, 24(2): 85-92.

29. Bilgin N., Richter A.A., Ehrenberg M., Dahlberg A.E., Kurland C G. Ribosomal RNA and protein mutants resistant to spectinomycin. The EMBO journal, 1990, 9(3): 735-739.

30. Blair J.M., Richmond G.E., Piddock L.J. Multidrug efflux pumps in Gram-negative bacteria and their role in antibiotic resistance. Future microbiology, 2015, 9(10): 11651177.

31. Brook I. Urinary tract and genito-urinary suppurative infections due to anaerobic bacteria. International journal of urology, 2004, 11(3): 133-141.

32. Browning G.F. and Citti C., eds. Mollicutes: molecular biology and pathogenesis. Caister Academic Press, Poole, UK: 2014.

33

34

35

36

37

38

39

40

41

42

43

44

45

46

47

Burgos R., Pich O.Q., Querol E., Pinol J. Functional analysis of the Mycoplasma genitalium MG312 protein reveals a specific requirement of the MG312 N-terminal domain for gilding motility. Journal of bacteriology, 2007, 189(19): 7014-7023. Butaye P., Cloeckaert A., Schwarz S. Mobile genes coding for efflux-mediated antimicrobial resistance in Gram-positive and Gram-negative bacteria. International journal of antimicrobial agents, 2003, 22(3): 205-210.

Cannon R.D., Lamping E., Holmes A.R., Niimi K., Baret P.V., Keniya M.V., Tanabe K., Niimi M., Goffeau A., Monk B.C. Efflux-mediated antifungal drug resistance. Clinical microbiology reviews, 2009, 22(2): 291-321.

Cao B., Wang S., Tian Z., Hu P., Feng L., Wang L. DNA Microarray Characterization of Pathogens Associated with Sexually Transmitted Diseases. PLoS One, 2015, 10(7): e0133927.

Carannante A., Renna G., Dal Conte I., Ghisetti V., Matteelli A., Prignano G., Impara G.,

Cusini M., D'Antuono A., Vocale C., Antonetti R., Gaino M., Busetti M., Latino M.A.,

Mencacci A., Bonanno C., Cava M.C., Giraldi C., Stefanelli P. Changing antimictrobial

resistance profiles among Neisseria gonorrhoeae isolates in Italy, 2003 to 2012.

Antimicrobial agents and chemotherapy, 2014, 58(10): 5871-5876.

Cehovin A., Lewis S.B. Mobile genetic elements in Neisseria gonorrhoeae: movement for

change. Pathogens and disease, 2017, 75(6): doi: 10.1F093/femspd/ftx071.

Centers for Disease Control and Prevention. Sexually Transmitted Disease Surveillance

2016. Atlanta: U.S. Departmentof Health and Human Services; 2017.

Chen C.C., Yen M.Y., Wong W.W., Li L.H., Huang Y.L., Chen K.W., Li S.Y. Tracing

subsequent dissemination of a cluster of gonococcal infections caused by an ST1407-

related clone harbourinf mosaic penA alleles in Taiwan. The journal of antimicrobial

chemotherapy, 2013, 68(7): 1567-1571.

Chen S.C., Yin Y.P., Dai X.Q., Yu R.X., Han Y., Sun H.H., Ohnishi M., Unemo M., Chen X.S. Prevalence and molecular epidemiological typing of penicillinase-producing Neisseria gonorrhoeae and their bla(TEM-135) gene variants in Nanjing, China. Sexually transmitted diseases, 2013, 40(11):872-876.

Cheon S.H., Kim S.R., Song H.O., Ahn M.H., Ryu J.S. The dimension of Trichomonas vaginalis as measured by scanning electron microscopy. The Korean journal of parasitology, 2013, 51(2): 243-246.

Chernesky M.A., Jang D., Gilchrist J., Smieja M., Arias M., Hatchette T., Poirier A., Mayne D., Ratnam S. Comparison of cobas 4800, m2000, Viper XTR, and Infinity 80 Automated Instruments When Processing Urine Specimens for the Diagnosis of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae. Sexually transmitted diseases, 2017, 44(3): 161-165.

Chernesky M.A., Martin D.H., Hook E.W., Willis D., Jordan J., Wang S., Lane J.R., Fuller D., Schachter J. Ability of new APTIMA CT and APTIMA GC assays to detect Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae in male urine and urethral swabs. Journal of clinical microbiology, 2005, 43(1): 127-131.

Chisholm S.A., Dave J., Ison C.A. High-level azithromycin resistance occurs in Neisseria gonorrhoeae as a result of a single point mutation in the 23S rRNA genes. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2010, 54(9): 3812-3816.

Chisholm S.A., Unemo M., Quaye N., Johansson E., Cole M.J., Ison C.A., Van de Laar M.J. Molecular epidemiological typing within the European Gonococcal Antimicrobial Resistance Surveillance Programme reveals predominance of a multidrug-resistant clone. Euro surveillance, 2013, 18(3), pii: 20358.

Clinical and laboratory standarts institute. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing, 24th informational supplement, CLSI Document M100-S24. CLSI, Wayne, USA: 2014.

48. Couldwell D.L., Tagg K.A., Jeoffreys N.J., Gilbert G.L. Failure of moxifloxacin treatment in Mycoplasma genitalium infections due to macrolide and fluoroquinolone resistance. International journal of STD & AIDS, 2013, 24(10): 822-828.

49. Cousin S.L. Jr., Whittington W.L., Roberts M.C. Acquired macrolide resistance genes and the 1 bp deletion in the mtrR promoter in Neisseria gonorrhoeae. The journal of antimicrobial chemotherapy, 2003, 51(1): 131-133.

50. Day M.J., Spiteri G., Jacobsson S., Woodfort N., Amato-Gauci A.J., Cole M.J., Unemo M.; Euro-GASP network. Stably high azithromycin resistance and decreasing ceftriaxone susceptibility in Neisseria gonorrhoeae in 25 European countries, 2016. BMC infectious diseases, 2018, 18(1): 609.

51. De Backer E., Verhelst R., Verstraelen H., Claeys G,. Verschraegen G., Temmerman M., Vaneechoutte M. Antibiotic susceptibility of Atopobium vaginae. BMC infectious diseases, 2006, 6: 51.

52. De Silva D., Peters J., Cole K., Cole M.J., Cresswell F., Dean G., Dave J., Thomas D.R., Foster K., Waldram A., Wilson D.J., Didelot X., Grad Y.H., Crook D.W., Peto T.E., Walker A.S., Paul J., Eyre D.W. Whole-genome sequencing to determine transmission of Neisseria gonorrhoeae: an observational study. The Lancet. Infectious diseases, 2016, 16(11): 1295-1303.

53. Dekker N.P., Lammel C.J., Brooks G.F. Scanning electron microscopy of piliated Neisseria gonorrhoeae processed with hexamethyldisilazane. Journal of electron microscopy technique, 1991, 19(4): 461-467.

54. Delmar J.A., Yu E.W. The AbgT family: A novel class of antimetabolite transporters. Protein science, 2016, 25(2): 322-327.

55. Dillon J.A., Trecker M.A., Thakur S.D.; Gonococcal Antimicrobial Surveillance Program Network in Latin America and Caribbean 1990-2011. Two decades of the gonococcal antimicrobial surveillance program in South America and the Caribbean: challenges and opportunities. Sexually transmitted infections, 2013, 89(4): 36-41.

56. Dize L., West S.K., Mkocha H., Quinn T.C., Gaydos C.A. Evaluation of pooled ocular and vaginal swabs by the Cepheid GeneXpert CT/NG assay for the detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae compared to the GenProbe Aptima Combo 2 Assay. Diagnostic microbiology and infectious disease, 2015, 81(2): 102-104.

57. Dona V., Kasraian S., Lupo A., Guilarte Y.N., Hauser C., Furrer H., Unemo M., Low N., Endimiani A. Multiplex real-time PCR assay with high-resolution melting analysis for characterization of antimicrobial resistance in Neisseria gonorrhoeae. Journal of clinical microbiology, 2016, 54(8): 2074-2081.

58. Dona V., Low N., Golparian D., Unemo M. Recent advances in the development and use of molecular tests to predict antimicrobial resistance in Neisseria gonorrhoeae. Expert review of molecular diagnostics, 2017, 17(9): 845-859.

59. Dona V., Smid J.H., Kasraian S., Egli-Gany D., Dost F., Imeri F., Unemo M., Low N., Endimiani A. Mismatch amplification mutation assay-based real-time PCR for rapid detection of Neisseria gonorroeae and antimicrobial resistance determinants in clinical specimens. Journal of clinical microbiology, 2018, 56(9), pii: e00365-18. doi: 10.1128/JCM.00365-18.

60. Dönhöfer A., Franckenberg S., Wickles S., Berninghausen O., Beckmann R., Wilson D.N. Structural basis for TetM-mediated tetracycline resistance. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2012, 109(42): 16900-16905.

61. Dunne R.L., Dunn L.A., Upcroft P., O'Donoghue P.J., Upcroft J.A. Drug resistance in the sexually transmitted protozoan Trichomonas vaginalis. Cell research, 2003, 13(4): 239-249.

62. Embers M.E. eds. The Pathogenic Spirochetes: strategies for evasion of host immunity and persistence. Springer, Boston: 2012.

63. Endimiani A., Guilarte Y.N., Tinguely R., Hirzberger L., Selvini S., Lupo A., Hauser C., Furrer H. Characterization of Neisseria gonorrhoeae isolates detected in Switzerland (1998-2012): emergence of multidrug-resistant clones less susceptible to cephalosporins. BMC infectious diseases, 2014, 14: 106.

64. Eyre D.W., Sanderson N.D., Lord E., Regisford-Reimmer N., Chau K., Barker L., Morgan M., Newnham R., Golparian D., Unemo M., Crook D.W., Peto T.E., Hughes G., Cole M.J., Fifer H., Edwards A., Andersson M.I. Gonorrhoea treatment failure caused by a Neisseria gonorrhoeae strain with combined ceftriaxone and high-level azithromycin resistance, England, February 2018. Euro Surveillance, 2018, 23(27). doi: 10.2807/1560-7917.ES.2018.23.27.1800323.

65. Falk L., Fredlund H., Jensen J.S. Tetracycline treatment does not eradicate Mycoplasma genitalium. Sexually transmitted infections, 2003, 79(4): 318-319.

66. Fernández L., Hancock R.E. Adaptive and mutational resistance: role of porins and efflux pumps in drug resistance. Clinical microbiology reviews, 2012, 25(4): 661-681.

67. Fitzgerald T.J., Cleveland P., Johnson R.C., Miller J.N., Sykes J.A. Scanning electron microscopy of Treponema pallidum (Nichols strain) attached to cultured mammalian cells. Journal of bacteriology, 1977, 130(3): 1333-1344.

68. Fluman N., Bibi E. Bacterial multidrug transport through the lens of the major facilitator superfamily. Biochimica et biophysica acta, 2009, 1794(5): 738-747.

69. Fodor S.P., Read J.L., Pirrung M.C., Stryer L., Lu A.T., Solas D. Light-directed, spatially addressable parallel chemical synthesis. Science, 1991, 251(4995): 767-763.

70. Fraser C.M., Gocayne J.D., White O., Adams M.D., Clayton R.A., Fleischmann R.D., Bult C.J., Kerlavage A.R., Sutton G., Kelley J.M., Fritchman R.D., Weidman J.F., Small K.V., Sandusky M., Fuhrmann J., Nguyen D., Utterback T.R., Saudek D.M., Philips C.A., Merrick J.M., Tomb J.F., Dougherty B.A., Bott K.F., Hu P.C., Lucier T.S., Peterson S.N., Smith H.O., Hutchinson C.A. 3rd, Venter J.C. The minimal gene complement of Mycoplasma genitalium. Science, 1995, 270(5235): 397-403.

71. Galimand M., Gerbaud G., Courvalin P. Spectinomycin resistance in Neisseria spp. due to mutations in 16S rRNA. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2000, 44(5): 13651366.

72. Germain A., Holmes K.K., Piot P., Wasserheit J.N., eds. Reproductive tract infections: global impact and priorities for women's health. Plenum Press, New York: 1992.

73. Golparian D., Brilene T., Laaring Y., Viktorova E., Johansson E., Domeika M., Unemo M. First antimicrobial resistance data and genetic characteristics of Neisseria gonorrhoeae isolates from Estonia, 2009-2013. New micorbes and new infections, 2014, 2(5): 150-153.

74. Gonzales-Marin C., Spratt D.A., Allaker R.P. Maternal oral origin of Fusobacterium nucleatum in adverse pregnancy outcomes as determined using the 16S-23S rRNA gene intergenic transcribed spacer region. Journal of medical microbiology, 2013, 62(1): 133144.

75. González Pedraza Avilés A., Ortíz Zaragoza M.C., Irigoyen Coria A. Bacterial vaginosis a «broad overview». Revista Latinoamericana de microbiologia, 1999, 41(1): 25-34.

76. Gottesman M.M., Ludwig J., Xia D., Szakács G. Defeating drug resistance in cancer. Discovery medicine, 2006, 6(31): 18-23.

77. Graham R.M., Doyle C.J., Jennison A.V. Epidemiological typing of Neisseria gonorrhoeae and detection of markers associated with antimicrobial resistance directly from urine samples using next generation sequencing. Sexually transmitted infections, 2016, 16(11): 1295-1303.

78. Gryadunov D., Dementieva E., Mikhailovich V., Nasedkina T., Rubina A., Savvateeva E., Fesenko E., Chudinov A., Zimenkov D., Kolchinsky A., Zasedatelev A. Gel-based microarrays in clinical diagnostics in Russia. Expert review of molecular diagnostics, 2011, 11(8): 839-853.

79

80

81

82

83

84

85

86

87

88

89

90

91

92

93

Gryadunov D., Mikhailovich V., Lapa S., Roudinskii N., Donnikov M., Pan'kov S., Markova O., Kuz'min A., Chernousova L., Skotnikova O., Moroz A., Zasedatelev A., Mirzabekov A. Evaluation of hybridisation on oligonucleotide microarrays for analysis of drug-resistant Mycobacterium tuberculosis. Clinical microbiology and infection, 2005, 11(7): 531-539.

Gryadunov D., Nicot F., Dubois M., Mikhailovich V., Zasedatelev A., Izopet J. Hepatitis C virus genotyping using an oligonucleotide microarray based on the NS5B sequence. Journal of clinical microbiology, 2010, 48(11): 3910-3917.

Gryadunov D., Shaskolskiy B., Nasedkina T., Rubina A., Zasedatelev A. The EIMB hydrogel microarray technology: thirty years later. Acta naturae, 2018, 10(4): 4-18. Han Y.W., Yin Y.P., Shi M.Q., Zheng B.J., Zhong M.Y., Jiang N., Chen S.C., Chen X.S. Evaluation of Abbott RealTime CT/NG assay for detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae in cervical swabs from female sex workers in China. PLoS One, 2014, 9(3): e89658.

Handzlik J., Matys A., Kiec-Kononowicz K. Recent Advances in Multi-Drug Resistance (MDR) Efflux Pump Inhibitors of Gram-Positive Bacteria S. aureus. Antibiotics (Basel), 2013, 2(1): 28-45.

Hardy L., Jespers V., Abdellati S., De Baetselier I., Mwambarangwe L., Musengamana V., van de Wijgert J., Vaneechoutte M., Crucitti T. A fruitful alliance: the synergy between Atopobium vaginae and Gardnerella vaginalis in bacterial vaginosis-associated biofilm. Sexually transmitted infections, 2016: sextrans-2015-052475. Hardy L., Jespers V., Dahchour N., Mwambarangwe L., Musengamana V., Vaneechoutte M., Crucitti T. Unravelling the bacterial vaginosis-associated biofilm: a multiplex Gardnerella vaginalis and Atopobium vaginae fluorescence in situ hybridization assay using peptide nucleic acid probes. PLoS One, 2015, 10(8): e0136658. Hardy L., Jespers V., Van den Bulck M., Buyze J., Mwambarangwe L., Musengamana V., Vaneechoutte M., Crucitti T. The presence of the putative Gardnerella vaginalis sialidase A gene in vaginal specimens is associated with bacterial vaginosis biofilm. PLoS One, 2017, 12(2): e0172522.

Harris S.R., Cole M.J., Spiteri G., Sanchez-Buso L., Golparian D., Jacobsson S., Goater R., Abudahab K., Yeats C.A., Bercot B., Borrego M.J., Crowley B., Stefanelli P., Tripodo F., Abad R., Aanensen D.M., Unemo M; Euro-GASP study group. Public health surveillance of multidrug-resistant clones of Neisseria gonorrhoeae in Europe: a genomic survey. The Lancet. Infectious diseases, 2018, 18(7): 758-768.

Hassan K.A., Jackson S.M., Penesyan A., Patching S.G., Tetu S.G., Eijkelkamp B.A., Brown M.H., Henderson P.J., Paulsen I.T. Transcriptomic and biochemical analyses identify a family of chlorhexidine efflux proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2013, 110(50): 20254-20259.

Hassan K.A., Liu Q., Henderson P.J., Paulsen I.T. Homologs of the Acinetobacter baumannii AceI transporter represent a new family of bacterial multidrug efflux systems. mBio, 2015, 6(10): e01982-14.

Heddle J., Maxwell A. Quinolone-binding pocket of DNA gyrase: role of GyrB. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2002, 46(6): 1805-1815.

Hu M., Nandi S., Davies C., Nicholas R.A. High-level chromosomally mediated tetracycline resistance in Neisseria gonorrhoeae results from a point mutation in the rpsJ gene encoding ribosomal protein S10 in combination with the mtrR and penB resistance determinants. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2005, 49(10): 4327-4334. Hung M.C., Christodoulides M. The biology of Neisseria adhesins. Biology (Basel), 2013, 2(3): 1054-1109.

Husain F., Veeranagouda Y., Hsi J., Meggersee R., Abratt V., Wexler H.M. Two multidrug-resistant clinical isolates of Bacteroides fragilis carry a novel metronidazole

resistance nim gene (nimJ). Antimicrobial agents and chemotherapy, 2013, 57(8): 37673774.

94. Ilina E.N., Malakhova M.V., Bodoev I.N., Oparina N.Y., Filimonova A.V., Govorun V.M. Mutation in ribosomal protein S5 leads to spectinomycin resistance in Neisseria gonorrhoeae. Frontiers in microbiology, 2013, 4: 186.

95. Ilina E.N., Vereshchagin V.A., Borovskaya A.D., Malakhova M.V., Sidorenko S.V., Al-Khafaji N.C., Kubanova A.A., Govorun V.M. Relation between genetic markers of drug resistance and susceptibility profile of clinical Neisseria gonorrhoeae strains. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2008, 52(6): 2175-2182.

96. Ito M., Deguchi T., Mizutani K.S., Yasuda M., Yokoi S., Ito S., Takahashi Y., Ishihara S., Kawamura Y., Ezaki T. Emergence and spread of Neisseria gonorrhoeae clinical isolates harboring mosaic-like structure of penicillin-binding protein 2 in Central Japan. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2005, 49(1): 137-143.

97. Ito Y., ed. Photochemistry for biomedical applications. Springer Nature Singapore Pte Ltd: 2018.

98. Jayaprakash P.T., Schellenberg J.J., Hill J.E. Resolution and characterization of distinct cpn60-based subgroups of Gardnerella vaginalis in the vaginal microbiota. PLoS One, 2012, 7(8): e43009.

99. Jensen J.S., Bradshaw C.S., Tabrizi S.N., Fairley C.K., Hamasuna R. Azithromycin treatment failure in Mycoplasma genitalium-positive patients with nongonococcal urethritis is associated with induced macrolide resistance. Clinical infectious diseases, 2008, 47(12): 1546-1553.

100. Jensen J.S., Cusini M., Gomberg M., Moi H. Background review for the 2016 European guideline on Mycoplasma genitalium infections. Journal of the European Academy of Dermatology and Venerology, 2016, 30(10): 1686-1693.

101. Jeverica S., Golparian D., Maticic M., Potocnik M., Mlakar B., Unemo M. Phenotypic and molecular characterization of Neisseria gonorrhoeae isolates from Slovenia, 200612: rise and fall of the multidrug-resistant NG-MAST genogroup 1407 clone? The journal of antimicrobial chemotherapy, 2014, 69(6): 1517-1525.

102. Jovita R.M., Collins M.D., Sjöden B., Falsen E. Characterization of a novel Atopobium isolate from the human vagina: description of Atopobium vaginae sp. nov. International journal of systematic bacteriology, 1999, 49(4): 1573-1576.

103. Katz K.A., Klausner J.D. Azithromycin resistance in Treponema pallidum. Current opinion in infectious diseases, 2008, 21(1): 83-91.

104. Katz A R., Komeya A.Y., Soge O.O., Kiaha M.I., Lee M.V., Wasserman G.M., Maningas E.V., Whelen A.C., Kirkcaldy R.D., Shapiro S.J., Bolan G.A., Holmes K.K. Neisseria gonorrhoeae with high-level resistance to azithromycin: case report of the first isolate identified in the United States. Clinical infectious diseases, 2012, 54(6): 841-843.

105. Kawai Y., Nakura Y., Wakimoto T., Nomiyama M., Tokuda T., Takayanagi T., Shiraishi J., Wasada K., Kitajima H., Fujita T., Nakayama M., Mitsuda N., Nakanishi I., Takeuchi M., Yanagihara I. In vitro activity of five quinolones and analysis of the quinolone resistance-determining regions of gyrA, gyrB, parC, andparE in Ureaplasmaparvum and Ureaplasma urealyticum clinical isolates from perinatal patients in Japan. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2015, 59(4): 2358-2364.

106. Kenyon C. Prevalence of macrolide resistance in Treponema pallidum is associated with macrolide consumption. Journal of medical microbiology, 2019, 68(2): 119-123.

107. Khairullin R., Vorobyev D., Obukhov A., Kuular U.H., Kubanova A., Kubanov A., Unemo M. Syphilis epidemiology in 1994-2013, molecular epidemiological strain typing and determination of macrolide resistance in Treponema pallidum in 2013-2014 in Tuva Republic, Russia. APMIS, 2016, 124(7): 595-602.

108. Kikuchi M., Ito S., Yasuda M., Tsuchiya T., Hatazaki K., Takanashi M., Ezaki T., Deguchi T. Remarkable increase in fluoroquinolone-resistant Mycoplasma genitalium in Japan. The journal of antimicrobial chemotherapy, 2014, 69(9): 2376-2382.

109. Kirkcaldy R.D., Soge O., Papp J.R., Hook E.W. 3rd, del Rio C., Kubin G., Weinstock H.S. Analysis of Neisseria gonorrhoeae azithromycin susceptibility in the United States by the Gonococcal Isolate Surveillance Project, 2005 to 2013. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2015, 59(2): 998-1003.

110. Kobayashi N., Nishino K., Yamaguchi A. Novel macrolide-specific ABC-type efflux transporter in Escherichia coli. Journal of bacteriology, 2001, 183(19): 5639-5644.

111. Kriesel J.D., Bhatia A.S., Barrus C., Vaughn M., Gardner J., Crisp R.J. Multiplex PCR testing for nine different sexually transmitted infections. International journal of STD & AIDS, 2016, 27(14): 1275-1282.

112. Kubanov A., Solomka V., Plakhova X., Chestkov A., Petrova N., Shaskolskiy B., Dementieva E., Leinsoo A., Gryadunov D., Deryabin D. Summary and trends of the Russian gonococcal antimicrobial surveillance programme, 2005 to 2016. Journal of clinical microbiology, 2019, 57:e02024-18.

113. Kubanov A., Vorobyev D., Chestkov A., Leinsoo A., Shaskolskiy B., Dementieva E., Solomka V., Plakhova X., Gryadunov D., Deryabin D. Molecular epidemiology of drug-resistant Neisseria gonorrhoeae in Russia (Current Status, 2015). BMC infectious diseases, 2016, 16: 389.

114. Kubanova A., Frigo N., Kubanov A., Sidorenko S., Lesnaya I., Polevshikova S., Solomka V., Bukanov N., Domenika M., Unemo M. The Russian gonococcal antimicrobial susceptibility programme (RU-GASP) - national resistance prevalence in 2007 and 2008, and trends during 2005-2008. Euro surveillance: bulletin Europeen sur les maladies transmissibles = European communicable disease bulletin, 2010, 15(14), pii: 19533.

115. Kubanova A., Kubanov A., Frigo N., Solomka V., Semina V., Vorobyev D., Khairrulin R., Unemo M. Russian gonococcal antimicrobial susceptibility programme (RU-GASP) -resistance in Neisseria gonorrhoeae during 2009-2012 and NG-MAST genotypes in 2011 and 2012. BMC infectious diseases, 2014, 14: 342.

116. Kuroda T., Tsuchiya T. Multidrug efflux transporters in the MATE family. Biochimica etbiophysica acta, 2009, 1794(5): 763-768.

117. Lahra M.M., Martin I., Demczuk W., Jennison A.V., Lee K.I., Nakayama S.I., Lefebvre B., Longtin J., Ward A., Mulvey M.R., Wi T., Ohnishi M., Whiley D. Cooperative recognition of internationally disseminated ceftriaxone-resistant Neisseria gonorrhoeae strain. Emerging infectious diseases, 2018, 24(4). doi: 10.3201/eid2404.171873.

118. Leclercq R. Mechanisms of resistance to macrolides and lincosamides: nature of the resistance elements and their clinical implications. Clinical infectious diseases, 2002, 34(4): 482-492.

119. Lee E.H., Hill S.A., Napier R., Shafer W.M. Integration Host Factor is required for FarR repression of the farAB-encoded efflux pump of Neisseria gonorrhoeae. Molecular microbiology, 2006, 60(6): 1381-1400.

120. Leinsoo A.T., Shaskol'skii B.L., Dementieva E.I., Gryadunov D.A., Kubanov A.A., Chestkov A.V., Obraztsova O.A., Shpilevaya M.V., Deryabin D.G. Oligonucleotide microchip for the identification of infectious agents of reproductive system with simultaneous analysis of determinants of resistance to antimicrobial substances. Bulletin of experimental biology and medicine, 2017, 164(1): 54-60.

121. Leitsch D., Janssen B.D., Kolarich D., Johnson P.J., Duchene M. Trichomonas vaginalis flavin reductase 1 and its role in metronidazole resistance. Molecular microbiology, 2014, 91(1): 198-208.

122. Lewis DA., Sriruttan C., Müller E.E., Golparian D., Gumede L., Fick D., de Wet J., Maseko V., Coetzee J., Unemo M. Phenotypic and genetic characterization of the first two cases of extended-spectrum-cephalosporin-resistant Neisseria gonorrhoeae infection

in South Africa and association with cefixime treatment failure. The journal of antimicrobial chemotherapy, 2013, 68(6): 1267-1270.

123. Li X.Z., Elkins C.A., Zgurskaya H.I., eds. Efflux-mediated antimicrobial resistance in bacteria. Mechanisms, regulation and clinical implications. Springer international publishing, Switzerland: 2016.

124. Li X.Z., Plesiat P., Nikaido H. The challenge of efflux-mediated antibiotic resistance in Gram-negative bacteria. Clinical microbiology reviews, 2015, 28(2): 337-418.

125. Lindberg R., Fredlund H., Nicholas R., Unemo M. Neisseria gonorrhoeae isolates with reduced susceptibility to cefixime and ceftriaxone: association with genetic polymorphisms in penA, mtrR, porBlb, and ponA. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2007, 51(6): 2117-2122.

126. Liu G., Tang C.M., Exley R.M. Non-pathogenic Neisseria: members of an abundant, multi-habitat, diverse genus. Microbiology (Reading, England), 2015, 161(7): 1297-1312.

127. Lofmark S., Edlund C., Nord C.E. Metronidazole is still the drug of choice for treatment of anaerobic infections. Clinical infectious diseases, 2010, 50: S16-23.

128. Low N., Unemo M. Molecular tests for the detection of antimicrobial resistant Neisseria gonorrhoeae: when, where, and how to use? Current opinion in infectious diseases, 2016, 29(1): 45-51.

129. Low N., Unemo M., Skov Jensen J., Breuer J., Stephenson J.M. Molecular diagnostics for gonorrhoea: implications for antimicrobial resistance and the threat of untreatable gonorrhoea. PLoS medicine, 2014, 11(2): e1001598.

130. Lu M., Symersky J., Radchenko M., Koide A., Guo Y., Nie R., Koide S. Structures of a Na+-coupled, substrate-bound MATE multidrug transporter. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2013, 110(6): 2099-2104.

131. Luna V.A., Cousin S. Jr., Whittington W.L., Roberts M.C. Identification of the conjugative mef gene in clinical Acinetobacter junii and Neisseria gonorrhoeae isolates. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2000, 44(9): 2503-2506.

132. Lysov Y., Barsky V., Urasov D., Urasov R., Cherepanov A., Mamaev D., Yegorov Y., Chudinov A., Surzhikov S., Rubina A., Smoldovskaya O., Zasedatelev A. Microarray analyzer based on wide field fluorescent microscopy with laser illumination and a device for speckle suppression. Biomedical optics express, 2017, 8(11): 4798-4810.

133. Maiden M.C., Bygraves J.A., Feil E., Morelli G., Russel J.E., Urwin R., Zhang Q., Zhou J., Zurth K., Caugant D.A., Feavers I.M., Achtman M., Spratt B.G. Multilocus sequence typing: a portable approach to the identification of clones within populations of pathogenic microorganisms. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998, 95(6): 3140-3145.

134. Marazzo J.M., Koutsky L.A., Eschenbach D.A., Agnew K., Stine K., Hilier S.L. Characterization of vaginal flora and bacterial vaginosis in women who have sex with women. The journal of infectious diseases, 2002, 185(9): 1307-1313.

135. Margolis E., Fredricks D.N. Molecular medical microbiology (second edition). Academic Press, Boston: 2015.

136. Martin I.M., Ison C.A., Aanensen D.M., Fenton K.A., Spratt B.G. Rapid sequence-based identification of gonococcal transmission clusters in a large metropolitan area. The journal of infectious diseases, 2004, 189(8): 1497-1505.

137. Matejkova P., Flasarova M., Zakoucka H., Borek M., Kremenova S., Arenberger P., Woznicova V., Weinstock G.M., Smajs D. Macrolide treatment failure in a case of secondary syphilis: a novel A2059G mutation in the 23S rRNA gene of Treponema pallidum subsp. pallidum. Journal of medical microbiology, 2009, 58(6): 832-836.

138. Mayers D.L., eds. Mechanism of resistance in metronidazole. Humana Press, Boston: 2009.

139. Menard J.P., Fenollar F., Raoult D., Boubli L., Bretelle F. Self-collected vaginal swabs for the quantitative real-time polymerase chain reaction assay of Atopobium vaginae and

Gardnerella vaginalis and the diagnosis of bacterial vaginosis. European journal of clinical microbiology & infectious diseases, 2012, 31(4): 513-518.

140. Mosca A., Miragliotta L., Iodice M.A., Abbinante A., Miragliotta G. Antimicrobial profiles of Prevotella spp. and Fusobacterium nucleatum isolated from periodontal infections in a selected area of southern Italy. International journal of antimicrobial agents, 2007, 30(6): 521-524.

141. Muhammad I., Golparian D., Dillon J.A., Johansson A., Ohnishi M., Sethi S., Chen S.C., Nakayama S., Sundqvist M., Bala M., Unemo M. Characterisation of blaTEM genes and types of P-lactamase plasmids in Neisseria gonorrhoeae - the prevalent and conserved blaTEM-135 has not recently evolved and existed in the Toronto plasmid from the origin. BMC infectious diseases, 2014, 14: 454.

142. Nakayama S., Shimuta K., Furubayashi K., Kawahata T., Unemo M., Ohnishi M. New ceftriaxone- and multidrug-resistant Neisseria gonorrhoeae strain with a novel mosaic penA gene isolated in Japan. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2016, 60(7): 43394341.

143. Nakayama S., Tribuddharat C., Prombhul S., Shimuta K., Srifuengfung S., Unemo M., Ohnishi M. Molecular analyses of TEM genes and their corresponding penicillinase-producing Neisseria gonorrhoeae isolates in Bangkok, Thailand. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2012, 56(2): 916-920.

144. Newman L., Rowley J., Van der Hoorn S., Wijesooriya N.S., Unemo M., Low N., Stevens G., Gottlieb S., Klarie J., Temmerman M. Global estimates of the prevalence and incidence of four curable sexually transmitted infections in 2012 based on systematic review and global reporting. PLoS One, 2015, 10(12): e0143304.

145. Ng L.K., Martin I., Liu G., Bryden L. Mutation in 23S rRNA associated with macrolide resistance in Neisseria gonorrhoeae. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2002, 46(9): 3020-3025.

146. Nguyen F., Starosta A.L., Arenz S., Sohmen D., Dónhófer A., Wilson D.N. Tetracycline antibiotics and resistance mechanisms. Biological chemistry, 2014, 395(5).

147. Nikaido H., Pages J.M. Broad-specificity efflux pumps and their role in multidrug resistance of Gram-negative bacteria. FEMS microbiology reviews, 2012, 36(2): 340363.

148. Nosova E.Y., Zimenkov D.V., Khakhalina A.A., Isakova A.I., Krylova L.Y., Makarova M.V., Galkina K.Y., Krasnova M.A., Safonova S.G., Litvinov V.I., Gryadunov D.A., Bogorodskaya E.M. A comparison of the sensititre MycoTB plate, the Mactec MGIT 960, and a microarray-based molecular assay for the detection of drug resistance in clinical Mycobacterin tuberculosis isolates in Moscow, Russia. PLoS One, 2016, 11(11): e0167093.

149. Nsofor C. DNA microarrays and their applications in medical microbiology. Biotechnol. Mol. Biol. Rev., 2014, 9(1): 1-11.

150. Nuñez-Forero L., Moyano-Ariza L., Gaitán-Duarte H., Ángel-Müller E., Ruiz-Parra A., González P., Rodríguez A., Tolosa J.E. Diagnostic accuracy of rapid tests for sexually transmitted infections in symptomatic women. Sexually transmitted infections, 2016, 92(1): 24-28.

151. Nyatsanza F., Tipple C. Syphilis: presentations in general medicine. Clinical medicine (London, England), 2016, 16(2): 184-188.

152. Nyirjesy P., McIntosh M.J., Steinmetz J.I., Schumacher R.J., Joffrion J.L. The effects of intravaginal clindamycin and metronidazole therapy on vaginal mobiluncus morphotypes in paients with bacterial vaginosis. Sexually transmitted diseases, 2007, 34(4): 197-202.

153. Olesky M., Zhao S., Rosenberg R.L., Nicholas R.A. Porin-mediated antibiotic resistance in Neisseria gonorrhoeae: ion, solute, and antibiotic permeation through PIB proteins withpenB mutations. Journal of bacteriology, 2006, 188(7): 2300-2308.

154. Pachulec E., van der Does C. Conjugative plasmids of Neisseria gonorrhoeae. PLoS One, 2010, 5(4): e9962.

155. Pan'kov S.V., Chechetkin V.R., Somova O.G., Antonova O.V., Moiseeva O.V., Prokopenko D.V., Yurasov R.A., Gryadunov D.A., Chudinov A.V. Kinetic effects on signal normalization in oligonucleotide microchips with labeled immobilized probes. Journal of biomolecular structure & dynamics, 2009, 27(2): 235-244.

156. Patel M.A., Nyirjesy P., Role of Mycoplasma and ureaplasma species in female lower genital tract infections. Current infectious diseases reports, 2010, 12(6): 417-422.

157. Paulish-Miller T.E., Augostini P., Schuyler J.A., Smith W.L., Mordechai E., Adelson M.E., Gygax S.E., Secor W.E., Hilbert D.W. Trichomonas vaginalis metronidazole resistance is associated with single nucleotide polymorphisms in the nitroreductase genes ntr4Tv and ntr6Tv. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2014, 58(5): 2938-2943.

158. Pereyre S., Sirand-Pugnet P., Beven L., Charron A., Renaudin H., Barré A., Avenaud P., Jacob D., Couloux A., Barbe V., de Daruvar A., Blanchard A., Bébéar C. Life on arginine for Mycoplasma hominis: clues from its minimal genome and comparison with other human urogenital mycoplasmas. PLoS genetics, 2009, 5(10): e1000677.

159. Peterson S.N., Hu P.C., Bott K.F., Hutchinson C.A. 3rd. A survey of the Mycoplasma genitalium genome by using random sequencing. Journal of bacteriology, 1993, 175(24): 7918-7930.

160. Piddock L.J. Clinically relevant chromosomally encoded multidrug resistance efflux pumps in bacteria. Clinical microbiology reviews, 2006, 19(2): 382-402.

161. Poncin T., Fouere S., Braille A., Camelena F., Agsous M., Bebear C., Kumanski S., Lot F., Mercier-Delarue S., Ngangro N.N., Salmona M., Schnepf N., Timsit J., Unemo M., Bercot B. Multidrug-resistant Neisseria gonorrhoeae failing treatment with ceftriaxone and doxycycline in France, November 2017. Euro Surveillance, 2018, 23(21). doi: 10.2807/1560-7917.ES.2018.23.21.1800264.

162. Pond M.J., Nori A.V., Witney A.A., Lopeman R.C., Butcher P.D., Sadiq S T. High prevalence of antibiotic-resistant Mycoplasma genitalium in nongonococcal urethtitis: the need for routine testing and the inadequacy of current treatment options. Clinical infectious diseases, 2014, 58(5):631-637.

163. Pospísilová P., Grange P.A., Grillová L., Mikalová L., Martinet P., Janier M., Vermersch A., Benhaddou N., Del Giudice P., Alcaraz I., Truchetet F., Dupin N., Smajs D. Multi-locus sequence typing of Treponema pallidum subsp. pallidum present in clinical samples from France: infecting treponemes are genetically diverse and belong to 18 allelic profiles. PloS One, 2018, 13(7): e0201068.

164. Ropp P.A., Hu M., Olesky M., Nicholas R.A. Mutations in ponA, the gene encoding penicillin-binding protein 1, and a novel locus, penC, are required for high-level chromosomally mediated penicillin resistance in Neisseria gonorrhoeae. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2002, 46(3): 769-777.

165. Rossolini G.M., Arena F., Pecile P., Pollini S. Update on the antibiotic resistance crisis. Current opinion in pharmacology, 2014, 18: 56-60.

166. Rouquette-Loughlin C.E., Balthazar J.T., Shafer W.M. Characterization of the MacA-MacB efflux system in Neisseria gonorrhoeae. The journal of antimicrobial chemotherapy, 2005, 56(5): 856-860.

167. Rouquette-Loughlin C.E., Dunham S.A., Kuhn M., Balthazar J.T., Shafer W.M. The NorM efflux pump of Neisseria gonorrhoeae and Neisseria meningitidis recognizes antimicrobial cationic compounds. Journal of bacteriology, 2003, 185(3): 1101-1106.

168. Rumyantseva T., Golparian D., Nilsson C.S., Johansson E., Falk M., Fredlund H., Van Dam A., Guschin A., Unemo M. Evaluation of the new AmpliSens multiplex real-time PCR assay for simultaneous detection of Neisseria gonorrhoeae, Chlamydia trachomatis, Mycoplasma genitalium, and Trichomonas vaginalis. APMIS, 2015, 123(10): 879-886.

169. Salado-Rasmussen K., Jensen J.S. Mycoplasma genitalium testing pattern and macrolide resistance: a Danish nationwide retrospective survey. Clinical infectious diseases, 2014, 59(1): 24-30.

170. Samarawickrama A., Cheserem E., Graver M., Wade J., Alexander S., Ison C. Pilot study of use of the BioStar Optical ImmunoAssay GC point-of-care test for diagnosing gonorrhoea in men attending a genitourinary medicine clinic. Journal of medical microbiology, 2014, 63(8): 1111-1112.

171. Schena M., Shalon D., Davis R.W., Brown P.O. Quantitative monitoring of gene expression patterns with a complementary DNA microarray. Science, 1995, 270(5235): 467-470.

172. Schmitt M., Depuydt C., Stalpaert M., Pawlita M. Bead-based multiplex sexually transmitted infection profiling. The journal of infection, 2014, 69(2): 123-133.

173. Shafer W.M., Folster J.P. Towards an understanding of chromosomally mediated penicillin resistance in Neisseria gonorrhoeae: evidence for a porin-efflux pump collaboration. Journal of bacteriology, 2006, 188(7): 2297-2299.

174. Shaskolskiy B., Dementieva E., Leinsoo A., Petrova N., Chestkov A., Kubanov A., Deryabin D., Gryadunov D. Tetracycline resistance of Neisseria gonorrhoeae in Russia, 2015-2017. Infection, genetics and evolution, 2018, 63: 236-242.

175. Shaskolskiy B., Dementieva E., Leinsoo A., Runina A., Vorobyev D., Plakhova X., Kubanov A., Deryabin D., Gryadunov D. Drug resistance mechanisms in bacteria causing sexually transmitted diseases and associated with vaginosis. Frontiers in microbiology, 2016, 7: 747.

176. Shershov V.E., Lapa S.A., Kuznetsova V.E., Spitsyn M.A., Guseinov T.O., Polyakov S.A., Stomahin A.A., Zasedatelev A.S., Chudinov A.V. Comparative study of novel fluorescent cyanine nucleotides: hybridization analysis of labeled PCR products using a biochip. Journal of fluorescence, 2017, 27(6): 2001-2016.

177. Shilnikova I.I., Dmitrieva N.V. Evaluation of antibiotic susceptibility of Bacteroides, Prevotella and Fusobacterium species isolated from patients of the N. N. Blokhin Cancer Research Center, Moscow, Russia. Anaerobe, 2015, 31: 15-18.

178. Smith D.G., Russell W.C., Ingledew W.J., Thirkell D. Hydrolysis of urea by Ureaplasma urealyticum generates a transmembrane potential with resultant ATP synthesis. Journal of bacteriology, 1993, 175(11): 3253-3258.

179. Spiegel C.A. Susceptibility of Mobiluncus species to 23 antimicrobial agents and 15 other compounds. Antimicrobial agents and chemotherapy, 1987, 31(2): 249-252.

180. Spratt B.G. Hybrid penicillin-binding proteins in penicillin-resistant strains of Neisseria gonorrhoeae. Nature, 1988, 332(6160): 173-176.

181. Stamm L.V., Bergen H.L. A point mutation associated with bacterial macrolide resistance is present in both 23S rRNA genes of an erythromycin-resistant Treponema pallidum clinical isolate. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2000, 44(3): 806-807.

182. Steffens L.S., Nicholson S., Paul L.V., Nord C.E., Patrick S., Abratt V.R. Bacteroides fragilis RecA protein overexpression causes resistance to metronidazole. Research in microbiology, 2010, 161(5): 346-354.

183. Su C.C., Bolla J.R., Kumar N., Radhakrishnan A., Long F., Delmar J.A., Chou T.H., Rajashankar K.R., Shafer W.M., Yu E.W. Structure and function of Neisseria gonorrhoeae MtrF illuminates a class of antimetabolite efflux pumps. Cell reports, 2015, 11(1): 61-70.

184. Su J R., Pillay A., Hook E.W., Ghanem K.G., Wong W., Jackson D., Smith L.D., Pierce E., Philip S.S., Wilson S., Golden M.R., Workowski K.A., Chi K.H., Parrish D.D., Chen C.Y., Weinstock H S. Prevalence of the 23S rRNA A2058G point mutation and molecular subtypes in Treponema pallidum in the United States, 2007 to 2009. Sexually transmitted diseases, 2012, 39(10):794-798.

185. Sun A., Fan X., Gu Y., Du P., Tang R., Mao Y., Lin X., Yan J. Predominant porB1A and porB1B genotypes and correlation of gene mutations with drug resistance in Neisseria gonorrhoeae isolates in Eastern China. BMC infectious diseases, 2010, 10: 323.

186. Tabrizi S.N., Tan L.Y., Walker S., Twin J., Poljak M., Bradshaw C.S., Fairley C.K., Bissessor M., Mokany E., Todd A.V., Garland S.M. Multiplex Assay for Simultaneous Detection of Mycoplasma genitalium and Macrolide Resistance Using PlexZyme and PlexPrime Technology. PLoS One, 2016, 11(6): e0156740.

187. Tanaka M., Nakayama H., Huruya K., Konomi I., Irie S., Kanayama A., Saika T., Kobayashi I. Analysis of mutations within multiple genes associated with resistance in a clinical isolate of Neisseria gonorrhoeae with reduced ceftriaxone susceptibility that shows a multidrug-resistant phenotype. International journal of antimicrobial agents, .2006, 27(1): 20-26.

188. Tanaka Y., Hipolito C.J., Maturana A.D., Ito K., Kuroda T., Higuchi T., Katoh T., Kato H.E., Hattori M., Kumazaki K., Tsukazaki T., Ishitani R., Suga H., Nureki O. Structural basis for the drug extrusion mechanism by a MATE multidrug transporter. Nature, 2013, 496(7444): 247-251.

189. Tang Y.-W., Sussman M., Liu D., Poxton I., Schwartzman J., eds. Molecular medical microbiology. Academic Press, Boston: 2015.

190. Tapsall J.W., Ndowa F., Lewis D.A., Unemo M. Meeting the public health challenge of multidrug- and extensively drug-resistant Neisseria gonorrhoeae. Expert review of anti-infective therapy, 2009, 7(7):821-34.

191. Taylor-Robinson D., Lamont R.F. Mycoplasmas in pregnancy. BJOG, 2011, 118(2): 164174.

192. Terkelsen D., Tolstrup J., Johnsen C.H., Lund O., Larsen H.K., Worning P., Unemo M., Westh H. Multidrug-resistant Neisseria gonorrhoeae infection with ceftriaxone resistance and intermediate resistance to azithromycin, Denmark, 2017. Euro surveillance, 2017, 22(42). doi: 10.2807/1560-7917.ES.2017.22.42.17-00659.

193. Thakur S.D., Starnino S., Horsman G.B., Levett P.N., Dillon J.R. Unique combined penA/mtrR/porB mutations and NG-MAST strain types associated with ceftriaxone and cefixime MIC increases in a 'susceptible' Neisseria gonorrhoeae population. The journal of antimicrobial chemotherapy, 2014, 69(6): 1510-1516.

194. Tipple C., McClure M.O., Taylor G.P. High prevalence of macrolide resistant Treponema pallidum strains in a London centre. Sexually transmitted infections, 2011, 87(6): 486488.

195. Togni G., Battini V., Bulgheroni A., Mailland F., Caserini M., Mendling W. In vitro activity of nifuratel on vaginal bacteria: could it be a good candidate for the treatment of bacterial vaginosis? Antimicrobial agents and chemotherapy, 2011, 55(5): 2490-2492.

196. Tomberg J., Unemo M., Davies C., Nicholas R.A. Molecular and structural analysis of mosaic variants of penicillin-binding protein 2 conferring decreased susceptibility to expanded-spectrum cephalosporins in Neisseria gonorrhoeae: role of epistatic mutations. Biochemistry, 2010, 49(37): 8062-8070.

197. Tomberg J., Unemo M., Ohnishi M., Davies C., Nicholas R.A. Identification of amino acids conferring high-level resistance to expanded-spectrum cephalosporins in the penA gene from Neisseria gonorrhoeae strain H041. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2013, 57(7): 3029-3036.

198. Turovskiy Y., Cheryian T., Algburi A., Wirawan R.E., Takistov P., Sinko P.J., Chikindas M.L. Susceptibility of Gardnerella vaginalis biofilms to natural antimicrobials subtilosin, s-poly-L-lysine, and lauramide arginine ethyl ester. Infectious diseases in obstetrics and gynecology, 2012: 284762.

199. Unemo M. Current and future antimicrobial treatment of gonorrhoea - the rapidly evolving Neisseria gonorrhoeae continues to challenge. BMC infectious diseases, 2015, 15: 364.

200. Unemo M., Fasth O., Fredlund H., Limnios A., Tapsall J. Phenotypic and genetic characterization of the 2008 WHO Neisseria gonorrhoeae reference strain panel intended for global quality assurance and quality control of gonococcal antimicrobial resistance surveillance for public health purposes. The journal of antimicrobial chemotherapy, 2009, 63(6): 1142-1151.

201. Unemo M., Golparian D., Hellmark B. First three Neisseria gonorrhoeae isolates with high-level resistance to azithromycin in Sweden: a threat to currently available dual-antimicrobial regimens for treatment of gonorrhea? Antimicrobial agents and chemotherapy, 2014, 58(1): 624-625.

202. Unemo M., Golparian D., Nicholas R., Ohnishi M., Gallay A., Sednaoui P. High-level cefixime- and ceftriaxone-resistant Neisseria gonorrhoeae in France: novel penA mosaic allele in a successful international clone causes treatment failure. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2012, 56(3): 1273-1280.

203. Unemo M., Golparian D., Skogen V., Olsen A.O., Moi H., Syversen G., Hjelmevoll S.O. Neisseria gonorrhoeae strain with high-level resistance to spectinomycin due to a novel resistance mechanism (mutated ribosomal protein S5) verified in Norway. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2013, 57(2): 1057-1061.

204. Unemo M., Nicholas R.A. Emergence of multidrug-resistant, extensively drug-resistant and untreatable gonorrhoeae. Future microbiology, 2012, 7(12): 1401-1422.

205. Unemo M., Shafer W.M. Antimicrobial resistance in Neisseria gonorrhoeae in the 21st century: past, evolution and future. Clinical microbiology reviews, 2014, 27(3): 587-613.

206. Ursi D., Crucitti T., Smet H., Ieven M. Evaluation of the Bio-Rad Dx CT/NG/MG® assay for simultaneous detection of Chlamydia trachomatis, Neisseria gonorrhoeae and Mycoplasma genitalium in urine. European journal of clinical microbiolofy & infectious diseases, 2016, 35(7): 1159-1163.

207. Vargovic M., Pasini M., Papic N., Andrasevic S., Markotic A., Butic I., Skerk V. Antimicrobial susceptibility of Ureaplasma urealyticum and Mycoplasma hominis. Sexually transmitted infections, 2014, 90(1): 69.

208. Veal W.L., Nicholas R.A., Shafer W.M. Overexpression of the MtrC-MtrD-MtrE efflux pump due to an mtrR mutation is required for chromosomally mediated penicillin resistance in Neisseria gonorrhoeae. Journal of bacteriology, 2002, 184(20): 5619-5624.

209. Veeranagouda Y., Husain F., Boente R., Moore J., Smith C.J., Rocha E.R., Patrick S., Wexler H.M. Deficiency of the ferrous iron transporter FeoAB is linked with metronidazole resistance in Bacteroides fragilis. The journal of antimicrobial chemotherapy, 2014, 69(10): 2634-2643.

210. Verhelst R., Verstraelen H., Claeys G., Verschraegen G., Delanghe J., Van Simaey L., De Ganck C., Temmerman M., Vaneechoutte M. Cloning of 16S rRNA genes amplified from normal and disturbed vaginal microflora suggests a strong association between Atopobium vaginae, Gardnerella vaginalis and bacterial vaginosis. BMC microbiology, 2004, 4: 16.

211. Vester B., Douthwaite S. Macrolide resistance conferred by base substitutions in 23S rRNA. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2001, 45(1): 1-12.

212. Votintseva A.A., Bradley P., Pankhurst L., Del Ojo Elias C., Loose M., Nilgiriwala K., Chatterjee A., Smith E.G., Sanderson N., Walker T.M., Morgan M.R., Wyllie D.H., Walker A.S., Peto T.E.A., Crook D.W., Iqbal Z. Same-day diagnostic and surveillance data for tuberculosis via whole-genome sequencing of direct respiratory samples. Journal of clinical microbiology, 2017, 55(5): 1285-1298.

213. Wang X., Buhimschi C.S., Temoin S., Bhandari V., Han Y.W., Buhimschi I.A. Comparative microbial analysis of paired amniotic fluid and cord blood from pregnancies complicated by preterm birth and early-onset neonatal sepsis. PLoS One, 2013, 8(2): e56131.

214. Weisblum B. Erythromycin resistance by ribosome modification. Antimicrobial agents and chemotherapy, 1995, 39(3): 577-585.

215. Wendel K.A., Workowski K.A. Trichomoniasis: challenges to appropriate management. Clinical infectious diseases, 2007, 44: S123-129.

216. Wetmore C.M., Manhart L.E., Lowens M.S., Golden M.R., Whittington W.L., Xet-Mull A.M., Astete S.G., McFarland N.L., McDougal S.J., Totten P.A. Demographic, behavioral, and clinical characteristics of men with nongonococcal urethritis differ by etiology: a case-comparison study. Sexually transmitted diseases, 2011, 38(3): 180-186.

217. WHO. Глобальная стратегия сектора здравоохранения по инфекциям, передаваемым половым путём 2016-2021. WHO Press; Geneva, Switzerland: 2016.

218. WHO. Antimicrobial resistance: global report on surveillance. WHO Press; Geneva, Switzerland: 2014.

219. WHO. Global antimicrobial resistance surveillance system (GLASS) report: early implementation 2017-2018. WHO Press; Geneva, Switzerland: 2018.

220. WHO. Global strategy for the prevention and control of sexually transmitted infections. WHO Press; Geneva, Switzerland: 2007.

221. WHO. Report on global sexually transmitted infection surveillance 2015. WHO Press; Geneva, Switzerland: 2016.

222. WHO. Sexually Transmitted and Other Reproductive Tract Infections. A guide to essential practice. WHO Marketing and Dissemination; Geneva, Switzerland: 2005.

223. WHO. WHO guidelines for the treatment of Neisseria gonorrhoeae. WHO Press, Geneva, Switzerland: 2016.

224. WHO. WHO guidelines for the treatment of Treponema pallidum (syphilis). WHO Press; Geneva, Switzerland: 2016.

225. Workowski K.A., Bolan, G.A. Sexually transmitted diseases treatment guidelines, 2015. MMWR. Recommendations and reports, 2015, Rep. 64(RR-03): 1-137.

226. Woznicova V., Matejkova P., Flasarova M., Zakoucka H., Valisova Z., Smajs D., Dastychova E. Clarithromycin treatment failure due to macrolide resistance in Treponema pallidum in a patient with primary syphilis. Acta dermato-venerologica, 2010, 90(2): 206-207.

227. Yamaguchi Y., Takei M., Kishii R., Yasuda M., Deguchi T. Contribution of topoisomerase IV mutation to quinolone resistance in Mycoplasma genitalium. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2013, 57(4): 1772-1776.

228. Yamazaki T., Matsumoto M., Matsuo J., Abe K., Minami K., Yamaguchi H. Frequency of Chlamydia trachomatis in Ureaplasma-positive healthy women attending their first prenatal visit in a community hospital in Sapporo, Japan. BMC infectious diseases, 2012, 12: 82.

229. Yershov G., Barsky V., Belgovskiy A., Kirillov E., Kreindlin E., Ivanov I., Parinov S., Guschin D., Drobishev A., Dubiley S., Mirzabekov A. DNA analysis and diagnostics on oligonucleotide microchips. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996, 93(10): 4913-4918.

230. Zasedateleva O.A., Vasiliskov V.A., Surzhikov S.A., Kuznetsova V.E., Shershov V.E., Guseinov T.O., Smirnov I.P., Yurasov R.A., Spitsyn M.A., Chudinov A.V. dUTPs conjugated with zwitterionic Cy3 or Cy5 fluorophore analogues are effective substrates for DNA amplification and labeling by Taq polymerase. Nucleic acids research, 2018, 46(12):e73. doi: 10.1093/nar/gky247.

231. Zdrodowska-Stefanow B., Klosowska W.M., Ostaszewska-Puchalska I., Bulhak-Koziol V., Kotowicz B. Ureaplasma urealyticum and Mycoplasma hominis infection in women with urogenital diseases. Advances in medical sciences, 2006, 51: 250-253.

232. Zheng H., Yang B., Wu X., Huang J., Zeng W., Xue Y., Qin X., Lan Y., Tang S., Ou J., Li Y. Antibiotic susceptibility of Neisseria gonorrhoeae isolates from Guangzhou, China, during 2002-2011. Japanese journal of infectious diseases, 2014, 67(4): 288-291.

233. Zhou W., Du W., Cao H., Zhao J., Yang S., Li W., Shen Y., Zhang S., Du W., Zhang X. Detection of gyrA and parC mutations associated with ciprofloxacin resistance in Neisseria gonorrhoeae by use of oligonucleotide biochip technology. Journal of clinical microbiology, 2004, 42(12): 5819-5824.

234. Zimenkov D.V., Antonova O.V., Kuz'min A.V., Isaeva Y.D., Krylova L.Y., Popov S.A., Zasedatelev A.S., Mikhailovich V.M., Gryadunov D.A. Detection of second-line drug resistance in Mycobacterium tuberculosis using oligonucleotide microarrays. BMC infectious diseases, 2013, 13: 240.

235. Zimenkov D.V., Kulagina E.V., Antonova O.V., Krasnova M.A., Chernyaeva E.N., Zhuravlev Y.Y., Kuz'min A.V., Popov S.A., Zasedatelev A.S., Gryadunov D.A. Evaluation of a low-density hydrogel microarray technique for mycobacterial species identification. Journal of clinical microbiology, 2015, 53(4): 1103-1114.

236. Zimenkov D.V., Kulagina E.V., Antonova O.V., Zhuravlev V.Y., Gryadunov D.A. Simultaneous drug resistance detection and genotyping of Mycobacterium tuberculosis using a low-density hydrogel microarray. The journal of antimicrobial chemotherapy,

2016, 71(6): 1520-1531.

237. Zimenkov D.V., Nosova E.Y., Kulagina E.V., Antonova O.V., Arslanbaeva L.R., Isakova A.I., Krylova L.Y., Peretokina I.V., Makarova M.V., Safonova S.G., Borisov S.E., Gryadunov D.A. Examination of bedaquiline- and linezolid-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates from Moscow region. The journal of antimicrobial chemotherapy,

2017, 72(7): 1901-1906.